RELATÓRIOS ANALISES CLÍNICAS

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FACULDADE MULTIVIX SÃO MATEUS 
BIOMEDICINA 
FUNDAMENTOS DE ANÁLISES CLÍNICAS 
 
 
 
ALINE PEREIRA SANTA ROSA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SÃO MATEUS 
2025 
 
 
FACULDADE MULTIVIX SÃO MATEUS 
BIOMEDICINA 
FUNDAMENTOS DE ANÁLISES CLÍNICAS 
 
ALINE PEREIRA SANTA ROSA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
RELTÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
SÃO MATEUS 
2025 
Trabalho apresentado à disciplina 
Fundamentos de Análises Clínicas do 
Curso de Graduação em Biomedicina da 
Faculdade MULTIVIX São Mateus, como 
requisito para avaliação processual. 
 
Prof.: Samara Pittol 
 
 
 
 
 
 
 
SUMÁRIO 
 
4 
 
 
AULA PRÁTICA 1: COLETA – MÉTODOS E TÉCNICAS 
 
1. INTRODUÇÃO 
A coleta de sangue venoso é fundamental na área da saúde, ela permite a 
análise de componentes presentes no sangue para diagnósticos, acompanhamento 
de tratamentos e verificação do estado geral da saúde dos pacientes. O sangue 
venoso, coletado geralmente das veias periféricas, apresenta propriedades 
específicas como o baixo teor de oxigênio e a presença de metabólitos e resíduos 
celulares que refletem o metabolismo corporal 
Durante a aula prática, foi realizado cada etapa do procedimento, abordando 
aspectos como uso correto dos tubos de coleta, tipos de anticoagulantes e pró-
coagulantes, além da importância de seguir a sequência correta dos tubos para evitar 
erros nas amostras. 
 
2. OBJETIVOS 
• Realizar a coleta de sangue venoso seguindo as normas de segurança 
e qualidade. 
• Compreender a função e as propriedades dos diferentes tipos de tubos 
de coleta. 
• Conhecer os principais erros que podem acontecer nas fases pré-
analíticas, analíticas e pós analíticas. 
• Aprender sobre o descarte adequado de materiais perfurocortantes e 
contaminantes. 
 
 
 
 
5 
 
3. MATERIAIS E MÉTODOS 
1. MATERIAIS 
- Álcool 70%; 
- Algodão; 
- Par de luvas de látex descartável; 
- Touca descartável; 
- Máscara descartável; 
- Seringa; 
- Agulha; 
- Sistema fechado à vácuo; 
- Escalpe; 
- Garrote; 
- Bandeja; 
- Curativo; 
- Tubos de coleta. 
 
2. MÉTODOS 
• Preparo de bandeja com materiais necessários, uso de EPI’S, uso de 
álcool para higienizar o local de punção. 
 
• Realização da punção venosa com o uso de garrote e inserção da agulha 
no local de punção, seguindo a ordem correta dos tubos. 
 
• Descarte de materiais perfurocortantes em recipiente adequado. 
 
 
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4. RESULTADOS E DISCUSSÕES 
Em primeiro momento, foi realizado uma observação nos tipos de tubos de 
coleta e suas características específicas para entender o que é necessário na escolha 
no momento da coleta. Os tubos para a coleta de sangue são estéreis e possuem 
vácuo calibrado, eles podem possuir um aditivo que acelera a coagulação do sangue 
(pró-coagulante) ou um que vai evitar o sangue ser coagulado (anticoagulante). Tubos 
que possuem pró-coagulantes, ao serem centrifugados na centrífuga, separará uma 
amostra de soro do sangue coagulado, já o tubo que possuir anticoagulantes, após a 
centrifugação será obtido uma amostra de plasma. Esse processo ocorre, pois, o 
sangue total é constituído por plasma e de elementos figurados (plaquetas, eritrócitos 
e leucócitos). Após a coleta, é importante que imediatamente seja feita a 
homogeneização dos tubos pelo procedimento de inversão. Uma inversão é contada 
após virar o tubo para baixo retorná-lo para a posição inicial. Tubos com aditivos pró-
coagulantes devem ser invertidos 5 a 8 vezes parar a homogeneização. 
Foi apresentado também a ordem específica que é necessária de se seguir 
durante o procedimento de coleta de sangue venoso, sendo essencial para evitar 
contaminação entre os diferentes tipos de aditivos presentes em cada tubo de coleta. 
Cada tubo possui um aditivo que reage no sangue de forma proposital para diferentes 
tipos de análises em laboratório e, quando essa sequência não é respeitada, há risco 
de que aditivos de um tubo migrem para o tubo subsequente, o que pode influenciar 
nos resultados. 
A ordem correta dos tubos, segundo o guia fornecido pelo complexo laboratorial 
DB Diagnósticos, seria: 
• Frascos de análises de hemocultura: destinada a amostras para 
cultura de microrganismos, deve ser o primeiro para garantir assepsia e evitar 
contaminação. São feitos exames como: cultura de bactérias, fungos e pesquisa de 
septicemia, onde identifica-se o causador de alguma patologia. 
 
 
 
7 
 
• Tubo trace (tampa branca): são livres de aditivos e desmineralizados, 
são ideais para coleta de metais pesados. São utilizados primeiro para evitar a 
contaminação de qualquer aditivo, já que é um tubo asséptico. Nele são feitos 
geralmente dosagem de Zinco, chumbo, mercúrio, entre outros. 
 
• Tubo trace com heparina (tampa azul escuro): Variação do tubo trace, 
contendo anticoagulante, necessário para exames de metais pesados, mas que 
necessitam da análise em plasma ou sangue total, na análise de traços de elemento. 
São feitos nele dosagens como de cobre, selênio, zinco eletricitário, entre outros. 
 
• Tubo de citrato de sódio (tampa azul claro): Possui anticoagulante 
com papel principal na formação do quelato de cálcio, auxilia na análise da cascata 
de coagulação dos exames necessários e na preservação. Nele são feitos exames 
que avaliam a coagulação, como tempo de protrombina (TP ou TAP), tempo de 
tromboplastina parcialmente ativada (TTPA), teste de coagulação, entre outros. 
 
• Tubo seco ou com gel separador com ativador de coágulo (tampa 
vermelha e/ou amarela): Geralmente o mais utilizado, nele há a ativação da 
formação do coágulo, facilitando a obtenção do soro, utilizado para análises 
bioquímicas e hormonais, como exame de colesterol total e frações, teste de função 
hepática (TGO e TGP), dosagem da glicose, entre outros. 
 
• Tubo de heparina (tampa verde): O aditivo age bloqueando a cascata 
de coagulação, é ideal para análises rápidas e de pacientes com tratamentos com 
anticoagulantes, utilizado pela bioquímica e para gasometria em exames de eletrólitos 
(sódio, potássio, cálcio), de cortisol, entre outros. 
 
• Tubo de EDTA (tampa roxa/lilás): Tem como função preservar a 
morfologia das células do sangue, sendo ideal no processamento do hemograma, 
auxiliando na leitura da lâmina e na hemoglobina glicada. Ele interfere nas análises 
da coagulação, sendo necessário ser coletado pós outros coagulantes. 
 
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• Tubo EDTA com gel separador (branco/roxo e amarelo): Utilizado 
quando necessário se obter amostra do plasma sem que ele seja diluído, utilizado 
normalmente em testes de biologia molecular e hematologia. 
 
• Tubo de fluoreto (cinza): Contém o aditivo que preserva a morfologia 
celular, bem como um inibidor glicolítico, mais utilizado em exames glicêmicos e 
lactatos (glicose pós-prandial, tolerância à glicose, dosagem de lactato). 
 
• Tubo de descarte: utilizado em caso de necessidade. Como no caso de 
utilização do tubo trace de heparina para coleta de metais pesados, utiliza-se um tubo 
de descarte antes de seguir para a coleta com o tubo de citrato. Ou também quando 
a coleta é feita utilizando do escalpe, onde há uma menor pressão, e o tubo de 
descarte é utilizado para regulação de pressão. É utilizado o tubo trace como tubo de 
descarte por ser livre de aditivos e desmineralizado. 
 
 
9 
 
 
Figura 1 - Tabela Ordem de tubos para coleta de sangue venoso. (disponibilizado por DB 
Diagnósticos, 2024). 
 
O tubo escolhido para a utilização da prática foi o tubo de EDTA, porém sem 
nenhuma finalidade de análise, sendo o objetivo apenas a prática de coleta de sangue. 
 
 
10 
 
Após a escolha do tubo, foi apresentado os possíveis tipos de coleta além da 
coleta de sangue venoso. Sendo a Coleta Arterial, que assim como o nome indica é 
realizada em artérias, como a artéria radial do punho, esse tipode coleta geralmente 
vem com a finalidade da análise de gases sanguíneos, já que o sangue arterial reflete 
diretamente o oxigênio e o dióxido de carbono circulantes, esse tipo de coleta exige 
técnica e cuidados especiais, devido ao maior risco de complicações, sendo feita 
majoritariamente apenas em hospitais. 
Outro tipo de coleta é a Coleta Capilar, onde se utiliza de sangue de capilares 
obtidos através de uma pequena punção na ponta do dedo, sendo ideal para exames 
que requerem pouco volume de sangue, como alguns exames rápidos e testes em 
crianças ou pessoas com acesso venoso difícil. 
A partir disso, foi apresentado os tipos de sistemas de coleta e suas 
particularidades que auxiliam individualmente cada caso no momento da coleta de 
sangue, sendo: 
• Seringa e Agulha: Onde o sangue é aspirado manualmente para dentro 
da seringa, sendo útil em pacientes com veias difíceis ou que exigem maior controle 
sobre a pressão, mas que é pouco usada por apresentar maior risco de hemólise e 
perca da amostra. 
 
• Sistema de escalpe: O escalpe possui uma agulha pequena e fina 
conectada a duas “asas” de plástico flexíveis que ajudam na precisão do manuseio, e 
um tubo de extensão que facilita a manipulação durante a coleta. É ideal para coleta 
em crianças, idosos e pacientes com veias difíceis. 
 
• Sistema a vácuo fechado: Um dispositivo permite a aspiração do 
sangue diretamente da veia, através de vácuo, usando uma agulha de duas pontas 
que se conecta diretamente ao tubo de análise, onde esses são contidos um vácuo 
parcial, que estimula o movimento do sangue da veia para o tubo, eles também podem 
ser facilmente trocados. Esse sistema possibilita uma coleta mais rápida e prática. 
 
 
11 
 
O sistema escolhido para realizar a coleta da prática foi a seringa e agulha, por 
ser mais simples de se realizar em um primeiro contato. Após a escolha, foi feito o 
primeiro passo na realização da coleta a organização da bandeja com os materiais 
necessários citados, os preparando para a coleta e vestindo os devidos EPIS, como 
luva, máscara e touca. 
Com os materiais preparados, inicia-se o preparo ao paciente. É observado o 
braço, apalpando e localizando as veias; ao se sentir preparado, foi garroteado o braço 
do paciente, lembrado do máximo de tempo de 60 segundos, pedindo para abrir e 
fechar a mão para inchar veia enquanto já se higienizava o local que será perfurado 
com algodão e álcool ou em uma direção só, ou em espiral para fora. Feito isso, é 
pego a agulha com a seringa em posição de pinça com os dedos e inserido na veia 
do paciente de modo perpendicular com a veia, assim que for inserida, o sangue 
subirá e essa é a hora de soltar o garrote fazer a sucção manualmente com a seringa, 
coletando a quantidade desejada, finalizando posicionando e pressionando um 
algodão antes em seguida de retirar a agulha do braço do paciente. Pediu-se ao 
paciente segurar e pressionar o algodão enquanto é pego e aberto o tubo para passar 
a amostra de sangue da seringa para o mesmo, fechando e fazendo a 
homogeneização por inversão do tubo (5 vezes), em seguida coloca-se o curativo no 
paciente. 
Após isso, trava-se a agulha com a trava de segurança e a descarta juntamente 
da seringa em um descarpack, as luvas também serão descartadas em um lixo para 
materiais infectados. 
 
 
12 
 
 
Figura 2 – Bancada com materiais para coleta. Algodão, seringa, agulha, tubos e descarpack. 
 
 
Figura 3 – Material coletado em tubo EDTA. 
 
13 
 
1. DESCARTES 
No laboratório de análises clínicas o descarte dos materiais segue normas 
obrigatórias para garantir a segurança de todas as pessoas eu circulam pelo 
ambiente. Cada tipo de resíduo tem uma forma correta de ser descartado, com 
categorias e mesmo embalagens adequadas. 
 
Tabela 1 – Grupos de descarte de material biológico e descrições. (Fim do Lixo, 2021) 
 
• Descarte de resíduos biológicos ou infectantes (grupo A): Inclui 
materiais com algum tipo de contaminações por substância biológica, como sangue e 
fluidos, são materiais como luvas, algodão, gaze, papeis e resíduos similares, que são 
etiquetados e descartados em sacos plásticos geralmente da cor branca ou vermelha, 
assim sendo encaminhados para tratamento de resíduos biológicos para eliminação 
segura. 
 
• Descarte de resíduos com risco químico (grupo B): Envolve 
reagentes laboratoriais, solventes e produtos químicos. Devem ser armazenados e 
etiquetados propriamente para serem descartados, são levados por empresas 
especializadas e, resíduos químicos, juntamente a um formulário de 
acompanhamento de resíduos. 
 
 
 
 
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• Descarte de rejeitos radioativos (grupo C): Substâncias possuintes de 
radioatividade em níveis significativos de risco à saúde humana e do meio ambiente. 
Devem ser identificados com o símbolo de substância radioativa. São armazenados 
em locais com barreiras de proteção até que a radioatividade diminua a níveis seguros 
(decaimento radioativo) para descarte, seguindo as normas obrigatórias. 
 
 
Figura 4 – Armazenamento de forma segura de rejeitos radioativos. (Comissão Nacional de Energia 
Nuclear, 2022) 
 
• Descarte de lixo comum (grupo D): Materiais não contaminados, como 
embalagens, papéis e resíduos similares onde não houve contato com material 
biológico ou químico. É descartado em recipientes comuns identificados como lixo 
comum e destinado ao lixo urbano, podendo ser reciclado quando possível. 
 
• Descarte de material perfurocortantes (grupo E): Materiais como 
agulhas, lâminas, vidros quebrados, escalpes, entre outros. Devem ser descartados 
em recipientes rígidos e resistentes a perfurações, que são sinalizados com o símbolo 
de risco biológico e descrição de “perfurocortantes”, conhecido como “caixas para 
perfurocortantes”, ou pelo nome de fábrica “descarpack”. 
 
 
 
15 
 
 
Figura 5 – Coletor para material perfurocortante 13L Descarpack (AFFIAR) 
 
5. ACIDENTES COM PERFUROCORTANTES EM LABORATÓRIO 
Acidentes com perfurocortantes, sejam agulhas, lâminas, escalpes, entre 
outros, representam um risco significativo em relação a contaminação por agentes 
infecciosos, já que o paciente em que foi manuseado o perfurocortante pode ser 
portador de alguma patologia. Nesse caso, é fundamental seguir o protocolo 
específico para minimizar os riscos e garantir a segurança, tanto do profissional de 
saúde tanto como das demais pessoas que circulam pelo ambiente de risco. Esse 
procedimento seguido é chamado POP (Procedimento Operacional Padrão), que 
detalha as etapas e medidas necessárias. 
1. PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO (POP) 
O POP é um documento que descreve o passo a passo de um processo, 
garantindo que qualquer pessoa consiga realizá-lo sem grandes problemas. 
Trata-se de um roteiro padronizado com o objetivo de diminuir os desvios 
de execução, organizar o uso do ambiente/espaço e as atividades a serem 
realizadas, bem como promover o cuidado e a segurança na execução de 
atividades, preservando a integridade do servidor ou usuário do 
ambiente/espaço. (NUNES, A; 2019; p. 1) 
 
 
16 
 
2. MEDIDAS A ADOTAR EM CASO DE ACIDENTE 
Segundo o MS (Ministério de Saúde), em caso de acidentes com 
perfurocortantes em laboratórios, as orientações a seguir devem ser seguidas para 
minimizar o risco de contaminação e garantir a segurança do profissional: 
• Interromper imediatamente a atividade e realizar os primeiros socorros. 
• Lavar o local do ferimento com água e sabão, sem esfregar ou apertar o 
local, para evitar danos adicionais ao tecido e a dispersão de contaminantes. No caso 
de mucosas (olhos, boca), lavar abundantemente com água ou solução fisiológica. 
• Notificar o incidente ao responsável ou supervisor imediato e registrar o 
acidente no formulário de notificação de acidentes da instituição. Esse registro ajuda 
na avaliação de riscos e na prevenção de acidentes futuros. 
• Procurar o serviço desaúde ocupacional para avaliação do risco de 
exposição a patógenos, como HIV, hepatite B e C. O profissional será orientado a 
fazer exames de triagem e, se necessário, iniciar a profilaxia pós-exposição (PPE) 
para reduzir o risco de infecção. 
• Realizar o acompanhamento médico conforme orientação, que pode 
incluir exames periódicos para monitoramento, especialmente em casos de exposição 
a patógenos com longo período de incubação. 
6. ERROS NAS FASES PRÉ-ANALÍTICAS, ANALÍTICAS E PÓS ANALÍTICAS 
1. FASE PRÉ-ANALÍTICA 
A fase pré-analítica abrange todos os procedimentos anteriores à análise da 
amostra, incluindo coleta, armazenamento e transporte. Os principais erros nessa fase 
incluem: 
• Identificação incorreta do paciente: pode levar ao registro de 
resultados errados no prontuário de outra pessoa. 
• Coleta inadequada da amostra: como uso incorreto da ordem dos 
tubos ou volume insuficiente, o que pode afetar os parâmetros analisados. 
• Condições inadequadas de transporte e armazenamento: como 
exposição a temperaturas incorretas ou tempos excessivos de espera, 
comprometendo a estabilidade da amostra. 
17 
 
2. FASE ANALÍTICA 
A fase analítica inclui os procedimentos e testes realizados diretamente nas 
amostras. Os erros analíticos podem ocorrer por falhas nos equipamentos ou 
reagentes, e incluem: 
• Calibração inadequada dos equipamentos: resulta em valores 
incorretos, prejudicando a confiabilidade dos resultados. 
• Reagentes vencidos ou contaminados: podem alterar a reatividade e 
afetar os resultados. 
• Erro técnico: uso incorreto de técnicas ou métodos, como pipetagem 
errada, que pode distorcer os resultados. 
 
3. FASE PÓS ANALITICA 
A fase pós-analítica envolve o registro, interpretação e liberação dos resultados. 
Erros comuns nesta fase incluem: 
• Registro incorreto dos resultados: transfere informações erradas ao 
prontuário do paciente, causando diagnósticos equivocados. 
• Atraso na liberação dos resultados: pode comprometer o tratamento, 
especialmente em emergências. 
• Interpretação incorreta dos dados: pode ocorrer quando os resultados 
são comunicados sem as devidas observações ou informações adicionais. 
 
 
 
 
 
 
18 
 
7. CONCLUSÃO 
A prática de coleta de sangue e o estudo das etapas e procedimentos 
envolvidos evidenciam a importância de uma metodologia rigorosa em cada fase do 
processo laboratorial. Desde a preparação e escolha adequada dos tubos e 
anticoagulantes até a correta identificação e armazenamento das amostras, cada 
etapa impacta diretamente a precisão dos resultados. 
A ordem correta dos tubos de coleta, os cuidados com os materiais 
perfurocortantes e a compreensão dos tipos de descarte em laboratórios são 
procedimentos indispensáveis para a segurança do paciente e dos profissionais de 
saúde. Além disso, o conhecimento dos tipos de erro nas fases pré-analítica, analítica 
e pós-analítica destaca a importância de boas práticas laboratoriais para evitar 
inconsistências e assegurar a qualidade dos resultados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
AULA PRÁTICA 2: DETERMINAÇÃO DE PH E SOLUÇÃO TAMPÃO 
1. INTRODUÇÃO 
O pH é um índice que indica acidez, neutralidade ou alcalinidade de uma 
substância, é utilizada escalas de pH e pOH para medir níveis de acidez e alcalinidade 
das soluções, que medem os teores dos íons H+ e OH- livres por volume da solução. 
Um tampão é uma mistura de um ácido fraco e sua base conjugada ou uma 
base fraca e seu ácido conjugado, que resiste a variações no pH decorrentes da 
diluição ou da adição de ácidos ou bases. Os químicos usam as soluções tampão para 
manter o pH de soluções em níveis predeterminados relativamente constantes. 
Esta aula prática tem como objetivo esclarecer o funcionamento de uma 
solução tampão e demonstrar sua resistência ao pH. 
 
2. OBJETIVOS 
• Determinar o pH de diferentes soluções. 
• Demonstrar o efeito tampão na resistência da variação de pH. 
 
3. MATERIAIS E MÉTODOS 
3.1. MATERIAIS 
- Becker 100ml; 
- Balão volumétrico 100ml; 
- Pipetas Pasteur descartáveis; 
- Ácido acético; 
- Acetato de sódio; 
- NaOH (sódio) 0,1 M (mol/L); 
- HCl (ácido clorídrico) 0,1 M (mol/L); 
- Indicador Universal; 
- 4 Tubos Falcon. 
 
 
20 
 
3.2. MÉTODOS 
Foi utilizada a seguinte fórmula para determinação de quantidade de 
substância: 
 
 
 
 
• M= Massa do soluto; 
• PM= Peso molar; 
• V= Volume. 
 
Também foi utilizado a fórmula para conversão de gramas para mililitros: 
 
 
 
 
4. PROCEDIMENTO 
➢ Em primeiro modo, foi preparado a solução com o par de um ácido fraco 
(ácido acético) e uma base conjugada (acetato de sódio) onde foi feito o cálculo para 
determinar a quantidade necessária para o preparo da solução tampão. Após 
quantidade determinada, foi dosado e diluído com água destilada o ácido acético e, 
pesado e diluído em água destilada o acetato de sódio, ambos separados em um 
balão volumétrico e completados com água, em seguida misturados ao mesmo tempo 
em um becker. 
➢ Preparou-se uma bateria de 4 tubos Falcon e numerou-se de 1 a 4, 
adicionando em cada 2 gotas do indicador universal a cada tubo. 
➢ Aos tubos 1 e 3 foram adicionados 5ml de água destilada. 
➢ Aos tubos 2 e 4 foi adicionado 5ml da solução tampão pH 5. 
 
M (mol/L)= m1 (g) 
 PM (g/mol) . V (L) 
 
D= g 
 ml 
21 
 
➢ Adicionou 4 gotas de NaOH 0,1 M ao tubo 1 e 1 gota ao tubo 2. 
Observou-se. 
➢ Adicionou-se ao tubo 3, 4 gotas de HCl 0,1 M e 1 gota ao tubo 4. 
Observou-se. 
 
5. RESULTADOS E DISCUSSÕES 
O resultado da fórmula aplicada no ácido acético foi: 
 
 
 
 
 
 
 
 
O resultado da fórmula aplicada no acetato de sódio foi: 
 
 
 
 
 
 
 
Esses resultados foram usados para medir quantidade de substância que seria 
usado para confeccionar a solução tampão. 
[0,1] mol/L= m1(g) 
 60,05 g/mol . 0,1L 
 
m1(g)= [0,1] mol/L . 60,05 g/mol . o,1 L 
 
m1(g)= (0,1 . 60,05 . 0,1) g 
 
m1(g)= 0,6005 g = 0,6 ml 
 1 g/ml 
 
[0,1] mol/L= m1(g) 
 82,03 g/mol . 0,1 L 
 
m1(g)= [0,1] mol/L . 82,03 g/mol . 0,1 L 
 
m1(g)= 0,8203 g 
22 
 
 
 
Foi preparado uma bateria de 4 tubos Falcon e foi adicionado gotas do 
indicador universal. Foi adicionado água destilada nos tubos 1 e 3 e solução tampão 
+ água destilada nos tubos 2 e 4. Adicionou base aos tubos 1 e 2. Adicionou ácido aos 
tubos 3 e 4. Nos tubos 2 e 4 foi adicionado gota a gota até que se obteve a coloração 
dos tubos 1 e 3. 
• Pela adição de base 
 
Foram necessárias + 3 gotas de NaOH 0,1 mol/L no tubo 2 para obter a mesma 
coloração do tubo 1. 
 
• Pela adição de ácido 
 
 
Ambos os tubos apresentaram coloração transparente. 
 
 
TUBO 1 
ÁGUA DESTILADA 
pH= 6,0 
 
+ 4 gotas de NaOH 0,1 mol/L 
 
TUBO 2 
TAMPÃO 
pH= 7,0 
 
+ 1 gota de NaOH 0,1 mol/L 
 
TUBO 3 
ÁGUA DESTILADA 
pH= 6,0 
 
+ 4 gotas de HCl 0,1 mol/L 
 
TUBO 4 
TAMPÃO 
pH= 7,0 
 
+ 1 gota de HCl 0,1 mol/L 
23 
 
 
Figura 6 – Resultado dos tubos. 
 
 
Figura 7 – Resultado do tubo 2 adicionando mais gotas de NaOH. 
 
 
24 
 
6. CONCLUSÃO 
A partir dos resultados obtidos, é possível concluir que o pH é alterado na 
presença de concentração de uma base ou um ácido. Em um sistema biológico, essas 
alterações são prejudiciais, para que ocorra um equilíbrio ácido – base o organismo 
recorre a soluções tampão que regulam a acidez e alcalinidade desse sistema. Com 
o experimento foi possível observar que soluções tamponadas apresentam uma 
pequena variação de pH quando a essas são adicionadas ácidos ou bases. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
25 
 
AULA PRÁTICA 3 – CROMATOGRAFIA EM PAPEL 
1. INTRODUÇÃO 
Cromatografia é um processo físico de separação, no qual os componentes a 
serem separados distribuem-se em duas fases: fase estacionáriae fase móvel. A fase 
estacionária pode ser um sólido ou um líquido disposto sobre um suporte sólido com 
grande área superficial. A fase móvel, que pode ser gasosa, líquida ou ainda um fluido 
supercrítico, passa sobre a fase estacionária, arrastando consigo os diversos 
componentes da mistura. (PERES, T. B., 2002) 
A técnica da cromatografia funciona graças ao fato de as moléculas possuírem 
uma propriedade chamada polaridade em comum e tenderem a se atrair mutualmente. 
Uma molécula polar é aquela que possui uma região rica em elétrons e uma outra 
região que é pobre em elétrons. Estas regiões às vezes são representadas sendo 
negativamente e positivamente carregadas, respectivamente. Moléculas polares são 
unidas por forças de atração entre cargas opostas de moléculas diferentes. Quando 
não há essa diferença de eletronegatividade entre os átomos, então a molécula será 
apolar. 
Existem quatro tipos principais de cromatografia: cromatografia em papel, 
cromatografia de camada fina, cromatografia gasosa e cromatografia líquida de alta 
eficiência. A seleção do tipo de cromatografia adequada depende dos 
materiais a serem isolados e, frequentemente, diversos métodos cromatográficos 
podem ser usados sequencialmente para que seja obtido um composto na forma pura. 
(PERES, T. B., 2002) 
. 
 
 
 
 
 
 
 
26 
 
 
2. OBJETIVOS 
• Compreender o estudo de cromatografia em papel. 
• Compreender os princípios de moléculas apolares e polares. 
• Compreender a diferença de solubilidade entre os componentes nas fases 
móvel (solvente) e estacionária (papel). 
 
3. MATERIAIS E MÉTODOS 
3.1. MATERIAIS 
- Becker 250 ml (2); 
- Papel sulfite; 
- Luva de látex; 
-Canetas hidrocolor; 
- Hexona Pa; 
- Álcool metílico. 
 
3.2. METÓDOS 
Fórmula: 
 
 
 
 
• Rf= Razão de frente do solvente, 
• C= Distância percorrida da origem ao final da mancha. 
• S= Distância percorrida pelo solvente da origem à linha superior. 
 
Rf= C 
 S 
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4. PROCEDIMENTO 
➢ Primeiramente foi cortado as folhas de papel sulfite em 10x8cm com 
tesoura, logo após mediu-se 1 centímetro da margem de 10cm da folha e a demarcou 
com uma linha de lápis. 
➢ Escolheu-se 3 cores das canetas hidrocolor: amarelo, azul e rosa. Com 
as mesmas, foram feitas três bolas de tamanhos e distâncias consideráveis acima da 
linha feita à lápis que foi demarcada anteriormente. Foram feitas duas unidades. 
➢ Nos beckers, foram adicionados os solventes, que são substâncias 
capazes de dissolver outras substâncias. em ambos os becker. Em um, foi adicionado 
um pouco menos de 1cm de Hexona, em outro, foi adicionado o Álcool Metílico na 
mesma quantidade. 
➢ Dobrou-se o papel de modo com que ficasse em formato de cone e 
grampeou. 
➢ Foi colocado um papel em cada becker, com os pontos de caneta 
hidrocolor viradas para o solvente, imediatamente tampando-os com luvas de látex. 
Aguardou-se e observou-se. 
5. RESULTADOS E DISCUSSÕES 
Em primeiro momento foi possível fazer duas observações. O becker onde 
havia o solvente de hexona estava totalmente igual ao início. Por sua vez, o becker 
onde havia o solvente de ácido metílico foi possível visualizar manchas do pigmento 
da caneta de hidrocor que subiam. 
 
 
Figura 8 – Resultado do papel após adicionados aos solventes de ácido metílico e hexona, 
respectivamente. 
28 
 
Esse resultado se deve ao fato da polaridade dos solventes em relação ao 
papel e o composto das canetas hidrocolor que, por sua vez, apresentam uma 
composição a base de água e álcool. A água e o álcool possuem características 
polares, enquanto o hexano é completamente apolar, assim o único capaz de fazer a 
diluição dos compostos da caneta hidrocolor seria o ácido metílico. 
O ácido metílico foi absorvido pelo papel, “subindo” e arrastando consigo o 
pigmento da caneta hidrocolor, formando esse padrão arrastado conforme mostrado 
na Figura 8. 
Após os resultados, foi calculado a distância de cada elemento e aplicado o 
cálculo. 
 
Figura 9 – Medidas em cm da distância percorrida das manchas e do solvente. 
 
 
 
 
ROSA 
Rf= 4 
 8 
Rf= 0,5 
 
AZUL 
Rf= 5 
 8 
Rf= 0,625 
AMARELO 
Rf= 2 
 8 
Rf= 0,25 
29 
 
6. CONCLUSÃO 
Essa prática permitiu observar como as diferenças de polaridade influenciam a 
separação dos componentes de uma mistura. Utilizando canetas hidrocolor como 
fonte de pigmentos, aplicamos solventes de diferentes polaridades (hexano e ácido 
metílico) para verificar o comportamento dos compostos no papel, que é um material 
polar. 
Os resultados mostraram que o ácido metílico, sendo um solvente polar, 
interagiu melhor com o papel e com os componentes polares dos pigmentos, 
promovendo a separação de substâncias também polares. Já o hexano, que é apolar, 
interagiu preferencialmente com as partes apolares dos pigmentos, causando uma 
separação diferenciada dos compostos. 
Com isso, foi possível concluir que a afinidade dos compostos com o solvente 
e o papel depende da polaridade, confirmando que substâncias polares tendem a se 
dissolver em solventes polares, enquanto substâncias apolares são melhor 
dissolvidas por solventes apolares. Essa prática evidenciou o princípio de "semelhante 
dissolve semelhante" e reforçou a importância da escolha de solventes apropriados 
para a separação eficiente dos componentes em técnicas de cromatografia. 
Essa técnica pode ser usada em diversos contextos laboratoriais. É 
especialmente útil para análises rápidas e qualitativas, como em testes de pureza de 
substâncias, separação de pigmentos em amostras vegetais ou alimentares, e até na 
identificação preliminar de compostos em misturas complexas. Em laboratórios de 
ensino, a técnica serve para introduzir conceitos de polaridade e afinidade química, 
enquanto em laboratórios de pesquisa e controle de qualidade, ela pode ser aplicada 
como uma primeira etapa antes de técnicas mais sofisticadas de análise 
cromatográfica. 
 
 
 
 
 
30 
 
AULA PRÁTICA 4 – ESPECTROFOTOMETRIA 
1. INTRODUÇÃO 
Nesta aula foi estudado um método frequentemente utilizado e de fundamental 
importância para laboratórios na realização de análises quantitativas e qualitativas de 
substâncias dentro de uma solução; o método de espectrofotometria. A 
espectrofotometria está baseada na emissão de raios de luz que passa pela solução 
causando uma interferência por parte das partículas dissolvidas, essas podem 
absorver ou transmitir parte do espectro. A medição dessa absorção ou transmissão 
tem como resultado a absorbância da solução, sendo que a solução mais concentrada 
terá uma maior absorbância, permitindo uma menor passagem de raios de luz; 
enquanto a solução menos concentrada terá uma menor absorbância, deixando 
passar uma maior quantidade de raios luminosos. 
 
2. OBJETIVO 
O principal objetivo do experimento é compreender, através da medição da 
absorbância de soluções coloridas com um espectrofotômetro, como ocorre a 
absorbância, bem como avaliar a eficiência desse instrumento na análise de 
substâncias. 
 
3. MATERIAIS E MÉTODOS 
3.1. MATERIAIS 
- Água destilada; 
- Permanganato de potássio (diluído em 1x, 2x, 4x, 8x e 16x); 
- Espectrofotômetro; 
- Cubetas de plástico 
- Pipeta de 1000ml e ponteira; 
- Beckers. 
 
31 
 
4. PROCEDIMENTO 
O espectrofotômetro foi um dia antes calibrado devidamente e as substâncias 
também foram preparadas e separadas no mesmo momento. Foi diluído com água 
destilada o permanganato de potássio em 1x, 2x, 4x, 8x e 16x, todos separados em 
um becker e adicionados com uma pipeta as cubetas, uma delas sendo preenchida 
por água destilada para calibração do espectrofotômetro. 
Foi feita a medida da absorbância de cada diluição do permanganato de 
potássio sob diferentes comprimentos de onda, sendo eles 400nm, 500nm, 530nm, 
600nm e 650nm. 
 
Figura 10 – Espectrofotômetro. 
 
 
Figura 11 – Cubetascom Permanganato de Potássio diluído em 16x, 8x, 4x, 2x e 1x, 
respectivamente. 
32 
 
5. RESULTADOS E DISCUSSÕES 
Os valores obtidos foram representados na seguinte tabela: 
 400nm 500nm 530nm 540nm 600nm 650mn 
16x 0,074 0,109 0,030 0,051 0,032 0,057 
8x 0,045 0,130 0,009 0,033 0,055 0,052 
4x 0,103 0,302 0,026 0,002 0,045 0,044 
2x 0,245 0,651 0,086 0,047 0,006 0,044 
1x 0,590 1,469 0,264 0,202 0,075 0,010 
 
À análise da tabela, é possível perceber que os valores obtidos não são os 
esperados do normal por apresentar uma variação fora do padrão. Isso pode ter 
ocorrido pelo fato de o experimento ter sido preparado um dia antes da aula prática, 
onde pode ter ocorrido a degradação da substância pelo seu tempo de preparo ter 
sido extenso, a solução ficou parada. Também pode ter sido afetado pelo número de 
pessoas no qual foi manuseado durante a aula, ocasionando em manchas pela 
cubeta. Todos esses fatores são possíveis pelo fato de o espectrofotômetro ser 
ultrassensível, podendo detectar e quantificar pequenas mudanças na concentração 
de uma substância, especialmente em faixas de concentração baixas, justamente 
onde houve interferência nos resultados obtidos. 
Um resultado satisfatório poderia ser encontrado como na tabela abaixo: 
 
• Os valores aumentam proporcionalmente com a concentração, seguindo 
a relação linear da lei de Beer-Lambert. 
 400nm 500nm 530nm 540nm 600nm 650mn 
16x 0,05 0,08 0,10 0,12 0,07 0,04 
8x 0,10 0,16 0,21 0,25 0,14 0,08 
4x 0,20 0,32 0,42 0,50 0,28 0,16 
2x 0,40 0,64 0,84 1,00 0,56 0,32 
1x 0,80 1,28 1,68 2,00 1,12 0,64 
33 
 
• Os comprimentos de onda variam de acordo com o perfil de absorção, e 
picos de maior absorbância são observados na faixa de 530nm e 540nm, indicando 
que nesses comprimentos de onda a substância absorve mais luz. 
 
6. CONCLUSÃO 
A prática com o espectrofotômetro demonstrou a importância da técnica para 
análise de substâncias em diferentes concentrações e comprimentos de onda, 
evidenciando a relação entre diluição e absorbância conforme previsto pela lei de 
Beer-Lambert. No entanto, interferências observadas durante o experimento 
causaram variações nas leituras, indicando a sensibilidade do espectrofotômetro a 
fatores externos e reforçando a necessidade de controle rigoroso das condições 
experimentais, como calibração e preparo adequado das amostras. 
Apesar dessas interferências, conseguimos realizar a análise com sucesso e 
identificar e ajustar as fontes de erro, o que permitiu a obtenção de resultados 
consistentes para as diferentes diluições. Isso destaca tanto a sensibilidade do 
equipamento quanto a importância de práticas cuidadosas para garantir resultados 
confiáveis em análises espectrofotométricas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
34 
 
1. REFERENCIAS 
1.1. AULA PRÁTICA 1 – COLETA 
[1] Edson Pedroza dos Santos Junior1, R. R. A. M. B. A. T. F. de A. R. A. A. de A. 
(2014). Acidente de trabalho com material perfurocortante envolvendo profissionais e 
estudantes da área da saúde em hospital de referência. 
[2] Yiju, P., & Liu, T. (n.d.). Como coletar uma amostra de sangue venoso. 
https://www.msdmanuals.com/pt/profissional/medicina-de-cuidados-críticos/como-
fazer-procedimentos-vasculares-periféricos/como-coletar-uma-… 
[3] Adagmar Andriolo, Áurea Lacerda Cançado, Ismar Venâncio Barbosa, Luisane 
Maria Falci Vieira, Maria Elizabete Mendes, Nairo Massakazu Sumita, Patricia 
Romano, Rita de Cássia Castro, & Ulysses Moraes Oliveira. (2010). Recomendações 
da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica Medicina Laboratorial para COLETA DE 
SANGUE VENOSO. 
[4] SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIA CLÍNICA/MEDICINA 
LABORATORIAL. Fatores pré-analíticos e interferentes em ensaios laboratoriais. 
1.ed.-Barueri [SP]: Manole, 2018. 464 p.: il.; 24 cm 
[5] SOCIEDADE BRASILEIRA DEPATOLOGIACLÍNICA/MEDICINA LABORATORIAL. 
Recomendações da Sociedade Brasileira de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial 
para coleta de sangue venoso. 2. ed. Barueri, SP: Minha Editora, 2010. 
[6] BUSH, V., COHEN, R. The Evolution of Evacuated Blood Collection Tubes. 
LabNotes: a newsletter from BD Diagnostics -Preanalytical Systems, Volume 19, No.1, 
2009. 
1.2. AULA PRÁTICA 2 – DETERMINAÇÃO DO PH E SOLUÇÃO TAMPÃO 
[1] HARRIS, C. D, et al. Análise química quantitativa. Tradução por: 
José Alberto Portela Bonapace e Oswaldo Esteves Barcia. 6ª. Ed. Rio 
de Janeiro: LTC, 2005. 
[2] SKOOG, I, et al. Fundamentos de química analítica. Tradução por: 
Marco Grassi. 8ª. Ed. São Paulo: Cengage Learning, 2009. 
https://www.msdmanuals.com/pt/profissional/medicina-de-cuidados-críticos/como-fazer-procedimentos-vasculares-periféricos/como-coletar-uma-…
https://www.msdmanuals.com/pt/profissional/medicina-de-cuidados-críticos/como-fazer-procedimentos-vasculares-periféricos/como-coletar-uma-…
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1.3. AULA PRÁTICA 3 – CROMATOGRAFIA EM PAPEL 
[1] EWING, Galen W. Métodos instrumentais de análise química. Ed. 
daUniversidade de São Paulo, 1982. 2v ilust. 
[2] PERES, T. P.; Palestra, Noções básicas de cromatografia, Centro 
depesquisas e desenvolvimento de proteção Ambiental – Instituto Biológico, v.64, n° 
2, p. 227 - 229, jul/ dez, São - Paulo SP, 2002. 
[3] STROBEL, Howard A.; Chemical Instrumentation: A SystematicApproach. 2a 
edição. Addison – Wesley Publishing company, 1973 
[4] VOGEL; MENDHAM, J.; DENNEY, C. R.; BARNES, J. D.; THOMASM. 
Análise Química Quantitativa. 6a edição, Editora S.A. Rio de Janeiro, 2002. 
 
1.4. AULA PRÁTICA 4 – ESPECTOFOTOMETRIA 
[1] HENEINE, Ibrahim Felippe. Biofísica Básica. São Paulo: Atheneu, 1993. 
[2] LEHNINGHER, Albert L.; NELSON, David L.; COX, Michael M.. Princípios de 
Bioquímica de Lehninger. 2. ed. São Paulo: Sarvier, 1995 
[3]