Relatório de aula pratica Toxicologia

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RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CURSO: Ciências Biológicas Bacharelado 
DISCIPLINA: Toxicologia 
NOME DO ALUNO: Alessandra de Mizio Pimenta R.A: 2224391 
POLO: Tatuapé DATA: 27/05/02025 
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INTRODUÇÃO 
A toxicologia é a ciência que estuda os efeitos adversos de substâncias químicas 
nos organismos vivos, bem como os mecanismos pelos quais essas substâncias 
interagem com os sistemas biológicos (CLODFELTER, 2020). Como disciplina 
fundamental no campo das Ciências Biológicas, a toxicologia proporciona 
conhecimentos essenciais para a compreensão das interações entre compostos 
tóxicos e os organismos, com ênfase na avaliação de riscos e na proteção da 
saúde humana e ambiental. 
A realização de aulas práticas em toxicologia tem como objetivo consolidar os 
conteúdos teóricos abordados em sala de aula, permitindo ao estudante 
vivenciar os métodos de análise toxicológica, identificar agentes tóxicos e 
compreender suas vias de exposição, mecanismos de ação, efeitos biológicos e 
possíveis antídotos (HODGE; STERNER, 1949). 
Além disso, o desenvolvimento de atividades experimentais possibilita a 
familiarização com técnicas laboratoriais específicas, como testes de toxicidade 
aguda e crônica, bioensaios e interpretação de resultados, contribuindo para a 
formação crítica e ética do futuro biólogo (HAYES, 2014). Dessa forma, a prática 
desenvolvida nesta aula visa aplicar os conceitos fundamentais da toxicologia, 
promovendo uma melhor compreensão dos efeitos tóxicos de substâncias 
químicas em organismos modelos. 
 
AULA 1 – ROTEIRO 1 
TITULO - Toxicidade de metais em soluções aquosas 
Durante nossos estudos em Toxicologia, aprendemos como substâncias 
químicas presentes no ambiente podem afetar profundamente os organismos 
vivos, especialmente em ambientes aquáticos. Dentre essas substâncias, os 
metais pesados como chumbo, cádmio, mercúrio e arsênio chamam atenção por 
sua toxicidade mesmo em pequenas concentrações, além de sua capacidade de 
se acumular nos organismos ao longo do tempo, causando sérios danos à saúde 
e ao equilíbrio ecológico (DI GIULIO; HINTON, 2008). 
Nesta aula prática, tivemos a oportunidade de observar mais de perto esses 
efeitos, utilizando como ferramenta de análise o teste com Allium cepa, mais 
conhecida como cebola. A escolha da cebola como organismo-teste não é nova: 
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desde 1938, quando Levan passou a utilizá-la para observar os efeitos da 
colchicina nas células, esse vegetal tem sido amplamente usado em pesquisas 
toxicológicas devido ao rápido crescimento de suas raízes e à facilidade de 
visualizar seus cromossomos em divisão celular (FISKESJÖ, 1985). 
Além disso, o teste com Allium cepa já foi aplicado em diversas situações 
ambientais. Um exemplo marcante é o estudo de Fiskesjö (1975), que utilizou 
bulbos de cebola para avaliar a toxicidade da água do rio Brään, na Suécia, 
percebendo que o crescimento das raízes era afetado pela presença de 
substâncias tóxicas dissolvidas na água. 
A prática que realizamos teve como foco justamente isso: verificar como 
diferentes metais pesados, quando dissolvidos em solução aquosa, afetam o 
desenvolvimento das raízes da cebola. A atividade foi essencial para que 
pudéssemos relacionar a teoria com a prática, além de refletir sobre os riscos 
que essas substâncias oferecem ao meio ambiente e à saúde pública. 
 
Objetivo 
O principal objetivo desta aula prática foi avaliar como diferentes concentrações 
de íons metálicos, dissolvidos em soluções aquosas, influenciam o crescimento 
das raízes de cebolas (Allium cepa). Para isso, utilizamos oito bulbos de cebola, 
que foram submetidos a diferentes soluções contendo metais pesados em 
concentrações crescentes. 
 
Materiais por grupo 
� Solução de sulfato de cobre (400 mg/L) – 1 litro 
� Balança 
� Espátula 
� Proveta de 1 L 
� Béquer de 250 mL 
� Bastão de vidro 
� 08 copos plásticos pequenos descartáveis 
� 08 cebolas pequenas 
� 1 caixa de palitos de dentes 
� 2 pipetas graduadas de 10 e 25 mL 
� 2 provetas 
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Parte experimental 
� Pesar 0,4 g de sulfato de cobre e dissolver em 1 litro de água (400 mg/L). 
� Preparar as seguintes soluções para colocar nos copos de plástico: 
1. Apenas água 
2. 1,4 mL de sulfato de cobre 
3. 3,0 mL de sulfato de cobre 
4. 6,0 mL de sulfato de cobre 
5. 12,0 mL de sulfato de cobre 
6. 25 mL de sulfato de cobre 
7. 50 mL de sulfato de cobre 
Completar com água para um volume final de 200 mL. 
8. 200 mL de sulfato de cobre (100 mg/L) 
� Numerar 16 copos de 1 a 16 (o experimento será feito em duplicata). 
� Encher os copos com as soluções até a borda. 
� Colocar em cada copo uma cebola, de modo que somente a região radicular 
fique em contato com as soluções. 
� Utilizar palitos de dentes como suporte para os bulbos da cebola. 
� Após sete dias, retirar as cebolas das soluções e, com uma régua, medir o 
comprimento médio das raízes. 
 
 
Imagem 1: Preparativos do experimento – Foto de autoria própria registrada no laboratório Unip Tatuapé 
 
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Imagem 2 – Cebolas em contato com a solução preparada - Foto de autoria própria registrada no 
laboratório Unip Tatuapé 
 
A ideia era observar e medir o desenvolvimento das raízes ao longo do 
experimento, analisando se havia inibição ou alteração no crescimento radicular 
conforme a concentração dos íons metálicos aumentava. No entanto, o 
experimento não apresentou o resultado esperado: o crescimento das raízes foi 
muito limitado ou praticamente inexistente em todos os bulbos, inclusive no 
grupo controle, o que impossibilitou a comparação entre os diferentes 
tratamentos. 
Apesar disso, a prática foi importante para entendermos na prática os desafios 
dos experimentos biológicos e a importância do controle de variáveis, como 
qualidade da água, temperatura, iluminação e tempo de exposição. Mesmo sem 
os dados esperados, a atividade contribuiu para reforçar os conceitos sobre 
toxicidade, bioensaios e o uso da cebola como organismo-teste em análises 
ambientais. 
Conclusão 
O fato de as raízes das cebolas não terem crescido adequadamente, mesmo no 
grupo controle, nos mostrou na prática como diversos fatores podem interferir 
nos resultados de um bioensaio, como qualidade da água, condições de 
armazenamento dos bulbos, temperatura ambiente e até o tempo de exposição. 
Além de nos aproximar da realidade dos testes toxicológicos, essa atividade 
também reforçou a importância de planejamento, observação criteriosa e 
paciência no trabalho de campo e de laboratório. Em ciência, nem sempre os 
experimentos saem como o previsto e aprender com esses momentos também 
faz parte do processo. 
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Por fim, foi possível compreender melhor o uso da cebola como organismo-teste 
na avaliação de substâncias tóxicas no ambiente, assim como os princípios 
básicos por trás da toxicologia ambiental. A prática, mesmo com falhas nos 
resultados, despertou questionamentos importantes e reforçou a importância de 
testes simples, porém eficazes, na detecção de contaminantes em ecossistemas 
aquáticos. 
 
AULA 1 – ROTEIRO 2 
TITULO: Toxicidade de metais em soluções aquosas – parte II 
Objetivo 
 Analisar os resultados do experimento. 
Como nosso experimento não atingiu o resultado esperado, foi nos apresentado, 
pela professora, o resultado de uma outra experiência. 
Solução Conc. CuSO4 Comp. Raiz Inibição do Crescimento % 
1 0,0 5,0 0% 
2 1,4 3,2 36,00% 
3 3,0 2,8 12,50% 
4 6,0 2,0 28,57% 
5 12,0 1,5 25,00% 
6 25,0 1,3 13,33% 
7 50,0 0,5 61,54% 
8 180,0 0,3 40,00% 
 
Imagem 3 -Tabela apresentada em aula 
 
 
AULA 1 – ROTEIRO 3 
TITULO: Identificação de aflatoxina por CCD 
As aflatoxinas é uma substância natural que pode representar riscos sérios à 
saúde humana. Produzidas principalmente por fungos do gênero Aspergillus, 
especialmente A. flavus e A. parasiticus, essas micotoxinas têm sido 
amplamenteestudadas por seu potencial carcinogênico, mutagênico e 
hepatotóxico (SCUSSEL, 2004). 
A contaminação por aflatoxinas é mais comum em grãos, amendoins, castanhas 
e outros alimentos armazenados em condições inadequadas de umidade e 
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temperatura. Por isso, a identificação precoce e precisa dessas toxinas é 
fundamental para a saúde pública e para a segurança alimentar (BREGOLI et 
al., 2009). 
Nesta prática, realizamos a identificação de aflatoxinas por meio da 
cromatografia em camada delgada (CCD), uma técnica simples, rápida e 
bastante útil no rastreamento inicial de compostos tóxicos em amostras 
alimentares. A CCD se baseia na separação dos componentes de uma mistura 
sobre uma fase estacionária (normalmente uma placa de sílica) utilizando uma 
fase móvel apropriada. A visualização das aflatoxinas sob luz UV facilita sua 
detecção, visto que essas substâncias apresentam fluorescência característica 
(SILVA; MACHADO, 2012). 
 
Objetivo 
Identificação por CCD com extração por solventes orgânicos de micotoxinas 
(aflatoxinas B1, B2, G1 e G2) presentes em alimentos, sementes, grãos ou 
rações. 
• Amostra 
Amendoim cru. 
• Reagentes e soluções Metanol; solução de cloreto de potássio 4%; 
clorofórmio; solução de sulfato de cobre 10%; sistemas solventes; 
clorofórmio:acetona (9:1). 
Técnica 
1. Extração: pesar 50 g de amendoim em um Erlenmeyer de 500 mL. Deixar 
em béquer ou Erlenmeyer por 3 dias, com um pouco de umidade. 
Adicionar 270 mL de metanol e 30 mL de solução de cloreto de potássio 
4%. Agitar mecanicamente por 30 minutos. Filtrar em papel de filtro (obs.: 
a quantidade mencionada é suficiente para toda a turma e não para cada 
grupo). 
2. Purificação do extrato: em um béquer de 500 mL do extrato filtrado na 
fase anterior, adicionar 150 mL da solução de sulfato de cobre 10%. Agitar 
a mistura com bastão de vidro e filtrar através de papel de filtro. 
3. Extração líquido-líquido: em um funil de separação de 500 mL, transferir 
150 mL do filtrado anterior. Adicionar 150 mL de água e extrair 3 vezes 
(por 2 minutos) com 20 mL de clorofórmio. Juntar os extratos 
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clorofórmicos e evaporar à secura no rotavapor ou em chapa de 
aquecimento na capela. Lavar a parede do frasco do rotavapor ou béquer 
(no caso de evaporação na chapa de aquecimento) com clorofórmio e 
transferir o lavado para o balão volumétrico de 5 mL. Conservar em 
geladeira, envolto em papel-alumínio. 
4. CCD: ressuspender o extrato com etanol/éter (aproximadamente 0,5 mL) 
e aplicar em cromatoplaca. Colocar a cromatoplaca em cuba de 
desenvolvimento contendo o sistema solvente clorofórmio-acetona (9:1). 
Após o desenvolvimento das placas (10 cm), retirá-las das cubas e deixá-
las à temperatura ambiente para a completa evaporação do solvente. 
 
Interpretação 
Observar a presença da aflatoxina, quando exposta ao transluminador de UV. 
 
Materiais Quantidades 
Cloreto de potássio 2g 
Clorofórmio 100mL 
Metanol 300mL 
 
Equipamentos Quantidades 
Balão volumétrico de 25 mL 1 
Bastão de vidro 2 
Béquer de 500 mL 1 
Cubeta para leitura no espectrofotômetro 1 
Erlenmeyer de 500 mL 1 
Espectrofotômetro para a região do UV 1 
Funil de separação de 500 mL 1 
Papel de filtro 2 
Placas cromatográficas de sílica gel 
(0,25 mm de espessura) 
1 
Rotavapor 1 
Tubo de ensaio 2 
Papel-alumínio 
8 
 
 
Imagem 4 - Detecção de Aflatoxinas B₁ e G₁ em Sementes de Amendoim / Fonte: Zucchi, M. I. et al. 
(2007). Controle Biológico de Fungos Aflatoxigênicos. ResearchGate. 
 
Esta imagem apresenta uma placa de CCD sob luz ultravioleta, mostrando 
manchas fluorescentes correspondentes às aflatoxinas B₁ e G₁. O experimento 
envolveu o tratamento de sementes de amendoim com a linhagem Streptomyces 
sp. ASBV-1, evidenciando a eficácia do controle biológico na redução da 
produção dessas micotoxinas. 
 
Resultados e Discussão 
Durante a aula prática, realizamos a identificação de possíveis aflatoxinas 
presentes em uma amostra de amendoim cru utilizando a técnica de 
Cromatografia em Camada Delgada (CCD). Seguindo os procedimentos 
previamente estabelecidos, realizamos a extração dos compostos com metanol 
e solução de cloreto de potássio a 4%, seguida da purificação com sulfato de 
cobre a 10% e posterior extração líquido-líquido com clorofórmio. Após a 
evaporação dos extratos, ressuspendemos os resíduos com etanol/éter e 
aplicamos os extratos em placas cromatográficas de sílica gel, que foram 
desenvolvidas em sistema solvente clorofórmio-acetona (9:1). 
Após o desenvolvimento, observamos as placas sob luz ultravioleta (UV) 
utilizando um transluminador. Sob a incidência da luz UV, foi possível identificar 
a presença de manchas fluorescentes características das aflatoxinas, 
9 
 
especialmente nas regiões onde normalmente migrariam as aflatoxinas do tipo 
B1 e G1, com fluorescência azulada e esverdeada, respectivamente, indicando 
que, de fato, a amostra analisada apresentava contaminação por micotoxinas. 
Apesar de não termos utilizado padrões comerciais de aflatoxinas para comparar 
com precisão os valores de Rf (fator de retenção), a fluorescência e a posição 
das manchas observadas foram compatíveis com o comportamento típico 
dessas substâncias, conforme descrito na literatura (SCUSSEL, 2004; SILVA; 
MACHADO, 2012). Isso nos permitiu concluir, com base na evidência visual, que 
a amostra analisada estava contaminada com pelo menos dois tipos de 
aflatoxina. 
 
AULA 2 - ROTEIRO 1 
TITULO - Introdução à espectrofotometria e à Lei de Beer-Lambert 
Detectar e quantificar substâncias químicas no ambiente e nos organismos. Na 
aula de hoje utilizamos a técnica que espectrometria, uma técnica fundamental 
em análises toxicológicas e ambientais, que permite medir a quantidade de luz 
absorvida por uma solução e, com isso, determinar sua concentração (SKOOG; 
WEST; HOLLER, 2014). 
A base dessa técnica está na chamada Lei de Beer-Lambert, que explica que 
existe uma relação direta entre a quantidade de luz absorvida por uma 
substância e a sua concentração na solução, desde que outros fatores como o 
comprimento do caminho óptico e o tipo de luz (comprimento de onda) sejam 
mantidos constantes (HARRIS, 2010). 
Na prática, trabalhamos com soluções de diferentes concentrações e utilizamos 
o espectrofotômetro para medir a absorbância de cada uma delas. Conseguimos 
visualizar na prática como pequenas variações na concentração já afetam os 
resultados. 
Essa atividade nos ajudou a compreender melhor como a espectrofotometria é 
aplicada em análises toxicológicas, especialmente para detectar substâncias 
químicas potencialmente perigosas em amostras de água, alimentos ou tecidos 
biológicos. Além disso, reforçou a importância da precisão e do cuidado em cada 
etapa do processo analítico. 
 
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Objetivo 
Aprender os princípios da técnica e a sua utilização. 
 
Materiais por grupo 
� Espectrofotômetro 
� 2 cubetas 
� Solução de alaranjado de metila (4,0 mg/L) – 200mL 
� Pipetas graduadas 
 
Parte experimental 
Parte I: Varredura em espectrofotômetro. 
1. Ajustar o comprimento de onda no aparelho para = 415 nm. 
2. Adicionar água destilada à cubeta de quartzo tomando cuidado para que o 
volume adicionado permita a passagem da amostra do feixe de luz emitido no 
interior do aparelho. 
3. Limpar a cubeta com papel-absorvente. 
4. Zerar o aparelho. 
5. Adicionar à solução de alaranjado de metila (4,0 mg/L). 
6. Anotar o valor de absorbância indicado no aparelho. 
7. Ajustar novo comprimento de onda no aparelho e repetir os itens 2 a 6. 
8.Completar a tabela com os valores de absorbância obtidos em cada 
comprimento de onda ajustado no aparelho. 
 
 
Imagem 5 – Equipamento utilizado em experimento (1) Cubetas, (2) espectrômetro, (3) calibração 
Fonte: Fotos registradas por alunos Unip Tatuapé em laboratório 
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Nesta aula, realizamos uma varredura espectrofotométricapara entender como 
a absorbância do alaranjado de metila varia em diferentes comprimentos de onda. 
Começamos ajustando o espectrofotômetro para 415 nm e utilizamos água 
destilada como branco, sempre tomando cuidado para limpar bem a cubeta 
antes de colocá-la no aparelho. 
Após zerar o equipamento, medimos a absorbância da solução de alaranjado de 
metila a 4,0 mg/L. Repetimos o procedimento ajustando novos comprimentos de 
onda, seguindo sempre os mesmos passos: zerar com água, medir com a 
solução e anotar os valores. 
Essa atividade foi importante para entendermos como identificar o pico de 
absorção de uma substância e como isso influencia diretamente na escolha do 
comprimento de onda ideal para futuras análises toxicológicas. 
 
 
Imagem 6 – Tabela de absorbância preenchido durante experimento em aula 
9. Obter o pico de absorbância para análise de solução de alaranjado de metila 
por espectrofotometria. 
(nm) Abs 
415 0,243 
445 0,325 
460 0,356 
490 0,294 Pico 
520 0,115 
535 0,049 
 
Imagem 7 – Tabela com a obtenção do pico de absorbância preenchido durante experimento em aula 
 
Parte II: Construção de curva de calibração para análise em espectrofotômetro. 
1. Nomear seis tubos de ensaio, cinco deles como: 1, 2, 3, 4 e 5 e um como B. 
2. Seguir a tabela a seguir para preencher os tubos de 1 a 5 e o tubo B. Calcular 
a concentração das soluções. 
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3. Ajustar o comprimento de onda no aparelho para o comprimento de onda 
determinado na Parte I. 
4. Adicionar à solução do tubo B à cubeta de quartzo. 
5. Limpar a cubeta com papel-absorvente. 
6. Zerar o aparelho. 
7. Adicionar à solução do tubo 1 à cubeta de quartzo. 
8. Anotar o valor de absorbância indicado no aparelho. 
9. Repetir o procedimento com os demais tubos. 
10. Completar a tabela com os valores de absorbância obtidos em cada 
comprimento de onda ajustado no aparelho. 
11. Montar a curva de calibração Absorbância x Concentração. 
Nesta etapa da aula, aprendemos como construir uma curva de calibração 
usando o espectrofotômetro 
Começamos nomeando seis tubos de ensaio: cinco deles (1 a 5) com diferentes 
concentrações da solução de alaranjado de metila e um tubo adicional, nomeado 
como B, contendo apenas o branco (geralmente água destilada). Preenchemos 
cada tubo conforme indicado na tabela fornecida em aula e, com base nas 
proporções utilizadas, calculamos as concentrações finais das soluções. 
Em seguida, ajustamos o espectrofotômetro para o comprimento de onda ideal, 
que havia sido determinado na parte anterior da prática (durante a varredura 
espectrofotométrica). Com a cubeta de quartzo limpa, adicionamos a solução do 
tubo B e zeramos o aparelho. 
Depois disso, medimos a absorbância das soluções dos tubos de 1 a 5, sempre 
limpando bem a cubeta e anotando cuidadosamente os valores obtidos. Ao final, 
reunimos todos os dados em uma tabela e montamos a curva de calibração, 
relacionando a absorbância com a concentração de cada solução. 
A curva gerada serve como referência para análises futuras, permitindo que, a 
partir da medição da absorbância de uma amostra desconhecida, seja possível 
estimar sua concentração com precisão. 
 
 
 
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Amostra AM (mL) H2O (mL) C (mg/L) Abs 
B --- 5,0 --- --- 
1 1,0 4,0 0,8 0,071 
2 2,0 3,0 1,6 0,136 
3 3,0 2,0 2,4 0,197 
4 4,0 1,0 3,2 0,304 
5 5,0 --- 4,0 0,363 
 
Imagem 8 – Tabela de curva de calibração 
 
Parte III: Determinação da concentração de uma solução de alaranjado de metila. 
1. Ajustar o comprimento de onda no aparelho para o comprimento de onda 
determinado na Parte I. 
2. Adicionar água destilada à cubeta. 
3. Limpar a cubeta com papel-absorvente. 
4. Zerar o aparelho. 
5. Adicionar à solução de alaranjado de metila de concentração desconhecida 
na cubeta de quartzo. 
6. Anotar o valor de absorbância indicada no aparelho. 
7. Utilizando a equação de reta (obtida na Parte II), determinar a concentração 
de alaranjado de metila na amostra desconhecida. 
Parte III – Determinação da Concentração de uma Solução Desconhecida 
Nesta última parte da aula prática, utilizamos a curva de calibração construída 
anteriormente para estimar a concentração de uma solução de alaranjado de 
metila de concentração desconhecida. 
 
Com o espectrofotômetro ajustado para o comprimento de onda determinado na 
Parte I (pico de absorção do corante), iniciamos o procedimento: colocamos 
água destilada na cubeta, limpamos bem com papel absorvente e zeramos o 
aparelho. Em seguida, substituímos a água pela solução desconhecida e 
registramos a absorbância, que foi de 0,250. 
 
Para calcular a concentração correspondente, utilizamos a equação da reta 
obtida na Parte II: 
 
 
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Y = 0,094x - 0,0114 
 
Onde: 
 
Y é a absorbância, 
 
x é a concentração da amostra (mg/L). 
 
Substituindo o valor da absorbância na equação: 
0,213 = 0,094x - 0,0114 
 
Resolvendo para x: 
 
x = (0,213 + 0,0114) / 0,094 ≈ 2,40 mg/L 
 
Assim, a concentração estimada da solução desconhecida foi de 
aproximadamente 2,40 mg/L. Esse resultado confirma como a 
espectrofotometria, combinada com uma curva de calibração bem construída, 
pode ser uma ferramenta bastante eficiente na análise quantitativa de 
substâncias em soluções. 
 
Conclusão 
A aula prática foi essencial para compreender, na prática, os conceitos de 
espectrofotometria e a aplicação da Lei de Beer-Lambert, além de reforçar a 
importância da construção de uma curva de calibração para análises 
quantitativas. Durante os procedimentos, conseguimos observar como a 
absorbância de uma solução varia conforme a concentração do soluto, o que 
permitiu traçar uma curva precisa e utilizar sua equação para determinar a 
concentração de uma amostra desconhecida. 
Apesar de alguns desafios no manuseio do equipamento e na limpeza das 
cubetas, foi possível obter resultados coerentes, com uma boa relação linear 
entre os dados. A concentração estimada da solução desconhecida de 
alaranjado de metila foi de aproximadamente 2,40 mg/L, valor que reforça a 
eficiência do método quando bem conduzido. 
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De forma geral, a atividade foi bastante produtiva, pois nos permitiu aplicar 
conhecimentos teóricos em uma situação prática, reforçando a importância da 
espectrofotometria como ferramenta fundamental em análises toxicológicas e 
ambientais. 
 
AULA 2 - ROTEIRO 2 
TITULO: Determinação da Carboxihemoglobinemia 
Durante esta aula prática, tivemos a oportunidade de aprofundar nossos 
conhecimentos sobre os efeitos tóxicos do monóxido de carbono (CO) no 
organismo humano, por meio da determinação da carboxiemoglobinemia, que 
é a presença de carboxiemoglobina (COHb) no sangue. Essa condição ocorre 
quando o CO se liga à hemoglobina com afinidade cerca de 200 a 250 vezes 
maior do que o oxigênio, formando a COHb e, assim, prejudicando o transporte 
de oxigênio pelo corpo (NAJJAR, 1990). 
O monóxido de carbono é um gás tóxico, incolor e inodoro, proveniente 
principalmente da queima incompleta de combustíveis fósseis. Em ambientes 
mal ventilados, sua concentração pode aumentar silenciosamente, colocando 
em risco a vida de pessoas e animais. A exposição ao CO pode causar desde 
sintomas leves, como tontura e náusea, até situações graves, como hipóxia 
cerebral e morte (KLAASSEN, 2013). 
A determinação laboratorial da carboxiemoglobina é fundamental tanto no 
diagnóstico de intoxicações quanto no acompanhamento de trabalhadores 
expostos a ambientes com risco de inalação de CO, como motoristas, bombeiros 
e profissionais da indústria (MEDEIROS et al., 2005). A técnica empregada nesta 
prática baseou-se em análises espectrofotométricas, que permitem estimar a 
concentração de COHb a partir das diferenças de absorção entre hemoglobina 
oxigenada e carboxilada. 
Essa prática foi essencial para compreendermos a importância de exames 
laboratoriais no contexto da toxicologia ocupacional e ambiental,além de 
reforçar nossa familiaridade com métodos analíticos e normas de segurança 
biológica. 
 
 
 
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OBJETIVO 
Determinar os níveis de carboxihemoglobina de amostras biológicas para 
verificar se estão dentro dos limites máximos permitidos. 
 
AMOSTRA 
Sangue. Deve ser colhido no final da jornada de trabalho em vacutainer 
heparinizado econservado a 4 °C por, no máximo, uma semana. Para os 
fumantes devem ser colhidas duasamostras, antes e após a jornada de trabalho. 
 
REAGENTES E SOLUÇÕES 
Sol. Tampão pH = 6,85: KH2PO4 (fosfato monobásico de potássio)/K2HPO4 
(fostato dibásico de potássio) 0,1 M. 
Sol. Hemolisante: diluir o tampão com água de 1:10. Preparar semanalmente. 
Sol Diluente: dissolver 25 mg de hidrossulfito de sódio em 20 mL de sol. 
Tampão. 
 
Preparar antes do uso. 
 
TÉCNICA 
1. Em tubo de ensaio com tampa, colocar 0,1 mL de sangue (amostra) e 12 mL 
De solução hemolisante. Agitar, deixar em repouso por 10 minutos. 
2. Diluir 0,2 mL do hemolizado com 2,3 mL de solução diluente. Tampar. 
3. Deixar a temperatura ambiente por 10 minutos. Ler a absorbâncias a 420 e 
432 nm, usando como branco a solução diluente. 
 
CÁLCULO DA CARBOXIEMOGLOBINA 
_COHb = 1-(AR.F1) __x 100 
 AR (F2-F1)-F3+1 
 
SENDO: AR = Abs.420 
 Abs.432 
 F1 = Abs.Hb432 
 Abs.Hb 420 
 
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 F2 = Abs. HbCO 432 
 Abs. HbCO 420 
 
 F3 = Abs. HbCO 420 
 Abs. Hb 420 
 
EM QUE: 
 
AR= A 420/ A 432 
F1= A Hb red 432 / A Hbred 420 (1,3330) 
F2= A HbCO 432 / A Hb red 420 (0,4787) 
F3= A HbCO 420 / A Hb red 432 (1,9939) 
 
INTERPRETAÇÃO 
O Índice Biológico Permitido (IBMP) é de 3,5% e o Valor de Referência (VR) é 
valor de nitrito presente na amostra, usando 
a curva padrão previamente estabelecida. 
 
22 
 
Resultados Esperados 
Ao final do experimento, espera-se determinar com precisão a concentração de 
nitrito presente na amostra de salsicha analisada, a partir da comparação com a 
curva padrão construída com soluções conhecidas de nitrito de sódio. A leitura 
espectrofotométrica em 474 nm, após a reação com o reagente cromogênico e 
incubação em banho-maria, deve gerar uma absorbância proporcional à 
concentração de nitrito na amostra. 
A legislação brasileira, conforme o Ministério da Agricultura (BRASIL, 1999), 
estabelece que o limite máximo permitido de nitrito em produtos cárneos como 
a salsicha é de 150 mg/kg. Portanto, espera-se que o valor obtido esteja dentro 
desse intervalo, garantindo a segurança do alimento para o consumo humano. 
Além disso, a aplicação dos processos de desproteinização e filtragem é 
essencial para remover interferências da matriz alimentar e garantir a precisão 
da leitura. Caso os resultados indiquem níveis acima do permitido, isso 
representaria um risco potencial à saúde, dado que o excesso de nitrito pode 
formar compostos carcinogênicos, como as nitrosaminas (MIRANDA et al., 2000). 
 
OBSERVAÇÕES GERAIS 
O roteiro apresentado dentro do AVA estava diferente do roteiro apresentado pela 
professora em sala de aula, por esse motivo a uma divergência na relação das 
aulas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
23 
 
Referências 
DI GIULIO, R. T.; HINTON, D. E. (ed.). The toxicology of fishes. Boca Raton: CRC 
Press, 2008. 
FATIMA, R. A. et al. Toxicity of heavy metals in aquatic environment: a review. 
Toxicological & Environmental Chemistry, v. 91, n. 4, p. 605–622, 2009. 
FISKESJÖ, G. Environmental monitoring with plant test systems. Uppsala: 
University of Uppsala, 1975. 
FISKESJÖ, G. The Allium test as a standard in environmental monitoring. 
Hereditas, v. 102, n. 1, p. 99–112, 1985. 
FRANCO, B. D. G. M.; LANDGRAF, M. Microbiologia dos alimentos. 2. ed. São 
Paulo: Atheneu, 2008. 
HARRIS, D. C. Análise química quantitativa. 8. ed. Rio de Janeiro: LTC, 2010. 
KLAASSEN, C. D. Toxicologia básica de Casarett & Doull. 8. ed. Porto Alegre: 
AMGH, 2013. 
MEDEIROS, A. M. et al. Intoxicação por monóxido de carbono: revisão e 
aspectos clínicos. Revista Brasileira de Toxicologia, v. 18, n. 2, p. 85–91, 2005. 
MOREIRA, S. A.; PINTO, M. F.; ROSA, M. A. Determinação de nitrito em 
produtos cárneos. Revista de Ciências Farmacêuticas Básica e Aplicada, v. 35, 
n. 4, p. 519–525, 2014. 
NAJJAR, M. F. Toxicology of carbon monoxide. Journal of Toxicology: Clinical 
Toxicology, v. 28, n. 1, p. 1–13, 1990. 
SCUSSEL, V. M. Micotoxinas em alimentos: controle de qualidade e prevenção 
de riscos à saúde. Segurança Alimentar e Nutricional, v. 11, n. 1, p. 25–34, 2004. 
SILVA, D. O.; MACHADO, R. A. Cromatografia em camada delgada aplicada à 
identificação de aflatoxinas. Revista Brasileira de Análises Clínicas, v. 44, n. 1, p. 
49–54, 2012. 
SKOOG, D. A.; WEST, D. M.; HOLLER, F. J. Fundamentos de química analítica. 
9. ed. São Paulo: Cengage Learning, 2014.