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Tradução:
Ana Lucia Peixoto de Freitas
Professora Adjunta do Departamento de Análises da Faculdade de Farmácia da 
Universidade Federal do Rio Grande do Sul (UFRGS)
Mestre em Microbiologia pela Universidade Federal de Ciências da Saúde de Porto Alegre (UFCSPA)
Doutora em Ciências Médicas pela UFRGS
Beatriz A. Rosário
Graduada em Farmácia Industrial pela Universidade Federal do Rio de Janeiro (UFRJ)
Ex-professora Substituta de Controle de Qualidade da Faculdade de Farmácia da UFRJ
Joiza Lins Camargo
Chefe da Unidade de Bioquímica e Imunoensaios do Serviço de Patologia Clínica do 
Hospital de Clínicas de Porto Alegre (HCPA)
Mestre em Bioquímica Clínica pela Universidade de Londres
Doutora em Ciências Médicas: Endocrinologia pela UFRGS
Simone Martins de Castro
Professora Adjunta do Departamento de Análises da Faculdade de Farmácia da UFRGS
Farmacêutica-Bioquímica Responsável Técnica do Laboratório de Referência em 
Triagem Neonatal do RS – HMIPV – PMPA 
Mestre em Farmacologia pela Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP)
Doutora em Ciências Biológicas (Bioquímica) pela UFRGS
E82t Estridge, Barbara H. 
 Técnicas básicas de laboratório clínico [recurso eletrônico] / 
 Barbara H. Estridge, Anna P. Reynolds ; tradução: Ana Lucia 
 Peixoto de Freitas ... [et al.] ; revisão técnica: Afonso Luis 
 Barth, Suzane Silbert. – 5. ed. – Dados eletrônicos. – Porto 
 Alegre : Artmed, 2011.
 Editado também como livro impresso em 2011.
 ISBN 978-85-363-2536-1
 1. Farmacologia. 2. Laboratório farmacêutico. I. Reynolds, 
 Anna P. II. Título.
CDU 615.12
Catalogação na publicação: Ana Paula M. Magnus – CRB-10/Prov-009/10
731LIÇÃO 8-2 Coleta e Processamento de Amostras para Exame Parasitológico
INTRODUÇÃO
Apesar de laboratórios pequenos normalmente não executarem 
o exame microscópico para parasitas, os técnicos precisam for-
necer aos pacientes instruções para coleta de amostras e devem 
processá-las antes de enviá-las para um laboratório de referên-
cia. A compreensão básica dos ciclos de vida dos parasitas é 
importante para assegurar que o espécime mais apropriado 
seja obtido, aumentando as chances de detecção. Os dois testes 
mais comuns do laboratório de parasitologia são o pedido de 
exame de fezes para ovos e parasitas (O & P) e de exame de 
sangue para parasitas da malária. O teste O & P requer uma 
amostra fecal e o esfregaço para malária requer uma amostra 
fresca de sangue.
Esta lição descreve a coleta e o processamento rotineiro de 
amostras para detectar parasitas intestinais e o procedimento 
para detecção de Enterobius. A Lição 8-3 descreve os procedi-
mentos para preparar exames diretos e esfregaços de fezes para 
coloração, como também técnicas de concentração fecal. O pro-
cedimento para preparar e corar esfregaços de sangue para detec-
ção de parasitas do sangue é descrito na Lição 8-4.
TIPOS DE AMOSTRAS PARA EXAME 
PARASITOLÓGICO
Amostras fecais (fezes)
A amostra fecal é examinada quando há suspeita de infecção por 
parasitas intestinais. Helmintos, amebas e outros protozoários 
intestinais podem ser identificados durante o exame microscópi-
co de amostras fecais por exame direto, corado ou concentrado. 
Amostras fecais também são usadas para testes imunológicos de 
detecção de antígenos de Giardia, Cryptosporidium e Entamoe-
ba histolytica.
Amostras de sangue
O sangue é examinado quando há suspeita de infecção por pa-
rasitas do sangue, como o da malária, filiariose ou certos tripa-
nossomas. São preparados esfregaços corados ou exames diretos 
do sangue. O sangue para pesquisa de malária deve ser coletado 
a intervalos cronometrados. A coleta de sangue e preparação de 
esfregaços sanguíneos para exame para parasitas é descrita deta-
lhadamente na Lição 8-4.
Amostras para testes imunológicos
Mesmo sendo desenvolvidos testes imunológicos para vários pa-
rasitas, apenas alguns têm uso difundido. Kits comerciais para de-
tectar e diferenciar doenças diarreicas parasitárias causadas por 
Cryptosporidium, Giardia ou Entamoeba histolytica são usados 
por muitos laboratórios. As amostras frescas são centrifugadas e 
filtradas para uso nos kits. Os antígenos do parasita no material 
filtrado, se presentes, são detectados usando um teste imunoenzi-
mático colorimétrico rápido, que contém anticorpos contra antí-
genos específicos de parasitas.
Também podem ser usados testes imunológicos para de-
tectar a presença de anticorpos contra o parasita no soro pa-
ciente, como no teste para Toxoplasma. Se houver suspeita de 
infecção aguda, são feitos testes pareados do soro (amostras 
coletadas com 2 a 3 semanas de intervalo) para detectar a pre-
sença de IgM e IgG ou para um título crescente de anticorpos. 
A toxoplasmose é discutida em Tópicos Atuais, mais adiante 
nesta lição.
Outras amostras
Amostras distintas de sangue ou fezes podem ser testadas ou exa-
minadas para parasitas. O tipo de amostra requerida depende do 
organismo suspeito, com base nos sintomas e na história médica 
do paciente. Por exemplo:
 ■ escarro é examinado para Paragonimus;
 ■ secreção vaginal é examinada para Trichomonas;
 ■ tecido, normalmente processado ou corado pelo laboratório 
de histologia, é examinado quando há suspeita de Trichi-
nella, Toxoplasma ou outros parasitas de tecido.
Exemplos de organismos que podem ser encontrados em 
amostras não fecais estão listados na Tabela 8-7.
COLETA E PROCESSAMENTO DE 
AMOSTRAS FECAIS
Precauções de segurança
Existem vários perigos potenciais du-
rante a coleta e o processamento de 
amostras para exame parasitológico. 
Eles incluem a possível exposição a cistos, oocistos, ovos ou lar-
vas, formas infecciosas de parasitas em amostras de fezes, bem 
como exposição a patógenos não parasitas que estejam presen-
tes nas fezes e fluidos biológicos. Os técnicos devem usar as pre-
cauções-padrão e as práticas de segurança em microbiologia. As 
precauções-padrão devem ser usadas até mesmo com material 
preservado (fixado), pois algumas formas do parasita permane-
cem viáveis mesmo semanas após a fixação.
As boas práticas de segurança incluem, mas não se limitam, a 
uso de roupa protetora resistente a fluidos e luvas, uso de cabine 
 
TABELA 8-7 Exemplos de organismos encontrados em 
amostras não fecais
TIPO DE AMOSTRA ORGANISMOS POSSÍVEIS
Escarro Paragonimus, Ascaris
Sangue Plasmodium, Babesia, Trypanosoma
Líquido cerebrospinal Amoebae, Toxoplasma, Trypanosoma
Fígado Amoebae, Leishmania, Schistosoma
Urina Trichomonas, Schistosoma
Músculo Trichinella
Aspirado duodenal Giardia, Isospora
Secreção vaginal Trichomonas
732 UNIDADE 8 Parasitologia Básica
T Ó P I C O S AT U A I S
TOXOPLASMOSE
Uma das infecções humanas mais comuns em todo o 
mundo é a toxoplasmose, causada pelo protozoário uni-
celular Toxoplasma gondii. Nos Estados Unidos, mais de 
20% da população (mais de 60 milhões de pessoas) apre-
senta teste positivo para anticorpos contra Toxoplasma. 
As duas formas infecciosas de Toxoplasma são oocistos e 
cistos de tecido.
Ciclo de vida e epidemiologia
Os hospedeiros definitivos do Toxoplasma gondii são os 
gatos domésticos e selvagens. Os humanos e muitas outras 
espécies animais são hospedeiros intermediários. Os gatos 
são infectados pela ingestão de cistos de T. gondii presen-
tes em carnes animais ou pela ingestão de oocistos. Após 
a ingestão, os parasitas libertados dos cistos de tecido ou 
oocistos invadem as células epiteliais do intestino delgado 
do gato, se replicam e formam oocistos, que são excreta-
dos nas fezes. De 1 a 5 dias após a excreção, o oocisto, es-
porula (evolui para a fase infecciosa). Esses oocistos são 
resistentes a desinfetantes, congelamento e dessecação e 
permanecem viáveis por meses no ambiente, mas são des-
truídos por aquecimento a 70°C durante 10 minutos.
Humanos e outros animais são infectados ingerindo 
oocistos viáveis ou cistos de tecido. Isso pode acontecer 
por intermédio da:
 ■ ingestão acidental de oocistos viáveis pelas mãos ou 
alimento contaminado comfezes de gato (como, por 
exemplo, tocar a mão na boca depois de limpar uma 
caixa de lixo, jardinagem ou após tocar qualquer ob-
jeto que tenha tido contato com fezes de gato);
 ■ ingestão ou toque das mãos na boca após o manu-
seio de carne crua ou mal cozida, especialmente 
carne de porco, cordeiro ou veado. Esse método de 
transmissão é calculado pelo Departamento de Agri-
cultura norte-americano como responsável por 50% 
de casos norte-americanos, e também é aceito como 
importante causa de morte por organismos relacio-
nados a alimentos;
 ■ ingestão de água contaminada com Toxoplasma;
 ■ transmissão transplacentária;
 ■ transplante de órgão ou transfusão de sangue de do-
ador infectado (ocorrência rara).
Uma vez que a forma infecciosa é ingerida por um 
hospedeiro intermediário, os parasitas libertados (cha-
mados trofozoítas) invadem os tecidos e formam cistos 
de tecido – em geral, no tecido musculoesquelético, no 
músculo cardíaco ou no cérebro – onde podem perma-
necer por toda a vida do hospedeiro. Nos cistos de te-
cido dormentes, os parasitas são chamados bradizoítos. 
No indivíduo saudável, os cistos de tecido normalmente 
ocorrem em pequeno número e são mantidos dormentes 
pelo sistema imune. A microfotografia eletrônica mostra 
um cisto de toxoplasma em tecido corado com a técnica 
de anticorpo fluorescente.
Sintomas clínicos e complicações
Os sintomas de toxoplasmose variam conforme a saúde 
e a capacidade imunológica do indivíduo. Na população 
saudável, a toxoplasmose costuma ser benigna. A maioria 
das pessoas tem poucos sintomas, e algumas podem nem 
mesmo saber que têm a infecção. Outras sentem sintomas 
semelhantes a uma gripe moderada, com dores muscula-
res e linfonodos inchados.
Para indivíduos imunocomprometidos e mulheres 
grávidas, a infecção por Toxoplasma pode causar compli-
cações graves. Em HIV/AIDS, quimioterapia ou pacientes 
transplantados, a toxoplasmose podem causar dano no cé-
rebro, nos olhos e em outros órgãos. Reativação de infec-
ção anterior pode ocorrer quando o sistema imunológico 
se tornar incapaz de manter a infecção dormente e os cis-
tos de tecido romperem, libertando os parasitas. Nos Esta-
dos Unidos, desenvolvem-se complicações como doença 
disseminada ou toxoplasmose encefálica, a infecção neu-
rológica mais grave frequente entre pessoas com AIDS.
A toxoplasmose congênita pode ocorrer em crian-
ças nascidas de mulheres que foram infectadas durante a 
gravidez (ou logo antes). Muitas crianças com toxoplas-
mose congênita nascem com graves lesões oculares ou 
cerebrais, incluindo hidrocefalia. A gravidade das com-
plicações pode ser reduzida pelo rápido diagnóstico e tra-
tamento da mãe. As crianças também podem nascer com 
infecção subclínica e permanecer assintomáticas até sua 
adolescência, quando a toxoplasmose ocular se desenvol-
ve, causando uma condição chamada retinocoroidite.
Cisto de Toxoplasma corado com corante fluorescente mostrando 
numerosos cistos parasitários em forma de banana. (Foto cortesia 
de C. A. Sundermann, Auburn University, AL.)
733LIÇÃO 8-2 Coleta e Processamento de Amostras para Exame Parasitológico
de segurança biológica, descontaminação frequente da superfície 
de trabalho, lavagem das mãos antes de vestir e depois de remover 
as luvas e descarte de todos os objetos afiados em recipiente para 
materiais perfurocortantes.
As amostras devem ser processadas em uma capela de exaus-
tão, para evitar a inalação de vapores de conservantes e minimizar 
odores desagradáveis. Todas as amostras e os materiais proces-
sados devem ser descartados da mesma maneira que espécimes 
bacterianos ou contaminados.
Avaliação da qualidade
As amostras devem ser colhidas e processadas 
de acordo com os procedimentos estabelecidos 
pelo laboratório. O momento de coleta é essen-
cial para alguns testes, como esfregaços de sangue para malária e 
teste de Enterobius.
 ■ As amostras devem ser coletadas antes da administração de 
medicamentos antiparasitários aos pacientes.
 ■ Amostras fecais não devem ser coletados nos sete dias pos-
teriores à administração de antiácidos, óleo mineral, bário, 
bismuto ou determinados medicamentos antidiarreicos, ou 
três semanas após certos agentes antimicrobianos e corantes.
 ■ As amostras devem ser processadas o mais rapidamente pos-
sível após a coleta, para assegurar que a morfologia do para-
sita seja mantida.
 ■ O exame microscópico de amostras não fixadas deve ser exe-
cutado entre 30 minutos a 1 hora após a coleta, para aumen-
tar a possibilidade de encontrar formas móveis.
Coleta da amostra
As amostras fecais devem ser coletadas em um recipiente de boca 
larga, limpo, seco, com tampa bem-ajustada e à prova de vaza-
mento. As amostras podem ser coletadas em uma comadre e de-
pois transferidas ao recipiente, mas não devem ser contaminadas 
com urina ou água. Os pacientes devem esperar uma semana 
depois de ingerir medicamento antidiarréico, compostos de con-
traste (bário) ou óleos laxantes antes da coleta de amostras fecais 
para exame de parasitas.
O recipiente com a amostra deve ser etiquetado com o nome 
do paciente, a data e a hora da coleta. Recomenda-se que pelo 
menos três amostras separadas sejam coletadas em um período 
de 3 a 5 dias. As amostras devem ser entregues no laboratório o 
mais cedo possível (em até duas horas após a coleta). Se o trans-
porte for demorado, kits com frascos com conservantes e reci-
pientes para transporte devem ser utilizados (Figs. 8-4 e 8-5).
 
T Ó P I C O S AT U A I S (continuação)
Diagnóstico laboratorial de 
toxoplasmose
Já que anticorpos contra Toxoplasma gondii aparecem no 
início da infecção e permanecem detectáveis por toda a 
vida, o método primário de detectar infecção por T. gon-
dii em indivíduos imunocompetentes é o teste sorológico. 
O soro do paciente é testado para anticorpos IgG ou IgM 
específicos para T. gondii por métodos de imunofluores-
cência (IF). Em adultos, um título crescente de IgG, ou a 
presença de IgM na fase aguda e IgG na convalescente, 
indica infecção recente ou ativa.
Em pacientes imunocomprometidos, os resultados 
da sorologia não são sempre seguros, pois os níveis de 
anticorpo tendem a ser baixos mesmo quando a infec-
ção estiver presente. Nesses pacientes, os parasitas po-
dem ser observados no sangue, nos fluidos do corpo, 
no lavado broncoalveolar e na biópsia de linfonodo ou 
outro tecido. Na suspeita de toxoplasmose congênita, o 
recém-nascido deve ser testado para IgA e IgM, já que o 
teste para IgA tem mais sensibilidade em crianças. Méto-
dos moleculares, como reação em cadeia da polimerase 
(PCR), podem ser usados para detectar infecções con-
gênitas in utero. Já que a sensibilidade e a especificidade 
dos kits variam e os testes são complexos e nem sempre 
fáceis de interpretar, testes para anticorpos de T. gondii 
devem ser executados por laboratórios onde os testes são 
realizados frequência.
Prevenção
Mulheres antes de ficarem grávidas e indivíduos com siste-
ma imunológico debilitado devem ser testados para anticor-
pos IgG específicos para Toxoplasma . Em mulheres imu-
nocompetentes, um teste IgG-positivo significa que houve 
infecção anterior, existe imunidade e geralmente não há 
receio da passagem da infecção para o feto, em caso de gra-
videz. Para indivíduos imunocomprometidos com teste po-
sitivo, pode ser indicada terapia para prevenir reativação da 
infecção. Um teste negativo para qualquer paciente desses 
grupos indica que eles não foram infectados, que são mais 
suscetíveis à infecção, devendo ser tomadas precauções para 
evitar exposição ao parasita. Essas precauções incluem:
 ■ uso de luvas na jardinagem ou no manuseio de solo;
 ■ lavagem das mãos com água e sabão após atividades 
ao ar livre;
 ■ ter alguém para trocar a caixa higiênica do gato dia-
riamente, antes que os oocistos tenham tempo de 
tornarem-se infecciosos;
 ■ lavagem das mãos após manusear carne crua e após 
comer ou preparar outros alimentos;
 ■ lavagem abundante de facas e outros utensílios usa-dos em carne crua;
 ■ cozinhar todas as carnes até uma temperatura interna 
de 70°C, até que não esteja mais rosada ou que os 
sucos se tornem descoloridos.
734 UNIDADE 8 Parasitologia Básica
Processamento da amostra
As amostras devem ser processadas e examinadas o mais rapi-
damente possível após chegarem ao laboratório. É muito impor-
tante processar amostras aquosas dentro de 30 minutos a 1 hora, 
pois formas como trofozoítos de protozoários deterioram com 
rapidez.
A consistência da amostra deve ser analisada e registrada 
(aquosa, pastosa, macia ou formada). Em infecções por helmin-
tos, às vezes podem ser vistas lombrigas de adulto ou proglotes 
de tênias, que devem ser informados. Se houver presença de san-
gue ou muco na amostra fecal, porções dessas áreas devem ser 
selecionadas para o exame. Em infecções por protozoários, as 
formas de trofozoítos são mais encontradas em amostras fluidas, 
e as formas de cisto em amostras mais formadas.
Preservação
Porções da amostra devem ser preservadas para exame futuro e 
coloração. Anteriormente, era necessário usar dois conservan-
tes separados: formalina e PVA (álcool polivinílico), pois não 
havia um único conservante capaz de manter a morfologia do 
parasita e também proporcionar resultados satisfatórios na co-
loração tricrômica para parasitas e testes imunoquímicos. Po-
rém, ambos tinham a desvantagem de produzir vapores tóxicos 
(formalina) e conter mercúrio (PVA). Para atender às exigências 
de segurança, atualmente são usados conservantes ambiental-
mente seguros de PVA a base de zinco e cobre, livres de forma-
lina e mercúrio (Fig. 8-4). Esses novos agentes, como Para-Pak 
EcoFix (Meridian Diagnostic), Parasafe (Scientific Device La-
boratory) e Par-One (Remel), permitem preservação satisfatória 
da morfologia, da coloração e dos testes imunoquímicos com o 
uso de só um conservante.
Transporte da amostra
As amostras fecais, para serem transportadas, devem ser colo-
cadas em frascos com fixador e adequadamente etiquetadas. O 
frasco deve ser colocado em um recipiente ou bolsa à prova de 
vazamento, que deve ser colocada em uma caixa de papelão de 
transporte devidamente rotulada (Fig. 8-5). Frascos para trans-
porte devem ser aprovados para transporte de material biológico 
por um serviço de transportadora indicado.
A
B
FIGURA 8-4 Frascos com fixador para preservação de amostras fecais. (Foto A cortesia de Scientific Device Lab, Inc., Des Plaines, IL; foto B cortesia de Remel, 
Inc., Lenexa, KS.)
FIGURA 8-5 Potes para transporte ou envio de amostras biológicas.
 
464 UNIDADE 5 Urinálise
Etiquetagem das amostras de urina
Amostras de urina devem ser claramente identificadas com o 
nome do paciente, bem como a data e o tempo da coleta. As eti-
quetas devem estar no frasco, e não na tampa.
Armazenamento das amostras de urina
Amostras de urina, com exceção dos testes para urina de 24 
horas, devem ser examinadas dentro de uma hora após a cole-
ta. Se não for possível, o armazenamento no escuro em frasco 
com tampa, sob refrigeração (4 a 6°C), por até 4 horas, pode 
prevenir a deterioração. Os resultados dos testes são afetados 
pela maneira como as amostras de urinas são manipuladas após 
a coleta. Quando a urina é mantida em temperatura ambien-
te por um período prolongado, as bactérias presentes irão se 
multiplicar rapidamente. Isso pode aumentar o pH e causar o 
desenvolvimento de odor desagradável, semelhante ao cheiro 
de amoníaco. A demora na análise também pode causar aumen-
to da decomposição dos componentes do sedimento urinário, 
como cilindros e células.
Preservação das amostras de urina
As amostras de urina que não podem ser refrigeradas ou que pre-
cisam ser transportadas por longas distâncias podem ser adicio-
nadas de conservantes. A adição de conservantes retarda o cres-
cimento bacteriano e diminui a destruição ou a decomposição de 
outros componentes urinários.
O conservante usado não deve interferir nos testes solicita-
dos. Alguns conservantes urinários muito utilizados são ácido 
clorídrico (HCl), ácido sulfúrico, hidróxido de sódio (NaOH), 
carbonato de sódio e ácido bórico (Tab. 5-4). Frascos para coleta 
de urina de 24 horas podem ser adicionados de conservantes, o 
que deve ser feito no início da coleta da urina. Nenhum conser-
vante deve ser adicionado à amostra de urina destinada a cultura 
bacteriológica.
PROCEDIMENTOS PARA COLETA DE 
AMOSTRAS DE URINA
Precauções de segurança
Todos os funcionários devem seguir as pre-
cauções-padrão. Todas as amostras devem ser 
entregues no laboratório em frascos limpos e 
sem vazamentos. Equipamentos de proteção individual (EPIs), 
como luvas, máscaras e jalecos, devem ser sempre usados duran-
te a manipulação de amostras biológicas. Respingos e a forma-
ção de aerossóis devem ser evitados durante a manipulação e o 
descarte da urina. Os derramamentos de urina devem ser limpos 
com desinfetante para laboratório. As pias usadas para descartar 
urina devem ser lavadas com água e desinfetante apropriado. Os 
pacientes devem ser instruídos para a correta coleta de urina de 
24 horas com informações escritas que também contenham ins-
truções para o manejo seguro de qualquer conservante contido 
no frasco de coleta.
Avaliação da qualidade
As amostras devem ser coletadas, etiquetadas, 
transportadas e armazenadas seguindo os pro-
cedimentos operacionais-padrão (POPs) do la-
boratório clínico. O paciente deve receber instruções completas 
de como coletar corretamente a urina. Instruções escritas, que se-
jam entendidas por todos os pacientes, devem ser disponibiliza-
das. A etiquetagem das amostras deve ser cuidadosa e completa. 
Os frascos (não as tampas) contêm nome, data, horário e método 
de coleta. As amostras são entregues na recepção do laboratório 
e processadas logo após a coleta. O horário do recebimento da 
amostra é registrado, para garantir que a amostra seja analisada 
em tempo-limite máximo tolerado. As amostras que não forem 
analisadas após uma hora do término da coleta devem ser man-
tidas tampadas e refrigeradas (4 a 8°C) até serem processadas e 
analisadas.
Amostras de jato médio
Amostras para urinálise de rotina devem ser coletadas pelo mé-
todo do jato médio. O paciente deve ser instruído para come-
çar a urinar no vaso sanitário e interromper o jato para coletar 
somente a porção média no frasco de coleta. A utilização desse 
método evita contaminar a amostra com células epiteliais, mi-
crorganismos ou muco da uretra. Esse método é usado para 
coletas de primeira amostra da manhã, de jejum, aleatórias e 
cronometradas.
Amostras de urina estéril
Amostras urinárias estéreis são usadas para a realização de cul-
tura bacteriana. Se a mesma amostra for utilizada também para 
a realização de urinálise, a cultura deverá ser processada antes, 
evitando a contaminação da amostra durante o procedimento da 
urinálise.
 
 
TABELA 5-4 Conservantes urinários e suas aplicações
CONSERVANTE USO
Ácido sulfúrico Preserva cálcio
Ácido clorídrico Preserva cálcio, magnésio e fósforo
Carbonato de sódio Preserva porfirinas, urobilinogênio
Hidróxido de sódio Preserva mioglobina
Ácido bórico Preserva creatinina, ácido úrico, 
proteína, esteroides e glicose
Refrigeração Uso para testes de proteínas, 
barbitúricos e rastreamento para 
subtâncias de abuso
466 UNIDADE 5 Urinálise
Intervalos de referência para volumes de urina de 24 horas
Diversos fatores influenciam o volume urinário, como ingestão de 
fluidos, dieta, perda de líquidos na transpiração, níveis hormo-
nais e estado das funções renais e cardíacas. A produção exces-
siva de urina é chamada poliúria. Oligúria é a produção insufi-
ciente e anúria é a ausência total de produção de urina. O termo 
noctúria refere-se à produção excessiva de urina durante a noite.
O volume de urina normalmente excretado em 24 horas va-
ria de acordo com a idade. Neonatos produzem entre 20 e 350 
mL em 24 horas. Para crianças de 1 ano, 300 a 600 mL em 24 
horas é nor mal. Para crianças de 10 anos, o volume urináriode 
24 horas varia de 750 a 1.500 mL. Adultos produzem de 750 a 
2.000 mL por dia, sendo 1.500 mL a média (Tab. 5-5).
Instruções para Coleta de Urina de 24horas
Nome do paciente: ____________________ Data: ___________
Seu médico solicitou testes em urina de 24 horas. Para esse exame, a urina 
geralmente é coletada a partir do período da manhã de um dia até o mesmo horário 
do dia seguinte (por exemplo, início às 8 horas da manhã de terça-feira até as 8 horas 
da manhã de quarta-feira). É importante que você siga estas instruções com cuidado:
1. Para começar a coleta, urine no toalete como de costume e anote o horário. 
NÃO GUARDE ESTA URINA.
2. Colete TODA a urina da próxima vez que for urinar e todas as urinas depois 
desta, durante 24 horas. Cada vez que você for urinar, colete a urina em um 
frasco e transfira toda a urina para o recipiente de coleta que você recebeu do 
laboratório.
3. Após 24 horas do início da coleta (na manhã do segundo dia), esvazie sua 
bexiga e adicione essa urina ao recipiente de coleta.
4. Leve toda a urina coletada no recipiente de coleta para o laboratório na manhã 
do segundo dia.
Informações adicionais:
• Programe o fim da coleta em um dia que o laboratório esteja aberto para 
receber a urina.
• Mantenha o recipiente de urina de 24 horas bem fechado durante todo o 
período da coleta.
• Após o início da coleta, armazene o recipiente com a urina:
� Em temperatura ambiente
� Sob refrigeração
Em casos de dúvidas sobre este procedimento, por favor, contate o laboratório 
no telefone 555-1234.
FIGURA 5-7 Modelo de ficha de instrução de coleta de urina de 24 horas para pacientes.
TABELA 5-5 Valores de referência para volumes 
urinários de 24 horas
IDADE VOLUME (mL/24 horas)
Neonatos 20–350
1 ano 300–600
10 anos 750–1.500
Adultos 750–2.000
Encerra aqui o trecho do livro disponibilizado para 
esta Unidade de Aprendizagem. Na Biblioteca Virtual 
da Instituição, você encontra a obra na íntegra.