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Manual de práticas da 
disciplina de BioquíMica 
Básica e MetaBolisMo
Copyright © UNIASSELVI
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica Básica e Metabolismo
Indaial: Uniasselvi, 2019.
Graziela dos Santos Barni
Clarice Fedosse Zornio
1. Biomedicina
I. Centro Universitário Leonardo da Vinci
suMário
PRÁTICA 1- TEMÁTICA: ROTINAS DE LABORATÓRIO - PRINCIPAIS MATERIAS 
 UTILIZADOS NO LABORATÓRIO E TÉCNICAS DE PIPETAGEM ................3
PRÁTICA 2 - TEMÁTICA: ROTINAS DE LABORATÓRIO – TÉCNICAS
 DE TITULAÇÃO .........................................................................................................11
PRÁTICA 3 - TEMÁTICA: MEIO ÁCIDO/BÁSICO – ANÁLISE DO pH UTILIZANDO
 O REPOLHO-ROXO COMO INDICADOR E O pHMETRO ............................15
PRÁTICA 4 - TEMÁTICA: MEIO ÁCIDO/BÁSICO ESCALA PADRÃO DE pH
 E SISTEMA TAMPÃO ...............................................................................................19
PRÁTICA 5 - TEMÁTICA: AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS – CARACTERIZAÇÃO
 DE AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS .....................................................................23
PRÁTICA 6 - TEMÁTICA: PROTEÍNAS – DIGESTÃO DE PROTEÍNAS ..............................27
PRÁTICA 7 - TEMÁTICA: PROTEÍNAS – SOLUBILIDADE DE PROTEÍNAS - 
DESNATURAÇÃO ..............................................................................................................................29
PRÁTICA 8 - TEMÁTICA: PROTEÍNAS, AMINOÁCIDOS E ENZIMAS –
 VERIFICAÇÃO DA ATIVIDADE PROTEOLÍTICA DE ENZIMAS
 ENCONTRADAS EM FRUTOS ...............................................................................33
PRÁTICA 9 - TEMÁTICA: ENZIMAS – CATALISADORES E INIBIDORES
 DE REAÇÃO QUÍMICA ............................................................................................37
PRÁTICA 10 - TEMÁTICA: CARBOIDRATOS – CARACTERIZAÇÃO,
 IDENTIFICAÇÃO E PODER REDUTOR DE CARBOIDRATOS ....................41
PRÁTICA 11 - TEMÁTICA: ÁCIDOS NUCLEICOS – EXTRAÇÃO DO
 DNA DO MORANGO ..............................................................................................47
PRÁTICA 12 - TEMÁTICA: LIPÍDIOS – SOLUBILIDADE E INSATURAÇÃO
 EM LIPÍDIOS .............................................................................................................51
PRÁTICA 13 - TEMÁTICA: LIPÍDIOS - SAPONIFICAÇÃO DE LIPÍDEOS ..........................55
PRÁTICA 14 - TEMÁTICA: METABOLISMO – DETERMINAÇÃO DA
 CONCENTRAÇÃO DE ÁCIDO ASCÓRBICO...................................................59
1
NORMAS GERAIS
1) Superfícies de trabalho: deverão ser limpas e organizadas após o término do 
trabalho.
2) Ler os roteiros antes de começar a prática.
3) Quebra de material: notificar imediatamente o monitor ou o professor.
4) A limpeza, a organização, o rigor científico e o máximo grau de observação 
nos fenômenos que ocorrem são indispensáveis em todos os trabalhos de 
laboratório.
5) Por educação, não usar o celular no período da aula.
6) Evitar saídas desnecessárias da sala de aula, podendo acarretar em falta para 
o aluno.
NORMAS DE SEGURANÇA
1) Uso obrigatório: jaleco de manga longa de comprimento até o joelho, calça, 
calçado fechado (durante a aula no laboratório).
2) Uso de luvas de procedimento: trabalhos em que haja contato casual ou 
previsto com sangue ou qualquer outro material biológico que ofereça risco 
de contaminação.
3) Terminantemente proibido: fumar, comer, beber no laboratório.
4) Terminantemente proibido: sapatos e roupas inadequados ao laboratório 
(chinelo de dedo, sandália aberta, bermudas e saias).
5) Uso de equipamentos: de acordo com o manual de instruções ou com o auxílio 
e informação do professor. uma vez utilizado, deixá-lo em condições de ser 
utilizado por outra pessoa.
6) Ferimentos: por mais simples que pareçam, devem ser tratados no mesmo 
instante e comunicar imediatamente ao professor responsável pela aula.
7) Lavar as mãos após qualquer procedimento desenvolvido no laboratório.
2
3
PRÁTICA 1- TEMÁTICA: ROTINAS DE LABORATÓRIO - 
PRINCIPAIS MATERIAS UTILIZADOS NO LABORATÓRIO 
E TÉCNICAS DE PIPETAGEM
1 INTRODUÇÃO
Os laboratórios químicos fazem uso de diversos tipos de vidrarias, ma-
teriais e equipamentos, para que as análises possam ser realizadas com a maior 
precisão possível. São utilizados também descartáveis e consumíveis de uso úni-
co, além dos equipamentos de proteção individual e coletiva, que fazem parte das 
rotinas (QUEVEDO, 2016).
Um procedimento muito utilizado em laboratório é a medição de volu-
mes. Existem diversos instrumentos para esta finalidade, sendo os mais utiliza-
dos e que exigem maior técnica: as pipetas e micropipetas (PETKOWICZ, 2007).
Nessa aula prática, iremos conhecer os principais materiais e equipamen-
tos que são utilizados nas rotinas laboratoriais, qual a sua finalidade e as princi-
pais técnicas de pipetagem.
2 OBJETIVOS
• Reconhecer o emprego dos principais materiais de laboratório.
• Diferenciar as vidrarias e equipamentos laboratoriais.
• Executar corretamente a técnica de pipetagem.
3 MATERIAIS
• Vidrarias e materiais de laboratório que serão descritos nos procedimentos;
4 PROCEDIMENTOS
Principais Materiais Utilizados no Laboratório
Os utensílios de laboratórios podem ser enquadrados na seguinte 
classificação:
• Utensílios para conter volumes.
• Utensílios para medir volumes.
• Utensílios para uso limitado (auxiliares).
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Utensílios para conter volumes: são enquadrados neste item aqueles 
utensílios usados no preparo de soluções; evaporações; armazenamento de 
líquidos; conter reagentes durante uma reação; receber produtos de uma reação 
etc. Todos estes utensílios são caracterizados por apresentarem diâmetros 
variados e, consequentemente, volumes variáveis.
Copo de Becker (Griffin)
Frasco de Erlenmayer
Serve para dissolver substâncias, 
efetuar reações químicas ou conter 
volumes de reagentes. Utilizado para 
titulações, aquecimento de líquidos, 
dissolução de substâncias e realização 
de reações químicas.
Utilizado para titulações, 
aquecimento de líquidos, dissolução 
de substâncias e realização de reações 
químicas.
Empregado para fazer reações em 
pequena escala, tanto a frio como a 
quente.
Tubo de ensaio
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Diferem quanto à cor em frascos 
incolores e frascos âmbar. Os 
primeiros são utilizados para reativos 
e substâncias não sujeitas a alterações 
pela ação da luz, e os de cor âmbar 
são utilizados para reativos e 
substâncias que sofrem alterações na 
presença na presença de luz.
Peça de vidro de forma côncava. 
É usado para cobrir béqueres em 
evaporações, e como recipientes 
destinados a conter substâncias 
em pequenas quantidades a serem 
submetidas ao processo de pesagem 
em balança de precisão.
É um tubo de vidro estreito 
geralmente graduado em 0,1 mL e 
usada para medir pequenos volumes 
líquidos.
Frascos para conter reativos
Vidro de relógio
Utensílios para medir volumes: são destinados a fornecer volumes varia-
dos ou definidos durante o preparo de soluções e reagentes, durante uma reação 
e outras operações de laboratórios. Nunca devem ser levados à estufa de secagem 
a temperaturas elevadas. Todo utensílio, para medir volume, traz a marca do fa-
bricante relacionada com a temperatura em que foi calibrado e esta temperatura 
de graduação é que fornece o volume exato.
Pipeta graduada
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Pipeta volumétrica
Bureta
É constituída por um tubo de vidro 
com um bulbo na parte central. O 
traço de referência é gravado na parte 
do tubo acima do bulbo. É usada 
para medir volumes de líquidos com 
elevadas precisões.
Serve para determinar pequenos 
volumes de reagentes com precisão. 
Pode ser de vidro ou de polietileno.
Empregado para transferir líquidos e 
para apoiar o papel de filtro.
Utensílios de uso limitado (auxiliares): as operações em química 
necessitam, além dos utensílios de conter e medir volumes, outros mais específicos, 
de funções definidas que auxiliam as manipulações, montagens de aparelhos, 
processos químicos em geral, desde uma simples filtração até processos muito 
complicados. Os mais importantes e de uso corriqueiro são os seguintes:
Funil
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É a fonte de aquecimento mais usada 
no laboratório.
Usada para lavagem de materiais ou 
recipientes através de jatos de água 
destilada, álcool ou outros solventes.
Liga-se à haste através de parafusos e 
destina-se à sustentação de utensílios.
É um utensílio de ferro ou madeira, 
destinado a segurar, prender e retirar 
tubos de ensaio e cápsulas, quando 
submetidos à aquecimento.
Bico de Bunsen
Pisseta (Frasco lavador)
Garra
Pinça
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Tripé
Tela de amianto
Sustenta a tela de amianto, podendo 
ser utilizada para outros fins.
Usada para aquecimento indireto 
de utensílios de vidro, porcelana 
e demais utensílios que sejam 
submetidos a aquecimento sobre o 
bico de gás.
Usada para sustentação de tubos 
de ensaio em posição vertical por 
ocasião de reações em tubos.
Estante para tubos de ensaio
Parte B: Técnicas de Pipetagem
Materiais
• Pipeta graduada de 2 mL;
• Pipeta graduada de 5 mL;
• Pipeta graduada de 10 mL;
• Pipeta volumétrica de 5 mL;
• Pipeta volumétrica de 10 mL;
• Pipeta volumétrica de 20 mL;
• Becker de 100 mL;
• Becker de 250 mL;
• Pera ou pipetador.
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Reagentes: água destilada e solução colorido (para preparar a solução pode ser 
utilizado algum corante alimentício, por exemplo).
Para iniciar esse procedimento, devemos seguir os seguintes passos:
• Segurar a pipeta com o polegar e o dedo médio.
• Colocar o indicador na abertura superior da pipeta.
• Colocar o pipetador ou pera na ponta da pipeta; colocar a pipeta na solução 
que deseja pipetar até que a base do menisco, do nível da solução, fique sobre 
a graduação “0” (zero) da pipeta.
• Em seguida, soltar o volume da solução que se deseja utilizar no experimento.
• Desprezar o restante da solução que ficou na pipeta.
Obs.: Pipetar a água destilada com todas as pipetas da bancada, obedecendo à 
técnica correta. Intercalar também a utilização da pera e do pipetador.
Quando for observar o menisco – marcação de um líquido em um recipiente, 
contendo um determinado volume – os olhos devem estar posicionados na altura 
do mesmo, conforme imagem a seguir:
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Após a realização da prática, descreva os resultados obtidos e discuta-os 
a partir dos questionamentos a seguir:
1 Você conheceu os principais materiais utilizados em laboratório, porém 
existem outros equipamentos e vidrarias que não foram mencionadas. Faça 
uma pesquisa e escreva em que situações são utilizados matérias como: 
proveta, dessecador, cadinho, bastão de vidro, balão de fundo chato, capela. 
2 Você utilizou nas técnicas de pipetagem, o pipetador e a pera. Qual dos dois 
você considera mais fácil de utilizar? Existem vantagens na utilização de um 
ou de outro?
Certo Errado Errado
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3 No início deste manual, são listadas algumas normas e condutas de 
laboratório. Qual a importância de seguir essas recomendações? Justifique 
sua resposta.
6 REFERÊNCIAS
Material e equipamentos de laboratório. Disponível em: <https://www.
infoescola.com/quimica/material-de-laboratorio/>. Acesso em: 14 jun. 2019.
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
QUEVEDO, R. T. Práticas de Bioquímica. Anhanguera: Moderna, 2016.
Manual de aulas práticas de Ciências Moleculares e Celulares. Material 
impresso. Colaboradores: Profª Angela Maria Nolasco Monteiro – UNIC; 
Profº Antonio Roberto Rodrigues Abatepaulo – UNIASSELVI; Profº Cleverson 
Rodolfo Ferreira Duarte – UNOPAR; Profº Fábio André Miotto – UNIC; Profº 
Paulo Henrique Eufrazio de Oliveira – UNIME. 
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PRÁTICA 2 - TEMÁTICA: ROTINAS DE LABORATÓRIO – 
TÉCNICAS DE TITULAÇÃO
1 INTRODUÇÃO
A titulometria é uma técnica para se determinar a concentração de soluções 
através de reação química entre a solução de concentração desconhecida e outra 
solução de concentração conhecida. 
A análise volumétrica por neutralização são casos em que ocorrem reações 
de neutralizações entre um ácido e uma base. Alcalimetria - usada quando a solução 
desconhecida é básica, sua titulação é realizada com uma solução padrão ácida, 
ocorrendo entre elas uma reação de neutralização. Acidimetria - usada quando a 
solução desconhecida é ácida e a titulação é feita com uma solução padrão básica, 
ocorrendo também uma reação de neutralização (IONASHIRO, 2009).
Acidez do vinagre: o vinagre é o produto resultante de certas bebidas 
alcoólicas, particularmente do vinho. Nesta fermentação, micro-organismos da 
espécie “Mycoderma aceti”, transformam o álcool etílico em ácido acético H3C-
COOH → H3C-CH2-OH, o que faz com que o vinho, após a fermentação, tenha 
cerca de 4% a 5% de ácido acético e seja chamado de vinho (vinho azedo). O teor 
de CH3COOH no vinagre é determinado volumetricamente, titulando-se certa 
quantidade do mesmo com solução padrão de hidróxido de sódio 0,1 M. Usa-
se uma solução de fenolftaleína como indicador, a fim de se ver o fim da reação 
(IONASHIRO, 2009).
2 OBJETIVOS
• Entender como a fenolftaleína pode agir como um indicador de pH. 
• Caracterizar o vinagre como uma solução constituída por ácido acético.
• Entender por que houve mudança da coloração relacionando este fato com a 
natureza dos reagentes utilizados. 
• Compreender por que foi necessário atingir a mudança de coloração para que 
se realizasse a conclusão do experimento e a obtenção da quantidade de ácido 
acético.
3 MATERIAIS
• Béquer 
• Erlenmeryer
• Bastão de vidro
• Pipeta graduada de 10 mL
• Proveta
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• Bureta
• Garra para bureta
• Suporte universal
• Água destilada
• Vinagre
• Solução de hidróxido de sódio (0,1 M)
• Fenolftaleína
4 PROCEDIMENTOS
Para iniciar esse procedimento, devemos seguir os seguintes passos:
1. Preparo do titulado (solução de vinagre):
• No erlenmeyer, adicionar, utilizando uma pipeta graduada, 2,5 mL de vinagre; 
• No béquer 1, adicionar, utilizando a proveta, cerca de 30 mL de água destilada;
• Após a fervura, resfriar a água destilada até a temperatura ambiente e adicionar 
25 mL ao erlenmeyer (com o vinagre); 
• Adicionar 5 gotas de fenolftaleína ao erlenmeyer à solução de água e vinagre;
2. Preparo da solução titulante (solução de hidróxido de sódio, 0,1 M):
• No béquer 2, adicionar 100 mL de água destilada;
• Adicionar, vagarosamente, 0,04 g de hidróxido de sódio ao béquer 2 (sob 
agitação), até obter uma solução límpida;
• Montar a aparelhagem para a titulação, fixando a garra ao suporte universal e 
após à bureta, como evidenciado na figura:
• Adicionar a solução de hidróxido de sódio (0,1 M) à bureta (para lheauxiliar, 
use um funil), cuidando para atingir o menisco;
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3. Titulação da solução de vinagre:
• Posicionar o Erlenmeyer abaixo da bureta, como explicitado na figura acima;
• Adicionar a solução de hidróxido de sódio gota a gota na solução de vinagre, 
sempre agitando o Erlenmeyer a cada gota adicionado, até o aparecimento de 
uma coloração rosa (rosa claro);
• Anotar a quantidade da solução de hidróxido de sódio utilizada para calcular 
a porcentagem de ácido acético presente no vinagre.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Explique por que a água foi fervida e porque foi novamente esfriada para 
utilização.
6 REFERÊNCIAS
BERG, J. M.; TYMOCZKO, J. L.; STRYERT, L. Bioquímica. 7. ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2015. 
IONASHIRO, E. Y. Laboratório de Química Analítica. Disponível em: https://
www.ebah.com.br/content/ABAAAAupQAC/determinacao-acidez-vinagre. 
Acesso em: 3 jul. 2019.
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
SGRILLO, K. R. P. A. Roteiros de aulas práticas de bioquímica. 2006. 
Disponível em: http://www.sgrillo.net/katia/roteiro_aulas_praticas.pdf. Acesso 
em: 3 jul. 2019.
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PRÁTICA 3 - TEMÁTICA: MEIO ÁCIDO/BÁSICO – 
ANÁLISE DO pH UTILIZANDO O REPOLHO-ROXO 
COMO INDICADOR E O pHMETRO
1 INTRODUÇÃO
A pH (definido como o logaritmo do inverso da concentração hidroge-
niônica, íons H+, na solução Equação 1) é uma medida que indica a acidez ou a 
basicidade de um meio, de acordo com uma escala que varia de 1 a 14. Quando o 
pH da solução é menor do que 7 (pH < 7) a solução é ácida; quando o pH é maior 
do que 7 (pH > 7) a solução é básica; e quando o pH é 7 (pH = 7) a solução é con-
siderada neutra.
A medida do pH é um dos procedimentos mais importantes e usados 
com mais frequência na bioquímica. O pH afeta a estrutura e a atividade de 
macromoléculas biológicas; por exemplo, a atividade catalítica das enzimas 
é extremamente dependente do pH. As medidas do pH do sangue e da urina 
são comumente usadas em diagnóstico médico. O pH do plasma sanguíneo 
das pessoas com diabetes grave e não controlado é comumente abaixo do valor 
normal de 7,4; essa condição é chamada de acidose. Em algumas outras doenças, 
o pH sanguíneo é mais alto que o normal, uma condição conhecida como alcalose. 
A acidose ou a alcalose extrema podem ameaçar a vida (NELSON; COX, 2014).
Um dos modos de se determinar a acidez ou basicidade de um meio é 
utilizando um indicador ácido-base, uma vez que essas substâncias podem 
mudar de cor de acordo com o pH do meio. Existem indicadores sintéticos, como 
a fenolftaleína e o azul de bromotimol, e os indicadores extraídos de compostos 
naturais, como o repolho-roxo.
O repolho roxo possui um pigmento chamado flavina que tem a capacidade 
de mudar de cor dependendo do pH e, por isso, ao adicionar quantidades do 
extrato de repolho-roxo em amostras, é possível identificar a faixa de pH dessa 
amostra. Na Figura 1 é possível observar as cores observadas para o extrato de 
repolho-roxo em meios de diferentes pH:
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Figura 1. Cores observadas para o extrato de repolho-roxo em meios de diferentes pH
Fonte: https://www.assimquefaz.com/como-medir-o-ph-do-repolho-roxo/
Outro modo de determinar o pH de soluções é utilizando o pHmetro, 
um equipamento constituído por um eletrodo acoplado a um potenciômetro 
(aparelho que mede a diferença de potencial).
2 OBJETIVOS
• Determinar o pH de soluções utilizando o repolho-roxo como indicador;
• Determinar o pH de soluções utilizando o pHmetro.
3 MATERIAIS
• pHmetro
• tubos de ensaio
• béquer
• bico de Bunsen/chapa de aquecimento/lamparina
• peneira ou funil com papel filtro
• água destilada
• sugestões de soluções para testar o pH (amostras):
o solução de ácido clorídrico concentrada (2 M)
o solução de hidróxido de sódio (2 M)
o vinagre branco
o solução de xampu
o limpador de vidro
o leite
o clara de ovo
o solução de detergente
o solução de sabão em barra
o refrigerante incolor
o suco de limão
o solução de pasta de dentes
o água destilada
o água da torneira
o solução de cloreto de sódio
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4 PROCEDIMENTOS EXPERIMENTAIS
Essa prática tem a finalidade de se comparar os resultados obtidos 
utilizando dois métodos de determinação do pH de soluções: 1) o uso do repolho-
roxo como indicador e 2) o uso do pHmetro. Assim, o procedimento experimental 
é dividido em Parte A e Parte B:
A. Parte A - USO DO REPOLHO-ROXO COMO INDICADOR
1. Para o preparo do extrato de repolho-roxo seguir os passos 1-4: cortar as 
folhas do repolho-roxo em pedaços pequenos;
2. Colocar as folhas cortada em um béquer e cobri-las com água destilada;
3. Ferver a mistura de repolho-roxo e água até a água se reduzir mais ou 
menos a metade;
4. Coar a solução e deixar esfriar para posterior uso;
5. Colocar pequenas quantidade de cada uma das amostras em tubos de 
ensaio, identificando-os devidamente;
6. Colocar cerca de 3 mL do extrato de repolho-roxo em cada um dos tubos de 
ensaio e anotar os resultados na Tabela 1.
B. Parte A - USO DO pHMETRO
1. Ligar o pHmetro e calibrá-lo;
2. Retirar o eletrodo da solução de cloreto de potássio;
3. Lavar o eletrodo com água destilada, secando-o, cuidadosamente, com um 
papel higiênico macio;
4. Colocar pequenas quantidade de cada uma das amostras em tubos de 
ensaio, identificando-os devidamente;
5. Mergulhar o eletrodo nas soluções de cada um dos tubos de ensaio e anotar 
os resultados na Tabela 1.
Tabela 1. Resultados
Amostra
Indicador de repolho-roxo pHmetro
Cor pH pH
Solução de ácido clorídrico
Solução de hidróxido de sódio
vinagre branco
Solução de xampu
limpador de vidro
leite
Solução de clara de ovo
Solução de detergente
solução de sabão em barra
refrigerante incolor
suco de limão
Solução de pasta de dentes
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água destilada
água da torneira
Solução de cloreto de sódio
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1. O que são indicadores?
2. Compare os resultados apresentados pela análise usando o indicador e pela 
análise utilizando o pHmetro. Qual resultado apresenta maior precisão? 
3. Classifique as substâncias estudadas nessa prática de acordo com seu caráter 
neutro, ácido e básico.
4. Por que não se deve experimentar, cheirar e até mesmo tocar em substâncias 
desconhecidas?
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PRÁTICA 4 - TEMÁTICA: MEIO ÁCIDO/BÁSICO ESCALA 
PADRÃO DE pH E SISTEMA TAMPÃO
1 INTRODUÇÃO
A medida do pH é um dos procedimentos mais importantes e usados 
com mais frequência na bioquímica. O pH afeta a estrutura e a atividade de 
macromoléculas biológicas; por exemplo, a atividade catalítica das enzimas 
é extremamente dependente do pH. As medidas do pH do sangue e da urina 
são comumente usadas em diagnóstico médico. O pH do plasma sanguíneo, 
das pessoas com diabetes grave e não controlado, é comumente abaixo do valor 
normal de 7,4; essa condição é chamada de acidose. Em algumas outras doenças, 
o pH sanguíneo é mais alto que o normal, uma condição conhecida como alcalose. 
A acidose ou a alcalose extrema podem ameaçar a vida (NELSON; COX, 2014).
Quase todos os processos biológicos são dependentes do pH; uma pequena 
mudança no pH produz uma grande mudança na velocidade do processo. Isso é 
válido não somente para as muitas reações nas quais os íons H são participantes 
diretos, mas também para aquelas reações nas quais não existe. Aparentementenão há participação de íons H. Os grupos amino e carboxila protonados de 
aminoácidos e os grupos fosfato de nucleotídeos, por exemplo, agem como 
ácidos fracos; o seu estado iônico é determinado pelo pH do meio circundante. 
As interações iônicas estão entre as forças que estabilizam a molécula da proteína 
e permitem que uma enzima reconheça e se ligue ao seu substrato (BERG; 
TYMOCZKO;STRYERT , 2015).
Nesta prática, no primeiro momento, iremos observar a escala de pH. 
Como já mencionamos na teoria, o pH possui uma escala que varia de zero até 14, 
sendo o pH de zero a seis, considerado ácido; sete, um pH neutro, e de oito até 
14, um pH alcalino.
Em um segundo momento iremos perceber na prática a importância da 
presença de uma substância tampão, para impedir mudanças bruscas de pH no 
nosso organismo.
2 OBJETIVOS
• Determinar o pH de soluções utilizando o indicador de pH azul de bromotimol.
• Reconhecer a capacidade tamponante de soluções.
• Relacionar os conhecimentos adquiridos ao funcionamento dos tampões de 
importância biológica.
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3 MATERIAIS
• Tubos de ensaio; 
• suporte para tubos de ensaio;
• pipetas volumétricas (5 e 10 mL);
• bastao de vidro
• conta-gotas/pipeta de Pasteur;
• béqueres;
• vidros âmbar;
• pêra/pipetador;
• pHmetro
• Tampões de pH 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 e 10;
• Azul de bromotimol
• Solução de ácido clorídrico (0,1 M)
4 PROCEDIMENTOS
Nessa primeira etapa iremos utilizar o indicador azul de bromotimol para 
determinar a escala de pH. O azul de bromotimol (BTB, a partir de seu nome na 
língua inglesa bromothymol blue) é um indicador de pH que em solução ácida 
fica amarelo, em solução básica fica azul e em solução neutra fica verde. Para isso, 
siga os seguintes passos:
1. Enumere os tubos de ensaio em: 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 e 10 (de acordo com o pH dos 
tampões disponíveis);
2. Adicione, utilizando as pipetas graduadas e o conta-gotas/pipeta de Pasteur, 
as soluções conforme a Tabela 1 a seguir, agitando-as;
3. Observe e anote a cor obtida para cada amostra na Tabela 1 a seguir.
Tabela 1. Escala de pH usando o azul de bromotimol como indicador ácido-base
pH 3 4 5 6 7 8 9 10
Solução 
tampão
Tampão 
3: 1 mL
Tampão 
4: 1 mL
Tampão 
5: 1 mL
Tampão 
6: 1 mL
Tampão 
7: 1 mL
Tampão 
8: 1 mL
Tampão 
9: 1 mL
Tampão 
10: 1 mL
Água 
destilada 9 mL 9 mL 9 mL 9 mL 9 mL 9 mL 9 mL 9 mL
Azul de 
bromotimol 5 gotas 5 gotas 5 gotas 5 gotas 5 gotas 5 gotas 5 gotas 5 gotas
Cor 
observada
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Em sistemas biológicos, as soluções tampão são essenciais para 
manter o pH. Assim, para a segunda etapa dessa aula prática, iremos verificar a 
importância de uma substância tampão na manutenção do pH do meio.
1. Para isso, prepare duas amostras, em tubos de ensaio, conforme as especificações 
a seguir:
• Tubo de ensaio 1: 10 mL de água destilada; 5 gotas de azul do bromotimol; 2 
gotas da solução de ácido clorídrico (0,1 M);
• Tubo de ensaio 1: 9 mL de água destilada; 5 gotas de azul do bromotimol; 2 
gotas da solução de ácido clorídrico (0,1 M); 1 mL de solução tampão de pH 7.
2. Preparadas as amostras, adicione, uma a uma, gotas da solução de ácido 
clorídrico a cada um dos tubos de ensaio;
3. A cada gota adicionada, homogeneíze a solução e observe a coloração da 
amostra (se possível, meça o pH das amostras com o pHmetro);
4. Cesse a adição das gotas no momento que perceber mudança na coloração no tubo 
de ensaio 2 (anote quantas gotas foram adicionadas até essa mudança do pH).
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1 Na escala padrão de pH, classifique as soluções dos tubos de ensaio 3, 4, 5, 
6, 7, 8, 9 e 10 em ácidas, básicas ou neutras. Nesse experimento foi utilizado 
o azul de bromotimol como indicador ácido-base, cite outros exemplos de 
indicadores de pH.
2. O que é uma solução tampão?
3 Quantas gotas a mais de HCI (0,1 M) foram adicionadas ao tubo 2 para saturar 
o tampão e se obter a mesma coloração do tubo 1? Justifique.
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
Básica e Metabolismo
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6 REFERÊNCIAS
BERG, J. M.; TYMOCZKO, J. L.; STRYERT, L. Bioquímica. 7. ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2015. 
Material e equipamentos de laboratório. Disponível em: https://www.infoescola.
com/quimica/material-de-laboratorio/. Acesso em: 14 jun. 2019.
Manual de aulas práticas de Ciências Moleculares e Celulares. Material 
impresso. Colaboradores: Profª Angela Maria Nolasco Monteiro – UNIC; Profº 
Antonio Roberto Rodrigues Abatepaulo – UNIASSELVI; Profº Cleverson Rodolfo 
Ferreira Duarte – UNOPAR; Profº Fábio André Miotto – UNIC; Profº Paulo 
Henrique Eufrazio de Oliveira – UNIME. 
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2014. 
PETKOWICZ, C.L.O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
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23
PRÁTICA 5 - TEMÁTICA: AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS 
– CARACTERIZAÇÃO DE AMINOÁCIDOS E PROTEÍNAS
1 INTRODUÇÃO
Proteínas controlam praticamente todos os processos que ocorrem em 
uma célula, exibindo uma quase infinita diversidade de funções. Para explorar 
o mecanismo molecular de um processo biológico, um bioquímico estuda quase 
que inevitavelmente uma ou mais proteínas. Proteínas são as macromoléculas 
biológicas mais abundantes, ocorrendo em todas as células e em todas as partes 
das células. As proteínas também ocorrem em grande variedade; milhares de 
diferentes tipos podem ser encontrados em uma única célula. Como os árbitros 
da função molecular, as proteínas são os produtos finais mais importantes e são 
os instrumentos moleculares pelos quais a informação genética é expressa.
Subunidades monoméricas relativamente simples, fornecem a chave da 
estrutura de milhares de proteínas diferentes. As proteínas de cada organismo, da 
mais simples das bactérias aos seres humanos, são construídas a partir do mesmo 
conjunto onipresente de 20 aminoácidos. Como cada um desses aminoácidos tem 
uma cadeia lateral com propriedades químicas características, esse grupo de 20 
moléculas precursoras pode ser considerado o alfabeto no qual a linguagem da 
estrutura proteica é lida (NELSON; COX, 2014).
2 OBJETIVOS
• Demonstrar a presença de aminoácidos através da reação de ninidrina.
• Distinguir aminoácidos de iminoácidos.
• Caracterizar a presença de proteínas em material biológico através da reação 
de biureto.
3 MATERIAIS
• Tubos de ensaio
• Suporte para tubos de ensaio
• Pipetas
• Albumina
• Ninidrina
• Biureto
• Prolina
• Triptofano
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4 PROCEDIMENTOS
Essa prática se divide em diversas etapas, como descrito a seguir:
Reação de ninidrina
No tubo 1:
1. Pipetar 1 mL de prolina em um tubo de ensaio;
2. Acrescentar 5 gotas de ninidrina e homogeneizar;
3. Aquecer e observar a coloração.
No tubo 2:
• Pipetar 1 mL de triptofano em um tubo de ensaio;
• Acrescentar 5 gotas de Ninidrina e homogeneizar;
• Aquecer e observar a coloração.
Reação de biureto
No tubo 3:
• Adicionar 2 mL de solução de albumina de ovo a um tubo de ensaio;
• Acrescentar 2 mL de biureto, homogeneizar e observar.
No tubo 4:
• Adicionar 2 mL de água destilada a um tubo de ensaio;
• Acrescentar 2 mL de biureto, homogeneizar e observar.
No tubo 5:
• Adicionar 2 mL prolina a um tubo de ensaio;
• Acrescentar 2 mL de biureto, homogeneizar e observar.
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25
Obs.: Na imagem anterior, o tubo com o número 3, representa o tubo de ensaio 
com albumina; o número 4, água destilada; e o número 5 prolina.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOSApós a realização da prática, descreva os resultados obtidos e discuta-os 
a partir dos questionamentos a seguir:
1 Na reação com a ninidrina, o que aconteceu no tubo 1 e no tubo 2? Por quê? 
Justifique sua resposta.
2 Na reação com o biureto, o que aconteceu nos tubos 3, 4 e 5? Por quê? 
Justifique sua resposta.
6 REFERÊNCIAS
Manual de aulas práticas de Ciências Moleculares e Celulares. Material 
impresso. Colaboradores: Profª Angela Maria Nolasco Monteiro – UNIC; Profº 
Antonio Roberto Rodrigues Abatepaulo – UNIASSELVI; Profº Cleverson Rodolfo 
Ferreira Duarte – UNOPAR; Profº Fábio André Miotto – UNIC; Profº Paulo 
Henrique Eufrazio de Oliveira – UNIME. 
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2014. 
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PRÁTICA 6 - TEMÁTICA: PROTEÍNAS – DIGESTÃO DE 
PROTEÍNAS
1 INTRODUÇÃO
As proteínas são usadas para construção do organismo, elas são 
responsáveis pelo nosso crescimento e pela reposição do material desgastado. 
Sua digestão começa no estômago, onde a enzima pepsina e o ácido clorídrico 
iniciam sua quebra. No duodeno, a tripsina, enzima do suco pancreático, a reduz 
em fragmentos menores. No intestino delgado, as enzimas peptidases terminam 
a quebra, até restarem apenas aminoácidos. 
2 OBJETIVOS
• Observar que assim como o corpo humano, os sabões em pó “biológicos” 
contêm enzimas. 
• Observar a digestão de proteínas do pigmento que dá ao tomate a coloração 
vermelha.
3 MATERIAIS
• Dois béqueres.
• Água morna.
• Luvas de borracha. 
• Sabão em pó com enzimas.
• Sabão em pó comum. 
• Retalhos de tecido de algodão. 
• Molho de tomate (sem muitos conservantes). 
4 PROCEDIMENTOS
1. Pingue molho de tomate em dois pedaços de tecido. 
2. Deixe-os secar. 
3. Em um béquer, misture o sabão em pó comum com água morna o primeiro 
sabão.
4. No outro béquer, misture o sabão em pó com enzimas com água morna.
5. Coloque um pedaço de tecido em cada um dos béqueres com solução de sabão 
e observe o que ocorre.
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5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Qual mancha some primeiro? Por quê?
6 REFERÊNCIAS
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2014. 
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
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PRÁTICA 7 - TEMÁTICA: PROTEÍNAS – SOLUBILIDADE 
DE PROTEÍNAS - DESNATURAÇÃO
1 INTRODUÇÃO
A solubilidade de uma proteína é muito variável e depende da distribuição 
e da proporção dos grupos polares (hidrofílicos) e dos apolares (hidrofóbicos) 
na molécula. Dessa forma, muitas proteínas são solúveis em água ou soluções 
salinas. Desde que uma proteína possua muitos grupos carregados positiva e 
negativamente provenientes de cadeias laterais dos aminoácidos, as moléculas 
irão interagir umas com as outras, com pequenos íons de cargas opostas e com 
água. 
Assim, ocorrem interações proteína-proteína, proteína-água e proteína-
pequenos íons. Se a interação proteína-proteína é grande e a interação proteína-
água é pequena, a proteína tenderá a ser insolúvel. Por outro lado, se a interação 
proteína-água é alta, a proteína tenderá a ser solúvel. Qualquer condição que 
aumente a interação proteína-proteína ou decresça a interação proteína-água, 
decrescerá a solubilidade e vice-versa. A desnaturação em geral decresce a 
solubilidade das proteínas (BERG; TYMOCZKO; STRYERT, 2015).
As proteínas possuem uma estrutura tridimensional bem definida que 
está relacionada com suas propriedades físicas e biológicas. A modificação na 
estrutura tridimensional nativa de uma proteína, com a consequente alteração 
de suas propriedades é conhecida como desnaturação. A desnaturação envolve 
alterações nas estruturas quaternárias, terciária e secundária. A estrutura primária 
não é afetada (NELSON; COX, 2014).
Existem vários agentes desnaturantes de proteínas, tais como: 
calor, ácidos, álcalis, solventes orgânicos, soluções concentradas de ureia e 
guanidina, detergentes, sais de metais pesados etc.
2 OBJETIVO
• Estudar a solubilidade das proteínas frente a agentes desnaturantes.
3 MATERIAIS
• Béquer de 200 mL
• Tubos de ensaio;
• Estante p/ tubos de ensaio;
• Bastão de vidro;
• Bico de Bunsen/chapa aquecedora;
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• 1 tela de amianto. 
• Conta-gotas ou pipeta de Pasteur
• Água destilada
• Solução de albumina
• Ovo de galinha
• Ácido nítrico concentrado
• Ácido clorídrico
• Solução de hidróxido de sódio (12 M)
• Etanol absoluto
• Solução de cloreto de sódio (5 M) 
4 PROCEDIMENTOS
Nesse experimento pode ser utilizado como fonte de proteína uma clara 
de ovo ou a solução de albumina (a prática pode ser realizada utilizando ambas 
as substâncias para fins de comparação).
1. Colocar uma clara de ovo em um béquer. Adicionar aproximadamente 50 mL 
de água destilada. Agitar com bastão. Deixar em repouso por alguns minutos. 
Observar e anotar os resultados. 
2. Transferir, com uma pipeta, a solução de albumina e/ou da clara de ovo para 
os tubos de ensaio (2 mL para cada tubo de ensaio), identificando-os com 
números (1 a 8, para as amostras com albumina e 9 a 16 para as amostras com 
clara de ovo);
3. Reservar os tubos 1 e 9 como controle;
4. Aquecer em banho-maria os tubos 2 e 10;
5. Adicionar 5 mL de cada um nos reagentes nos respectivos tubos de ensaio:
• Tubos 3 e 11: água destilada
• Tubos 4 e 12: ácido nítrico concentrado
• Tubos 5 e 13: ácido clorídrico concentrado
• Tubos 6 e 14: solução de hidróxido de sódio
• Tubos 7 e 15: solução de cloreto de sódio
• Tubos 8 e 16: etanol absoluto
6. Deixar as amostras em repouso por alguns minutos. Observar e anotar os 
resultados.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1 Explique detalhadamente as suas observações, de acordo com o procedimento 
executado:
a) Explique como podemos precipitar as proteínas. 
b) Cite três agentes desnaturantes. 
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31
2 Dê um exemplo de processo de desnaturação que ocorre no nosso dia a dia.
6 REFERÊNCIAS
BERG, J. M.; TYMOCZKO, J. L.; STRYERT, L. Bioquímica. 7. ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2015. 
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2014. 
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
SGRILLO, K. R. P. A. Roteiros de aulas práticas de bioquímica. Disponível em: 
http://www.sgrillo.net/katia/roteiro_aulas_praticas.pdf. Acesso em: 3 jul. 2019.
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33
PRÁTICA 8 - TEMÁTICA: PROTEÍNAS, AMINOÁCIDOS E 
ENZIMAS – VERIFICAÇÃO DA ATIVIDADE PROTEOLÍTICA 
DE ENZIMAS ENCONTRADAS EM FRUTOS
1 INTRODUÇÃO
As enzimas são proteínas que apresentam uma cadeia longa de aminoáci-
dos, tendo como função de destaque, sua atividade catalisadora de reações. Entre-
tanto, certas enzimas têm a capacidade de romper as ligações peptídicas de proteí-
nas, sendo por isso, chamadas de proteases (LIMA, et al., 2008).
Enzimas proteolíticas podem ser encontradas em animais e vegetais. Nos 
animais elas atuam na digestão de proteínas, na coagulação do sangue, na morte 
celular e na diferenciação de tecidos. Já nos vegetais, participam dos processos de 
amadurecimento, germinação, morte celular, entre outros. (LIMA, et al., 2008).
A bromelina e a papaína, enzimas proteolíticas encontradas no abacaxi e 
no mamão,respectivamente, estão envolvidas no amadurecimento destes frutos. 
As mesmas podem ser obtidas em quantidades elevadas e por isso, apresentam 
grande importância econômica. Para se ter uma ideia, 60% do comércio 
internacional de enzimas é relativo às enzimas proteolíticas. (LIMA, et al., 2008). 
Na indústria de alimentos estas substâncias são vastamente empregadas em 
amaciantes de carne e clarificação da cerveja. (FRANÇA-SANTOS, et al., 2009; 
LIMA, et al., 2008).
Por isso, a prática proposta neste instrumento de aprendizagem, será a 
verificação da atividade proteolítica de enzimas presentes no mamão, no abacaxi 
e no morango, empregando-se a gelatina como substrato proteico. 
Faz-se necessário destacar que, a atividade foi extraída da Revista Química 
Nova na Escola, dos autores Lima et al. (2008), cuja referência completa encontra-
se no final deste material.
2 OBJETIVOS 
• Verificar a atividade proteolítica de enzimas encontradas em frutos;
• Estabelecer um comparativo em relação à ocorrência de proteólise nos 
diferentes frutos utilizados;
• Comparar os controles negativo e positivo aos resultados obtidos nos 
experimentos;
• Possibilitar a compreensão dos acadêmicos a respeito da importância das 
enzimas proteolíticas nos processos biológicos.
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3 MATERIAIS
• Abacaxi;
• Mamão;
• Morango;
• Amaciante de carnes;
• Cadinho e pistilo ou liquidificador;
• Bico de Bunsen ou chapa de aquecimento;
• Geladeira ou banho de gelo;
• Gelatina sem sabor;
• Tubos de ensaio;
• Pipetas volumétricas ou seringas graduadas;
• Espátula;
• Faca;
• Bastão de vidro;
• Béquer ou vasilha com capacidade para 500 mL;
• Canudos plásticos;
• Caneta para vidro (marcação dos tubos de ensaio).
Na Tabela 1 encontram-se as soluções a serem preparadas para a realização 
do experimento. 
Tabela 1: Soluções a serem preparadas para a realização da prática.
Tubo de 
ensaio Conteúdo Teste efetuado
A 10 mL de gelatina + 3 mL de água Controle negativo
B 10 mL de gelatina + 3 mL de suco de mamão Mamão
C 10 mL de gelatina + 3 mL de suco de morango Morango
D 10 mL de gelatina + 3 mL de suco de abacaxi Abacaxi
E 10 mL de gelatina + ponta de espátula para ama-ciante de carne dissolvidos em 3 mL de água Controle positivo
FONTE: LIMA et al. (2008).
4 PROCEDIMENTOS
1. Preparar o suco das frutas, previamente picadas. Para isso, macerar as frutas 
utilizando o cadinho e o pistilo ou, empregando o liquidificador e um pouco 
de água;
2. Peneirar e reservar;
3. Dissolver o pó de gelatina em 200 mL de água fria e levar ao fogo (conforme 
instruções da embalagem). Obs.: não deixar ferver para a gelatina não perder 
a capacidade de gelificação; 
4. Preparar a sequência de tubos que está elencada na Tabela 1;
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Básica e Metabolismo
35
5. A fim de ser verificar a viscosidade inicial do meio (anteriormente à gelificação), 
é necessário introduzir em cada tubo de ensaio um canudo plástico. Com uma 
caneta, fazer uma anotação no próprio tubo até onde os canudos se inseriram;
6. Retirar os canudos e deixar os tubos à temperatura ambiente por 10 minutos;
7. Colocar os tubos na geladeira ou banho de gelo por 20 minutos, para que 
ocorra a gelificação;
8. Posteriormente, colocar novamente os canudos plásticos dentro dos tubos de 
ensaio e anotar, com uma caneta, até onde estes se inseriram no interior do 
tubo.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Nessa prática, a ocorrência ou não da proteólise é avaliada por meio da 
gelificação da amostra, observada indiretamente mediante a viscosidade do meio, 
o que é realizado, por sua vez, pela introdução de canudos plásticos nos tubos 
de ensaio. Sendo assim, após a realização dos experimentos descreva e discuta os 
resultados obtidos a partir dos questionamentos a seguir:
1. Por que, inicialmente, todos os canudos atingiram o fundo dos cinco tubos?
2. O que ocorreu, em cada tubo, após o processo de gelificação (período de 
20 minutos na geladeira)? Quais as frutas utilizadas no experimento que 
apresentam enzima proteolítica? Explique como é possível obter essa 
conclusão.
3. Qual a importância das enzimas proteolíticas para o fruto?
6 REFERÊNCIAS
FRANÇA-SANTOS, A.; ALVES, R. S.; LEITE, N. S.; FERNANDES, R. P. M. Estudos 
bioquímicos da enzima bromelina do Ananas comosus (abacaxi). Scientia Plena, 
v. 5, n. 111101, p. 1-6, 2009. Disponível em: <http://www.scientiaplena.org.br/sp_
v5_111101.pdf>. Aceso em: 08 mar. 2012.
LIMA; S. L. T.; JESUS, M. B.; SOUSA, R. R. R.; OKAMOTO, A. K.; LIMA, R.; 
FRACETO, L. F. Estudo da Atividade Proteolítica de Enzimas Presentes em Frutos. 
Química Nova na Escola, n. 28, p. 47-49, mai. 2008. Disponível em: < http://qnesc.
sbq.org.br/online/qnesc28/11-EEQ-6906.pdf>. Acesso em: 08 mar. 2012.
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37
PRÁTICA 9 - TEMÁTICA: ENZIMAS – CATALISADORES E 
INIBIDORES DE REAÇÃO QUÍMICA 
1 INTRODUÇÃO
A forma com que uma reação química ocorre é um dos aspectos que afeta 
a velocidade das reações. Desta maneira, ao se abordar o conteúdo de reações 
química, vem à tona o estudo dos chamados catalisadores, substâncias químicas 
responsáveis por acelerar a velocidade das reações (Figura 1), ao criar mecanismos 
de reação alternativos e com menor gasto energético e, sem serem consumidos 
nas reações químicas que participam (NOVAES, et al., 2013).
A partir do exposto, a realização desta atividade prática visa observar a 
reação de decomposição do peróxido de hidrogênio (solução 3% m/m – massa 
molar) na presença do tubérculo como catalisador.
A atividade prática foi extraída do artigo intitulado, “Atividades 
Experimentais Simples para o Entendimento de Conceitos de Cinética Enzimática: 
Solanum tuberosum – Uma Alternativa Versátil”, cuja referência completa está 
disposta no item Referências.
Figura 1: Velocidade de Reações Bioquímicas com e sem a presença de Enzima
Fonte: Disponível em: <https://www.sobiologia.com.br/conteudos/quimica_vida/quimica11.
php>. Acesso em: 15 fev. 2018.
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38
PARTE 1 – CÉLULA VEGETAL
OBJETIVOS
C. Compreender a importância das enzimas para o metabolismo biológico;
D. Observar a reação de decomposição do peróxido de hidrogênio (solução 3% 
m/m – massa molar) na presença do tubérculo como catalisador.
E. Entender a importância da temperatura enquanto fator crucial, cuja variação 
acentuada pode resultar na desnaturação proteica.
MATERIAIS
• 3 béqueres de 300 mL; 
• Béquer de 500 mL;
• Faca ou estilete;
• Sistema para aquecimento de água (bico de Bunsen e tela de amianto/chapa 
aquecedora);
• Batata inglesa;
• 100 mL de peróxido de hidrogênio (H2O2) a 3% (10 volumes) (observação: o 
frasco tem que ser novo);
• 250 mL de água destilada.
PROCEDIMENTOS
1. Descasque uma batata e a corte em cubos de aproximadamente 1 cm3;
2. Em um béquer de 500 mL e com uma tela de amianto, aqueça 250 mL de água 
até esta atingir seu ponto de ebulição. Coloque 50% dos cubos na água fervente 
e deixe por 5-10 minutos;
3. Nos três béqueres de 300 mL, adicione volume suficiente de solução de H2O2, 
de modo a formar uma coluna de líquido de aproximadamente 5 cm de altura;
4. Adicione os cubos de batata mantidos em temperatura ambiente em um 
dos béqueres contendo a solução de H2O2; em um segundo béquer, os cubos 
que foram cozidos em água fervente; o terceiro béquer, contendo H2O2 
exclusivamente, será tomado como referência/controle;
5. Observe e anote as transformações ocorridas nos três recipientes. 
PARTE 2: CÉLULA ANIMAL
MATERIAIS
• Um pedaço de fígado cru;
• Um pedaço de fígado cozido;• Um frasco novo de 100 mL de peróxido de hidrogênio (H2O2) a 3% (10 volumes);
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• 4 béqueres;
• Suco de limão natural.
PROCEDIMENTOS
1. Béquer 1: colocar um pedaço de fígado cru somente (controle). Posteriormente 
adicionar algumas gotas de suco de limão. Observar e anotar as modificações. 
Em seguida adicionar algumas gotas de peróxido de hidrogênio. Observar e 
anotar as modificações. 
2. Béquer 2: colocar um pedaço de fígado cozido somente (controle). 
Posteriormente adicionar algumas gotas de suco de limão. Observar e anotar as 
modificações. Em seguida adicionar algumas gotas de peróxido de hidrogênio. 
Observar e anotar as modificações. 
3. Béquer 3: colocar um pedaço de fígado cru e acrescentar algumas gotas suco de 
limão. Observar e anotar as modificações. Observar e anotar as modificações. 
Em seguida adicionar algumas gotas de peróxido de hidrogênio. Observar e 
anotar as modificações. 
4. Béquer 4: colocar um pedaço de fígado cozido e acrescentar algumas gotas 
suco de limão. Observar e anotar as modificações. Observar e anotar as 
modificações. Em seguida adicionar algumas gotas de peróxido de hidrogênio. 
Observar e anotar as modificações. 
INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
Após a realização da prática é necessário descrever os resultados obtidos 
e discuti-los a partir dos questionamentos a seguir:
1. Em qual dos experimentos a reação ocorreu com maior velocidade? Existe 
alguma causa que justifique a diferença nas velocidades de reação?
2. O que ocorreu nos tubos contendo fígado cru, com adição do suco de limão 
natural e a posterior adição de peróxido de hidrogênio? 
3. Por que o mesmo desprendimento gasoso é observado ao adicionar água 
oxigenada em ferimentos?
REFERÊNCIAS
MORAES, et al. Atividadades Experimentais Simples para o Entendimento 
de Conceitos de Cinética Enzimática: Solanum tuberosum – Uma Alternativa 
Versátil. Química Nova na Escola, v. 35, n. 1, p. 27-33, fev. 2013.
SILVA, R. Catalase em ação, ou não! Disponível em: < http://www.pontociencia.org.
br/experimentos/visualizar/catalase-em-acao-ou-nao/685>. Acesso em: 03 maio 2018.
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41
PRÁTICA 10 - TEMÁTICA: CARBOIDRATOS – 
CARACTERIZAÇÃO, IDENTIFICAÇÃO E PODER 
REDUTOR DE CARBOIDRATOS
1 INTRODUÇÃO
Os carboidratos são moléculas grandes, compostas por unidades menores 
que são os monossacarídeos (OSES) ou açúcares simples. Eles podem ser identi-
ficados através de reações qualitativas de coloração, reações baseadas no caráter 
redutor de alguns açúcares e reações próprias dos polissacarídeos.
Pela ação de ácidos minerais diluídos e pelo calor, os carboidratos são 
transformados por perda de água dando origem ao furfural ou ao hidroximetil 
furfural. As aldopentoses e as pentoses formam o furfural, enquanto que as ceto-
exoses, as aldoses e os polissacarídeos deles constituídos, formam hidroximetil-
furfural. Furfural e hidroximetilfurfural têm a propriedade de formar produtos 
de condensação colorido com substâncias fenólicas. 
Por outro lado, diversos reativos são utilizados para demonstrar a pre-
sença do grupo redutor em açúcares, justamente por possuírem grupo aldeídico 
livre, ou potencialmente livres ou grupo cetônico. São capazes de se oxidarem em 
soluções alcalinas de íons de determinados metais como o cobre, ferro, bismuto, 
mercúrio e prata. Todos os monossacarídeos comportam-se como açúcares redu-
tores. Com alguns dissacarídeos, como a sacarose e a trealose, que não acontece 
por não possuírem grupo redutor livre, fato que também ocorre com a rafinose, 
trissacarídeo formado por galactose, glicose e frutose, combinados entre si de tal 
forma que os três grupos redutores dos monossacarídeos se encontram envolvi-
dos na constituição da molécula maior através da ligação glicosídica.
As macromoléculas polissacarídicas do tipo do amido possuem também 
poder redutor, dependendo do número de grupos terminais da molécula.
2 OBJETIVOS
• Demonstrar a presença de carboidratos em solução.
• Identificar o grupo cetose dos carboidratos.
• Diferenciar as pentoses.
• Verificar o poder redutor dos carboidratos.
3 MATERIAIS
• Tubos de ensaio
• Suporte para tubos de ensaio
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42
• Suporte para pipetas
• Pipetas de 1mL e de 2 mL.
• Solução de frutose (0,1 M)
• Solução de glicose (0,1 M)
• Solução de sacarose (açúcar de mesa) (0,1 M)
• Solução de amido (0,1 M)
• Ácido sulfúrico
• Reativo de Molisch (alfa-naftol 5% em etanol)
• Reativo de Benedict
• Lugol
• Reativo de Fehling A
• Reativo de Fehling B
• Reativo de Seliwanoff
• Orcinol
4 PROCEDIMENTOS
A. Reação de Molisch (identificação da presença de carboidratos em uma 
solução): esta reação é utilizada para pesquisa de carboidratos em geral. O 
mecanismo da reação baseia-se na formação do furfural ou hidroximetilfurfural 
pela ação de um ácido forte sobre uma pentose ou hexose, respectivamente. 
Os compostos furfúricos reagem com o alfa-naftol formando um produto 
de condensação que tem coloração roxa – assim, nas amostras em que há a 
presença de carboidratos, forma-se uma zona de cor violeta na interface entre 
o reagente de Molisch e o ácido sulfúrico.
Para realizar o teste de Molisch, siga os passos a seguir:
1. Pipetar 1 mL da solução a ser testada em um tubo de ensaio, identificando-o 
– água destilada (tubo de ensaio 1A, controle), frutose (tubo de ensaio 2A), 
glicose (tubo 3A), sacarose (tubo 4A) e amido (tubo 5A);
2. Adicionar 3 gotas do reagente de Molisch a cada um dos tubos de ensaio e 
homogeneizar as soluções;
3. Adicionar, cuidadosamente, 1 mL de ácido sulfúrico a cada uma das 
amostras; importante: nessa etapa, inclinar o tubo e deixar escorrer pela 
parede do tubo o ácido sulfúrico concentrado, de modo que os dois líquidos 
não se misturem;
4. Observar e anotar os resultados.
B. Reação de Benedict (identificação de açúcares redutores): Reação para identificar 
carboidratos redutores. Nas estruturas cíclicas dos monossacarídeos os átomos 
de carbono anoméricos (C1 nas aldoses e C2 nas cetoses) são susceptíveis de 
oxidação por vários agentes oxidantes contendo íons cúpricos (Cu2+) devido 
a presença de grupos aldeidos ou cetonas livres ou potencialmente livres. Na 
reação de Benedict os íons cúpricos são reduzidos pela carbonila dos carboidratos 
a íons cuprosos formando óxido cuproso que tem cor vermelho tijolo (dessa 
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
Básica e Metabolismo
43
forma, açúcares redutores são caracterizados por apresentarem coloração 
tijolo após o teste de Bendict). Tal princípio é útil na análise de açúcares e, por 
muitos anos, foi utilizado na determinação dos níveis sanguíneos de glicose no 
sangue e na urina como diagnóstico da diabetes melito. Atualmente, há testes 
mais sensíveis para dosagem rápida da glicose, baseadas em ensaios enzimático 
(glicofita/glicose-oxidase) e que são muito mais práticos, por não exigirem a 
disponibilidade dos reagentes mencionados.
Para realizar o teste de Benedict, siga os passos a seguir:
1. Pipetar 1 mL da solução a ser testada em um tubo de ensaio, identificando-o 
– água destilada (tubo de ensaio 1B, controle), frutose (tubo de ensaio 2B), 
glicose (tubo 3B), sacarose (tubo 4B) e amido (tubo 5B);
2. Adicionar 1 mL do reagente de Benedict a cada um dos tubos de ensaio e 
homogeneizar as soluções;
3. Aquecer as amostras em banho-maria fervente por cerca de 5 minutos;
4. Observar e anotar os resultados.
C. Reação com lugol (identificação do amido): carboidratos de alta massa molar 
podem reagir com o iodo por meio de reações de complexação, formando 
complexos coloridos.Um exemplo clássico é a complexação da amilose 
e da amilopectina (dois componentes do amido) com o iodo, resultando 
em complexo azulado e avermelhado, respectivamente, possibilitando a 
identificação de amostras contendo amido. Por outro lado, carboidratos como 
a celulose, e mono e dissacarídeos não formam complexos com o iodo e não 
apresentam mudança de coloração.
Para realizar o teste do lugol, siga os passos a seguir:
1. Pipetar 1 mL da solução a ser testada em um tubo de ensaio, identificando-o 
– água destilada (tubo de ensaio 1C, controle), frutose (tubo de ensaio 2C), 
glicose (tubo 3C), sacarose (tubo 4C) e amido (tubo 5C);
2. Adicionar 2 gotas de lugol a cada um dos tubos de ensaio e homogeneizar 
as soluções;
3. Aquecer brandamente as amostras, observando a liberação de vapor de iodo;
4. Observar e anotar os resultados.
D. Reação de Seliwanoff (pesquisa de cetose): a reação se baseia na formação do 
furfural ou hidroximetilfurfural por ação do ácido clorídrico sobre as cetoses e 
na formação de um complexo colorido pela reação do composto formado com 
o resorcinol.
1. Pipetar 1 mL da solução a ser testada em um tubo de ensaio, identificando-o 
– água destilada (tubo de ensaio 1D, controle), frutose (tubo de ensaio 2D), 
glicose (tubo 3D), sacarose (tubo 4D) e amido (tubo 5D);
2. Adicionar 1 mL do reativo de Seliwanoff a cada amostra;
3. Aquecer diretamente na chama por alguns minutos – a reação positiva é 
indicada pelo aparecimento de cor vermelha (observação: o aquecimento, em 
banho-maria, a 80ºC, durante 10 minutos, aumenta a especificidade da reação).
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44
E. Reação de Fehling (pesquisa de açúcar redutor): o reativo de Fehling é 
altamente alcalino e contém íons cúpricos, formando um complexo íon 
cúprico-tartarato de sódio e potássio. Nestas condições, o cobre é reduzido 
por ação de açúcares redutores, formando o óxido cuproso.
1. Em tubo de ensaio pipetar 2 mL de reativo de Fehling (1 mL de Fehling A + 
1 mL de Fehling B);
2. Adicionar 2 mL de água e aquecer até a fervura e verificar se a solução 
permanece inalterada.
3. Em outros tubos de ensaio, pipetar 1 mL da solução a ser testada, 
identificando-os – água destilada (tubo de ensaio 1E, controle), frutose 
(tubo de ensaio 2E), glicose (tubo 3E), sacarose (tubo 4E) e amido (tubo 5E);
4. Adicionar 2 mL do regente de Fehling (1 mL de Fehling A + 1 mL Fehling 
B) a cada uma das amostras;
5. Aquecer até a fervura – a reação será positiva quando houver a formação de 
precipitado avermelhado do óxido cuproso.
A imagem mostra o resultado de uma 
análise de solução de 3 tubos usando o 
Teste de Fehling (o tubo de meio que tinha 
a presença de aldeídos, adquiriu a cor de 
tijolo, devido a oxidação do aldeído e a 
redução do cobre e os outros dois tubos 
como só tinham água.
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45
F. Reação de Bial: a reação de Bial é um teste específico para as pentoses.
1. pipetar 1 mL da solução a ser testada em um tubo de ensaio, identificando-o 
– água destilada (tubo de ensaio 1F, controle), frutose (tubo de ensaio 2F), 
glicose (tubo 3F), sacarose (tubo 4F) e amido (tubo 5F);
2. adicionar 2 mL de reagente de orcinol – o aparecimento de solução ou 
precipitado vermelho indica presença de pentose.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1 Na reação de Benedict, comente o que você observou nos tubos de ensaio 1, 
2 e 3.
2 Na reação de Molisch, os monossacarídeos presentes em solução são 
submetidos à ação de um forte agente desidratante (ácido sulfúrico 
concentrado) originando hidroximetilfurfurais e furfurais a partir de hexoses 
e pentoses, respectivamente. O que você observou no tubo de ensaio que foi 
submetido a reação de Molisch? Conceitue o termo “açúcar redutor”. 
3 Na reação de Fehling o cobre presente em solução é reduzido pela ação de 
açúcares redutores. O que você observou no tubo 1 e no tubo 2? 
4 A reação de Seliwanoff tem como objetivo identificar o grupo cetose nos 
carboidratos. O que aconteceu nesse experimento? Diferencie cetose de 
aldose.
5 Os monossacarídeos podem ser classificados de acordo com o número de 
átomos de carbono em: trioses, tetroses, pentoses e hexoses. A reação de Bial 
é um teste específico para as pentoses. O que aconteceu nesse experimento? 
Cite exemplos de pentoses.
6 REFERÊNCIAS
Manual de aulas práticas de Ciências Moleculares e Celulares. Material 
impresso. Colaboradores: Profª Angela Maria Nolasco Monteiro – UNIC; 
Profº Antonio Roberto Rodrigues Abatepaulo – UNIASSELVI; Profº Cleverson 
Rodolfo Ferreira Duarte – UNOPAR; Profº Fábio André Miotto – UNIC; Profº 
Paulo Henrique Eufrazio de Oliveira – UNIME. 
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. 
ed. Porto Alegre: Artmed, 2014. 
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
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PRÁTICA 11 - TEMÁTICA: ÁCIDOS NUCLEICOS – 
EXTRAÇÃO DO DNA DO MORANGO
1 INTRODUÇÃO
O DNA foi, inicialmente, isolado e caracterizado por Friedrich Miescher 
em 1868. Ele chamou a substância contendo fósforo de “nucleína”. Até os anos 
de 1940, com o trabalho de Oswald T. Avery, Colin MacLeod e Maclyn McCarty, 
não existia uma evidência convincente de que o DNA fosse o material genético. 
Avery e seus colegas descobriram que DNA extraído de uma linhagem virulenta 
(patogênica) da bactéria Streptococcus pneumoniae e injetado em uma linhagem 
não virulenta da mesma bactéria transformava a linhagem não virulenta em 
virulenta. Eles concluíram que o DNA da linhagem virulenta carregava a 
informação genética para virulência. 
Então, em 1952, experimentos de Alfred D. Hershey e Martha Chase, 
que estudaram a infecção de células bacterianas por um vírus (bacteriófago), 
com DNA ou proteína marcados radioativamente, acabaram qualquer dúvida 
remanescente de que o DNA, e não a proteína, portava a informação genética. 
Outra pista importante para a estrutura do DNA veio do trabalho de Erwin 
Chargaff e seus colegas no final dos anos de 1940. Eles descobriram que as quatro 
bases nucleotídicas do DNA eram encontradas em proporções diferentes nos 
DNAs de organismos diferentes e que as quantidades de certas bases estavam 
relacionadas (NELSON; COX, 2014).
Os ácidos nucléicos são assim chamados por seu caráter ácido e por terem 
sido originalmente descobertos no núcleo das células. A partir da década de 1940, 
os ácidos nucleicos passaram a ser intensivamente estudados, pois se descobriu 
que eles formam os genes responsáveis pela herança biológica. 
Todos os seres vivos possuem na sua informação genética os ácidos 
nucléicos, DNA ou RNA, sendo que a maioria possui os dois tipos de ácidos no 
interior de suas células.
Nesta aula prática iremos extrair o DNA do morango, portanto, um DNA 
de célula vegetal. 
2 OBJETIVOS
• Observar o aspecto da molécula de DNA. 
• Compreender a técnica de extração do DNA.
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3 MATERIAIS
• Saco plástico (tipo ziplock)
• Peneira
• Béquer
• Palito de churrasco
• Morangos
• Cloreto de sódio
• Detergente
• Etanol (gelado)
• Água destilada (morna)
4 PROCEDIMENTOS
1. Coloque os morangos dentro do saco plástico, vede e amasse bem;
2. Depois de bem amassados, transfira o conteúdo do saco plástico para um 
béquer;
3. A esse béquer, adicione o cloreto de sódio, o detergente e cerca de 125 e 150 
mL de água morna;
4. Misture os reagentes cuidadosamente, por cerca de 5 min;
5. Com o auxílio de uma peneira, coe essa mistura para um segundo béquer;
6. A essa solução, adicione cerca de 200 mL de etanol gelado (até observaro 
aparecimento de um precipitado, gelatinoso, no recipiente);
7. Deixe a mistura em repouso por alguns minutos, até observar a completa 
separação de fases; 
8. Com o auxílio do palito de madeira, "pesque" o precipitado da mistura e 
transfira-o para um béquer.
Observação: nem todo o material insolúvel (precipitado) pescado na 
etapa 8 é constituído pelo DNA. De fato, frutos como o morango e a banana, 
apresentam em sua composição altas quantidades de pectina, substância que é 
também extraída das células vegetais durante o procedimento descrito acima. 
Assim, o material coletado é na verdade uma mistura de pectina e de DNA.
Para distinguir entre o DNA e a pectina é necessário observar com 
mais cuidado o precipitado: o DNA fica na parte inferior do precipitado (na 
fase alcóolica, mas logo acima da fase aquosa), se apresentando na forma de 
filamentos muito finos e emaranhados, com uma aspecto de nuvem; já a pectina 
se transfere na superfície da fase alcoólica, tendo um aspecto bastante gelatinoso, 
com o aparecimento de bolhas de ar no seu interior. 
Para a extração apenas do DNA, seria necessária uma nona etapa, com 
a adição da enzima pectinase, capaz de degradar a pectina, sobrando apenas o 
DNA (FURLAN et al., 2011).
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5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1 Qual o objetivo de macerar os morangos nesse experimento?
2 Qual a função dos reagentes cloreto de sódio, detergente e álcool durante o 
processo de extração do DNA do morango?
6 REFERÊNCIAS
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2014. 
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
SGRILLO, K. R. P. A. Roteiros de aulas práticas de bioquímica.2006. Disponível 
em: http://www.sgrillo.net/katia/roteiro_aulas_praticas.pdf. Acesso em: 3 jul. 2019.
FURLAN, C. M; ALMEIDA, A. C.; RODRIGUES, C. D. N.; TANIGUSHI, D. G.; DOS 
SANTOS, D. Y. A. C.; MOTTA, L. B.; CHOW, F. Extração de DNA Vegetal: O que 
Estamos Realmente Ensinando em Sala de Aula? Química Nova na Escola, v. 33, n. 
1. 2011. Disponível em: http://qnesc.sbq.org.br/online/qnesc33_1/05-RSA6409.pdf
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PRÁTICA 12 - TEMÁTICA: LIPÍDIOS – SOLUBILIDADE E 
INSATURAÇÃO EM LIPÍDIOS
1 INTRODUÇÃO
Conforme Marzzoco e Torres (2010, p. 89), “os lipídios constituem uma 
classe de compostos com estrutura bastante variada, caracterizados por sua alta 
solubilidade em solventes orgânicos e por serem praticamente insolúveis em 
água”. Estes compostos são componentes essenciais de membranas de vegetais, 
animais e micro-organismos (CAMPBEL, 2000). 
Os ácidos graxos são os lipídios mias encontrados nos animais. Formados 
por ácidos carboxílicos e uma cadeia de hidrocarbonetos (Júnior, 2004), são clas-
sificados em insaturados e saturados, em virtude de apresentarem ou não, duplas 
ligações em sua estrutura.
Estas substâncias químicas são extremamente importantes à nossa ali-
mentação, especialmente os ácidos graxos poliinsaturados (mais de uma ligação 
dupla em sua molécula), tais como os ácidos linoleico e alfa-linolênico, que dão 
origem, no nosso organismo, aos ácidos araquidônico e docosaexaenóico (Figu-
ras 1, a e b). Estes últimos apresentam papéis importantes no desenvolvimento e 
funcionamento do cérebro e da retina. (MARTIN, et al., 2006). 
FIGURA 1 - FÓRMULAS QUÍMICAS DE ÁCIDOS GRAXOS INSATURADOS.
LEGENDA: A – Ácido araquidônico; B: Ácido docosaexaenoico.
Em virtude do que foi explanado, o objetivo desta atividade experimental 
é o de identificar a solubilidade de lipídios em diferentes meios, relacionando 
esta experimentação aos hábitos alimentares dos acadêmicos. 
2 OBJETIVOS 
• Identificar e verificar a solubilidade de lipídios em diferentes meios.
• Reconhecer a importância dos lipídios como fonte de energia e de reserva nos 
organismos;
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• Diferenciar ácidos graxos saturados e insaturados;
• Compreender a importância de uma alimentação saudável.
3 MATERIAIS 
• Tubos de ensaio;
• Bico de Bunsen ou chapa aquecedora;
• Óleo vegetal (girassol, soja ou milho);
• Gordura animal (banha de porco);
• Manteiga;
• Água destilada;
• Solução de hidróxido de sódio (0,5 M);
• Solução de ácido clorídrico (0,5 M);
• Éter etílico;
• Lugol.
4 PROCEDIMENTOS
Teste de solubilidade:
1. Colocar 1 mL de óleo vegetal em três tubos de ensaio, identificando-os (tubos 
1 a 4);
2. Colocar 1 mL/1g de manteiga em três tubos de ensaio, identificando-os (tubos 
5 a 8);
3. Colocar 1 mL/1g de gordura animal em três tubos de ensaio, identificando-os 
(tubos 9 a 12);
4. Adicionar 5 mL de água destilada aos tubos 1, 5 e 9;
5. Adicionar 5 mL de éter etílico aos tubos 2, 6 e 10;
6. Adicionar 5 mL de solução de hidróxido de sódio (0,5 M) aos tubos 3, 7 e 11;
7. Adicionar 5 mL de solução de ácido clorídrico de sódio (0,5 M) aos tubos 4, 8 e 12;
8. Agitar vigorosamente as amostras e deixar em repouso por cerca de 5 minutos;
9. Observar e anotar os resultados.
Teste de insaturação:
1. Colocar 1 mL de óleo vegetal em um tubo de ensaio, identificando-o (tubo 1);
2. Colocar 1 mL/1g de manteiga em um tubo de ensaio, identificando-o (tubo 2);
3. Colocar 1 mL/1g de gordura animal em um tubo de ensaio, identificando-o 
(tubo 3);
4. Adicionar 3 gotas de lugol a cada um dos tubos de ensaio;
5. Agitar os tubos e aquecer em água fervente por cerca de 3 minutos;
6. Observar e anotar os resultados.
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5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1. Qual a semelhança e a diferença entre óleos de gorduras?
2. O que foi observado nos testes de solubilidade? Explique
3. O que foi observado no teste de insaturação? Explique.
6 REFERÊNCIAS
CAMPBELL, M. K. Bioquímica. Porto Alegre: Artmed Editora, 2000.
FISPQ – Ficha de Informação de Segurança de Produto Químico. Disponível em: 
< http://www.bbquimica.com.br/bbq/produtos/content/hidroxido_sodio.pdf>. 
Acesso em: 29 mar. 2012.
IDENTIFICAÇÃO DE LIPÍDIOS. Aula prática. Disponível em: < http://pt.scribd.
com/doc/68879675/AULA-PRATICA-PROJETO>. Acesso em: 15 mar. 2012.
JÚNIOR, L. F. S. Lipídios. Disponível em: <http://www.dqi.ufms.br/~lp4/
Lipidios.pdf>. Acesso em: 15 mar. 2012.
MARTIN, C. A.; ALMEIDA, V. V.; RUIZ, M. R.; VISENTAINER, J. E. L.; 
MATSHUSHITA, M.; SOUZA, N. E.; VISENTAINER, J. V. Ácidos graxos 
poliinsaturados ômega-3 e ômega-6: importância e ocorrência em alimentos. 
Rev.Nutr, v. 19, n. 6, p. 761-770, nov/dez, 2006.
MARZZOCO, A. TORRES, B. B. Bioquímica básica. 3. ed. Rio de Janeiro: 
Guanabara Koogan, 2010.
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PRÁTICA 13 - TEMÁTICA: LIPÍDIOS - SAPONIFICAÇÃO 
DE LIPÍDEOS
1 INTRODUÇÃO
Os lipídeos biológicos são um grupo de compostos quimicamente 
diversos, cuja característica em comum que os define, é a insolubilidade em 
água. As funções biológicas dos lipídeos são tão diversas quanto a sua química. 
Gorduras e óleos são as principais formas de armazenamento de energia em 
muitos organismos. Os fosfolipídios e os esteróis são os principais elementos 
estruturais das membranas biológicas. Outros lipídeos, embora presentes em 
quantidades relativamente pequenas, desempenham papéis cruciais como 
cofatores enzimáticos, transportadores de elétrons, pigmentos fotossensíveis, 
âncoras hidrofóbicas para proteínas, chaperonas para auxiliar no enovelamento 
de proteínas de membrana, agentes emulsificantes no trato digestivo, hormônios 
e mensageirosintracelulares (NELSON; COX, 2014).
Os lipídeos mais simples construídos a partir de ácidos graxos são os 
triacilgliceróis, também chamados de triglicerídeos, gorduras ou gorduras 
neutras. Os triacilgliceróis são compostos por três ácidos graxos, cada um em 
ligação éster com uma molécula de glicerol. Aqueles que contêm o mesmo 
tipo de ácido graxo em todas as três posições são chamados de triacilgliceróis 
simples, e sua nomenclatura é derivada do ácido graxo que contêm. A maioria 
dos triacilgliceróis de ocorrência natural é mista, pois contém dois ou três ácidos 
graxos diferentes. Os lipídeos têm densidades específicas mais baixas do que a 
água, o que explica por que as misturas de óleo e água (por exemplo, tempero 
de salada com azeite e vinagre) têm duas fases: o óleo, com densidade específica 
mais baixa, flutua sobre a fase aquosa (NELSON; COX, 2014).
2 OBJETIVOS
• Compreender as propriedades dos triacilgliceróis e como elas influenciam sua 
solubilidade.
• Analisar a composição dos triacilgliceróis por meio de reações de saponificação 
e precipitação. 
3 MATERIAIS
• Filtro de papel
• Béqueres de 50 mL
• Tubos de ensaio
• Placa de petri
• Funil
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• Bastão de vidro
• Proveta
• Chapa aquecedora 
• Ovo
• Óleo vegetal (soja)
• Solução de ácido acético (5 M)
• Acetona
• Solução de hidróxido de sódio (50% v/v)
4 PROCEDIMENTOS
Essa prática pode ser realizada pela extração de lipídios do ovo, mas 
também pelo uso de óleo vegetais, dependendo da disponibilidade (é possível 
também utilizar as duas fontes – lipídios do ovo e de óleos – a fim de comparação).
Extração de lipídios do ovo:
1. Quebrar o ovo de modo a separar a clara, cuidando para não romper a 
membrana que envolve a gema, transferindo-a para um béquer (a gema pode 
ser descartada);
2. Transferir cerca de 10 mL da gema do ovo (utilizando uma proveta) para um 
outro béquer;
3. A este béquer adicionar cerca de 15 mL de acetona;
4. Com o bastão de vidro homogeneizar a mistura até perceber a aglutinação do 
material.
5. Filtrar essa mistura utilizando o funil e o filtro de papel (para facilitar, antes de 
filtrar a mistura, molhe com cerca de 4 mL de acetona o filtro);
6. Transferir o material filtrado para uma placa de petri;
7. Aquecer a placa de petri com o filtrado até a completa evaporação da acetona. 
Reação de saponificação
Etapa para os lipídios extraídos do ovo:
1. Coletar o material seco da placa de petri (da etapa anterior – extração dos 
lipídios do ovo) e transferi-lo para um tubo de ensaio;
2. Adicionar cerca de 5 mL da solução de hidróxido de sódio ao tubo de ensaio;
3. Aquecer o tubo de ensaio com a mistura a cerca de 90 ºC, por 30 minutos;
4. Observar e anotar os resultados.
Etapa para o óleo vegetal:
1. Transferir cerca de 1 ml do óleo vegetal para um tubo de ensaio;
2. Refazer etapas 2 a 4 do procedimento descrito para os lipídios extraídos do 
ovo.
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5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1. O que foi verificado no processo de saponificação?
2. Como acontece o mecanismo da reação de saponificação?
3. Como você pode explicar o processo de solubilização dos lipídios. 
6 REFERÊNCIAS
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. 
ed. Porto Alegre: Artmed, 2014. 
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
SGRILLO, K. R. P. A. Roteiros de aulas práticas de bioquímica.2006. Disponível 
em: http://www.sgrillo.net/katia/roteiro_aulas_praticas.pdf. Acesso em: 3 jul. 2019.
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PRÁTICA 14 - TEMÁTICA: METABOLISMO – 
DETERMINAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE ÁCIDO 
ASCÓRBICO
1 INTRODUÇÃO
O ácido ascórbico (vitamina C) atua como doador de elétrons em reações 
enzimáticas e químicas. Ele é necessário para, pelo menos, oito sistemas enzimá-
ticos isolados, entre os quais procolágeno-prolina-dioxigenase, procolágeno-lisi-
na-dioxigenase, dopamina oxidase, entre outros. Nestes casos ele pode atuar cap-
tando espécies oxidantes reativas ou reduzindo o íon férrico. Sua principal função 
é atuar na hidroxilação do colágeno, uma proteína fibrosa que dá resistência aos 
ossos, dentes, tendões e paredes dos vasos sanguíneos. 
Resíduos de prolina no colágeno são hidroxilados a hidroxiprolina, neces-
sário para manter a estrutura correta do colágeno. A hidroxilação é catalisada pela 
enzima prolil-4-hidroxilase. Na catálise o Fe+2 passa a Fe+3 e o ascorbato é neces-
sário para reduzir novamente o Fe+3 a Fe+2 e iniciar um novo ciclo de catálise. O 
ácido ascórbico é também um poderoso antioxidante, sendo usado para transfor-
mar radicais livres de oxigênio em formas inertes. Em plantas, encontra-se em al-
tas concentrações e atua na desintoxicação do peróxido de hidrogênio. A enzima 
ascorbato peroxidase catalisa a redução do peróxido de hidrogênio a água, usando 
o ascorbato como agente redutor (PETKOWICZ, 2007).
O ácido ascórbico é facilmente oxidado, sendo o fator de maior influência à 
pressão parcial do O2. Outros fatores são: pH, temperatura, exposição à luz.
Há vários métodos de dosagem do ácido ascórbico baseados em seu poder 
redutor. Como o método de titulação com 2,6 dicloroindofenol (DCIP), um corante 
indicador de oxirredução que, na forma oxidada, em meio ácido, tem a cor rósea, 
e na forma reduzida é incolor. Este indicador é reduzido pelo ácido ascórbico. A 
reação é realizada em meio ácido para evitar a auto-oxidação do ácido ascórbico 
em pH elevado (PETKOWICZ, 2007). Outro método é o da titulação com o iodo 
(iodometria), utilizando como indicador uma solução de amido. Neste método, áci-
do ascórbico é utilizado para reduzir o iodo a iodeto, enquanto que o iodo oxida o 
ácido ascórbico a ácido dehidroascórbico. Como o amido é conhecido por formar 
um complexo com o iodo, mudando de cor (passando a ter uma coloração azul 
intensa), ele é utilizado como indicador para constatar o ponto em que o iodo, por 
estar em excesso, passa a não mais oxidar o ácido ascórbico, mas sim a reagir com 
o amido, indicando a concentração do ácido ascórbico em solução.
2 OBJETIVO
• Avaliar o teor e ácido ascórbico (vitamina C) em suco de laranja e tabletes de 
vitamina C comerciais.
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3 MATERIAS
• Bureta
• Erlenmeyer
• Bastão de vidro
• Suco de laranja comercial. 
• Tablete de ácido ascórbico.
• Água destilada.
• Solução de amido (1% m/v).
• Solução de iodo (0,05 M)
4 PROCEDIMENTOS
Determinação do teor de ácido ascórbico em suco de laranja:
1. Diluir 20 mL de suco de laranja comercial com 20 mL de água destilada;
2. Separar 10 mL da solução de água e suco de laranja e acrescentar 1 mL da 
solução de amido;
3. Titular a mistura com a solução de iodo, até observar o ponto de viragem 
(quando a solução passa a ficar azulada);
4. Anotar o volume da solução de iodo utilizada, para realizar os cálculos 
posteriormente;
5. Ferver por cerca de 5 min 10 mL da solução de água e suco de laranja;
6. Acrescentar 1 mL da solução de amido a essa solução fervida;
7. Repetir os passos 3 e 4. 
Determinação do teor de ácido ascórbico em tabletes efervescentes:
• Diluir o tablete de ácido ascórbico em água destilada, de maneira a ter 0,3 mg/
mL, partindo da concentração estabelecida na bula;
• acrescentar 1 mL da solução de amido;
• Titular a mistura com a solução de iodo, até observar o ponto de viragem 
(quando a solução passa a ficar azulada);
• Anotar o volume da solução de iodo utilizada, para realizar os cálculos 
posteriormente.
5 INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS
1 Explique o que é umatitulação
2 Por que a dosagem de ácido ascórbico no suco fervido difere daquela 
realizada sem este tratamento?
3 Por que os alimentos que contém vitamina C não são vendidos em embala-
gens transparentes?
Manual de práticas da disciplina de Bioquímica 
Básica e Metabolismo
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REFERÊNCIAS
NELSON, D. L.; COX, M. M. Princípios de bioquímica de Lehninger. 6. ed. Porto 
Alegre: Artmed, 2014. 
PETKOWICZ, C. L. O. Bioquímica: aulas práticas. 7. ed. Curitiba: UFPR, 2007.
SGRILLO, K. R. P. A. Roteiros de aulas práticas de bioquímica. 2006. Disponível em: 
http://www.sgrillo.net/katia/roteiro_aulas_praticas.pdf. Acesso em: 7 jul. 2019.