Bruce Alberts et al -Biologia Molecular da Célula-Artmed (2017)-14

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CAPÍTULO 15 Sinalização celular 875
alteram a capacidade delas de controlar a transcrição de genes específicos. Assim, essas 
proteínas servem, ao mesmo tempo, como receptores e efetores intracelulares do sinal.
Os receptores são estruturalmente semelhantes, fazendo parte de uma superfamí-
lia de receptores nucleares. Muitos membros da família têm sido identificados somente 
por sequenciamento de DNA, e seus ligantes ainda não são conhecidos; eles são por isso 
denominados receptores nucleares órfãos e constituem uma grande fração dos receptores 
nucleares codificada no genoma de humanos, Drosophila, e do nematódeo C. elegans. 
Alguns receptores nucleares de mamíferos são regulados por metabólitos intracelulares 
e não por moléculas de sinalização secretadas; os receptores ativados pela proliferação de 
peroxissomos (PPARs; do inglês, peroxisome proliferation-activated receptors), por exem-
plo, ligam-se a metabólitos lipídicos intracelulares e regulam a transcrição dos genes en-
volvidos com o metabolismo dos lipídeos e com a diferenciação de células adiposas. É 
provável que os receptores nucleares de hormônios tenham evoluído desses receptores 
de metabólitos, o que explicaria sua localização intracelular.
Os hormônios esteroides – que incluem o cortisol, os hormônios sexuais esteroi-
des, a vitamina D (nos vertebrados) e a ecdisona, ou hormônio da muda (nos insetos) – 
são derivados do colesterol. O cortisol é produzido no córtex das glândulas suprarrenais 
e influencia o metabolismo de muitos tipos de células. Os hormônios sexuais esteroides 
são sintetizados nos testículos e nos ovários e são responsáveis pelas características se-
xuais secundárias que distinguem machos de fêmeas. A vitamina D é sintetizada na pele 
em resposta à luz solar; após ser convertida em sua forma ativa no fígado e nos rins, ela 
regula o metabolismo do Ca21, promovendo sua captação pelo intestino e reduzindo sua 
excreção pelos rins. Os hormônios da tireoide, produzidos a partir do aminoácido tiro-
Sinal 
extracelular
I�B�
Gene I�B�
N
F�
B
 a
ti
va
N
F�
B
 a
ti
va
NF�B
(A)
(D)
(B) (C)
Pulso de TNF
0 0
0 2 4 6 0 2 4 6
Horas Horas
Gene A ativo, gene B inativo
Ciclo de 
retroalimentação 
negativa
TNF mantido
Gene A ativo, gene B ativo
Quantidade de NF�B nuclear
Expressão do gene A 
Expressão do gene B
LEGENDA
N N
0 6 60 120 210 300 380 410 480 510
Tempo em minutos
Figura 15-63 A retroalimentação negativa na via de sinalização de NFkB induz oscilações na ativação 
da proteína NFkB. (A) O esquema mostra como NFkB ativada estimula a transcrição de IkBa, cujo produto 
proteico atua, retroativamente, no sequestro e inibição de NFkB no citoplasma; se o estímulo for persistente, as 
novas moléculas de IkBa sintetizadas serão ubiquitinadas e degradadas, liberando NFkB ativa novamente, que 
poderá retornar ao núcleo e ativar a transcrição (ver Figura 15-62). (B) Uma exposição curta a TNF-a produz um 
único pulso curto de ativação de NFkB, começando em minutos e terminando em 1 hora. Essa resposta induz a 
transcrição do gene A, mas não do gene B. (C) Uma exposição a TNFa, mantida durante o período de 6 horas do 
experimento, produz oscilações na ativação de NFkB que se extinguem ao longo do tempo. Essa resposta induz 
a transcrição de ambos os genes; o gene B é induzido somente após várias horas, indicando que sua transcrição 
requer ativação prolongada de NFkB, por razões ainda desconhecidas. (D) Estas micrografias de fluorescência 
confocal em intervalos de tempo, obtidas em um outro experimento de estimulação de TNF-a, mostram as os-
cilações de NFkB em uma célula em cultura, como indica o seu movimento periódico para dentro do núcleo (N) 
de uma proteína de fusão composta por NFkB mais uma proteína vermelha fluorescente. Na célula mostrada no 
centro da micrografia, NFkB está ativa e dentro do núcleo, nos tempos de 6, 60, 210, 380 e 480 minutos, mas 
está exclusivamente no citoplasma nos tempos de 0, 120, 300, 410 e 510 minutos. (A–C, baseado em dados de 
A. Hoffmann et al., Science 298:1241–1245, 2002, e adaptado de A.Y. Ting e D. Endy, Science 298:1189–1190, 
2002; D, oriundo de D.E. Nelson et al., Science 306:704–708, 2004. Todos com permissão de AAAS.)
876 PARTE IV Organização interna da célula
sina, atuam aumentando a taxa metabólica de uma ampla variedade de tipos celulares, 
enquanto os retinoides, como o ácido retinoico, são produzidos a partir da vitamina A 
e têm papel importante como mediadores locais no desenvolvimento dos vertebrados. 
Embora todas essas moléculas de sinalização sejam relativamente insolúveis em água, 
são transportadas na corrente sanguínea e em outros fluidos extracelulares, ligadas a 
proteínas carreadoras que as tornam solúveis e das quais se dissociam antes de entrar 
nas células-alvo (ver Figura 15-3B).
Os receptores nucleares se ligam a sequências específicas de DNA adjacentes aos 
genes regulados pelo ligante. Alguns deles, como os do cortisol, localizam-se inicialmen-
te no citosol e entram no núcleo somente após a interação com o ligante; outros, como os 
receptores do hormônio tireóideo ou do retinol, ligam-se ao DNA no núcleo, mesmo na 
ausência do ligante. Em ambos os casos, o receptor inativo está ligado a complexos pro-
teicos inibidores. A interação com o ligante altera a conformação do receptor, causando 
a dissociação do complexo inibidor e a ligação do receptor a proteínas coativadoras que 
estimulam a transcrição gênica (Figura 15-65). Em outros casos, contudo, a interação 
do ligante com um receptor nuclear inibe a transcrição: alguns receptores dos hormô-
nios tireóideos, por exemplo, atuam como ativadores de transcrição na ausência de seus 
hormônios e tornam-se repressores da transcrição quando os hormônios estão ligados 
a eles.
Até agora, focamos no controle da expressão gênica por moléculas de sinalização 
extracelular produzidas por outras células. Estudaremos agora a regulação gênica por 
um sinal ambiental mais global: o ciclo de luz e escuridão que resulta do movimento de 
rotação da Terra.
Os relógios circadianos contêm ciclos de retroalimentação 
negativa que controlam a expressão gênica 
A vida na Terra evoluiu na presença de um ciclo de dia e noite, e muitos dos organis-
mos atuais (desde arqueobactérias a plantas e humanos) apresentam um ritmo interno 
que dita diferentes comportamentos, em diferentes momentos do dia. Esses comporta-
mentos podem variar de uma mudança metabólica cíclica nas atividades metabólicas 
de uma bactéria aos elaborados ciclos de dormir-acordar dos humanos. Os osciladores 
internos que controlam tais ritmos diurnos são chamados de relógios circadianos. 
Ter um relógio circadiano permite a um organismo antecipar as alterações regu-
lares diárias no seu ambiente e realizar as ações apropriadas de forma antecipada. É 
obvio que o relógio interno não pode ser perfeitamente acurado; ele deve ser capaz de 
ser readequado por informações externas, como a luz do dia. Dessa forma, os relógios 
circadianos continuam funcionando mesmo quando as informações do ambiente (mu-
danças entre luz e escuridão) são removidas, mas o período desse ritmo de trabalho livre 
geralmente é um pouco menor ou maior do que 24 horas. Os sinais externos, indicando 
Figura 15-64 Algumas moléculas de 
sinalização que se ligam a receptores 
intracelulares. Observe que todas elas 
são pequenas e hidrofóbicas. A vitamina 
D3 está representada em sua forma ativa 
hidroxilada. O estradiol e a testosterona 
são hormônios sexuais esteroides.
O
HO
C O
OH
CH2OH
Cortisol
OH
HO
Estradiol
O
OH
Testosterona
HO
Vitamina D3
CH3CH3
CH3
C
O
O
_
CH3H3C
Ácido retinoico
HO
I
I
O CH2
H
NH3
+
C COO
_
Tiroxina
OH
CH2
OH
I
I
CAPÍTULO 15 Sinalização celular 877
a hora do dia, promovem pequenos ajustes no funcionamento do relógio, de maneira a 
manter o organismo em sincronia com o seu ambiente. Com mudanças mais drásticas, 
os ciclos circadianos tornam-se gradualmente reprogramados por um novo ciclo de luz 
e escuridão,como qualquer um que tenha experimentado uma rápida troca de fuso ho-
rário pode atestar.
Poderíamos supor que o relógio circadiano seria um mecanismo multicelular 
complexo, com diferentes grupos de células responsáveis por diferentes partes do meca-
nismo de oscilação. É surpreendente, entretanto, que, na maioria dos organismos mul-
ticelulares, incluindo os humanos, os marcadores de tempo sejam células individuais. 
Assim, um relógio que opera em cada membro de um grupo especializado de células 
do cérebro (as células SCN do núcleo supraquiasmático do hipotálamo; do inglês, SCN, 
suprachiamatic nucleus) controla nossos ciclos diurnos de dormir e acordar, da tempera-
tura corporal e da liberação de hormônios. Mesmo que essas células sejam removidas do 
cérebro e colocadas em um meio de cultura, elas continuam a oscilar individualmente, 
mostrando um padrão cíclico de expressão gênica com um período de aproximadamen-
te 24 horas. No corpo intacto, as células SCN recebem informações neuronais da reti-
na, direcionando-as ao ciclo de luz e escuridão; elas também mandam informações a 
respeito da hora do dia para outra área do cérebro, a glândula pineal, que retransmite 
o sinal temporal para o resto do corpo pela liberação do hormônio melatonina em con-
comitância com o relógio.
Embora as células do sistema nervoso central tenham um papel decisivo como cro-
nômetros nos mamíferos, quase todas as outras células do corpo possuem um ritmo cir-
cadiano interno com a capacidade de se reprogramar em resposta à luz. De modo seme-
lhante, na Drosophila, muitos tipos diferentes de células possuem um relógio circadiano 
similar, que continua funcionando mesmo quando é removido do restante do corpo da 
mosca e pode ser reprogramado pela exposição a ciclos externos de luz e escuridão.
O funcionamento dos relógios circadianos é, dessa forma, um problema funda-
mental na biologia celular. Embora ainda não conheçamos todos os detalhes, os estudos 
em uma ampla variedade de organismos revelaram princípios básicos e dos componen-
tes moleculares. O princípio-chave é o de que os relógios circadianos geralmente de-
pendem de ciclos de retroalimentação negativa. Conforme discutido anteriormente, as 
oscilações na atividade de uma proteína de sinalização intracelular podem ocorrer se 
essa proteína inibir sua própria atividade com um longo retardo (ver Figura 15-18C e D). 
Na Drosophila e em muitos outros animais, incluindo humanos, o principal componen-
te do relógio circadiano é um ciclo de retroalimentação negativa com retardo, baseado 
Figura 15-65 A ativação dos recepto-
res nucleares. Todos os receptores nucle-
ares se ligam ao DNA na forma de homo-
dímeros ou de heterodímeros, mas, para 
simplificar, estão representados como mo-
nômeros. (A) Todos os receptores possuem 
uma estrutura relacionada, que inclui três 
domínios principais, como mostrado. Um 
receptor no seu estado inativo ligado a 
proteínas inibidoras. (B) A interação do 
ligante com o receptor provoca o fecha-
mento do domínio de ligação do receptor 
ao redor do ligante, como uma pinça, 
provocando, também, a dissociação das 
proteínas inibidoras e a ligação das proteí-
nas coativadoras ao domínio de ativação 
da transcrição no receptor, aumentando, 
assim, a transcrição gênica. Em outros ca-
sos, a interação com o ligante tem o efeito 
oposto, causando a ligação de proteínas 
correpressoras ao receptor, reduzindo a 
transcrição (não mostrado). (C) A estrutura 
do domínio de interação com o ligante no 
receptor do ácido retinoico está mostrado 
na ausência (à esquerda) e na presença (no 
centro) do ligante (mostrado em verme-
lho). Quando o ligante interage, a a-hélice 
azul atua como uma tampa que se fecha 
repentinamente, prendendo o ligante 
no lugar. A mudança na conformação 
do receptor pela interação com o ligante 
também cria um sítio de ligação para uma 
a-hélice pequena (laranja) da superfície 
das proteínas coativadoras (Códigos PDB: 
1LBD, 2ZYO e 2ZXZ.)
Domínio de ativação 
da transcrição
H2N
Domínio de ligação ao DNA
Domínio de interação
com o ligante
COOH
Proteínas 
inibidoras
(A) RECEPTOR INATIVO (B) RECEPTOR ATIVO
Transcrição do gene-alvo
Proteínas 
coativadoras
Ligante
DNA
Elemento de 
ligação ao receptor
Ligante
�-hélice do 
coativador
(C)
878 PARTE IV Organização interna da célula
nos reguladores de transcrição: o acúmulo de determinados produtos gênicos inativa a 
transcrição de seus próprios genes, mas com um retardo, de forma que a célula oscila 
entre um estado no qual os produtos estão presentes e a transcrição é inativada, e um em 
que os produtos estão ausentes e a transcrição ocorre (Figura 15-66). A retroalimenta-
ção negativa fundamental ao ritmo circadiano não deve estar baseada nos reguladores 
de transcrição. Em alguns tipos celulares, o relógio circadiano é constituído por proteí-
nas que controlam suas próprias atividades por meio de mecanismos de pós-tradução, 
conforme discutiremos a seguir.
Três proteínas em um tubo de ensaio podem reconstituir um 
relógio circadiano de cianobactérias
O relógio circadiano mais bem conhecido é encontrado na cianobactéria fotossintética 
Synechococcus elongatus. O oscilador central desse organismo é notavelmente simples, 
sendo composto por três proteínas – KaiA, KaiB, e KaiC. O elemento central é a KaiC, 
uma enzima multifunctional que catalisa sua própria fosforilação e desfosforilação, em 
um ciclo de 24 horas: ela se autofosforila gradual e sequencialmente em dois sítios du-
rante o dia e se desfosforila durante a noite. Essa cronometragem depende de intera-
ções com as outras duas proteínas Kai: KaiA se liga a KaiC não fosforilada e estimula a 
autofosforilação de KaiC, primeiro em um sítio e, depois de algum tempo, no outro. A 
segunda fosforilação promove as ligações da terceira proteína, KaiB, a qual bloqueia o 
efeito estimulador de KaiA e, dessa forma, permite a autodesfosforilação de KaiC. Esse 
relógio depende de um ciclo de retroalimentação negativa: KaiC conduz a sua própria 
fosforilação até que, depois de algum tempo, ela recruta um inibidor, KaiB, que estimula 
a autodesfosforilação de KaiC. Surpreendentemente, quando as três proteínas Kai são 
purificadas e incubadas em um tubo de ensaio contendo ATP, ocorrem a fosforilação e a 
desfosforilação de KaiC em um ritmo aproximado de 24 horas, por um período de vários 
dias (Figura 15-67).
As oscilações circadianas na fosforilação de KaiC leva a ritmos paralelos na expres-
são de um grande número de genes envolvidos no controle das atividades metabólicas 
e na divisão celular (ver Figura 15-67). Como resultado, muitos aspectos do comporta-
mento celular estão sincronizados com o ciclo circadiano. 
Mesmo em escuridão contínua, as cianobactérias geram oscilações de livre curso 
da fosforilação de KaiC com períodos aproximados de 24 horas. Como em outros reló-
gios circadianos, o das cianobactérias é conduzido pelo ciclo ambiental de luz e escuri-
dão. Cogita-se que a luz afete de forma indireta o relógio circadiano: as atividades das 
proteínas Kai são influenciadas por mudanças no potencial redox intracelular, as quais 
ocorrem como resultado da atividade fotossintética aumentada durante o dia.
NÚCLEO CITOSOL
Proteína Tim
Proteína Per
Fosforilação e degradação 
regulada de Per
Fosforilação e 
degradação 
regulada de Per
Gene Tim
 Gene Per
Tim degradado em
 resposta à luz
Formação do 
heterodímero
mRNAs
mRNAs
Dissociação do 
heterodímero 
Figura 15-66 Esboço do mecanismo 
do relógio circadiano nas células de 
Drosophila. A característica central do 
relógio é a acumulação periódica e a 
degradação de duas proteínas de regula-
ção de transcrição, Tim (abreviatura para 
eterno [timeless], com base no fenótipo de 
uma mutação gênica) e Per (abreviatura 
para período). Os mRNAs que codificam 
essas proteínas aumentam gradualmente 
durante o dia e são traduzidos no citosol, 
onde as duas proteínas se associam para 
formar um heterodímero. Após um tempo 
de retardo, o heterodímero sedissocia e 
Tim e Per são transportadas para o núcleo, 
onde Per reprime os genes Tim e Per, 
resultando em retroalimentação negati-
va que causa a queda dos níveis destas 
proteínas. Além dessa retroalimentação na 
transcrição, o relógio depende de várias 
outras proteínas. Por exemplo, a degrada-
ção controlada de Per, indicada no diagra-
ma, impõe retardos na acumulação de Tim 
e Per, as quais são fundamentais para o 
funcionamento do relógio. As etapas nas 
quais os retardos específicos são impostos 
estão mostradas em vermelho.
O ajuste (ou a reprogramação) do 
relógio ocorre em resposta a novos ciclos 
de luz-escuridão. Embora a maioria das 
células de Drosophila não possua fotor-
receptores verdadeiros, a luz é sentida 
por flavoproteínas intracelulares, também 
chamadas de criptocromos. Na presença 
de luz, essas proteínas associam-se à 
proteína Tim e induzem a sua degradação, 
reprogramando, dessa maneira, o reló-
gio. (Adaptada de J.C. Dunlap, Science 
311:184–186, 2006.)
CAPÍTULO 15 Sinalização celular 879
Resumo
Algumas vias de sinalização importantes no desenvolvimento animal dependem de pro-
teólise para controlar a atividade e a localização de proteínas reguladoras de transcri-
ção latentes. Os receptores Notch pertencem a esse tipo de proteínas e são ativados por 
proteólise, após a ligação de Delta de outra célula; a cauda citosólica liberada migra 
para o núcleo, onde estimula a transcrição de genes de resposta a Notch. Na via de sina-
lização Wnt/b-catenina, ao contrário, a proteólise da proteína reguladora de transcrição 
b-catenina é inibida quando as proteínas Wnt secretadas se ligam às proteínas receptoras 
Frizzled e LRP; como resultado, a b-catenina se acumula no núcleo e ativa a transcrição 
dos genes-alvo de Wnt.
A sinalização pela proteína Hedgehog em moscas funciona de forma semelhante à 
de Wnt. Na ausência do sinal, o regulador de transcrição citoplasmático bifuncional Ci é 
processado proteoliticamente, formando um repressor de transcrição que mantém repri-
midos os genes-alvo de Hedgehog. A ligação de Hedgehog aos seus receptores (Patched e 
iHog) inibe o processamento proteolítico de Ci; como resultado, a proteína Ci intacta se 
acumula no núcleo e ativa a transcrição dos genes que respondem a Hedgehog. Na sina-
lização por Notch, Wnt e Hedgehog, o sinal extracelular desencadeia a troca de repressão 
para ativação da transcrição.
A sinalização por meio do regulador latente de transcrição NFkB também depen-
de de proteólise. Essa proteína normalmente é mantida inativa, no citoplasma, por pro-
teínas inibidoras IkB. Uma grande variedade de estímulos extracelulares, entre os quais 
as citocinas pró-inflamatórias, inicia uma cascata de fosforilação e ubiquitinação de 
IkB, marcando-a para degradação; isso permite a translocação de NFkB para o núcleo 
e a ativação da transcrição dos seus genes-alvo. NFkB também ativa a transcrição dos 
genes que codificam IkBa, criando um ciclo de retroalimentação negativa, o que pode 
produzir, com a sinalização extracelular sustentada, oscilações prolongadas na ativida-
de de NFkB.
Figura 15-67 O oscilador circadiano 
central em cianobactérias. (A) KaiC é 
uma combinação de cinase e fosfatase 
que se autofosforila e autodesfosforila 
em dois sítios adjacentes. Na ausência de 
outras proteínas, a atividade de fosfatase 
é dominante, e a proteína geralmente não 
está fosforilada. A ligação de KaiA a KaiC 
suprime a atividade de fosfatase e promo-
ve a de cinase, levando à fosforilação de 
KaiC, primeiro no sítio 1 e depois no sítio 
2, resultando na KaiC bifosforilada. Esta, 
então, se autodesfosforila lentamente no 
sítio 1, mesmo na presença de KaiA, de 
forma que KaiC permanece fosforilada 
somente no sítio 2. Esta forma da proteína 
interage com KaiB, que bloqueia os efeitos 
estimuladores de KaiA, reduzindo, assim, a 
taxa de fosforilação de KaiC, e permitindo 
que ocorra a desfosforilação. A quantida-
de de KaiC bifosforilada aumenta durante 
o dia e mostra um pico ao anoitecer. Ela 
ativa outras proteínas que fosforilam um 
regulador de transcrição (RpaA), o qual 
estimula a expressão de alguns genes (os 
genes dusk que mostram um pico no início 
da noite) e inibe a expressão de outros ge-
nes (os genes dawn que mostram um pico 
pela manhã). Quando a desfosforilação de 
KaiC ocorre gradualmente durante a noi-
te, esses efeitos são revertidos: os genes 
dusk são inativados e os genes dawn são 
ativados.
(B) Neste experimento, as três proteí-
nas Kai foram purificadas e misturadas em 
um tubo de ensaio com ATP (que é neces-
sário para a atividade da KaiC-cinase). A 
cada 2 horas durante três dias, a proteína 
KaiC foi analisada por eletroforese em gel 
de poliacrilamida, no qual a forma fosfo-
rilada da proteína migra mais lentamente 
(banda superior, P-KaiC) do que a forma 
não fosforilada (banda inferior, NP-KaiC). 
As três diferentes formas fosforiladas da 
KaiC não são distinguíveis por esse méto-
do. A fosforilação da KaiC oscila dentro de 
um período aproximado de 24 horas. (C) A 
quantidade de KaiC fosforilada e desfosfo-
rilada do experimento B está representada 
neste gráfico, bem como a quantidade 
total de proteína. (B e C são dados de M. 
Nakajima et al., Science 308:414–415, 
2005. Com permissão de AAAS.)
1,2
1,0
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0 24 48 72
Horas
D
en
si
d
ad
e 
re
la
ti
va
 d
a 
b
an
d
a
P-KaiC
NP-KaiC
0 12 24 36 48 60 Horas
(B)
(A)
(C)
B
C
P
C
P
C
PP
P
C
ASítio 1 Sítio 2
RpaA
Aumento 
da expressão 
do gene dusk
Redução 
da expressão 
do gene dawn
NP-KaiC
Proteína total
P-KaiC
880 PARTE IV Organização interna da célula
Algumas moléculas de sinalização pequenas e hidrofóbicas, como os hormônios es-
teroides e tireóideos, difundem-se através da membrana plasmática da célula-alvo e ati-
vam proteínas receptoras intracelulares que regulam diretamente a transcrição de genes 
específicos.
Em muitos tipos celulares, a expressão gênica é regulada por relógios circadianos, 
nos quais uma retroalimentação negativa com retardo produz oscilações de 24 horas na 
atividade dos reguladores de transcrição, antecipando as necessidades de mudança du-
rante o dia e a noite.
SINALIZAÇÃO EM PLANTAS
Nas plantas, como nos animais, as células estão em constante comunicação umas com 
as outras. As células vegetais se comunicam para coordenar suas atividades em resposta 
a mudanças nas condições de luz, de escuridão e de temperatura que orientam o ciclo 
de crescimento, de florescimento e de frutificação. Elas também se comunicam para co-
ordenar o que acontece em suas raízes, seus ramos e suas folhas. Nesta seção final, con-
sideraremos como as células vegetais sinalizam umas para as outras e como respondem 
à luz. Sabe-se pouco sobre os receptores e os mecanismos de sinalização intracelular 
envolvidos na comunicação celular em plantas, e nos concentraremos nos aspectos que 
os diferenciam daqueles utilizados pelos animais. 
A multicelularidade e a comunicação celular evoluíram de modo 
independente em plantas e animais
Embora as plantas e os animais sejam eucariotos, eles evoluíram separadamente por 
mais de 1 bilhão de anos. Seu último ancestral comum foi um eucarioto unicelular que 
possuía mitocôndrias, mas não cloroplastos. A linhagem vegetal adquiriu cloroplastos 
depois que as plantas e os animais divergiram. Os primeiros fósseis de animais e de 
plantas multicelulares datam de aproximadamente 600 milhões de anos. Assim, parece 
que a multicelularidade nas plantas e nos animais evoluiu de forma independente en-
tre 1,6 e 0,6 bilhão de anos atrás, cada um a partir de um eucarioto unicelular diferente 
(Figura 15-68). 
Se a multicelularidade evoluiu de forma independente nas plantas e nos animais, 
as moléculas e os mecanismos usados para a comunicação também devem ter evoluí-
do separadamente, e espera-se que sejam diferentes. Contudo, deve haver algum grau 
de semelhança, já que os genes das plantas e dos animais divergiram a partir daqueles 
existentes no último ancestralunicelular comum a ambos. Assim, enquanto o óxido ní-
trico, o GMP cíclico, o Ca21 e as GTPases da família Rho são amplamente utilizados para 
sinalização tanto nas plantas como nos animais, não existem homólogos para a família 
dos receptores nucleares Ras, JAK, STAT, TGFb, Notch, Wnt ou Hedgehog codificados 
AQUISIÇÃO DE 
MULTICELULARIDADE
AQUISIÇÃO DE 
CLOROPLASTOS
DIVERGÊNCIA 
DAS LINHAGENS 
ANIMAL E
VEGETAL
Núcleo
Mitocôndria
Célula eucariótica 
ancestral comum
Ancestral unicelular 
das plantas
Ancestral unicelular 
dos animais
Cloroplasto
AQUISIÇÃO DE 
MULTICELULARIDADE
Figura 15-68 Divergência proposta 
para as linhagens animais e vegetais 
a partir de um ancestral eucarioto 
unicelular comum. Após a divergência, 
a linhagem vegetal adquiriu cloroplastos. 
Ambas as linhagens originaram, indepen-
dentemente, organismos multicelulares 
– plantas e animais. (As imagens à direita 
são cortesia de John Innes Foundation.)
CAPÍTULO 15 Sinalização celular 881
pelo genoma completamente sequenciado da pequena planta Arabidopsis thaliana. Da 
mesma forma, as plantas não usam o cAMP na sinalização intracelular. Não obstante, 
as estratégias gerais básicas da sinalização são, com frequência, muito semelhantes em 
animais e em plantas. Por exemplo, os receptores de superfície acoplados a enzimas são 
utilizados por ambos, como veremos a seguir. 
A classe dos receptores serina-treonina-cinase é a maior entre os 
receptores de superfície celular nas plantas
A maioria dos receptores de superfície celular em plantas estão acoplados a enzimas. Con-
tudo, enquanto nos animais a maior classe de receptores acoplados a enzimas é a dos RTKs, 
esse tipo de receptor é extremamente raro em plantas. As plantas utilizam uma grande 
diversidade de receptores serina-treonina-cinase transmembrana, os quais possuem um 
domínio citoplasmático típico de serina-treonina-cinase e um domínio extracelular de 
interação com o ligante. Os tipos mais numerosos desses receptores possuem um arranjo 
extracelular em sequência de estruturas repetidas ricas em leucina e por isso são chamados 
de cinases receptoras com repetições ricas em leucina (LRR, de leucine-rich repeat).
O genoma de Arabidopsis possui cerca de 175 genes para os receptores LRR. Estes 
incluem uma proteína chamada Bri1, que faz parte de um receptor de superfície celular 
para hormônio esteroide. As plantas sintetizam uma classe de esteroides chamados de 
brassinosteroides, porque foram identificados originalmente na família Brassicaceae, 
da qual a Arabidopsis é um representante. Essas moléculas de sinalização regulam o 
crescimento e a diferenciação da planta por todo o seu ciclo de vida. A ligação de um 
brassinosteroide a um receptor Bri1 na superfície celular inicia uma cascata de sinali-
zação intracelular que usa uma cinase GSK3 e uma fosfatase para regular a fosforilação 
e a desfosforilação de proteínas reguladoras de transcrição específicas no núcleo, regu-
lando, dessa forma, a transcrição gênica específica. As plantas mutantes deficientes no 
receptor Bri1 são insensíveis aos brassinosteroides e por isso são anãs.
Os receptores LRR são apenas uma das muitas classes de receptores serinas-treo-
ninas cinase transmembrana em plantas. Existem, pelo menos, mais seis famílias, cada 
uma com seu próprio conjunto de domínios extracelulares. Os receptores de lectinas, 
por exemplo, possuem domínios extracelulares que interagem com moléculas de sina-
lização do tipo carboidrato. O genoma de Arabidopsis codifica mais de 300 receptores 
serina-treonina-cinase, sendo essa a maior família de receptores conhecida em plantas. 
Muitos desses receptores estão envolvidos em respostas de defesa contra patógenos.
O etileno bloqueia a degradação de proteínas específicas 
reguladoras de transcrição no núcleo
Vários reguladores de crescimento em plantas (também chamados de hormônios 
vegetais) auxiliam na coordenação do desenvolvimento das plantas. Entre eles estão o 
etileno, a auxina, as citocinas, as giberelinas e o ácido abscísico, bem como os brassinos-
teroides. Todos os reguladores de crescimento são moléculas pequenas produzidas pela 
maioria das células vegetais. Todos se difundem facilmente através da parede celular, 
podendo agir localmente ou serem transportados para agir sobre células mais distantes. 
Cada regulador de crescimento pode ter múltiplos efeitos. O efeito específico depende 
das condições ambientais, do estado nutricional da planta, da capacidade de resposta da 
célula-alvo e da atuação de outros reguladores de crescimento.
O etileno é um exemplo importante. Essa pequena molécula gasosa 
(Figura 15-69A) influencia o desenvolvimento da planta de várias maneiras; ela pode, 
por exemplo, promover a maturação dos frutos, a queda das folhas e a senescência. Ela 
também atua como um sinal de estresse em resposta a dano, à infecção, à inundação, etc. 
Quando o broto de uma plântula em germinação, por exemplo, encontra um obstáculo, 
o etileno promove uma resposta complexa que permite que a plântula contorne o obstá-
culo (Figura 15-69B e C).
As plantas possuem vários receptores para o etileno, com estrutura semelhante e 
localizados no RE. Esses receptores são proteínas transmembrana diméricas com um do-
mínio de ligação ao etileno contendo um átomo de cobre, e um domínio que interage 
(B)
(A)
(C)
1 mm
C C
H
H
H
H
Figura 15-69 Resposta tripla, mediada 
pelo etileno, que acontece quando o 
caule de uma plântula recém-germina-
da encontra um obstáculo no solo. 
(A) Estrutura do etileno. (B) Na ausência 
de obstáculos, a raiz cresce para cima e 
é longa e fina. (C) Se a raiz encontrar um 
obstáculo, como um cascalho no solo, a 
plântula responde ao encontro de três for-
mas. Primeiro, o caule torna-se espessado, 
o que permite que exerça mais força sobre 
o obstáculo. Em segundo lugar, a plântula 
protege a ponta do caule (parte superior), 
aumentando a curvatura de uma estrutura 
especializada em forma de gancho. Em 
terceiro lugar, ela reduz a tendência do 
caule de crescer contra a gravidade, para 
evitar o obstáculo. (Cortesia de Melanie 
Webb.)
882 PARTE IV Organização interna da célula
com uma proteína citoplasmática chamada de CTR1, cuja sequência está intimamente 
relacionada com a MAP-cinase-cinase-cinase Raf, discutida anteriormente (ver Figu-
ra 15-49). Surpreendentemente, os receptores não ligados é que são ativos e mantêm a 
CRT1 ativa. Por um mecanismo de sinalização desconhecido, a CRT1 ativa estimula a 
ubiquitinação e a degradação nos proteossomos de um regulador de transcrição nuclear 
chamado de EIN3, requerido para a transcrição dos genes de resposta ao etileno. Dessa 
forma, os receptores não ligados, porém ativos, mantêm esses genes inativados. A ligação 
do etileno inativa os receptores, alterando sua conformação de forma que eles não ativam 
mais a CTR1. A proteína EIN3 não é mais ubiquitinada e degradada e pode, agora, ativar a 
transcrição de um grande número de genes de resposta ao etileno (Figura 15-70). 
A distribuição controlada dos transportadores de auxina afeta o 
crescimento das plantas
O hormônio vegetal auxina, que corresponde ao ácido 3-indolacético (Figura 15-71A), 
liga-se a proteínas receptoras no núcleo. Ele ajuda as plantas a crescerem para cima e 
na direção da luz, em vez de ramificarem, e garante o crescimento das raízes para baixo. 
Ele também regula a iniciação e o posicionamento dos órgãos, além de ajudar na flora-
ção e na produção de frutos. À semelhança do etileno (e de algumas das moléculas de 
sinalização dos animais que foram descritas neste capítulo), a auxina influencia a ex-
pressão gênica pelo controle da degradação dos reguladores de transcrição. Ela atua na 
estimulação da ubiquitinação e na degradação de proteínas repressoras que bloqueiam 
a transcrição de genes-alvo da auxina em células não estimuladas (Figura 15-71B e C).
A auxina é única na maneira como é transportada. Ao contrário dos hormônios 
animais, que em geral são secretados por um órgão endócrino específicoe transportados 
(A) AUSÊNCIA DE ETILENO (B) PRESENÇA DE ETILENO
Receptor de 
etileno ativo
Íons de cobre
Receptor 
de etileno 
inativo
Etileno
CTR1 Domínio 
da cinase ativo
Cadeia da 
poliubiquitina
CTR1 inativa
EIN3
EIN3
Degradação nos 
proteassomos
TRANSCRIÇÃO DOS GENES-ALVO 
DO ETILENO
REPRESSÃO DOS GENES 
DE RESPOSTA AO ETILENO
Membrana do RE
CITOSOL
Figura 15-70 A via de sinalização do etileno. (A) Na ausência de etileno, os receptores e CTR1 estão ativos, 
causando a ubiquitinação e destruição de EIN3, a proteína reguladora de transcrição no núcleo que é respon-
sável pela transcrição dos genes de resposta ao etileno (B) A ligação do etileno inativa os receptores e destrói a 
ativação de CTR1. A proteína EIN3 não é degradada e, portanto, ativa a transcrição dos genes de resposta ao 
etileno.
CAPÍTULO 15 Sinalização celular 883
pelo sistema circulatório para as células-alvo, a auxina tem seu próprio sistema de trans-
porte. As proteínas transportadoras de influxo e as proteínas transportadoras de efluxo 
específicas ligadas à membrana plasmática movem a auxina, respectivamente, para den-
tro e para fora das células vegetais. Os transportadores de efluxo podem ser distribuídos 
assimetricamente na membrana plasmática para direcionar o efluxo da auxina. Uma fi-
leira de células com seus transportadores de efluxo confinados na membrana basal, por 
exemplo, transportará auxina do topo da planta para a base. 
Em algumas regiões da planta, a localização dos transportadores de auxina e, por-
tanto, a direção do fluxo do hormônio são altamente dinâmicas e reguladas. Uma célula 
pode redistribuir rapidamente os transportadores pelo controle do tráfego das vesículas 
que os contêm. Os transportadores de efluxo, por exemplo, normalmente variam sua lo-
calização entre as vesículas intracelulares e a membrana plasmática. Uma célula pode 
redistribuir esses transportadores na sua superfície, pela inibição da sua endocitose em 
um domínio da membrana plasmática, fazendo com que se acumulem nesse local. Um 
exemplo acontece na raiz, onde a gravidade influencia a direção do crescimento. Os 
transportadores de efluxo normalmente são distribuídos de forma simétrica nas células 
da extremidade da raiz. No entanto, passados alguns minutos após uma mudança de 
direção do vetor de gravidade, os transportadores de efluxo se redistribuem para um dos 
lados das células, e a auxina é bombeada para fora na direção da raiz que está voltada 
para baixo. Uma vez que a auxina inibe o alongamento da célula da raiz, esta redistribui-
ção do transporte do hormônio causa a reorientação da ponta da raiz, de forma que ela 
cresce de novo voltada para baixo (Figura 15-72). 
Os fitocromos detectam a luz vermelha e os criptocromos 
detectam a luz azul 
O desenvolvimento das plantas é bastante influenciado pelas condições ambientais. Ao 
contrário dos animais, as plantas não podem mudar de ambiente quando as condições 
se tornam desfavoráveis; elas têm que se adaptar ou morrem. A influência ambiental 
mais importante é a luz, que é a fonte de energia das plantas e tem o papel mais im-
Figura 15-71 Via de sinalização da auxina. (A) Estrutura da auxina, 
ácido 3-indolacético. (B) Na ausência de auxina, uma proteína repressora 
de transcrição (chamada de Aux/IAA) se liga a uma proteína reguladora de 
transcrição (chamada de fator de resposta à auxina, ARF; do inglês, auxin-
-response factor) e a inibe, o que é necessário para a transcrição dos genes 
de resposta à auxina. (C) As proteínas receptoras de auxina estão localiza-
das principalmente no núcleo e fazem parte dos complexos de ubiquitina-
-ligase (não mostrado). Uma vez ativado pela ligação da auxina, o complexo 
receptor-auxina recruta o complexo ubiquitina-ligase, que ubiquitina as 
proteínas Aux/IAA, marcando-as para degradação nos proteassomos. 
A proteína ARF agora está livre para ativar a transcrição dos genes de 
resposta à auxina. Existem muitas proteínas ARF, Aux/IAA e receptores de 
auxina que atuam conforme mostra a figura. 
N
H
CH2COOH Fator de resposta à auxina (ARF)
Repressor transcricional (Aux/IAA)
Aux/IAA 
GENES-ALVO DE AUXINA INATIVOS
Auxina Proteína receptora de auxina
Complexo 
ubiquitina-ligase
Ubiquitinação 
e degradação da 
proteína Aux/IAAARF 
ativa
TRANSCRIÇÃO DE GENES-ALVO DE AUXINA
(A) (B) AUSÊNCIA DE AUXINA
(C) PRESENÇA DE AUXINA
884 PARTE IV Organização interna da célula
portante ao longo de todo o seu ciclo de vida – desde a germinação, passando pelo de-
senvolvimento da plântula, ao florescimento e senescência. As plantas selecionaram um 
grande conjunto de proteínas sensíveis à luz para monitorar a quantidade, a qualidade, 
a direção e a duração da luz. Essas proteínas em geral são referidas como fotorreceptores. 
No entanto, como o termo fotorreceptor também é usado para as células sensíveis à luz 
na retina dos animais (ver Figura 15-38), usaremos aqui o termo fotoproteína.
Todas as fotoproteínas detectam a luz por meio de um cromóforo, ligado covalen-
temente, que altera sua forma ao absorver a luz, induzindo uma mudança na conforma-
ção da proteína. Os fitocromos são as fotoproteínas mais conhecidas das plantas, estan-
do presentes em todas as plantas e em algumas algas. São as serinas-treoninas-cinase 
diméricas citoplasmáticas que respondem à luz vermelha e à luz infravermelha de forma 
diferencial e reversível: enquanto a luz vermelha geralmente ativa a cinase do fitocromo, 
a infravermelha a inativa. Acredita-se que o fitocromo, quando ativado pela luz, sofra 
autofosforilação, para depois fosforilar uma ou várias proteínas na célula. Em algumas 
respostas à luz, os fitocromos ativados migram para o núcleo, onde interagem com regu-
ladores de transcrição e alteram a transcrição de alguns genes (Figura 15-73). Em outros 
casos, os fitocromos ativam, no citoplasma, um regulador latente da transcrição, que mi-
gra para o núcleo onde regula a transcrição gênica. Em outros casos ainda, a fitoproteína 
dá início, no citosol, a vias de sinalização que alteram o comportamento da célula, sem 
o envolvimento do núcleo.
As plantas detectam luz azul usando dois tipos de fotoproteínas, a fototropina 
e os criptocromos. A fototropina está associada à membrana plasmática, sendo par-
cialmente responsável pelo fototropismo, ou seja, a tendência das plantas de cresce-
GRAVIDADE
Tecido 
vascular
Epiderme
Extremidade da raiz
(A) (B)
(D)
(C)
As células 
centrais 
da raiz respondem 
à gravidade
A inibição do
 alongamento da
 célula epidérmica
 nesta região 
restabelece o 
crescimento 
vertical para baixo
A auxina inibe
 o alongamento
 da célula epidérmica
 no lado inferior 
da raiz
A reorientação dos 
transportadores do 
efluxo de auxina no
 centro das células da 
raiz direciona a auxina 
para o lado inferior da raiz
RAIZ DESLOCADA 
EM 90°
Figura 15-72 Transporte de auxina e gravitropismo da raiz. (A-C) As raízes respondem a uma mudança 
de 90° na orientação gravitacional e ajustam sua direção de crescimento de forma que voltam a crescer na 
direção descendente. As células que respondem à gravidade estão no centro da extremidade da raiz, enquanto 
as células epidérmicas localizadas mais internamente (no lado inferior) reduzem sua taxa de alongamento para 
restaurar o crescimento descendente. (D) As células que respondem à gravidade na extremidade da raiz redis-
tribuem seus transportadores de efluxo de auxina em resposta ao deslocamento da raiz. Isso redireciona o fluxo 
de auxina principalmente para a parte inferior da raiz, onde inibe o alongamento das células epidérmicas. A 
distribuição assimétrica de auxina resultante na ponta da raiz de Arabidopsis, mostrada aqui, é determinada in-
diretamente, pelo uso de um gene-repórter responsivo à auxina que codifica uma proteína fusionada à proteína 
verde fluorescente (GFP, green fluorescent protein); as células epidérmicas do lado inferior da raiz são verdes, 
enquanto as células localizadas no lado superior não são, refletindo a distribuiçãoassimétrica da auxina. A dis-
tribuição dos transportadores de efluxo de auxina na membrana plasmática das células em diferentes regiões da 
raiz (mostrado como retângulos cinza) está indicada em vermelho, e a direção do efluxo de auxina está indicada 
por uma seta verde. (A fotografia de fluorescência em D é de T. Paciorek et al., Nature 435:1251–1256, 2005. 
Com permissão de Macmillan Publishers Ltd.)
CAPÍTULO 15 Sinalização celular 885
rem em direção à luz. O fototropismo ocorre pelo alongamento celular direcionado, 
que é estimulado pela auxina, mas não se conhecem as ligações entre a fototropina 
e a auxina. 
Os criptocromos são flavoproteínas sensíveis à luz azul. São relacionados, estru-
turalmente, a enzimas sensíveis à luz azul, chamadas de fotoliases, envolvidas no reparo 
de danos ao DNA induzidos por irradiação ultravioleta em quase todos os organismos, 
com exceção da maioria dos mamíferos. Ao contrário dos fitocromos, os criptocromos 
são encontrados também em, animais, nos quais têm um papel importante nos relógios 
circadianos (ver Figura 15-66). Embora se acredite que os criptocromos tenham evoluído 
a partir das fotoliases, eles não apresentam atividade de reparo do DNA.
Resumo
Acredita-se que a multicelularidade e os mecanismos de comunicação celular tenham 
evoluído de modo independente nas plantas e nos animais, cada um a partir de um euca-
rioto unicelular diferente que, por sua vez, evoluiu de um ancestral eucarioto unicelular 
comum. Por esse motivo, não é surpreendente que os mecanismos de sinalização das célu-
las animais e vegetais tenham semelhanças e diferenças entre si. Enquanto os animais con-
tam principalmente com GPCRs e RTKs, as plantas contam basicamente com os receptores 
acoplados a enzimas do tipo serina-treonina-cinase, especialmente aqueles com repetições 
extracelulares ricas em leucina. Vários hormônios vegetais, ou reguladores de crescimento, 
entre eles o etileno e a auxina, participam no controle do desenvolvimento das plantas. 
O etileno atua por meio de receptores intracelulares para interromper a degradação de 
reguladores de transcrição nucleares específicos, que ativam a transcrição dos genes de 
resposta ao etileno. Os receptores para alguns outros hormônios vegetais, incluindo a au-
xina, também regulam a degradação de reguladores de transcrição específicos, embora os 
detalhes sejam variáveis. A sinalização pela auxina é incomum, pois esse hormônio possui 
seu próprio sistema de transporte altamente regulado, no qual o posicionamento dinâ-
mico dos transportadores controla a direção do fluxo de auxina e, portanto, a direção do 
crescimento da planta. A luz tem um papel importante na regulação do desenvolvimento 
nos vegetais. As respostas à luz são mediadas por uma variedade de fotoproteínas, como 
os citocromos, que respondem à luz vermelha, e os criptocromos e a fototropina, sensíveis 
à luz azul.
Figura 15-73 Forma pela qual os fito-
cromos mediam a resposta à luz nas 
células vegetais. O fitocromo, que é um 
dímero, sofre autofosforilação quando 
ativado pela luz vermelha e migra para o 
núcleo, onde ativa as proteínas regulado-
ras de transcrição que estimulam a trans-
crição de genes específicos de resposta à 
luz vermelha. 
LUZ VERMELHA
TRANSCRIÇÃO DE GENES DE 
RESPOSTA À LUZ VERMELHA
Fitocromo inativo
AUTOFOSFORILAÇÃO 
INDUZIDA PELA 
LUZ E ATIVAÇÃO
Fitocromo
ativo (cinase)
TRANSLOCAÇÃO 
PARA O NÚCLEO
NÚCLEOProteína
reguladora
de transcrição
P
P
Coativador
CITOSOL
O QUE NÃO SABEMOS
 • Como a célula integra a informa-
ção recebida por seus muitos re-
ceptores de superfície celular para 
tomar decisões do tipo “tudo ou 
nada”? 
 • Muito do que sabemos sobre a 
sinalização celular é derivado de 
estudos bioquímicos de proteínas 
isoladas em tubos de ensaio. Qual 
é o comportamento quantitati-
vo exato das redes de sinalização 
intracelular na célula intacta, ou 
em um animal intacto, nos quais 
outros incontáveis sinais e compo-
nentes celulares podem influen-
ciar a especificidade e força da 
sinalização?
 • Como os circuitos de sinalização 
intracelular geram padrões de si-
nalização específicos e dinâmicos 
tais como oscilações e ondas, e 
como esses padrões são percebi-
dos e interpretados pela célula?
 • As proteínas de suporte e os recep-
tores tirosina-cinase ativados de-
sencadeiam a reunião de grandes 
complexos de sinalização intrace-
lular. Qual é o comportamento di-
nâmico desses complexos, e como 
esse comportamento influencia a 
continuidade da sinalização? 
886 PARTE IV Organização interna da célula
TESTE SEU CONHECIMENTO
Quais afirmativas estão corretas? Justifique.
15-1 Todos os segundos mensageiros são hidrossolúveis e 
se difundem livremente pelo citosol.
15-2 Com relação à regulação dos comutadores molecula-
res, as proteínas-cinase e os fatores de troca de nucleotídeos 
de guanina (GEFs) sempre ativam as proteínas, enquanto 
as proteínas-fosfatase e as proteínas ativadoras de GTPase 
(GAPs) sempre inibem as proteínas.
15-3 A maioria das vias de sinalização intracelular fornece 
numerosas oportunidades para a amplificação das respostas 
aos sinais extracelulares.
15-4 A interação de ligantes extracelulares com os RTKs 
ativa o domínio catalítico intracelular, pela propagação de 
uma mudança de conformação através da bicamada lipídica 
através de uma única a-hélice transmembrana.
15-5 As tirosinas-fosfatase apresentam uma alta especifici-
dade fina por seus substratos, ao contrário da maioria das se-
rinas-treoninas-fosfatase, que apresentam uma especificidade 
ampla.
15-6 Apesar de plantas e animais terem evoluído a multi-
celularidade de modo independente, todos eles usam prati-
camente as mesmas proteínas de sinalização e os mesmos 
segundos mensageiros na comunicação célula-célula.
Discuta as questões a seguir.
15-7 Suponha que a concentração circulante de um hor-
mônio seja de 10210 M e o Kd da ligação ao seu receptor seja 
de 1028 M. Que fração de receptores estará ocupada com o 
hormônio? Se uma resposta fisiológica significativa ocor-
rer quando 50% dos receptores estiverem ocupados com as 
moléculas do hormônio, qual deverá ser o aumento da con-
centração do hormônio para provocar a resposta? A fração 
de receptores (R) ligados ao hormônio (H) para formar um 
complexo receptor-hormônio (R-H) é [R-H]/([R] 1 [R-H]) 5 
[R-H]/[R]total 5 [H]/([H] 1 Kd).
15-8 As células se comunicam de maneiras que lembram 
a comunicação humana. Decida quais das seguintes formas 
de comunicação humana são análogas às sinalizações celu-
lares autócrina, parácrina, endócrina e sináptica.
A. Conversa telefônica
B. Conversa com pessoas em um coquetel
C. Um anúncio pelo rádio
D. Falar consigo mesmo
15-9 Por que as respostas de sinalização que envolvem al-
terações em proteínas já presentes nas células ocorrem em 
milissegundos, enquanto as respostas que requerem mu-
danças na expressão gênica precisam de minutos ou horas 
para ocorrer?
15-10 Como é que células diferentes podem responder de 
diferentes formas às mesmas moléculas sinalizadoras mes-
mo que elas tenham receptores idênticos?
15-11 Por que você supõe que a fosforilação/desfosfori-
lação, por exemplo, tenha evoluído para ter um papel tão 
proeminente, em oposição à ligação alostérica de pequenas 
moléculas, na ativação e na inativação de proteínas nas vias 
de sinalização?
15-12 Considere uma via de sinalização composta por três 
proteínas-cinase que são ativadas sequencialmente por fos-
forilação. Em um caso, a cinase é mantida em um comple-
xo de sinalização por uma proteína de suporte; no outro, as 
cinases se difundem livremente (Figura Q15-1). Discuta as 
propriedades desses dois tipos de organização em termos de 
amplificação do sinal, velocidade e potencial para interação 
entre vias.
CITOSOL
1
1
22
33
Figura Q15-1 Uma cascata 
de cinases organizada por 
meio de uma proteína de 
suporte ou composta por 
componentes que se difun-
dem livremente.
15-13 Descreva três maneiras pelas quais um aumento em 
um sinal extracelularpode ser acentuado pela célula-alvo 
para produzir uma resposta abrupta do tipo “tudo ou nada”.
15-14 A ativação (“maturação”) de ovócitos de rã é sinali-
zada por meio de um módulo de sinalização da MAP-cinase. 
Um aumento na progesterona ativa o módulo por estimular 
a tradução do RNA mensageiro da Mos, que é a MAP-cinase-
-cinase-cinase da rã (Figura Q15-2). A maturação é facil-
mente identificada visualmente pela presença de um ponto 
branco no centro da superfície marrom do ovócito (ver Fi-
gura Q15-2). Para determinar a curva de dose-dependência 
da ativação da MAP-cinase induzida pela progesterona, 
coloque 16 ovócitos em cada uma de seis placas plásticas e 
adicione diferentes concentrações de progesterona. Após 
uma incubação de 18 horas, rompa os ovócitos, prepare um 
extrato e determine o estado de fosforilação (e, portanto, de 
ativação) da MAP-cinase por meio de uma eletroforese em 
gel de poliacrilamida-SDS (Figura Q15-3A). Essa análise 
mostra uma resposta gradual da MAP-cinase ao aumento da 
concentração da progesterona.
MAPK
1 mm
Ovócitos maduros
MEK1
Mos
Progesterona Figura Q15-2 Ativação da 
MAP-cinase induzida por 
progesterona, levando à matu-
ração do ovócito. (Cortesia de 
Helfrid Hochegger.)
CAPÍTULO 15 Sinalização celular 887
Figura Q15-3 Ativação 
de ovócitos de sapo. 
(A) Fosforilação de MAP-
-cinase em um conjunto 
de ovócitos. (B) Fosfori-
lação da MAP-cinase em 
ovócitos individuais. A 
enzima foi detectada por 
imunoensaio usando um 
anticorpo específico. As 
duas primeiras canaletas 
de cada gel contêm 
MAP-cinase inativa não 
fosforilada (2) e ativa 
fosforilada (1). (De J.E. 
Ferrell, Jr., e E.M. Mach-
leder, Science 280:895–
898, 1998. Com permis-
são de AAAS.)
– +
Progesterona (�M)
100
50
0
1010,10,010,001
%
 d
a 
M
A
P-
ci
n
as
e 
at
iv
a 
CONJUNTO DE OVÓCITOS
OVÓCITOS INDIVIDUAIS
0,03 
0,1 
0,3 
– +
(A)
(B)
Ativa (+ )
Inativa (– P)
 �M progesterona
�M progesterona
�M progesterona
P
Antes de romper os ovócitos, perceba que nem todos 
eles apresentam pontos brancos. Será que alguns deles atin-
giram ativação parcial e ainda não alcançaram o estágio com 
pontos brancos? Para responder a essa pergunta, repita o ex-
perimento, mas desta vez analise a ativação da MAP-cinase 
em ovócitos individuais. Você se surpreenderá ao constatar 
que os ovócitos terão sua MAP-cinase totalmente ativada ou 
completamente inativa (Figura Q15-3B). Como uma respos-
ta “tudo ou nada” nos ovócitos individuais pode se traduzir 
em uma resposta gradual na população?
15-15 Proponha tipos específicos de mutações no gene 
da subunidade reguladora da PKA que poderia resultar em 
uma enzima permanentemente ativa ou permanentemente 
inativa.
15-16 A fosforilase-cinase integra sinais das vias de sinali-
zação dependentes de cAMP e das dependentes de Ca21, que 
controlam a degradação do glicogênio nas células do fígado 
e do músculo (Figura Q15-4). A fosforilase-cinase é compos-
ta por quatro subunidades. Uma delas é a proteína-cinase 
que catalisa a adição de fosfato à glicogênio fosforilase, tor-
nando-a ativa para degradar glicogênio. As outras três subu-
nidades são proteínas reguladoras que controlam a ativida-
de da subunidade catalítica. Duas delas contêm sítios para 
a fosforilação pela PKA, que é ativada pelo cAMP. A subuni-
dade remanescente é a calmodulina, que liga Ca21 quando a 
concentração citosólica do íon aumenta. As subunidades re-
guladoras controlam o equilíbrio entre as conformações ati-
va e inativa da subunidade catalítica, com o fosfato e o Ca21 
deslocando o equilíbrio em direção à conformação ativa. 
De que forma esse arranjo permite que a fosforilase-cinase 
desempenhe seu papel como uma proteína integradora nas 
múltiplas vias que estimulam a degradação do glicogênio?
15-17 A polaridade planar da via de sinalização de Wnt 
normalmente assegura que cada célula da asa da Drosophila 
tenha um único pelo. A superexpressão do gene Frizzled a 
partir de um promotor de choque térmico (hs-Fz) induz o 
crescimento de múltiplos pelos em diversas células (Figura 
Q15-5A). Esse fenótipo é suprimido se hs-Fz for combinado 
com uma deleção heterozigótica (DshD) do gene Dishevelled 
(Figura Q15-5B). Esses resultados permitem a você ordenar 
a ação de Frizzled e de Dishevelled na via de sinalização? Em 
caso afirmativo, qual é a ordem? Explique seu raciocínio.
(A) (B)
hs-Fz / +
+ / +
hs-Fz / +
Dsh �/ +
Figura Q15-5 Padrão de crescimento de pelos nas células da asa na 
Drosophila geneticamente modificada. (De C.G. Winter et al., Cell 105:81–
91, 2001. Com permissão da Elsevier.)
Ca2+cAMP
Ca2+
Ca2+
Fosforilase-cinase inativa Fosforilase-cinase ativa
P
P
Figura Q15-4 Integração das vias de sinalização dependentes de cAMP e 
das dependentes de Ca21 pela fosforilase-cinase nas células do fígado e do 
músculo. 
REFERÊNCIAS
Gerais
Marks F, Klingmüller U & Müller-Decker K (2009) Cellular Signal Processing: 
An Introduction to the Molecular Mechanisms of Signal Transduction. New 
York: Garland Science.
Lim W, Mayer B & Pawson T (2015) Cell Signaling: Principles and 
Mechanisms. New York: Garland Science.
Princípios da sinalização celular
Alon U (2007) Network motifs: theory and experimental approaches. Nat. 
Rev. Genet. 8, 450–461.
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NESTE CAPÍTULO
FUNÇÃO E ORIGEM DO 
CITOESQUELETO 
ACTINA E PROTEÍNAS DE 
LIGAÇÃO À ACTINA
MIOSINA E ACTINA
MICROTÚBULOS
FILAMENTOS 
INTERMEDIÁRIOS E SEPTINAS
POLARIZAÇÃO E MIGRAÇÃO 
CELULAR
Citoesqueleto
CAPÍTULO 
16
Para que as células funcionem de forma adequada, elas devem se organizar no espaço e 
interagir mecanicamente uma com a outra e com o ambiente ao seu redor. Elas devem 
apresentar uma conformação correta, ser fisicamente robustas e estar estruturadas de 
forma adequada internamente. Muitas células também devem ser capazes de modificar 
sua forma e migrar para outros locais. Além disso, toda célula deve ser capaz de reorgani-
zar seus componentes internos como decorrência dos processos de crescimento, divisão 
e/ou adaptação a mudanças no ambiente. Essas funções espaciais e mecânicas depen-
dem de um incrível sistema de filamentos chamado citoesqueleto (Figura 16-1). 
As diversas funções do citoesqueleto dependem da atuação das três famílias de 
proteínas de filamento – filamentos de actina, microtúbulos e filamentos intermediários. 
Cada tipo de filamento possui funções biológicas, propriedades mecânicas e dinâmicas 
distintas; no entanto certas características fundamentais são comuns a todos eles. Da 
mesma forma que necessitamos da ação conjunta de nossos tendões, ossos e músculos, 
os três sistemas de filamentos do citoesqueleto devem atuar coletivamente para fornecer 
a uma determinada célula sua resistência, forma e capacidade de locomoção.
Neste capítulo, descrevemos a função e a conservação dos três principais sistemas 
de filamentos. Vamos explicar os princípios básicos subjacentes à associação e dissocia-
ção dos filamentos, e como outras proteínas interagem com os filamentos alterando a 
sua dinâmica, permitindo que a célula estabeleça e mantenha sua organização interna, 
para dar forma e remodelar a sua superfície e para mover organelas de forma controlada 
de um lugar para outro. Finalmente, discutiremos como a integração e a regulação do 
citoesqueleto permite que uma célula mova-se para outros locais.
FUNÇÃO E ORIGEM DO CITOESQUELETO 
Os três principais filamentos do citoesqueleto são responsáveis por diferentes aspectos 
da organização espacial e propriedades mecânicas da célula. Os filamentos de actina de-
terminam a forma da superfície da célula e são necessários para a locomoção das células 
como um todo; eles também conduzem a divisão de uma célula em duas. Os microtúbu-
los determinam o posicionamento das organelas delimitadas por membrana, promovem 
o transporte intracelular e formam o fuso mitótico que segrega os cromossomos durante 
a divisão celular. Os filamentos intermediários proporcionam resistência mecânica. To-
dos esses filamentos do citoesqueleto interagem com centenas de proteínas acessórias 
que regulam e ligam os filamentos uns aos outros e a outros componentes da célula. As 
proteínas acessórias são essenciais para a polimerização controlada dos filamentos do 
citoesqueleto em locais específicos, e incluem as proteínas motoras, incríveis máquinas 
moleculares que convertem a energia da hidrólise de ATP em força mecânica e que po-
dem mover organelas ao longo dos filamentos ou mover os próprios filamentos.
Nesta seção, discutiremos as características gerais das proteínas que formam os 
filamentos do citoesqueleto. Focaremos na sua capacidade para formar estruturas in-
trinsecamente polarizadas e auto-organizadas que são altamente dinâmicas, permitindo 
que a célula modifiquerapidamente a estrutura e a função do citoesqueleto sob diferen-
tes condições.
Figura 16-1 O citoesqueleto. (A) Uma célula em cultura foi fixada e marcada para mostrar seus arranjos cito-
plasmáticos de microtúbulos (verde) e de filamentos de actina (vermelho). (B) Esta célula em divisão foi marcada 
para mostrar seus microtúbulos do fuso (verde) e a rede de filamentos intermediários (vermelho). O DNA de am-
bas as células está marcado em azul. (A, cortesia de Albert Tousson; B, cortesia de Conly Rieder.) 
10 �m
20 �m
(A)
(B)
890 PARTE IV Organização interna da célula
Filamentos do citoesqueleto adaptam-se para formar estruturas 
estáveis ou dinâmicas
Os sistemas do citoesqueleto são dinâmicos e adaptáveis, organizados de tal forma que 
podem ser melhor comparados a uma trilha de formigas do que a uma grande via ex-
pressa. Uma trilha de formigas pode persistir por várias horas do ninho até um delicioso 
local de piquenique, mas, considerando-se uma única formiga nessa trilha, teremos cer-
tamente que afirmar que ela não se encontra estática. Se as formigas de reconhecimento 
encontrarem uma nova e melhor fonte de alimento, ou se os turistas limparem o local 
e terminarem seu piquenique, a estrutura dinâmica adaptar-se-á a uma velocidade es-
tonteante. De modo semelhante, grandes estruturas citoesqueléticas podem persistir ou 
sofrer modificações de acordo com as necessidades, podendo apresentar uma duração 
que varia de menos de um minuto ao período total de vida da célula. No entanto, os com-
ponentes macromoleculares individuais que compõem estas estruturas encontram-se 
sob um fluxo constante. Assim, da mesma forma que ocorre quando existe uma altera-
ção na trilha das formigas, o rearranjo estrutural em uma célula requer uma quantidade 
de energia extra relativamente pequena quando as condições sofrem alteração. 
A regulação do comportamento dinâmico e a polimerização dos filamentos do cito-
esqueleto permitem que a célula eucariótica construa uma enorme variedade de estruturas 
a partir dos três sistemas básicos de filamentos. As fotomicrografias do Painel 16-1 ilustram 
algumas dessas estruturas. Os filamentos de actina revestem a face interna da membrana 
plasmática de células animais, conferindo resistência e forma a essa fina bicapa lipídica. 
Eles também formam diversos tipos de projeções na superfície das células. Algumas dessas 
são estruturas dinâmicas, como os lamelipódios e os filopódios que as células usam para ex-
plorar o território e para se movimentarem. Arranjos mais estáveis permitem que as células 
fiquem aderidas a um substrato subjacente e permitem a contração dos músculos. Os feixes 
regulares do estereocílio na superfície de células do ouvido interno contêm feixes de fila-
mentos de actina que vibram como hastes rígidas em resposta ao som, e as microvilosidades, 
organizadas de modo semelhante na superfície de células epiteliais intestinais, ampliam 
enormemente a área de superfície apical para aumentar a absorção de nutrientes. Em plan-
tas, filamentos de actina promovem a rápida corrente de citoplasma no interior das células.
Os microtúbulos, que são frequentemente encontrados em arranjos citoplasmáti-
cos que se estendem para a periferia da célula, podem rapidamente reorganizar-se para 
formar um fuso mitótico bipolar durante a divisão celular. Eles podem também formar 
cílios, que funcionam como chicotes de impulsão ou dispositivos sensoriais na superfície 
das células, ou feixes firmemente alinhados que servem como pistas para o transporte 
de materiais sobre longos axônios neuronais. Em células vegetais, arranjos organizados 
de microtúbulos ajudam a controlar o padrão da síntese da parede celular e, em muitos 
protozoários, eles formam a estrutura sobre a qual é construída toda a célula.
Os filamentos intermediários revestem a face interna do envelope nuclear, forman-
do uma espécie de gaiola protetora para o DNA da célula; no citosol, esses filamentos são 
trançados sob a forma de fortes cabos que mantêm as camadas das células epiteliais unidas 
ou que auxiliam a extensão dos longos e fortes axônios das células neuronais. Eles também 
permitem a formação de determinados apêndices resistentes, como os pelos e as unhas.
Um importante e dramático exemplo da rápida reorganização do citoesqueleto 
ocorre durante a divisão celular, como ilustrado na Figura 16-2, que mostra o crescimento 
de um fibroblasto em uma placa de cultura. Após a replicação dos cromossomos, o arranjo 
de microtúbulos da interfase que se espalha por todo o citoplasma é reconfigurado para 
formar o fuso mitótico bipolar, que segrega as duas cópias de cada cromossomo cada uma 
para um dos núcleos das células-filhas. Ao mesmo tempo, as estruturas especializadas de 
actina que permitem que o fibroblasto rasteje sobre a superfície da placa se reorganizam 
para que a célula pare de se mover e assuma uma forma mais esférica. A actina e sua pro-
teína motora associada, miosina, formam uma faixa em torno da região central da célula, o 
anel contrátil, que sofre constrição como se fosse um minúsculo músculo e separa a célula 
em duas. Quando a divisão está completa, os citoesqueletos dos dois fibroblastos-filhos se 
organizam em estruturas de interfase e convertem as duas células-filhas arredondadas em 
versões menores da célula-mãe, achatadas e com capacidade de deslizamento. 
Diversas células requerem rápidos rearranjos para que funcionem mesmo duran-
te o período de interfase. Por exemplo, os neutrófilos, um tipo de leucócito, perseguem 
PAINEL 16-1 Os três principais tipos de filamentos proteicos que formam o citoesqueleto 891
FILAMENTOS DE ACTINA
25 nm
100 nm
Os filamentos de actina (também conhecidos como microfilamentos)
são polímeros helicoidais da proteína actina. São estruturas flexíveis 
com diâmetro de 8 nm que se organizam sob uma ampla variedade 
de feixes lineares, redes bidimensionais e géis tridimensionais. Apesar 
dos filamentos de actina estarem dispersos nas células, eles 
encontram-se predominantemente concentrados no córtex,
subjacentes à membrana plasmática. (i) Filamento individual de actina; 
(ii) microvilosidade; (iii) fibras de tração (vermelho) terminando em 
adesões focais (verde); (iv) músculo estriado.
100 nm
MICROTÚBULOS
25 nm
Os microtúbulos são cilindros longos e ocos formados pela proteína 
tubulina. Apresentando um diâmetro externo de 25 nm, são bem mais 
rígidos que os filamentos de actina. Os microtúbulos são longos e 
retilíneos, e frequentemente apresentam uma extremidade ligada a um 
centro organizador de microtúbulos (MTOC) denominado centrossomo. 
(i) Microtúbulo individual; (ii) secção transversal da base de três cílios 
mostrando os trios de microtúbulos; (iii) arranjo interfásico de 
microtúbulos (verde) e organelas (vermelho); (iv) protozoário ciliado.
100 nm
FILAMENTOS INTERMEDIÁRIOS
25 nm
Os filamentos intermediários são fibras semelhantes a cabos com um 
diâmetro aproximado de 10 nm; eles são compostos por proteínas de 
filamentos intermediários, as quais pertencem a uma 
família grande e heterogênea. Um tipo de filamento intermediário
 forma uma rede denominada lâmina nuclear logo abaixo da membrana 
nuclear interna. Outros tipos estendem-se ao longo do citoplasma, 
conferindo resistência mecânica às células. Nos tecidos epiteliais, eles 
atravessam o citoplasma, de uma junção célula-célula a outra , 
fortalecendo, dessa forma, o epitélio como um todo. (i) Filamentos 
intermediários individuais; (ii) filamentos intermediários (azul) em 
neurônios e (iii) células epiteliais; (iv) lâmina nuclear.
Fotomicrografias cortesia de R. Graig (i e iv); P.T. Matsudaira e D.R. Burgess (ii); K. Burridge (iii).
Fotomicrografias cortesia de R. Wade (i); D.T. Woodrow (ii); D. Shima (iii); D. Burnette (iv).
Fotomicrografias cortesia de R. Quinlan (i); N.L. Kedersha (ii); M. Osborn (iii); U. Aebi (iv).
i
ii iii
iv
i
ii
iii iv
iv
i
ii iii
892 PARTE IV Organização interna da célula
e englobam células bacterianas e fungos queacidentalmente, por exemplo, através de 
cortes na pele, têm acesso a locais de nosso organismo que normalmente deveriam ser 
estéreis. Como a maioria das células com locomoção, os neutrófilos avançam através da 
emissão de estruturas e protrusões, as quais estão repletas de filamentos de actina recen-
temente sintetizados. Quando uma possível presa bacteriana move-se para uma direção 
diferente, o neutrófilo é obrigado a reorganizar suas estruturas protrusivas polarizadas 
em uma questão de segundos (Figura 16-3).
O citoesqueleto determina a organização e a polaridade celular
Nas células que adquiriram uma morfologia diferenciada e estável, como é o caso dos neu-
rônios ou das células epiteliais maduras, os elementos dinâmicos do citoesqueleto também 
devem prover estruturas grandes e estáveis para a organização celular. Nas células epiteliais 
especializadas que revestem orgãos como o intestino e os pulmões, as protrusões da super-
fície celular formadas pelo citoesqueleto, como as microvilosidades e os cílios, são capazes 
de manter o posicionamento, o comprimento e o diâmetro constantes ao longo de todo o 
tempo de vida da célula. No caso dos feixes de actina da região central das microvilosidades 
de células epiteliais intestinais, esse período se restringe a uns poucos dias. No entanto, 
feixes de actina da região central dos estereocílios de células do ouvido interno mantêm 
sua organização estável durante toda a vida do animal, tendo em vista que estas células não 
sofrem reposição. Não obstante, os filamentos de actina individuais permanecem extrema-
mente dinâmicos e são continuamente remodelados, sendo substituídos a cada 48 horas, 
mesmo em estruturas de superfície celulares estáveis que persistem por décadas.
Figura 16-2 Diagrama das alterações 
na organização do citoesqueleto 
associadas à divisão celular. O fibro-
blasto rastejante representado tem um 
citoesqueleto dinâmico de actina polari-
zada, (mostrado em vermelho) que reune 
lamelipódios e filopódios para deslocar sua 
borda anterior para a direita. A polarização 
do citoesqueleto de actina é auxiliada pe-
los microtúbulos do citoesqueleto (verde), 
constituído por longos microtúbulos que 
emanam de um único centro de organiza-
ção de microtúbulos, localizado na frente 
do núcleo. Quando a célula se divide, 
o arranjo polarizado de microtúbulos é 
reorganizado para a formação de um fuso 
mitótico bipolar, o qual é responsável pelo 
alinhamento e pela posterior segregação 
dos cromossomos duplicados (marrom). 
Os filamentos de actina formam um anel 
contrátil no centro da célula que divide 
a célula em duas após a segregação dos 
cromossomos. Após a completa divisão da 
célula, ambas as células-filhas reorganizam 
seus citoesqueletos de actina e de micro-
túbulos em versões menores daquelas que 
se encontravam na célula-mãe, permi-
tindo que estas se arrastem em direções 
opostas.
Figura 16-3 Um neutrófilo perseguin-
do uma bactéria. Nesta preparação 
de sangue humano, um agregado de 
bactérias (seta branca) está prestes a ser 
capturado por um neutrófilo. Conforme 
as bactérias se movimentam, o neutrófilo 
rapidamente reorganiza sua densa rede de 
actina na sua borda anterior (destacada 
em vermelho) para se movimentar em di-
reção à bactéria (Animação 16.1). A rápi-
da associação e dissociação do citoesque-
leto de actina nesta célula permitem que 
ela altere a orientação e a direção de seu 
movimento em um intervalo de poucos 
minutos. (Obtida de um vídeo registrado 
por David Rogers.) Tempo 0 min 1 min 2 min 3 min
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 893
Além de formar protrusões estáveis na superfície das células especializadas, o citoes-
queleto também é responsável pela polarização geral das células, permitindo que elas apre-
sentem diferenças entre suas regiões superiores e inferiores ou anteriores e posteriores. A 
informação de polaridade em grande escala transmitida pela organização do citoesqueleto 
é muitas vezes mantida durante toda a vida útil da célula. As células epiteliais polarizadas 
usam arranjos organizados de microtúbulos, filamentos de actina e filamentos intermediá-
rios para manter as diferenças essenciais entre a superfície apical e a superfície basolateral. 
As células também devem manter uma forte aderência entre si para permitir que esta ca-
mada única de células atue de maneira eficiente como barreira física (Figura 16-4). 
Filamentos são polimerizados a partir de subunidades proteicas 
que lhes conferem propriedades físicas e dinâmicas específicas
Os filamentos do citoesqueleto podem se estender de uma extremidade da célula a ou-
tra, abrangendo dezenas ou mesmo centenas de micrômetros. No entanto, as moléculas 
individuais das proteínas que formam os filamentos possuem tamanho de apenas alguns 
nanômetros. A célula constrói os filamentos organizando um grande número dessas su-
bunidades pequenas, como se fossem tijolos na construção de um enorme arranha-céu. 
Visto que essas subunidades são pequenas, elas podem difundir rapidamente pelo cito-
sol, enquanto os filamentos organizados não podem. Assim, as células podem promover 
uma reorganização estrutural rápida, pela dissociação de filamentos em uma determina-
da região e reassociação em uma região bastante afastada.
Os filamentos de actina e os microtúbulos são formados por subunidades compac-
tas e globulares – subunidades de actina no caso dos filamentos de actina e subunidades de 
tubulina no caso dos microtúbulos –, enquanto os filamentos intermediários são formados 
a partir de subunidades menores que são elas próprias alongadas e fibrilares. Esses três ti-
pos principais de filamentos do citoesqueleto formam arranjos helicoidais de subunidades 
(ver Figura 3-22) que se autoassociam através da combinação de contatos proteicos entre 
extremidades ou lateralmente. As diferenças entre as estruturas destas subunidades e da 
resistência das forças de atração existente entre elas são as principais responsáveis pelas 
diferenças marcantes e características de estabilidade e propriedades mecânicas de cada 
tipo de filamento. Enquanto ligações covalentes entre suas subunidades mantêm coesa a 
cadeia principal de vários polímeros biológicos – como o DNA, o RNA e as proteínas – são 
Figura 16-4 Organização do citoes-
queleto em células epiteliais polariza-
das. Todos os componentes do citoesque-
leto cooperarem para produzir as formas 
características de células especializadas, 
incluindo as células epiteliais que revestem 
o intestino delgado, aqui ilustradas. Na su-
perfície apical (superior), que se volta para 
o lúmen do intestino, feixes de filamentos 
de actina (em vermelho) formam microvi-
losidades que aumentam a área de super-
fície celular disponível para a absorção de 
nutrientes a partir dos alimentos. Abaixo 
das microvilosidades, uma faixa ao longo 
da circunferência da célula composta por 
filamentos de actina é conectada às jun-
ções aderentes célula-célula que ancoram 
as células umas às outras. Os filamentos 
intermediários (azul) estão ancorados a 
outros tipos de estruturas adesivas, como 
desmossomos e hemidesmossomos, que 
conectam as células epiteliais em uma 
camada rija e as conectam à matriz extra-
celular subjacente; estas estruturas são dis-
cutidas no Capítulo 19. Os microtúbulos 
(em verde) projetam-se verticalmente do 
alto da célula até sua base e fornecem um 
sistema coordenado geral que permite que 
a célula distribua componentes recém-
-sintetizados aos seus locais adequados.
APICAL
BASAL
Microvilosidades
Rede terminal 
de actina
Junção aderente
Desmossomo
Hemidesmossomo
Lâmina basal
Núcleo
Filamentos intermediários
Microtúbulos
Microfilamentos de actina
+
+
+
+
+
+
+
+
–
–
–
–
–
–
–
–
894 PARTE IV Organização interna da célula
interações não covalentes fracas que mantêm a estrutura dos três tipos de polímeros do 
citoesqueleto. Consequentemente, sua associação e dissociação podem ocorrer de forma 
rápida, sem que ligações covalentes sejam formadas ou quebradas.
As subunidades dosfilamentos de actina e microtúbulos são assimétricas e ligam-
-se umas às outras em um sistema cabeça-e-cauda, de tal forma que todas apontam para a 
mesma direção. Essa polaridade das subunidades confere aos filamentos uma polaridade 
estrutural ao longo de seu comprimento e faz as duas extremidades de cada polímero te-
rem comportamentos diferentes. Além disso, subunidades de actina e tubulina são ambas 
capazes de catalisar a hidrólise de um nucleosídeo trifosfato – ATP e GTP respectivamente. 
Como discutiremos adiante, a energia derivada da hidrólise de nucleotídeos permite que 
os filamentos sofram uma rápida remodelagem. Ao controlar quando e onde a actina e os 
microtúbulos são organizados, a célula vincula as propriedades polares e dinâmicas destes 
filamentos à geração de força em uma direção específica, para avançar a borda anterior de 
uma célula em migração, por exemplo, ou para segregar os cromossomos durante a divisão 
celular. Em contraste, as subunidades de filamentos intermediários são simétricas e, portan-
to, não formam filamentos polarizados com duas extremidades diferentes. As subunidades 
de filamentos intermediários também não catalisam a hidrólise de nucleotídeos. Não obs-
tante, os filamentos intermediários podem se dissociar rapidamente quando necessário. Na 
mitose, por exemplo, cinases fosforilam as subunidades, levando à sua dissociação.
Os filamentos do citoesqueleto nas células vivas não são formados simplesmente 
encadeando subunidades em fila única, uma atrás da outra. Por exemplo, 1.000 subuni-
dades de tubulina alinhadas extremidade-a-extremidade ocupariam o equivalente ao diâ-
metro de uma célula eucariótica pequena, mas um filamento formado desta maneira não 
teria força para evitar a ruptura provocada pela energia térmica do ambiente, a menos que 
cada subunidade no filamento estivesse firmemente ligada às duas subunidades vizinhas 
adjacentes. Um sistema que utilizasse fortes associações entre as subunidades adjacentes 
limitaria a taxa de dissociação do filamento, fazendo o citoesqueleto ser uma estrutura 
estática e bem menos útil do que na realidade é. Para fornecer tanto força quanto adapta-
bilidade, os microtúbulos são constituídos por 13 protofilamentos – cadeias lineares de 
subunidades unidas extremidade-à-extremidade – que se associam umas às outras lateral-
mente para formar um cilindro oco. A adição ou perda de uma subunidade na extremida-
de final de um protofilamento forma ou rompe um número pequeno de ligações. Por outro 
lado, a perda de uma subunidade da região central do filamento requer o rompimento de 
muito mais ligações, enquanto a ruptura do filamento em dois requer o rompimento de 
múltiplas ligações dos protofilamentos ao mesmo tempo (Figura 16-5). A maior energia 
necessária para romper múltiplas ligações não covalentes simultaneamente permite aos 
microtúbulos resistir à ruptura térmica, ao mesmo tempo em que permite a rápida adi-
ção e dissociação de subunidades nas extremidades do filamento. Os filamentos de actina 
helicoidais são muito mais finos e, portanto, requerem muito menos energia para serem 
rompidos. No entanto, múltiplos filamentos de actina muitas vezes estão agrupados em 
feixes no interior das células, proporcionando resistência mecânica, ao mesmo tempo em 
que permitem o comportamento dinâmico das extremidades dos filamentos.
Como ocorre em outras interações entre proteínas, as subunidades dos filamentos do 
citoesqueleto são mantidas unidas por um grande número de interações hidrofóbicas e li-
gações não covalentes (ver Figura 3-4). Os locais e tipos de contato entre as subunidades são 
diferentes para cada tipo de filamento. Os filamentos intermediários, por exemplo, unem-se 
formando fortes contatos laterais entre a-hélices supertorcidas, que se estendem ao longo 
do comprimento quase total de cada subunidade fibrosa alongada. Visto que as subuni-
dades individuais são justapostas no filamento, os filamentos intermediários formam es-
truturas fortes, semelhantes a uma corda (ou cabo) que toleram muito mais estiramento e 
dobramento do que os microtúbulos ou os filamentos de actina (Figura 16-6). 
Proteínas acessórias e motoras regulam os filamentos 
do citoesqueleto
A célula regula o comprimento e a estabilidade dos filamentos do citoesqueleto, regu-
lando também a quantidade e a geometria deles. Esse controle é feito basicamente pela 
regulação das ligações que ocorrem entre os filamentos e entre os filamentos e outros 
componentes celulares, de tal maneira que a célula pode formar uma ampla variedade 
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 895
de estruturas macromoleculares. A modificação covalente direta das subunidades do fi-
lamento regula algumas propriedades do filamento, mas a maior parte da regulação é 
realizada por centenas de proteínas acessórias que determinam a distribuição espacial 
e o comportamento dinâmico dos filamentos, convertendo a informação recebida atra-
vés de vias de sinalização em ações do citoesqueleto. Essas proteínas acessórias ligam-
-se aos filamentos ou às suas subunidades para determinar o local de polimerização de 
novos filamentos, para regular a distribuição das proteínas poliméricas entre as formas 
filamento ou subunidade, para modificar a cinética da polimerização e da dissociação 
dos filamentos, para acoplar a energia para gerar força e para ligar os filamentos uns aos 
outros ou a estruturas celulares, como as organelas ou a membrana plasmática. Nesses 
processos, as proteínas acessórias mantêm a estrutura do citoesqueleto sob o controle 
de sinais intra e extracelulares, entre os quais se incluem aqueles que determinam as 
drásticas transformações que o citoesqueleto sofre durante cada uma das etapas do ciclo 
celular. Atuando de forma conjunta, as proteínas acessórias permitem que a célula eu-
Figura 16-5 Estabilidade térmica de fi-
lamentos do citoesqueleto com extre-
midades dinâmicas. Um protofilamento 
consistindo de uma única fita de subunida-
des é termicamente instável, uma vez que 
o rompimento de uma única ligação entre 
as subunidades é suficiente para quebrar 
o filamento. Em contraste, a formação de 
um filamento do citoesqueleto a partir de 
mais de um protofilamento permite que as 
extremidades sejam dinâmicas, ao mesmo 
tempo em que permite que os filamentos 
sejam resistentes à ruptura térmica. Em 
um microtúbulo, por exemplo, a remoção 
de um único dímero de subunidades da 
extremidade do filamento exige o rompi-
mento de ligações não covalentes entre 
um máximo de três outras subunidades, 
ao passo que a quebra do filamento ao 
meio requer o rompimento das ligações 
não covalentes em todos os 13 protofila-
mentos.
O ROMPIMENTO AO MEIO 
ROMPE UMA LIGAÇÃO
A REMOÇÃO DE
UMA EXTREMIDADE
ROMPE UMA LIGAÇÃO
+
PROTOFILAMENTO ISOLADO: INSTABILIDADE TÉRMICA
MÚLTIPLOS PROTOFILAMENTOS: ESTABILIDADE TÉRMICA
+ +
A REMOÇÃO DE UMA EXTREMIDADE
ROMPE POUCAS LIGAÇÕES
O ROMPIMENTO EM DOIS 
ROMPE MÚLTIPLAS LIGAÇÕES
Figura 16-6 Flexibilidade e estiramento 
em um filamento intermediário. 
Os filamentos intermediários são formados 
a partir de subunidades fibrosas alongadas 
com fortes contatos laterais, o que resulta 
em resistência às forças de estiramento. 
Quando uma minúscula sonda mecânica é 
arrastada sobre um filamento intermediá-
rio, o filamento é esticado mais de três ve-
zes o seu comprimento antes de se romper, 
como ilustrado pelos filamentos marcados 
com fluorescência nestas fotomicrografias. 
Essa técnica é denominada microscopia de 
força atômica (ver Figura 9-33). (Adaptada 
de L. Kreplak et al., J. Mol. Biol. 354:569–
577, 2005. Com permissão de Elsevier.)
Impulso lateral
Filamento
intermediário
200 nm
896 PARTE IV Organização interna da célula
cariótica mantenha uma alta organização mesmo apresentando uma estrutura interna 
flexível, podendo, inclusive, em muitos casos, locomover-se.
Entre as mais fascinantes proteínas que se associam ao citoesqueleto estão as pro-
teínas motoras. Essas proteínas se ligam a um filamento polarizado docitoesqueleto e 
utilizam a energia derivada de ciclos repetidos de hidrólise de ATP para se deslocarem ao 
longo do filamento. Dúzias de diferentes proteínas motoras coexistem em cada célula eu-
cariótica. Elas diferem em relação ao tipo de filamento ao qual se ligam (actina ou microtú-
bulos), à direção para a qual se movem sobre o filamento e em relação à “carga” que trans-
portam. Diversas proteínas motoras transportam organelas delimitadas por membrana 
– como mitocôndrias, vesículas do aparelho de Golgi ou vesículas secretoras – rumo a suas 
posições adequadas dentro da célula. Outras proteínas motoras fazem os filamentos do 
citoesqueleto exercerem tensão ou deslizarem uns sobre os outros, gerando a força neces-
sária para fenômenos como a contração muscular, o batimento de cílios e a divisão celular.
As proteínas motoras do citoesqueleto que se movem unidirecionalmente sobre 
um caminho de polímeros orientados lembram algumas outras proteínas e complexos 
proteicos discutidos em outros pontos deste livro, como as DNA e RNA-polimerases, as 
helicases e os ribossomos. Todas essas proteínas apresentam a capacidade de usar ener-
gia química para sua propulsão sobre um caminho linear, a direção do deslizamento 
dependendo da polaridade estrutural do caminho. Todas elas geram movimento pelo 
acoplamento da hidrólise de nucleosídeos trifosfato a mudanças conformacionais em 
larga escala (ver Figura 3-75).
A organização e a divisão da célula bacteriana dependem de 
proteínas homólogas às proteínas do citoesqueleto eucarióticas
Ao passo que as células eucarióticas geralmente são grandes e morfologicamente com-
plexas, as células de bactérias em geral possuem um tamanho de poucos micrômetros e 
assumem uma morfologia simples, em forma de esferas ou bastões. As bactérias também 
não possuem redes elaboradas de organelas intracelulares delimitadas por membrana. 
Historicamente, os biólogos assumiram que um citoesqueleto não seria necessário em 
células assim tão simples. Agora sabemos, no entanto, que as bactérias contêm homólo-
gos de todos os três tipos de filamentos do citoesqueleto eucariótico. Além disso, tubuli-
nas e actinas bacterianas são mais diversificadas do que suas versões eucarióticas, tanto 
nos tipos de arranjos que formam quanto nas funções que desempenham. 
Quase todas as bactérias e diversas arqueobactérias contém um homólogo da tubu-
lina, denominado FtsZ, que pode polimerizar em filamentos e organizar-se em um anel 
(denominado anel Z) na região em que é formado o septo, durante a divisão celular (Figura 
16-7). Apesar de o anel Z persistir por muitos minutos, os filamentos individuais dentro 
dele são altamente dinâmicos, cada filamento apresenta uma meia-vida média de cerca 
de 30 segundos. Conforme a bactéria procede sua divisão, o anel Z torna-se menor até sua 
completa dissociação e desaparecimento. Acredita-se que os filamentos FtsZ no anel Z 
deem origem a uma força de flexão que impulsiona a invaginação da membrana necessária 
para que a divisão celular se complete. O anel Z pode também atuar como uma região para 
a localização das enzimas necessárias à construção do septo entre as duas células-filhas.
Muitas bactérias também contêm homólogos da actina. Dois desses homólogos, 
MreB e Mbl, são encontrados principalmente em células de forma cilíndrica ou em for-
ma espiral, onde eles se agrupam para formar regiões dinâmicas que se movem circun-
ferencialmente ao longo do comprimento da célula (Figura 16-8A). Essas proteínas con-
tribuem para a determinação da forma celular, servindo como um molde que promove 
a síntese dos peptidoglicanos da parede celular, semelhantemente à forma como os mi-
crotúbulos auxiliam a organização da síntese da parede celular de celulose, nas células 
Figura 16-7 A proteína bacteriana FtsZ, um homólogo da tubulina em procariotos. (A) Uma faixa de 
proteína FtsZ forma um anel em uma célula bacteriana em divisão. Este anel foi marcado pela fusão da proteína 
FtsZ à proteína verde fluorescente (GFP), o que permite a sua observação em células de E. coli vivas com micros-
cópio de fluorescência. (B) Filamentos e círculos FtsZ, formados in vitro, visualizados por microscopia eletrônica. 
(C) Cloroplastos de uma alga vermelha em divisão (vermelho) também se dividem usando um anel de proteína 
composto por FtsZ (amarelo). (A, de X. Ma, D.W. Ehrhardt e W. Margolin, Proc. Natl Acad. Sci. USA 93:12998–
13003, 1996; B, de H.P. Erickson et al., Proc. Natl Acad. Sci. USA 93:519–523, 1996. Ambos com permissão de 
National Academy of Sciences; C, de S. Miyagishima et al., Plant Cell 13:2257–2268, 2001, com permissão de 
American Society of Plant Biologists.)1 �m
1 �m
100 nm
(B)
(C)
(A)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 897
dos vegetais superiores (ver Figura 19-65). Como acontece com FtsZ, os filamentos de 
MreB e Mbl são altamente dinâmicos, com meia-vida de alguns minutos, e a hidrólise de 
nucleotídeos acompanha o processo de polimerização. As mutações que interrompem 
a expressão de MreB ou Mbl causam anomalias extremas relativas à forma da célula e 
defeitos na segregação dos cromossomos (Figura 16-8B).
As moléculas relacionadas a MreB e Mbl desempenham funções mais especializadas. 
Um homólogo da actina em bactérias particularmente intrigante é ParM, que é codificado 
por um gene em certos plasmídeos bacterianos que também contêm genes responsáveis 
por resistência a antibióticos e levam à disseminação de resistência a múltiplos fármacos em 
epidemias. Os plasmídeos bacterianos normalmente codificam todos os produtos gênicos 
necessários à sua própria segregação, presumivelmente como estratégia para garantir sua 
herança e propagação em hospedeiros bacterianos após a replicação do plasmídeo. ParM se 
organiza sob a forma de filamentos que, por sua vez, associam-se em cada extremidade com 
uma cópia do plasmídeo, e o crescimento do filamento ParM empurra as cópias replicadas 
do plasmídeo separando-as (Figura 16-9). Essa estrutura semelhante ao fuso aparentemen-
te surge da estabilização seletiva de filamentos que se ligam a proteínas especializadas re-
crutadas para as origens de replicação dos plasmídeos. Um parente distante da tubulina e 
do FtsZ, chamado de TubZ, tem uma função similar em outras espécies bacterianas.
Assim, a autoassociação de proteínas de ligação a nucleotídeos em filamentos di-
nâmicos é usada em todas as células, e as famílias da actina e da tubulina são muito 
antigas, pré-datando a separação entre o reinos eucariótico e as bactérias.
Pelo menos uma espécie bacteriana, Caulobacter crescentus, parece conter uma 
proteína com similaridade estrutural significante com a última das três principais classes 
de filamentos do citoesqueleto encontradas em células animais, ou seja, com os filamen-
tos intermediários. Uma proteína chamada crescentina forma uma estrutura filamentosa 
que influencia o incomum formato em semicírculo dessa espécie; quando o gene que 
codifica a crescentina é interrompido, as células de Caulobacter crescem como hastes 
retas (Figura 16-10).
1 �m1 �m 1 �m1 �m
(A) (B)
Figura 16-8 Homólogos da actina determinam a forma das células em bactérias. (A) A proteína MreB forma diversas 
regiões compostas por filamentos lineares ou helicoidais curtos, entrelaçados, que são vistos movendo-se em círculos ao lon-
go do comprimento da bactéria e estão associados com os locais de síntese de parede celular. (B) A bactéria comum do solo 
Bacillus subtilis normalmente forma células com forma regular em bastonete quando visualizada por microscopia eletrônica 
de varredura (esquerda). Em contraste, células de B. subtilis que não possuem o homólogo de actina MreB ou Mbl crescem 
sob formas irregulares ou torcidas e acabam por morrer (no centro e à direita). (A, de P. Vats e L. Rothfield, Proc. Natl Acad. 
Sci. USA 104:17795–17800, 2007. Com permissão de National Academy of Sciences; B, de A. Chastanet e R. Carballido-
-Lopez, Front. Biosci. 4S:1582–1606, 2012. Com permissão de Frontiers in Bioscience.)
Figura 16-9 Papeldo homólogo de 
actina ParM na segregação de plasmí-
deos em bactérias. (A) Alguns plasmí-
deos bacterianos de resistência a fármacos 
(em laranja) codificam um homólogo da 
actina, ParM, que sofre nucleação espon-
tânea formando pequenos filamentos 
dinâmicos (em verde) no interior do cito-
plasma da bactéria. Uma segunda proteína 
codificada no plasmídeo chamada ParR 
(em azul) se liga a sequências específicas 
de DNA sobre o plasmídeo, além de es-
tabilizar as extremidades dinâmicas dos 
filamentos de ParM. Quando o plasmídeo 
se duplica, ambas as extremidades dos fila-
mentos ParM tornam-se estabilizadas, e os 
filamentos de ParM crescentes empurram 
os plasmídeos duplicados para extremida-
des opostas da célula. (B) Nestas células 
bacterianas, que possuem um plasmídeo 
de resistência a fármacos, os plasmídeos 
estão corados em vermelho, e a proteína 
ParM, em verde. À esquerda, um peque-
no feixe de filamentos ParM conecta os 
plasmídeos-filhos logo após sua duplica-
ção. À direita, filamentos ParM totalmente 
polimerizados empurram os plasmídeos 
duplicados para os pólos da célula. (A, 
adaptada de E.C. Garner, C.S. Campbell 
e R.D. Mullins, Science 306:1021–1025, 
2004; B, de J. Møller-Jensen et al., Mol. 
Cell 12:1477–1487, 2003. Com permissão 
de Elsevier.)2 �m
(B)(A)
Monômeros
ParM
Origem de 
replicação
Filamentos
ParM
Proteínas 
ParR
Plasmídeo
ParM
Plasmídeo
898 PARTE IV Organização interna da célula
Resumo
O citoplasma das células eucarióticas é organizado espacialmente em uma rede de pro-
teínas filamentosas conhecida como citoesqueleto. Essa rede contém três tipos principais 
de filamentos: filamentos de actina, microtúbulos e filamentos intermediários. Todos esses 
três tipos de filamentos se organizam em arranjos helicoidais a partir de subunidades que 
se autoassociam usando uma combinação de contatos proteicos extremidade-extremida-
de e laterais-laterais. As diferenças na estrutura das subunidades e na maneira pela qual 
elas se autoassociam conferem aos diferentes filamentos propriedades mecânicas diversas. 
A dissociação e associação das subunidades remodelam constantemente todos os três tipos 
de filamentos do citoesqueleto. A actina e a tubulina (as subunidades dos filamentos de ac-
tina e dos microtúbulos, respectivamente) ligam e hidrolisam nucleosídeos trifosfato (ATP 
e GTP respectivamente) e se organizam cabeça-cauda formando filamentos polarizados 
capazes de gerar força. Em células vivas, as proteínas acessórias modulam a dinâmica e a 
organização dos filamentos do citoesqueleto, resultando em eventos complexos como a di-
visão ou a migração celular, e dando origem a uma elaborada arquitetura celular para a 
formação de tecidos polarizados como os epitélios. As células bacterianas também contêm 
homólogos da actina, da tubulina e dos filamentos intermediários que formam estruturas 
dinâmicas que ajudam a controlar o formato e a divisão das células.
ACTINA E PROTEÍNAS DE LIGAÇÃO À ACTINA
O citoesqueleto de actina desempenha uma ampla gama de funções em diferentes tipos 
de células. Cada subunidade de actina, chamada às vezes de actina globular ou actina G, 
é um polipeptídeo de 375 aminoácidos firmemente associado a uma molécula de ATP 
ou ADP (Figura 16-11A). A actina é extraordinariamente conservada entre os eucariotos. 
As sequências de aminoácidos da actina de diferentes espécies de eucariotos geralmente 
têm similaridade na ordem de 90%. As pequenas variações na sequência de aminoácidos 
da actina podem gerar diferenças funcionais significativas. Nos vertebrados, por exem-
plo, existem três isoformas de actina, denominadas a, b, e g, que diferem ligeiramente 
em suas sequências de aminoácidos e têm funções distintas. A a-actina é expressa ape-
nas nas células musculares, enquanto a b e a g-actina são encontradas, em conjunto, em 
quase todas as células não musculares.
Subunidades de actina se associam em um arranjo tipo 
cabeça-cauda para criar filamentos polares flexíveis
As subunidades de actina unem-se em um arranjo tipo cabeça-cauda para formar uma 
hélice rígida, destrógira, que forma uma estrutura de aproximadamente 8 nm de largura 
chamada actina F ou actina filamentosa (Figura 16-11B e C). Visto que todas as subuni-
dades assimétricas de actina de um filamento apontam na mesma direção, os filamentos 
são polares e possuem extremidades estruturalmente diferentes: uma extremidade me-
nos (2) de crescimento lento e uma extremidade mais (1) de crescimento mais rápido. 
A extremidade menos (2) também é referida como a “extremidade da ponta”, e a extre-
midade mais (1), como a “extremidade da pena” em uma alusão à aparência em “seta” 
do complexo formado pelos filamentos de actina e pela proteína motora miosina (Figura 
16-12). Dentro do filamento, as subunidades estão posicionadas com sua fenda de liga-
ção a nucleotídeos direcionada para a extremidade menos (2).
Figura 16-10 Caulobacter e crescen-
tina. A bactéria Caulobacter crescentus, 
que apresenta um formato de foice, 
expressa uma proteína, a crescentina, 
que possui uma série de domínios su-
pertorcidos similares em tamanho e 
organização aos domínios dos filamentos 
intermediários eucarióticos. (A) A proteína 
crescentina forma uma fibra (vermelho) 
que se distribui ao longo da superfície 
interna da parede celular curva da bac-
téria. (B) Quando o gene é interrompido, 
as bactérias crescem como hastes retas 
(embaixo). (De N. Ausmees, J.R. Kuhn e C. 
Jacobs-Wagner, Cell 115:705–713, 2003. 
Com permissão de Elsevier.)
2 �m 2 �m
(A) (B)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 899
Os filamentos de actina individualmente são bastante flexíveis. A rigidez de um fi-
lamento pode ser caracterizada por seu comprimento de persistência, o comprimento mí-
nimo do filamento no qual flutuações térmicas aleatórias são suscetíveis de provocar sua 
curvatura. O comprimento de persistência de um filamento de actina é de apenas algumas 
dezenas de micrômetros. Em uma célula viva, no entanto, as proteínas acessórias provo-
cam interligações e agrupam os filamentos em feixes, originando estruturas de actina de 
maior escala que são muito mais rígidas do que os filamentos individuais de actina.
A nucleação é a etapa limitante na formação dos 
filamentos de actina
A regulação da formação dos filamentos de actina é um importante mecanismo pelo 
qual as células controlam sua forma e movimento. Pequenos oligômeros de subunida-
des de actina podem formar arranjos de forma espontânea, mas eles são instáveis e se 
dissociam facilmente, pois cada monômero é ligado a apenas um ou dois outros mo-
nômeros. Para que um novo filamento de actina seja formado, as subunidades devem 
associar-se em um agregado inicial, ou núcleo, o qual será estabilizado por vários conta-
tos entre as subunidades e, só então, poderá sofrer um rápido crescimento pela adição de 
novas subunidades. Esse processo é chamado de nucleação do filamento.
Figura 16-11 Estruturas de um mo-
nômero de actina e de um filamento 
de actina. (A) O monômero de actina 
possui um nucleotídeo (ATP ou ADP) liga-
do a uma profunda fenda no centro da 
molécula. (B) Arranjo de monômeros em 
um filamento constituído por dois proto-
filamentos, mantidos juntos por contatos 
laterais, e que se enrolam um ao outro 
como duas fitas paralelas de uma hélice, 
com uma torção repetida a cada 37 nm. 
Todas as subunidades de um filamento 
apresentam a mesma orientação. (C) Fo-
tomicrografia eletrônica de filamento de 
actina em coloração negativa. (C, cortesia 
de Roger Craig.)
(A)
Extremidade mais (+)
NH2
HOOC
ATP
(ADP quando
no filamento)
Extremidade menos (–)
(C) 25 nm
37 nm
Extremidade
mais (+)
Extremidade
menos (–)
Molécula de actina
(B)
Figura 16-12 Polaridade estrutural do 
filamento de actina. (A) Esta fotomi-
crografia eletrônica mostra um filamento 
de actina polimerizado a partir de um 
filamento inicial curto de actina associado 
a domínios motores da miosina, resultan-
do em um padrão de seta. O filamento 
cresceu muito mais rapidamente na extre-midade “pena” (1) que na extremidade 
“ponta” (–). (B) Imagem ampliada e 
modelo mostrando o padrão “seta”. (A, 
cortesia de Tom Pollard; B, adaptado de M. 
Whittaker, B.O. Carragher e K.A. Milligan, 
Ultramicro. 54:245–260, 1995.)
Extremidade 
menos (–)
Extremidade 
mais (+)
0,5 �m
20 nm
(A)
(B)
Extremidade 
“ponta” (–)
Extremidade 
“pena” (+)
900 PARTE IV Organização interna da célula
Muitas características da nucleação e da polimerização de actina foram estudadas 
com actina purificada em tubos de ensaio (Figura 16-13). A instabilidade dos pequenos 
agregados de actina cria uma barreira cinética para a nucleação. Quando a polimeri-
zação é iniciada, essa barreira resulta em uma fase de retardo, durante a qual não são 
formados filamentos. Durante essa fase de retardo, no entanto, alguns dos pequenos 
agregados instáveis conseguem fazer a transição para uma forma mais estável que se 
assemelha a um filamento de actina. Isso leva a uma fase de alongamento rápido do fila-
mento, durante a qual subunidades são rapidamente adicionadas às extremidades dos 
filamentos nucleados (Figura 16-13A). Finalmente, conforme a concentração de monô-
meros de actina diminui, o sistema se aproxima de um estado estacionário no qual a 
taxa de adição de novas subunidades na extremidade do filamento alcança um equilí-
brio exato com a taxa de dissociação de subunidades. A concentração de subunidades 
livres que permanece em solução nesse momento é chamada de concentração crítica, 
Cc. Como explicado no Painel 16-2, o valor da concentração crítica é igual à constante 
de velocidade para perda de subunidades dividida pela velocidade constante da adição 
de subunidades – ou seja, Cc 5 koff/kon, que é igual à constante de dissociação, Kd, e o 
inverso da constante de equilíbrio, K (ver Figura 3-44). Em um tubo de ensaio, a Cc para 
a polimerização de actina – ou seja, a concentração de monômeros de actina livres na 
qual a fração de actina no polímero para de aumentar – é de aproximadamente 0,2 mM. 
Dentro da célula, a concentração de actina não polimerizada é muito maior do que isso, 
e a célula desenvolveu mecanismos para impedir que a maioria dos seus monômeros de 
actina sejam arranjados em filamentos, como discutiremos mais tarde.
A fase de retardo no crescimento do filamento é eliminada se filamentos-base pre-
existentes (como fragmentos de filamentos de actina que foram quimicamente interli-
gados) são adicionados à solução no início da reação de polimerização (Figura 16-13B). 
A célula tira grande proveito dessa necessidade de nucleação: ela utiliza proteínas espe-
ciais para catalisar a nucleação de filamentos em regiões específicas, definindo, desse 
modo, onde novos filamentos de actina deverão ser formados. 
Os filamentos de actina possuem duas extremidades distintas 
com diferentes taxas de crescimento
Devido à orientação uniforme das subunidades assimétricas de actina no filamento, as es-
truturas das duas extremidades são diferentes. Essa orientação faz as duas extremidades de 
cada polímero serem diferentes entre si, e estas diferenças refletirão nas taxas de crescimen-
to do filamento. As constantes cinéticas de velocidade para a associação e a dissociação de 
Tempo após a adição de sal Tempo após a adição de sal
Filamentos pré-formados (núcleos) adicionados aqui
Nucleação 
(fase de retardo)
Alongamento 
(fase de crescimento)
Alongamento 
(fase de crescimento)
0
100
%
 d
e 
su
b
u
n
id
ad
es
 d
e 
ac
ti
n
a 
n
o
s 
fi
la
m
en
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s
0
100
%
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su
b
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n
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es
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ac
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n
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n
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s 
fi
la
m
en
to
s
 % de subunidades livres
não é modificada pela
adição de núcleos
% de subunidades
livres no 
estado estacionário 
Filamentos de actina
com subunidades 
associando-se e 
dissociando-se
Filamentos de actina 
com subunidades 
associando-se e
 dissociando-se
Filamento de 
actina em crescimento
Filamento de 
actina em crescimento
Oligômeros
Subunidades 
de actina
(A) (B)
Alongamento 
(fase de crescimento)
Estado estacionário 
(fase de equilíbrio)
Figura 16-13 Curva de tempo da polimerização de actina em um tubo de ensaio. (A) A polimerização de 
subunidades de actina puras em filamentos ocorre após uma fase de retardo. (B) A polimerização ocorre mais 
rapidamente na presença de fragmentos pré-formados de filamentos de actina, que atuam como núcleos para 
o crescimento do filamento. A porcentagem de subunidades livres após a polimerização reflete a concentração 
crítica (Cc), em que não há mudança líquida no polímero. A polimerização de actina é frequentemente estudada 
através da observação da mudança na emissão de luz de uma sonda fluorescente, chamada pireno, que foi 
covalentemente ligada à actina. O pireno-actina fluoresce mais intensamente quando está incorporado a fila-
mentos de actina.
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 901
subunidades de actina – kon e koff, respectivamente – são muito maiores para a extremidade 
mais do que para a extremidade menos. Isso pode ser visto quando se permite o arranjo de 
uma solução extremamente concentrada de monômeros de actina purificados sobre fila-
mentos marcados de acordo com a polaridade – a extremidade mais do filamento se alonga 
até dez vezes mais rápido (ver Figura 16-12). Se os filamentos são rapidamente diluídos, de 
tal modo que a concentração de subunidades livres venha a situar-se abaixo da concentra-
ção crítica, a extremidade mais (1) também sofrerá uma dissociação mais rápida.
É importante observar, no entanto, que as duas extremidades de um filamento de 
actina têm a mesma afinidade líquida pelas subunidades de actina, se todas as subunida-
des estiverem no mesmo estado de nucleotídeo. A adição de uma subunidade a qualquer 
uma das extremidades de um filamento com n subunidades resultará em um filamento de 
n 1 1 subunidades. Então, a diferença de energia livre e, como consequência, a constante de 
equilíbrio (e a concentração crítica) devem ser as mesmas para a adição de subunidades em 
qualquer uma das duas extremidades do polímero. Nesse caso, a razão das constantes de ve-
locidade, koff/kon, deve ser idêntica nas duas extremidades, mesmo que os valores absolutos 
das constantes de velocidade sejam muito diferentes em cada extremidade (ver Painel 16-2). 
A célula aproveita-se da dinâmica e da polaridade dos filamentos de actina para 
realizar trabalho mecânico. O crescimento do filamento ocorre de forma espontânea 
quando o equilíbrio de energia livre (DG) para a adição de subunidades solúveis é me-
nor que zero. Esse é o caso quando a concentração de subunidades em solução excede 
a concentração crítica. Uma célula pode acoplar um processo energeticamente desfa-
vorável a esse processo espontâneo; assim, a célula pode usar a energia livre liberada 
durante a polimerização espontânea do filamento para mover uma carga associada. Por 
exemplo, ao orientar as extremidades mais (1), de rápido crescimento, dos filamentos 
de actina em direção à sua borda anterior, uma célula com capacidade de movimento 
pode empurrar a sua membrana plasmática para a frente, como discutiremos mais tarde.
A hidrólise de ATP nos filamentos de actina induz o 
comportamento de rolamento em estado estacionário
Até agora, em nossa discussão da dinâmica dos filamentos de actina, ignoramos o fato 
crítico que a actina pode catalisar a hidrólise do nucleosídeo trifosfato ATP. No caso das 
subunidades de actina livres, essa hidrólise ocorre de forma bastante lenta; no entanto o 
processo é acelerado quando as subunidades estão incorporadas nos filamentos. Logo 
após ocorrer a hidrólise de ATP, o grupo fosfato livre é liberado de cada subunidade, mas 
o ADP permanece preso na estrutura do filamento. Assim, dois tipos diferentes de es-
truturas de filamento podem existir, um sob a “forma T” referente ao nucleotídeo ligado 
(ATP) e outro sob a “forma D” também referente ao nucleotídeo ligado (ADP).
Quando o nucleotídeo é hidrolisado, grande parte da energia livre liberada pela 
clivagem da ligação fosfato-fosfato éarmazenada no polímero. Isso faz a alteração de 
energia livre para a dissociação de uma subunidade de polímero da forma D mais nega-
tiva que a alteração de energia livre para a dissociação de uma subunidade de polímero 
na forma T. Consequentemente, a razão de koff/kon para o polímero sob a forma forma D, 
que é numericamente igual à sua concentração crítica Cc(D), é maior do que a razão cor-
respondente para o polímero sob a forma T. Dessa forma, Cc(D) é maior do que Cc(T). Em 
determinadas concentrações de subunidades livres, os polímeros de forma D sofrerão 
encurtamento, enquanto os polímeros de forma T estarão em crescimento.
Em células vivas, a maioria das subunidades de actina solúveis está sob a forma T, 
visto que a concentração livre de ATP é aproximadamente dez vezes maior que a de ADP. 
No entanto, quanto mais tempo as subunidades estiverem nos filamentos de actina, mais 
provavelmente terão seu ATP hidrolisado. A velocidade de hidrólise em comparação com 
a velocidade de adição de subunidades define se a subunidade em cada extremidade de 
um filamento estará sob a forma T ou D. Se a concentração de monômeros de actina é 
maior que a concentração crítica para ambas as forma T e D do polímero, então serão adi-
cionadas subunidades ao polímero em ambas as extremidades antes que os nucleotídeos 
nas subunidades adicionados anteriormente tenham sido hidrolisados; como resultado, 
as pontas dos filamentos de actina permanecerão sob a forma T. Por outro lado, se a con-
centração de subunidades é menor do que as concentrações críticas para ambas as formas 
T e D do polímero, então a hidrólise poderá ocorrer antes que a próxima subunidade seja 
902 PAINEL 16-2 A polimerização de actina e tubulina
TAXAS DE ADIÇÃO E TAXAS
DE REMOÇÃO
Um polímero linear de moléculas proteicas, como 
um filamento de actina ou um microtúbulo, 
associa-se (polimeriza) e dissocia-se (despolimeriza)
pela adição ou remoção de subunidades nas 
extremidades do polímero. A taxa de adição 
dessas subunidades (chamadas de monômeros) é 
dada pela taxa constante kon, expressa em
M–1 s–1. A taxa de remoção é dada por koff 
(unidades de s–1). 
subunidade
+
Polímero (com n subunidades)
Polímero (com n + 1 subunidades)
kon koff
NUCLEAÇÃO Um polímero helicoidal é estabilizado por múltiplos contatos
entre as subunidades adjacentes. No caso da actina, duas moléculas de actina
sofrem ligação relativamente fraca, uma em relação à outra, mas a adição de um
terceiro monômero de actina formando um trímero torna este grupo mais estável.
Adições subsequentes de monômeros podem ocorrer sobre este trímero, que atuará
como um núcleo para a polimerização. No caso da tubulina, o núcleo é maior e tem
uma estrutura mais complicada (possivelmente sendo feito de um anel com 13 ou mais
moléculas de tubulina), mas o princípio básico é o mesmo. 
 A associação de um núcleo é relativamente lenta, o que explica a fase de retardo 
observada durante a polimerização. Essa fase de retardo pode ser reduzida ou
inteiramente abolida se núcleos pré-formados, como fragmentos de microtúbulos ou
filamentos de actina já polimerizados, forem adicionados.
CONCENTRAÇÃO CRÍTICA
O número de monômeros que são adicionados ao 
polímero (filamento de actina ou microtúbulo) por
segundo será proporcional à concentração de 
subunidades livres (konC); no entanto, as 
subunidades deixarão a extremidade livre sob uma 
taxa constante (koff), a qual não depende de C.
Conforme o polímero cresce, as subunidades são 
utilizadas, e C diminui até alcançar um valor 
constante, chamado de concentração crítica (Cc). 
Nessa concentração, a taxa de adição de 
subunidades se iguala à taxa de dissociação de 
subunidades.
 Neste equilíbrio,
 kon C = koff
de tal forma que 
 Cc = 
 
(onde Kd é a constante de dissociação;
 ver Figura 3-44).
koff 
kon 
=
CURVA DE TEMPO DA POLIMERIZAÇÃO
A fase de retardo corresponde ao tempo necessário à nucleação.
A fase de crescimento ocorre enquanto os monômeros são adicionados às 
extremidades do filamento, levando ao aumento do seu comprimento.
A fase de equilíbrio, ou estado estacionário, é alcançada quando o crescimento do
polímero devido à adição de monômeros é exatamente equilibrado pelo
encurtamento do polímero devido à dissociação de monômeros.
Tempo
Q
ua
nt
id
ad
e 
de
 p
ol
ím
er
o
FASE DE
 RETARDO
FASE DE 
CRESCIMENTO
FASE DE 
EQUILÍBRIO
EXTREMIDADES MAIS (+) E EXTREMIDADES MENOS (–)
As duas extremidades de um filamento de actina ou de microtúbulo
polimerizam sob diferentes taxas. A extremidade de crescimento
mais rápido é denominada extremidade mais (+), enquanto a
extremidade que apresenta crescimento mais lento é chamada de 
extremidade menos (–). A diferença entre as taxas de crescimento das
 duas extremidades se deve a alterações conformacionais que ocorrem 
em cada subunidade conforme elas se integram ao polímero.
Subunidade 
livre
Subunidade 
no polímero
LENTO RÁPIDO
Extremidade 
menos (–)
Extremidade 
mais (+)
Essa alteração conformacional afeta a velocidade na qual as 
subunidades se ligam às duas extremidades.
Mesmo se kon e koff tiverem valores diferentes para as extremidades 
mais e menos do polímero, a relação kon/koff – e desse modo Cc – 
deverá ser a mesma em ambas as extremidades no caso de uma 
reação de polimerização simples (sem hidrólise de ATP ou GTP). Isso 
ocorre porque exatamente as mesmas interações de subunidade são 
quebradas quando uma subunidade é perdida em qualquer uma 
das extremidades, e o estado final da subunidade após a dissociação 
é idêntico em ambos os casos. Desse modo, o �G para a perda de 
subunidades, o qual determina a constante de equilíbrio para a sua 
associação com a extremidade, é idêntico em ambas as 
extremidades: se a extremidade mais (+) cresce quatro vezes mais 
rapidamente do que a extremidade menos (–), ela também sofre 
encurtamento quatro vezes mais rápido. Assim, para C > Cc ambas as 
extremidades crescem; para C < Cc, ambas as extremidades sofrem 
encurtamento. 
 A hidrólise de nucleosídeo trifosfato que acompanha a 
polimerização de actina e de tubulina elimina essa restrição.
Kd
A polimerização de proteínas sob a forma de um longo polímero helicoidal como um
filamento do citoesqueleto ou um flagelo de bactéria apresenta, caracteristicamente, 
a seguinte curva de tempo:
903
INSTABILIDADE DINÂMICA
Os microtúbulos se dissociam aproximadamente cem vezes mais rápido de extremidades que contêm tubulina 
GDP do que extremidades que contêm tubulina GTP. Um quepe de GTP favorece o crescimento, mas, se for perdido, 
ocorrerá despolimerização.
Quepe GTP
CRESCIMENTO
Microtúbulos isolados podem, portanto, alternar períodos de lento crescimento e períodos 
de rápida dissociação, um processo conhecido como instabilidade dinâmica.
ENCURTAMENTO
CAPAS ATP E CAPAS GTP
A taxa de adição de subunidades em um 
filamento de actina ou microtúbulo em 
crescimento pode ser mais rápida do que a taxa 
na qual seus nucleotídeos associados são 
hidrolisados. Sob essas condições, a extremidade 
possuirá uma “capa” de subunidades contendo 
o nucleosídeo trifosfato – uma capa de ATP 
no caso de filamentos de actina ou uma capa de
GTP no caso de microtúbulos.
capa de ATP ou de GTP
INSTABILIDADE DINÂMICA e 
ROLAMENTO são dois comportamentos 
observados em polímeros do citoesqueleto. 
Ambos estão associados à hidrólise de
nucleotídeos trifosfato. Acredita-se que a
instabilidade dinâmica predomine em
microtúbulos e que o rolamento deva
predominar em filamentos de actina.
HIDRÓLISE DE NUCLEOTÍDEOS
Cada molécula de actina apresenta uma molécula de ATP ligada com alta afinidade e que é 
hidrolisada em uma molécula de ADP ligada com alta afinidade logo após sua adição ao
polímero. De forma semelhante, cada molécula de tubulina apresenta uma molécula de GTP 
ligada com alta afinidade que é convertida em uma molécula de GDP fortemente associada
logo após sua adição ao polímero.Monômero livre Subunidade no polímero
(T = monômero ligado a ATP 
ou GTP)
(D = monômero ligado a 
ADP ou GDP)
A hidrólise do nucleotídeo associado reduz a afinidade de ligação da subunidade pelas 
subunidades adjacentes e torna mais provável a dissociação desta subunidade na extremidade 
do filamento (ver Figura 16-44 para um modelo desse mecanismo).
É geralmente a forma que é adicionada ao filamento e a forma que sofre dissociação.
 Considerando apenas os eventos na extremidade mais (+):
D
D
D
kT
on
kD
off
Como anteriormente, o polímero crescerá até C = Cc. Para fins ilustrativos, podemos ignorar 
kD
on e kT
off uma vez que eles geralmente são muito pequenos, de tal modo que o 
crescimento do polímero cessará quando
 kT
on C = kD
off ou Cc = 
Esse é um estado estacionário e não um equilíbrio verdadeiro, pois o ATP ou o GTP que é 
hidrolisado deverá ser reposto por reações de troca de nucleotídeos de subunidades livres
 ( ).
kT
on
kD
off
ROLAMENTO (OU MOVIMENTO ESTACIONÁRIO)
Uma consequência da hidrólise de nucleotídeos que acompanha a formação do polímero 
é a mudança da concentração crítica em ambas as extremidades do polímero. 
Considerando que kD
off e kT
on referem-se a diferentes reações, sua relação 
kD
off /k
T
on não precisa ser a mesma em ambas as extremidades do polímero, 
de modo que: 
 Cc (extremidade menos) > Cc (extremidade mais) 
Desse modo, se ambas as extremidades de um polímero estão expostas, a polimerização
prossegue até que a concentração do monômero livre alcance um valor que seja acima 
de Cc para a extremidade mais (+) e abaixo de Cc para a extremidade menos (–). 
Neste estado estacionário, as subunidades estarão sendo, na média, associadas à 
extremidade mais (+) e, na média, dissociadas da extremidade menos (–) sob taxas 
idênticas. O polímero manterá um tamanho constante, mesmo considerando-se que 
existe um fluxo líquido de subunidades através do polímero, denominado rolamento ou movimento estacionário.
D D D D D
DDD T
DDD T T
D D D D D D
T
T
T
T DT
T
T
T
904 PARTE IV Organização interna da célula
adicionada, e ambas as extremidades do filamento estarão sob a forma D e encurtarão. Sob 
concentrações intermediárias das subunidades de actina, é possível que a velocidade de 
adição de subunidades seja mais rápida do que a hidrólise de nucleotídeos na extremida-
de mais (1), porém mais lenta do que a hidrólise de nucleotídeos na extremidade menos 
(2). Nesse caso, a extremidade mais (1) do filamento permanecerá na conformação T, 
enquanto a extremidade menos (2) adotará a conformação D. O filamento, então, sofre 
uma adição líquida de subunidades na extremidade mais (1), enquanto simultaneamente 
perde subunidades na extremidade menos (2). Isso leva a uma propriedade característica 
do filamento denominada rolamento (Figura 16-14; ver Painel 16-2). 
Sob uma concentração intermediária particular de subunidades, o crescimento do 
filamento na extremidade mais (1) se encontra exatamente balanceado pela dissociação 
de subunidades da extremidade menos (2). Nessas condições, as subunidades alternam 
rapidamente entre os estados livre ou ligado ao filamento, enquanto o comprimento to-
tal do filamento permanece inalterado. Esse ponto de “rolamento de repouso” requer 
consumo constante de energia sob a forma de hidrólise de ATP. 
As funções dos filamentos de actina são inibidas por químicos 
tanto estabilizadores quanto desestabilizadores do polímero
Compostos químicos que estabilizam ou desestabilizam os filamentos de actina são fer-
ramentas importantes para o estudo do comportamento dinâmico dos filamentos e de 
suas funções nas células. As citocalasinas são produtos de fungos que impedem a po-
limerização da actina pela ligação à extremidade mais (1) dos filamentos de actina. A 
latrunculina impede a polimerização da actina pela sua ligação a subunidades de actina. 
As faloidinas são toxinas isoladas do cogumelo Amanita que se ligam firme e lateralmen-
te aos filamentos da actina estabilizando-os e evitando a despolimerização. Todos esses 
compostos causam mudanças dramáticas no citoesqueleto de actina e são tóxicos para 
as células, indicando que a função dos filamentos de actina depende de um equilíbrio 
dinâmico entre os filamentos e os monômeros de actina (Tabela 16-1).
Figura 16-14 O rolamento de um fi-
lamento de actina é possível devido 
à hidrólise de ATP após a adição de 
subunidades. (A) Explicação para as 
diferentes concentrações críticas (Cc) nas 
extremidades mais (1) e menos (2). As 
subunidades com ATP ligado (subunidades 
na forma T) sofrem polimerização em 
ambas as extremidades do filamento cres-
cente e, em seguida, passam por hidrólise 
de nucleotídeos dentro do filamento. 
Conforme o filamento cresce, o alonga-
mento é mais rápido que a hidrólise na 
extremidade mais (1) neste exemplo, e as 
subunidades terminais desta extremidade 
estão, portanto, sempre sob a forma T. No 
entanto, a hidrólise é mais rápida do que 
o alongamento na extremidade menos (–), 
de tal forma que as subunidades terminais 
nesta extremidade estão sob a forma D. 
(B) O rolamento ocorre em concentrações 
intermediárias de subunidades livres. A 
concentração crítica para polimerização 
em uma extremidade do filamento sob a 
forma T é menor do que em uma extre-
midade do filamento sob a forma D. Se a 
concentração real de subunidades está em 
algum ponto entre esses dois valores, a 
extremidade mais (1) cresce, enquanto a 
extremidade menos (–) diminui, resultando 
no rolamento. 
 e D ( )
Subunidades solúveis sob a forma T ( )
Ta
xa
 d
e
al
o
n
g
am
en
to
0
POLIMERIZAÇÃO SEGUIDA DE 
HIDRÓLISE DE NUCLEOSÍDEOS
A adição na extremidade
menos (–) é lenta – a hidrólise alcança
o ponto de adição de subunidades
A adição na extremidade mais (+)
é rápida – a hidrólise encontra-se
atrasada em relação à
adição de subunidades
Faixa de rolamento
Concentração 
de subunidades
(A) (B)
Cc(T) < Cc(D) Para Cc(T) < C < Cc(D)
 ocorre rolamento
Cc(T)
Cc(D)
Na 
extremidade 
mais (+) T
Na 
extremidade
 menos (–) D
– +
– +
Crescimento
Encurtamento
Os polímeros são uma mistura das formas T ( )
TABELA 16-1 Compostos químicos inibidores da actina e dos microtúbulos
Composto químico Efeito nos filamentos Mecanismo Fonte original
Actina
Latrunculina Despolimeriza Liga-se a subunidades de actina Esponjas
Citocalasina B Despolimeriza Promove o capeamento da 
extremidade mais (1) do filamento
Fungos
Faloidina Estabiliza Liga-se sobre os filamentos Cogumelos Amanita 
Microtúbulos
Paclitaxel Estabiliza Liga-se sobre os filamentos Teixo 
Nocodazol Despolimeriza Liga-se a subunidades de tubulina Sintético
Colchicina Despolimeriza Promove o capeamento das 
extremidades do filamento
Crocus
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 905
Proteínas de ligação à actina influenciam a dinâmica e a 
organização dos filamentos
Em um tubo de ensaio, a polimerização da actina é controlada simplesmente pela sua 
concentração, como descrito anteriormente, pelo pH e pela concentração de sais e ATP. 
Dentro de uma célula, no entanto, o comportamento da actina é também regulado por 
numerosas proteínas acessórias que se ligam aos monômeros ou filamentos da actina 
(resumido no Painel 16-3). No estado estacionário, in vitro, quando a concentração do 
monômero é igual a 0,2 mM, a meia-vida do filamento, uma medida referente a quanto 
tempo um monômero de actina individual gasta em um filamento em rolamento, é de 
aproximadamente 30 minutos. Em uma célula não muscular de vertebrados, a meia-vida 
da actina nos filamentos é de apenas 30 segundos, demonstrando que fatores celulares 
modificam o comportamento dinâmico dos filamentos de actina. As proteínas de ligação 
à actina alteram drasticamente a dinâmica e a organização dos filamentos da actina por 
meio de controle espacial e temporal da disponibilidade do monômero, da nucleação do 
filamento, do alongamentoe da despolimerização. Nas seções a seguir, descreveremos 
como essas proteínas acessórias modificam a função da actina na célula.
A disponibilidade de monômeros controla a polimerização dos 
filamentos de actina
Na maioria das células não musculares dos vertebrados, aproximadamente 50% da ac-
tina estão em filamentos, e 50%, em solução – e, mesmo assim, a concentração do mo-
nômero em solução é de 50 a 200 mM, bem acima da concentração crítica. Por que tão 
pouco da actina polimeriza em filamentos? A razão é que as células contêm proteínas 
que se ligam aos monômeros de actina e tornam a polimerização muito menos favorável 
(uma ação semelhante à droga latrunculina). A mais abundante dessas proteínas é uma 
pequena proteína chamada de timosina. Os monômeros de actina ligados à timosina 
estão em um estado de bloqueio, não podendo associar-se nem à extremidade mais (1) 
nem à extremidade menos (2) dos filamentos de actina, e não são capazes de hidrolisar 
ou modificar o nucleotídeo ao qual estão ligados. 
Como, então, as células recrutam monômeros de actina a partir desse conjunto blo-
queado para utilizá-los para a polimerização? A resposta depende de uma outra proteína 
de ligação a monômeros chamada de profilina. A profilina liga-se à face do monômero de 
actina que é oposta à fenda de ligação ao ATP, bloqueando a lateral do monômero que 
normalmente se associaria à extremidade menos (2) do filamento, ao mesmo tempo em 
que deixa exposto o sítio do monômero que se liga à extremidade mais (1) (Figura 16-15). 
Quando o complexo de profilina-actina liga-se a uma extremidade mais (1) livre, uma mu-
dança conformacional na actina reduz a sua afinidade pela profilina e ela é liberada, tor-
nando o filamento de actina uma subunidade mais longa. A profilina compete com a timo-
sina pela ligação a monômeros de actina individuais. Assim, regulando a atividade local da 
profilina, as células podem controlar o movimento de subunidades de actina sequestradas 
ligadas à timosina para as extremidades mais (1) dos filamentos.
Vários mecanismos regulam a atividade da profilina, entre eles a fosforilação da 
profilina e sua ligação a fosfolipídeos inositol. Esses mecanismos podem definir as re-
giões onde a profilina atuará. Por exemplo, a profilina é necessária para a polimeriza-
ção do filamento na membrana plasmática, onde ela é recrutada por uma interação com 
fosfolipídeos acídicos da membrana. Nesse ponto, sinais extracelulares podem ativar a 
profilina de modo a produzir polimerização localizada de actina, provocando também 
a extensão de estruturas de locomoção ricas em actina como filopódios e lamelipódios. 
Fatores de nucleação de actina aceleram a polimerização e geram 
filamentos lineares ou ramificados
Além da disponibilidade de subunidades de actina ativas, um segundo pré-requisito para a 
polimerização da actina celular é a nucleação do filamento. As proteínas que contêm moti-
vos de ligação a monômeros de actina ligados em sequência medeiam o mais simples dos 
mecanismos de nucleação do filamento. Essas proteínas de nucleação de actina aproximam 
906 PAINEL 16-3 Filamentos de actina
Subunidades de actina
– +
– +
– +
– –+ +
TropomiosinaCofilina
Fimbrina
�-actinina Filamina Espectrina
Liga-se a filamentos com 
ADP-actina, acelera a dissociação
Timosina
Liga-se a subunidades, 
evita a associação
Formina
Promove a nucleação da 
polimerização e permanece associada 
à extremidade mais (+) em crescimento
Complexo Arp 2/3
Promove a nucleação da 
polimerização para a formação de
uma rede e permanece associado 
à extremidade menos (–)
Profilina
Liga-se a subunidades, 
acelera o crescimento
Proteína de capeamento
Evita a associação e a dissociação
 na extremidade mais (+)
– +
Tropomodulina
Evita a associação e a dissociação 
na extremidade menos (–)
Estabiliza o filamento
Gelsolina 
Rompe os filamentos e se 
liga à extremidade mais (+)
+
+
–
–
Associação em feixes, interligação e ligação a membranas
ERM
–
–
–
–
–
–
+
+
+
+
+
+
FILAMENTOS DE ACTINA
Algumas das principais proteínas acessórias do citoesqueleto de actina. Excetuando-se as proteínas motoras miosina, é ilustrado
um exemplo para cada um dos principais tipos. No entanto, a maioria das células contém mais de uma centena de proteínas de
ligação à actina diferentes, e é provável que existam tipos importantes de proteínas de associação à actina que ainda não
foram identificados.
Membrana 
plasmática
Filamento de actina
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 907
várias subunidades de actina para formar um ponto de nucleação. Na maioria dos casos, a 
nucleação da actina é catalisada por um de dois tipos diferentes de fatores: pelo complexo 
Arp 2/3 ou pelas forminas. O primeiro desses fatores é um complexo de proteínas que inclui 
duas proteínas relacionadas à actina (ARPs, actin-related proteins), cada uma apresentando 
aproximadamente 45% de similaridade com a actina. O complexo Arp 2/3 provoca a nucle-
ação do crescimento do filamento de actina na extremidade menos (2), permitindo rápido 
alongamento na extremidade mais (1) (Figura 16-16A e B). Esse complexo pode se ligar 
lateralmente a um outro filamento de actina, ainda permanecendo ligado à extremidade 
menos (2) do filamento que inicialmente nucleou, dessa forma dando origem a filamentos 
individuais organizados em uma rede ramificada (Figura 16-16C e D).
As forminas são proteínas diméricas que promovem a nucleação do crescimento de 
filamentos não ramificados, lineares, que podem ser interligados a outras proteínas para 
formar feixes paralelos. Cada subunidade de formina possui um sítio de ligação à actina 
monomérica, e o dímero de formina parece ser capaz de nuclear a polimerização de um 
filamento de actina pela captura de dois monômeros. Enquanto ocorre o crescimento do 
filamento recém-nucleado, o dímero de formina permanece associado à extremidade mais 
(1), de rápido crescimento e, ao mesmo tempo, permite a adição de novas subunidades a 
essa extremidade (Figura 16-17). Esse mecanismo de polimerização do filamento é nitida-
mente diferente daquele usado pelo complexo Arp 2/3, que permanece estavelmente liga-
do à extremidade menos (2) do filamento, impedindo a adição ou a perda de subunidades 
nessa extremidade. O crescimento do filamento de actina dependente de formina é forte-
mente reforçado pela associação dos monômeros de actina com a profilina (Figura 16-18).
Monômero de
actina livre
Monômero 
de actina livre
Complexo 
actina-
timosina
Complexo actina-timosina
Timosina
Crescimento da 
extremidade mais
Sem ligação
Ausência de crescimento 
na extremidade mais (+)
Monômero de 
actina livre
Complexo 
actina-
-profilina
Complexo actina-profilina
Crescimento da extremidade mais (+)
Rápido crescimento 
na extremidade mais (+)
Profilina
Profilina
Filamento de actina
Filamento de actina
A PROFILINA COMPETE COM A TIMOSINA PELA LIGAÇÃO AOS MONÔMEROS 
DE ACTINA E PROMOVE A POLIMERIZAÇÃO DOS FILAMENTOS
Figura 16-15 Efeitos da timosina e da profilina na polimerização da actina. Um monômero de actina 
ligado à timosina é estericamente impedido de ligar-se e alongar a extremidade mais (1) de um filamento de 
actina (esquerda). Um monômero de actina ligado à profilina, por outro lado, é capaz de prolongar um fila-
mento (direita). A timosina e a profilina não podem, ambas, ligarem-se a um único monômero de actina ao 
mesmo tempo. Em uma célula na qual a maioria dos monômeros de actina está ligado à timosina, a ativação de 
uma pequena quantidade de profilina pode produzir uma rápida organização dos filamentos. Como indicado 
(imagem inferior), a profilina se liga a monômeros de actina que são transitoriamente liberados do conjunto de 
monômeros ligados à timosina, encaminha-os para as extremidades mais (1) dos filamentos de actina, e é então 
liberada e reciclada para novos ciclos de alongamento do filamento.
908 PARTE IV Organização interna da célula
Assim como no caso da ativação pela profilina, a nucleação dos filamentosde ac-
tina por complexos Arp 2/3 e forminas ocorre principalmente na membrana plasmática, 
e a maior densidade de filamentos de actina na maioria das células está presente na pe-
riferia da célula. A camada logo abaixo da membrana plasmática é denominada córtex 
celular, e os filamentos de actina nessa região determinam a forma e o movimento da 
superfície celular, permitindo que a célula altere sua conformação e rigidez rapidamente 
em resposta a mudanças no seu ambiente externo. 
N
NC
C
N
C
Extremidade mais (+) Extremidade mais (+) Extremidade mais (+) 
100 nm
10 nm
70
(C) (D)
(B)
(A)
Complexo Arp2/3 ativo
Complexo 
Arp2/3 inativo
Monômeros 
de actina
Filamento de actina nucleado
+
Extremidade
 menos (–)
Extremidade 
mais (+)
Actina Arp3Arp2
Arp3 Arp2
Outras proteínas
Fator de 
ativação
o
Figura 16-16 Nucleação e formação da rede de actina pelo complexo Arp 2/3. (A) As estruturas de Arp2 e Arp3, comparadas à estrutura da actina. Ape-
sar de a face da molécula equivalente à extremidade mais (1) (superior) tanto em Arp2 quanto em Arp3 ser bastante similar à extremidade mais (1) da actina, 
as diferenças nas laterais e na extremidade menos (2) evitam que essas proteínas relacionadas à actina possam formar filamentos associando-se entre si ou 
coassociando-se no interior dos filamentos à actina. (B) Um modelo para a nucleação do filamento de actina pelo complexo Arp 2/3. Na ausência de um fator 
de ativação, Arp2 e Arp3 são posicionadas por suas proteínas acessórias em uma orientação que evita induzirem a nucleação de um novo filamento de actina. 
Quando um fator de ativação (indicado pelo triângulo azul) liga-se ao complexo, Arp2 e Arp3 são posicionadas em uma nova conformação, a qual se asseme-
lha à extremidade mais (1) de um filamento de actina. As subunidades de actina podem, então, ser adicionadas sobre esta estrutura, o que supera a etapa 
limitante da nucleação do filamento. (C) O complexo Arp 2/3 promove a nucleação de filamentos de maneira mais eficiente quando este se liga à lateral de um 
filamento de actina preexistente. O resultado é uma ramificação que cresce em angulo de 70° em relação ao filamento original. Ciclos repetidos de nucleação 
ramificada geram uma rede ramificada de filamentos de actina. (D) Em cima, fotomicrografias eletrônicas de filamentos de actina ramificados formados a partir 
da mistura de subunidades purificadas de actina com complexos Arp 2/3 purificados. Embaixo, imagem reconstruída de uma ramificação onde a estrutura cris-
talizada da actina (rosa) e do complexo Arp 2/3 foram sobrepostas à densidade eletrônica. O filamento-mãe está direcionado de cima para baixo, e o filamento-
-filho se ramifica à direta, no ponto em que o complexo Arp 2/3 se liga a três subunidades de actina sobre o filamento-mãe. (D, superior, de R.D. Mullins et 
al., Proc. Natl Acad. Sci. USA 95:6181–6186, 1998, com permissão de National Academy of Sciences; inferior, de N. Volkmann et al., Science 293:2456–2459, 
2001, com permissão de AAAS.)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 909
Proteínas de ligação ao filamento de actina alteram a dinâmica 
do filamento
O comportamento do filamento de actina é regulado por duas classes principais de 
proteínas de ligação: aquelas que se ligam lateralmente a um filamento e aquelas que 
se ligam às extremidades (ver Painel 16-3). Entre as proteínas que se ligam à lateral do 
filamento, está a tropomiosina, uma proteína alongada que se liga simultaneamente a 
seis ou sete subunidades de actina adjacentes, ao longo de cada um dos dois sulcos do 
filamento helicoidal da actina. Além de estabilizar e enrijecer o filamento, a ligação da 
tropomiosina pode impedir que o filamento de actina interaja com outras proteínas; essa 
característica da tropomiosina é importante no controle da contração muscular, como 
discutiremos mais tarde.
Um filamento de actina que para de crescer e não é especificamente estabilizado 
na célula sofrerá rápida despolimerização, especialmente em sua extremidade mais (1), 
uma vez que as moléculas de actina tenham hidrolisado seu ATP. A ligação de proteínas 
de capeamento (também denominadas CapZ devido à sua localização na banda Z dos 
músculos) à extremidade mais (1) estabiliza o filamento de actina em sua extremidade 
mais, pois torna-o inativo, reduzindo fortemente as taxas de crescimento e despolimeri-
zação do filamento (Figura 16-19). Na extremidade menos (2), um filamento de actina 
pode ser capeado pelo complexo Arp 2/3 que foi responsável pela sua nucleação, embo-
ra muitas extremidades menos (2) em uma célula típica se dissociam do complexo Arp 
2/3 e não estão capeadas. 
A tropomodulina, mais conhecida por sua função no capeamento dos filamentos 
de actina que exibem uma vida-média excepcionalmente longa, nos músculos, liga-se 
firmemente às extremidades menos (2) dos filamentos de actina que foram revestidas 
e, assim, estabilizadas pela tropomiosina. Ela também pode capear transitoriamente os 
filamentos de actina pura e significativamente reduzir sua velocidade de alongamento 
e despolimerização. Uma grande família de proteínas tropomodulina regula o compri-
mento e a estabilidade dos filamentos de actina em muitos tipos de células.
Para efeito máximo, as proteínas que se ligam lateralmente a filamentos de acti-
na revestem completamente o filamento e, portanto, devem estar presentes em grande 
quantidade. Em contraste, as proteínas que se ligam às extremidades podem afetar a di-
nâmica do filamento mesmo quando estão presentes em níveis muito baixos. Visto que a 
associação e a adição de subunidades ocorrem principalmente nas extremidades dos fi-
lamentos, uma molécula de uma proteína de ligação à extremidade por filamento de ac-
tina (aproximadamente uma molécula para cada 200 a 500 subunidades de actina) pode 
ser suficiente para transformar a arquitetura de toda uma rede de filamentos de actina.
Figura 16-17 Alongamento da actina 
mediado por forminas. As proteínas 
formina (em verde) formam um complexo 
dimérico capaz de nuclear a formação de 
um novo filamento de actina (em verme-
lho) e que permanece associado à extremi-
dade mais (1), de rápido crescimento, du-
rante o processo de extensão. A proteína 
formina mantém sua ligação a uma das 
duas subunidades de actina expostas na 
extremidade mais (1) ao mesmo tempo 
em que permite que uma nova subuni-
dade seja acrescida. Apenas uma parte 
da grande molécula dimérica de formina 
está ilustrada. Outras regiões regulam sua 
atividade e a ligam a estruturas específicas 
na célula. Diversas forminas estão indireta-
mente conectadas à membrana plasmática 
celular e auxiliam a polimerização inser-
cional do filamento de actina diretamente 
abaixo da superfície da membrana.
Dímero 
de formina
Filamento
de actina
Extremidade mais (+)
Extremidade menos (–)
Figura 16-18 Profilina e forminas. Alguns membros da família de proteínas forminas possuem domínios não 
estruturados ou “alças” que contêm diversos sítios de ligação à profilina ou ao complexo actina-profilina. Esses 
domínios flexíveis atuam como uma área de apoio para a adição da actina à extremidade mais (1) em cresci-
mento do filamento de actina quando a formina está ligada. Sob condições determinadas, isso pode acelerar a 
taxa de extensão do filamento de actina de tal forma que o crescimento do filamento será mais rápido do que 
seria esperado em uma reação controlada por difusão, e mais rápido na presença de formina e profilina do que 
a taxa apresentada somente para a actina pura (ver também Figura 3-78).
Alças
de formina
Formina
Profilina
Actina
REPETIÇÃO COM O 
RECARREGAMENTO 
DE ACTINA ÀS ALÇAS
Crescimento rápido e
contínuo do filamento de
actina na extremidade mais (+)
Filamento 
de actina
910 PARTE IV Organização interna da célula
Proteínas de clivagem regulam a despolimerização do filamento 
de actina
Outro mecanismo importante da regulação dos filamentos de actina depende de proteí-
nas que clivam um filamento de actina em muitos filamentos menores, gerando,assim, 
um grande número de novas extremidades do filamento. O destino dessas novas extre-
midades depende da presença de outras proteínas acessórias. Sob algumas condições, as 
extremidades recém-formadas são capazes de nuclear o alongamento do filamento, ace-
lerando, assim, a polimerização de novas estruturas de filamento. Sob outras condições, 
a clivagem promoverá a despolimerização de filamentos antigos, acelerando a taxa de 
despolimerização em um fator de 10 ou mais. Além disso, a clivagem altera as proprieda-
des mecânicas e físicas do citoplasma: grandes feixes e redes rijas tornam-se mais fluidos.
Uma classe de proteínas de quebra da actina é a superfamília gelsolina. Essas proteí-
nas são ativadas por níveis elevados de Ca21 citosólico. A gelsolina interage com a lateral do 
filamento de actina e contém subdomínios que se ligam a dois sítios diferentes: um que é ex-
posto na superfície do filamento e um que está escondido entre subunidades adjacentes. De 
acordo com um modelo, a gelsolina liga-se à lateral de um filamento de actina até que uma 
flutuação térmica crie um pequeno espaçamento entre as subunidades vizinhas, nesse mo-
mento, a gelsolina penetra nessa lacuna para romper o filamento. Após o evento de clivagem, 
a gelsolina permanece ligada ao filamento de actina e capeia a nova extremidade mais (1).
Outra importante proteína de desestabilização de filamentos de actina, encontra-
da em todas as células eucarióticas é a cofilina. Também denominada fator de despoli-
merização da actina, a cofilina liga-se ao longo do comprimento do filamento de actina, 
forçando uma maior torção do filamento (Figura 16-20). Esse estresse mecânico enfra-
quece os contatos entre as subunidades de actina no filamento, tornando o filamento 
frágil e mais facilmente desestabilizado por movimentos térmicos, gerando extremida-
des do filamento que se dissociam rapidamente. Como resultado, a maioria dos filamen-
Figura 16-19 Capeamento e seu efei-
to na dinâmica dos filamentos. Uma 
população de filamentos que não sofreu 
capeamento adiciona e perde subunidades 
tanto na extremidade mais (1) quanto 
na extremidade menos (2), o que resulta 
em rápido crescimento ou encurtamento, 
dependendo da concentração disponível 
de monômeros livres (linha verde). Na 
presença de uma proteína que provoca ca-
peamento na extremidade mais (1) (linha 
vermelha), apenas a extremidade menos 
(2) mantém a capacidade de adicionar ou 
perder subunidades; consequentemente, 
o crescimento do filamento será mais 
lento em todas as concentrações acima da 
concentração crítica, e o encurtamento do 
filamento será mais lento em todas as con-
centrações abaixo da concentração crítica. 
Além disso, a concentração crítica para a 
população se altera para aquela referente 
à extremidade menos (2) do filamento.
+
+
Concentração de monômeros 
Ta
xa
 d
e
cr
es
ci
m
en
to
Ta
xa
 d
e
en
cu
rt
am
en
to 0
População de filamentos
não capeados: crescimento
tanto na extremidade menos
(–) quanto na extremidade
mais (+)
População de 
filamentos capeados:
crescimento apenas na 
extremidade menos (–)
Concentração 
crítica
74 nm
57 nm
(A) Filamento de actina
(B) Filamento de actina + cofilina
Figura 16-20 Torção de um filamento de actina induzida pela cofilina. (A) Reconstrução tridimensional 
de crioeletrofotomicrografias de filamentos formados a partir de actina pura. Os colchetes mostram a extensão 
de dois giros da hélice de actina. (B) Reconstrução de um filamento de actina recoberto por cofilina, que se liga 
em uma proporção estequiométrica de 1:1 às subunidades de actina ao longo do filamento. A cofilina é uma 
proteína pequena (14 kD) comparada à actina (43 kD), e, desse modo, o filamento apresenta-se apenas leve-
mente mais espesso. A energia de ligação da cofilina atua na deformação do filamento de actina, aumentando 
a sua torção fortemente e reduzindo a distância ocupada por uma volta da hélice. (De A. McGough et al., J. Cell 
Biol. 138:771–781, 1997. Com permissão dos autores.)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 911
tos de actina no interior das células tem uma vida média menor do que a dos filamentos 
formados a partir de actina pura em um experimento in vitro. 
A cofilina liga-se preferencialmente a filamentos de actina contendo ADP, em detri-
mento a filamentos de actina contendo ATP. Visto que a hidrólise de ATP é em geral mais 
lenta do que a associação do filamento, os filamentos mais recentes de actina da célula 
ainda contêm ATP, em sua maioria, e são resistentes à despolimerização por cofilina. Por-
tanto, a cofilina tende a desmanchar os filamentos mais velhos na célula. Como discuti-
remos mais tarde, a dissociação dos filamentos de actina antigos, mas não dos filamentos 
novos, mediada pela cofilina é crítica para o crescimento controlado e polarizado da rede 
de actina responsável pelo movimento celular unidirecional e pela motilidade intracelu-
lar de patógenos. Os filamentos de actina podem ser protegidos da ação da cofilina por li-
gação à tropomiosina. Assim, a dinâmica da actina em diferentes regiões subcelulares de-
pende do equilíbrio entre as proteínas acessórias de estabilização e de desestabilização.
Arranjos de filamentos de actina de alta complexidade 
influenciam as propriedades mecânicas celulares e a sinalização 
Os filamentos de actina em células animais estão organizados em vários tipos de arranjos: 
redes dendríticas, feixes e teias (redes semelhantes a géis) (Figura 16-21). Diferentes es-
truturas são iniciadas pela ação de proteínas de nucleação distintas: os filamentos de ac-
tina de redes dendríticas são nucleados pelo complexo Arp 2/3, ao passo que os feixes são 
formados a partir dos filamentos longos e lineares produzidos pelas forminas. As proteínas 
de nucleação dos filamentos nas redes gelatinosas (teias) ainda não estão bem definidas. 
A organização estrutural das diferentes redes de actina depende de proteínas aces-
sórias especializadas. Como explicado anteriormente, o complexo Arp 2/3 organiza os 
filamentos em redes dendríticas, unindo as extremidades menos (2) do filamento à la-
teral de outros filamentos. Outras estruturas de filamentos de actina são polimerizadas 
e mantidas por duas classes de proteínas: proteínas de enfeixamento, que associam os 
filamentos de actina em um arranjo paralelo, proteínas formadoras de gel, que mantém 
dois filamentos de actina unidos em um grande ângulo, um em relação ao outro, criando, 
assim, uma malha mais solta. Tanto as proteínas de enfeixamento quanto as de formação 
de gel têm dois sítios de ligação ao filamento de actina semelhantes, que podem ter se 
originado de uma cadeia única de polipeptídeos ou provir de duas cadeias polipeptídi-
cas distintas, mantidas ligadas sob a forma de um dímero (Figura 16-22). O espaçamen-
to e o arranjo desses dois domínios de ligação aos filamentos determina o tipo de estru-
tura de actina que será formado a partir de uma determinada proteína de interligação.
Cada tipo de proteína de enfeixamento também determina quais outras molécu-
las podem interagir com os filamentos de actina interligados. A miosina II é a proteína 
motora que permite a contração das fibras de tração e de outros arranjos contráteis. O 
Figura 16-21 Arranjos de actina em 
uma célula. Um fibroblasto movendo-se 
sobre uma placa de cultura de tecidos é 
apresentado, destacando-se quatro áreas 
para mostrar os arranjos dos filamentos 
de actina. Os filamentos de actina estão 
apresentados em vermelho, com setas 
apontando em direção a suas extremi-
dades menos (–). As fibras de tração são 
contráteis e exercem tensão. O córtex de 
actina localiza-se abaixo da membrana 
plasmática e consiste em redes semelhan-
tes a gel ou redes de actina dendríticas 
que tornam possível a protrusão da mem-
brana nos lamelipódios. Os filopódios são 
projeções finas da membrana citoplasmá-
tica semelhantes a espículas e permitem 
que a célula explore seu ambiente.
Fibra de tração
Feixe contrátil Rede dendrítica
100 nm
Feixe compactoLamelipódio
Filopódio
Rede com estrutura em gel
Córtex celular
912 PARTE IV Organização interna da célula
empacotamento extremamente firme dos filamentos de actina causado pela pequena 
proteína monomérica de enfeixamento fimbrina aparentemente exclui a miosina, e, as-
sim, os filamentos paralelos de actina mantidos ligados pela fimbrina não são contráteis. 
Por outro lado, a a-actinina interliga filamentos de actina de polaridade oposta em fei-
xes pouco compactos, permitindo a ligação da miosina e a formação de feixes de actina 
contráteis (Figura 16-23). Devido à grande diferença no espaçamento e à orientação dos 
filamentos de actina, a formação de feixes por fimbrina automaticamente desencoraja a 
formação de feixes por a-actinina e vice-versa, de tal forma que os dois tipos de arranjos 
proteicos são mutuamente excludentes.
As proteínas de feixe que foram apresentadas até o momento formam conexões 
rígidas e resistentes entre seus dois domínios de ligação e o filamento de actina. Outras 
proteínas de interligação de actina fazem ligações flexíveis ou em curvas rígidas, entre 
seus dois domínios de ligação, permitindo-lhes formar teias ou géis de filamentos de 
actina em vez de feixes de actina. A filamina (ver Figura 16-22) promove a formação de 
uma rede frouxa e extremamente viscosa pela união de dois filamentos de actina em 
ângulos praticamente retos (Figura 16-24A). Os géis de actina formados pela filamina 
são necessários para que a célula possa estender finas projeções planas de membrana 
chamadas de lamelipódios, as quais as auxiliam a se mover sobre superfícies sólidas. 
Nos seres humanos, mutações no gene da filamina A causam defeitos na migração de 
células nervosas durante o desenvolvimento embrionário precoce. As células na região 
periventricular do cérebro deixam de migrar para o córtex e formam nódulos, causando 
uma síndrome chamada heterotopia periventricular (Figura 16-24B). Curiosamente, 
sabe-se que, além de se ligarem à actina, filaminas interagem com um grande número 
de proteínas celulares de grande diversidade funcional, incluindo receptores de mem-
brana para moléculas de sinalização, e que mutações de filamina também podem levar 
a defeitos no desenvolvimento dos ossos, do sistema cardiovascular e de outros órgãos. 
Assim, filaminas podem também funcionar como estruturas de sinalização, conectando 
e coordenando uma ampla variedade de processos celulares ao citoesqueleto de actina.
Uma proteína formadora de redes bastante diferente e muito estudada é a espec-
trina, inicialmente identificada em eritrócitos. A espectrina é uma proteína longa e fle-
xível, composta por quatro cadeias polipeptídicas longas (duas subunidades a e duas 
Figura 16-22 Estruturas em módulos 
de quatro proteínas de interligação 
com actina. Cada uma das proteínas 
apresentadas possui dois sítios de ligação 
com actina (em vermelho) com sequências 
similares. A fimbrina tem dois sítios de 
ligação com actina diretamente adjacen-
tes, de tal forma que ela mantém seus 
dois filamentos de actina intimamente 
associados (distanciados em 14 nm) e 
alinhados com a mesma polaridade (ver 
Figura 16-23A). Os dois sítios de ligação 
com actina na a-actinina estão separados 
por um espaçador de aproximadamente 
30 nm de comprimento, de tal forma que 
os feixes de actina formados serão menos 
compactos que os anteriores (ver Figura 
16-23A). A filamina tem dois sítios de 
ligação com actina conectados por uma 
ligação em V, e, dessa maneira, os filamen-
tos de actina interligados na rede estão 
orientados formando ângulos quase retos 
entre si (ver Figura 16-24). A espectrina é 
um tetrâmero de duas subunidades a e 
duas subunidades b e possui dois sítios de 
ligação com actina separados por uma dis-
tância de 200 nm (ver Figura 10-38). 
Espectrina (tetrâmero)
Fimbrina 
(monômero) �-actinina 
(dímero)
Filamina (dímero)
50 nm
Figura 16-23 A formação de dois tipos 
de feixes de filamentos de actina. 
(A) A fimbrina interliga os filamentos de 
actina em feixes coesos, que excluem do 
arranjo a proteína motora miosina II. Em 
contraste, a a-actinina, que é um homo-
dímero, interliga os filamentos de actina 
em feixes pouco compactos, permitindo 
que a miosina (não ilustrada) seja incor-
porada no feixe. A fimbrina e a a-actinina 
tendem a excluir-se mutuamente devido 
às grandes diferenças nos espaçamentos 
apresentados pelos feixes de filamentos de 
actina formados por essas proteínas. (B) 
Fotomicrografia eletrônica de moléculas 
de a-actinina. (B, cortesia de John Heuser.)
(B) 100 nm
50 nm
Feixe contrátilFeixe paralelo
O empacotamento frouxo permite
 a participação da miosina II no feixe.
O empacotamento compacto impede a 
participação da miosina II no feixe
Filamentos de actina e
�-actinina
Filamentos de actina e
fimbrina
(A)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 913
subunidades b), organizadas de tal forma que seus dois sítios de ligação a filamentos de 
actina encontram-se 200 nm distantes um do outro (comparados aos 14 nm da fimbrina 
e aos aproximadamente 30 nm para a a-actinina; ver Figura 16-23). Nos eritrócitos, a 
espectrina concentra-se logo abaixo da membrana plasmática, onde forma uma rede se-
melhante a uma teia bidimensional que se mantém unida por curtos filamentos de acti-
na, cujos comprimentos exatos são estritamente regulados por proteínas de capeamento 
presentes em cada extremidade; a espectrina liga essa rede à membrana plasmática, pois 
tem sítios de ligação independentes para proteínas periféricas da membrana, que estão 
elas próprias posicionadas próximo à bicamada lipídica devido a proteínas integrais da 
membrana (ver Figura 10-38). A rede resultante cria um córtex celular forte, porém flexí-
vel, que fornece suporte mecânico para a membrana plasmática sobrejacente, permitin-
do que os eritrócitos retornem à sua forma original após espremerem-se através de um 
capilar. Proteínas bastante similares à espectrina são encontradas no córtex da maioria 
dos outros tipos celulares dos vertebrados, onde também auxiliam na manutenção e no 
estabelecimento da forma e na rigidez da membrana da superfície. Um exemplo parti-
cularmente notável da função das espectrinas na promoção da estabilidade mecânica é 
o longo e fino axônio de neurônios no verme nematódeo Caenorhabditis elegans, onde a 
espectrina é necessária para evitar o rompimento durante os movimentos de torção que 
os vermes fazem quando rastejam.
As conexões do córtex de actina do citoesqueleto à membrana plasmática ainda 
não estão totalmente compreendidas. Os membros da família ERM (nomeada a partir 
de seus três primeiros membros, ezrina, radixina e moesina), contribuem para a organi-
zação dos domínios de membrana devido à sua capacidade de interagir com proteínas 
transmembrana e com o citoesqueleto subjacente. Ao fazê-lo, eles não só fornecem li-
gações estruturais para fortalecer o córtex celular, mas também regulam a atividade das 
vias de transdução de sinal. A moesina também aumenta a rigidez cortical para promo-
ver o arredondamento da célula durante a mitose. As medições por microscopia de força 
atômica indicaram que o córtex celular permanece maleável durante a mitose quando 
há depleção da moesina. Acredita-se que proteínas ERM liguem-se e organizem o córtex 
de actina do citoesqueleto em diferentes contextos, afetando, assim, tanto a forma e a 
rigidez da membrana como a localização e a atividade de moléculas de sinalização.
Figura 16-24 A filamina interliga os 
filamentos de actina em uma rede 
tridimensional e é necessária para a 
migração neuronal normal. (A) Cada 
homodímero de filamina tem aproximada-
mente 160 nm de comprimento quando 
completamente estendido e forma uma 
ligação flexível em ângulo reto entre 
dois filamentos adjacentes de actina. 
Um conjunto de filamentos de actina 
interligados por filamina forma uma rede 
ou gel mecanicamente forte. (B) Resso-
nância magnética de um cérebro humano 
normal (à esquerda) e de um paciente 
com heterotopia periventricular (à direita)provocada por uma mutação no gene da 
filamina A. Em contraste com a superfície 
lisa ventricular no cérebro normal, uma 
zona rugosa de neurônios corticais (setas) 
é vista ao longo das paredes laterais dos 
ventrículos e representa os neurônios que 
não migraram para o córtex durante o de-
senvolvimento do cérebro. Notavelmente, 
apesar de muitos neurônios não estarem 
no lugar adequado, a inteligência dos 
indivíduos afetados é frequentemente nor-
mal ou apenas levemente comprometida, 
e a principal síndrome clínica associada 
é a epilepsia, que, muitas vezes aparece 
na segunda década de vida. (B) adaptado 
de Y. Feng e C.A. Walsh, Nat. Cell Biol. 
6:1034–1038, 2004. Com permissão de 
Macmillan Publishers Ltd.)
50 nm
Dímeros de
 filamina
(B)
(A)
914 PARTE IV Organização interna da célula
As bactérias podem sequestrar o citoesqueleto de 
actina do hospedeiro
A importância das proteínas acessórias na geração de motilidade baseada em actina e 
força é ilustrada de forma inequívoca pelo estudo de certas bactérias e vírus que usam 
componentes do citoesqueleto de actina da célula hospedeira para mover-se através do 
citoplasma. O citoplasma das células dos mamíferos é extremamente viscoso, contendo 
organelas e elementos do citoesqueleto que inibem a difusão de partículas grandes como 
bactérias ou vírus. Para movimentarem-se em uma célula e invadir as células vizinhas, 
vários patógenos, incluindo Listeria monocytogenes (causadora de uma forma rara, mas 
grave, de intoxicação alimentar), supera esse problema pelo recrutamento e ativação do 
complexo Arp 2/3 em sua superfície. O complexo Arp 2/3 provoca a nucleação do arran-
jo de filamentos de actina e gera uma força substancial que empurra a bactéria através 
do citoplasma em velocidades de até 1 mm/s, deixando para trás uma longa “cauda de 
cometa” de actina (Figura 16-25; ver também Figuras 23-28 e 23-29). Esse movimento 
pode ser reconstituído em um tubo de ensaio, adicionando as bactérias em uma mistura 
de actina pura, complexo Arp 2/3, cofilina e proteínas de capeamento, ilustrando como a 
polimerização dinâmica de actina gera movimento através da regulação espacial da as-
sociação e dissociação dos filamentos. Como veremos adiante, esse tipo de movimento 
baseado em actina também está envolvido na protrusão da membrana na borda anterior 
das células móveis.
Resumo
A actina é uma proteína do citoesqueleto altamente conservada que está presente em altas 
concentrações em quase todas as células eucarióticas. A nucleação representa uma bar-
reira cinética para a polimerização de actina, mas uma vez iniciados, os filamentos de 
actina apresentam um comportamento dinâmico devido à hidrólise do nucleotídeo ATP. 
Os filamentos de actina são polarizados e podem sofrer rolamento quando um filamen-
to cresce na extremidade mais (1) e simultaneamente sofre despolimerização na extre-
(A) (B) (C)
10 �m 10 �m
Proteína de 
capeamento
 Extremidade 
 Extremidade 
Complexo 
Arp2/3Actina
ActA
Bactéria
Cofilina
Figura 16-25 O movimento da Listeria monocytogenes é baseado em actina. (A) Fotomicrografia de 
fluorescência de uma célula infectada que foi corada para revelar as bactérias em vermelho e os filamentos de 
actina em verde. Observe a cauda semelhante a um cometa formada pelos filamentos de actina atrás de cada 
bactéria em movimento. As regiões de sobreposição das fluorescências verde e vermelha aparecem em amarelo. 
(B) A motilidade de Listeria pode ser reconstituída em um tubo de ensaio com ATP e apenas mais quatro proteí-
nas purificadas: actina, o complexo Arp 2/3, a proteína de capeamento e a cofilina. Esta fotomicrografia mostra 
as densas caudas de actina atrás das bactérias (preto). (C) A proteína ActA na superfície bacteriana ativa o 
complexo Arp 2/3 para nuclear uma nova polimerização de filamentos na lateral dos filamentos já existentes. Os 
filamentos crescem na sua extremidade mais até serem revestidos pela proteína de capeamento. A actina é reci-
clada através da ação da cofilina, que aumenta a despolimerização nas extremidades menos (–) dos filamentos. 
Devido a esse mecanismo, a polimerização foca-se na superfície traseira da bactéria, propelindo-a para a frente 
(ver Animação 23.7). (A, cortesia de Julie Theriot e Tim Mitchison; B, de T.P. Loisel et al., Nature 401:613–616, 
1999. Com permissão de Macmillan Publishers Ltd.)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 915
midade menos (2). Nas células, a dinâmica dos filamentos de actina é regulada a cada 
etapa, e as diversas formas e funções da actina dependem de um repertório versátil de 
proteínas acessórias. Aproximadamente, metade da actina é mantida sob a forma mono-
mérica através da associação com proteínas de sequestro como a timosina. Os fatores de 
nucleação, como o complexo Arp 2/3 e as forminas promovem a formação de filamentos 
ramificados e paralelos, respectivamente. As interações entre as proteínas que ligam ou 
capeiam filamentos de actina e aquelas que promovem o rompimento ou despolimeriza-
ção dos filamentos podem retardar ou acelerar a cinética da associação e dissociação dos 
filamentos. Outras classes de proteínas acessórias agregam os filamentos em estruturas de 
maior magnitude por interligação dos filamentos uns aos outros em conformações geome-
tricamente definidas. Conexões entre esses arranjos de actina e a membrana plasmática 
das células conferem resistência mecânica às células animais e permitem a formação de 
estruturas celulares corticais, tais como os lamelipódios, os filopódios e as microvilosida-
des. A indução da polimerização dos filamentos de actina na sua superfície, permite que 
patógenos intracelulares sequestrem o citoesqueleto da célula hospedeira, utilizando-o 
para movimentar-se dentro da célula.
MIOSINA E ACTINA
Uma característica fundamental do citoesqueleto de actina é que ele pode formar estru-
turas contráteis que se interligam promovem o deslizamento dos filamentos de actina, 
uns em relação aos outros, através da ação da proteína motora miosina. Além de con-
duzirem a contração muscular, os arranjos de actina e miosina desempenham funções 
importantes em células não musculares.
Proteínas motoras baseadas em actina são membros da 
superfamília da miosina
A primeira proteína motora identificada foi a miosina de músculo esquelético, que é res-
ponsável pela geração da força para a contração muscular. Essa proteína, atualmente 
conhecida como miosina II, é uma proteína alongada formada por duas cadeias pesadas 
e duas cópias de cada uma de duas cadeias leves. Cada uma das cadeias pesadas possui 
um domínio globular (cabeça) em sua extremidade N-terminal que contém a maqui-
naria geradora de força, seguido por uma longa sequência de aminoácidos que forma 
uma extensão supertorcida que medeia a dimerização da cadeia pesada (Figura 16-26). 
As duas cadeias leves ligam-se próximo ao domínio globular N-terminal, ao passo que 
a cauda supertorcida formará feixes através da ligação às caudas de outras moléculas 
de miosina. Essas interações cauda-cauda levam à formação de um grande “filamento 
espesso” bipolar que apresenta várias centenas de cabeças de miosina, orientadas em 
direções opostas nas duas extremidades do filamento espesso (Figura 16-27).
Cada cabeça de miosina se liga a ATP e é capaz de hidrolisá-lo, usando a energia 
dessa hidrólise para se deslocar rumo à extremidade mais (1) do filamento de actina 
(Figura 16-28). A orientação oposta das cabeças no filamento espesso torna eficiente 
o deslizamento, um em relação ao outro, dos pares de filamentos de actina em orienta-
150 nm
2 nm
C-terminal
Supertorção de duas �-hélices
N-terminal
Cadeias leves
Pescoço ou região de dobradiça
(A)
(B)
100 nm
Figura 16-26 Miosina II. (A) As duas cabeças globulares e a longa cauda de uma molécula de miosina II coradas com platina podem ser vistas nesta fotomicro-
grafia eletrônica. (B) A molécula de miosina II é composta por duas cadeias pesadas, cada uma com aproximadamente 2 mil aminoácidos (em verde) e quatrocadeias leves (em azul). As cadeias leves são de dois tipos distintos, e uma cópia de cada tipo está presente em cada cabeça de miosina. A dimerização ocorre 
quando as duas a-hélices das cadeias pesadas, enrolam-se formando uma estrutura supertorcida devido à associação de aminoácidos hidrofóbicos distribuídos 
de modo regular (ver Figura 3-9). O arranjo supertorcido produz uma extensão em forma de bastão na solução, e essa parte da molécula forma a cauda. (A, 
cortesia de David Shotton.)
916 PARTE IV Organização interna da célula
ção oposta, contraindo o músculo. No músculo esquelético, em que filamentos de actina 
cuidadosamente arranjados estão alinhados em arranjos de “filamentos finos” em torno 
dos filamentos grossos de miosina, o deslizamento dos filamentos de actina, controla-
do por ATP resulta em uma poderosa contração. As células musculares cardíacas e lisas 
contêm moléculas de miosina II organizadas de modo semelhante, apesar de estas se-
rem codificadas por genes diferentes.
A miosina gera força pelo acoplamento da hidrólise de ATP a 
alterações conformacionais
As proteínas motoras usam alterações estruturais em seus sítios de ligação ao ATP para 
produzir interações cíclicas com um filamento do citoesqueleto. Cada ciclo de ligação de 
ATP, hidrólise e liberação as impulsiona para frente em uma única direção em um novo 
sítio de ligação sobre o filamento. No caso da miosina II, cada passo do movimento ao 
longo da actina é gerado pela rotação de uma a-hélice de 8,5 nm de comprimento, cha-
mada de braço de alavanca, a qual é estruturalmente estabilizada pela ligação a cadeias 
leves. Na base desse braço de alavanca, próximo à cabeça, existe uma hélice, semelhante 
a um pistão, que conecta os movimentos da fenda de ligação a ATP, na cabeça, com pe-
quenas rotações do chamado domínio conversor. Uma pequena alteração nesse ponto 
(C)
Cabeças de miosina
10 nm
(B)
(A)
500 nm
Cauda de miosina
Zona exposta
Cabeças de miosina
Figura 16-27 Filamento espesso bipolar de miosina II no músculo. (A) Fotomicrografia eletrônica de filamento espesso bipolar de miosina II isolado a partir 
de músculo de rã. Observe a zona central exposta, que se apresenta livre dos domínios globulares. (B) Diagrama esquemático, não representado em escala. As 
moléculas de miosina II se agregam através de suas caudas e projetam as cabeças para a região externa do filamento. A zona exposta no centro do filamento 
é constituída apenas por caudas de miosina II. (C) Uma pequena seção de filamentos de miosina II desenhada a partir de fotomicrografias eletrônicas. Uma 
molécula individual de miosina está realçada em verde. Os filamentos citoplasmáticos de miosina II em células não musculares são bem mais curtos, apesar 
de apresentarem organização semelhante (ver Figura 16-39). (A, cortesia de Murray Stewart; C, baseado em R.A. Crowther, R. Padrón e R. Craig, J. Mol. Biol. 
184:429–439, 1985. Com permissão de Academic Press.)
Figura 16-28 Evidência direta da 
atividade motora da cabeça de mio-
sina. Neste experimento, cabeças de 
miosina purificadas foram aderidas a uma 
lâmina de vidro, e filamentos de actina 
corados com faloidina fluorescente foram 
adicionados a esta preparação para que 
se ligassem às cabeças de miosina. (A) 
Quando ATP foi adicionado, os filamentos 
de actina começaram a se mover sobre a 
superfície como consequência dos diversos 
movimentos individuais gerados por cada 
uma das muitas cabeças de miosina liga-
das a cada filamento. As fotos mostradas 
nesta sequência foram obtidas em interva-
los de 0,6 segundo, os dois filamentos de 
actina apresentados (um em vermelho e 
o outro em verde) movem-se em sentidos 
contrários, em velocidades de aproxima-
damente 4 mm/s. (B) Uma representação 
esquemática do experimento. As grandes 
setas vermelhas indicam a direção do mo-
vimento dos filamentos de actina (Anima-
ção 16.2). (A, cortesia de James Spudich.)
Cabeça de miosina
Filamento de actina
(B)
Lâmina de vidro
5 �m
(A)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 917
pode girar a hélice como uma longa alavanca, fazendo sua extremidade mais (1) distan-
te mover-se cerca de 5,0 nm. 
Essas alterações conformacionais da miosina estão acopladas a alterações na sua 
afinidade de ligação por actina, permitindo que a cabeça de miosina seja liberada do 
ponto de adesão ao filamento de actina e, a seguir, seja novamente ligada, aderindo a um 
novo ponto. Esse ciclo mecanoquímico completo de ligação do nucleotídeo, hidrólise do 
nucleotídeo e liberação do fosfato (que provoca o “movimento de potência”) produz o 
movimento de um único passo (Figura 16-29). Em baixas concentrações de ATP, o inter-
valo entre a etapa de produção de força e a ligação do próximo ATP é longo o suficiente 
para que passos individuais possam ser observados (Figura 16-30).
Extremidade 
menos (-)
Extremidade
 mais (+)
Extremidade 
menos (-)
Extremidade 
mais (+)
Filamento de actina
Cabeça de miosina
Filamento 
espesso de miosina
HIDRÓLISE
MOVIMENTO DE POTÊNCIA
CONECTADA 
No começo do ciclo apresentado nesta figura, uma cabeça 
de miosina não ligada a um nucleotídeo está firmemente 
presa a um filamento de actina em uma configuração de 
rigor (assim denominada por ser responsável pelo rigor 
mortis, a rigidez cadavérica). Em um músculo em 
contração ativa, este estado é de duração extremamente 
curta, sendo rapidamente terminado pela ligação de uma 
molécula de ATP.
LIBERADA 
Uma molécula de ATP se liga a uma grande fenda 
existente na “parte posterior” da cabeça (ou seja, no lado 
mais distante do filamento de actina) e imediatamente 
provoca uma leve modificação na conformação do sítio 
de ligação à actina, o que reduz a afinidade da cabeça 
pela actina e permite seu deslizamento sobre o filamento. 
(O espaço representado no desenho entre a cabeça e a 
actina enfatiza essa mudança, embora seja provável que, 
na realidade, a cabeça permaneça muito mais próxima à 
actina.)
ENGATILHADA 
A fenda se fecha, como as valvas de uma concha, sobre a 
molécula de ATP, desencadeando um movimento no 
braço de alavanca, que, por sua vez, faz a cabeça se 
deslocar sobre o filamento a uma distância de 
aproximadamente 5 nm. Ocorre hidrólise de ATP, mas o 
ADP e o fosfato inorgânico (Pi) produzidos permanecem 
firmemente ligados à proteína.
GERADORA DE FORÇA 
Uma ligação fraca da cabeça de miosina a um novo sítio 
do filamento de actina provoca a liberação do fosfato 
inorgânico produzido pela hidrólise de ATP, 
concomitante à forte ligação da cabeça com a actina. Essa 
ligação desencadeia o movimento de potência – a 
modificação conformacional geradora de força durante a 
qual a cabeça retorna à sua conformação original. 
Durante o movimento de potência, a cabeça perde seu 
ADP, retornando, portanto, ao ponto do início para um 
novo ciclo.
CONECTADA 
Ao final de um ciclo, a cabeça de miosina está mais uma 
vez firmemente presa em uma configuração de rigor. 
Observe que a cabeça se deslocou para uma nova posição 
sobre o filamento de actina.
ATP
ATP
ADP
ADP
ADP
Pi
Pi
Braço de alavanca
Figura 16-29 O ciclo de alterações estruturais sofridas pela miosina II para se deslocar sobre um 
filamento de actina. A cabeça da miosina II permanece ligada ao filamento de actina por apenas aproximada-
mente 5% do período total do ciclo, permitindo que várias miosinas atuem em conjunto para mover um único 
filamento de actina (Animação 16.3). (Baseada em I. Rayment et al., Science 261:50–58, 1993.) 
918 PARTE IV Organização interna da célula
O deslizamento da miosina II ao longo dos filamentos de actina 
provoca a contração muscular
A contração muscular é a mais familiar e a mais compreendida das formas de movimen-
to em animais. Em vertebrados, as ações de correr, caminhar, nadar e voar dependem 
da rápida contração da musculatura esquelética em seu esqueleto estrutural ósseo, en-
quanto movimentos involuntários como os batimentos cardíacos e o peristaltismo do 
intestino dependem da contração da musculatura cardíaca e da musculaturalisa, res-
pectivamente. Todas essas formas de contração muscular dependem do deslizamento, 
controlado por ATP, de um conjunto extremamente organizado de filamentos de actina 
sobre arranjos de filamentos de miosina II. 
A musculatura esquelética foi um desenvolvimento evolutivo relativamente tar-
dio, e as células musculares são altamente especializadas para uma contração rápida e 
eficiente. As longas e finas fibras musculares da musculatura esquelética são na verda-
de grandes células individuais que se formam durante o desenvolvimento pela fusão de 
muitas células separadas. Os vários núcleos das células originais permanecem no interior 
dessa grande célula. Esses núcleos se posicionam abaixo da membrana citoplasmática 
(Figura 16-31). A maior parte do interior citoplasmático é constituída por miofibrilas, 
que é o nome dado aos elementos contráteis básicos da célula muscular. Uma miofibrila 
é uma estrutura cilíndrica de 1 a 2 mm de diâmetro que frequentemente é tão longa quan-
to a própria célula muscular. Ela consiste em uma longa cadeia de unidades contráteis 
pequenas e repetitivas – chamadas sarcômeros, cada uma com um comprimento de 2,2 
mm – conferem à miofibrila dos vertebrados sua aparência estriada (Figura 16-32).
Cada sarcômero é formado a partir de um arranjo miniatura, exatamente orde-
nado em paralelo e parcialmente superposto de filamentos delgados e espessos. Os fi-
lamentos delgados são compostos de actina e proteínas associadas, sendo ligados por 
suas extremidades mais a um disco Z em cada extremidade do sarcômero. As extremida-
des menos (2) capeadas dos filamentos de actina se estendem em direção ao centro do 
sarcômero, onde se sobrepõem aos filamentos espessos, os arranjos bipolares formados 
a partir de isoformas musculares específicas de miosina II (ver Figura 16-27). Quando 
essa região de sobreposição é examinada em uma secção transversal por microscopia 
eletrônica, os filamentos de miosina são vistos sob a forma de um arranjo hexagonal re-
gular, com os filamentos de actina ordenadamente espaçados entre eles (Figura 16-33). 
Tanto a musculatura cardíaca quanto a musculatura lisa contêm sarcômeros, no entanto 
a organização destes não é tão regular quanto a apresentada na musculatura esquelética.
O encurtamento do sarcômero é provocado pelo deslizamento dos filamentos de 
miosina sobre os filamentos delgados de actina, sem que ocorra modificação no tamanho 
de qualquer desses tipos de filamentos (ver Figura 16-32C e D). Os filamentos bipolares es-
Figura 16-30 A força de uma única 
molécula de miosina se deslocando 
sobre um filamento de actina 
medida com uma armadilha óptica. 
(A) Diagrama esquemático do experimen-
to, mostrando um filamento de actina 
com esferas ligadas em ambas as extre-
midades e sendo mantido no lugar por 
feixes concentrados de luz denominados 
pinças ópticas (Animação 16.4). A pinça 
prende e move a esfera e também pode 
ser usada para medir a força exercida na 
esfera através do filamento. Neste experi-
mento, o filamento foi posicionado sobre 
outra esfera na qual as proteínas motoras 
miosina II estavam ligadas, e a pinça óptica 
foi usada para determinar os efeitos da 
ligação de miosina sobre o movimento dos 
filamentos de actina. (B) Estes traços mos-
tram os movimentos do filamento em dois 
experimentos independentes. Inicialmente, 
quando o filamento de actina não estava 
ligado à miosina, o movimento browniano 
do filamento produziu flutuações aleató-
rias na posição do filamento. Quando uma 
única miosina foi ligada ao filamento de 
actina, o movimento browniano diminuiu 
de forma abrupta e um deslocamento 
de aproximadamente 10 nm resultou do 
movimento do filamento mediado pela 
proteína motora. A proteína motora, 
então, libera o filamento. Visto que a con-
centração de ATP é muito baixa neste ex-
perimento, a miosina permanece ligada ao 
filamento de actina por muito mais tempo 
do que ocorreria em uma célula muscular. 
(Adaptada de C. Rüegg et al., Physiology 
17:213–218, 2002. Com permissão da 
American Physiological Society.)
Y(A)
(B)
X
Detector
de posição
Actina
Microesfera
Miosina
Pinças ópticas
50 nm
50 nm
D
es
lo
ca
m
en
to
Tempo (s)
1 2 3 4 5 60
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 919
pessos deslizam em direção à extremidade mais (1) de dois conjuntos de filamentos del-
gados de orientação oposta, controlados por dúzias de cabeças de miosina independentes 
que se encontram posicionadas de tal forma a interagir com cada um dos filamentos del-
gados. Visto que não existe uma coordenação entre os movimentos das cabeças de miosi-
na, é essencial que elas permaneçam fortemente ligadas ao filamento de actina apenas du-
rante um curto período de cada ciclo de ATPase para que não interfiram umas nas outras 
a ponto de provocar recuos. Cada filamento espesso de miosina possui aproximadamente 
300 cabeças (294 em músculo de rãs), e cada cabeça cicla aproximadamente cinco vezes 
por segundo no curso de uma contração rápida – o deslizamento dos filamentos de actina 
e miosina entre si apresenta taxas de até 15 mm/s e permite a um sarcômero encurtar até 
10% de seu comprimento em menos de 1/50 avos de segundo. O rápido encurtamento 
sincronizado de milhares de sarcômeros alinhados entre si pelas extremidades, em cada 
miofibrila, dá à musculatura esquelética capacidade de contração suficientemente rápida 
para que atividades como correr e voar ou tocar piano sejam realizadas.
As proteínas acessórias controlam a impressionante uniformidade da organização 
do filamento, do seu comprimento e do espaçamento no sarcômero (Figura 16-34). As 
extremidades mais (1) dos filamentos de actina estão ancoradas no disco Z, o qual é 
constituído de CapZ e a-actinina; o disco Z cobre os filamentos (evitando a despolime-
rização), além de mantê-los associados em um feixe regularmente espaçado. O compri-
mento exato de cada filamento delgado é determinado por uma proteína-molde bastan-
te grande denominada nebulina, a qual consiste quase que totalmente em repetições de 
um motivo de 35 aminoácidos com capacidade de ligação à actina. A nebulina estende-
-se do disco Z até a extremidade menos (2) de cada filamento delgado, que é capeado 
e estabilizado pela tropomodulina. Embora haja alguma troca lenta de subunidades de 
actina em ambas as extremidades do filamento delgado no músculo, de tal forma que os 
componentes do filamento delgado apresentam uma meia-vida de vários dias, os fila-
mentos de actina nos sarcômeros são incrivelmente estáveis em comparação com aque-
les encontrados na maioria dos outros tipos de células, cujos filamentos dinâmicos de 
actina apresentam uma meia-vida de apenas alguns poucos minutos ou menos. 
Os filamentos espessos são posicionados a meio caminho entre os discos Z por pares 
opostos de uma proteína-molde ainda maior denominada titina. A titina age como uma 
mola molecular, contendo uma série de domínios semelhantes à imunoglobulina que po-
dem desenovelar-se um a um quando é aplicado estresse a essa proteína. O enovelamento 
(A)
Núcleo Miofibrila
(B)
50 �m
Figura 16-31 Células musculares esqueléticas (também chamadas de fibras 
musculares). (A) Estas imensas células multinucleadas são formadas pela fusão de 
várias células musculares precursoras chamadas de mioblastos. Aqui, uma célula 
individual de músculo é ilustrada. Em seres humanos adultos, uma célula muscular 
geralmente apresenta um diâmetro de 50 mm e pode ter vários centímetros de com-
primento. (B) Fotomicrografia de fluorescência de músculo de rato mostrando os 
núcleos localizados perifericamente (em azul) nestas células gigantes. As miofibrilas 
estão coradas em vermelho. (B, cortesia de Nancy L. Kedersha.)
Figura 16-32 Miofibrilas musculares esqueléticas. (A) Fotomicrografia eletrônica de baixa magnitude de sec-
ção longitudinal de uma célula muscular esquelética de coelho, mostrando o padrão regular das estrias. A célula 
contém muitas miofibrilas alinhadas em paralelo (ver Figura 16-31). (B) Detalhe da musculatura esqueléticamos-
trada em (A), mostrando porções de duas miofibrilas adjacentes e a definição de um sarcômero (seta preta). (C) 
Diagrama esquemático de um sarcômero isolado mostrando a origem das bandas claras e escuras vistas na foto-
micrografia eletrônica. Os discos Z nas extremidades de cada sarcômero são sítios de ligação para as extremidades 
mais (1) dos filamentos de actina (filamentos delgados); a linha M, ou linha mediana, é o local das proteínas que 
ligam filamentos de miosina II adjacentes entre si (filamentos espessos). (D) Quando o sarcômero se contrai, os 
filamentos de actina e miosina deslizam uns sobre os outros sem encurtamento. (A e B, cortesia de Roger Craig.)
(B)
(C)
(A)
(D)
Banda
clara 
Banda
clara
Banda
escura 
Filamento espesso (miosina)
Filamento delgado (actina)
Disco Z Disco ZLinha M
2 �m
Disco Z Banda escura Banda clara
M
io
fi
b
ri
la
Um sarcômero
920 PARTE IV Organização interna da célula
e o desenovelamento “tipo mola” desses domínios mantêm os filamentos espessos po-
sicionados no centro do sarcômero e permitem que a fibra muscular se reestruture após 
ter sido fortemente espichada. Em C. elegans, cujos sarcômeros são mais longos do que 
os dos vertebrados, a titina é também mais longa, sugerindo que ela também sirva como 
uma régua molecular, determinando, neste caso, o comprimento total de cada sarcômero.
A contração muscular é iniciada por uma súbita elevação da 
concentração citosólica de Ca21
A interação molecular geradora de força entre os filamentos espessos de miosina e os fila-
mentos delgados de actina ocorre somente quando um sinal é recebido pelo músculo es-
quelético proveniente do nervo que o estimula. Imediatamente após o recebimento do sinal, 
a célula deve ser capaz de sofrer uma rápida contração, pelo encurtamento simultâneo de 
todos os seus sarcômeros. Duas características principais das células musculares tornam 
possível esta contração extremamente rápida. Primeiro, como discutido anteriormente, as 
cabeças motoras das miosinas individuais gastam em cada filamento espesso apenas uma 
pequena fração do tempo relativo ao ciclo de ATP ligadas ao filamento e ativamente gerando 
força, de tal forma que várias cabeças de miosina podem atuar em rápida sucessão sobre o 
mesmo filamento delgado sem que uma interfira sobre a outra. Segundo, um sistema espe-
cializado de membranas transmite rapidamente o sinal que está chegando através de toda 
a célula. O sinal do nervo desencadeia um potencial de ação na membrana plasmática da 
célula muscular (discutido no Capítulo 11), e essa excitação elétrica se espalha rapidamente 
em uma série de dobras membranosas, os túbulos transversais, ou túbulos T – que se esten-
dem para o interior da membrana plasmática em torno de cada miofibrila. O sinal é então 
transmitido através de uma pequena abertura para o retículo sarcoplasmático, uma estrutura 
adjacente, em forma de teia, que consiste em um retículo endoplasmático modificado e que 
envolve cada miofibrila como se fosse uma trama de tecido (Figura 16-35A e B).
Figura 16-33 Fotomicrografia eletrôni-
ca de músculo de voo de um inseto vis-
to em secção transversal. Os filamentos 
de miosina e de actina estão empacotados 
sob uma constância de regularidade quase 
cristalina. Diferentemente de seus homó-
logos em vertebrados, estes filamentos de 
miosina apresentam uma região central 
oca, como pode ser visto na fotografia em 
maior aumento à direita. A geometria do 
arranjo hexagonal difere levemente da que 
ocorre em músculos de vertebrados. (De 
J. Auber, J. de Microsc. 8:197–232, 1969. 
Com permissão da Societé Française de 
Microscopie Électronique.)
1 �m
Actina (filamento delgado)Nebulina
 Titina Miosina (filamento espesso)
Disco ZDisco Z
Linha M
TropomodulinaCapa Z
Extremidade 
mais (+) do
filamento de actina
Extremidade menos (–)
Figura 16-34 Organização das proteí-
nas acessórias em um sarcômero. Cada 
molécula gigante de titina se estende do 
disco Z à linha M – uma distância de mais 
de 1 mm. Uma parte de cada molécula de 
titina encontra-se firmemente associada 
ao filamento espesso de miosina (o qual 
sofre inversão de polaridade na linha M); 
a parcela restante da molécula de titina é 
elástica e muda de comprimento confor-
me o sarcômero sofre contração ou rela-
xamento. Cada molécula de nebulina tem 
o comprimento exato de um filamento 
delgado. Os filamentos de actina também 
estão recobertos por tropomiosina e tro-
ponina (não mostradas; ver Figura 16-36) 
e suas duas extremidades estão capeadas. 
A tropomodulina capeia a extremidade 
menos (2) dos filamentos de actina e a 
CapZ ancora a extremidade mais (1) ao 
disco Z, o qual também contém a-actinina 
(não mostrado). 
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 921
Quando o potencial de ação resultante ativa um canal de Ca21 na membrana de 
um túbulo T, um influxo de Ca21 gera a abertura de canais de liberação de Ca21 no retícu-
lo sarcoplasmático (Figura 16-35C). O Ca21 que flui para o citosol dá início à contração 
de cada miofibrila. Tendo em vista que o sinal proveniente da membrana citoplasmática 
da célula muscular é transmitido em milissegundos (através dos túbulos T e do retículo 
sarcoplasmático) para cada um dos muitos sarcômeros da célula, todas as miofibrilas da 
célula contraem ao mesmo tempo. A elevação da concentração de Ca21 é transitória, pois 
o Ca21 é rapidamente bombeado de volta ao retículo sarcoplasmático por uma bomba de 
Ca21 dependente de ATP (também chamada de Ca21-ATPase) abundante nessa membra-
na (ver Figura 11-13). Normalmente, a concentração citoplasmática de Ca21 é restaurada 
aos níveis de repouso em 30 metros por segundo, permitindo o relaxamento das mio-
fibrilas. Desse modo, a contração muscular depende de dois processos que consomem 
enormes quantidades de ATP: o deslizamento dos filamentos, conduzido pela ATPase do 
domínio motor da miosina, e o bombeamento de Ca21, regulado pela bomba de Ca21.
A dependência de Ca21 na contração muscular esquelética de vertebrados, e sua 
consequente dependência de comandos transmitidos através de nervos, é o resultado da 
existência de um grupo de proteínas acessórias especializadas intimamente associadas 
aos filamentos delgados de actina. Uma dessas proteínas acessórias é uma forma mus-
cular da tropomiosina, a proteína alongada que se liga ao longo do sulco da hélice dos 
filamentos de actina. Outra é a troponina, um complexo de três polipeptídeos, troponi-
nas T, I e C (assim denominadas devido à sua ação respectiva de ligação à tropomiosina, 
inibição e ligação ao Ca21). A troponina I liga-se tanto à actina quanto à troponina T. Em 
um músculo em repouso, o complexo troponina I-T puxa a tropomiosina para fora da 
fenda normal de ligação, deixando-a em uma posição relativa ao filamento de actina que 
interfere na ligação das cabeças de miosina, impedindo, desse modo, qualquer interação 
geradora de força. Quando o nível de Ca21 é elevado, a troponina C – que se liga a até qua-
tro moléculas de Ca21 – faz a troponina I se desconectar da actina. Isso permite o retorno 
(B) 0,5 �m
Membrana plasmática
Miofibrila
Túbulos (T) transversais
 formados a partir
 de invaginações
 da membrana plasmática
Retículo 
sarcoplasmático
(A)
(C)
35 nm
Potencial
 de ação
Canal de liberação de Ca2+
Canal de Ca2+ 
controlado por
 voltagem
Membrana do
túbulo T 
polarizada
Membrana do 
retículo 
sarcoplasmático
CITOSOL
LÚMEN DO TÚBULO T
(ESPAÇO EXTRACELULAR)
LÚMEN DO
RETÍCULO SARCOPLASMÁTICO
Membrana do túbulo T despolarizada
Canais de liberação de Ca2+
Ca2+
Figura 16-35 Túbulos T e o retículo 
sarcoplasmático. (A) Representação dos 
dois sistemas de membranas que trans-
mitem o sinal de contração a partir da 
membrana plasmática da célula muscular 
para todas as miofibrilas da célula. (B) 
Fotomicrografia eletrônica mostrando uma 
seção transversal de um túbulo T. Observe 
a posição dos grandes canais de liberação 
de Ca21 na membrana do retículo sarco-
plasmático, que se conectam à membrana 
do túbulo T adjacente.(C) Diagrama es-
quemático mostrando como se sugere que 
um canal de liberação de Ca21 da mem-
brana do retículo sarcoplasmático se abra 
pela ativação de um canal de Ca21 contro-
lado por voltagem (Animação 16.5). (B, 
cortesia de Clara Franzini-Armstrong.)
922 PARTE IV Organização interna da célula
da molécula de tropomiosina à sua posição normal e permite que as cabeças de miosi-
na deslizem sobre os filamentos de actina (Figura 16-36). A troponina C é intimamente 
relacionada à calmodulina, uma proteína de ligação a Ca21 bastante comum (ver Figura 
15-33); ela pode ser considerada uma forma especializada de calmodulina que adquiriu 
sítios de ligação para a troponina I e a troponina T, garantindo, desse modo, uma respos-
ta extremamente rápida da miofibrila a elevações na concentração de Ca21.
Nas células musculares lisas, assim denominadas por não apresentarem as estria-
ções regulares características dos músculos esqueléticos, a contração também é provo-
cada por um influxo de íons cálcio, mas os mecanismos de regulação são diferentes. A 
musculatura lisa forma a porção contrátil do estômago, do intestino e do útero, assim 
como as paredes das artérias e diversas outras estruturas que requerem contrações len-
tas e por longos intervalos de tempo. O músculo liso é composto por camadas de cé-
lulas bastante longas e em formato de fuso, cada qual contendo um único núcleo. As 
células musculares lisas não expressam as troponinas. Em vez disso, níveis elevados de 
Ca21 intracelular regulam a contração por um mecanismo dependente de calmodulina 
(Figura 16-37). A calmodulina ligada a Ca21 ativa a cinase da cadeia leve da miosina 
10 nm
Actina
Complexo 
de troponina
I C T
Tropomiosina – Ca2+
(A) (B)
+ Ca2+
Figura 16-36 Controle da contração muscular esquelética pela troponina. (A) Um filamento delgado de 
uma célula muscular esquelética mostrando as posições da tropomiosina e da troponina sobre o filamento de ac-
tina. Cada molécula de tropomiosina possui sete regiões regularmente espaçadas com sequência semelhante de 
aminoácidos, tendo sido sugerido que cada uma possua capacidade de se ligar a uma subunidade de actina sobre 
o filamento. (B) Imagem de microscopia crioeletrônica reconstruída de um filamento de actina, mostrando a posi-
ção relativa de uma fita de tropomiosina sobreposta na presença (roxo) ou ausência (lilás) de cálcio. (A, adaptado 
de G.N. Phillips, J.P. Fillers e C. Cohen, J. Mol. Biol. 192:111–131, 1986. Com permissão de Academic Press; B, 
adaptado de C. Xu et al., Biophys. J. 77: 985–992, 1999. Com permissão de Elsevier.)
Figura 16-37 A contração do músculo 
liso. (A) Sob estimulação muscular devido 
à ativação de receptores de superfície, o 
Ca21 liberado no citoplasma a partir do re-
tículo sarcoplasmático (RS) liga-se à calmo-
dulina (ver Figura 15-29). A calmodulina 
ligada ao Ca21 liga-se, então, à cinase da 
cadeia leve da miosina (MLCK), que fosfo-
rila a cadeia leve da miosina, estimulando 
sua atividade. A miosina não muscular 
é regulada pelo mesmo mecanismo (ver 
Figura 16-39). (B) Células de músculo liso 
em uma seção transversal da parede intes-
tinal de gato. A camada externa do mús-
culo liso é orientada com o eixo longo de 
suas células, estendendo-se paralelamente 
ao longo do comprimento do intestino e, 
sob contração, provocará o encurtamento 
do intestino. A camada interna é orientada 
circularmente em torno do intestino e, 
quando contraída, fará o intestino se 
tornar mais estreito. A contração de am-
bas as camadas empurra o material atra-
vés do intestino, em um movimento seme-
lhante ao que ocorre ao apertarmos um 
tubo de pasta de dentes. (C) Um modelo 
para o aparelho contrátil em uma célula 
do músculo liso, com feixes de filamentos 
contráteis contendo actina e miosina 
(vermelho) orientados obliquamente em 
relação ao eixo longitudinal da célula. Sua 
contração encurta bastante a célula. Neste 
diagrama, os ângulos dos feixes estão exa-
gerados para ilustrar esquematicamente 
o efeito da contração. Além disso, apenas 
alguns dos muitos feixes estão ilustrados. 
(B, cortesia de Gwen V. Childs.) 
Ca2+
Ca2+/calmodulina
(A)
(B)
(C)
Calmodulina+
Célula muscular lisa relaxada
Célula muscular lisa contraída
ATP
Retículo 
sarcoplasmático
Camada internaCamada externa
Cinase da cadeia 
leve da miosinaCinase da cadeia 
leve da miosina ativa
FOSFORILAÇÃO DA CADEIA 
LEVE DA MIOSINA
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 923
(MLCK), desse modo, induzindo a fosforilação de uma das duas cadeias leves da miosina 
do músculo liso. Quando a cadeia leve é fosforilada, a cabeça da miosina pode interagir 
com filamentos de actina e provocar a contração; quando ela é desfosforilada, as cabeças 
de miosina tendem a dissociar da actina, tornando-se inativas. 
Os eventos de fosforilação que regulam a contração das células musculares lisas 
ocorrem de forma relativamente lenta, e a contração máxima frequentemente requer 
quase um segundo (em contraponto aos poucos milissegundos necessários à contração 
de uma célula muscular esquelética). No entanto, uma rápida ativação da contração não 
é importante para a musculatura lisa: sua miosina II hidrolisa ATP cerca de dez vezes 
mais lentamente que a miosina do músculo esquelético, produzindo um ciclo lento de 
alterações conformacionais da miosina que resulta em contração lenta.
O músculo cardíaco é uma delicada peça de engenharia 
O coração é o músculo corporal que trabalha mais arduamente, contraindo cerca de 3 
bilhões (3 3 109) de vezes ao longo da vida de um ser humano (Animação 16.6). Várias 
isoformas específicas de miosina muscular cardíaca e actina muscular cardíaca são ex-
pressas nas células do coração. Mesmo pequenas alterações nestas proteínas cardíacas 
contráteis específicas – alterações que não causariam quaisquer consequências visíveis 
em outros tecidos – podem causar doenças cardíacas graves (Figura 16-38).
O aparato contrátil cardíaco normal parece ser uma máquina tão delicada e fina-
mente ajustada que uma mínima alteração em qualquer peça pode ser suficiente para 
levar a um gradual desgaste e destruição após vários anos de movimentos repetitivos. 
A miocardiopatia hipertrófica familiar é uma causa comum de morte súbita em atletas 
jovens. Ela é uma condição genética hereditária dominante que afeta aproximadamente 
dois em cada mil indivíduos e está associada ao aumento do tamanho do coração, vasos 
coronários anormalmente pequenos e distúrbios no ritmo cardíaco (arritmias cardía-
cas). A causa dessa condição é uma das mais de 40 pequenas mutações de ponto nos 
genes que codificam a cadeia pesada de miosina b cardíaca (quase todas provocando 
alterações no domínio motor ou próximo a ele) ou uma entre as aproximadamente 12 
mutações descritas em outros genes que codificam proteínas contráteis – como as ca-
deias leves da miosina, a troponina cardíaca e a tropomiosina. As pequenas mutações 
troca de sentido no gene da actina cardíaca causam outro tipo de doença do coração, 
denominada miocardiopatia dilatada, que também pode resultar em insuficiência car-
díaca precoce.
A actina e a miosina desempenham uma série de funções em 
células não musculares
A maioria das células não musculares contém pequenas quantidades de feixes de actina-
-miosina II contráteis que se formam transitoriamente sob condições específicas e são 
muito menos organizados do que as fibras musculares. Os feixes contráteis não muscu-
lares são regulados pela fosforilação da miosina, e não pelo mecanismo da troponina 
(Figura 16-39). Esses feixes contráteis fornecem suporte mecânico para as células, por 
exemplo, reunindo-se em fibras de tração corticais que conectam a célula à matriz ex-
tracelular através de adesões focais ou formando um cinturão circunferencial que envolve 
a célula epitelial e conecta-a às células adjacentes através de junções aderentes (discuti-
das no Capítulo 19). Conforme descrito no Capítulo 17, a actina e a miosina II presentes 
no anel contrátil geram a força para a citocinese,a fase final da divisão celular. Finalmen-
te, como discutiremos adiante, os feixes contráteis também contribuem para a adesão e 
para o movimento de migração das células.
As células não musculares também expressam uma grande família de outras 
proteínas miosina, que têm diversas estruturas e funções na célula. Após a descober-
ta da miosina muscular convencional, um segundo membro da família foi encontrado 
na ameba de água doce Acanthamoeba castellanii. Essa proteína tinha uma estrutura 
de cauda diferente e parecia funcionar como um monômero e foi, portanto, nomeada 
miosina I (referência a uma cabeça). A miosina muscular convencional foi renomeada 
para miosina II (referência a duas cabeças). Subsequentemente, muitos outros tipos de 
miosinas foram descobertos. A cadeia pesada geralmente apresenta um domínio motor 
Figura 16-38 Efeito, no coração, de 
uma pequena mutação na miosina 
cardíaca. À esquerda, o coração normal 
de um camundongo com 6 dias de idade. 
À direita, o coração de um camundongo 
homozigoto para uma mutação pontual 
no gene da miosina cardíaca que provo-
ca a mudança da Arg 403 para Gln. As 
setas indicam os átrios. No coração do 
camundongo com a mutação na miosina 
cardíaca, ambos os átrios estão bastante 
aumentados (hipertróficos). Este camun-
dongo morre poucas semanas após seu 
nascimento. (De D. Fatkin et al., J. Clin. 
Invest. 103:147–153, 1999. Com permis-
são de The American Society for Clinical 
Investigation.)
924 PARTE IV Organização interna da célula
de miosina facilmente reconhecível na região N-terminal, e, então, diverge amplamente, 
apresentando uma grande variedade de domínios de cauda C-terminal (Figura 16-40). 
A família da miosina inclui uma série de membros de uma cabeça e de duas cabeças que 
são aproximadamente relacionados da mesma forma com a miosina I e com a miosina 
II, e a nomenclatura atual reflete aproximadamente a ordem de suas descobertas (da 
miosina III até pelo menos a miosina XVIII). As comparações entre as sequências de di-
versos eucariotos indicam que existem pelo menos 37 famílias distintas de miosina den-
tro dessa superfamília. Com uma única exceção, todas as miosinas se movem em direção 
à extremidade mais (1) do filamento de actina, no entanto suas velocidades de movi-
mento são diferentes. A exceção é a miosina VI, que se move rumo à extremidade menos 
(2) do filamento. As caudas das miosinas (e as caudas das proteínas motoras em geral) 
aparentemente sofreram diversificação durante a evolução para permitir às proteínas a 
ligação a outras subunidades e para que possam interagir com diferentes cargas. 
Algumas miosinas são encontradas apenas nas plantas, e algumas são encontradas 
apenas em vertebrados. A maioria, no entanto, está presente em todos os eucariotos, 
sugerindo que as miosinas surgiram cedo na evolução eucariótica. O genoma humano 
contém aproximadamente 40 genes da miosina. Nove das miosinas humanas são expres-
sas predominante ou exclusivamente nas células pilosas do ouvido interno, e mutações 
em cinco delas são conhecidamente causadoras de surdez hereditária. Essas miosinas 
extremamente especializadas são importantes para a construção e função dos belos e 
complexos feixes de actina encontrados nos estereocílios que se estendem a partir da 
superfície apical destas células (ver Figura 9-51); essas protrusões celulares vibram em 
resposta ao som e convertem ondas sonoras em sinais elétricos.
Cadeias leves de miosina
FOSFORILAÇÃO 
POR MLCK
ESTADO INATIVO
(cadeias leves não fosforiladas)
ESTADO ATIVO:
(cadeias leves fosforiladas)
ASSOCIAÇÃO 
ESPONTÂNEA
Sítio de ligação à actina
Cauda de miosina liberada
Filamento bipolar de 
15 a 20 moléculas
(A)
(B)
1 �m
ATP ADP P P
Figura 16-39 A fosforilação da cadeia leve e a regulação da polimerização da miosina II em filamentos espessos. (A) A fosforilação controlada pela 
enzima cinase da cadeia leve da miosina (MLCK) de uma das duas cadeias leves (a chamada cadeia leve reguladora, mostrada em azul-claro) em miosina II não 
muscular em um tubo de ensaio leva a, pelo menos, duas consequências: provoca uma mudança conformacional na cabeça da miosina, expondo seu sítio de li-
gação com actina, e libera a cauda de miosina de uma “placa de adesão” da cabeça da miosina, permitindo a associação das moléculas de miosina sob a forma 
de filamentos espessos, curtos e bipolares. O músculo liso é regulado pelo mesmo mecanismo (ver Figura 16-37). (B) Fotomicrografia eletrônica de filamentos 
curtos de miosina II corados negativamente que sofreram indução de associação in vitro pela fosforilação de suas cadeias leves. Esses filamentos de miosina II 
são muito menores do que os filamentos encontrados nas células musculares esqueléticas (ver Figura 16-27). (B, cortesia de John Kendrick-Jones.)
Figura 16-40 Membros da superfamília 
da miosina. Uma comparação dos do-
mínios estruturais das cadeias pesadas de 
alguns tipos de miosina. Todas as miosinas 
compartilham domínios motores similares 
(mostrados em verde-escuro), mas apre-
sentam caudas C-terminais (em verde-cla-
ro) e extensões N-terminais (em azul-claro) 
muito diversas. À direita estão esquemas 
da estrutura molecular de membros desta 
família. Muitas miosinas formam dímeros, 
com dois domínios motores por molécula, 
mas algumas (como é o caso das miosinas 
I, III e XIV) parecem atuar como monôme-
ros, contendo um único domínio motor. A 
miosina VI, apesar de se apresentar estru-
turalmente similar aos outros membros da 
família, é a única que se move em direção 
à extremidade menos (2) (em vez de mo-
ver-se em direção à extremidade mais [1]) 
sobre um filamento de actina. A pequena 
inserção existente no interior do seu domí-
nio motor de cabeça, específica desta mio-
sina, é provavelmente a responsável pela 
mudança de direção no movimento.
I
II
III
V
VI
VII
XI
XIV
Estrutura 
geral
Tipo de
 miosinaDomínio motor
1.000 aminoácidos
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 925
As funções da maioria das miosinas ainda não foram determinadas, mas várias 
dessas moléculas já foram bem caracterizadas. As proteínas miosina I frequentemente 
contêm um segundo sítio de ligação à actina ou um sítio de ligação à membrana em suas 
caudas, e estão geralmente envolvidas na organização intracelular – incluindo a protru-
são de estruturas ricas em actina na superfície da célula, tais como as microvilosidades 
(ver Painel 16-1 e Figura 16-4), e a endocitose. A miosina V é uma miosina de duas ca-
beças que apresenta uma grande amplitude de passo (Figura 16-41A) e está envolvi-
da no transporte das organelas ao longo dos filamentos de actina. Em contraste com as 
proteínas motoras de miosina II, que trabalham em conjunto e estão conectadas apenas 
transitoriamente aos filamentos de actina para não interferirem umas nas outras, a mio-
sina V move-se continuamente, ou processivamente, ao longo dos filamentos de actina 
sem se dissociar. As funções da miosina V são bem estudadas na levedura Saccharomyces 
cerevisiae, que sofre um padrão de crescimento e divisão típico chamado de brotamento. 
Os filamentos de actina na célula-mãe apontam em direção ao broto, onde a actina está 
concentrada em regiões nas quais o crescimento da parede celular está ocorrendo. As 
proteínas motoras miosina V transportam uma vasta gama de cargas – incluindo mRNA, 
retículo endoplasmático e vesículas secretoras – ao longo dos filamentos de actina, para 
o interior dos brotos. Além disso, a miosina V medeia a distribuição correta das organe-
las, como peroxissomos e mitocôndrias, entre as células mãe e filha (ver Figura 16-41B).
Resumo
Usando o seu domínio do pescoço como um braço de alavanca, as miosinas convertem a 
hidrólise de ATP em trabalho mecânico possibilitando seu movimento gradual sobre os fi-
lamentos de actina. O músculo esquelético é composto por miofibrilas contendo milhares 
de sarcômeros formados a partir de arranjos altamente organizados de filamentos de acti-
na e de miosina II, juntamente com diversas proteínas acessórias. A contraçãomuscular é 
estimulada pelo cálcio, que provoca o movimento da proteína tropomiosina associada ao 
filamento de actina, revelando sítios de ligação à miosina e permitindo que os filamentos 
deslizem uns sobre os outros. O músculo liso e as células não musculares possuem feixes con-
tráteis de actina e miosina menos organizados, que são regulados por fosforilação da cadeia 
leve da miosina. A miosina V transporta cargas se deslocando sobre os filamentos de actina.
MICROTÚBULOS
Os microtúbulos são estruturalmente mais complexos do que os filamentos de actina, mas 
eles também são altamente dinâmicos e desempenham funções comparativamente diver-
sas e importantes para a célula. Os microtúbulos são polímeros da proteína tubulina. A 
subunidade de tubulina é, em si, um heterodímero formado por duas proteínas globulares 
intimamente relacionadas chamadas a-tubulina e b-tubulina, cada uma composta por 445 
a 450 aminoácidos, sendo as subunidades firmemente unidas por ligações não covalentes 
(Figura 16-42A). Essas duas proteínas tubulina são encontradas apenas nesse heterodíme-
ro, e cada monômero a ou b tem um sítio de ligação para uma molécula de GTP. O GTP liga-
do à a-tubulina encontra-se fisicamente ligado à interface do dímero e nunca é hidrolisado 
ou substituído; ele pode, portanto, ser considerado parte integrante da estrutura do hetero-
dímero de tubulina. O nucleotídeo na b-tubulina, em contraste, pode estar sob a forma de 
GTP ou GDP e é passível de substituição no dímero de tubulina solúvel (não polimerizado). 
Figura 16-41 A miosina V transporta 
cargas sobre os filamentos de acti-
na. (A) O braço de alavanca da miosina 
V é longo, permitindo-lhe dar um passo 
maior do que o dado pela miosina II, sobre 
o filamento de actina (ver Figura 16-29). 
(B) A miosina V transporta cargas e orga-
nelas ao longo dos filamentos de actina, 
neste exemplo, ela está transportando 
uma mitocôndria para o broto em cresci-
mento de uma célula de levedura.
Miosina V
Miosina V
Cabeça
Alcance do braço 
de alavanca 
de 30 a 40 nm
Extremidade 
mais (+)
Extremidade
 menos (-)
Filamento de actina
Actina
(A) (B)
Mãe
Brotamento
926 PARTE IV Organização interna da célula
A tubulina ocorre em todas as células eucarióticas, podendo ser encontrada sob 
múltiplas isoformas. As tubulinas de levedura e de seres humanos apresentam uma simi-
laridade de 75% em nível da sequência de aminoácidos. Nos mamíferos há pelo menos 
seis formas de a-tubulina e um número semelhante de b-tubulinas, cada uma codifi-
cada por um gene diferente. As diferentes formas de tubulina são bastante similares e 
geralmente copolimerizam em microtúbulos mistos em testes in vitro. No entanto, elas 
podem ter distribuição distinta nas células e tecidos e executar funções sutilmente dife-
rentes. Como um exemplo, as mutações em um gene de uma b-tubulina humana espe-
cífica dão origem a um transtorno de paralisia do movimento ocular devido à perda da 
função do nervo óptico. Numerosas doenças neurológicas humanas têm sido associadas 
a mutações específicas nos diferentes genes de tubulina.
Os microtúbulos são tubos ocos compostos a 
partir de protofilamentos 
Um microtúbulo é uma estrutura cilíndrica oca construída a partir de 13 protofilamen-
tos paralelos, cada um composto de heterodímeros de ab-tubulina empilhados cabeça à 
cauda e enoveladas em forma de um tubo (Figura 16-42B-D). A polimerização do micro-
túbulo gera dois novos tipos de contatos entre proteínas. Ao longo do eixo longitudinal do 
microtúbulo, o “topo” de uma molécula de b-tubulina forma uma interface com a “base” 
de uma molécula de a-tubulina da subunidade heterodimérica adjacente. Essa interface 
assemelha-se bastante à interface que mantém os monômeros a e b unidos na subunida-
de dimérica e apresenta uma alta energia de ligação. Perpendicularmente a essas intera-
ções, são formados contatos laterais entre protofilamentos vizinhos. Nessa dimensão, os 
Heterodímero de tubulina
(= subunidade de microtúbulo)
Extremidade
 mais (+)
Extremidade
 menos (-)
Protofilamento
Microtúbulo
Lúmen
(C)(B)
50 nm
�-tubulina
(A)
�-tubulina (D)
50 nm
(E)
10 nm
�
�
GTP
Figura 16-42 Estrutura de um microtúbulo e de suas subunidades. (A) A subunidade de cada protofilamento é um heterodímero de tubulina, formado 
por um par de monômeros de a e b-tubulina ligados com alta afinidade. A molécula de GTP no monômero de a-tubulina está tão fortemente associada que 
pode ser considerada como parte integrante da proteína. A molécula de GTP no monômero de b-tubulina, no entanto, apresenta uma associação de menor 
afinidade e desempenha papel importante na dinâmica do filamento. Ambos os nucleotídeos estão apresentados em vermelho. (B) Uma subunidade de tubulina 
(heterodímero ab) e um protofilamento estão apresentados esquematicamente. Cada protofilamento consiste em diversas subunidades adjacentes com a mes-
ma orientação. (C) O microtúbulo é um cilindro oco rígido formado por 13 protofilamentos alinhados paralelamente. (D) Um segmento curto de microtúbulo, 
visto em microscopia eletrônica. (E) Fotomicrografia eletrônica de uma secção transversal de um microtúbulo mostrando um anel de 13 protofilamentos distin-
tos. (D, cortesia de Richard Wade; E, cortesia de Richard Linck.)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 927
principais contatos laterais ocorrem entre monômeros de mesmo tipo (a−a e b−b). Como 
os contatos longitudinais e laterais são repetidos durante a polimerização, um leve desem-
parelhamento entre os contatos laterais dá origem à rede de microtúbulos helicoidal. Visto 
que múltiplos contatos nesse arranjo mantêm unidas a maior parte das subunidades de 
um microtúbulo, a adição ou a perda de subunidades ocorre quase exclusivamente nas ex-
tremidades do microtúbulo (ver Figura 16-5). Esses contatos múltiplos entre subunidades 
fazem os microtúbulos serem rígidos e difíceis de serem flexionados. O comprimento de 
persistência de um microtúbulo é de vários milímetros, o que os torna os elementos estru-
turais mais rijos e resistentes encontrados na maioria das células animais.
Cada um dos protofilamentos de um microtúbulo é polimerizado a partir de su-
bunidades que apontam para a mesma direção, sendo os protofilamentos, eles próprios, 
alinhados paralelamente (ver Figura 16-42). Portanto, a própria rede de microtúbulos 
tem uma polaridade estrutural distinta, com as a-tubulinas expostas na extremidade 
menos e as b-tubulinas expostas na extremidade mais. Da mesma forma que para os 
filamentos de actina, a orientação regular e paralela de suas subunidades dá origem à 
polaridade estrutural e dinâmica dos microtúbulos (Figura 16-43), com as extremidades 
mais (1) crescendo e encolhendo mais rapidamente.
Microtúbulos sofrem instabilidade dinâmica 
A dinâmica dos microtúbulos, como a dos filamentos de actina, é profundamente in-
fluenciada pela ligação e hidrólise de nucleotídeos – neste caso, GTP. A hidrólise do GTP 
ocorre apenas na subunidade de b-tubulina do dímero de tubulina. Ela procede muito 
lentamente em subunidades livres de tubulina, mas é acelerada quando essas subunida-
des estão incorporadas em microtúbulos. Após a hidrólise do GTP, o grupo fosfato livre é 
liberado e o GDP permanece ligado à b-tubulina na rede dos microtúbulos. Assim, como 
no caso dos filamentos de actina, dois tipos diferentes de estruturas de microtúbulos 
podem existir, uma com a “forma T” do nucleotídeo ligada (GTP) e uma com a “forma 
D” ligada (GDP). A energia da hidrólise de nucleotídeos é armazenada como deforma-
ção elástica na rede de polímero, tornando a variação de energia livre para a dissociação 
de uma subunidade a partir da forma D do polímero mais negativa do que a variação 
de energia livre para a dissociação de uma subunidade da forma T do polímero. Como 
consequência, a razão entre koff/kon da tubulina GDP (sua concentração crítica [Cc(D)]) é 
muito maior do que a da tubulina GTP. Desse modo, sob condições fisiológicas, a tubuli-
na GTP tende a polimerizar e a tubulina GDPtende a despolimerizar.
As velocidades relativas de hidrólise de GTP e adição de tubulina definem se as 
subunidades de tubulina na extremidade de um microtúbulo estarão sob a forma T ou 
D. Se a taxa de adição de subunidades for alta – e, portanto, o filamento está crescendo 
rapidamente –, é provável que uma nova subunidade seja adicionada ao polímero antes 
que o nucleotídeo da subunidade anteriormente adicionada seja hidrolisado. Nesse caso, 
a extremidade do polímero permanecerá sob a forma T, originando uma capa de GTP. En-
tretanto, se a taxa de adição de subunidades é baixa, a hidrólise poderá ocorrer antes da 
adição da próxima subunidade, e a extremidade do filamento se apresentará sob a forma 
D. Se subunidades de tubulina GTP são adicionadas à extremidade do microtúbulo a uma 
taxa semelhante à taxa de hidrólise de GTP, a hidrólise poderá, eventualmente, “alcançar” 
a velocidade de adição de subunidades e transformar a extremidade em uma forma D. 
Essa transformação é súbita e aleatória, seguindo uma determinada probabilidade por 
unidade de tempo, que depende da concentração de subunidades livres de tubulina GDP.
Suponha que a concentração de tubulina livre seja intermediária entre a concentra-
ção crítica de uma extremidade de forma T e a concentração crítica de uma extremidade 
de forma D (i.e., acima da concentração necessária para a adição da forma T, mas abaixo 
daquela para a forma D). Nesse momento, qualquer extremidade que esteja sob a forma 
T sofrerá crescimento, ao passo que qualquer extremidade que esteja sob a forma D apre-
Figura 16-43 O crescimento preferencial de microtúbulos ocorre na extremidade mais (1). Os microtú-
bulos crescem mais rapidamente em uma das extremidades, em comparação à extremidade oposta. Um feixe 
estável de microtúbulos obtido a partir do núcleo de um cílio (chamado um axonema) foi incubado durante um 
curto período de tempo com subunidades de tubulina sob condições de polimerização. Os microtúbulos crescem 
mais rapidamente na extremidade mais (1) do feixe, a extremidade que se encontra na parte superior desta fo-
tomicrografia. (Cortesia de Gary Borisy.) 
Microtúbulos recém-formados
Extremidade 
mais (+)
Extremidade
menos (-)
1 �m
Axonema
928 PARTE IV Organização interna da célula
sentará dissociação e consequente encurtamento. Em um determinado filamento, uma 
extremidade sob a forma T poderá crescer durante um dado período de tempo, mas então 
repentinamente mudar para a forma D e começar a encurtar de forma rápida, mesmo con-
siderando que a concentração de subunidades livres tenha se mantido constante. Algum 
tempo depois, este filamento pode readquirir a forma T e começar a crescer novamente. 
Esta rápida interconversão entre um estado de crescimento e de encurtamento, sob uma 
concentração uniforme de subunidades livre, é chamada instabilidade dinâmica (Figu-
ras 16-44A e 16-45; ver Painel 16-2). A mudança do crescimento para o encurtamento é 
chamada de catástrofe, enquanto a mudança para o crescimento é chamada de resgate.
Em uma população de microtúbulos, em um dado instante, algumas extremidades 
estão sob a forma T ao passo que outras se encontram sob a forma D, em uma razão 
dependente da taxa de hidrólise e da concentração de subunidades. In vitro, a diferença 
estrutural entre as extremidades de forma T e as extremidades de forma D é marcante. 
As subunidades de tubulina com GTP ligado ao monômero b produzem protofilamentos 
retos que interagem entre si por contatos laterais fortes e regulares. A hidrólise de GTP 
para GDP está associada, no entanto, a uma discreta alteração conformacional na pro-
teína, que provoca uma flexão nos protofilamentos (Figura 16-44B). Em um microtúbu-
lo em rápido crescimento, a capa de GTP parece restringir a curvatura dos protofilamen-
tos, e as extremidades parecem lineares. No entanto, quando as subunidades terminais 
têm seus nucleotídeos hidrolisados, essa restrição é abolida, e os protofilamentos curvos 
afastam-se. Essa liberação cooperativa da energia de hidrólise armazenada no arranjo de 
microtúbulos resulta em uma rápida dissociação dos protofilamentos curvos, podendo 
ser observados oligômeros curvos de tubulina contendo GDP nas proximidades dos mi-
crotúbulos em processo de despolimerização (Figura 16-44C). 
As funções dos microtúbulos são inibidas por fármacos 
estabilizadores e desestabilizadores dos polímeros
Os compostos químicos que prejudicam a polimerização ou a despolimerização dos mi-
crotúbulos são ferramentas poderosas para a investigação do papel desses polímeros em 
células. Enquanto a colchicina e o nocodazol interagem com subunidades de tubulina e 
levam à despolimerização dos microtúbulos, o paclitaxel se liga aos microtúbulos estabi-
lizando-os, o que leva a um aumento líquido da polimerização da tubulina (ver Tabela 16-
1). Os fármacos desse tipo provocam um rápido e intenso efeito sobre a organização dos 
microtúbulos das células vivas. Tanto os fármacos de despolimerização dos microtúbulos 
(como o nocodazol) quanto os fármacos de polimerização de microtúbulos (como o pacli-
taxel) matam preferencialmente as células em divisão, visto que microtúbulos dinâmicos 
são essenciais para o correto funcionamento do fuso mitótico (discutido no Capítulo 17). 
Alguns desses fármacos matam de maneira eficiente certos tipos de células tumorais em 
pacientes humanos, apesar de apresentarem um determinado grau de toxicidade para as 
células normais que apresentam uma alta taxa de divisão, como é o caso das células da 
medula óssea, do intestino e dos folículos pilosos. O paclitaxel, especificamente, tem sido 
amplamente utilizado no tratamento de câncer de mama e de pulmão, com frequência 
atingindo sucesso no tratamento de tumores resistentes a outros agentes quimioterápicos. 
Um complexo proteico contendo g-tubulina promove a 
nucleação dos microtúbulos
Visto que a formação de um microtúbulo requer a interação de vários heterodímeros 
de tubulina, a concentração das subunidades de tubulina necessária para a nucleação 
espontânea de microtúbulos é muito alta. Portanto, a nucleação dos microtúbulos re-
quer a ajuda de outros fatores. Enquanto a e b-tubulinas são unidades fundamentais dos 
microtúbulos, outro tipo de tubulina, chamado g-tubulina, está presente em quantida-
des muito menores do que a e b-tubulina e está envolvido na nucleação do crescimento 
dos microtúbulos em diferentes organismos, que variam de leveduras a seres humanos. 
Os microtúbulos são geralmente nucleados a partir de uma localização intracelular 
específica conhecida como um centro organizador dos microtúbulos (MTOC) onde 
g-tubulina é encontrada em maior concentração. A nucleação depende em muitos casos 
do complexo do anel da g-tubulina (g-TuRC). Dentro desse complexo, duas proteínas 
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 929
Crescimento rápido com extremidade protegida por GTP
Perda acidental da capa de GTP
Encurtamento rápido
Reaquisição da capa de GTP
Crescimento rápido com extremidade protegida por GTP
etc.
50 nmDímero de GTP-tubulina
� �
GTP que pode ser substituído
Protofilamento linear
A HIDRÓLISE DE GTP ALTERA A CONFORMAÇÃO DA 
SUBUNIDADE E ENFRAQUECE AS LIGAÇÕES NO POLÍMERO
DESPOLIMERIZAÇÃO
SUBSTITUIÇÃO GDP-GTP
(B)
(A)
(C)
CRESCIMENTO ENCURTAMENTO
CATÁSTROFE
RESGATE
Capa de GTP
Região menos 
estável do
 microtúbulo 
contendo dímeros 
de GDP-tubulina
Protofilamento curvado
Dímero de 
GDP-tubulina
GTP
GTP
GDPGDP
GDPGDP
GDP
GDP
GTP
GTP
GTP
Figura 16-44 Instabilidade dinâmica devido a diferenças estruturais entre as extremidades do microtúbulo que estão sob crescimento e encurta-
mento. (A) Se a concentração de tubulina livre em solução está entre as concentrações críticas das formas ligadas a GTP e a GDP, uma extremidade individual 
de um microtúbulo pode sofrer transições entre um estado de crescimento e um estado de encurtamento. Um microtúbulo em crescimento possui subunidades 
com GTP em sua extremidade, formando uma proteção, ou capa, de GTP. Se a hidrólisede nucleotídeos ocorre mais rapidamente do que a adição de subuni-
dades, essa proteção é perdida, e o microtúbulo começa a sofrer encurtamento, em um evento denominado “catástrofe”. No entanto, subunidades com GTP 
ainda podem ser adicionadas à extremidade que está sob encurtamento e, se inseridas subunidades suficientes para formar uma nova capa, o microtúbulo 
retoma o crescimento em um evento chamado de “resgate”. (B) Modelo para as consequências estruturais da hidrólise de GTP na estrutura do microtúbulo. 
A adição de subunidades de tubulina contendo GTP à extremidade de um protofilamento provoca o crescimento linear deste, que poderá facilmente adotar a 
forma da parede cilíndrica do microtúbulo. A hidrólise de GTP, após a polimerização, modifica a conformação das subunidades e tende a forçar uma flexão do 
protofilamento, tornando-o menos eficiente na formação da parede do microtúbulo. (C) Em um microtúbulo intacto, protofilamentos formados de subunidades 
com GDP são forçados a adotar uma conformação linear devido à existência de muitas ligações laterais dentro da parede do microtúbulo, o que leva à formação 
de uma capa estável de subunidades contendo GTP. A perda da capa de GTP, no entanto, permite o relaxamento dos protofilamentos com GDP que adquirem a 
conformação mais curvada. Isso leva a uma disrupção progressiva do microtúbulo. Acima dos desenhos que esquematizam microtúbulos em crescimento e em 
encurtamento, fotomicrografias eletrônicas mostram microtúbulos reais em cada um desses dois estados. Observe particularmente os protofilamentos curvados 
de subunidades de GDP que estão desintegrando-se na extremidade do microtúbulo em encurtamento. (C, de E.M. Mandelkow, E. Mandelkow e R.A. Milligan, 
J. Cell Biol. 114:977–991, 1991. Com permissão de The Rockefeller University Press.)
930 PARTE IV Organização interna da célula
acessórias ligam-se diretamente à g-tubulina, juntamente com várias outras proteínas 
que ajudam a criar um anel espiral de moléculas de g-tubulina, o qual serve como molde 
para gerar um microtúbulo com 13 protofilamentos (Figura 16-46).
Os microtúbulos irradiam a partir do centrossomo nas 
células animais
Muitas células animais têm um único e bem definido MTOC, chamado centrossomo, 
que está localizado próximo ao núcleo, e a partir do qual os microtúbulos são nucleados 
nas suas extremidades menos (2), enquanto as extremidades mais (1) apontam para 
fora e continuamente sofrem aumento e encurtamento, sondando o volume tridimen-
sional completo da célula. Um centrossomo geralmente recruta mais de 50 cópias de 
g-TuRC. Além disso, as moléculas de g-TuRC são encontradas no citoplasma, e os cen-
trossomos não são absolutamente necessários para a nucleação de microtúbulos, visto 
que sua destruição através de um pulso de laser não impede que ocorra a nucleação dos 
microtúbulos em outras partes da célula. Uma ampla variedade de proteínas com capa-
cidade de ancoragem do g-TuRC no centrossomo já foi identificada, mas os mecanismos 
que ativam a nucleação dos microtúbulos em MTOCs e em outros locais da célula ainda 
não estão completamente compreendidos.
Dois centríolos encontram-se imersos no centrossomo, compondo um par de es-
truturas cilíndricas dispostas em ângulos retos, uma em relação à outra, em uma confi-
Figura 16-45 A observação direta da 
instabilidade dinâmica dos microtúbu-
los em uma célula viva. Microtúbulos 
em uma célula epitelial pulmonar de um 
tritão foram observados após a célula ter 
sido injetada com uma pequena quanti-
dade de tubulina marcada com rodamina. 
Observe a instabilidade dinâmica dos 
microtúbulos na borda da célula. Quatro 
microtúbulos foram indicados individual-
mente para facilitar esta observação: cada 
um deles mostra padrões alternados de 
crescimento e encurtamento (Animação 
16.1). (Cortesia de Wendy C. Salmon e 
Clare Waterman-Storer.)
tempo 0 s 125 s 307 s 669 s
10 �m
�-TuSC
�-TuSC
(A) (B) (C)
�-tubulinas
Proteínas 
acessórias
Proteínas acessórias 
no complexo do 
anel de �-tubulina
Representação 
das sete cópias de 
�-TuSC na espiral 
sobreposta
Sobreposição na
espiral de �-TuSC
“Fissura” no microtúbulo
�-tubulina 
�-tubulina
�-tubulina
Extremidade 
mais (+)
Figura 16-46 Nucleação de microtúbulos pelo complexo do anel da g-tubulina. (A) Duas cópias de g-tubulina 
associam-se a um par de proteínas acessórias para formar o complexo pequeno de g-tubulina (g-TuSC). Esta imagem 
foi gerada por microscopia eletrônica de alta resolução de complexos purificados individuais. (B) Sete cópias de 
g-TuSC associam-se para formar uma estrutura em espiral em que a última g-tubulina se encontra abaixo da primei-
ra, resultando em 13 subunidades de y-tubulina expostas em uma orientação circular que corresponde à orientação 
dos 13 protofilamentos em um microtúbulo. (C) Em muitos tipos de células, as espirais de g-TuSC se associam a 
proteínas acessórias adicionais para formar o complexo do anel da g-tubulina (g-TuRC), que é capaz de promover a 
nucleação da extremidade menos (2) de um microtúbulo, como ilustrado. Observe a descontinuidade longitudinal 
entre dois protofilamentos, que resulta da orientação em espiral das subunidades de g-tubulina. Os microtúbulos 
geralmente possuem uma dessas “fissuras”, quebrando a uniformidade do empacotamento helicoidal de protofila-
mentos. (A e B, de J.M. Kollman et al., Nature 466:879–883, 2010. Com permissão de Macmillan Publishers Ltd.)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 931
guração em forma de L (Figura 16-47). Um centríolo consiste em um arranjo cilíndrico 
de microtúbulos curtos e modificados, dispostos em forma de barril e apresentando uma 
impressionante simetria nonamérica (Figura 16-48). Juntamente com um grande nú-
mero de proteínas acessórias, os centríolos organizam o material pericentriolar, onde 
ocorre a nucleação dos microtúbulos. Conforme descrito no Capítulo 17, os centrosso-
mos duplicam-se e dividem-se antes da mitose, cada metade contendo um par de centrí-
olos duplicados. Os dois centrossomos se movem para lados opostos do núcleo no início 
da mitose e originam os dois pólos do fuso mitótico (ver Painel 17-1).
A organização dos microtúbulos varia muito entre diferentes espécies e tipos de 
células. Em leveduras de brotamento, os microtúbulos são nucleados em um MTOC que 
está inserido no envelope nuclear, sob a forma de uma pequena estrutura multicamada 
denominada corpo polar do fuso, que é também encontrada em outros fungos e diato-
máceas. As células de plantas superiores parecem nuclear microtúbulos em locais distri-
buídos por todo o envelope nuclear e no córtex celular. Nem os fungos e nem a maioria 
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+ +
+
+
+
+ +
+
+
+
+
+
+
+
+
+
Regiões de nucleação 
(complexos em anel de �-tubulina)
Par de
centríolos
(A) (B)
(C)
Microtúbulos crescendo 
a partir do complexo em 
anel de �-tubulina do centrossomo
Material 
pericentriolar
Figura 16-47 O centrossomo. (A) O centrossomo é o principal MTOC nas células animais. Localizado no citoplas-
ma, próximo ao núcleo, ele consiste em uma matriz amorfa de proteínas fibrosas às quais os complexos em anel da 
g-tubulina que irão nuclear o crescimento de microtúbulos estão ligados. Essa matriz é organizada por um par de 
centríolos, conforme descrito no texto. (B) Um centrossomo com microtúbulos ligados. A extremidade menos (2) 
de cada microtúbulo está inserida no centrossomo, tendo crescido a partir de um complexo em anel da g-tubulina, 
ao passo que a extremidade mais (1) de cada microtúbulo encontra-se livre no citoplasma. (C) Em uma imagem re-
construída de MTOC de uma célula de C. elegans, pode ser observado um denso emaranhado de microtúbulos que 
emana de um centrossomo. (C, de E.T. O’Toole et al., J. Cell Biol. 163:451–456, 2003. Com permissão dos autores.)
Figura 16-48 Um par de centríolos no 
centrossomo. (A) Uma fotomicrografia 
eletrônica de um corte fino de um centros-
somo isolado mostrando o centríolo-mãe 
com seus apêndices distais e o centríolo-
-filhoadjacente, que se formou através de 
um evento de duplicação durante a fase 
S (ver Figura 17-26). No centrossomo, um 
par de centríolos está rodeado por uma 
matriz densa de material pericentriolar 
a partir da qual ocorre a nucleação dos 
microtúbulos. Os centríolos também atuam 
como corpos basais para a nucleação dos 
axonemas ciliares (ver Figura 16-68). (B) 
Fotomicrografia eletrônica de um corte 
transversal através de um centríolo no 
córtex de um protozoário. Cada centríolo 
é composto por nove conjuntos de trios 
de microtúbulos dispostos sob a forma 
de um cilindro. (C) Cada trio contém um 
microtúbulo completo (um microtúbulo A) 
fusionado a dois microtúbulos incompletos 
(os microtúbulos B e C). (D) A proteína 
centriolar SAS-6 forma um dímero super-
torcido. Nove dímeros SAS-6 podem asso-
ciar-se para formar um anel. Localizado no 
núcleo da estrutura em forma de carretel, 
acredita-se que o anel SAS-6 seja responsá-
vel pela simetria nonamérica do centríolo. 
(A, de M. Paintrand, et al. J. Struct. Biol. 
108:107, 1992. Com permissão de Else-
vier; B, cortesia de Richard Linck; D, corte-
sia de Michel Steinmetz.)
A
B
C
Trio de
 microtúbulos
Apêndices 
distais
(A)
(C)
(B)
Centríolo-mãe
Centríolo-filho
Material
 pericentriolar
Dímero de SAS-6
1 2
3
4
56
7
8
9
(D)
932 PARTE IV Organização interna da célula
das células vegetais contêm centríolos. Apesar dessas diferenças, todas essas células pa-
recem usar g-tubulina para nuclear seus microtúbulos.
Em células animais em cultura, a configuração semelhante a uma estrela dos mi-
crotúbulos é robusta, com extremidades mais (1), dinâmicas, apontando para a peri-
feria da célula e extremidades menos (2), estáveis, recolhidas próximo ao núcleo. O 
sistema de microtúbulos que irradia a partir do centrossomo atua como um aparelho 
que vigia os limites celulares e posiciona o centrossomo na região central da célula. Mes-
mo em um fragmento isolado de células sem o centrossomo, microtúbulos dinâmicos 
organizam-se em um arranjo em forma de estrela com as extremidades menos dos mi-
crotúbulos agrupadas no centro do arranjo devido a proteínas de ligação à extremidade 
menos (Figura 16-49). Essa capacidade que o citoesqueleto dos microtúbulos possui de 
localizar o centro da célula estabelece um sistema geral coordenado, que é, então, utili-
zado para posicionar as diferentes organelas no interior da célula. As células altamente 
especializadas, com morfologias complexas, como os neurônios, as células musculares e 
as células epiteliais devem utilizar mecanismos adicionais de medida no estabelecimen-
to de seus sistemas coordenados internos mais elaborados. Assim, por exemplo, quando 
uma célula epitelial forma junções célula-célula e torna-se altamente polarizada, as ex-
tremidades menos (2) dos microtúbulos são movidas para uma região próxima à mem-
brana plasmática apical. A partir dessa localização assimétrica, um arranjo de microtú-
bulos se estende ao longo do eixo do comprimento da célula, com suas extremidades 
mais (1) voltadas para a superfície basal (ver Figura 16-4).
Proteínas de ligação aos microtúbulos modulam a dinâmica e a 
organização dos filamentos 
A dinâmica da polimerização dos microtúbulos é muito diferente nas células quando 
comparada à dinâmica em soluções de tubulina pura. Os microtúbulos em células exi-
bem uma velocidade muito superior de polimerização (normalmente 10 a 15 mm/min, 
em relação a cerca de 1,5 mm/min da tubulina purificada em concentrações semelhan-
tes), uma frequência maior de catástrofe, e pausas longas no crescimento dos micro-
túbulos, um comportamento dinâmico raramente observado em soluções de tubulina 
pura. Essas e outras diferenças surgem porque a dinâmica dos microtúbulos no interior 
das células é regulada por uma ampla variedade de proteínas que se ligam aos dímeros 
de tubulina ou aos microtúbulos, como resumido no Painel 16-4.
As proteínas que se ligam aos microtúbulos são coletivamente chamadas de pro-
teínas de associação a microtúbulos (MAPs; do inglês, microtubule-associated proteins). 
Algumas MAPs podem estabilizar os microtúbulos evitando sua dissociação. Um subgru-
po de MAPs também pode mediar a interação de microtúbulos com outros componentes 
celulares. Esse subgrupo é bastante presente em neurônios, nos quais feixes de microtúbu-
los estabilizados formam o centro dos axônios e dos dendritos que se estendem a partir do 
corpo celular (Figura 16-50). Essas MAPs apresentam pelo menos um domínio de ligação à 
superfície do microtúbulo e outro que se projeta a partir do microtúbulo. O comprimento do 
domínio que se projeta pode determinar a distância de empacotamento dos microtúbulos 
associados pela MAP, como demonstrado em células que foram modificadas para a super-
Figura 16-49 Um arranjo de microtú-
bulos pode localizar o centro de uma 
célula. Após a retirada, com o auxílio de 
uma agulha, de uma parte de uma célula 
pigmentar de peixe, os microtúbulos 
presentes no fragmento celular isolado 
reorganizam-se de tal modo que suas 
extremidades menos (2) se posicionam na 
sua região central, no interior de um novo 
centro organizador de microtúbulos.
+
+
+
+ + +
+
+
+
++++
+
+
+
+
+
+
+
+
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+ + +
+
+
+
++++
+
+
+
+
+
+
+++ +
+
+ + +
+
++
+
+
Centrossomo 
contendo um 
par de centríolos
Cortar
aqui com
uma agulha
Célula melanófora
Fragmento 
celular
excisado
ESPERAR
4 HORAS
Novo centro
organizador
de microtúbulos 
sem centríolos
Fragmento 
celular com
microtúbulos 
reorganizados
+
+
+
+
+
+
+ + ++
+
+
+
+
+
+
PAINEL 16-4 Microtúbulos 933
Microtúbulo
Dímero �� de tubulina 
– +
– +
– +
–
+
– +
Cinesina-13
Induz à dissociação 
e à catástrofe
Estatmina
Liga-se a subunidades, 
evita a associação
Tau MAP2 Plectina
Catanina
Quebra microtúbulos
MAPs
Estabiliza microtúbulos
através de ligações laterais
Ligação a filamentos intermediários
XMAP215
Estabiliza extremidades mais (+) 
e acelera a associação
+TIPs
Permanece associado às extremidades
mais (+) em crescimento e pode ligá-las
a outras estruturas, como membranas
�-TuRC
Promove a nucleação
da polimerização e
permanece associado à
extremidade menos (–)
Centrossomo
–
+
Associação em feixes e interligação
MICROTÚBULOS
Algumas das principais proteínas acessórias do citoesqueleto de microtúbulos. Excetuando-se as duas classes de proteínas
motoras, é ilustrado um exemplo para cada um dos principais tipos de proteínas acessórias. Cada um desses tipos é discutido
no texto. No entanto, a maioria das células contém mais de uma centena de proteínas de ligação ao microtúbulo diferentes,
e – como ocorre no caso de proteínas associadas à actina – provavelmente existam tipos importantes de proteínas de
associação a microtúbulos que ainda não foram identificados.
934 PARTE IV Organização interna da célula
produção de diferentes MAPs. As células que superexpressam MAP2, que apresenta longos 
domínios projetados, formam feixes de microtúbulos estáveis com um amplo espaçamento, 
ao passo que células que superexpressam tau, uma MAP que apresenta domínios de pro-
jeção curtos, formam feixes de microtúbulos empacotados de forma muito mais compacta 
(Figura 16-51). As MAPs são o alvo de diversas proteínas-cinase e a fosforilação de uma 
MAP pode controlar tanto sua atividade como seu posicionamento no interior das células. 
Proteínas de ligação à extremidade mais (1) do microtúbulo 
modulam as conexões e a dinâmica dos microtúbulos
As células contêm inúmeras proteínas que se ligam às extremidades dos microtúbulos 
e, assim, influenciam sua estabilidade e dinâmica. Essas proteínas podem influenciar 
a velocidade na qual um microtúbulo muda do estado de crescimento para um estado 
de encurtamento (a frequência de catástrofes) ou a taxa de mudança de um estado de 
encurtamento para um estado de crescimento (a frequência de resgates). Por exemplo, 
membros de uma família de proteínas relacionadas à cinesina, conhecidos como fato-
res de catástrofe (ou cinesina-13) ligam-seàs extremidades mais (1) dos microtúbulos 
e parecem forçar a separação dos protofilamentos, diminuindo a barreira normal de 
energia de ativação que impede que um microtúbulo adquira a forma caracteristica-
mente curvada vista em protofilamentos que se encontram no estado de encurtamento 
(Figura 16-52). Outra proteína, denominada Nezha ou Patronina, protege as extremida-
des menos (2) dos microtúbulos dos efeitos dos fatores de catástrofe.
Apesar de terem sido identificadas pouquíssimas proteínas de ligação à extremida-
de menos (2) dos microtúbulos, foi identificado um grande subconjunto das MAPs que 
se encontra enriquecido nas extremidades mais (1) dos microtúbulos. Um exemplo par-
ticularmente comum é a XMAP215, que apresenta homólogos próximos em organismos 
variando das leveduras aos seres humanos. A XMAP215 liga subunidades de tubulina livre 
e as entrega na extremidade mais (1), promovendo, assim, a polimerização dos microtú-
bulos e simultaneamente combatendo a atividade do fator de catástrofe (ver Figura 16-52). 
Figura 16-50 Posicionamento das MAPs no axônio e nos dendritos de um neurônio. Esta fotomicrogra-
fia de imunofluorescência mostra a distribuição da proteína tau (verde) e MAP2 (cor de laranja) em um neurônio 
do hipocampo em cultura. A coloração de tau está restrita ao axônio (longo e ramificado neste neurônio), ao 
passo que a coloração de MAP2 está confinada ao corpo celular e a seus dendritos. O anticorpo usado para a 
detecção de tau liga-se unicamente à tau não fosforilada; a tau fosforilada também está presente nos dendritos. 
(Cortesia de James W. Mandell e Gary A. Banker.)
10 �m
Figura 16-51 Organização dos feixes 
de microtúbulos pelas MAPs. (A) MAP2 
liga-se à lateral do microtúbulo por uma 
de suas extremidades e estende um longo 
braço, sob a forma de uma projeção, con-
tendo um segundo domínio de ligação ao 
microtúbulo, em sua outra extremidade. 
(B) Tau possui um domínio de interligação 
a microtúbulos mais curto. (C) Fotomi-
crografia eletrônica mostrando um corte 
transversal de um feixe de microtúbulos 
em uma célula com superexpressão de 
MAP2. O espaçamento regular dos micro-
túbulos (MTs) nesse feixe é consequência 
do comprimento constante dos braços 
da MAP2. (D) Corte transversal similar de 
um feixe de microtúbulos de uma célula 
superexpressando tau. Nesse caso, o espa-
çamento dos microtúbulos é menor e eles 
encontram-se mais próximos do que em 
(C), pois tau possui um braço relativamen-
te menor. (C e D, cortesia de J. Chen et al., 
Nature 360:674–677, 1992. Com permis-
são de Macmillan Publishers Ltd.)
MTs
(C) (D)
300 nm
25 nm
(A)
Microtúbulo
MAP2
(B)
Microtúbulo
Tau
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 935
A fosforilação da XMAP215 durante a mitose inibe sua atividade e altera o equilíbrio de sua 
competição com fatores de catástrofe. Esse redirecionamento leva ao aumento de até 10 
vezes na instabilidade dinâmica de microtúbulos durante a mitose, uma transição que é 
essencial para a polimerização eficiente do fuso mitótico (discutido no Capítulo 17).
Em muitas células, as extremidades menos dos microtúbulos estão estabilizadas 
pela associação a uma proteína de capeamento ou ao centrossomo, ou então servem 
como locais de despolimerização dos microtúbulos. As extremidades mais (1), ao con-
trário, eficientemente sondam e exploram todo o espaço celular. As proteínas associa-
das a microtúbulos denominadas proteínas de busca de extremidades mais (1TIPs, do 
inglês plus-end tracking proteins) acumulam-se nessas extremidades e parecem ser ra-
pidamente transportadas através da célula como passageiras sobre as extremidades de 
microtúbulos em crescimento rápido, dissociando-se delas assim que o microtúbulo co-
meça a sofrer encurtamento (Figura 16-53).
Os fatores de catástrofes relacionados à cinesina e a XMAP215 mencionada anterior-
mente se comportam como 1TIP e modulam o crescimento e o encurtamento da extremi-
dade do microtúbulo a qual estão ligados. Outras 1TIPs controlam o posicionamento dos 
microtúbulos, ajudando a capturar e estabilizar a extremidade em crescimento do micro-
túbulo em alvos celulares específicos, como as células do córtex ou do cinetocoro de um 
cromossomo mitótico. A EB1 e moléculas a ela relacionadas (pequenas proteínas diméricas 
altamente conservadas em animais, plantas e fungos) são participantes fundamentais nes-
se processo. As proteínas EB1 não se movem ativamente rumo às extremidades mais (1), 
porém reconhecem uma característica estrutural da extremidade mais (1) em crescimen-
to (ver Figura 16-53). Vários dos 1TIPs dependem das proteínas EB1 para o seu acúmulo 
na extremidade mais (1) e também interagem uns com os outros e com a estrutura dos 
microtúbulos. Ao ligarem-se à extremidade mais (1), esses fatores permitem que a célula 
aproveite a energia da polimerização dos microtúbulos para a geração de forças de impulso 
que podem ser usadas para o posicionamento do fuso, dos cromossomos ou das organelas. 
Figura 16-52 Efeitos das proteínas que 
se ligam às extremidades dos microtú-
bulos. A transição entre o crescimento e o 
encurtamento dos microtúbulos é contro-
lada nas células por uma ampla variedade 
de proteínas. Os fatores de catástrofe, 
como a cinesina-13, um membro da su-
perfamília de proteína motoras cinesina, 
ligam-se às extremidades dos microtúbulos 
afastando-os, e promovendo, assim, sua 
despolimerização. Por outro lado, uma 
MAP, como a XMAP215, estabiliza a extre-
midade de um microtúbulo em crescimen-
to (XMAP refere-se à proteína associada 
a microtúbulos de Xenopus, do inglês 
Xenopus microtubule-associated protein, e 
o número refere-se à sua massa molecular 
em quilodáltons). A XMAP215 liga díme-
ros de tubulina e os entrega à extremidade 
mais do microtúbulo, aumentando, dessa 
forma, a velocidade de crescimento dos 
microtúbulos e suprimindo catástrofes.
XMAP215
Fator de catástrofe
(cinesina-13)
Frequência de catástrofes 
suprimida e velocidade 
de crescimento aumentada
Frequência 
aumentada de
 catástrofes
Capa de GTP
 na extremidade 
mais (�) do microtúbulo
ESTABILIZAÇÃO
DESESTABILIZAÇÃO
Figura 16-53 Proteínas 1TIP encon-
tradas nas extremidades mais (1) dos 
microtúbulos em crescimento. 
(A) Quadros sucessivos de um filme de 
fluorescência mostrando a borda de uma 
célula expressando tubulina marcada por 
fluorescência que é incorporada em micro-
túbulos (vermelho), bem como a proteína 
1TIP EB1 marcada com uma cor diferente 
(verde). O mesmo microtúbulo é indicado 
(asterisco) em quadros sucessivos do filme. 
Quando o microtúbulo está em crescimen-
to (quadros 1, 2), a EB1 está associada à 
extremidade. Quando o microtúbulo sofre 
uma catástrofe e começa a encurtar, a EB1 
é perdida (quadros 3, 4). A EB1 marcada 
é readquirida quando o crescimento do 
microtúbulo é resgatado (quadro 5). Ver 
Animação 16.8. (B) Na levedura de fissão 
Schizosaccharomyces pombe, as extre-
midades mais (1) dos microtúbulos (em 
verde) estão associadas a um homólogo 
de EB1 (em vermelho), em ambos os polos 
das células em bastão. (A, cortesia de 
Anna Akhmanova e Ilya Grigoriev; B, cor-
tesia de Takeshi Toda.)
(A) (B) 5 �m
1 2 3 4 5
936 PARTE IV Organização interna da célula
Proteínas de sequestro da tubulina e proteínas de quebra 
(ou fissão) dos microtúbulos desestabilizam os microtúbulos 
Tal como acontece com os monômeros de actina, a célula sequestra subunidades de tu-
bulina não polimerizadas para manter o conjunto de subunidades ativas em um nível 
próximo da concentração crítica. Uma molécula da pequena proteína estatmina (tam-
bém chamada Op18) liga-se a dois heterodímeros de tubulina e impede sua adição às 
extremidades dos microtúbulos (Figura 16-54). Assim, a estatmina diminui a concen-
tração efetiva das subunidades de tubulina que estão disponíveis para a polimerização 
(uma ação análoga ao do fármaco colchicina) e aumenta a probabilidade de que um 
microtúbulo altere seu estado de crescimento para encurtamento. A fosforilação de es-
tatmina inibe sua ligaçãoà tubulina e, assim, sinais que causam a fosforilação de es-
tatmina podem aumentar a taxa de alongamento de microtúbulos e suprimir a instabi-
lidade dinâmica. A estatmina foi relacionada à regulação tanto da proliferação celular 
quanto da morte celular. Curiosamente, os camundongos que não expressam estatmina 
apresentam desenvolvimento normal, mas são menos medrosos do que camundongos 
do tipo selvagem, refletindo o papel da estatmina nos neurônios da amígdala cerebelosa, 
nos quais ela é normalmente expressa em níveis elevados.
O rompimento, ou fissão, é outro mecanismo utilizado pela célula para desestabi-
lizar os microtúbulos. Para partir um microtúbulo, 13 ligações longitudinais devem ser 
quebradas, uma referente a cada um dos protofilamentos. A proteína catanina, assim de-
nominada a partir da palavra japonesa para “espada”, consegue realizar esta tarefa (Figura 
16-55). A catanina é constituída por duas subunidades, uma subunidade menor, que hi-
drolisa ATP e desempenha ativamente a tarefa de quebra, e uma subunidade maior, que 
direciona a catanina para o centrossomo. A catanina libera os microtúbulos de sua cone-
xão ao centro organizador de microtúbulos e acredita-se que também contribua para a rá-
pida despolimerização dos microtúbulos observada nos pólos dos fusos, durante a mitose. 
Ela também pode estar envolvida na liberação e na despolimerização dos microtúbulos 
que ocorre na interfase de células em proliferação e em células pós-mitóticas, como os 
neurônios. 
Dois tipos de proteínas motoras movem-se sobre os microtúbulos 
Da mesma forma que os filamentos de actina, os microtúbulos também usam proteínas 
motoras para o transporte de carga e para executarem uma série de outras funções no in-
terior da célula. Existem duas classes principais de motores baseados em microtúbulos, 
as cinesinas e as dineínas. A cinesina-1, também chamada de “cinesina convencional”, 
foi inicialmente purificada a partir de neurônios da lula, onde carrega organelas delimi-
tadas por membrana do corpo celular em direção ao terminal do axônio, movendo-se na 
direção da extremidade mais (1) dos microtúbulos. A cinesina-1 é semelhante à miosina 
II, pois possui duas cadeias pesadas por motor ativo; essas cadeias formam dois domí-
nios motores globulares de cabeça que são mantidos ligados por uma cauda alongada 
supertorcida que é responsável pela dimerização da cadeia pesada. Uma cadeia leve da 
cinesina-1 se associa com cada cadeia pesada através de seu domínio de cauda e medeia 
a ligação à carga. Assim como a miosina, a cinesina faz parte de uma grande superfamília 
de proteínas na qual o elemento em comum é o domínio motor (Figura 16-56). A leve-
dura Saccharomyces cerevisiae possui seis cinesinas distintas. O nematódeo C. elegans 
tem 20 cinesinas, e os seres humanos possuem 45.
Existem pelo menos 14 famílias distintas na superfamília das cinesinas. A maioria 
delas possui o domínio motor localizado na região N-terminal da cadeia pesada e cami-
nha em direção à extremidade mais (1) do microtúbulo. Uma família possui o domínio 
motor no C-terminal e caminha na direção oposta, rumo à extremidade menos (2) dos 
microtúbulos, ao passo que a cinesina-13 possui um domínio motor central e, apesar de 
não se deslocar, usa a energia da hidrólise do ATP para despolimerizar extremidades de 
microtúbulos, como descrito anteriormente (ver Figura 16-52). Algumas cadeias pesa-
das das cinesinas são homodímeros, e outras são heterodímeros. A maioria das cinesi-
nas possui um sítio de ligação na cauda para outro microtúbulo; alternativamente, elas 
podem ligar o motor a uma organela envolvida por membrana através de uma cadeia 
Dímero de tubulina
2,5 nm
Estatmina
Figura 16-54 Sequestro da tubulina 
pela estatmina. Estudos estruturais com 
microscopia eletrônica e cristalografia su-
gerem que a proteína alongada estatmina 
liga-se lateralmente a dois heterodímeros 
de tubulina. (Adaptada de M.O. Steinmetz 
et al., EMBO J. 19:572–580, 2000. Com 
permissão de John Wiley e Sons.)
(A)
(B)
20 �m
Figura 16-55 Rompimento de microtúbu-
los por catanina. Os microtúbulos corados 
com rodamina e estabilizados por paclitaxel 
foram adsorvidos na superfície de uma 
lâmina de vidro, e catanina purificada foi adi-
cionada junto ao ATP. (A) Após 30 segundos 
da adição da catanina podem ser observadas 
umas poucas quebras nos microtúbulos. (B) 
O mesmo campo, 3 minutos após a adição 
de catanina. Os filamentos foram quebrados 
em vários pedaços, dando origem a uma 
série de pequenos fragmentos onde antes 
havia longos microtúbulos. (De J.J. Hartman 
et al., Cell 93:277–287, 1998. Com permis-
são de Elsevier.)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 937
leve ou de uma proteína adaptadora. Muitos dos membros da superfamília das cinesinas 
desempenham funções específicas na formação do fuso mitótico e na segregação dos 
cromossomos durante a divisão celular.
Na cinesina-1, em vez do movimento de um braço de alavanca, pequenos movi-
mentos no sítio de ligação ao nucleotídeo regulam a ligação e a dissociação do domínio 
motor de cabeça a uma região longa de ligação. Isso faz a segunda cabeça ser arremessa-
da para frente ao longo do protofilamento sobre um sítio de ligação 8 nm mais perto da 
extremidade mais (1) do microtúbulo, o que corresponde a distância entre os dímeros 
de tubulina de um protofilamento. Os ciclos de hidrólise de nucleotídeos nas duas cabe-
ças são altamente acoplados e coordenados, de tal forma que a ancoragem e a liberação 
da região ligante permitem que o motor de duas cabeças se mova passo a passo (ou ca-
beça a cabeça) sobre o filamento (Figura 16-57).
As dineínas são uma família de proteínas motoras de microtúbulo direcionadas 
para a extremidade menos (2) e não relacionadas às cinesinas. Elas são compostas por 
uma, duas ou três cadeias pesadas (que incluem o domínio motor) e um número gran-
de e variável de cadeias intermediárias, cadeias intermediárias leves e cadeias leves 
associadas. A família das dineínas tem duas ramificações principais (Figura 16-58). O 
primeiro ramo contém as dineínas citoplasmáticas, as quais são homodímeros de duas 
cadeias pesadas. A dineína citoplasmática 1 é codificada por um único gene, em quase 
todas as células eucarióticas, mas está ausente de plantas com flores e de algumas algas. 
Ela é usada para o transporte de organelas e de mRNA, para o posicionamento do núcleo 
e do centrossomo durante a migração celular, e para a construção do fuso de microtú-
bulos na mitose e na meiose. A dineína citoplasmática 2 só é encontrada em organismos 
eucarióticos que possuem cílios e é utilizada para transportar material da extremidade 
para a base dos cílios, em um processo denominado transporte intraflagelar. As dineínas 
Figura 16-56 Cinesinas e proteínas 
relacionadas à cinesina. As estruturas de 
quatro membros da superfamília das cine-
sinas. Assim como na superfamília da mio-
sina, apenas os domínios motores apresen-
tam conservação. A cinesina-1 apresenta o 
domínio motor na extremidade N-terminal 
da cadeia pesada. O domínio central 
forma uma longa estrutura supertorcida, 
mediando a dimerização. O domínio 
C-terminal forma uma cauda que se liga 
ao material a ser transportado, como 
uma organela delimitada por membrana. 
A cinesina-5 forma tetrâmeros, em que 
dois dímeros se associam através das suas 
caudas. O tetrâmero de cinesina-5 bipolar 
é capaz de deslizar dois microtúbulos um 
em relação ao outro, de forma análoga à 
atividade dos filamentos espessos bipola-
res formados por miosina II. A cinesina-13 
possui seu domínio motor localizado no 
meio da cadeia pesada. Ela é um membro 
de uma família de cinesinas que perdeu a 
atividade típica de motor e, em vez disso, 
liga-se às extremidades dos microtúbulos 
para promover a despolimerização (ver Fi-
gura 16-52). A cinesina-14 é uma cinesina 
C-terminal que inclui a proteína Ncd de 
Drosophila e a proteína Kar3 de leveduras. 
Essas cinesinas geralmente se movimen-
tam em direção oposta a da maioria das 
cinesinas,rumo à extremidade menos (2), 
ao invés de rumo à extremidade mais (1), 
de um microtúbulo.
N
N
N
N
N
N
C
CN
CN
CN
C
C
C
C
C
Cinesina-1
Cinesina-5
Cinesina-13
Cinesina-14
N
N
N
N
CN
500 aminoácidos
Domínio motor
Figura 16-57 Ciclo mecanoquímico da cinesina. A cinesina-1 é um dímero composto por dois domínios mo-
tores de ligação a nucleotídeos (cabeças) que estão conectados à longa cauda torcida (ver Figura 16-56). Os dois 
domínios motores da cinesina atuam de modo coordenado; durante um “passo” da cinesina, a cabeça secun-
dária se desliga do sítio de ligação à tubulina, ultrapassa o domínio motor parceiro e se liga ao próximo sítio de 
tubulina disponível. Utilizando esse movimento “mão a mão”, o dímero de cinesina pode se deslocar por longas 
distâncias no microtúbulo sem se dissociar completamente do filamento.
No início de cada passo, uma das duas cabeças dos domínios motores da cinesina, a cabeça secundária ou 
retardada (verde-escuro), está ligada com alta afinidade ao microtúbulo e ao ATP, enquanto a cabeça primária, 
ou líder, está ligada com baixa afinidade ao microtúbulo e apresenta uma molécula de ADP no seu sítio ativo. 
A dissociação do domínio motor secundário é promovida pela dissociação do ADP e ligação do ATP na cabeça 
primária (painéis 2 e 3 nesta figura). A ligação do ATP a esse domínio motor faz um pequeno peptídeo, chamado 
“elo de conexão”, passar de uma conformação voltada ao domínio secundário para uma conformação voltada 
ao domínio primário (o elo de conexão está representado em lilás, conectando o domínio motor primário e a cau-
da supertorcida). Essa alteração impulsiona o domínio primário para frente quando ele se dissocia do microtúbulo 
e está ligado ao ADP (a dissociação requer a hidrólise de ATP e liberação de fosfato [Pi]). A molécula de cinesina 
agora está pronta para o próximo passo, que ocorre pela repetição exata desse processo (Animação 16.9).
Super-hélice
+
Cabeça-líder
Cabeça
 retardada 
Superfície do microtúbulo
ATP
ATP
ATP
ADP
ADP
ADP
ADP
ADP
Pi
Pi
ATP ADP
938 PARTE IV Organização interna da célula
axonemais (também chamadas dineínas ciliares) compreendem o segundo ramo e in-
cluem monômeros, heterodímeros e heterotrímeros, respectivamente com uma, duas ou 
três cadeias pesadas contendo o motor. Elas são altamente especializadas para o rápido 
e eficiente movimento de deslizamento dos microtúbulos que direciona o batimento de 
cílios e flagelos (discutido mais adiante).
As dineínas são as maiores proteínas motoras moleculares conhecidas, e estão tam-
bém entre as mais rápidas: dineínas axonemais ligadas a uma lâmina de vidro podem mo-
ver microtúbulos à velocidade de 14 mm/s. A proteína motora dineína não possui relação 
estrutural com as miosinas ou com as cinesinas, no entanto segue a mesma regra geral 
do acoplamento de hidrólise do nucleotídeo com a ligação e dissociação ao microtúbulo, 
bem como a regra das alterações conformacionais geradoras de força (Figura 16-59).
Figura 16-58 Dineínas. (A) Fotomicro-
grafia eletrônica de criofratura de uma 
molécula de dineína citoplasmática e de 
uma molécula de dineína ciliar (axonemal). 
Assim como a miosina II e a cinesina-1, 
a dineína citoplasmática é uma molé-
cula com dois domínios globulares. A 
dineína ciliar apresentada provém de um 
protozoário e possui três cabeças; dineínas 
ciliares de animais possuem duas cabeças. 
Observe que a cabeça da dineína é bas-
tante grande quando comparada à cabeça 
tanto de miosina quanto da cinesina. (B) 
Representação esquemática da dineína 
citoplasmática mostrando as duas cadeias 
pesadas (azul e cinza) que contêm os do-
mínios de ligação aos microtúbulos (MT) e 
de hidrólise do ATP, ligados por uma haste 
longa. Ligadas à cadeia pesada estão múl-
tiplas cadeias intermediárias (verde-escuro) 
e cadeias leves (verde-claro) que auxiliam 
a mediar muitas das funções da dineína. 
(A, cortesia de John Heuser; B, adaptado 
de R. Vale, Cell 112:467–480, 2003. Com 
permissão de Cell Press.)
Dineína citoplasmática
(A)
(B)
Dineína ciliar
25 nm
ATPase
Haste
Domínio
motor
Ligação ao MT
Cadeias 
intermediárias
Cadeias leves
Cadeia 
pesada
Movimento de 
potência, 8 nm
Haste
Cauda
Domínios AAA 
na cabeça motora
ATPase principal
Domínio C-terminal
Ligação a outro
microtúbulo
+
Microtúbulo 
ligado à haste
ADP
(C)
(B)
(A)
N C
Cauda Domínios AAA Domínios AAAHaste 
15 nm
Pi
Figura 16-59 Movimento de potência da dineí-
na. (A) A organização dos domínios em cada cadeia 
pesada da dineína. Este é um polipeptídeo bas-
tante grande que contém aproximadamente 4 mil 
aminoácidos. O número de cadeias pesadas em uma 
dineína é igual ao número de suas cabeças motoras. 
(B) Ilustração da dineína c, uma dineína axonemal 
monomérica encontrada na alga verde unicelular 
Chlamydomonas reinhardtii. A grande cabeça mo-
tora da dineína é composta por um anel plano que 
contém um domínio C-terminal (em cinza) e seis do-
mínios AAA, quatro dos quais contendo sequência 
de ligação a ATP, mas um único deles (em vermelho-
-escuro) responsável principal pela atividade ATPase. 
Estendendo-se desde a cabeça pode-se observar 
uma haste em espiral longa com o sítio de ligação a 
microtúbulos na extremidade, e uma cauda que se 
liga a um microtúbulo adjacente no axonema. Sob 
o estado ligado a ATP, a haste está desconectada do 
microtúbulo, e a hidrólise de ATP provoca a ligação 
entre haste e o microtúbulo (à esquerda). A subse-
quente liberação de ADP e fosfato (Pi) leva à extensa 
alteração conformacional do “movimento de po-
tência” envolvendo a rotação da cabeça e da haste 
em relação à cauda (à direita). Cada ciclo gera um 
passo de cerca de 8 nm, contribuindo, assim, para o 
batimento do flagelo (ver Figura 16-65). No caso da 
dineína citoplasmática, a cauda é ligada a uma car-
ga, como uma vesícula, e um único movimento de 
potência transporta a carga sobre aproximadamente 
8 nm do microtúbulo em direção a sua extremida-
de menos (ver Figura 16-60). (C) Fotomicrografia 
eletrônica de dineínas monoméricas purificadas sob 
duas diferentes conformações representando dife-
rentes etapas do ciclo mecanoquímico. (C, de S.A. 
Burgess et al., Nature 421:715–718, 2003. Com 
permissão de Macmillan Publishers Ltd.)
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 939
Microtúbulos e motores movem organelas e vesículas
Uma função primordial das proteínas motoras do citoesqueleto em células em interfase 
é o transporte e o posicionamento de organelas delimitadas por membrana (Animação 
16.10). A cinesina foi originalmente identificada como a proteína responsável pelo veloz 
transporte axonal anterógrado, pelo rápido movimento de mitocôndrias, de precursores 
de vesículas secretoras e diversos componentes sinápticos ao longo do grande caminho 
de microtúbulos do axônio em direção às distantes terminações nervosas. A dineína ci-
toplasmática foi identificada como o motor responsável pelo transporte na direção opos-
ta, o transporte axonal retrógrado. Apesar de as organelas da maioria das células não 
necessitarem percorrer distâncias tão longas, seu transporte polarizado é igualmente ne-
cessário. Um típico arranjo de microtúbulos em uma célula em interfase está orientado 
com suas extremidades menos (2) próximas ao centro da célula, no centrossomo, e suas 
extremidades mais (1) estendendo-se para a periferia da célula. Assim, o movimento 
centrípeto de organelas ou vesículas, em direção ao centro da célula, requer a ação de 
dineínas motoras citoplasmáticas direcionadas para a extremidade menos (2), ao passo 
que o movimento centrífugo para a periferia exige cinesinas motoras direcionadas para a 
extremidade mais (1). Interessantemente, nas células animais, quase todo o transporte 
direcionado para a extremidade menos (2) é impulsionado unicamente pela proteína 
motora dineína citoplasmática 1, ao passo que 15 cinesinas diferentes são usadas para o 
transporte direcionado para a extremidade mais (1).
Um claro exemplo do efeito dos microtúbulos e dos motoresde microtúbulos no 
comportamento das membranas intracelulares é a sua atuação na organização do retí-
culo endoplasmático (RE) e do aparelho de Golgi. A rede de membranas tubulares do RE 
alinha-se com microtúbulos e se estende quase até a borda da célula (Animação 16.11), 
enquanto o aparelho de Golgi posiciona-se próximo ao centrossomo. Quando as células 
são tratadas com uma substância que despolimeriza microtúbulos, como a colchicina 
ou o nocodazol, o RE colapsa para o centro da célula e o aparelho de Golgi sofre frag-
mentação e dispersão pelo citoplasma. In vitro, as cinesinas podem guiar membranas 
derivadas do RE sobre segmentos pré-formados de microtúbulos e se deslocar para as 
extremidades mais (1) desses microtúbulos, arrastando as membranas do RE em pro-
trusões tubulares e formando uma teia membranosa bastante semelhante ao RE de uma 
célula. Por outro lado, as dineínas são necessárias para o posicionamento do aparelho de 
Golgi perto do centro da célula em células animais; elas fazem isso movendo as vesículas 
do Golgi ao longo de trilhos de microtúbulos em direção às extremidades menos (2) dos 
microtúbulos, localizadas no centrossomo.
As diferentes caudas e suas cadeias leves associadas, em determinadas proteínas 
motoras, permitem que esses motores se liguem à organela a ser carregada de forma 
específica. Assim, receptores motores associados a membranas que são direcionados 
a compartimentos delimitados por membrana específicos interagem direta ou indire-
tamente com as caudas dos membros da família adequada das cinesinas. Muitos vírus 
tiram proveito de transporte baseado em motores de microtúbulos durante a infecção e 
utilizam a cinesina para moverem-se do seu local de replicação e de polimerização para 
a membrana plasmática, a partir da qual eles poderão infectar as células vizinhas. Uma 
proteína de membrana externa do vírus Vaccinia, por exemplo, contém um motivo de 
aminoácidos que medeia a sua ligação à cadeia leve da cinesina-1 e o seu transporte ao 
longo dos microtúbulos para a membrana plasmática. Curiosamente, esse motivo está 
presente em mais de 450 proteínas humanas, um terço das quais está associado com 
doenças humanas. Assim, a cinesina transporta um conjunto diversificado de cargas en-
volvidas em uma ampla gama de funções celulares importantes.
No caso da dineína, um grande arranjo macromolecular geralmente medeia a li-
gação às membranas. A dineína citoplasmática, que é por si só um enorme complexo 
proteico, requer a associação de um segundo grande complexo proteico conhecido por 
dinactina para a efetiva translocação de organelas. O complexo da dinactina inclui um 
filamento curto semelhante à actina formado a partir da proteína relacionada à actina 
Arp1 (distinta de Arp2 e Arp3, os componentes do complexo Arp 2/3 envolvido na nu-
cleação dos filamentos convencionais de actina) (Figura 16-60). Várias outras proteínas 
também contribuem para a ligação da carga na dineína e para a regulação da proteína 
motora, e sua função é especialmente importante em neurônios: defeitos no transpor-
940 PARTE IV Organização interna da célula
te baseado em microtúbulos têm sido associados a doenças neurológicas. Um exemplo 
impressionante é o chamado cérebro liso, ou lissencefalia, uma doença humana em que 
as células não migram para o córtex cerebral do cérebro em desenvolvimento. Um tipo 
de lissencefalia é causado por defeitos na Lis1, uma proteína de ligação à dineína ne-
cessária para a migração nuclear em várias espécies. No cérebro normal, a migração do 
núcleo dirige o corpo da célula neural em desenvolvimento para a sua posição correta 
no córtex. Na ausência de Lis1, no entanto, os núcleos de neurônios em migração não 
conseguem se ligar à dineína, resultando em defeitos de migração nuclear. A dineína é 
continuamente necessária para a função neuronal, visto que as mutações em uma subu-
nidade dinactina ou na região da cauda citoplasmática da dineína levam à degeneração 
neuronal em seres humanos e em camundongos. Esses efeitos estão associados ao trans-
porte axonal retrógrado diminuído e fornecem fortes evidências da importância de um 
transporte axonal robusto para a viabilidade neuronal.
A célula pode regular a atividade das proteínas motoras e, dessa forma, provocar 
alterações no posicionamento das organelas delimitadas por membrana e nos movimen-
tos da célula como um todo. Um dos mais drásticos exemplos dessa regulação é dado 
pelos melanócitos dos peixes. Essas células gigantes, responsáveis por rápidas mudanças 
na coloração da pele de várias espécies de peixes, contêm grandes grânulos de pigmen-
to que podem alterar sua localização em resposta a estímulos neuronais ou hormonais 
(Figura 16-61). Os grânulos de pigmento agregam ou dispersam movendo ao longo de 
uma extensa rede de microtúbulos ancorados no centrossomo por suas extremidades 
menos. O rastreamento de grânulos de pigmento individuais revela que o movimento 
para o interior é rápido e suave, enquanto o movimento para fora é irregular, com recuos 
frequentes. Ambos os motores de microtúbulos cinesina e dineína estão associados aos 
grânulos de pigmento. Os movimentos irregulares em direção à periferia provavelmente 
resultam de um cabo de guerra entre as duas proteínas motoras de microtúbulos, com as 
cinesinas mais fortes vencendo. Quando os níveis de AMP cíclico intracelular diminuem, 
a cinesina é inativada, deixando a dineína livre para arrastar os grânulos de pigmento 
rapidamente em direção ao centro da célula, alterando a coloração do peixe. Da mesma 
forma, o movimento de outras organelas revestidas por proteínas motoras específicas é 
controlado por um equilíbrio complexo entre os sinais competitivos que regulam tanto a 
ligação quanto a atividade dessas proteínas motoras. 
25 nm
Vesícula
Filamento de 
Arp1
Complexo 
dinactina
Microtúbulo
Dineína 
citoplasmática
Figura 16-60 A dinactina medeia a ligação 
da dineína a organelas delimitadas por 
membrana. A dineína requer a presença de 
um grande número de proteínas acessórias 
para associar-se a organelas delimitadas por 
membrana. A dinactina é um grande complexo 
que inclui componentes que se ligam fraca-
mente a microtúbulos, componentes que se 
ligam a própria dineína e componentes que 
formam pequenos filamentos semelhantes à 
actina compostos pela proteína relacionada à 
actina Arp1.
Figura 16-61 Os movimentos regu-
lados dos melanossomos em células 
pigmentares de peixes. Estas células 
gigantes, responsáveis por mudanças na 
coloração da pele em diversas espécies de 
peixes, contêm grandes grânulos de pig-
mentos, ou melanossomos (em marrom). 
Os melanossomos podem mudar sua loca-
lização na célula em resposta a estímulos 
hormonais e neuronais. (A) Diagramas de 
uma célula pigmentar mostrando a disper-
são e a agregação dos melanossomos em 
resposta, respectivamente, a um aumento 
ou a uma diminuição intracelular de AMP 
cíclico (cAMP). Essa redistribuição ocorre 
ao longo dos microtúbulos. (B) Imagens 
em campo claro de uma célula isolada 
a partir de uma escama de peixe ciclídio 
africano mostrando seus melanossomos 
dispersos no citoplasma (à esquerda) ou 
agregados no centro da célula (à direita). 
(B, cortesia de Leah Haimo.)
(B)
50 �m
DISPERSOS
Aumento 
de cAMP
Diminuição 
de cAMP
(A) AGREGADOS
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 941
A polimerização dos arranjos complexos de microtúbulos requer 
microtúbulos dinâmicos e proteínas motoras 
A polimerização do fuso mitótico e do citoesqueleto neuronal são exemplos impressio-
nantes e fascinantes do poder de organização dos grupos de proteínas motoras que inte-
ragem com filamentos dinâmicos do citoesqueleto. Conforme descrito no Capítulo 17, a 
polimerização do fuso mitótico depende da reorganização do arranjo dos microtúbulos 
interfásicos para formar um novo arranjo bipolar de microtúbulos, com suas extremi-
dades menos (2) concentradas nos polos e suas extremidades mais (1) sobrepostas no 
centro da célula ou conectadas aos cromossomos. A organizaçãodo fuso depende das 
ações coordenadas de várias proteínas motoras e de outros fatores que modulam a dinâ-
mica da polimerização (ver Figuras 17-23 e 17-25). 
Os neurônios também contêm estruturas citoesqueléticas complexas. Conforme 
se diferenciam, os neurônios enviam processos especializados que irão receber sinais 
elétricos (dendritos) ou transmitir sinais elétricos (axônios) (ver a Figura 16-50). A bela e 
elaborada morfologia ramificada dos axônios e dendritos permite aos neurônios formar 
redes de sinalização extremamente complexas, interagindo de forma simultânea com 
muitas outras células e tornando possível o complexo comportamento dos animais su-
periores. Tanto axônios quanto dendritos (coletivamente denominados neuritos) estão 
preenchidos por feixes de microtúbulos, que são essenciais tanto para a sua estrutura 
quanto para o seu funcionamento.
Nos axônios, todos os microtúbulos estão orientados na mesma direção, com suas 
extremidades menos (2) apontando para o interior do corpo celular e suas extremida-
des mais (1) direcionadas às terminações do axônio (Figura 16-62). Os microtúbulos 
não conseguem cobrir individualmente a distância entre o corpo celular e as termina-
ções do axônio, pois geralmente têm poucos micrômetros de comprimento, mas grandes 
quantidades de microtúbulos sobrepostos formam um grande arranjo. Esses caminhos 
de microtúbulos alinhados funcionam como uma autoestrada para o transporte de pro-
teínas específicas, vesículas contendo proteínas e mRNAs rumo aos terminais dos axô-
nios, onde sinapses são construídas e mantidas. O axônio mais longo no corpo humano 
percorre da base da medula espinal ao pé e pode alcançar 1 metro de comprimento. 
Em comparação, os dendritos são geralmente muito mais curtos do que os axônios. Os 
microtúbulos nos dendritos se encontram paralelos uns aos outros, mas as suas polari-
dades estão misturadas, alguns direcionam a sua extremidade mais (1) rumo à extremi-
dade do dendrito, enquanto outros a apontam para o corpo da célula, em uma formação 
reminiscente ao arranjo antiparalelo dos microtúbulos do fuso mitótico.
Cílios e flagelos motrizes são compostos por microtúbulos e 
dineínas
Assim como as miofibrilas são máquinas motrizes altamente especializadas e eficientes 
compostas por filamentos de actina e miosina, cílios e flagelos são estruturas motrizes 
eficientes compostas por microtúbulos e dineína. Tanto os cílios quanto os flagelos são 
apêndices celulares semelhantes a pelos que possuem um feixe de microtúbulos em seu 
interior. Os flagelos são encontrados nos espermatozoides e em vários protozoários. Por 
um movimento ondulatório permitem que a célula que os possui nade através de meios 
líquidos. Os cílios são organizados de forma semelhante, mas eles batem em um mo-
vimento semelhante ao de um chicote, que lembra o movimento do nado de peito. O 
batimento dos cílios tanto pode propelir uma célula única através de um fluido (como é 
o caso da locomoção do protozoário Paramecium) quanto movimentar fluidos sobre a 
superfície de um grupo de células em um tecido. No corpo humano, uma grande quanti-
dade de cílios (109/cm2 ou mais) reveste o trato respiratório, varrendo camadas de muco, 
partículas de poeira e bactérias até a boca, onde elas serão engolidas e finalmente elimi-
nadas. Do mesmo modo, os cílios ao longo do oviduto auxiliam o percurso dos óvulos 
em direção ao útero. 
O movimento de um cílio ou de um flagelo é produzido pela flexão de sua porção 
central, denominada axonema. O axonema é composto por microtúbulos e por suas 
proteínas associadas, organizados em um padrão regular e característico. Nove pares es-
Vesícula com dineína ativa
Vesícula com cinesina ativa
Microtúbulo
++
+
+
+
+
+
+
+
Corpo da
 célula neuronal
Dendrito
Axônio
Sinapse
NEURÔNIO
Figura 16-62 A organização dos microtú-
bulos em um neurônio. Em um neurônio, a 
organização dos microtúbulos é complexa. No 
axônio, todos os microtúbulos compartilham 
a mesma polaridade, tendo as extremidades 
mais (1) apontando em direção à extremidade 
terminal do axônio. Nenhum microtúbulo indi-
vidual abrange o comprimento total do axônio, 
mas pequenos segmentos de microtúbulos pa-
ralelos se sobrepõem produzindo um caminho 
capaz de levar ao rápido transporte axonal. Nos 
dendritos, os microtúbulos apresentam polari-
dade mista, alguns com extremidades mais (1) 
direcionadas para a periferia da célula e outros 
para o interior. As vesículas podem associar-se 
com a cinesina ou com a dineína e serem movi-
das para qualquer direção sobre os microtúbu-
los nos axônios e nos dendritos, dependendo 
de qual motor que está ativo.
942 PARTE IV Organização interna da célula
peciais de microtúbulos (consistindo em um microtúbulo completo e um microtúbulo 
parcial fusionados de forma a compartilhar uma parede tubular entre si) encontram-se 
organizados em um anel ao redor de um par de microtúbulos simples (Figura 16-63). 
Quase todas as formas de cílios e flagelos eucarióticos móveis (dos protozoários aos seres 
humanos) apresentam esse arranjo característico. Os microtúbulos estendem-se de for-
ma contínua por todo o comprimento do axonema, o qual pode apresentar de 10 a 200 
mm. Em intervalos regulares, ao longo do comprimento dos microtúbulos, as proteínas 
acessórias interligam os microtúbulos.
As moléculas de dineína axonemal formam pontes entre os pares de microtúbulos 
adjacentes em torno da circunferência do axonema (Figura 16-64). Quando o domínio 
motor dessa dineína é ativado, as moléculas de dineína ligadas a um dos pares de micro-
túbulos (ver Figura 16-59) tentam movimentar-se sobre o par de microtúbulos adjacente, 
forçando o deslizamento de um sobre o outro de forma semelhante ao deslizamento dos 
filamentos delgados de actina durante a contração muscular. No entanto, a presença de 
outras conexões entre os pares de microtúbulos impede este deslizamento, e a força da 
dineína é convertida em um movimento de flexão (Figura 16-65).
Nos seres humanos, defeitos hereditários na dineína axonemal causam uma con-
dição chamada de discinesia ciliar primária ou síndrome de Kartagener. Essa síndrome 
é caracterizada pela inversão da assimetria normal dos órgãos internos (sinus inversus) 
devido à disrupção do fluxo de fluidos no embrião em desenvolvimento, pela esterili-
dade masculina devido à imotilidade de espermatozoides e por uma elevada suscetibi-
lidade a infecções pulmonares, considerando a incapacidade dos cílios paralisados de 
limpar o trato respiratório dos detritos e das bactérias.
As bactérias também podem mover-se em meio líquido usando estruturas de su-
perfície celular chamadas de flagelos, mas estes não contêm microtúbulos ou dineína e 
não ondulam ou batem. Em vez disso, os flagelos bacterianos são filamentos helicoidais 
(A) (C)
100 nm
15 nm
Camada interna
Microtúbulo
 central único
Conexão
radial
Braço externo 
da dineína
Braço interno 
da dineína
Nexina
Membrana 
plasmática
Microtúbulo A
Microtúbulo B
Microtúbulo A Microtúbulo B
Par externo 
de microtúbulos
(B) Proteínas internas de microtúbulos (MIPs)
Figura 16-63 O arranjo dos microtúbulos em um flagelo ou em um cílio. (A) Fotomicrografia eletrônica de um flagelo de uma célula de alga verde 
(Chlamydomonas) mostrado em corte transversal, ilustrando a organização característica dos microtúbulos “9 1 2”. (B) Diagrama das partes de um flagelo ou 
cílio. As várias projeções que partem dos microtúbulos ligam estas estruturas entre si e ocorrem em intervalos regulares em todo o comprimento do axonema. 
(C) Imagem de uma tomografia eletrônica de alta resolução de um par externo de microtúbulo mostrando detalhes estruturais e as características internas dos 
microtúbulos denominadas proteínas internas de microtúbulos (MIPs). (A, cortesia de Lewis Tilney; C, cortesia de Daniela Nicastro.)
(B)
100 nm
(A)
50 nm
Figura 16-64 A dineína ciliar. A dineína 
ciliar (axonemal) é um grande arranjo 
proteico (aproximadamente 2 milhões 
de dáltons) composto por 9a 12 cadeias 
polipeptídicas, a maior delas sendo a 
cadeia pesada que possui mais de 500 mil 
dáltons. (A) As cadeias pesadas formam a 
porção principal da cabeça globular e dos 
domínios da haste, e várias das cadeias 
menores estão agrupadas em torno da 
base da haste. Há duas cabeças na dineína 
exterior dos metazoários (na imagem), 
mas três cabeças nos protozoários, cada 
uma formada a partir da sua própria ca-
deia pesada. A cauda da molécula liga-se 
com alta afinidade a um microtúbulo A, ao 
passo que as grandes cabeças globulares 
apresentam um sítio de ligação ao micro-
túbulo B (dependente de ATP) (ver Figura 
16-63). Quando as cabeças hidrolisam o 
ATP a elas ligado, elas se movem em dire-
ção à extremidade menos (2) do microtú-
bulo B, produzindo, assim, uma força de 
deslizamento entre os pares de microtú-
bulos adjacentes do cílio ou do flagelo (ver 
Figura 16-59). (B) Fotomicrografia eletrôni-
ca de criofratura de um cílio mostrando os 
braços de dineína projetados a intervalos 
regulares a partir de um par de microtúbu-
los. (B, cortesia de John Heuser.) 
CAPÍTULO 16 Citoesqueleto 943
rígidos, longos, compostos por subunidades repetitivas da proteína flagelina. Os flagelos 
giram como propulsores, guiados por um motor rotatório especial inserido na parede 
celular bacteriana. O uso do mesmo nome para designar esses dois tipos de aparelhos 
para a natação é um infeliz acidente histórico.
Os cílios primários desempenham funções importantes de 
sinalização nas células animais
Muitas células possuem uma estrutura semelhante aos cílios e aos flagelos, porém mais 
curto e sem motilidade, chamado cílio primário. Os cílios primários podem ser vistos 
como compartimentos celulares especializados ou organelas, que realizam uma ampla 
gama de funções celulares, mas compartilham muitas características estruturais com 
os cílios móveis. Ambos os cílios móveis e aqueles sem motilidade são gerados durante 
a interfase em estruturas associadas à membrana plasmática chamadas de corpos ba-
sais, que os enraizam firmemente na superfície da célula. No núcleo de cada corpo ba-
sal existe um centríolo, a mesma estrutura encontrada nos centrossomos animais, com 
nove grupos de trios de microtúbulos fusionados com organização circular (ver Figura 
16-48). Os centríolos são multifuncionais, eles contribuem para a polimerização do fuso 
mitótico em células em divisão, mas migram para a membrana plasmática de células em 
interfase para induzir a nucleação do axonema (Figura 16-66). Visto que não ocorre tra-
dução proteica nos cílios, a construção do axonema exige transporte intraflagelar (IFT), 
um sistema de transporte descoberto na alga verde Chlamydomonas. De forma análoga 
ao axônio, motores movem cargas em ambas as direções anterógrada e retrógrada, neste 
caso mediado pela cinesina-2 e pela dineína citoplasmática 2, respectivamente.
Os cílios primários são encontrados na superfície de quase todos os tipos de cé-
lulas, onde eles percebem e respondem ao ambiente externo, funções mais bem com-
preendidas no contexto do olfato e da visão. No epitélio nasal, os cílios que protundem a 
partir dos dendritos de neurônios olfatórios são os locais da recepção e da amplificação 
do sinal olfatório. Da mesma forma, os bastonetes e cones da retina dos vertebrados pos-
suem um cílio primário equipado com uma extremidade expandida chamada de seg-
mento externo, especializada na conversão da luz em um sinal neural (ver Figura 15-38). 
A manutenção do segmento externo requer o contínuo transporte mediado por IFT de 
grandes quantidades de lípidos e de proteínas para o cílio, a taxas de até 2 mil moléculas 
por minuto. As ligações entre a função dos cílios e os sentidos da visão e olfato são salien-
tadas pela síndrome de Bardet-Biedl, um conjunto de distúrbios associados a defeitos 
no IFT, no cílio, ou no corpo basal. Os pacientes com a síndrome de Bardet-Biedl não 
possuem olfato e sofrem de degeneração da retina. Outras características dessa doença 
multifacetada incluem a perda da audição, a doença policística dos rins, o diabetes, a 
obesidade e a polidactilia, sugerindo que os cílios primários desempenham múltiplas 
funções em diversos aspectos da fisiologia humana.
Figura 16-65 Flexão de um axone-
ma. (A) Quando os axonemas são expos-
tos à ação da enzima proteolítica tripsina, 
as ligações que mantêm os pares de 
microtúbulos unidos são rompidas. Nesse 
caso, a adição de ATP permite que a ação 
motora das cabeças de dineína provoque 
o deslizamento de um par de microtúbulos 
sobre o outro. (B) Em um axonema intacto 
(como no caso de um espermatozoide), o 
deslizamento dos pares de microtúbulos é 
impedido por ligações proteicas flexíveis. 
A ação motora causará, portanto, um 
movimento de flexão, criando ondas ou 
batimentos.
+ +
+
+
+ +
– –
–
– –
–
+ATP Flexão
Proteínas
 de ligação
(B)(A)
+
+
–
–
944 PARTE IV Organização interna da célula
Resumo
Os microtúbulos são polímeros rígidos de moléculas de tubulina. Eles se organizam pela 
adição de subunidades de tubulina ligadas a GTP à extremidade livre de um dos microtú-
bulos, com uma extremidade (a extremidade mais [1]) crescendo mais rapidamente do que 
a outra. A hidrólise do GTP ligado ocorre após a polimerização e enfraquece as ligações que 
mantém os microtúbulos unidos. Os microtúbulos são dinamicamente instáveis e suscetíveis 
à dissociação catastrófica, mas podem ser estabilizados nas células pela associação a ou-
tras estruturas. Os centros organizadores de microtúbulos, como os centrossomos, protegem 
as extremidades menos (2) dos microtúbulos e continuamente promovem a nucleação da 
formação de novos microtúbulos. As proteínas associadas aos microtúbulos (MAPs) esta-
bilizam os microtúbulos, e aquelas que se localizam na extremidade mais (1TIPS) podem 
alterar as propriedades dinâmicas do microtúbulo ou mediar suas interações com outras 
estruturas. Em contraponto à atividade de estabilização das MAPs, existem os fatores de ca-
tástrofe, como as proteínas cinesina-13, que atuam na dissocição das extremidades dos mi-
crotúbulos. Outros membros da família da cinesina usam, assim como a dineína, a energia 
da hidrólise de ATP para se mover unidirecionalmente sobre os microtúbulos. O motor de 
dineína move-se em direção à extremidade menos (2) dos microtúbulos, e seu deslizamento 
nos microtúbulos axonemais é responsável pela batida dos cílios e dos flagelos. Os cílios pri-
mários são órgãos sensoriais não móveis encontrados em muitos tipos de células.
FILAMENTOS INTERMEDIÁRIOS E SEPTINAS
Todas as células eucarióticas contêm actina e tubulina. No entanto, o terceiro tipo prin-
cipal de proteínas do citoesqueleto, os filamentos intermediários, forma um filamento 
citoplasmático apenas em alguns metazoários, incluindo os vertebrados, nemátodeos e 
moluscos. Os filamentos intermediários estão particularmente presentes no citoplasma 
de células sujeitas a estresse mecânico e geralmente não são encontrados em animais 
que possuem exoesqueletos rígidos, como os artrópodes e os equinodermos. Aparen-
temente, os filamentos intermediários conferem resistência mecânica em animais que 
possuem tecidos moles ou maleáveis.
Os filamentos intermediários citoplasmáticos são intimamente relacionados aos 
seus antepassados, as laminas nucleares, muito mais prevalentes e amplamente encon-
tradas nos eucariotos, mas ausentes em organismos unicelulares. As laminas nucleares 
formam uma rede que reveste a membrana interna do envelope nuclear, na qual fornece 
sítios de ancoragem para os cromossomos e para os poros nucleares. Aparentemente, os 
genes de lamina sofreram duplicação muitas vezes ao longo da evolução dos metazoários, 
e os genes duplicados evoluíram para produzir os filamentos intermediários citoplasmáti-
Centríolo-mãe
Centríolo-filho
Centríolo-mãe
Centríolo-mãe
Centríolo-filho
Centríolo-filho
Material 
pericentriolar
–
+
+
–
300 nm
(A) (B)
Membrana 
plasmática
Cílio 
primário
Cílio 
primário
Corpo basal
CentrossomoFuso mitótico
Figura 16-66 Cílios primários. (A) Eletromicrografia e diagrama do corpo basal de um cílio primário do neurônio de um camundongo. O axonema do cílio pri-
mário (seta preta) é nucleado pelo centríolo-mãe no corpo basal, que se localiza na membrana plasmática perto da superfície da célula. (B) Os centríolos funcio-
nam alternadamente como corpos basais e como núcleo dos centrossomos. Antes de uma célula entrar no ciclo de divisão celular, o cílio primário é encoberto 
ou reabsorvido. Os centríolos recrutam material pericentriolar e duplicam durante a fase S, gerando dois centrossomos, cada um dos quais contém um par de 
centríolos. Os centrossomos promovem a nucleação dos microtúbulos e os posicionam nos pólos do fuso mitótico. Após a mitose, um cílio primário novamente 
cresce a partir do centríolo-mãe. (A, cortesia de Josef Spacek.)
	Parte IV - Organização interna da célula
	Capítulo 16 - Citoesqueleto