biologia cellular protocolos (1)

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1º Protocolo – Introdução à Microscopia Óptica 
Objetivos
1. Conhecer a estrutura do microscópio óptico.
· Ocular: Ampliação da imagem final.
· Geralmente 10x, fornece a ampliação final ao observador.
· Objetivas: Lentes com diferentes ampliações (4x, 10x, 40x, 100x).
· 4x: Baixa ampliação, maior campo de visão.
· 310x: Ampliação intermediária, usada para localizar detalhes.
· 40x: Alta ampliação, bom para detalhes celulares.
· 100x (imersão): Máxima ampliação, usada com óleo para melhor resolução.
· Troca de objetiva:
· Após focar com 10x, passe para 40x e depois 100x (com óleo de imersão).
· Ajuste o foco e o diafragma após cada troca.
· Efeitos das mudanças:
· Regulação do diafragma: Necessita ajustes para equilibrar luz e contraste.
· Ampliação: Aumenta significativamente.
· Resolução: Detalhes tornam-se mais nítidos.
· Luminosidade: Reduz conforme aumenta a ampliação.
· Contraste: Pode diminuir em ampliações maiores.
· Revolver: Suporte rotativo das objetivas.
· Platina: Onde se coloca a lâmina.
· Diafragma: Controla a quantidade de luz.
· Diafragma de abertura:
· Espreitando pela ocular: Abrir o diafragma aumenta a luminosidade e reduz o contraste. Fechar o diafragma faz o oposto.
· Espreitando pelo tubo sem a ocular: Nota-se a quantidade de luz controlada pelo diafragma.
· Condensador: Concentra a luz na amostra.
· Ajuste do condensador: Aproxime o condensador à platina. Isso melhora a iluminação sem alterar o foco.
· Uso de objetos afiados:
· Coloque um objeto próximo à fonte de luz e ajuste o condensador até vê-lo focado.
· Diferença na imagem: Ajustar o condensador melhora a nitidez e o contraste.
· Fonte de luz: Ilumina a amostra.
· Parafuso macrométrico: Ajuste inicial do foco.
· Parafuso micrométrico: Ajuste fino do foco.
2. Compreender como a imagem microscópica é formada.
· formada pela interação entre a radiação (luz, elétrons ou forças) e a amostra. Nos microscópios ópticos, a luz é refletida ou transmitida pela amostra e ampliada pelas lentes, formando a imagem. No microscópio eletrônico, feixes de elétrons interagem com a amostra, criando sinais que são processados para formar uma imagem de alta resolução. Já no microscópio de força atômica, uma ponta fina detecta variações de força na superfície da amostra para criar a imagem. Microscopia confocal utiliza lasers para iluminar ponto por ponto e formar imagens tridimensionais. A técnica depende da coleta e ampliação dos sinais gerados pela amostra.
3. Aprender as regras básicas de utilização e observação no microscópio.
· Sempre comece com a objetiva de menor ampliação.
· Ajuste o foco com o parafuso macrométrico e refine com o micrométrico.
· Use o diafragma e o condensador para otimizar iluminação e contraste.
· Trabalhe com o microscópio em local estável e iluminado.
· Focagem inicial:
· Comece com a objetiva de menor ampliação (4x ou 10x).
· Use o parafuso macrométrico para aproximar a platina da objetiva.
· Ajuste a iluminação com o diafragma aberto a 1/3.
· Olhando pela ocular, afaste lentamente a platina até o objeto ficar focado.
· Preparação da Lâmina com Letra de Jornal
· Recorte uma pequena letra de jornal.
· Coloque uma gota de água sobre a lâmina.
· Posicione a letra sobre a gota.
· Coloque a lamela inclinada a 45º, descendo suavemente.
· Se houver excesso de líquido, remova-o com papel de filtro.
4. Praticar o desenho científico para registrar observações.
· Desenho científico
1. Use lápis e papel adequado para registrar os detalhes observados.
2. Ampliações: desenhar a mesma amostra em 40x, 100x, 400x e 1000x.
3. Inclua anotações indicando estruturas observadas, como:
· Contornos gerais.
· Detalhes celulares visíveis.
· Alterações de luz, contraste e foco em cada ampliação.
2º Protocolo: Introdução à Microscopia Óptica
Objetivos
1. Compreender a formação da imagem microscópica.
2. Estabelecer e aplicar as regras básicas para observação no microscópio óptico.
3. Praticar o desenho científico das estruturas observadas.
Procedimentos Realizados
1. Corte de cortiça:
· Realizou-se um corte fino de cortiça colocado numa lâmina com água e coberto com lamela.
· Observou-se e desenhou-se a amostra nas ampliações 4x, 10x, 40x e 100x.
2. Epiderme de cebola sem lamela:
· Observou-se uma preparação sem lamela com a objetiva de 10x e depois 40x.
· Comparação: observou-se que a ausência da lamela pode dificultar a estabilização da amostra, reduzir a nitidez e aumentar a formação de bolhas de ar.
3. Epiderme de cebola com lamela:
· Repetiu-se o procedimento, agora utilizando lamela.
· A lamela melhorou a nitidez e estabilidade da amostra.
4. Preparação com epiderme de cebola corada com água iodada:
· Corou-se a amostra com água iodada para destacar estruturas celulares.
· Observou-se o núcleo (castanho-rosado), parede celular e vacúolo.
· Realizou-se desenho científico nas ampliações de 10x e 40x, estimando o tamanho celular.
5. Células da mucosa bucal:
· Recolheram-se células da mucosa bucal, preparadas com água e lamela.
· Observou-se nas ampliações de 10x e 40x.
· A amostra foi corada com água iodada, permitindo destacar o núcleo e membranas celulares.
· Comparou-se as células da cebola (forma regular, parede celular visível) com as da mucosa bucal (forma irregular, sem parede celular).
6. Película epidérmica de uma folha:
· Retirou-se a película epidérmica inferior da folha e montou-se a lâmina com água e lamela.
· Observou-se nas ampliações de 4x, 10x, 40x e 100x, destacando estruturas como células epidérmicas, estômatos e cloroplastos.
Observações Importantes
1. Efeitos da lamela:
· Melhora a estabilidade, aumenta a nitidez e reduz artefatos (ex.: bolhas de ar).
2. Células coradas:
· A água iodada evidenciou membranas, núcleo e vacúolos em células vegetais e animais.
3. Diferenças entre células vegetais e animais:
· Células vegetais: parede celular visível, estrutura regular.
· Células animais: ausência de parede celular, forma irregular.
3º Protocolo – Medições em Microscopia Óptica
Objetivos
1. Calibrar a ocular micrométrica com as objetivas de 4x, 10x, 40x e 100x.
2. Realizar medições de várias estruturas celulares utilizando a ocular micrométrica.
3. Executar desenhos científicos das estruturas analisadas.
Introdução à Micrometria
· Ocular micrométrica: Escala interna no vidro da ocular (graduada de 0 a 100 divisões).
· Micrómetro objeto: Escala fixa em uma lâmina padrão com divisões de 10 µm (1 mm dividido em 100 partes).
· O processo de micrometria consiste na calibração da escala da ocular em relação ao micrómetro objeto.
1º Procedimento: Calibração da Ocular Micrométrica
1. Configuração inicial:
· Posicionar o micrómetro objeto na platina com a escala “0.01 μm” voltada para cima.
· Focar o micrómetro objeto utilizando a objetiva de 4x.
2. Troca de oculares:
· Substituir a ocular padrão pela ocular micrométrica.
3. Alinhamento das escalas:
· Fazer coincidir o primeiro traço de ambas as réguas (ocular e micrómetro objeto).
4. Medição:
· Identificar o último traço coincidente entre as escalas.
· Contar o número de divisões da ocular (oc) e do micrómetro objeto (ob) necessários para essa coincidência.
5. Cálculo do valor de calibração (VC):
6. Repetição e média:
· Repetir o procedimento 4x para cada objetiva (4x, 10x, 40x e 100x).
· Calcular a média do valor de calibração (VC médio).
7. Observações finais:
· Aumentar a ampliação da objetiva reduz o VC.
· Limpar óleo de imersão (objetiva de 100x) com álcool após o uso.
2º Procedimento: Medição de Estruturas Celulares
1. Epiderme de cebola:
· Preparação: Lamela + gota de água.
· Medições: Largura e comprimento das células, e diâmetro do núcleo.
2. Epiderme inferior da folha da sardinheira:
· Preparação: Lamela + gota de água.
· Medições:
· Comprimento e largura das células estomáticas.
· Tamanho da abertura estomática.
· Diâmetro dos cloroplastos nas células estomáticas.
3. Protozoários (preparações definitivas):
· Observação de protozoários.
· Medições: Comprimento, largura total e dimensões do núcleo ou outras estruturas reconhecíveis.
4. Água do lago (amostrasvivas):
· Preparação: Amostra líquida com lamela.
· Medições: Comprimento e largura de três organismos observados.
Observações Gerais
· Escolher a objetiva mais adequada ao tamanho da estrutura a ser medida.
· Registrar todas as medidas com unidades (µm).
· Anotar valores e realizar desenhos científicos detalhados das estruturas observadas.
4º Protocolo – Células Procariontes: Observação de bactérias do iogurte e de leveduras
Objetivos
1. Observar diferentes tipos de seres procariontes.
2. Reconhecer a morfologia e a organização de bactérias em colônias.
3. Realizar a coloração de Gram para identificar bactérias Gram-positivas e Gram-negativas.
Introdução à Coloração de Gram
· Gram-positivas: Parede celular espessa composta por peptidoglicanos. Retêm violeta de cristal, exibindo coloração púrpura ou azul.
· Exemplos: Bacillus subtilis, Clostridium, Staphylococcus.
· Gram-negativas: Parede celular fina com camada lipídica externa. Após descoramento, adquirem coloração rosa-avermelhada pela safranina.
· Exemplos: Escherichia coli.
Bactérias do Iogurte
Responsáveis pela fermentação do leite.
Principais espécies: Lactobacillus bulgaricus, Lactobacillus acidophilus, Streptococcus thermophilus.
Formas bacterianas mais comuns no iogurte:
· Cocos: Esféricos (isolados ou em agrupamentos).
· Bacilos: Forma de bastão.
· Estreptococos: Cocos em cadeia.
· Diplococos/Diplobacilos: Grupos de dois.
Procedimento 1: Observação Direta
1. Colocar uma gota de iogurte natural sobre a lâmina.
2. Adicionar água destilada, misturar e cobrir com lamela.
3. Remover excesso de líquido com papel absorvente.
4. Observar ao microscópio em ampliações de 40x, 100x, 400x e 1000x.
5. Fazer desenhos científicos das estruturas nas ampliações de 400x e 1000x.
Procedimento 2: Esfregaço e Coloração com Azul de Metileno
1. Preparar esfregaço com iogurte sobre lâmina, homogeneizando com água.
2. Secar rapidamente ao passar sobre uma chama.
3. Aplicar 3-4 gotas de mistura álcool-clorofórmio e secar ao ar.
4. Adicionar azul de metileno, aguardar 5 minutos e lavar com água destilada.
5. Observar ao microscópio em ampliações de 40x, 100x, 400x e 1000x.
6. Registrar as estruturas observadas com desenhos científicos.
Procedimento 3: Coloração de Gram
1. Preparar esfregaço com mistura de E. coli e B. subtilis sobre lâmina.
2. Fixar o material ao passar rapidamente pela chama.
3. Realizar os passos da coloração:
· Violeta de cristal (60 s) → lavar.
· Solução de Lugol (60 s) → lavar e secar.
· Álcool iodado (60 s) → lavar.
· Safranina (30 s) → lavar e secar.
4. Observar em objetiva de imersão (1000x):
· Registrar a forma e dimensões das bactérias.
· Identificar como Gram-positivas ou Gram-negativas.
Resultados Esperados
1. Bactérias do Iogurte:
· Morfologia predominante: cocos, diplococos, estreptococos, bacilos.
· Formações em cadeias ou pares.
2. Coloração de Gram:
· Bacillus subtilis (Gram-positiva): Cor púrpura/azul, bacilar, isolado ou em cadeias.
· Escherichia coli (Gram-negativa): Cor rosa-avermelhada, bacilar, isolado.
Conclusões
· A observação direta e as colorações permitem identificar a morfologia e a classificação de bactérias.
· O protocolo de Gram é essencial para distinguir Gram-positivas e Gram-negativas com base na composição da parede celular.
· As bactérias do iogurte, como Lactobacillus e Streptococcus, têm importância funcional na fermentação e produção de ácido láctico.
5º Protocolo – Métodos de contagem de células e determinação de concentração em Microscopia ótica
Objetivos
· Aprender a realizar contagem de células utilizando a câmara de Neubauer.
· A câmara de Neubauer é precisa e usada para quantificar suspensões celulares de forma padronizada.
· Câmara de Neubauer
· Descrição:
· Lâmina com uma depressão central contendo uma grelha visível ao microscópio.
· Grelha: 3 x 3 mm, com separação entre linhas consecutivas de 0,25 mm.
· Altura com lamínula adaptada: 0,1 mm, correspondendo a um volume de 0,1 mm³ ou 10⁻⁴ mL.
· Função: Contar células e organelos de diferentes tamanhos.
· Divisão:
· 4 quadrantes principais (localizados nas extremidades).
· Cada quadrante possui 16 quadrados menores.
· Critérios de contagem:
· Contar células na parte inferior e esquerda do quadrado.
· Não contar células na linha superior e direita.
· Critérios para contagem de células
· Enumerar células individualmente.
· Contar grumos claramente distinguíveis célula por célula.
· Grupos indistinguíveis:
· Contar como um único grupo.
· Células nas extremidades:
· Contar as que tocam as linhas inferior e esquerda.
· Ignorar as que tocam as linhas superior e direita.
· Determinar a concentração celular em uma suspensão.
Procedimento
1. Preenchimento da câmara:
· Encostar a ponta da pipeta na borda da lamínula.
· Evitar excesso de líquido, preenchendo apenas um lado da câmara.
2. Preparação:
· Deixar as células sedimentarem por 2 minutos.
· Focar na área demarcada utilizando a objetiva de menor aumento.
3. Contagem:
· Contar células nos 4 quadrantes.
· Dividir o total por 4 para obter a média.
4. Cálculo da concentração:
· Suspensão diluída:
· Multiplicar a média pelo fator de diluição.
· Concentração final (células/mL):
· Multiplicar a contagem por 10.000 para obter células por mL.
· Fórmula:
Leveduras
· Descrição:
· Fungos unicelulares que crescem por fermentação alcoólica.
· Visíveis apenas ao microscópio, com tamanho maior que bactérias.
· Aplicações industriais:
· Produção de álcool, panificação e suplementos alimentares.
· Exemplo: Saccharomyces cerevisiae (fermentação e panificação).
· Espécies de interesse:
· Rhodotorula, Disogezia – produção de carotenoides.
· Cryptococcus neoformans, Candida albicans – espécies patogênicas.
· Shizosaccharomyces pombe – modelo científico.
· As leveduras apresentam alta diversidade e impacto industrial e médico.
6º Protocolo – Diversidade Celular
Objetivos
· Observar e identificar organismos procariotas e eucariotas presentes em uma gota de água de lago.
· Representar graficamente e legendar as estruturas e organelos reconhecidos.
Procedimento
1. Preparação da amostra:
· Colocar 2 gotas de água doce de um lago em uma lâmina.
· Observar ao microscópio, identificando diferentes organismos.
2. Registro:
· Desenhar os organismos observados.
· Legendar as estruturas e organelos visíveis.
3. Repetição:
· Repetir o procedimento várias vezes, dentro do tempo disponível.
Organismos Possíveis
Procariotas
1. Cianobactérias (algas azuis):
· Oscillatoria:
· Colónia filamentosa azul-esverdeada (pigmentos fotossintéticos).
· Movimentos oscilatórios.
· Ausência de organelos celulares (ex.: cloroplastos).
· Pigmentos fotossintéticos distribuídos no citoplasma em lamelas membranosas (tilacoides).
Protistas (Eucariotas Unicelulares)
1. Ciliados:
· Exemplo: Paramécia.
· Forma oblongo.
· Coberto de cílios para locomoção.
2. Bacilariófitos (Diatomáceas):
· Algas unicelulares com parede celular impregnada de sílica.
· Formas e ornamentos variados específicos de cada espécie.
3. Euglenófitas:
· Exemplo: Euglena.
· Forma alongada, dois flagelos (um grande para locomoção e um pequeno como fotoreceptor).
· Possui estigma (pigmento vermelho alaranjado) que detecta luz para fotossíntese.
· Numerosos cloroplastos.
4. Clorófitos (Algas Verdes):
· Scenedesmus: Colónia de 4 células alongadas com pontos nas extremidades.
· Volvox: Colónia esférica com centenas de células flageladas que permitem o movimento em direção à luz.
· Spirogyra: Algas filamentosas com cloroplastos em forma de fitas em espiral.
Animais Microscópicos
· Exemplos:
· Larvas de insetos.
· Minhocas microscópicas.
· Rotíferos:
· Organismos com coroa de cílios ao redor do orifício bucal.
Características que Classificam Algas Verdes Filamentosas como Eucariotas
1. Presença de organelos membranares:
· Cloroplastos visíveis em forma de espiral (Spirogyra).
2. Núcleo organizado:
· Contém núcleo delimitado por membrana (característica de eucariotas).
3. Parede celular composta por celulose:
· Comum em organismos do grupo das algas verdes.
4. Capacidade de realizar fotossíntese:· Graças aos cloroplastos e pigmentos fotossintéticos (ex.: clorofila).
5. Colónias organizadas:
· Estruturas multicelulares em algumas espécies, como Volvox e Scenedesmus.
7º Protocolo – Permeabilidade em Células Vivas
Objetivos
1. Observar o fenómeno da osmose através da plasmólise e desplasmólise celular.
2. Examinar a passagem seletiva de solutos para o interior da célula (difusão).
3. 
1ª Experiência: Osmose – Plasmólise e Desplasmólise
Procedimentos:
1. Observação inicial:
· Preparar uma lâmina com película epidérmica de pétalas de Pelargónios ou folhas de Rhoes/Elódea.
· Montar com água e observar os vacúolos ao microscópio.
2. Indução de plasmólise:
· Adicionar NaCl (8%) na borda da lamela, absorvendo o excesso oposto com papel de filtro.
· Observar a retração do vacúolo e deslocamento do protoplasma ligado à parede celular por filamentos finos.
3. Desplasmólise:
· Adicionar água destilada na borda da lamela, absorvendo o excesso do lado oposto.
· Observar a reversão da plasmólise (reexpansão do vacúolo e protoplasma).
Notas:
· Células vegetais: a parede celular impede alterações drásticas de forma. Observa-se a diminuição do vacúolo (plasmólise) e sua expansão (turgescência) em meios hipotónicos.
· A reversibilidade da plasmólise é limitada devido à alteração do metabolismo celular.
2ª Experiência: Passagem de Solutos (Difusão)
Procedimentos:
1. Observação inicial de vacúolos com pigmentos antocianínicos:
· Preparar uma película epidérmica de pétalas de Pelargónios ou folhas de Rhoes.
· Montar em água e observar os vacúolos com coloração característica (vermelho, violeta ou azul, dependendo do pH vacuolar).
2. Alteração de pH com NaOH (básico):
· Adicionar NaOH (0.1 N) em um dos bordos e absorver do lado oposto.
· Observar a mudança para coloração azul (pH alcalino).
3. Alteração de pH com HCl (ácido):
· Adicionar HCl (0.1 N) em um dos bordos e absorver do lado oposto.
· Observar a mudança para coloração vermelha (pH ácido).
Notas:
· A coloração dos vacúolos reflete a permeabilidade da membrana e a capacidade da célula de incorporar e responder a solutos externos.
· Pigmentos antocianínicos são sensíveis ao pH.
3ª Experiência: Efeito do Aquecimento na Permeabilidade
Procedimentos:
1. Preparar 3 tubos com 1 ml de suspensão de leveduras:
· Tubo 1: Controle, sem adição de corante.
· Tubo 2: Adicionar 3 gotas de vermelho de Congo.
· Tubo 3: Adicionar 3 gotas de vermelho de Congo e aquecer até ferver.
2. Observar ao microscópio:
· Tubo 1: Membranas íntegras, ausência de cor no interior das células.
· Tubo 2: Difusão limitada do corante, indicando membranas intactas.
· Tubo 3: Difusão acentuada do corante após aquecimento, indicando danos na membrana.
· O aquecimento destrói a integridade da membrana plasmática, permitindo a difusão livre do corante.
Questões Fundamentais
1. Transporte em células vivas vs. células mortas:
· Difusão: Ocorre em ambas, pois não requer energia e segue o gradiente de concentração.
· Osmose: Também ocorre em ambas, desde que a membrana semipermeável esteja intacta.
· Transporte ativo: Apenas em células vivas, pois depende de ATP e proteínas funcionais.
2. Hipótese sobre a membrana celular e difusão:
· A membrana plasmática atua como uma barreira seletiva, permitindo a passagem de substâncias de acordo com o gradiente de concentração (difusão) e mantendo o equilíbrio osmótico. O aquecimento compromete sua estrutura, resultando em permeabilidade não seletiva.
8º Protocolo – Extração de DNA
Objetivos
1. Entender o processo de extração de DNA.
2. Compreender a composição e estrutura molecular do DNA.
3. Aprender técnicas de suspensão e purificação de DNA.
Introdução
· DNA e RNA: Polímeros compostos por nucleótidos (grupo fosfato, pentose e base nitrogenada).
· Bases específicas:
· DNA: Adenina (A), Guanina (G), Citosina (C), Timina (T).
· RNA: Adenina (A), Guanina (G), Citosina (C), Uracilo (U).
· Localização:
· DNA em eucariotas: núcleo, mitocôndrias, e cloroplastos.
· Genes e alelos:
· Gene: Sequência de nucleótidos que codifica proteínas ou RNA.
· Alelos: Formas alternativas de genes; organismos diploides possuem dois alelos por lócus.
· A extração de DNA envolve isolar o material genético, removendo outros constituintes celulares.
Procedimento
1. Preparação da Solução de Lise
· Composição:
· Água (450 mL).
· Detergente incolor (30 mL): Rompe membranas celulares/lipídicas.
· Sal de cozinha (3 mL): Ajuda na estabilização das cargas negativas do DNA.
2. Suspensão do DNA
1. Preparação do material biológico:
· Retirar cascas, folhas, ou partes não desejadas (ex.: cebola, banana, morango).
· Cortar em pedaços pequenos.
· Macerar até formar uma pasta homogénea (facilita a liberação do DNA).
2. Filtragem:
· Passar o macerado por uma peneira para remover resíduos sólidos.
3. Mistura com solução de lise:
· Combinar solução de lise com o material filtrado (10 mL cada).
· Movimentar suavemente para evitar espuma.
4. Aquecimento:
· Colocar em banho-maria a 100 °C por 15 minutos para desnaturar proteínas.
3. Precipitação do DNA
1. Pipetar 1.2 mL da solução para um eppendorf (tubo pequeno).
2. Adicionar lentamente 500 µL de álcool etílico gelado:
· O DNA precipita na interface entre a solução aquosa e o álcool.
· Observar o aglomerado de DNA ("nuvem" branca filamentosa).
3. Centrifugar:
· 13.000 rpm por 3 minutos.
· Observar o pellet de DNA no fundo do eppendorf.
4. Purificação:
· Suspender o pellet em álcool etílico.
· Centrifugar novamente (13.000 rpm por 3 minutos).
· Recolher o DNA purificado no fundo do tubo.
Questões Fundamentais
1. Por que o material deve ser macerado?
· Para romper as paredes celulares e liberar os conteúdos intracelulares, incluindo o DNA.
2. Função do detergente e sal:
· Detergente: Solubiliza lípidos e proteínas das membranas celulares e nucleares.
· Sal (NaCl): Neutraliza cargas negativas no DNA, ajudando na sua estabilização e precipitação.
3. Função do álcool etílico:
· Precipita o DNA, tornando-o visível como filamentos na interface entre a solução aquosa e o álcool.
4. Estrutura do DNA:
· Dupla hélice formada por nucleótidos.
· Cadeias antiparalelas ligadas por pontes de hidrogénio entre bases complementares:
· Adenina (A) ↔ Timina (T).
· Guanina (G) ↔ Citosina (C).
· Backbone formado por grupos fosfato e açúcares (desoxirribose).
8º Protocolo – Estudo da Divisão Celular
Objetivos
1. Analisar células em diferentes fases do ciclo celular.
2. Observar alterações morfológicas nos cromossomas durante a mitose.
3. Aprender a técnica de preparação de esfregaços para estudo de cromossomas.
4. Determinar e comparar o índice mitótico em ápices vegetativos e na zona de alongamento.
Introdução
· Ciclo celular: Dividido em 4 fases principais: G1, S, G2 e M.
· Fase S: Replicação dos cromossomas; forma-se uma cópia idêntica (cromatídeos irmãos).
· Fase M (mitose): Divisão equitativa dos cromatídeos para células filhas.
· Subdividida em profase, metáfase, anáfase e telófase.
· Citocinese: Separação do citoplasma em duas células-filhas.
· Morfologia dos cromossomas:
· Profase: Início da condensação e espiralização dos cromossomas; desaparecimento do invólucro nuclear.
· Metáfase: Cromossomas compactados no plano equatorial (Placa Equatorial).
· Anáfase: Separação dos cromatídeos para polos opostos.
· Telófase: Descondensação dos cromossomas e reorganização do núcleo.
Materiais e Métodos
Obtenção do material:
· Utilizar raízes de cebola (Allium cepa) cultivadas em água por 3-4 dias para obter ápices radiculares.
Protocolo – Técnica de "Squash" (esfregaço de raízes):
1. Preparação:
· Adicionar 3 gotas de orceína lático/acética (2%) sobre uma lâmina limpa.
2. Montagem:
· Colocar a ponta de raiz de cebola sobre a orceína e cobrir com uma lamela.
3. Aquecimento:
· Segurar a lâmina a ~5 cm de uma chama (ex.: Bunsen) por 3 segundos; repetir 3 vezes com intervalos de 3 segundos.
4. Adição de corante:
· Acrescentar mais orceína se necessário.
5. Esmagamento:
· Pressionar levemente a lamela com a ponta da pinça para espalhar as células sem quebrar a lamela.
6.Remoção do excesso de corante:
· Colocar a lâmina entre papel de filtro e pressionar para remover o excesso de orceína.
Questões Fundamentais
1. Qual a função da orceína lático/acética?
· A orceína é um corante que cora os cromossomas, permitindo sua visualização.
· O meio lático/acético ajuda a fixar as células e preservar as estruturas cromossómicas.
2. Qual o papel do aquecimento?
· Facilita a penetração do corante nos tecidos celulares.
· Ajuda a fixar os cromossomas e a amolecer as células para o esmagamento.
3. Características morfológicas das fases da mitose:
· Profase: Cromossomas visíveis como estruturas longas e espiralizadas; invólucro nuclear desaparecendo.
· Metáfase: Cromossomas alinhados no plano equatorial; máxima condensação.
· Anáfase: Separação dos cromatídeos irmãos para polos opostos; alongamento do fuso acromático.
· Telófase: Cromossomas descondensando; formação de novos núcleos e nucléolos; citocinese visível.
4. Fases do ciclo celular observadas com maior frequência:
· Interfase: Mais comum, pois as células passam a maior parte do tempo nessa fase, preparando-se para a divisão.
· Metáfase: Frequente nas divisões observadas devido à compactação máxima dos cromossomas.
· Hipótese: A interfase dura mais tempo no ciclo celular, permitindo maior probabilidade de observação.
5. É possível contar o número de cromossomas da cebola?
· Sim, durante a metáfase, quando os cromossomas estão compactados e organizados na Placa Equatorial.
· Número de cromossomas: 16 (8 pares homólogos).
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