Fundamentos da Biologia Celular - Alberts et al - 2017 - 4 Edicao-13

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574 Fundamentos da Biologia Celular
Por que os microtúbulos precisam de sítios de nucleação, como os forne-
cidos pelos anéis de γ-tubulina no centrossomo? A resposta é que é muito mais 
difícil iniciar um novo microtúbulo a partir do zero, associando inicialmente um 
anel de dímeros de αβ-tubulina, do que adicionar dímeros a um complexo de 
anel de γ-tubulina preexistente. Embora dímeros puros de αβ-tubulina em uma 
concentração elevada sejam capazes de polimerizar espontaneamente em mi-
crotúbulos in vitro, em uma célula viva, a concentração de αβ-tubulina livre é 
demasiadamente baixa para permitir a execução deste difícil passo de associa-
ção do anel inicial de um novo microtúbulo. Ao fornecer centros organizadores 
em locais específicos, e mantendo uma baixa concentração de dímeros livres de 
αβ-tubulina, as células podem controlar o local de formação dos microtúbulos.
Os microtúbulos em crescimento apresentam 
instabilidade dinâmica
Após a nucleação de um microtúbulo, ele costuma crescer em direção ao exterior 
a partir do centro organizador durante vários minutos pela adição de dímeros αβ-
tubulina à sua extremidade mais (+). Então, sem aviso prévio, o microtúbulo pode 
repentinamente sofrer uma transição que provoca seu rápido encolhimento pela 
perda de dímeros de tubulina de sua extremidade mais (+) livre (Animação 17.2). 
Ele pode encurtar parcialmente e, não menos abruptamente, recomeçar a crescer, 
ou pode desaparecer completamente, para ser substituído por um novo microtú-
bulo que cresce a partir do mesmo complexo do anel de γ-tubulina (Figura 17-13).
Este incrível comportamento de alternância entre polimerização e despoli-
merização é conhecido como instabilidade dinâmica. Ele permite que os mi-
crotúbulos sofram uma rápida remodelação e é essencial para a função dessas 
estruturas. Em uma célula normal, o centrossomo (ou outro centro organizador) 
está continuamente emitindo novos microtúbulos em diferentes direções, de for-
ma exploratória, muitos dos quais se retrairão. Um microtúbulo em crescimento 
a partir de um centrossomo pode, no entanto, ser impedido de sofrer dissociação 
se sua extremidade mais (+) estiver estabilizada pela ligação a outra molécula ou 
estrutura celular que bloqueie a sua despolimerização. Se houver uma estabiliza-
ção pela ligação a outra estrutura existente em uma região mais distante da célu-
la, o microtúbulo estabelecerá uma ponte relativamente estável, conectando essa 
estrutura ao centrossomo (Figura 17-14). O centrossomo pode ser comparado a 
um pescador que lança sua linha: se a isca não é fisgada, o pescador rapidamen-
te recolhe a linha e torna a lançá-la; contudo, se um peixe morder a isca, a linha 
permanecerá estendida, unindo o pescador e sua presa. A estratégia simples de 
exploração aleatória e de estabilização seletiva permite que o centrossomo e 
outros centros nucleadores estabeleçam um sistema altamente organizado de 
microtúbulos em regiões específicas da célula. A mesma estratégia é utilizada 
para posicionar as organelas umas em relação às outras.
A instabilidade dinâmica é controlada por 
hidrólise de GTP
A instabilidade dinâmica dos microtúbulos deriva da capacidade intrínseca dos 
dímeros de tubulina de hidrolisar GTP. Cada dímero de tubulina livre contém uma 
molécula de GTP firmemente ligada à β-tubulina, que hidrolisa o GTP em GDP 
(A) (B) (C) (D)
Núcleo Centrossomo
Proteína de
capeamento de
microtúbulo
Microtúbulo
em crescimento
Microtúbulos
estáveis
Microtúbulos
instáveis
Figura 17-13 Cada microtúbulo cresce 
e encurta de forma independente dos 
microtúbulos adjacentes. O arranjo de mi-
crotúbulos ancorado em um centrossomo 
está em constante alteração, conforme no-
vos microtúbulos crescem (setas vermelhas) 
e microtúbulos antigos sofrem encurtamen-
to (setas azuis).
Figura 17-14 A estabilização seletiva 
de microtúbulos pode polarizar uma 
célula. Um microtúbulo recém-formado so-
mente persistirá se suas duas extremidades 
estiverem protegidas contra a despolimeri-
zação. Nas células, as extremidades menos 
(-) dos microtúbulos costumam estar prote-
gidas pelos centros organizadores a partir 
dos quais esses microtúbulos crescem. As 
extremidades mais (+) estão inicialmente 
livres, mas podem ser estabilizadas por liga-
ção a proteínas específicas. Aqui, por exem-
plo, uma célula não polarizada é ilustrada 
em (A), com novos microtúbulos crescendo 
a partir de um centrossomo em diferentes 
direções antes de sofrerem encurtamento 
aleatoriamente. Se uma extremidade mais 
(+) encontrar uma proteína (proteína de 
capeamento) em uma região específica do 
córtex celular, ela será estabilizada (B). A es-
tabilização seletiva em uma extremidade da 
célula irá polarizar a orientação do arranjo 
de microtúbulos (C) e, em última instância, 
irá converter a célula a uma forma forte-
mente polarizada (D).
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 575
logo após a adição do dímero a um microtúbulo em crescimento. Esse GDP per-
manece firmemente ligado à β-tubulina. Quando a polimerização está ocorrendo 
rapidamente, os dímeros da tubulina são adicionados à extremidade do micro-
túbulo de maneira mais rápida do que a hidrólise do GTP a que estão ligados. 
Em consequência, a extremidade de um microtúbulo em rápido crescimento é 
composta inteiramente de dímeros de tubulina-GTP, que formam uma “capa de 
GTP”. Dímeros associados ao GTP ligam-se mais fortemente a seus vizinhos no 
microtúbulo do que dímeros ligados ao GDP, e eles formam feixes de um modo 
mais eficiente. Assim, o microtúbulo continuará a crescer (Figura 17-15A).
Devido à aleatoriedade dos processos químicos, no entanto, ocasionalmente 
os dímeros de tubulina na extremidade livre do microtúbulo hidrolisarão seu GTP 
antes da adição dos dímeros seguintes, de tal forma que as extremidades livres 
dos protofilamentos estarão então compostas por tubulina-GDP. Esses dímeros 
com GDP associam-se mais fracamente, desequilibrando a balança a favor da 
despolimerização (Figura 17-15B). Considerando-se que o restante do microtú-
bulo é composto por tubulina-GDP, uma vez iniciada a despolimerização, esta 
tenderá a ter continuidade. O microtúbulo começará a encurtar rápida e conti-
nuamente, podendo, inclusive, desaparecer.
A tubulina-GDP que é liberada durante a despolimerização dos microtúbulos 
é incorporada ao conjunto de tubulinas não polimerizadas já presente no citosol. 
Em um fibroblasto típico, por exemplo, em um momento qualquer, aproximada-
mente metade da tubulina celular se encontra nos microtúbulos, ao passo que 
a outra metade se encontra livre no citosol, formando o conjunto de dímeros da 
tubulina disponíveis para o crescimento de microtúbulos. Os dímeros de tubulina 
incorporados ao conjunto de moléculas do citosol rapidamente substituem o GDP 
ligado por GTP, tornando-se, desse modo, novamente passíveis de serem adicio-
nados a outro microtúbulo que se encontre em fase de crescimento.
A dinâmica dos microtúbulos pode ser 
modificada por fármacos
Fármacos que impedem a polimerização ou a despolimerização dos dímeros de 
tubulina podem ter um grande e rápido efeito sobre a organização dos microtú-
bulos e, como consequência, sobre o comportamento da célula. Considere o fuso 
mitótico, a maquinaria baseada em microtúbulos que orienta os cromossomos 
durante a mitose (ver Figura 17-10C). Se uma célula em mitose é exposta ao fár-
maco colchicina, que se liga fortemente a dímeros de tubulina livre e impede a 
sua polimerização nos microtúbulos, o fuso mitótico desaparece rapidamente, e 
as células ficam bloqueadas no meio da mitose, incapazes de dividir os cromos-
somos em dois grupos. Essa descoberta, e outras semelhantes, mostraram que o 
fuso mitótico é normalmente mantido por um balanço entre a adição e a perda de 
subunidades de tubulina: quando a adição de tubulina é bloqueada pela colchici-
na, a perda de tubulina continua até que o fuso desapareça.
O fármaco paclitaxelprovoca o efeito oposto. Ele se liga fortemente aos mi-
crotúbulos, impedindo que estes percam subunidades. Visto que novas subuni-
dades ainda podem ser adicionadas, os microtúbulos podem crescer, mas não 
Dímero de tubulina
com GTP ligado
(tubulina-GTP)
Dímeros de tubulina-GTP adicionados
à extremidade em crescimento
do microtúbulo
A adição ocorre mais rapidamente do
que a hidrólise de GTP pelos dímeros
Protofilamentos contendo
tubulina-GDP soltam-se da
parede do microtúbulo
A tubulina-GDP é liberada
no citosol 
Capa de GTP
MICROTÚBULO EM CRESCIMENTO(A)
MICROTÚBULO ENCURTANDO(B)
Tubulina-GDP
Figura 17-15 A hidrólise de GTP controla a instabilidade dinâmica dos 
microtúbulos. (A) Dímeros de tubulina ligados a GTP (vermelho) se ligam mais 
fortemente uns aos outros do que dímeros de tubulina ligados a GDP (verde-
-escuro). Portanto, as extremidades mais (+) dos microtúbulos, com rápido 
crescimento, e que contêm dímeros de tubulina com GTP ligado recém-adi-
cionados, tendem a continuar crescendo. (B) De vez em quando, no entanto, 
sobretudo se o crescimento dos microtúbulos for lento, os dímeros nesta capa 
protetora de GTP hidrolisarão o GTP em GDP antes que novos dímeros ligados 
ao GTP tenham sido adicionados. A capa de GTP será, então, perdida. Visto 
que os dímeros ligados ao GDP ligam-se menos firmemente ao polímero, os 
protofilamentos “desfiam” na extremidade mais (+), e os dímeros são libera-
dos, provocando o encurtamento do microtúbulo (Animação 17.3).
QUESTÃO 17-2
Por que você acha que é muito mais 
fácil adicionar tubulina a microtúbu-
los preexistentes do que dar início a 
um microtúbulo inteiramente novo 
a partir do zero? Explique como 
a γ-tubulina no centrossomo ajuda a 
superar essa dificuldade.
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576 Fundamentos da Biologia Celular
podem sofrer encurtamento. Entretanto, apesar dessa diferença no mecanismo 
de ação, o paclitaxel tem o mesmo efeito da colchicina, bloqueando a divisão 
das células em mitose. Tais experimentos mostram que, para o funcionamento 
do fuso mitótico, os microtúbulos devem ser capazes de fazer a associação e a 
dissociação de suas subunidades. Discutimos o comportamento do fuso em mais 
detalhes no Capítulo 18, ao estudarmos a mitose.
A inativação ou a destruição do fuso mitótico leva à morte da célula em 
divisão. Como as células cancerosas se dividem de forma menos controlada do 
que as células normais do corpo, elas podem às vezes ser mortas preferencial-
mente por fármacos antimitóticos estabilizadores ou desestabilizadores de mi-
crotúbulos. Entre esses fármacos estão a colchicina, o paclitaxel, a vincristina e 
a vimblastina – todos utilizados no tratamento do câncer em humanos (Tabela 
17-1). Como discutimos em breve, também existem fármacos estabilizadores ou 
desestabilizadores dos filamentos de actina.
Os microtúbulos organizam o interior das células
As células são capazes de modificar a instabilidade dinâmica de seus microtúbu-
los para alcançar objetivos específicos. Quando uma célula entra em mitose, por 
exemplo, os microtúbulos se tornam inicialmente mais dinâmicos, intercalando 
crescimento e encurtamento com mais frequência do que normalmente o fariam 
os microtúbulos citoplasmáticos. Essa mudança permite que os microtúbulos se 
dissociem rapidamente e então se reassociem para a formação do fuso mitótico. 
Por outro lado, quando a célula se diferencia em um tipo celular especializado, a 
instabilidade dinâmica dos seus microtúbulos costuma ser suprimida por proteí-
nas que se ligam a qualquer das extremidades, ou lateralmente aos microtúbu-
los, estabilizando-os contra a dissociação. Os microtúbulos assim estabilizados 
mantêm a organização da célula diferenciada.
A maioria das células animais diferenciadas apresenta polarização; ou seja, 
uma extremidade da célula é estrutural ou funcionalmente diferente da outra. As 
células nervosas, por exemplo, estendem um axônio a partir de uma extremidade 
da célula e dendritos a partir da outra (ver Figura 12-29). Células especializadas 
para secreção têm o seu aparelho de Golgi posicionado em direção ao local de 
secreção, e assim por diante. A polaridade da célula é um reflexo dos sistemas 
polarizados de microtúbulos em seu interior, que ajudam a posicionar as organe-
las nas regiões onde elas são necessárias e a orientar as vias de trânsito vesicu-
+
+–
–
Corpo celular neuronal
Microtúbulo Axônio
Terminal
do axônio
Transporte
inverso 
(em direção ao
corpo celular) 
Transporte
rumo ao 
terminal
do axônio
TABELA 17-1 Fármacos que afetam os microtúbulos
Fármacos específicos 
para microtúbulos Ação
Paclitaxel Liga-se aos microtúbulos e os estabiliza
Colchicina, colcemida Liga-se a dímeros de tubulina e impede sua polimerização 
Vimblastina, vincristina Liga-se a dímeros de tubulina e impede sua polimerização
Figura 17-16 Os microtúbulos orientam 
o transporte de organelas, vesículas e 
macromoléculas em ambos os sentidos 
ao longo de um axônio neuronal. Todos 
os microtúbulos de um axônio estão orien-
tados na mesma direção, com suas extremi-
dades mais (+) direcionadas para o terminal 
do axônio. Os microtúbulos orientados fun-
cionam como uma via para o transporte di-
recionado de materiais sintetizados no cor-
po celular, porém necessários no terminal 
do axônio. No caso de um axônio que vai 
da medula espinal para, por exemplo, um 
músculo do ombro, a duração do percurso 
é de aproximadamente dois dias. Além des-
se transporte para o exterior (círculos ver-
melhos), que é promovido por um conjunto 
de proteínas motoras, existe um transporte 
no sentido inverso (círculos azuis), dirigido 
por outro conjunto de proteínas motoras. 
O transporte inverso carregará mitocôn-
drias que apresentam desgastes e materiais 
ingeridos pelo terminal do axônio.
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 577
lar e macromolecular que existem entre os diferentes compartimentos da célu-
la. No neurônio, por exemplo, todos os microtúbulos no axônio apontam para a 
mesma direção, com as suas extremidades mais (+) rumo ao terminal do axônio; 
ao longo dessas rotas orientadas, a célula é capaz de transportar organelas, vesí-
culas delimitadas por membrana e macromoléculas, seja a partir do corpo celular 
rumo ao terminal do axônio ou na direção oposta (Figura 17-16).
Parte do tráfego ao longo dos axônios ocorre em velocidades que excedem 
10 cm por dia (Figura 17-17), ou seja, ainda é necessária uma semana ou mais 
para que certos materiais alcancem a extremidade de um longo axônio em gran-
des animais. No entanto, o movimento orientado por microtúbulos é incomen-
suravelmente mais rápido e mais eficiente do que o movimento dependente da 
difusão livre. Uma molécula proteica se movimentando por difusão livre poderia 
levar anos para alcançar a extremidade de um longo axônio, isso considerando 
que ela completasse o percurso (ver Questão 17-12).
Os microtúbulos nas células vivas não atuam isoladamente. O seu funcio-
namento, assim como o de outros filamentos do citoesqueleto, depende de uma 
ampla variedade de proteínas acessórias, as quais se ligam a eles. Algumas des-
sas proteínas associadas aos microtúbulos, por exemplo, estabilizam tais es-
truturas contra a dissociação, ao passo que outras conectam os microtúbulos a 
outros componentes celulares, incluindo-se aqui outros filamentos do citoesque-
leto (ver Figura 17-7). Outras ainda são proteínas motoras que transportam ativa-
mente organelas, vesículas e outras macromoléculas ao longo dos microtúbulos.
Proteínas motoras direcionam o transporte 
intracelular
Se uma célula viva é observada sob microscopia óptica, seu citoplasma se apre-
senta em constante movimento. As mitocôndrias e as pequenas vesículas e or-
ganelas delimitadas por membranas movimentam-se em passos pequenos e ir-
regulares – movendo-se por um curto período de tempo, parando e, em seguida, 
movendo-senovamente. Esse movimento saltatório é muito mais sustentado e 
direcional do que os pequenos e contínuos movimentos brownianos causados 
por alterações térmicas aleatórias. Os movimentos saltatórios podem ocorrer 
tanto nos microtúbulos como nos filamentos de actina. Em ambos os casos, os 
movimentos são direcionados por proteínas motoras, que usam a energia deri-
vada de ciclos repetidos de hidrólise de ATP para viajar continuamente ao longo 
do microtúbulo ou dos filamentos de actina em um sentido determinado (ver 
Figura 4-46). Uma vez que as proteínas motoras também se ligam a outros com-
ponentes celulares, elas podem transportar essa carga ao longo dos filamentos. 
Existem dezenas de proteínas motoras diferentes; elas diferem em relação ao tipo 
de filamento ao qual se ligam, à direção na qual se movimentam ao longo do 
filamento e à carga transportada.
As proteínas motoras que se movem ao longo dos microtúbulos citoplasmá-
ticos, como os de um axônio de uma célula nervosa, pertencem a duas famílias: 
as cinesinas em geral se movem rumo à extremidade mais (+) de um microtú-
5 μm
Mitocôndria
QUESTÃO 17-3
A instabilidade dinâmica faz os 
microtúbulos crescerem ou encur-
tarem rapidamente. Considere um 
microtúbulo individual que está em 
sua fase de encurtamento.
 A. O que deve acontecer na extre-
midade do microtúbulo para que 
ele pare de encurtar e dê início 
ao crescimento?
 B. Como uma alteração nas concen-
trações de tubulina afetaria essa 
mudança?
 C. O que aconteceria se apenas o 
GDP estivesse presente na solu-
ção, estando o GTP ausente?
 D. O que aconteceria se a solução 
contivesse um análogo de GTP 
que não pudesse ser hidrolisado?
Figura 17-17 As organelas podem 
mover-se rápida e unidirecionalmente 
no axônio de uma célula nervosa. Nesta 
série de imagens de vídeo feitas a partir de 
uma região aplainada de um axônio neu-
ronal de um invertebrado, numerosas vesí-
culas delimitadas por membranas e mito-
côndrias estão presentes, muitas das quais 
podem ser vistas em movimento. O círculo 
branco fornece uma referência fixa. Essas 
imagens foram realizadas em intervalos de 
400 milissegundos. As duas vesículas no 
círculo estão se movendo para fora, com os 
microtúbulos, em direção ao terminal do 
axônio. (Cortesia de P. Forscher.)
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bulo (rumo à periferia da célula na Figura 17-16); e as dineínas se movem em 
direção à extremidade menos (-) (rumo ao corpo celular na Figura 17-16). Tan-
to as cinesinas como as dineínas são geralmente dímeros que têm duas cabe-
ças globulares de ligação a ATP e uma cauda única (Figura 17-18A). As cabeças 
interagem com os microtúbulos de maneira estereoespecífica, de modo que a 
proteína motora se conecte a um microtúbulo em um único sentido. A cauda de 
uma proteína motora costuma ligar-se de modo estável a algum componente 
celular, como uma vesícula ou uma organela, e, assim, determina o tipo de carga 
que a proteína motora pode transportar (Figura 17-19). As cabeças globulares 
das cinesinas e dineínas são enzimas com atividade de hidrólise de ATP (ATPa-
se). Essa reação fornece a energia para a condução de uma série controlada de 
alterações conformacionais na cabeça, que permitem que ela se mova ao longo 
do microtúbulo por ciclos de ligação, liberação e religação a essa estrutura (ver 
Figura 17-18B e Figura 4-46). Para uma discussão sobre a descoberta e o estudo 
das proteínas motoras, ver Como Sabemos, p. 580-581.
Microtúbulos e proteínas motoras posicionam 
as organelas no citoplasma
Os microtúbulos e as proteínas motoras desempenham um papel importante no 
posicionamento das organelas no interior de uma célula eucariótica. Na maioria 
das células animais, por exemplo, os túbulos do retículo endoplasmático (RE) 
praticamente atingem os limites da célula (Animação 17.4), enquanto o apare-
lho de Golgi está localizado no interior da célula, perto do centrossomo (Figura 
17-20A). O RE se estende a partir dos seus pontos de conexão com o envelope 
nuclear ao longo dos microtúbulos, que avançam do centrossomo, posicionado 
centralmente, até a membrana plasmática. Conforme uma célula cresce, cinesi-
(A)
Dineína CinesinaCabeça
globular
Cauda
10 nm
Microtúbulo
Extremidade
menos (-)
Extremidade
mais (+)
(B)
Extremidade
menos (-)
Extremidade
mais (+)
CINESINAS
DINEÍNAS
Carga
Microtúbulo
Cauda
Cabeça globular
Cabeça
globular
Cauda
Carga
Figura 17-18 Tanto as cinesinas como 
as dineínas movem-se sobre os microtú-
bulos usando suas cabeças globulares. 
(A) Cinesinas e dineínas citoplasmáticas 
são proteínas motoras de microtúbulos 
que geralmente se movem em sentidos 
opostos sobre esse suporte. Cada uma des-
sas proteínas (aqui desenhadas em escala 
aproximada) é um dímero composto por 
duas subunidades idênticas. Cada dímero 
possui duas cabeças globulares em uma 
extremidade, que se ligam e hidrolisam ATP 
e interagem com os microtúbulos, e uma 
cauda única, na outra extremidade, a qual 
interage com a carga (não representada). 
(B) Diagrama esquemático de uma proteína 
motora genérica “caminhando” ao longo 
de um filamento; essas proteínas utilizam a 
energia da hidrólise do ATP para se mover 
unidirecionalmente ao longo do filamento, 
como ilustrado na Figura 4-46. (Ver também 
Figura 17-22B.)
Figura 17-19 Diferentes proteínas moto-
ras transportam diferentes tipos de car-
gas ao longo dos microtúbulos. A maior 
parte das cinesinas se move em direção à 
extremidade mais (+) de um microtúbulo, 
ao passo que as dineínas se movem rumo 
à extremidade menos (-) (Animação 17.5). 
Ambos os tipos de proteínas motoras de 
microtúbulos ocorrem sob diferentes for-
mas, que supostamente são responsáveis 
pelo transporte de diferentes tipos de 
cargas. A cauda de uma proteína motora 
determina a carga que será transportada.
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 579
nas ligadas à face externa da membrana do RE (via proteínas receptoras) impul-
sionam o RE para fora, ao longo dos microtúbulos, esticando-o como uma rede 
(Figura 17-20B). Dineínas citoplasmáticas ligadas às membranas do Golgi puxam 
o aparelho de Golgi sobre os microtúbulos na direção oposta, rumo ao núcleo 
(Figura 17-20C). Desse modo, são criadas e mantidas diferenças regionais – es-
senciais para suas funções específicas – nestas membranas internas.
Quando as células são tratadas com colchicina, um fármaco que provoca 
a dissociação dos microtúbulos, tanto o RE quanto o aparelho de Golgi têm a 
sua localização drasticamente alterada. O RE, que está conectado ao envelope 
nuclear, colapsa em torno do núcleo; o aparelho de Golgi, que não está ligado 
a qualquer outra organela, sofre fragmentação em pequenas vesículas que se 
dispersam por todo o citoplasma. Quando a colchicina é removida, as organelas 
retornam às suas posições originais, impulsionadas por proteínas motoras que 
se movem ao longo dos microtúbulos reorganizados.
Os cílios e os flagelos contêm microtúbulos 
estáveis movimentados pela dineína
Mencionamos antes que diversos microtúbulos celulares estão estabilizados por 
meio de sua associação a outras proteínas e, consequentemente, não apresen-
tam instabilidade dinâmica. As células usam esses microtúbulos estáveis como 
suportes rígidos na construção de uma ampla variedade de estruturas polariza-
das, incluindo cílios e flagelos móveis. Os cílios são estruturas semelhantes a 
pelos, com cerca de 0,25 μm de diâmetro, cobertos por membrana plasmática, 
que se estendem a partir da superfície de diversos tipos de células eucarióticas; 
cada cílio contém um núcleo de microtúbulos estáveis dispostos em um feixe, 
que crescem a partir de um corpo basal citoplasmático, que atua como um centro 
organizador (ver Figura 17-10D).
(A) (B)
10 μm
(C)
Figura 17-20 Os microtúbulos ajudam a posicionar as organelas em uma célula eucariótica. (A) Diagramaesquemático de 
uma célula mostrando o arranjo típico de microtúbulos citoplasmáticos (verde-escuro), o retículo endoplasmático (azul) e o apare-
lho de Golgi (amarelo). O núcleo está ilustrado em marrom, e o centrossomo, em verde-claro. (B) Uma porção de uma célula em 
cultura corada com anticorpos dirigidos contra o retículo endoplasmático (azul, painel superior) e contra os microtúbulos (verde, 
painel inferior). Proteínas motoras cinesinas impulsionam o retículo endoplasmático para fora ao longo dos microtúbulos. (C) Uma 
célula diferente em cultura, corada com anticorpos contra o aparelho de Golgi (amarelo, painel superior) e contra os microtúbulos 
(verde, painel inferior). Neste caso, dineínas citoplasmáticas empurram o aparelho de Golgi para o interior da célula, ao longo dos 
microtúbulos, rumo à sua posição perto do centrossomo, que não está visível mas se localiza, em relação ao núcleo, no mesmo 
lado do Golgi. (B, cortesia de Mark Terasaki, Lan Bo Chen e Keigi Fujiwara; C, cortesia de Viki Allan e Thomas Kreis.)
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580 COMO SABEMOS
PERSEGUINDO PROTEÍNAS MOTORAS ASSOCIADAS AO 
MICROTÚBULO
O movimento das organelas ao longo do citoplasma de uma 
célula tem sido observado e medido e tem fornecido material 
para especulações desde a metade do século XIX. No entanto, 
apenas na metade da década de 1980 é que os biólogos foram 
capazes de identificar as moléculas que direcionam esse movi-
mento de organelas e vesículas de uma região para outra den-
tro da célula.
Qual o motivo desse intervalo entre a observação e a com-
preensão? O problema estava nas proteínas – ou, mais precisa-
mente, na dificuldade de estudá-las isoladamente fora das cé-
lulas. Para investigar a atividade de uma enzima, por exemplo, 
os bioquímicos em primeiro lugar purificam o polipeptídeo: eles 
rompem as células ou tecidos e separam a proteína de interesse 
dos demais componentes moleculares (ver Painéis 4-4 e 4-5, p. 
166-167). Eles podem, em seguida, estudar a proteína em um 
tubo de ensaio (in vitro), controlando a sua exposição a subs-
tratos, inibidores, ATP, e assim por diante. Infelizmente, essa 
abordagem não parece funcionar para estudos que envolvem a 
maquinaria de motilidade associada ao transporte intracelular. 
Não é possível romper uma célula e recuperar um sistema de 
transporte intacto completamente ativo, livre de materiais con-
taminantes, que mantenha a capacidade de transportar mito-
côndrias e vesículas de um lugar a outro.
Esse problema foi resolvido por avanços técnicos em duas 
áreas distintas. No início, melhorias na microscopia permiti-
ram aos biólogos compreender que um sistema de transpor-
te operacional (com material extrínseco ainda ligado a ele) 
poderia ser obtido a partir do material espremido de um tipo 
adequado de célula viva. Simultaneamente, os bioquímicos 
perceberam que poderiam formar um sistema de transporte 
funcional começando do zero – usando filamentos do cito-
esqueleto, motores e cargas purificados – fora da célula. Tais 
descobertas tiveram início com uma lula.
Um citoplasma borbulhante
Neurocientistas interessados nas propriedades elétricas das 
membranas de células nervosas estudaram amplamente o 
axônio gigante de lula (ver Como Sabemos, p. 406-407). Em 
razão do seu grande tamanho, os pesquisadores observaram 
que era possível espremer o citoplasma de um axônio como 
se fosse um tubo de pasta de dentes e então estudar como os 
íons se moviam para dentro e para fora pelos diversos canais 
da membrana plasmática vazia que se assemelhava a um tubo 
(ver Figura 12-33). Os fisiologistas simplesmente descartavam 
o citoplasma gelatinoso, tendo em vista sua aparência inerte 
(e, como consequência, sem interesse) quando examinado sob 
microscopia óptica padrão.
Então surgiu a videomicroscopia. Este tipo de microsco-
pia, desenvolvido por Shinya Inoué, Robert Allen e outros, per-
mite detectar estruturas de tamanho inferior ao poder de reso-
lução de microscópios ópticos padrão, que é apenas de cerca 
de 0,2 μm, ou 200 nm (ver Painel 1-1, p. 10-11). Imagens amos-
trais são capturadas por uma câmera de vídeo e depois au-
mentadas por processamento computadorizado para redução 
da interferência e realce do contraste. Quando os pesquisado-
res, no início da década de 1980, aplicaram essa nova técnica 
a preparações de citoplasma de axônio de lula (axoplasma), 
eles observaram, pela primeira vez, o movimento de vesículas 
e outras organelas ao longo de filamentos do citoesqueleto.
Sob a videomicroscopia, o axoplasma que sofreu extrusão 
parece borbulhar com minúsculas partículas – de vesículas de 
30 a 50 nm de diâmetro a mitocôndrias com cerca de 5.000 nm 
de comprimento, movendo-se em todas as direções ao longo 
do citoesqueleto a velocidades de até 5 μm por segundo. Se o 
axoplasma for espalhado em uma espessura suficientemente 
fina, os filamentos individuais podem ser observados.
O movimento permanece por horas, permitindo que os 
pesquisadores manipulem a preparação e estudem os efei-
tos dessas manipulações. Ray Lasek e Scott Brady descobri-
ram, por exemplo, que o movimento de organelas requer ATP. 
A substituição por análogos de ATP, como AMP-PNP, que se 
assemelham ao ATP, mas não podem ser hidrolisados (e, por-
tanto, não fornecem energia), inibe a translocação.
Tubos serpenteantes
Foi necessário mais trabalho para a identificação dos compo-
nentes individuais que controlam o sistema de transporte nos 
axônios de lula. Que tipo de filamentos daria suporte a este 
movimento? Quais são os motores moleculares que transpor-
tam as vesículas e as organelas ao longo desses filamentos? 
A identificação dos filamentos foi relativamente fácil: o uso 
de anticorpos contra a tubulina revelou que eles são microtú-
bulos. E em relação às proteínas motoras? Com o objetivo de 
identificá-las, Ron Vale, Thomas Reese e Michael Sheetz de-
senvolveram um sistema por meio do qual seria possível “pes-
car” as proteínas que impulsionam o movimento de organelas.
Sua estratégia era simples, mas elegante: colocar em um 
mesmo local microtúbulos e organelas e então procurar por 
moléculas que induzissem movimento. Eles usaram microtú-
bulos purificados de encéfalo de lula, acrescentaram organe-
las isoladas de axônios de lula e mostraram que poderia ser 
desencadeado o movimento das organelas pela adição de um 
extrato de axoplasma de lula. Nessa preparação, os pesqui-
sadores puderam tanto observar as organelas transitando ao 
longo dos microtúbulos como assistir ao serpentear de micro-
túbulos deslizando sobre a superfície de uma lamínula de vi-
dro previamente revestida com um extrato de axoplasma (ver 
Questão 17-18). Seu desafio era isolar a proteína responsável 
pelo movimento nesse sistema reconstituído.
Para isso, Vale e seus colegas aproveitaram o trabalho an-
terior com o análogo de ATP, AMP-PNP. Embora esse análogo 
iniba o movimento de vesículas ao longo dos microtúbulos, ele 
ainda permite que as organelas se liguem aos filamentos dos 
microtúbulos. Assim, os pesquisadores incubaram o extrato 
de axoplasma com microtúbulos e organelas na presença de 
AMP-PNP; a seguir, purificaram os microtúbulos associados a 
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 581
1 μm
0 1 2
Tempo (s)
(A)
(B)
1
2
3
1 μm
16 nm
Extre-
midade
menos (-)
Microtúbulo
Extremidade
mais (+)
1
2
3
4
5
Cauda da
cinesina
Cabeças
da cinesina
moléculas que talvez fossem as proteínas motoras esperadas. 
Em seguida, Vale e sua equipe adicionaram ATP para liberar as 
proteínas ligadas e encontraram um polipeptídeo de 110 quilo-
dáltons que podia estimular o deslizamento de microtúbulos 
sobre uma lamínula de vidro (Figura 17-21). Eles denominaram 
essa molécula cinesina (do grego kinein, “mover”).
Ensaios de motilidade in vitro similares foram funda-
mentais para o estudo de outras proteínas motoras, como as 
miosinas, quese movem ao longo de filamentos de actina, 
como discutimos adiante. Estudos subsequentes mostraram 
que as cinesinas se movem ao longo dos microtúbulos a par-
tir da extremidade menos (-) rumo à extremidade mais (+); 
eles também identificaram muitas outras proteínas motoras 
da família da cinesina.
Luzes, câmera, ação
Combinando esses ensaios com técnicas de microscopia cada 
vez mais refinadas, os pesquisadores podem, atualmente, mo-
nitorar o movimento de proteínas motoras individuais ao lon-
go de um microtúbulo isolado, mesmo em células vivas.
A observação de moléculas de cinesina acopladas à pro-
teína verde fluorescente (GFP) revelou que essa proteína motora 
move-se de forma processiva ao longo dos microtúbulos, isto é, 
cada molécula dá vários “passos” ao longo do filamento (100 ou 
mais) antes de desconectar-se. O comprimento de cada passo 
equivale a 8 nm, o que corresponde ao espaçamento dos díme-
ros de tubulina individuais ao longo do microtúbulo. A com-
binação dessas observações com ensaios de hidrólise de ATP 
permitiu aos investigadores confirmarem que uma molécula de 
ATP é hidrolisada a cada passo. A cinesina pode mover-se de 
modo processivo porque possui duas cabeças. Isso lhe permite 
caminhar rumo à extremidade mais (+) dos microtúbulos em 
um sistema “pé ante pé”, cada cabeça repetidamente ligando-se 
ao filamento e sendo liberada do filamento conforme ultrapas-
sa a cabeça ligada à sua frente (Figura 17-22). Tais estudos ago-
ra nos permitem seguir os passos dessas proteínas fascinantes 
e trabalhadoras – um passo molecular de cada vez.
Figura 17-21 A cinesina provoca o deslizamento dos micro-
túbulos in vitro. Em um ensaio de motilidade in vitro, cinesina 
purificada é misturada com microtúbulos na presença de ATP. 
Quando uma gota dessa mistura é colocada sobre uma lâmina 
de vidro e observada por videomicroscopia, microtúbulos indivi-
duais podem ser vistos deslizando sobre a lâmina. Eles são movi-
dos por moléculas de cinesina, que se ligam à lamínula de vidro 
pelas suas caudas. As imagens foram obtidas em intervalos de 
1 segundo. Os microtúbulos artificialmente corados moveram-se 
a cerca de 1 a 2 μm/s. (Cortesia de Nick Carter e Rob Cross.)
Figura 17-22 Uma molécula indi-
vidual de cinesina que se move ao 
longo de um microtúbulo. (A) Três 
quadros, separados por intervalos de 
1 segundo, mostram o movimento de 
uma molécula individual de cinesina-
-GFP (vermelho) ao longo de um dos 
microtúbulos (verde); a cinesina mar-
cada move-se a uma velocidade de 
0,3 μm/s. (B) Uma série de modelos 
moleculares das duas cabeças de uma 
molécula de cinesina, mostrando como 
se acredita que elas caminhem progres-
sivamente ao longo de um microtúbulo, 
em uma série de passos de 8 nm, com 
as cabeças ultrapassando uma à outra 
(Animação 17.6). (A e B, cortesia de 
Ron Vale.)
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582 Fundamentos da Biologia Celular
Os cílios batem como chicotes, impulsionando líquidos sobre a superfície de 
uma célula ou impelindo células individuais por meio de um líquido. Alguns pro-
tozoários, por exemplo, utilizam cílios para a coleta de partículas de alimento, e 
outros os utilizam para a locomoção. Nas células epiteliais que revestem o trato 
respiratório humano (Figura 17-23), um grande número de cílios motores (mais de 
um bilhão por centímetro quadrado) varre camadas de muco contendo partículas 
de poeira e células mortas em direção à garganta, para que esse muco seja engoli-
do e, por fim, eliminado do corpo. Da mesma forma, cílios motores nas células da 
parede do oviduto criam uma corrente que ajuda a transportar os óvulos ao longo 
do oviduto. Cada cílio atua como um pequeno remo, batendo em um ciclo repetido 
que gera o movimento do líquido sobre a superfície celular (Figura 17-24).
Os flagelos que impulsionam os espermatozoides e diversos tipos de proto-
zoários são bastante semelhantes aos cílios no que diz respeito à sua estrutura 
interna, mas, em geral, são muito mais longos. Eles foram concebidos para mover 
toda a célula, em vez de movimentar líquidos sobre a superfície da célula. Os fla-
gelos propagam ondas regulares ao longo de seu comprimento, impulsionando a 
célula à qual estão conectados (Figura 17-25).
Os microtúbulos dos cílios e flagelos são ligeiramente diferentes daqueles 
encontrados no citoplasma; eles estão organizados em um padrão distinto e 
curioso, o qual foi uma das mais impressionantes revelações à época do surgi-
mento da microscopia eletrônica. A secção transversal de um cílio mostra nove 
pares de microtúbulos organizados em anel, em torno de um único par de micro-
túbulos isolados (Figura 17-26A). Este arranjo “9 + 2” é característico de pratica-
mente todos os cílios e flagelos eucarióticos – de protozoários a humanos.
O movimento de um cílio ou um flagelo é produzido pela flexão de sua região 
central, conforme os microtúbulos deslizam uns sobre os outros. Os microtúbulos 
estão associados a diversas proteínas acessórias (Figura 17-26B), que se projetam 
a intervalos regulares ao longo do comprimento do feixe de microtúbulos. Algu-
mas dessas proteínas atuam como interligadoras para a manutenção da estrutura 
do feixe de microtúbulos, e outras geram a força que provoca a flexão do cílio.
A mais importante das proteínas acessórias é a proteína motora dineína ci-
liar, que gera o movimento de flexão na região central. Ela está intimamente re-
lacionada à dineína citoplasmática e atua de modo muito semelhante. A dineína 
ciliar está conectada por sua cauda a um microtúbulo, ao mesmo tempo em que 
suas duas cabeças interagem com um microtúbulo adjacente para gerar a força 
de deslizamento entre esses dois microtúbulos. Devido às múltiplas ligações que 
mantêm unidos os pares de microtúbulos adjacentes, a força de deslizamento 
entre microtúbulos adjacentes é convertida em um movimento de flexão no cílio 
(Figura 17-27). Em humanos, defeitos hereditários na dineína ciliar provocam a 
síndrome de Kartagener. Os homens com essa doença não são férteis em razão 
5 μm
Figura 17-23 Muitos cílios semelhantes 
a pelos projetam-se da superfície das 
células epiteliais que revestem o trato 
respiratório humano. Nesta micrografia 
eletrônica de varredura, tufos espessos de 
cílios podem ser vistos nestas células cilia-
das, que estão intercaladas a células epite-
liais não ciliadas com superfícies em forma 
de cúpula. (Reproduzida de R.G. Kessel e 
R.H. Karden, Tissues and Organs. San Fran-
cisco: W.H. Freeman & Co., 1979.)
Movimento de potência 
Figura 17-24 Um cílio bate efetuando 
ciclos repetitivos de movimentos que 
consistem em um movimento de potência 
seguido por um movimento de recupera-
ção. No rápido movimento de potência, o 
cílio se encontra totalmente distendido, e o 
líquido é direcionado sobre a superfície da 
célula. No movimento de recuperação, mais 
lento, o cílio se recurva em uma posição 
que provoca o menor distúrbio possível no 
líquido adjacente. Cada ciclo requer em 
geral 0,1 a 0,2 segundos e gera uma força 
paralela à superfície da célula.
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 583
da ausência de motilidade dos espermatozoides, e eles apresentam aumento na 
suscetibilidade a infecções brônquicas, pois os cílios que revestem seu trato res-
piratório se encontram inativos e, portanto, incapazes de eliminar bactérias ou 
outros resíduos dos pulmões.
Muitas células animais que não possuem cílios motores contêm um único 
cílio primário não móvel. Tal apêndice é muito mais curto do que um cílio motor 
e funciona como uma antena para a detecção de determinadas moléculas de 
sinalização extracelular.
FILAMENTOS DE ACTINA
Os filamentos de actina, os polímeros da proteína actina, estão presentes em 
todas as células eucarióticas e são essenciais para vários movimentos celulares, 
especialmente aqueles que envolvem a superfície da célula. Sem os filamentos 
de actina,por exemplo, uma célula animal não poderia migrar (ou deslizar) sobre 
uma superfície, englobar uma partícula grande por fagocitose ou dividir-se em 
duas. Assim como os microtúbulos, diversos filamentos de actina apresentam 
instabilidade, mas, associando-se a outras proteínas, eles também podem for-
mar estruturas estáveis nas células, como os complexos contráteis nas células 
musculares. Os filamentos de actina interagem com uma grande quantidade de 
proteínas de ligação à actina, o que permite que desempenhem uma ampla gama 
de atividades nas células. Dependendo das proteínas associadas, os filamentos 
de actina podem formar estruturas rígidas e estáveis, como as microvilosidades 
nas células epiteliais que revestem o intestino (Figura 17-28A) ou os pequenos 
feixes contráteis que podem contrair e atuar como pequenos músculos na maio-
ria das células animais (Figura 17-28B). Eles também podem formar estruturas 
temporárias, como as protrusões dinâmicas formadas na borda anterior de uma 
Figura 17-25 Os flagelos impulsionam uma célula ao longo de líquidos 
utilizando um movimento ondulatório repetitivo. O movimento de um úni-
co flagelo em um espermatozoide de um invertebrado é visto em uma série 
de imagens captadas por iluminação estroboscópica com velocidade de 400 
disparos por segundo. (Cortesia de Charles J. Brokaw.)
(A)
100 nm
Camada interna
Microtúbulo
central único
Raio radial
Braço externo de dineína
Nexina
Membrana plasmática
Braço interno de dineína
Microtúbulo A
Par de microtúbulos externos
(B)
Microtúbulo B
Figura 17-26 Os microtúbulos em um cílio ou flagelo estão organizados em um arranjo “9 + 2”. (A) Micrografia eletrônica de 
um flagelo da alga unicelular Chlamydomonas mostrado em secção transversal, ilustrando a organização 9 + 2 característica dos mi-
crotúbulos. (B) Diagrama do corte transversal de um flagelo. Os nove microtúbulos externos (cada um deles uma estrutura pareada 
especial) apresentam duas colunas de moléculas de dineína. As cabeças de cada molécula de dineína aparecem nesta fotografia 
como braços que avançam em direção ao par de microtúbulos adjacente. Em cílios in vivo, essas cabeças de dineína fazem contato 
periodicamente com o par de microtúbulos adjacente e se movem ao longo dele, produzindo, assim, a força para o batimento ciliar. 
As diversas outras ligações e projeções ilustradas representam proteínas que servem para manter unido o feixe de microtúbulos e para 
converter a força de deslizamento produzida pelas dineínas em flexão, como ilustrado na Figura 17-27. (A, cortesia de Lewis Tilney.)
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584 Fundamentos da Biologia Celular
célula que desliza (Figura 17-28C) ou o anel contrátil, que comprime o citoplasma 
separando-o em dois quando há divisão de uma célula animal (Figura 17-28D). 
Movimentos dependentes de actina em geral requerem a associação da actina a 
uma proteína motora denominada miosina.
Nesta seção, consideramos como os arranjos de filamentos de actina em 
uma célula dependem dos diferentes tipos de proteínas de ligação à actina pre-
sentes. Ainda que os filamentos de actina e microtúbulos sejam formados a partir 
de tipos não relacionados de subunidades proteicas, vamos ver que os princí-
pios que ditam sua associação e dissociação, o controle da estrutura celular e 
o trabalho conjunto com proteínas motoras para a produção de movimento são 
incrivelmente semelhantes.
Os filamentos de actina são finos e flexíveis
Os filamentos de actina são visualizados sob microscopia eletrônica como fitas 
de cerca de 7 nm de diâmetro. Cada filamento é composto por uma cadeia es-
piralada de monômeros idênticos de actina globular, todos “apontando” para a 
mesma direção em relação ao eixo da cadeia. Assim, do mesmo modo que um 
microtúbulo, um filamento de actina apresenta uma polaridade estrutural, com 
uma extremidade mais (+) e uma extremidade menos (-) (Figura 17-29).
Os filamentos de actina são mais delgados e flexíveis e, em geral, mais curtos 
do que os microtúbulos. No entanto, existem muito mais filamentos individuais de 
actina do que microtúbulos em uma célula, de modo que o comprimento total dos 
filamentos de actina de uma célula é muitas vezes superior ao comprimento total 
dos microtúbulos. Diferentemente dos filamentos intermediários e dos microtúbu-
los, os filamentos de actina raramente ocorrem de forma isolada nas células: eles 
costumam ser encontrados em feixes interligados e em redes – estruturas que apre-
sentam uma resistência muito superior se comparadas a filamentos individuais.
+ +
+
+
+ +
– –
–
– –
–
+ATP
FLEXÃO
Proteínas
de ligação
EM UM FLAGELO NORMAL:
 A DINEÍNA PROVOCA
A FLEXÃO
DOS MICROTÚBULOS
(B)EM PARES ISOLADOS DE
MICROTÚBULOS: A DINEÍNA
PROVOCA O DESLIZAMENTO
DOS MICROTÚBULOS
(A)
+
+
–
–
DESLIZA-
MENTO
(A) (B) (C) (D)
Figura 17-27 O movimento da dineína 
provoca a flexão do flagelo. (A) Se os 
pares externos de microtúbulos e suas mo-
léculas associadas de dineína são liberados 
dos outros componentes em um flagelo de 
um espermatozoide e a seguir são expostos 
ao ATP, ocorre o deslizamento linear de um 
par de microtúbulos sobre o outro, devido 
à ação repetida das dineínas a eles associa-
das. (B) Em um flagelo intacto, no entanto, 
os pares de microtúbulos estão conectados 
uns aos outros por meio de ligações pro-
teicas flexíveis, de tal modo que a ação do 
sistema provoca um movimento de flexão, 
em vez de deslizamento.
QUESTÃO 17-4
Os braços de dineína em um cílio 
estão arranjados de tal modo que, 
quando ativados, suas cabeças im-
pulsionam os pares vizinhos exter-
nos para fora, em direção à extremi-
dade do cílio. Considere uma secção 
transversal de um cílio (ver Figura 
17-26). Por que não haveria forma-
ção de movimento de flexão no cílio 
se todas as moléculas de dineína 
fossem ativadas simultaneamente? 
Que padrão de atividade de dineína 
pode ser responsável pela flexão de 
um cílio em uma direção?
Figura 17-28 Os filamentos de actina 
permitem que as células animais ado-
tem uma grande variedade de formas 
e desempenhem diferentes funções. 
Os filamentos de actina de quatro estrutu-
ras diferentes são mostrados em vermelho: 
(A) microvilosidades; (B) feixes contráteis 
no citoplasma; (C) filopódios semelhantes a 
dedos que se projetam na borda anterior de 
uma célula em movimento; e (D) anel con-
trátil durante a divisão celular.
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 585
A actina e a tubulina polimerizam por 
mecanismos semelhantes
Embora os filamentos de actina possam crescer pela adição de monômeros de 
actina em ambas as extremidades, assim como ocorre com os microtúbulos, a sua 
taxa de crescimento é mais rápida na extremidade mais (+) do que na extremidade 
menos (-). Um filamento de actina nu, da mesma forma que um microtúbulo sem 
suas proteínas associadas, é inerentemente instável e pode sofrer dissociação 
em ambas as extremidades. Em células vivas, monômeros de actina livre estão 
firmemente ligados a um nucleosídeo-trifosfato, neste caso o ATP. O monômero 
de actina hidrolisa o ATP ligado gerando ADP logo após ter sido incorporado ao 
filamento. Tal como acontece com a hidrólise de GTP em GDP no microtúbulo, a 
hidrólise de ATP em ADP em um filamento de actina reduz a força de ligação entre 
os monômeros, diminuindo assim a estabilidade do polímero. Desse modo, em 
ambos os casos, a hidrólise de nucleotídeos promove despolimerização, ajudando 
a célula a dissociar seus microtúbulos e filamentos de actina quando necessário.
Se a concentração de monômeros livres de actina for muito elevada, um fi-
lamento de actina vai crescer rapidamente, adicionando monômeros em ambas 
as extremidades. Em concentrações intermediárias de actina livre, no entanto, 
algo interessante acontece. Monômeros de actina são adicionados à extremida-
de mais (+) a uma taxa mais rápida do que o ATP ligadopode ser hidrolisado, de 
modo que a extremidade mais (+) cresce. Já na extremidade menos (-), o ATP é 
hidrolisado mais rapidamente do que os monômeros podem ser adicionados; vis-
to que a actina-ADP desestabiliza a estrutura, o filamento perde subunidades da 
sua extremidade menos (-) ao mesmo tempo em que adiciona subunidades à sua 
extremidade mais (+) (Figura 17-30). Pelo fato de monômeros individuais poderem 
ser acompanhados, movendo-se pelo filamento, da sua extremidade mais (+) até 
sua extremidade menos (-), esse comportamento é chamado treadmilling*.
Tanto o treadmilling dos filamentos de actina como a instabilidade dinâmica 
dos microtúbulos baseiam-se na hidrólise de um nucleosídeo-trifosfato ligado para 
regular o comprimento do polímero. Todavia, o resultado costuma ser diferente. 
*N. de T. Em uma analogia ao contínuo movimento de uma roda d’água em um moinho.
25 nm 
Extremidade menos (-)
Extremidade mais (+)
(A)
(B) (C) (D)
37 nm
Extremidade
mais (+)
Extremidade
menos (-)
Filamento de actina
Monômero de actina Figura 17-29 Os filamentos de actina 
são fibras proteicas finas e flexíveis. 
(A) A subunidade de cada um dos filamen-
tos de actina é um monômero de actina. 
Uma fenda no monômero gera um sítio de 
ligação para ATP ou ADP. (B) Arranjo de 
monômeros de actina em um filamento. 
Cada filamento pode ser imaginado como 
uma hélice de fita dupla cuja volta com-
pleta se repete a cada 37 nm. Múltiplas 
interações laterais entre as duas fitas evitam 
que elas se separem. (C) As subunidades 
idênticas de um filamento de actina em 
cores diferentes para enfatizar as interações 
íntimas entre cada molécula de actina e 
suas quatro vizinhas mais próximas. (D) 
Micrografia eletrônica de um filamento de 
actina em coloração negativa. (C, de K.C. 
Holmes et al., Nature 347:44–49, 1990. Com 
permissão de Macmillan Publishers Ltd; D, 
cortesia de Roger Craig.)
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586 Fundamentos da Biologia Celular
O treadmilling envolve um ganho de monômeros na extremidade mais (+) de um fi-
lamento de actina e a perda simultânea na extremidade menos (-): quando as taxas 
de adição e de perda são iguais, o filamento permanece do mesmo tamanho (Figura 
17-31A). A instabilidade dinâmica, por outro lado, envolve uma rápida transição de 
crescimento para encurtamento (ou de encurtamento para crescimento) apenas na 
extremidade mais (+) do microtúbulo. Consequentemente, os microtúbulos tendem 
a sofrer mudanças mais drásticas no comprimento do que os filamentos de actina, 
ora crescendo rapidamente, ora sofrendo um rápido colapso (Figura 17-31B).
Os filamentos de actina podem ser afetados experimentalmente por certas 
toxinas produzidas por fungos ou esponjas marinhas. Algumas, como a citocala-
sina e a latrunculina, impedem a polimerização da actina; outras, como a faloidi-
na, estabilizam os filamentos de actina, tornando mais difícil a despolimerização 
(Tabela 17-2). A adição dessas toxinas ao meio de lavagem de células ou tecidos, 
mesmo sob concentrações reduzidas, bloqueia instantaneamente movimentos 
celulares, como a locomoção celular. Portanto, do mesmo modo que os microtú-
bulos, muitas das funções dos filamentos de actina dependem da capacidade de 
associação e dissociação do filamento, e a velocidade desses processos depende 
do equilíbrio dinâmico entre filamentos de actina, do conjunto de monômeros de 
actina e das várias proteínas de ligação à actina.
Diversas proteínas se ligam à actina e 
modificam suas propriedades
A actina corresponde a aproximadamente 5% da proteína total em uma célu-
la animal típica; cerca de metade dessa actina está associada em filamentos, 
e a outra metade permanece sob a forma de monômeros de actina no citosol. 
Assim, distintamente da situação dos dímeros de tubulina, a concentração de 
monômeros de actina é alta – muito maior do que a concentração necessária 
para que monômeros de actina purificada polimerizem espontaneamente em um 
Actina com
ADP ligado
Actina com
ATP ligado
ATPADP
Pi
Extremidade
menos (-)
Extremidade menos (-)
Extremidade
mais (+)
Extremidade mais (+)
Filamento de actina
Monômero
de actina
(A) TREADMILLING
(B) INSTABILIDADE DINÂMICA
RÁPIDO
CRESCIMENTO
PERDA DA CAPA DE GTP
ENCURTAMENTO CATASTRÓFICO
CAPA DE GTP RESTABELECIDA
Capa
de GTP
Tubulina-GDP
Tubulina-GTP
123
123
123
QUESTÃO 17-5
A formação de filamentos de actina 
no citosol é controlada por proteí-
nas de ligação à actina. Algumas 
proteínas de ligação à actina aumen-
tam significativamente a taxa de ini-
ciação da formação de um filamento 
de actina. Proponha um mecanismo 
pelo qual isso possa ocorrer.
Figura 17-30 A hidrólise de ATP di-
minui a estabilidade do polímero de 
actina. Monômeros de actina no citosol 
carreiam ATP, o qual é hidrolisado em ADP 
logo após a sua inserção no filamento em 
crescimento. As moléculas de ADP ficam 
presas no filamento de actina, incapazes 
de serem trocadas por ATP, a menos que o 
monômero que as carreia seja dissociado 
do filamento.
Figura 17-31 O treadmilling dos fi-
lamentos de actina e a instabilidade 
dinâmica dos microtúbulos regulam o 
comprimento do polímero de diferentes 
maneiras. (A) O treadmilling ocorre quan-
do ATP-actina é adicionada à extremidade 
mais (+) de um filamento de actina ao mes-
mo tempo em que ADP-actina é perdida na 
extremidade menos (-). Quando as taxas de 
adição e perda são equivalentes, o compri-
mento do filamento permanece constante 
– embora monômeros de actina individuais 
(três dos quais estão numerados) se movam 
ao longo do filamento da extremidade 
mais (+) para a extremidade menos (-). (B) 
Na instabilidade dinâmica, GTP-tubulina é 
adicionada à extremidade mais (+) de um 
microtúbulo em crescimento. Como discuti-
do antes, quando a adição de GTP-tubulina 
é mais rápida do que a hidrólise de GTP, 
forma-se uma capa de GTP nessa extremi-
dade; quando a taxa de adição diminui, a 
capa de GTP é perdida e o filamento sofre 
encurtamento catastrófico devido à perda 
de GDP-tubulina nessa extremidade. O mi-
crotúbulo encurtará até que a capa de GTP 
seja reposta – ou até o desaparecimento do 
microtúbulo (ver Figura 17-15).
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 587
tubo de ensaio. O que, então, evita a completa polimerização dos monômeros de 
actina em filamentos nas células? A resposta é que as células contêm pequenas 
proteínas, como a timosina e a profilina, que se ligam aos monômeros de actina 
do citosol, impedindo que estes sejam adicionados às extremidades dos filamen-
tos de actina. Essas proteínas desempenham um papel central na regulação da 
polimerização da actina, mantendo uma reserva de monômeros de actina até 
o momento necessário. Quando são necessários filamentos de actina, outras 
proteínas de ligação à actina, como a formina e proteínas relacionadas à actina 
(ARPs), promovem a polimerização da actina.
Existe uma ampla gama de proteínas de ligação à actina nas células. 
A maioria dessas proteínas se liga a filamentos organizados de actina, em vez de 
se ligar aos monômeros de actina, e regula o comportamento de filamentos in-
tactos (Figura 17-32). Proteínas de enfeixamento de actina, por exemplo, mantêm 
os filamentos de actina unidos em feixes paralelos nas microvilosidades; outras 
proteínas interligam os filamentos de actina em uma rede semelhante a um gel 
no interior do córtex celular – a camada especializada do citoplasma rica em fila-
Monômeros de actina
Proteína de
sequestro de
monômeros
Proteína de nucleação
Filamentos de actina Proteína de enfeixamento
(em filopódios)
Proteína motora de miosina
Proteína de
ligação lateral
Proteína de capeamento
(bloqueio das extremidades mais [+])
Proteína de interligação
(no córtex celular)
Proteína de quebra
TABELA 17-2 Fármacos que afetam os filamentos de actina
Fármacos específicos para actina
Faloidina Liga-se aos filamentose os estabiliza
Citocalasina Promove o capeamento das extremidades mais (+) do filamento, im-
pedindo que ali ocorra polimerização
Latrunculina Liga-se a monômeros de actina e impede sua polimerização
Figura 17-32 Proteínas de ligação à acti-
na controlam o comportamento dos fila-
mentos de actina em células de vertebra-
dos. A actina está ilustrada em vermelho, e 
as proteínas de ligação à actina, em verde.
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588 Fundamentos da Biologia Celular
mentos de actina, subjacente à membrana plasmática. As proteínas de quebra dos 
filamentos de actina ( filament-severing proteins) fragmentam esses filamentos e, 
portanto, podem converter um gel de actina a um estado mais líquido. Os filamen-
tos de actina podem também associar-se a proteínas motoras de miosina para 
formar feixes contráteis, como ocorre em células musculares. Além disso, muitas 
vezes eles formam caminhos ao longo dos quais as proteínas motoras de miosina 
transportam organelas, uma função especialmente evidente nas células vegetais.
No restante deste capítulo, abordamos algumas estruturas características 
que os filamentos de actina podem formar e discutimos como diferentes tipos de 
proteínas de ligação à actina estão envolvidos em sua associação. Começamos 
com o córtex celular e seu papel na locomoção celular e concluímos com o apa-
rato contrátil das células musculares.
Um córtex rico em filamentos de actina está 
subjacente à membrana plasmática da maioria 
das células eucarióticas
Apesar de a actina ser encontrada em todo o citoplasma de uma célula eucari-
ótica, na maioria das células ela está concentrada em uma camada que existe 
exatamente abaixo da membrana plasmática. Nessa região, denominada córtex 
celular, filamentos de actina estão conectados por intermédio de proteínas de li-
gação à actina, formando uma trama que sustenta e confere resistência mecânica 
à membrana plasmática. Nos eritrócitos humanos, uma rede simples e regular 
de proteínas fibrosas, incluindo filamentos de actina e espectrina, conecta-se à 
membrana plasmática, fornecendo o suporte necessário para que as células man-
tenham sua forma discoide simples (ver Figura 11-29). O córtex celular de outras 
células animais, no entanto, é mais espesso e complexo, sendo capaz de propor-
cionar um conjunto muito mais rico de formas celulares e movimentos à superfí-
cie celular. Assim como o córtex no eritrócito, o córtex em outras células contém 
espectrina; entretanto, nele também existe uma rede muito mais densa de fila-
mentos de actina. Tais filamentos interligam-se em uma rede tridimensional que 
controla a forma da célula e as propriedades mecânicas da membrana plasmática: 
os rearranjos dos filamentos de actina no córtex fornecem a base molecular tanto 
para mudanças da forma da célula quanto para a sua locomoção.
A migração celular depende da actina cortical
Muitas células eucarióticas movem-se rastejando (ou deslizando) sobre superfí-
cies, em vez de utilizarem movimento natatório derivado do batimento de cílios 
ou flagelos. Amebas carnívoras deslizam continuamente em busca de alimento. 
A região frontal de um axônio em desenvolvimento migra em resposta a fatores 
de crescimento, seguindo uma trilha de sinais químicos, rumo à célula-alvo de 
sua sinapse. Os leucócitos (glóbulos brancos) conhecidos como neutrófilos mi-
gram do sangue para tecidos infectados quando “farejam” pequenas moléculas 
oriundas de bactérias. Os neutrófilos, seguindo essas moléculas, são capazes 
de encontrar as bactérias para destruí-las. Para esses caçadores, tal ligação de 
moléculas quimiotáxicas aos receptores existentes na superfície celular induz 
alterações na organização dos filamentos de actina que ajudam a direcionar as 
células rumo às suas presas (ver Animação 17.7).
Os mecanismos moleculares dessas e de outras formas de migração celular 
envolvem alterações coordenadas de diversas moléculas em diferentes regiões 
da célula, e nenhuma única organela locomotora facilmente identificável, como 
acontece no caso de flagelos, é responsável por essas alterações. Em termos ge-
rais, no entanto, sabe-se que três processos inter-relacionados são essenciais: 
(1) a célula emite protrusões em sua região “frontal”, ou borda anterior; (2) essas 
protrusões aderem à superfície sobre a qual a célula se locomove; e (3) a porção 
remanescente da célula é impulsionada para frente pela tração sobre esses pon-
tos de ancoragem (Figura 17-33).
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 589
Todos esses processos envolvem a actina, mas de diferentes maneiras. O pri-
meiro passo, a impulsão da superfície celular para frente, é promovido pela po-
limerização da actina. A borda anterior de um fibroblasto em movimento, em 
uma cultura de células, estende constantemente finos lamelipódios laminares, 
os quais contêm uma densa rede de filamentos de actina, orientados de tal modo 
que a maioria dos filamentos apresenta suas extremidades mais (+) próximo à 
membrana plasmática. Diversas células também desenvolvem protrusões finas 
e rígidas denominadas filopódios, tanto na região da borda anterior quanto ao 
longo de toda sua superfície (Figura 17-34). Essas estruturas apresentam em tor-
no de 0,1 μm de largura e 5 a 10 μm de comprimento, contendo um feixe frouxo 
de 10 a 20 filamentos de actina (ver Figura 17-28C), também orientados com suas 
extremidades mais (+) apontando para o exterior. A região da célula que está 
avançando (o cone de crescimento) de um axônio neuronal em desenvolvimento 
estende filopódios ainda mais longos, que alcançam até 50 μm, os quais a au-
xiliam a sondar o ambiente e a encontrar o caminho correto que a levará à sua 
célula-alvo. Tanto os lamelipódios quanto os filopódios são estruturas móveis e 
exploratórias formadas e retraídas a grandes velocidades, movendo-se a aproxi-
madamente 1 μm por segundo. Acredita-se que ambas as estruturas se originem 
pelo crescimento rápido e localizado de filamentos de actina, os quais se asso-
ciam junto à membrana plasmática e se alongam pela adição de monômeros de 
Substrato
Córtex sob tensão
A POLIMERIZAÇÃO DE ACTINA
NA EXTREMIDADE MAIS (+)
EMPURRA O LAMELIPÓDIO
Movimento de actina não polimerizada
CONTRAÇÃO
AVANÇO DA PROTRUSÃO
Contatos focais
(contêm integrinas)
Proteínas motoras de
miosina deslizam sobre
os filamentos de actina
Córtex de actina Lamelipódio
ADESÃO
(B) (A) 
5 µm
Filopódio LamelipódioLamelipódio
Filopódio
Figura 17-33 Forças geradas no cór-
tex celular rico em filamentos de actina 
ajudam a impulsionar uma célula para 
frente. A polimerização de actina na borda 
anterior da célula impulsiona a membrana 
plasmática para frente (protrusão) e forma 
novas regiões de córtex de actina, ilustra-
das aqui em vermelho. Novos pontos de 
ancoragem são estabelecidos entre a parte 
inferior da célula e a superfície (substra-
to) sobre a qual a célula está deslizando 
(adesão). A seguir, uma contração na parte 
posterior da célula, mediada por proteínas 
motoras de miosina deslocando-se ao lon-
go de filamentos de actina, puxa o corpo 
da célula para frente. Conforme a célula 
avança, novos pontos de ancoragem são 
estabelecidos na região anterior, sendo 
dissociados os pontos de ancoragem anti-
gos, na região posterior. Esse mesmo ciclo 
é repetido várias vezes, fazendo a célula 
avançar passo a passo.
Figura 17-34 Os filamentos de actina 
permitem a migração de uma célula 
animal. (A) Desenho esquemático de 
um fibroblasto em movimento ilustrando 
lamelipódios achatados e filopódios finos 
se projetando de sua superfície, principal-
mente na região da borda anterior. (B) Mi-
crografia eletrônica de varredura mostrando 
lamelipódios e filopódios da borda anterior 
de um fibroblasto humano migrando em 
uma cultura; a seta mostra a direção do mo-
vimento celular. À medida que a célula se 
move, os lamelipódios que não conseguem 
se ancorar aosubstrato são arrastados para 
trás por sobre a superfície superior da célu-
la – um movimento designado como ondu-
lação. (B, cortesia de Julian Heath.)
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590 Fundamentos da Biologia Celular
actina em suas extremidades mais (+). Dessa maneira, os filamentos empurram a 
membrana para frente sem rasgá-la.
A formação e o crescimento de filamentos de actina na borda anterior de uma 
célula são auxiliados por diferentes proteínas de ligação à actina. As proteínas re-
lacionadas à actina – ou ARPs – mencionadas antes promovem a formação de uma 
rede de filamentos de actina ramificados em lamelipódios. As ARPs formam com-
plexos que se ligam às laterais de filamentos de actina preexistentes e promovem 
a nucleação e a formação de novos filamentos, que crescem angularmente, produ-
zindo ramificações laterais. Com o auxílio de proteínas de ligação à actina adicio-
nais, essa rede apresentará uma contínua associação na borda anterior e dissocia-
ção na região posterior, impulsionando o lamelipódio para frente (Figura 17-35).
O outro tipo de protrusão celular, o filopódio, depende da formina, uma pro-
teína de nucleação que se liga às extremidades mais (+) em crescimento dos fila-
mentos de actina e promove a adição de novos monômeros para a formação de 
filamentos lineares, não ramificados. As forminas também são usadas em outros 
locais para associar filamentos não ramificados, como no anel contrátil, que se-
para em duas as células animais em divisão.
Quando os lamelipódios e os filopódios fazem contato com uma superfície 
favorável, eles aderem: proteínas transmembrânicas de suas membranas plas-
máticas, conhecidas como integrinas (discutidas no Capítulo 20), aderem a mo-
léculas da matriz extracelular ou que estejam presentes na superfície de uma 
célula adjacente sobre a qual a célula em movimento esteja rastejando. Enquanto 
isso, na face intracelular da membrana plasmática da célula rastejante, as inte-
grinas capturam filamentos de actina no córtex, criando, portanto, uma ancora-
gem robusta para a célula em movimento (ver Figuras 17-33 e 20-15C). Para usar 
este sistema de ancoragem para puxar o seu corpo para frente, a célula solicita a 
ajuda de proteínas motoras de miosina, conforme apresentado a seguir.
QUESTÃO 17-6
Suponha que as moléculas de acti-
na em uma célula de epiderme em 
cultura tenham sido aleatoriamente 
marcadas de tal modo que 1 em 
cada 10.000 moléculas carreia um 
marcador fluorescente. O que você 
esperaria ver se examinasse o lame-
lipódio (borda anterior) dessa célula 
usando microscopia de fluorescên-
cia? Assuma que seu microscópio 
apresenta sensibilidade suficiente 
para a detecção de até mesmo uma 
única molécula fluorescente.
(A) (B)
0,5 μm Complexo
ARP
Proteína
de capeamento
Monômero
de actina
Limite da borda anterior
da célula
Filamento de actina
recém-polimerizado
Membrana plasmática
Figura 17-35 Uma rede de filamentos de actina em polimerização impulsiona a borda anterior de um lamelipódio para 
frente. (A) Um queratinócito de alta motilidade derivado de pele de rã foi fixado, seco e corado com platina para exame em 
microscopia eletrônica. Os filamentos de actina formam uma densa rede contendo filamentos com extremidades mais (+) de rá-
pido crescimento que terminam na borda anterior do lamelipódio (parte superior da figura). (B) Desenho ilustrando como a nu-
cleação de novos filamentos de actina (vermelho) é mediada pelos complexos ARP (marrom) ligados lateralmente a filamentos 
de actina preexistentes. As estruturas ramificadas resultantes impulsionam a membrana plasmática para frente. As extremida-
des mais (+) dos filamentos de actina são protegidas contra a despolimerização por proteínas de capeamento (azul), enquanto 
as extremidades menos (-) dos filamentos de actina mais próximas ao centro da célula sofrem dissociação continuada a partir da 
ação de proteínas despolimerizadoras (não ilustradas). Assim, a rede de actina, como um todo, apresenta um movimento contí-
nuo para frente, mediado pela associação de filamentos na região anterior e pela dissociação na região posterior. Essa rede de 
actina está representada em uma escala diferente da rede ilustrada em (A). (A, cortesia de Tatyana Svitkina e Gary Borisy.)
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 591
A actina se associa à miosina para a formação 
de estruturas contráteis
Todas as proteínas motoras dependentes de actina pertencem à família da mio-
sina. Elas se ligam ao ATP, hidrolisando-o, o que fornece energia para seu mo-
vimento ao longo dos filamentos de actina em direção à extremidade mais (+). 
A miosina, assim como a actina, foi inicialmente identificada em músculo es-
quelético, e muitas das informações a respeito das interações que ocorrem en-
tre essas duas proteínas provêm de estudos em células musculares. Existem vá-
rios tipos diferentes de miosina nas células, sendo as subfamílias da miosina-I e 
da miosina-II as mais abundantes. A miosina-I está presente em todos os tipos 
de células, ao passo que a miosina-II é uma forma especializada utilizada pelas 
células musculares. Por apresentar estrutura e mecanismo de ação mais simples, 
a miosina-I é o foco de nossa discussão inicial.
As moléculas de miosina-I possuem um domínio de cabeça e uma cauda 
(Figura 17-36A). O domínio da cabeça se liga a um filamento de actina e possui 
a atividade motora de hidrólise de ATP, que permite que ela se mova ao longo do 
filamento por ciclos repetitivos de ligação, dissociação e religação (Animação 
17.8). A cauda varia entre os diferentes tipos de miosina-I e determina o tipo de 
carga que será transportado pela miosina. Por exemplo, a cauda pode ligar-se 
a um tipo particular de vesícula e propeli-la pela célula ao longo dos trilhos de 
filamentos de actina (Figura 17-36B), ou pode ligar-se à membrana plasmática e 
impulsioná-la modificando a sua forma (Figura 17-36C).
Os sinais extracelulares podem alterar a 
organização dos filamentos de actina
Vimos que a miosina e outras proteínas de ligação à actina podem regular o 
posicionamento, a organização e o comportamento dos filamentos de actina. No 
entanto, as atividades dessas proteínas são, por sua vez, controladas por sinais 
extracelulares, permitindo que a célula reorganize seu citoesqueleto de actina 
em resposta ao ambiente.
As moléculas de sinalização extracelular que regulam o citoesqueleto de 
actina ativam uma ampla variedade de proteínas receptoras da superfície celu-
lar, que por sua vez ativam diversas vias de sinalização intracelular. Essas vias 
muitas vezes convergem em um grupo de proteínas GTPase monoméricas inti-
mamente relacionadas denominadas família proteica Rho. Como discutido no 
+
+
Membrana plasmática
Miosina-I
Vesícula
Miosina-I
(B)
(C)
(A) Miosina-I
70 nm
Domínio
da cabeça
Cauda
Membrana
plasmática
–
–
Figura 17-36 A miosina-I é a mais sim-
ples das miosinas. (A) A miosina-I possui 
uma cabeça globular única que se liga a um 
filamento de actina, e uma cauda que se 
liga a outra molécula ou organela na célula. 
(B) Este arranjo permite que o domínio da 
cabeça mova uma vesícula em relação a um 
filamento de actina, que neste caso está an-
corado à membrana plasmática. (C) A mio-
sina-I também pode ligar-se a um filamento 
de actina no córtex celular, o que resulta, 
em última análise, na modificação da forma 
da membrana plasmática. Observe que o 
grupo da cabeça sempre se movimenta em 
direção à extremidade mais (+) do filamen-
to de actina.
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592 Fundamentos da Biologia Celular
Capítulo 16, as GTPases monoméricas comportam-se como interruptores mole-
culares que controlam processos intracelulares pela alternância entre um estado 
ativo ligado a GTP e um estado inativo ligado a GDP (ver Figura 16-15B). No caso 
do citoesqueleto de actinas,a ativação de diferentes membros da família Rho 
afeta a organização dos filamentos de actina de diversas maneiras. Por exemplo, 
a ativação de um membro da família Rho desencadeia a polimerização da acti-
na e o enfeixamento dos filamentos para formar filopódios; a ativação de outro 
membro promove a formação de lamelipódios e o ondulamento da membrana; 
e a ativação da própria Rho dirige a associação de filamentos de actina com a 
miosina-II e a agregação de integrinas da superfície celular, promovendo assim a 
locomoção da célula por deslizamento (Figura 17-37).
Essas alterações estruturais complexas e drásticas ocorrem porque as 
proteínas de ligação ao GTP da família Rho, em conjunto a proteínas-cinase e 
proteínas acessórias que interagem com elas, atuam como uma rede de compu-
tadores para controlar a organização e a dinâmica da actina. Essa rede recebe 
sinais externos de nutrientes, fatores de crescimento e de contatos com as célu-
las adjacentes e com a matriz extracelular, junto com informações intracelulares 
a respeito do estado metabólico da célula e da necessidade ou não de divisão. 
A rede Rho, em seguida, processa essas entradas e ativa as vias de sinalização 
intracelular que moldam o citoesqueleto de actina, por exemplo, pela ativação 
das proteínas forminas que promovem a formação de filopódios ou pelo estímulo 
a complexos ARP na borda anterior da célula para gerar grandes lamelipódios.
Um dos mais rápidos rearranjos de elementos do citoesqueleto ocorre quan-
do uma fibra muscular contrai em resposta a um sinal derivado de um nervo 
motor, como discutimos a seguir.
CONTRAÇÃO MUSCULAR
A contração muscular é o mais familiar e mais bem compreendido dos movimen-
tos das células animais. Em vertebrados, correr, caminhar, nadar ou voar são ati-
vidades que dependem da capacidade da musculatura esquelética de contrair-se 
fortemente e movimentar os diversos ossos. Movimentos involuntários, como os 
(A) CÉLULAS NÃO ESTIMULADAS
(C) ATIVAÇÃO POR Rac
(B) ATIVAÇÃO POR Rho
(D) ATIVAÇÃO POR Cdc42
20 μm
QUESTÃO 17-7
Na borda anterior de uma célula 
em migração, as extremidades mais 
(+) dos filamentos de actina estão 
posicionadas próximo à membrana 
plasmática, e os monômeros de ac-
tina são adicionados a essas extre-
midades e empurram a membrana 
para fora, formando os lamelipódios 
ou os filopódios. O que você acha 
que mantém os filamentos nas 
extremidades opostas à de adição 
de monômeros e evita que eles se-
jam empurrados para o interior da 
célula?
Figura 17-37 A ativação de GTPases da 
família Rho pode ter um efeito drástico 
sobre a organização dos filamentos de 
actina em fibroblastos. Nestas microgra-
fias, a actina foi corada com faloidina, uma 
molécula que se liga especificamente a 
filamentos de actina, anteriormente mar-
cada com fluorescência (ver Tabela 17-2, 
p. 587). (A) Fibroblastos não estimulados 
possuem filamentos de actina predomi-
nantemente no córtex. (B) A microinjeção 
de uma forma ativada de Rho promove a 
rápida associação de feixes de filamentos 
de actina longos e não ramificados; eles são 
contráteis, pois há miosina associada a es-
ses feixes. (C) A microinjeção de uma forma 
ativada da proteína Rac, uma proteína de 
ligação a GTP semelhante a Rho, provoca a 
formação de um enorme lamelipódio que 
abrange toda a circunferência da célula. 
(D) A microinjeção de uma forma ativada 
de Cdc42, outro membro da família Rho, 
estimula a protrusão de diversos filopódios 
longos na periferia da célula. (De A. Hall, 
Science 279:509–514, 1998. Com permissão 
de AAAS.)
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 593
batimentos cardíacos ou o peristaltismo do intestino, dependem da musculatura 
cardíaca e da musculatura lisa, respectivamente, as quais são formadas a partir 
de células musculares que diferem em relação à estrutura quando comparadas 
à musculatura esquelética, mas que também utilizam a actina e a miosina em 
mecanismos similares de contração. Apesar de as células musculares serem al-
tamente especializadas, diversos movimentos celulares – da locomoção de célu-
las como um todo até a movimentação de alguns componentes no interior das 
células – também dependem de interações entre a actina e a miosina. Grande 
parte de nosso conhecimento referente aos mecanismos do movimento celular 
é proveniente de estudos sobre a contração de células musculares. Nesta seção, 
discutimos como a actina e a miosina interagem para produzir essa contração.
A contração muscular depende da interação 
entre filamentos de actina e miosina
A miosina do músculo pertence à subfamília da miosina-II, na qual todos os 
membros são dímeros, com duas cabeças globulares ATPase em uma extremida-
de e uma cauda única supertorcida na outra (Figura 17-38A). Grupos de molécu-
las de miosina-II se ligam uns aos outros por meio das suas caudas supertorcidas 
formando um filamento de miosina bipolar a partir do qual emergem as cabe-
ças (Figura 17-38B).
O filamento de miosina é como uma flecha com duas pontas, onde os dois 
conjuntos de cabeças da miosina estão posicionados em sentidos opostos, a 
partir do centro da flecha. Um conjunto liga-se a filamentos de actina sob uma 
orientação e move os filamentos para um lado; o outro conjunto liga-se a outros 
filamentos de actina na orientação oposta e, como consequência, move os fila-
mentos na direção oposta. Como resultado, um filamento de miosina desliza os 
conjuntos de filamentos de actina opostamente orientados uns sobre os outros 
(Figura 17-39). Podemos então compreender como os filamentos de actina e os 
filamentos de miosina, conjuntamente organizados em um feixe, fazem esse fei-
xe ser capaz de gerar uma grande força de contração. Tal fenômeno é mais ni-
tidamente observado na contração muscular, mas ele também ocorre nos feixes 
contráteis de filamentos de actina, que são bem menores, e nos filamentos de 
miosina II (ver Figura 17-28B) que se associam transitoriamente em células não 
musculares e no anel contrátil, fazendo uma célula se dividir em duas ao contrair-
-se e puxar a membrana plasmática para o interior (ver Figura 17-28D).
Filamento de miosina-II
1 μm
(A)
Cabeça Cauda
Molécula de miosina-II
150 nm
Porção lisa Cabeças de miosina(B)
QUESTÃO 17-8
Se tanto os filamentos de actina 
quanto os filamentos de miosina do 
músculo são constituídos a partir de 
subunidades unidas entre elas por li-
gações não covalentes fracas, como 
é possível que um ser humano seja 
capaz de erguer objetos pesados?
Figura 17-38 Moléculas de miosina-II 
podem associar-se umas com as outras 
para a formação de filamentos de miosina. 
(A) Uma molécula de miosina-II contém 
duas cadeias pesadas idênticas, cada uma 
com uma cabeça globular e uma cauda 
estendida. (Além disso, ela contém duas 
cadeias leves ligadas a cada uma das ca-
beças, mas estas não estão representadas 
aqui.) As caudas das duas cadeias pesadas 
produzem uma cauda única supertorcida. 
(B) As caudas supertorcidas das moléculas 
de miosina-II associam-se para formar um 
filamento de miosina bipolar, no qual as 
cabeças projetam-se da região central em 
sentidos opostos. A porção lisa na região 
central dos filamentos é composta unica-
mente pelas caudas.
Figura 17-39 Um pequeno filamento bi-
polar de miosina-II pode deslizar dois fi-
lamentos de actina de orientação oposta 
mútua. Este movimento de deslizamento 
medeia a contração dos filamentos de acti-
na e miosina-II tanto em células musculares 
quanto em células não musculares. Como 
acontece com a miosina-I, as cabeças de 
miosina-II caminham em direção à extremi-
dade mais (+) do filamento de actina com o 
qual interagem.
+
+
Membrana plasmática
Miosina-II
–
–
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594 Fundamentos da Biologia Celular
Filamentos de actina deslizam sobre filamentos 
de miosina durante a contração muscular
As fibras musculares esqueléticas são enormes célulasmultinucleadas individuais 
formadas pela fusão de muitas pequenas células individuais. Os núcleos das cé-
lulas que contribuíram para sua formação permanecem retidos na fibra muscular 
e se posicionam exatamente abaixo da membrana plasmática. A maior parte do 
citoplasma é composta de miofibrilas, os elementos contráteis da célula muscu-
lar. Essas estruturas cilíndricas possuem um diâmetro de 1 a 2 μm e podem ser 
tão longas quanto a própria célula muscular (Figura 17-40A).
Uma miofibrila consiste em uma cadeia de minúsculas unidades contrá-
teis idênticas, ou sarcômeros. Cada sarcômero possui em torno de 2,5 μm de 
comprimento, e o padrão relativo à repetição de sarcômeros dá à miofibrila de 
vertebrados sua aparência listrada (Figura 17-40B). Os sarcômeros são arranjos 
altamente organizados de dois tipos de filamentos – filamentos de actina e fila-
mentos de miosina compostos de uma forma músculo-específica de miosina-II. 
Os filamentos de miosina ( filamentos espessos) se posicionam na região central 
do sarcômero, ao passo que os filamentos de actina, mais finos ( filamentos del-
gados), estendem-se para o interior a partir de cada uma das extremidades do 
sarcômero, onde estão ancorados pelas suas extremidades mais (+) a uma estru-
tura denominada disco Z. As extremidades menos (-) dos filamentos de actina se 
sobrepõem às extremidades dos filamentos de miosina (Figura 17-41).
(A) (B)
Sarcômero
Núcleo Miofibrila
Sarcômero
Miofibrila
(A)
(B)
Filamento espesso (miosina-II)
Filamento delgado (actina)
Disco Z Disco Z
Disco Z
M
io
fi
b
ri
la
s
Sarcômero ~2,2 μm
Região de
sobreposição
Figura 17-40 Uma célula muscular esquelética está preenchida 
com miofibrilas. (A) Em um humano adulto, estas grandes células 
multinucleadas (também denominadas fibras musculares) possuem 
em geral 50 μm de diâmetro e podem apresentar um comprimen-
to de vários centímetros. Elas contêm numerosas miofibrilas, nas 
quais os filamentos de actina e os filamentos de miosina-II estão 
dispostos em uma estrutura altamente organizada, dando a cada 
miofibrila – e a cada célula muscular esquelética – uma aparência 
estriada ou listrada; por essa razão, o músculo esquelético é tam-
bém chamado de músculo estriado. (B) Micrografia eletrônica de 
baixa magnitude de uma secção longitudinal de uma célula de 
músculo esquelético de coelho, mostrando que cada miofibrila 
consiste em uma sequência repetitiva de sarcômeros, as unidades 
contráteis das miofibrilas. (B, cortesia de Roger Craig.)
Figura 17-41 Os sarcômeros são as unidades contráteis do músculo. 
(A) Detalhe da micrografia eletrônica da Figura 17-40 mostrando duas miofi-
brilas; o comprimento de um sarcômero e a região de sobreposição entre os 
filamentos de actina e miosina estão indicados. (B) Diagrama esquemático de 
um sarcômero isolado mostrando a origem das bandas claras e escuras vistas 
no microscópio. Discos Z em cada extremidade do sarcômero atuam como 
pontos de fixação para as extremidades mais (+) dos filamentos de actina. 
Os filamentos espessos localizados centralmente (verde) são compostos por 
muitas moléculas de miosina-II. A linha vertical fina, que ocorre de cima para 
baixo no centro do feixe de filamentos espessos em (A), corresponde às re-
giões lisas dos filamentos de miosina, como pode ser visto na Figura 17-38B. 
(A, cortesia de Roger Craig.)
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 595
A contração de uma célula muscular é causada por um encurtamento si-
multâneo de todos os sarcômeros da célula, provocado pelo deslizamento dos 
filamentos de actina em relação aos filamentos de miosina, sem que haja alte-
ração no comprimento de qualquer um dos tipos de filamentos (Figura 17-42). 
O movimento de deslizamento é gerado pelas cabeças da miosina que se proje-
tam lateralmente a partir do filamento de miosina e interagem com os filamentos 
adjacentes de actina (ver Figura 17-39). Quando um músculo é estimulado para 
a contração, as cabeças de miosina começam uma caminhada ao longo do fila-
mento de actina por meio de ciclos repetidos de ligação e liberação. Durante cada 
ciclo, uma cabeça de miosina liga e hidrolisa uma molécula de ATP. Isso provoca 
uma série de alterações conformacionais que movem a ponta da cabeça cerca de 
5 nm ao longo do filamento de actina em direção à extremidade mais (+). Esse 
movimento, repetido a cada ciclo de hidrólise de ATP, impulsiona a molécula de 
miosina unidirecionalmente sobre o filamento de actina (Figura 17-43). Assim, 
as cabeças de miosina tensionam o filamento de actina, fazendo-o deslizar ao 
longo do filamento de miosina. A ação conjunta de muitas cabeças de miosina 
tensionando os filamentos de actina e de miosina uns contra os outros leva à 
contração do sarcômero. Após a completa contração, todas as cabeças de mio-
sina perdem contato com o filamento de actina, e o músculo sofre relaxamento.
Cada filamento de miosina possui cerca de 300 cabeças de miosina. Cada 
cabeça de miosina pode ligar-se e desconectar-se da actina aproximadamente 
cinco vezes por segundo, permitindo que os filamentos de actina e de miosina 
sofram um deslizamento a uma velocidade de até 15 μm por segundo. Essa ve-
locidade é suficiente para levar um sarcômero de um estado de total extensão 
(3 μm) a um estado de contração total (2 μm) em menos de um décimo de segun-
do. Todos os sarcômeros de um músculo são acoplados juntos e são disparados 
de maneira simultânea pelo sistema de sinalização que descrevemos a seguir, de 
modo que o músculo como um todo se contrai quase instantaneamente.
A contração muscular é induzida por um 
aumento súbito de Ca2+ citosólico
A interação molecular geradora de força que ocorre entre os filamentos de actina 
e miosina só é desencadeada quando a musculatura esquelética recebe um sinal 
proveniente de um nervo motor. O neurotransmissor liberado pela terminação 
nervosa induz um potencial de ação (discutido no Capítulo 12) na membrana 
plasmática da célula muscular. Essa excitação elétrica se espalha em questão 
Filamento de miosina Filamento de actina
Disco ZDisco Z
Sarcômero
CONTRAÇÃO RELAXAMENTO(A)
(B)
Figura 17-42 Os músculos se contraem 
por um mecanismo de deslizamento de 
filamentos. (A) Os filamentos de miosina 
e actina de um sarcômero se sobrepõem 
com a mesma polaridade relativa em 
ambos os lados de uma linha mediana. 
Lembre-se de que os filamentos de actina 
estão ancorados por suas extremidades 
mais (+) ao disco Z e os filamentos de mio-
sina são bipolares. (B) Durante a contração, 
os filamentos de actina e miosina deslizam 
uns sobre os outros sem que eles próprios 
sofram encurtamento. O movimento de 
deslizamento é conduzido pela caminhada 
das cabeças de miosina rumo à extremida-
de mais (+) dos filamentos de actina adja-
centes (Animação 17.9).
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596 Fundamentos da Biologia Celular
de milissegundos por uma série de tubos de membrana, denominados túbulos 
transversos (ou túbulos T), que se estendem para a região mais interna, a partir 
da membrana plasmática, em torno de cada miofibrila. A seguir, o sinal elétrico 
é enviado para o retículo sarcoplasmático – uma camada adjacente de vesículas 
achatadas e interconectadas que envolvem cada miofibrila como se fossem uma 
grande meia tipo arrastão (Figura 17-44).
O retículo sarcoplasmático é uma região especializada do retículo endoplas-
mático nas células musculares. Ele contém uma concentração extremamente 
alta de Ca2+, e, em resposta à excitação elétrica recebida, uma quantidade signifi-
Extremidade
mais (+)
Extremidade
menos (-)
Extremidade
mais (+)
Extremidade menos (-)
Filamento de actina
Cabeça de miosina
Filamento
espesso de miosina
HIDRÓLISE DE ATP
MOVIMENTO DE POTÊNCIA
CONECTADA No começo do ciclo apresentado nesta 
figura, uma cabeça de miosina sem ligação a ATP ou ADP 
está firmemente presa a um filamento de actinaem uma 
configuração de rigor (assim denominada por ser 
responsável pelo rigor mortis, a rigidez cadavérica). Em 
um músculo em contração ativa, esse estado é de duração 
extremamente curta, sendo rapidamente terminado pela 
ligação de uma molécula de ATP à cabeça de miosina.
LIBERADA Uma molécula de ATP se liga a uma grande 
fenda existente na “parte posterior” da cabeça da 
miosina (i.e., no lado mais distante do filamento de 
actina) e imediatamente provoca uma leve modificação 
na conformação dos domínios que compõem o sítio de 
ligação à actina, o que reduz a afinidade da cabeça pela 
actina e permite seu deslizamento sobre o filamento. 
(O espaço representado no desenho entre a cabeça e a 
actina enfatiza tal mudança, embora seja provável que, 
na realidade, a cabeça permaneça muito mais próxima à 
actina.)
ENGATILHADA A fenda se fecha, como as valvas de 
uma concha, sobre a molécula de ATP, desencadeando 
uma grande mudança conformacional que, por sua vez, 
faz a cabeça se deslocar sobre o filamento de actina por 
uma distância de aproximadamente 5 nm. Ocorre 
hidrólise de ATP, mas o ADP e o fosfato inorgânico (Pi) 
produzidos permanecem firmemente ligados à cabeça de 
miosina.
GERADORA DE FORÇA Uma ligação fraca da cabeça de 
miosina a um novo sítio do filamento de actina provoca a 
liberação do fosfato inorgânico produzido pela hidrólise 
de ATP, concomitante à forte ligação da cabeça com a 
actina. Essa liberação desencadeia o movimento de 
potência – a modificação conformacional geradora de 
força durante a qual a cabeça retorna à sua conformação 
original. Durante o movimento de potência, a cabeça 
perde o ADP ligado, retornando, portanto, ao ponto de 
início de um novo ciclo. 
CONECTADA Ao final de um ciclo, a cabeça de miosina 
está mais uma vez firmemente presa ao filamento de 
actina em uma configuração de rigor. Observe que a 
cabeça se deslocou para uma nova posição sobre o 
filamento de actina, que deslizou para a esquerda ao 
longo do filamento de miosina.
ATP
ATP
ADP
ADP
ADP
Pi
Pi
Figura 17-43 A cabeça de uma molécula de miosina-II caminha ao longo de um filamento de actina por meio de um ciclo 
de mudanças conformacionais dependentes de ATP. Dois monômeros de actina estão destacados para melhor visualização do 
movimento do filamento de actina. A Animação 17.10 mostra a actina e a miosina em ação. (Baseada em I. Rayment et al., Science 
261:50–58, 1993.Com permissão de AAAS.)
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 597
cativa desse Ca2+ é liberada no interior do citosol por um conjunto especializado 
de canais iônicos que se abrem na membrana do retículo sarcoplasmático em 
razão da alteração de voltagem na membrana plasmática e nos túbulos T (Figu-
ra 17-45). Como discutido no Capítulo 16, o Ca2+ é amplamente utilizado como 
um pequeno sinal intracelular para transmitir uma mensagem proveniente do 
exterior para o interior das células. No músculo, o aumento na concentração de 
Ca2+ citosólico ativa um interruptor molecular constituído por proteínas aces-
sórias especializadas intimamente associadas aos filamentos de actina (Figura 
17-46A). Uma dessas proteínas é a tropomiosina, uma molécula rígida, em forma 
de haste, que se liga na fenda da hélice de actina, impedindo que as cabeças de 
miosina se associem ao filamento de actina. Outra, a troponina, é um complexo 
proteico que inclui uma proteína sensível ao Ca2+ que está associada à extremi-
dade de uma molécula de tropomiosina. Quando a concentração de Ca2+ se eleva 
no citosol, o Ca2+ se liga à troponina, induzindo uma alteração conformacional no 
complexo da troponina. Essa alteração, por sua vez, causa uma leve modificação 
das posições das moléculas de tropomiosina, permitindo que as cabeças da mio-
sina se liguem aos filamentos de actina, iniciando a contração (Figura 17-46B).
Visto que o sinal proveniente da membrana plasmática é transmitido em 
milissegundos (via túbulos transversos e retículo sarcoplasmático) para cada um 
dos sarcômeros da célula, todas as miofibrilas dessa célula sofrerão contração 
simultaneamente. O aumento de Ca2+ no citosol é transitório, porque, quando 
o sinal do nervo é interrompido, o Ca2+ é rapidamente bombeado de volta para 
35 nm
Ca2+ CONTRAÇÃO DA
MIOFIBRILA
Canal de liberação de Ca2+
Canal de Ca2+ controlado por voltagem
Membrana do túbulo T inativa
Membrana do retículo
sarcoplasmático
CITOSOL
LÚMEN DO TÚBULO T
(ESPAÇO EXTRACELULAR)
LÚMEN DO RETÍCULO
SARCOPLASMÁTICO
Membrana do túbulo T ativada
POTENCIAL
DE AÇÃO
QUESTÃO 17-9
Compare a estrutura de filamentos 
intermediários com a de filamentos 
de miosina-II das células musculares 
esqueléticas. Quais são suas princi-
pais semelhanças? Quais são suas 
principais diferenças? Como essas 
diferenças estruturais se relacionam 
às suas funções?
Figura 17-45 A contração 
do músculo esquelético é de-
sencadeada pela liberação de 
Ca2+ do retículo sarcoplasmá-
tico no citosol. Este diagrama 
esquemático ilustra como se 
acredita que um canal de libe-
ração de Ca2+ na membrana do 
retículo sarcoplasmático seja 
aberto pela ativação de um canal 
de Ca2+ controlado por volta-
gem presente na membrana do 
túbulo T.
Figura 17-44 Os túbulos T e o retículo 
sarcoplasmático envolvem cada miofibri-
la. (A) Representação dos dois sistemas 
de membrana que transmitem o sinal de 
contração da membrana plasmática da 
célula muscular para todas as miofibrilas da 
célula muscular. (B) Micrografia eletrônica 
mostrando uma secção transversal de dois 
túbulos T e dos compartimentos do retículo 
sarcoplasmático adjacente. (B, cortesia de 
Clara Franzini-Armstrong.)
(B)
0,5 μm
Membrana plasmática
Miofibrila
Túbulos
transversos (T)
formados a partir de
invaginações da membrana
plasmática
Retículo
sarcoplasmático
(A)
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598 Fundamentos da Biologia Celular
o retículo sarcoplasmático por bombas de Ca2+, abundantes na sua membrana 
(discutido no Capítulo 12). Assim que a concentração de Ca2+ retorna ao nível de 
repouso, as moléculas de troponina e de tropomiosina retornam às suas posições 
originais. Essa reconfiguração novamente bloqueia a ligação da miosina aos fila-
mentos de actina, provocando, portanto, o fim da contração.
Tipos distintos de células musculares 
desempenham funções diferentes
É provável que a maquinaria contrátil altamente especializada das células mus-
culares tenha evoluído a partir dos feixes contráteis de filamentos de actina e 
miosina, bem mais simples, encontrados em todas as células eucarióticas. A mio-
sina-II de células não musculares também é ativada por um aumento do Ca2+ cito-
sólico, mas o mecanismo de ativação é diferente daquele que atua na miosina-II 
músculo-específica. Um aumento de Ca2+ induz a fosforilação da miosina-II não 
muscular, o que altera a conformação da miosina, permitindo que ela interaja com 
a actina. Um mecanismo de ativação semelhante opera no músculo liso presente 
nas paredes do estômago, intestino, útero e artérias, e em outras estruturas que 
realizam contrações involuntárias lentas e continuadas. Esse modo de ativação 
da miosina é relativamente lento, pois é necessário certo tempo para que molécu-
las de enzima se difundam para as cabeças da miosina e realizem a fosforilação e 
a subsequente desfosforilação. No entanto, tal mecanismo tem a vantagem de, ao 
contrário do mecanismo utilizado pelas células do músculo esquelético, poder ser 
ativado por uma ampla gama de sinais extracelulares. Assim, na musculatura lisa, 
por exemplo, uma contração pode ser desencadeada por adrenalina, serotonina, 
prostaglandinas e diversas outras moléculas de sinalização.
Além das musculaturas esquelética e lisa, existem outras formas de muscula-
tura, cada uma desempenhando uma função mecânica específica. A musculatura 
do coração – ou cardíaca –, por exemplo, controla a circulação do sangue. Oco-
ração se contrai de forma autônoma durante toda a vida do organismo – ou seja, 
cerca de 3 bilhões (3 × 109) de vezes em uma vida humana média. Mesmo anorma-
lidades sutis na actina ou na miosina do músculo cardíaco podem levar a doenças 
graves. Por exemplo, mutações nos genes que codificam a miosina-II cardíaca ou 
outras proteínas do sarcômero causam miocardiopatia hipertrófica familiar, uma 
doença hereditária responsável pela morte súbita em atletas jovens.
A contração das células musculares constitui uma função especializada dos 
componentes básicos do citoesqueleto eucariótico. No próximo capítulo, discu-
timos os papéis cruciais do citoesqueleto naquele que talvez seja considerado o 
mais fundamental de todos os movimentos celulares: a segregação dos cromos-
somos recém-duplicados e a formação das duas células-filhas durante o proces-
so de divisão celular.
QUESTÃO 17-10
 A. Observe que na Figura 17-46 as 
moléculas de troponina estão re-
gularmente espaçadas ao longo 
de um filamento de actina, sendo 
uma molécula de troponina en-
contrada a cada sete moléculas 
de actina. Como as moléculas de 
troponina podem ser posiciona-
das de forma tão regular? O que 
isso nos ensina sobre a ligação 
da troponina aos filamentos de 
actina?
 B. O que aconteceria se você mis-
turasse filamentos de actina com 
(i) troponina isolada, (ii) tropo-
miosina isolada ou (iii) troponina 
mais tropomiosina, e a seguir 
adicionasse miosina? Os efeitos 
observados seriam dependentes 
de Ca2+?
10 nm
Actina
Complexo da
troponina
I C T
Tropomiosina
Tropomiosina bloqueando 
o sítio de ligação à miosina
Monômero
de actina + Ca2+
_ Ca2+
Sítio de ligação à miosina exposto 
pelo movimento da tropomiosina 
mediado pelo Ca2+, dependente 
do complexo da troponina
(A) (B)
Figura 17-46 A contração do músculo esquelético é controlada pelos complexos da tropomiosina e da troponina. 
(A) Um filamento de actina, no músculo, ilustrando as posições dos complexos da tropomiosina e da troponina ao longo do 
filamento. Cada molécula de tropomiosina possui sete regiões uniformemente espaçadas de sequências similares de aminoá-
cidos, cada uma das quais potencialmente capaz de se ligar a um monômero de actina no filamento. (B) Quando Ca2+ se liga a 
um complexo de troponina, o complexo move a tropomiosina, que na forma anterior bloqueava a interação da actina com as 
cabeças de miosina. Aqui, o filamento de actina de (A) é ilustrado em corte.
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 599
CONCEITOS ESSENCIAIS
• O citoplasma de uma célula eucariótica é sustentado e organizado pelo ci-
toesqueleto composto por filamentos intermediários, microtúbulos e fila-
mentos de actina.
• Filamentos intermediários são polímeros estáveis, semelhantes a cordas, 
construídos a partir de subunidades proteicas fibrosas, que dão resistência 
mecânica às células. Alguns filamentos intermediários formam a lâmina 
nuclear que sustenta e fortalece o envelope nuclear; outros estão distribuí-
dos por todo o citoplasma.
• Os microtúbulos são tubos rígidos e ocos, formados por dímeros de tubuli-
na globular. Eles são estruturas polarizadas que contêm uma extremidade 
menos (-) de crescimento mais lento e uma extremidade mais (+) de cresci-
mento rápido.
• Os microtúbulos crescem a partir de centros organizadores, como o cen-
trossomo, no qual as extremidades menos (-) permanecem inseridas.
• Vários microtúbulos exibem instabilidade dinâmica, alternando rapidamen-
te entre crescimento e encurtamento. O encurtamento é promovido pela 
hidrólise do GTP que está fortemente ligado aos dímeros de tubulina, redu-
zindo a afinidade dos dímeros com seus vizinhos, e promovendo, portanto, 
a dissociação dos microtúbulos.
• Os microtúbulos podem ser estabilizados por proteínas localizadas que 
capturam as extremidades mais (+), contribuindo assim para posicionar os 
microtúbulos, vinculando-os a funções específicas.
• As cinesinas e as dineínas são proteínas motoras associadas ao microtú-
bulo que usam a energia da hidrólise de ATP para se movimentarem uni-
direcionalmente ao longo dos microtúbulos. Elas transportam organelas 
específicas, vesículas e outros tipos de carga para localizações específicas 
na célula.
• Os cílios e os flagelos de eucariotos contêm um feixe de microtúbulos está-
veis. Seu batimento ritmado é causado pela flexão dos microtúbulos, sendo 
tal flexão dirigida pela proteína motora dineína ciliar.
• Os filamentos de actina são polímeros helicoidais de monômeros de actina 
globular. Eles são mais flexíveis do que os microtúbulos e frequentemente 
são encontrados em feixes ou redes.
• Como os microtúbulos, os filamentos de actina também são polarizados, 
com uma extremidade mais (+) de crescimento rápido e uma extremidade 
menos (-) de crescimento lento. A sua associação e dissociação é contro-
lada pela hidrólise do ATP fortemente ligado a cada um dos monômeros de 
actina e por diversas proteínas de ligação à actina.
• Os diversos arranjos e funções dos filamentos de actina nas células resul-
tam da diversidade de proteínas de ligação à actina, as quais podem con-
trolar a polimerização da actina, interligar os filamentos de actina em redes 
frouxas ou feixes rígidos, conectar os filamentos de actina a membranas, ou 
mover dois filamentos adjacentes um em relação ao outro.
• Uma rede concentrada de filamentos de actina subjacente à membrana 
plasmática forma a principal parte do córtex celular, o qual é responsável 
pela definição da forma e do movimento da superfície da célula, incluindo 
os movimentos necessários para que uma célula deslize sobre uma super-
fície.
• As miosinas são proteínas motoras que utilizam a energia da hidrólise de 
ATP para se mover ao longo dos filamentos de actina. Em células não mus-
culares, a miosina-I pode transportar organelas ou vesículas ao longo das 
trilhas de filamentos de actina, e a miosina-II pode fazer os filamentos de 
actina adjacentes deslizarem uns sobre os outros nos feixes contráteis.
• Em células do músculo esquelético, arranjos repetidos e sobrepostos de 
filamentos de actina e miosina-II formam miofibrilas altamente ordenadas, 
que contraem quando esses filamentos deslizam uns sobre os outros.
• A contração muscular é iniciada por um súbito aumento de Ca2+ citosólico, 
que sinaliza para as miofibrilas via proteínas de ligação ao Ca2+ associadas 
aos filamentos de actina.
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600 Fundamentos da Biologia Celular
TERMOS-CHAVE
centrossomo
centríolo
cinesina
citoesqueleto
cílio
córtex celular
dineína
família proteica Rho
filamento de actina
filamento de miosina
filamento de queratina
filamento intermediário
filopódio
flagelo
instabilidade dinâmica
lamelipódio
lâmina nuclear
microtúbulo
miofibrila
miosina
polaridade
proteína associada ao microtúbulo
proteína de ligação à actina
proteína motora
sarcômero
tubulina
TESTE SEU CONHECIMENTO
QUESTÃO 17-11
Quais das seguintes afirmativas estão corretas? Explique sua 
resposta.
 A. As cinesinas movimentam membranas do retículo endo-
plasmático ao longo dos microtúbulos de tal maneira que 
uma rede de túbulos do RE é estendida por toda a célula.
 B. Sem actina, as células podem formar um fuso mitótico 
funcional e separar seus cromossomos, mas não podem 
sofrer divisão.
 C. Lamelipódios e filopódios são “órgãos sensoriais” que 
uma célula estende com o objetivo de localizar pontos 
de ancoragem no substrato sobre o qual a célula está se 
movendo.
 D. O GTP é hidrolisado pela tubulina para provocar a flexão 
dos flagelos.
 E. As células que têm uma rede de filamentos intermediá-
rios que não pode sofrer despolimerização irão morrer.
 F. As extremidades mais (+) dos microtúbulos crescem mais 
rapidamente, pois possuem uma capa de GTP maior.
 G. Os túbulos transversos em células musculares são uma 
extensão da membrana plasmática, com a qual eles apre-
sentamcontinuidade, e, de modo semelhante, o retículo 
sarcoplasmático é uma extensão do retículo endoplas-
mático.
 H. A ativação do movimento da miosina sobre os filamentos 
de actina é mediada pela fosforilação da troponina em 
algumas situações e pela ligação de Ca2+ à troponina em 
outras.
QUESTÃO 17-12
O tempo médio necessário para uma molécula ou uma orga-
nela se difundir a uma distância x em cm é dado pela fórmula
t = x2/2D
onde t equivale ao tempo em segundos, e D é uma constante 
denominada coeficiente de difusão para a molécula ou partí-
cula. Usando a fórmula anterior, calcule o tempo necessário 
para que uma molécula pequena, uma proteína e uma vesícula 
de membrana se difundam de um lado para o extremo oposto 
de uma célula que apresenta 10 μm de diâmetro. Os coefi-
cientes de difusão típicos, em unidades de cm2/s, são, para 
uma molécula pequena, 5 × 10–6; para uma molécula proteica, 
5 × 10–7; e para uma vesícula, 5 × 10–8. Quanto tempo será 
necessário para que a vesícula de membrana consiga chegar à 
extremidade de um axônio de 10 cm de comprimento se mo-
vendo por difusão livre? Quanto tempo será necessário caso 
ela seja transportada sobre microtúbulos a uma velocidade de 
1 μm/segundo?
QUESTÃO 17-13
Por que as células eucarióticas, e especialmente as células 
animais, possuem citoesqueletos tão grandes e complexos? 
Relacione as diferenças entre células animais e células bacte-
rianas devidas ao citoesqueleto eucariótico.
QUESTÃO 17-14
Examine a estrutura de um filamento intermediário apresen-
tada na Figura 17-4. O filamento apresenta uma polaridade 
característica, ou seja, podemos distinguir uma extremidade 
da outra em função de alguma característica química ou outra 
qualquer? Justifique sua resposta.
QUESTÃO 17-15
Não existem proteínas motoras conhecidas que se movam ao 
longo dos filamentos intermediários. Sugira uma explicação 
para isso.
QUESTÃO 17-16
Quando uma célula entra em mitose, seu arranjo preexistente 
de microtúbulos citoplasmáticos deve ser rapidamente disso-
ciado e substituído pelo fuso mitótico que se forma para se-
parar os cromossomos entre as duas células-filhas. A enzima 
catanina, que recebeu seu nome em homenagem às espadas 
dos samurais japoneses, é ativada no início da mitose e frag-
menta os microtúbulos em pequenos pedaços. Após terem 
sido gerados pela catanina, o que acontece aos fragmentos 
de microtúbulos? Justifique sua resposta.
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Capítulo 17 • O citoesqueleto 601
QUESTÃO 17-17
O fármaco paclitaxel, extraído da casca de uma conífera, apre-
senta efeito oposto ao do fármaco colchicina, um alcaloide 
extraído do açafrão-do-prado. O paclitaxel se liga fortemente 
aos microtúbulos e os estabiliza; quando adicionado a células, 
ele faz grande parte da tubulina livre se associar formando 
microtúbulos. Já a colchicina impede a formação de micro-
túbulos. O paclitaxel é tão prejudicial às células em divisão 
quanto a colchicina, e ambos são utilizados como fármacos 
anticancerígenos. Com base em seu conhecimento a respeito 
da dinâmica dos microtúbulos, como você explica que ambos 
os fármacos sejam tóxicos para as células em divisão apesar 
de exercerem ações opostas?
QUESTÃO 17-18
Uma técnica bastante útil para o estudo de motores de micro-
túbulos é conectá-los pelas suas caudas a lamínulas de vidro 
(o que pode ser realizado de forma bastante simples, pois as 
caudas apresentam grande avidez por uma superfície de vidro 
limpa) e, a seguir, permitir que os microtúbulos se assentem 
sobre elas. Os microtúbulos podem então ser observados sob 
microscopia óptica, conforme são propelidos sobre a superfí-
cie da lamínula, movidos pelas cabeças das proteínas motoras. 
Considerando que as proteínas motoras se ligam sob orienta-
ção aleatória à lamínula, como elas podem gerar o movimento 
coordenado de microtúbulos isolados, em vez de dar início a 
um cabo de guerra? Em que direção os microtúbulos migrarão 
sobre uma “cama” de moléculas de cinesina (i.e., os microtúbu-
los se moverão primeiro para a extremidade mais [+] ou para a 
extremidade menos [-])?
QUESTÃO 17-19
Na Figura Q17-19, pode ser observado um típico gráfico de 
tempo de polimerização e formação de microtúbulos a partir 
de tubulina purificada.
 A. Explique as diferentes partes da curva (indicadas como 
A, B e C). Desenhe um diagrama que ilustre o comporta-
mento das moléculas de tubulina em cada uma das três 
fases.
 B. O que aconteceria com a curva da figura se fossem adi-
cionados centrossomos à reação?
Po
rc
en
ta
g
em
 d
e 
m
o
lé
cu
la
s 
d
e
tu
b
u
lin
a 
n
o
s 
m
ic
ro
tú
b
u
lo
s
A
B
C
Tempo a 37°C
Figura Q17-19
QUESTÃO 17-20
As micrografias eletrônicas mostradas na  Figura Q17-
-20A foram obtidas de uma população de microtúbulos que 
estavam em rápido crescimento. A Figura Q17-20B foi ob-
tida de microtúbulos que estavam sofrendo encurtamento 
“catastrófico”. Comente todas as diferenças existentes entre 
as imagens A e B e sugira explicações possíveis para as dife-
renças observadas.
(A) (B)
(M
ic
ro
g
ra
fi
as
 c
o
rt
es
ia
 d
e 
Ev
a 
M
an
d
el
ko
w
.)
Figura Q17-20
QUESTÃO 17-21
A locomoção de fibroblastos em cultura é impedida imedia-
tamente pela adição de citocalasina, ao passo que a adição 
de colchicina faz os fibroblastos pararem de se movimentar 
de forma direcionada e começarem a estender lamelipódios 
de modo aparentemente aleatório. A injeção de fibroblas-
tos com anticorpos antivimentina não resulta em efeitos 
discerníveis relativos à sua capacidade de migração. O que 
os dados lhe sugerem em relação ao envolvimento dos três 
filamentos citoesqueléticos diferentes na locomoção de fi-
broblastos?
QUESTÃO 17-22
Complete a afirmação a seguir de forma exata, explicando 
a razão de haver escolhido ou refutado cada um dos quatro 
complementos (mais de um pode estar correto). A função do 
cálcio na contração muscular é:
 A. Desligar as cabeças de miosina do filamento de actina.
 B. Transmitir o potencial de ação da membrana plasmática 
para a maquinaria contrátil.
 C. Ligar-se à troponina, fazendo-a mover a tropomiosina e, 
consequentemente, expor os filamentos de actina para 
as cabeças de miosina.
 D. Manter a estrutura do filamento de miosina.
QUESTÃO 17-23
Qual das seguintes alterações ocorre na contração do múscu-
lo esquelético?
 A. Os discos Z se distanciam.
 B. Há contração dos filamentos de actina.
 C. Há contração dos filamentos de miosina.
 D. Há encurtamento dos sarcômeros.
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“Onde surge uma célula, existia uma célula anteriormente, assim como os ani-
mais só podem surgir de animais, e as plantas, de plantas”. Essa afirmação 
que aparece em um livro escrito pelo patologista alemão Rudolf Virchow em 
1858 carrega consigo uma mensagem profunda para a continuidade da vida. 
Se cada célula se origina a partir de uma célula anterior, todos os organismos 
vivos – desde bactérias unicelulares a mamíferos multicelulares – são produtos 
de repetidos ciclos de crescimento e divisão celular que ocorrem desde o início 
da vida há mais de 3 bilhões de anos.
Uma célula se reproduz realizando uma sequência ordenada de eventos nos 
quais ela duplica seu conteúdo e então se divide em duas. Esse ciclo de dupli-
cação e divisão, conhecido como ciclo celular, é o principal mecanismo pelo 
qual todos os seres vivos se reproduzem. Os detalhes do ciclo celular variam de 
organismo para organismo e ocorrem em diferentes momentos na vida de um 
determinado organismo. Nos organismos unicelulares, como bactérias e levedu-
ras, cada divisão celular produz um organismo novo completo, ao passo que vá-
rios ciclos de divisão celular são necessários para produzir um novo organismo 
multicelular a partir de um óvulo fertilizado.Entretanto, certas características 
do ciclo celular são universais, uma vez que permitem que cada célula realize a 
tarefa fundamental de copiar e passar sua informação genética para a próxima 
geração de células.
Para explicar como as células se reproduzem, devemos considerar três 
questões principais: (1) Como as células duplicam seu conteúdo – incluindo os 
cromossomos, que carregam a informação genética? (2) Como elas repartem o 
conteúdo duplicado e se separam em duas? (3) Como elas coordenam todas as 
etapas e a maquinaria necessária para esses dois processos? O primeiro proble-
ma é discutido em outros capítulos deste livro: no Capítulo 6, discutimos como 
o DNA é replicado, e nos Capítulos 7, 11, 15 e 17, descrevemos como a célula 
eucariótica produz outros componentes, como as proteínas, as membranas, as 
organelas e os filamentos do citoesqueleto. Neste capítulo, lidamos com a segun-
da e a terceira questões: como uma célula eucariótica distribui – ou segrega – seu 
conteúdo duplicado para produzir duas células-filhas geneticamente idênticas, e 
como ela coordena as várias etapas desse ciclo reprodutivo.
Começamos com uma visão geral sobre os eventos que ocorrem durante o 
ciclo celular típico. Então, descrevemos o complexo sistema de proteínas regu-
ladoras, chamado de sistema de controle do ciclo celular, que ordena e coordena 
esses eventos para assegurar que ocorram na sequência correta. Depois, dis-
cutimos em mais detalhes os principais estágios do ciclo celular, nos quais os 
cromossomos são duplicados e então segregados para as duas células-filhas. No 
final do capítulo, consideramos como os animais utilizam sinais extracelulares 
para controlar a sobrevivência, o crescimento e a divisão de suas células. Esses 
18
O ciclo de divisão celular
VISÃO GERAL DO CICLO 
CELULAR
O SISTEMA DE CONTROLE 
DO CICLO CELULAR
FASE G1
FASE S
FASE M
MITOSE
CITOCINESE
CONTROLE DO NÚMERO E 
DO TAMANHO DAS CÉLULAS
QUESTÃO 18-1
Considere a seguinte afirmação: 
“Todas as células de hoje se origi-
naram de uma série ininterrupta de 
divisões celulares, desde a primeira 
divisão celular”. Isso é rigorosamen-
te verdadeiro?
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604 Fundamentos da Biologia Celular
sistemas de sinalização permitem ao animal regular o tamanho e o número de 
suas células – e, por fim, o tamanho e a forma do próprio organismo.
VISÃO GERAL DO CICLO CELULAR
A função mais básica do ciclo celular é duplicar de maneira acurada a grande 
quantidade de DNA nos cromossomos e então segregar o DNA para as células-
-filhas geneticamente idênticas, de modo que cada célula receba uma cópia 
completa de todo o genoma (Figura 18-1). Na maioria dos casos, a célula tam-
bém duplica suas outras macromoléculas e organelas e duplica seu tamanho 
antes de se dividir; caso contrário, a cada vez que a célula se dividisse ela ficaria 
cada vez menor. Assim, para manter o seu tamanho, as células em divisão coor-
denam o seu crescimento com a sua divisão. Retornamos a esse tópico sobre o 
controle do tamanho celular adiante no capítulo; aqui, nosso enfoque é a divisão 
celular.
A duração do ciclo celular varia muito de um tipo de célula para outro. Em 
um embrião jovem de rã, as células se dividem a cada 30 minutos, enquanto um 
fibroblasto de mamífero em cultura se divide em torno de uma vez ao dia (Tabela 
18-1). Nesta seção, descrevemos brevemente a sequência de eventos que aconte-
cem em células de mamíferos em divisão bastante rápida (proliferação). Fazemos 
uma introdução ao sistema de controle do ciclo celular que assegura que os vá-
rios eventos do ciclo ocorram na sequência e no momento corretos.
O ciclo celular eucariótico normalmente inclui 
quatro fases
Visto sob um microscópio, os dois eventos mais marcantes no ciclo celular são 
quando o núcleo se divide, um processo chamado de mitose, e quando a célula se 
divide em duas, um processo chamado de citocinese. Esses dois processos juntos 
constituem a fase M do ciclo. Em uma célula de mamífero típica, toda a fase M 
dura cerca de uma hora, que é apenas uma pequena fração do tempo total do 
ciclo celular (ver Tabela 18-1).
O período entre uma fase M e a próxima fase é chamado de interfase. Sob o 
microscópio, parece, ilusoriamente, um intervalo sem ocorrências especiais du-
rante o qual a célula simplesmente aumenta em tamanho. Entretanto, a interfase 
é um momento muito atarefado para uma célula proliferativa e compreende as 
Figura 18-1 As células se reproduzem 
pela duplicação do seu conteúdo e pela 
divisão em duas, um processo chamado 
de ciclo celular. Para simplificar, usamos 
uma célula eucariótica hipotética – cada 
uma com apenas uma cópia de dois cro-
mossomos diferentes – para ilustrar como 
cada ciclo celular produz duas células-filhas 
geneticamente idênticas. Cada célula-filha 
pode se dividir mais uma vez ao passar por 
outro ciclo celular, e assim por diante, de 
geração em geração.
CRESCIMENTO CELULAR
E DUPLICAÇÃO
DOS CROMOSSOMOS
1
DIVISÃO
CELULAR
3
SEGREGAÇÃO
DOS CROMOSSOMOS
2
Células-filhas
CICLO
CELULAR
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 605
três fases restantes do ciclo celular. Durante a fase S (S = síntese), a célula replica 
seu DNA. A fase S é precedida e sucedida por duas fases de intervalo – G1 e G2 (do 
inglês gap) – durante as quais a célula continua a crescer (Figura 18-2). Durante 
as fases de intervalo, a célula monitora tanto seu estado interno como o meio 
externo. Esse monitoramento assegura que as condições estejam adequadas para 
reprodução e que os preparativos estejam completos antes de a célula se compro-
meter com a principal revolução da fase S (após G1) e a mitose (depois de G2). Em 
determinados pontos em G1 e G2, a célula decide se vai prosseguir para a próxima 
fase ou interromper o processo para permitir mais tempo para se preparar.
Durante toda a interfase, uma célula em geral continua a transcrever genes, 
sintetizar proteínas e aumentar a massa. Junto com a fase S, G1 e G2 fornecem o 
tempo necessário para a célula crescer e duplicar suas organelas citoplasmáti-
cas. Se a interfase durasse apenas o tempo suficiente para a replicação do DNA, a 
célula não teria tempo para duplicar sua massa antes de se dividir e consequen-
temente iria encolher a cada divisão celular. Em algumas circunstâncias espe-
ciais, é isso que ocorre. Por exemplo, em um embrião jovem de rã, as primeiras 
divisões celulares após a fertilização (chamadas de divisões por clivagem) servem 
para subdividir o óvulo gigante em várias células menores, o mais rapidamente 
possível (ver Tabela 18-1). Nesses ciclos celulares, as fases G1 e G2 são encurtadas 
drasticamente, e as células não crescem antes de se dividir.
G2
G1
Mitose
(divisão
nuclear) Citocinese
(divisão
citoplasmática)
FASE M
FASE G2
FASE G1FASE S
(replicação do DNA)
INTERFASE
S
M
Figura 18-2 O ciclo celular eucariótico costuma ocorrer em quatro fases. 
A célula cresce continuamente na interfase, que consiste em três fases: G1, S e G2. 
A replicação do DNA está limitada à fase S. G1 é o intervalo entre a fase M e a fase 
S, e G2 é o intervalo entre a fase S e a fase M. Durante a fase M, o núcleo se divide 
em um processo denominado mitose; então o citoplasma se divide, em um processo 
chamado de citocinese. Nesta figura – e em figuras subsequentes no capítulo –, os 
comprimentos das várias fases não estão desenhados em escala: a fase M, por exem-
plo, em geral é muito mais curta e G1 é muito mais longa do que o mostrado.
TABELA 18-1 Tempo de duração de ciclos celulares de alguns eucariotos
Tipo celular Duração do ciclo celular
Células jovens de embrião de rã 30 minutos
Células de leveduras 1,5 hora
Células epiteliais do intestino de mamíferos ~12 horas
Fibroblastos de mamíferos em cultura ~20 horas
Alberts_18.indd 605Alberts_18.indd 605 16/01/2017 11:29:3316/01/2017 11:29:33606 Fundamentos da Biologia Celular
Um sistema de controle do ciclo celular aciona 
os principais processos do ciclo celular
Para assegurar que replicarão todo o seu DNA e organelas e se dividirão de ma-
neira ordenada, as células eucarióticas possuem uma rede complexa de proteí-
nas reguladoras conhecidas como sistema de controle do ciclo celular. Esse siste-
ma garante que os eventos do ciclo celular – replicação do DNA, mitose e assim 
por diante – ocorram na sequência estabelecida e que cada processo tenha sido 
completado antes que o próximo se inicie. Para realizar isso, o próprio sistema 
de controle é regulado em determinados pontos críticos do ciclo mediante retro-
alimentação a partir dos processos que estão sendo realizados. Sem essa retro-
alimentação, uma interrupção ou um atraso em qualquer dos processos poderia 
ser desastroso. Todo o DNA nuclear, por exemplo, deve ser replicado antes que o 
núcleo comece a se dividir, ou seja, uma fase S completa deve preceder à fase M. 
Se a síntese de DNA é desacelerada ou interrompida, a mitose e a divisão celular 
também devem ser atrasadas. De maneira semelhante, se o DNA é danificado, o 
ciclo deve interromper em G1, S ou G2, de modo que a célula possa reparar o dano 
antes que a replicação do DNA tenha sido iniciada ou completada, ou antes que 
a célula entre na fase M. O sistema de controle do ciclo celular consegue tudo 
isso empregando mecanismos moleculares, muitas vezes chamados de pontos 
de verificação, para pausar o ciclo em determinados pontos de transição. Assim, 
o sistema de controle não aciona a próxima etapa no ciclo, a não ser que a célula 
esteja preparada apropriadamente.
O sistema de controle do ciclo celular regula a progressão pelo ciclo celular 
em três pontos principais (Figura 18-3). Na transição de G1 para a fase S, o sis-
tema de controle confirma que o meio é favorável para a proliferação antes de 
prosseguir para a replicação do DNA. A proliferação celular em animais requer 
tanto nutrientes suficientes quanto moléculas-sinal específicas no meio extrace-
lular; caso tais condições extracelulares sejam desfavoráveis, as células podem 
atrasar seu progresso por G1 e até mesmo entrar em um estado especializado de 
repouso conhecido como G0 (G zero). Na transição de G2 para a fase M, o sistema 
de controle confirma que o DNA não apresenta danos e está totalmente repli-
cado, assegurando que a célula não entre em mitose, a menos que o seu DNA 
esteja intacto. Por fim, durante a mitose, a maquinaria de controle do ciclo celular 
assegura que os cromossomos duplicados estão apropriadamente ligados a uma 
máquina citoesquelética, chamada de fuso mitótico, antes que o fuso separe os 
cromossomos e os segregue para as duas células-filhas.
Figura 18-3 O sistema de controle do ci-
clo celular assegura que processos-chave 
no ciclo ocorram na sequência apropria-
da. O sistema de controle do ciclo celular é 
mostrado como um braço controlador que 
gira no sentido horário, acionando proces-
sos essenciais quando alcança determina-
dos pontos de transição no disco externo. 
Esses processos incluem a replicação do 
DNA na fase S e a segregação dos cromos-
somos duplicados na mitose. O sistema 
de controle pode interromper tempora-
riamente o ciclo em pontos de transição 
específicos – em G1, G2 e fase M – caso as 
condições extracelulares e intracelulares 
sejam desfavoráveis.
G2
M
S
G1
CONTROLADOR
ENTRADA NA MITOSE
SEPARAÇÃO DOS
CROMOSSOMOS DUPLICADOS
ENTRADA NA FASE S
O meio é favorável?
Todos os cromossomos estão ligados
de forma apropriada ao fuso mitótico?
Todos os danos no DNA estão reparados?
Todo o DNA está replicado?
QUESTÃO 18-2
Uma população de células em pro-
liferação é corada com um agente 
corante que se torna fluorescente 
quando o agente se liga ao DNA, de 
modo que a quantidade de fluores-
cência é diretamente proporcional à 
quantidade de DNA em cada célula. 
Para medir a quantidade de DNA 
em cada célula, as células são passa-
das por um citômetro de fluxo, um 
instrumento que mede a quantidade 
de fluorescência em células indivi-
duais. O número de células com um 
dado conteúdo de DNA é colocado 
no gráfico a seguir.
Quantidade relativa
de DNA por célula
N
ú
m
er
o
 d
e 
cé
lu
la
s
0
A
B
Indique no gráfico onde você espe-
raria encontrar células que estão em 
G1, S, G2 e mitose. Qual é a fase mais 
longa do ciclo celular nessa popula-
ção de células?
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 607
Nos animais, a transição de G1 para a fase S é especialmente importante 
como um ponto no ciclo celular onde o sistema de controle é regulado. Sinais 
oriundos de outras células estimulam a proliferação celular quando mais células 
são necessárias – e bloqueiam quando não o são. Dessa forma, o sistema de 
controle do ciclo celular possui um papel central na regulação do número de cé-
lulas nos tecidos do corpo. Caso o sistema de controle não funcione de maneira 
correta de modo que a divisão celular seja excessiva, pode ocorrer câncer. Dis-
cutimos adiante como os sinais extracelulares influenciam nas decisões tomadas 
na transição de G1 para S.
O controle do ciclo celular é semelhante em 
todos os eucariotos
Algumas características do ciclo celular, incluindo o tempo necessário para 
completar certos eventos, variam muito de um tipo de célula para outro, mesmo 
dentro de um mesmo organismo. Entretanto, a organização básica do ciclo é 
essencialmente a mesma em todas as células eucarióticas, e todos os eucariotos 
parecem usar maquinarias e mecanismos de controle semelhantes para ativar e 
regular os eventos do ciclo celular. As proteínas do sistema de controle do ciclo 
celular surgiram pela primeira vez há mais de um bilhão de anos, e elas foram 
tão bem conservadas durante o curso da evolução que várias delas funcionam 
perfeitamente quando são transferidas de uma célula humana para uma de leve-
dura (ver Como Sabemos, p. 609-610).
Por causa dessa similaridade, os biólogos podem estudar o ciclo celular e 
sua regulação em uma variedade de organismos, e usar os achados de todos 
eles para montar um esquema unificado de como o ciclo funciona. Muitas des-
cobertas sobre o ciclo celular vieram de uma procura sistemática por mutações 
que inativam componentes essenciais do sistema de controle do ciclo celular nas 
leveduras. Da mesma forma, estudos tanto de células de mamíferos em cultivo 
quanto de embriões de rãs e ouriços-do-mar têm sido críticos para examinar os 
mecanismos moleculares fundamentais do ciclo e seu controle nos organismos 
multicelulares, como os humanos, por exemplo.
O SISTEMA DE CONTROLE DO 
CICLO CELULAR
Dois tipos de maquinaria estão envolvidos na divisão celular: um produz os no-
vos componentes da célula em crescimento, e o outro atrai os componentes para 
os seus locais corretos e os reparte apropriadamente quando a célula se divide 
em duas. O sistema de controle do ciclo celular ativa e inibe toda essa maqui-
naria nos momentos corretos e coordena as várias etapas do ciclo. O cerne do 
sistema de controle do ciclo celular é uma série de interruptores moleculares que 
operam em uma sequência definida e orquestram os eventos principais do ciclo, 
incluindo a replicação do DNA e a segregação de cromossomos duplicados. Nesta 
seção, revisamos os componentes proteicos do sistema de controle e discutimos 
como eles funcionam juntos para acionar as diferentes fases do ciclo.
O sistema de controle do ciclo celular depende 
de proteínas-cinase ativadas ciclicamente 
chamadas de Cdks
O sistema de controle do ciclo celular regula a maquinaria do ciclo celular pela 
ativação e pela inibição cíclicas das proteínas-chave e dos complexos proteicos 
que iniciam ou regulam a replicação de DNA, mitose e citocinese. Tal regulação é 
realizada em grande parte pela fosforilação e desfosforilação de proteínas envol-
vidas nesses processos essenciais.
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608 Fundamentos da Biologia Celular
Como discutido no Capítulo 4, a fosforilação seguida de desfosforilação é 
uma das maneiras mais comuns utilizadas pelas células para ativar e depois ini-
bir a atividade de uma proteína (ver Figura 4-42), e o sistema de controle do ciclo 
celular emprega esse mecanismo extensa e repetidamente. As reações de fosfo-
rilação que controlam o ciclo celular são realizadas por um grupo específico de 
proteínas-cinase, ao passo que a desfosforilação é realizada por um grupo de 
proteínas-fosfatase.
As proteínas-cinase essenciais ao sistema de controle do ciclo celular estão 
presentes nas células em proliferação durante todo o ciclo celular. Contudo, elas 
são ativadas apenas em momentos apropriados no ciclo, após o qual elas são 
rapidamente inibidas. Assim, a atividade de cada uma dessas cinases aumenta e 
diminui de maneira cíclica. Algumas das proteínas-cinase, por exemplo, tornam-
-se ativas no final da fase G1 e são responsáveis pela transição da célula para a 
fase S; outra cinase se torna ativa logo antes da fase M e promove o início do 
processo de mitose.
A ativação e a inibição das cinases no momento apropriado são de respon-
sabilidade, em parte, de outro grupo de proteínas no sistema de controle – as 
ciclinas. As ciclinas não têm atividade enzimática por si mesmas, elas preci-
sam ligar-se às cinases do ciclo celular antes que as cinases possam tornar-se 
enzimaticamente ativas. As cinases do sistema de controle do ciclo celular são, 
por isso, conhecidas como proteínas-cinase dependentes de ciclina, ou Cdks 
(Figura 18-4). As ciclinas são assim chamadas porque, diferentemente das Cdks, 
as suas concentrações variam de maneira cíclica durante o ciclo celular. As al-
terações cíclicas nas concentrações de ciclina ajudam a promover a formação 
cíclica e a ativação dos complexos ciclina-Cdk. Uma vez ativados, os complexos 
ciclina-Cdk desencadeiam vários eventos do ciclo celular, como a entrada na fase 
S ou na fase M (Figura 18-5). Discutimos como essas moléculas foram descober-
tas em Como Sabemos, p. 609-610.
Diferentes complexos ciclina-Cdk 
desencadeiam diferentes etapas do ciclo celular
Existem vários tipos de ciclinas e, na maioria dos eucariotos, diversos tipos de 
Cdks envolvidos no controle do ciclo celular. Diferentes complexos ciclina-Cdk 
promovem o início de diferentes etapas do ciclo celular. Conforme mostrado na 
Figura 18-5, a ciclina que atua em G2 promovendo o início da fase M é chamada 
ciclina M, e o complexo ativo que ela forma com sua Cdk é chamado M-Cdk. 
Outras ciclinas, chamadas de ciclinas S e ciclinas G1/S, ligam-se a proteínas 
Cdk distintas no final de G1 para formar S-Cdk e G1/S-Cdk, respectivamente; 
esses complexos ciclina-Cdk ajudam a progressão pela fase S. As ações de S-Cdk 
e M-Cdk estão indicadas na Figura 18-8. Outro grupo de ciclinas, denominadas 
ciclinas G1, atua antes em G1 e se liga a outras proteínas Cdk para formar G1-
-Cdks, que promovem a transição da célula de G1 à fase S. Observamos adiante 
que a formação dos complexos G1-Cdks nas células animais em geral depende de 
moléculas de sinalização extracelular que estimulam as células a se dividirem. 
As principais ciclinas e suas Cdks estão listadas na Tabela 18-2.
Cinase dependente
de ciclina (Cdk)
Ciclina
Figura 18-4 A progressão pelo ciclo 
celular depende de proteínas-cinase de-
pendentes de ciclinas (Cdks). Uma Cdk 
deve ligar-se a uma proteína reguladora 
denominada ciclina antes de se tornar en-
zimaticamente ativa. Essa ativação também 
requer a ativação por fosforilação da Cdk 
(não mostrado, mas ver Animação 18.1). 
Quando ativado, o complexo ciclina-Cdk 
fosforila proteínas-chave na célula que são 
necessárias para iniciar uma determinada 
etapa no ciclo celular. A ciclina também aju-
da a direcionar a Cdk para suas proteínas-
-alvo que a Cdk fosforila.
Figura 18-5 O acúmulo de ciclinas 
ajuda a regular a atividade das Cdks. 
A formação dos complexos ciclina-Cdk 
ativos desencadeia vários eventos do ciclo 
celular, incluindo a entrada na fase S ou na 
fase M. A figura mostra as alterações na 
concentração de ciclina e na atividade da 
proteína-cinase Cdk, responsável pelo con-
trole da entrada na fase M. O aumento da 
concentração da ciclina relevante (chamada 
de ciclina M) ajuda a promover a formação 
do complexo ciclina-Cdk ativo (M-Cdk) que 
desencadeia o início da fase M. Embora 
a atividade enzimática de cada tipo de 
complexo ciclina-Cdk aumente e diminua 
durante o curso do ciclo celular, a con-
centração do componente Cdk não flutua 
(não mostrado).
Mitose Interfase InterfaseMitose
Atividade
de M-Cdk
Concentração
de ciclina M 
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COMO SABEMOS 609
Durante vários anos, os biólogos celulares observaram o es-
petáculo da síntese de DNA, da mitose e da citocinese, mas 
não tinham ideia dos mecanismos de controle desses even-
tos. O sistema de controle do ciclo celular era simplesmente 
uma “caixa-preta” na célula. Não estava claro, até mesmo, se 
existia um sistema de controle separado ou se a maquina-
ria do ciclo celular se autocontrolava de alguma forma. Um 
avanço veio com a identificação das proteínas-chave do sis-
tema de controle e a descoberta de que elas são distintas dos 
componentes da maquinaria do ciclo celular – as enzimas e 
outras proteínas que realizam os principais processos de re-
plicação de DNA, segregação de cromossomos e assim por 
diante.
Os primeiros componentes do sistema de controle do ci-
clo celular a serem descobertos foram as ciclinas e as cinases 
dependentes de ciclinas (Cdks) que promovem a transição 
das células para a fase M. Eles foram encontrados nos estu-
dos de divisão celular realizados em óvulos de animais.
De volta ao óvulo
Os óvulos fertilizados de vários animais são especialmente 
adequados para estudos bioquímicos do ciclo celular, pois 
são excepcionalmente grandes e se dividem de forma rápi-
da. Um óvulo da rã Xenopus, por exemplo, tem apenas 1 mm 
de diâmetro (Figura 18-6). Após a fertilização, ele se divide 
rapidamente, para partir o óvulo em várias células menores. 
Esses ciclos celulares rápidos consistem principalmente em 
fases S e M repetidas, com fases G1 ou G2 muito curtas, ou 
mesmo ausentes, entre eles. Não existe nova transcrição de 
genes: todas as moléculas de mRNA e a maioria das proteínas 
necessárias para esse estágio inicial do desenvolvimento em-
brionário já estão presentes no interior do óvulo muito grande 
durante o seu desenvolvimento, como um oócito no ovário 
da mãe. Nos ciclos de divisão iniciais (divisões por clivagem), 
não ocorre crescimento da célula, e todas as células do em-
brião se dividem em sincronia, diminuindo progressivamente 
a cada divisão (ver Animação 18.2).
Devido à sincronia, é possível obter um extrato dos óvu-
los de rã que representa o estágio do ciclo celular no qual 
o extrato foi preparado. A atividade biológica de um extrato 
como esse pode então ser testada pela sua injeção em um 
oócito de Xenopus (o precursor imaturo do óvulo não fertili-
zado) e pela observação, microscopicamente, dos seus efei-
tos no comportamento do ciclo celular. O oócito de Xenopus 
é um sistema-teste especialmente conveniente para detectar 
uma atividade que conduza as células para a fase M, por cau-
sa do seu tamanho grande, e porque ele completou a repli-
cação do DNA e se encontra no estágio de meiose do ciclo 
celular (discutido no Capítulo 19), que é equivalente à fase G2 
do ciclo celular mitótico.
Dê-nos um M
Em experimentos como este, Kazuo Matsui e colegas obser-
varam que um extrato de óvulo na fase M promove instan-
taneamente a transição do oócito para a fase M, ao passo 
que o citoplasma de um óvulo em divisão em outras fases do 
ciclo não o faz. Quando fizeram tal descoberta, eles não co-
nheciam as moléculas ou o mecanismo responsável, então se 
referiram ao agente não identificado como fator promotor damaturação, ou MPF (do inglês, maturation promoting factor) 
(Figura 18-7). Ao testar o citoplasma de diferentes estágios 
do ciclo celular, Matsui e colegas observaram que a atividade 
de MPF oscila drasticamente durante o curso de cada ciclo 
celular: ela aumenta rapidamente um pouco antes do início 
da mitose e cai rapidamente a zero até o final da mitose (ver 
Figura 18-5). Essa oscilação fez do MPF um forte candidato a 
um componente envolvido no controle do ciclo celular.
Quando o MPF foi finalmente purificado, observou-se 
que ele continha uma proteína-cinase que era necessária 
para a sua atividade. A porção MPF da cinase não atuava so-
zinha. Ela necessitava de uma proteína específica (agora sa-
bidamente uma ciclina M) ligada a ela para que funcionasse. 
A ciclina M foi descoberta em um tipo diferente de experi-
mento, envolvendo óvulos de molusco.
0,5 mm
Figura 18-6 Um óvulo maduro de Xenopus fornece um sis-
tema conveniente para estudar o ciclo celular. (Cortesia de 
Tony Mills.)
A DESCOBERTA DAS CICLINAS E DAS Cdks
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Estudos em moluscos
Inicialmente, a ciclina M foi identificada por Tim Hunt como 
uma proteína cuja concentração aumentava de forma gradual 
durante a interfase e, então, diminuía rapidamente até zero à 
medida que os óvulos de moluscos em divisão passavam pela 
fase M (ver Figura 18-5). A proteína repetia essa atuação em 
cada ciclo celular. Entretanto, seu papel no controle do ciclo ce-
lular era obscuro inicialmente. A descoberta ocorreu quando se 
observou que a ciclina era um componente do MPF e necessária 
para a atividade do MPF. Assim, o MPF, que agora chamamos 
de M-Cdk, é um complexo proteico contendo duas subunidades 
– uma subunidade reguladora, a ciclina M, e uma subunidade 
catalítica, a Cdk mitótica. Depois que os componentes de M-
-Cdk foram identificados, outros tipos de ciclinas e Cdks foram 
isolados, cujas concentrações ou atividades, respectivamente, 
aumentavam e diminuíam em outros estágios do ciclo celular.
Todos na família
Enquanto os bioquímicos estavam identificando as proteínas 
que regulam os ciclos celulares dos embriões de rãs e molus-
cos, os geneticistas de leveduras – liderados por Lee Hartwell, 
estudando a levedura do pão (S. cerevisiae), e Paul Nurse, es-
tudando as leveduras de fissão (S. pombe) – estavam usando 
uma abordagem genética para dissecar o sistema de controle 
do ciclo celular. Com base no estudo de mutantes que pa-
ram ou que se portam mal em pontos específicos no ciclo 
celular, esses pesquisadores foram capazes de identificar 
vários genes responsáveis pelo controle do ciclo celular. Al-
guns desses genes codificam proteínas como ciclina ou Cdk, 
que são, de maneira clara, similares – tanto na sequência de 
aminoácidos como na função – às suas homólogas em rãs 
e moluscos. Genes semelhantes logo foram identificados em 
células humanas.
Vários dos genes de controle do ciclo celular se altera-
ram tão pouco durante a evolução, que a versão humana do 
gene funcionará perfeitamente em uma célula de levedura. Por 
exemplo, Nurse e colaboradores foram os primeiros a mostrar 
que uma levedura com uma cópia defeituosa do gene que co-
difica sua única Cdk não é capaz de se dividir, mas se divide 
normalmente se uma cópia do gene humano apropriado for 
introduzida artificialmente na célula defeituosa. Até mesmo 
Darwin ficaria atônito com uma evidência dessas, de que hu-
manos e leveduras são primos. Apesar de bilhões de anos de 
evolução divergente, todas as células eucarióticas – no meio de 
leveduras, animais ou vegetais – usam essencialmente as mes-
mas moléculas para controlar os eventos do seu ciclo celular.
INJEÇÃO DE CITOPLASMA
OBTIDO DE CÉLULAS
NA FASE M
INJEÇÃO DE CITOPLASMA
OBTIDO DE CÉLULAS
NA INTERFASE
(A) (B)
Oócito
Núcleo
Fuso facilmente
detectado
O OÓCITO 
INICIA A FASE M
O OÓCITO
NÃO ENTRA
NA FASE M
Figura 18-7 A atividade de MPF foi descoberta pela injeção de citoplasma de óvulos de Xenopus em oócitos 
de Xenopus. (A) Um oócito de Xenopus é injetado com o citoplasma coletado de um óvulo de Xenopus na fase M. 
O extrato celular promove a transição do oócito para a fase M da primeira divisão meiótica (um processo chamado de 
maturação), causando a degradação do grande núcleo e a formação de um fuso. (B) Quando o citoplasma injetado é 
coletado de um óvulo em clivagem na interfase, o oócito não entra na fase M. Portanto, o extrato em (A) deve conter 
alguma atividade – um fator promotor da maturação (MPF) – que promova o início da fase M.
610 Fundamentos da Biologia Celular
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 611
Cada um desses complexos ciclina-Cdk fosforila um grupo diferente de pro-
teínas-alvo na célula. G1-Cdks, por exemplo, fosforilam proteínas reguladoras que 
ativam a transcrição de genes necessários para a replicação do DNA. Por meio da 
ativação de diferentes conjuntos de proteínas-alvo, cada tipo de complexo pro-
move o início de uma etapa de transição diferente no ciclo.
As concentrações de ciclina são reguladas pela 
transcrição e pela proteólise
Como discutido no Capítulo 7, a concentração de uma dada proteína na célula 
é determinada pela taxa na qual a proteína é sintetizada e pela taxa na qual ela 
é degradada. Durante o curso do ciclo celular, a concentração de cada tipo de 
ciclina aumenta gradualmente e então decai de maneira abrupta (ver Figura 18-
8). O aumento gradual na concentração de ciclina é o resultado da transcrição 
aumentada dos genes de ciclina, enquanto o decaimento rápido na concentração 
de ciclina se deve à degradação específica da proteína.
A degradação abrupta das ciclinas M e S durante a fase M depende de um 
grande complexo enzimático denominado – por motivos que se tornarão claros 
adiante – complexo promotor de anáfase (APC, do inglês anaphase-promoting 
complex). Esse complexo marca essas ciclinas com uma cadeia de ubiquitina. 
Conforme discutido no Capítulo 7, as proteínas marcadas dessa forma são dire-
cionadas aos proteassomos, onde são rapidamente degradadas (ver Figura 7-40). 
A ubiquitinação e a degradação da ciclina alteram a Cdk ao seu estado inativo 
(Figura 18-9).
A degradação da ciclina pode ajudar a promover a transição de uma fase 
do ciclo celular para a próxima. Por exemplo, a degradação da ciclina M e a 
inativação resultante da M-Cdk levam aos eventos moleculares que finalizam 
o processo de mitose.
Ciclina S
G2 MSG1
Ciclina S Ciclina M
Ciclina M
G1
S-Cdk ativa M-Cdk ativa
Figura 18-8 Cdks distintas se associam a diferentes ciclinas para acionar os diferen-
tes eventos do ciclo celular. Para simplificar, apenas dois tipos de complexos ciclina-
-Cdk são mostrados – um que desencadeia a fase S e outro que desencadeia a fase M.
TABELA 18-2 As principais ciclinas e Cdks de vertebrados
Complexo ciclina-Cdk Ciclina Componente Cdk
G1-Cdk Ciclina D* Cdk4, Cdk6
G1/S-Cdk Ciclina E Cdk2
S-Cdk Ciclina A Cdk2
M-Cdk Ciclina B Cdk1
*Existem três ciclinas D em mamíferos (ciclinas D1, D2 e D3).
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612 Fundamentos da Biologia Celular
A atividade dos complexos ciclina-Cdk 
depende de fosforilação e desfosforilação
O aumento e a diminuição da concentração de proteínas ciclina têm um papel 
importante na regulação da atividade de Cdk durante o ciclo celular, mas deve 
haver mais nessa história: embora as concentrações de ciclina aumentem de 
forma gradual, a atividade dos complexos ciclina-Cdk associados tende a ser 
iniciada abruptamente no momento apropriado do ciclo celular (ver Figura 18-
5). O que poderia acionar tal ativação abrupta desses complexos? Descobriu-
-se que o complexo ciclina-Cdk contém fosfatos inibidores, e que, para se tor-
nar ativa, a Cdk deve ser desfosforilada por uma proteína-fosfatase específica 
(Figura 18-10). Portanto, as proteínas-cinase eas fosfatases regulam a ativi-
dade de complexos ciclina-Cdk específicos e ajudam a controlar a progressão 
pelo ciclo celular.
A atividade de Cdk pode ser bloqueada por 
proteínas inibidoras de Cdk
Além da fosforilação e da desfosforilação, a atividade das Cdks também pode ser 
modulada pela ligação de proteínas inibidoras de Cdk. O sistema de controle do 
ciclo celular utiliza esses inibidores para bloquear a formação ou a atividade de 
certos complexos ciclina-Cdk. Algumas proteínas inibidoras de Cdk, por exem-
plo, ajudam a manter as Cdks em um estado inativo durante a fase G1 do ciclo, 
retardando, assim, a progressão para a fase S (Figura 18-11). A pausa nesse ponto 
de verificação dá à célula mais tempo para crescer, ou permite que ela espere até 
que as condições extracelulares sejam favoráveis para a divisão.
O sistema de controle do ciclo celular pode 
pausar o ciclo de várias formas
Como mencionado antes, o sistema de controle do ciclo celular pode atrasar 
transitoriamente o progresso pelo ciclo em vários pontos de transição para as-
segurar que os principais eventos do ciclo ocorram em uma ordem específica. 
Nessas transições, o sistema de controle monitora o estado interno da célula e as 
condições no seu ambiente, antes de permitir que a célula inicie a próxima etapa 
Figura 18-9 A atividade de algumas 
Cdks é regulada pela degradação da cicli-
na. A ubiquitinação da ciclina S ou ciclina 
M pelo APC marca a proteína para degra-
dação nos proteassomos (como discutido 
no Capítulo 7). A perda de ciclina torna 
inativa sua Cdk parceira.
UBIQUITINAÇÃO
DA CICLINA
POR APC
DESTRUIÇÃO
DA CICLINA NO
PROTEASSOMO +
Cdk inativaComplexo ciclina-
-Cdk ativo
Cdk
ativa
Ciclina
Cadeia de ubiquitina
Figura 18-10 Para que o complexo 
M-Cdk seja ativo, os fosfatos inibidores 
devem ser removidos. Logo que o com-
plexo ciclina M-Cdk é formado, ele é fos-
forilado em dois locais adjacentes por uma 
proteína-cinase inibidora chamada Wee1. 
(Para simplificar, apenas um fosfato inibidor 
é mostrado). Essa modificação mantém 
M-Cdk em um estado inativo até que esses 
fosfatos sejam removidos por uma proteína-
-fosfatase ativadora chamada Cdc25. Ainda 
não está claro como o momento crítico da 
etapa de ativação da fosfatase Cdc25, mos-
trado aqui, é controlado.
Cdk mitótica
Ciclina M
M-Cdk
inativa
Cinase inibidora
(Wee1)
M-Cdk
ativaFosfatase
ativadora (Cdc25)
Fosfatase
inibidora
P
Pi
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 613
do ciclo. Por exemplo, ele somente permite o início da fase S se as condições do 
meio forem apropriadas; somente inicia a mitose depois que o DNA foi comple-
tamente replicado; e somente inicia a segregação dos cromossomos depois que 
os cromossomos duplicados estiverem corretamente alinhados no fuso mitótico.
Para realizar essa verficação, o sistema de controle utiliza uma combinação 
dos mecanismos que descrevemos. Na transição G1-para-S, inibidores de Cdk são 
usados para impedir que as células entrem na fase S e repliquem seu DNA (ver 
Figura 18-11). Na transição G2-para-M, o sistema reprime a ativação de M-Cdk por 
meio da inibição de fosfatases necessárias para ativar a Cdk (ver Figura 18-10). E 
ele pode atrasar a finalização da mitose pela inibição da ativação de APC, evitan-
do assim a degradação da ciclina M (ver Figura 18-9).
Esses mecanismos, resumidos na Figura 18-12, permitem que a célula tome 
“decisões” sobre progredir ou não no ciclo celular. Na próxima seção, analisamos 
em mais detalhes como o sistema de controle do ciclo celular decide se uma cé-
lula em G1 deve se comprometer com o processo de divisão celular.
FASE G1
Além de ser um período de elevada atividade metabólica, crescimento celular e 
reparo, G1 é um ponto importante de tomada de decisões para a célula. Com base 
nos sinais intracelulares que fornecem informação sobre o tamanho da célula, e 
nos sinais extracelulares que refletem o meio, a maquinaria de controle do ciclo 
celular pode pausar a célula de forma transitória em G1 (ou em um estado não 
proliferativo prolongado, G0), ou permitir que ela se prepare para entrar na fase S 
de outro ciclo celular. Uma vez passada essa transição crítica G1-para-S, a célula 
costuma prosseguir por todo o resto do ciclo celular rapidamente – em geral den-
tro de 12 a 24 horas nos mamíferos. Portanto, nas leveduras, a transição G1-para-S 
às vezes é chamada de Start (Início), pois a passagem por ela representa um com-
prometimento para completar um ciclo celular inteiro (Figura 18-13).
Figura 18-11 A atividade de uma Cdk 
pode ser bloqueada pela ligação de uma 
inibidora de Cdk. Neste exemplo, a pro-
teína inibidora (chamada p27) se liga a um 
complexo ciclina-Cdk ativado. A sua ligação 
impede que a Cdk fosforile proteínas-alvo 
necessárias para a progressão de G1 para 
a fase S.
Cdk
Ciclina
Complexo
ciclina-Cdk
ativo
Complexo
p27-ciclina-Cdk
inativop27
Figura 18-12 O sistema de controle 
do ciclo celular utiliza vários mecanismos 
para pausar o ciclo em pontos espe-
cíficos.
G2
M
S
G1
CONTROLADOR
A INIBIÇÃO DA FOSFATASE
ATIVADORA (Cdc25) BLOQUEIA
O INÍCIO DA MITOSE
A INIBIÇÃO DA ATIVAÇÃO
DE APC RETARDA A 
FINALIZAÇÃO DA MITOSE
INIBIDORES DE Cdk BLOQUEIAM
O INÍCIO DA FASE S
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614 Fundamentos da Biologia Celular
Nesta seção, consideramos como o sistema de controle do ciclo celular deci-
de entre essas opções – e o que ele faz uma vez que a decisão foi tomada. Os me-
canismos moleculares envolvidos são especialmente importantes, já que defeitos 
podem levar à proliferação celular não controlada e câncer.
Cdks são inativadas de forma estável em G1
Durante a fase M, quando as células estão se dividindo ativamente, a célula está 
repleta de complexos ciclina-Cdk ativos. Se S-Cdks e M-Cdks não forem desa-
tivados no final da fase M, a célula imediatamente replicará seu DNA e iniciará 
outro ciclo de divisão, sem perder qualquer tempo significativo nas fases G1 ou 
G2. Essa rápida passagem pelo ciclo costuma ser observada em alguns embriões 
jovens, onde as células diminuem de tamanho a cada divisão celular, tendo pou-
co tempo para crescer nos intervalos.
Para conduzir a célula a partir da agitação da fase M para a tranquilidade re-
lativa de G1, a maquinaria de controle do ciclo celular deve inativar seu inventário 
de S-Cdk e M-Cdk. Isso ocorre pela eliminação de todas as ciclinas existentes, 
pelo bloqueio da síntese de novas ciclinas e pela atividade de proteínas inibidoras 
de Cdk para inibir a atividade de qualquer complexo ciclina-Cdk remanescente. 
O uso de mecanismos múltiplos torna esse sistema de repressão robusto, as-
segurando que essencialmente toda atividade de Cdk seja suprimida. Tal inati-
vação maciça reajusta o sistema de controle do ciclo celular e gera uma fase G1 
estável, durante a qual a célula pode crescer e monitorar seu meio antes de se 
comprometer com um novo ciclo de divisão.
Os mitógenos promovem a produção de 
ciclinas que estimulam a divisão celular
Como regra, as células de mamíferos apenas irão se multiplicar se forem estimu-
ladas por sinais extracelulares, chamados de mitógenos, produzidos por outras 
células. Se privadas de tais sinais, o ciclo celular permanece em G1; se a célula é 
privada de mitógenos por tempo suficiente, ela interrompe o ciclo celular e en-
trará em um estado não proliferativo, no qual a célula pode permanecer por dias 
ou semanas, meses ou mesmo pelo tempo de vida do organismo, como descre-
vemos em breve.
A reversão da interrupção do ciclo celular – ou de certos estados não pro-
liferativos – exige o acúmulo de ciclinas. Os mitógenos agem ativando vias de 
sinalização celular que estimulam a síntese de ciclinas G1, ciclinas G1/S e outras 
proteínas envolvidas na síntese de DNA e duplicação dos cromossomos. O acú-
mulo dessas ciclinas aciona uma onda de atividade de G1/S-Cdk, que por fimremove os controles negativos que, caso contrário, bloqueiam a progressão de 
G1 para a fase S.
Um controle negativo crucial é mediado pela proteína Retinoblastoma (Rb). 
Rb foi primeiramente identificada a partir de estudos de um raro tumor ocular 
da infância denominado retinoblastoma, no qual a proteína Rb está ausente ou 
é defeituosa. Rb é abundante no núcleo de todas as células de vertebrados, onde 
se liga a determinados reguladores de transcrição, impedindo que ativem os ge-
nes necessários para a proliferação celular. Os mitógenos revertem a inibição 
mediada por Rb, acionando a ativação de G1-Cdks e G1/S-Cdks. Esses complexos 
fosforilam a proteína Rb, alterando a sua conformação de modo que ela se dis-
socie dos reguladores da transcrição, que então estão livres para ativar os genes 
necessários para a proliferação celular (Figura 18-14).
O dano ao DNA pode pausar temporariamente 
a progressão por G1
O sistema de controle do ciclo celular utiliza vários mecanismos distintos para 
pausar o progresso pelo ciclo celular caso o DNA esteja danificado. Isso pode 
ocorrer em vários pontos de transição de uma fase do ciclo celular para a próxi-
Diferenciação
terminal
Prosseguir para a fase S?
Pausar?
Permanecer em G0?
Não mais se dividir
e diferenciar terminalmente?
PARE!Ponto deverificação G1
Figura 18-13 A transição de G1 para 
a fase S oferece à célula uma encru-
zilhada. A célula pode prosseguir para 
completar outro ciclo celular, pausar tran-
sitoriamente até que as condições estejam 
adequadas ou interromper o ciclo celular 
– temporariamente em G0, ou permanen-
temente no caso de células terminalmente 
diferenciadas.
QUESTÃO 18-3
Por que você acha que as células 
desenvolveram uma fase especial 
G0 para sair do ciclo celular, em vez 
de apenas parar em G1 e não iniciar 
para a fase S?
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 615
ma. O mecanismo que opera na transição G1-para-S, que impede que a célula re-
plique o DNA danificado, é especialmente bem compreendido. Os danos ao DNA 
em G1 causam um aumento tanto na concentração como na atividade de uma 
proteína, chamada de p53, um regulador da transcrição que ativa a transcrição 
de um gene que codifica uma proteína inibidora de Cdk chamada de p21. A pro-
teína p21 se liga aos complexos G1/S-Cdk e S-Cdk, impedindo que eles conduzam 
a célula para a fase S (Figura 18-15). O aprisionamento do ciclo celular em G1 per-
mite que a célula tenha tempo para reparar o DNA danificado antes de replicá-lo. 
Se o dano ao DNA for muito severo para ser reparado, p53 pode induzir a célula 
a iniciar o processo de morte celular programada, chamado de apoptose, que dis-
cutimos adiante. Caso p53 não esteja presente ou esteja defeituosa, a replicação 
do DNA danificado conduz a uma alta taxa de mutações e à produção de células 
que tendem a se tornar cancerosas. Mutações no gene p53 são encontradas em 
cerca da metade de todos os cânceres humanos (Animação 18.3).
As células podem retardar a divisão por 
períodos prolongados, entrando em estados 
especializados de não divisão
Como mencionado anteriormente, as células podem retardar a progressão do 
ciclo celular em pontos específicos de transição, para esperar por condições ade-
quadas ou para reparar DNA danificado. Elas também podem interromper o ciclo 
celular por períodos prolongados – de maneira temporária ou permanentemente.
A decisão mais radical que um sistema de controle do ciclo celular pode to-
mar é interromper o ciclo celular permanentemente. Tal decisão tem especial im-
portância em organismos multicelulares. Muitas células no corpo humano param 
de se dividir permanentemente quando se diferenciam. Nessas células com dife-
renciação terminal, como células nervosas ou musculares, o sistema de controle 
do ciclo celular é totalmente desmantelado, e os genes que codificam ciclinas e 
Cdks relevantes são inativados de modo irreversível.
Figura 18-14 Um modo pelo qual os mi-
tógenos estimulam a proliferação celular 
é mediante inibição da proteína Rb. 
Na ausência dos mitógenos, a proteína Rb 
desfosforilada mantém reguladores especí-
ficos da transcrição em um estado inativo; 
esses reguladores da transcrição são ne-
cessários para estimular a transcrição de 
genes-alvo que codificam proteínas neces-
sárias à proliferação celular. A ligação dos 
mitógenos a receptores da superfície celu-
lar ativa as vias de sinalização intracelular 
que levam à formação e ativação dos com-
plexos G1-Cdk e G1/S-Cdk. Esses comple-
xos fosforilam, e assim inativam, a proteína 
Rb, liberando os reguladores de transcrição 
que ativam a transcrição de genes necessá-
rios à proliferação celular.
Via de
sinalização
intracelular
Regulador da
transcrição ativo
Regulador
da transcrição
inativado
Proteína Rb
ativa
Receptor ativado do mitógeno
Mitógeno
G1-Cdk e G1/S-Cdk
ativados Proteína Rb
inativada
FOSFORILAÇÃO
DE Rb
TRANSCRIÇÃO
TRADUÇÃO
PROLIFERAÇÃO
CELULAR
P P
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616 Fundamentos da Biologia Celular
Na ausência de sinais apropriados, outros tipos celulares interrompem o do 
ciclo celular apenas temporariamente, entrando em um estado de repouso cha-
mado G0. Eles mantêm a capacidade de reativar rapidamente o controle do ciclo 
celular e se dividir outra vez. A maioria das células hepáticas, por exemplo, está 
em G0, mas pode ser estimulada para proliferar se o fígado sofrer algum dano.
A maior parte da diversidade nas taxas de divisão celular no corpo adulto 
depende da variação no tempo que a célula permanece em G0 ou em G1. Alguns 
tipos de células, incluindo as hepáticas, em geral se dividem apenas uma ou duas 
vezes por ano, enquanto certas células epiteliais no intestino se dividem mais do 
que duas vezes por dia para renovar o revestimento do intestino continuamente. 
Muitas das nossas células estão entre esses dois pontos: elas podem se dividir 
caso surja a necessidade, mas isso em geral não é frequente.
FASE S
Antes que a célula se divida, ela deve replicar seu DNA. Como discutimos no 
Capítulo 6, essa replicação deve ocorrer com extrema acuidade para minimizar 
o risco de mutações na próxima geração de células. De igual importância, cada 
nucleotídeo no genoma deve ser copiado uma vez – e somente uma vez – para 
evitar os efeitos danosos da multiplicação gênica. Nesta seção, consideramos os 
elegantes mecanismos moleculares pelos quais o sistema de controle do ciclo 
celular inicia a replicação do DNA e, ao mesmo tempo, impede que a replicação 
ocorra mais de uma vez por ciclo celular.
Figura 18-15 O dano ao DNA pode 
interromper o ciclo celular em G1. Quan-
do o DNA é danificado, proteínas-cinase 
específicas respondem ativando a proteína 
p53 e impedindo a sua rápida degradação. 
Desse modo, a proteína p53 ativada se acu-
mula e estimula a transcrição do gene que 
codifica a proteína p21 inibidora de Cdk. 
A proteína p21 se liga a G1/S-Cdk e a S-Cdk 
e os inativa, de forma que o ciclo celular é 
interrompido em G1.
p53 ativada,
estável
p53
Gene p21
mRNA de p21
p21 (proteína
inibidora de Cdk)
TRANSCRIÇÃO
TRADUÇÃO
ATIVA
G1/S-Cdk
e S-Cdk
INATIVA
G1/S-Cdk e S-Cdk
complexadas a p21
p53 ATIVA SE LIGA
À REGIÃO REGULADORA
DO GENE p21
ATIVAÇÃO DE PROTEÍNAS-CINASE
QUE FOSFORILAM p53,
ESTABILIZANDO E ATIVANDO-A
NA AUSÊNCIA DE
DANO AO DNA, p53
É DEGRADADA
NOS PROTEASSOMOS
DNA
Raios X causam dano ao DNA
P
P
QUESTÃO 18-4
Quais podem ser as consequências 
caso uma célula replique seu DNA 
danificado antes de repará-lo?
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 617
S-Cdk inicia a replicação do DNA e impede a 
repetição do processo
Como qualquer tarefa monumental, a configuração dos cromossomos para re-
plicação requer certa preparação. Para as células eucarióticas, essa preparação 
inicia-se cedo em G1, quandoo DNA é preparado para a replicação por meio do 
recrutamento de proteínas para os locais ao longo de cada cromossomo onde a 
replicação terá início. Essas sequências nucleotídicas, chamadas de origens de 
replicação, servem como locais de ligação para as proteínas e os complexos pro-
teicos que controlam e realizam a síntese de DNA.
Um desses complexos proteicos, chamado de complexo de reconhecimento 
da origem (ORC, do inglês origin recognition complex), permanece ligado às ori-
gens de replicação durante todo o ciclo celular. Na primeira etapa do início da 
replicação, ORC recruta uma proteína denominada Cdc6, cuja concentração au-
menta nas etapas iniciais de G1. Juntas, essas proteínas ligam as DNA-helicases 
que abrirão a dupla-hélice e preparam a origem de replicação. Uma vez que este 
complexo pré-replicativo esteja no lugar, a origem de replicação está pronta para 
iniciar o processo.
O sinal para iniciar a replicação vem a partir de S-Cdk, o complexo ciclina-
-Cdk que ativa a fase S. O complexo S-Cdk é formado e ativado no final de G1. Du-
rante a fase S, ele ativa as DNA-helicases no complexo pré-replicativo e promove 
a associação do restante das proteínas que formam a forquilha de replicação (ver 
Figura 6-19). Dessa forma, S-Cdk essencialmente ativa o início da replicação do 
DNA (Figura 18-16).
O complexo S-Cdk não apenas desencadeia o início da síntese de DNA na 
origem de replicação; ele também ajuda a impedir a repetição desse processo. 
Isso é feito pela fosforilação de Cdc6, o que marca esta proteína para a degra-
Cdc6 ORC (complexo de reconhecimento 
 da origem ligado à origem)
P
P
P
P
DNA-helicase
Complexo pré-replicativo (pré-RC)
S-Cdk
HELICASE ATIVADA,
MÁQUINA DE REPLICAÇÃO
RECRUTADA
REALIZAÇÃO DA
REPLICAÇÃO DO DNA
DNA
LIGAÇÃO DA DNA-HELICASE,
DISSOCIAÇÃO DE Cdc6
G1
S
ORIGEM
PRONTA 
PARA
INICIAR A
REPLICAÇÃO
REPLICAÇÃO
INICIADA
A PARTIR 
DA
ORIGEM
DNA-polimerase
Forquilha
de replicação
Figura 18-16 O início da replicação do 
DNA ocorre em duas etapas. Durante 
G1, Cdc6 se liga ao ORC, e juntas essas 
proteínas ligam um par de DNA-helicases 
para formar um complexo pré-replicativo. 
No início da fase S, S-Cdk desencadeia o 
início da replicação a partir da origem de 
replicação pronta, promovendo a formação 
do complexo da DNA-polimerase (verde) 
e a ligação de outras proteínas (não mos-
trado) que iniciam a síntese de DNA na for-
quilha de replicação (discutido no Capítulo 
6). O complexo S-Cdk também bloqueia a 
repetição desse processo, pela fosforilação 
de Cdc6, o que marca essa proteína para 
degradação (não mostrado).
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618 Fundamentos da Biologia Celular
dação. A eliminação de Cdc6 ajuda a assegurar que a replicação do DNA não 
possa iniciar novamente durante o mesmo ciclo celular.
A replicação incompleta pode pausar o ciclo 
celular em G2
Na seção anterior, descrevemos como o dano ao DNA sinaliza ao sistema de con-
trole do ciclo celular para atrasar o progresso ao longo da transição G1-para-S, 
impedindo que a célula replique DNA danificado. Mas e se erros ocorrerem duran-
te a replicação do DNA – ou se a replicação não estiver completa? Como a célula 
impede sua divisão, com DNA que está incorreta ou incompletamente replicado?
Para resolver esses problemas, o sistema de controle do ciclo celular utiliza 
um mecanismo que pode retardar o início da fase M. Como vimos na Figura 
18-10, a atividade do complexo M-Cdk é inibida pela fosforilação em determina-
dos sítios. Para que a célula progrida para a mitose, esses grupos fosfatos inibi-
dores devem ser removidos por uma proteína-fosfatase ativadora denominada 
Cdc25. Quando o DNA é danificado ou replicado de forma incompleta, a própria 
Cdc25 é inibida, impedindo a remoção desses grupos fosfato inibidores. Em con-
sequência, M-Cdk permanece inativo e a fase M não é iniciada até que a replica-
ção do DNA esteja completa e qualquer dano ao DNA seja reparado.
Uma vez que a célula tenha replicado seu DNA com sucesso na fase S e 
progredido por G2, ela está pronta para entrar na fase M. Durante esse período 
relativamente curto, a célula dividirá seu núcleo (mitose) e então seu citoplasma 
(citocinese; ver Figura 18-2). Nas próximas três seções, descrevemos os eventos 
que ocorrem durante a fase M. Primeiro, apresentamos uma breve visão geral da 
fase M como um todo e então discutimos, na sequência, a mecânica da mitose e 
da citocinese, com foco nas células animais.
FASE M
Embora a fase M (mitose mais citocinese) ocorra em um período relativamente 
curto de tempo – cerca de uma hora nas células de mamíferos que se dividem 
uma vez ao dia, ou mesmo uma vez ao ano –, ela é, de longe, a fase mais im-
portante do ciclo celular. Durante esse breve período, a célula reorganiza prati-
camente todos os seus componentes e os distribui de forma igual entre as duas 
células-filhas. As fases anteriores do ciclo celular, de fato, servem para estabele-
cer as condições para a ocorreência da fase M.
O problema central para a célula na fase M é segregar precisamente os cro-
mossomos que foram duplicados na fase S anterior, de modo que cada célula-
-filha receba uma cópia idêntica do genoma. Com pequenas variações, todos os 
eucariotos resolvem esse problema de maneira similar: eles reúnem duas ma-
quinarias especializadas do citoesqueleto, uma que separa os cromossomos du-
plicados (durante a mitose) e outra que divide o citoplasma em duas metades 
(citocinese). Iniciamos nossa discussão sobre a fase M com uma visão geral de 
como a célula coloca os processos da fase M em movimento.
M-Cdk promove a entrada na fase M e na mitose
Uma das características mais notáveis do sistema de controle do ciclo celular é 
que um único complexo proteico, M-Cdk, origina todos os diversos e intrincados 
rearranjos que ocorrem nos estágios iniciais da mitose. Entre suas várias respon-
sabilidades, M-Cdk ajuda a preparar os cromossomos duplicados para a segre-
gação e induzir a formação do fuso mitótico – a maquinaria que irá segregar os 
cromossomos duplicados.
Os complexos M-Cdk se acumulam durante G2. Mas essa reserva não é ati-
vada até o final de G2, quando a fosfatase Cdc25 ativadora remove os grupos fos-
fatos inibidores, mantendo a atividade de M-Cdk sob controle (ver Figura 18-10). 
Tal ativação é autorreforçadora: uma vez ativado, cada complexo M-Cdk pode 
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 619
ativar indiretamente complexos M-Cdk adicionais – fosforilando e ativando mais 
Cdc25 (Figura 18-17). M-Cdk ativado também inibe a cinase inibidora Wee1 (ver 
Figura 18-10), promovendo a produção adicional de M-Cdk ativado. A consequên-
cia geral é que, uma vez que a ativação de M-Cdk se inicia, ela promove um 
aumento explosivo na atividade de M-Cdk, o que promove a transição da célula 
abruptamente de G2 para a fase M.
As coesinas e condensinas ajudam a organizar 
os cromossomos duplicados para a separação
Quando as células entram na fase M, os cromossomos duplicados se conden-
sam, tornando-se visíveis sob o microscópio como estruturas semelhantes a fi-
lamentos. Complexos proteicos, denominados condensinas, ajudam a realizar 
essa condensação dos cromossomos, que reduz os cromossomos mitóticos a 
corpos compactos que podem ser mais facilmente segregados no volume interno 
limitado da célula em divisão. A formação dos complexos de condensina sobre o 
DNA é acionada pela fosforilação das condensinas por M-Cdk.
Mesmo antes da condensação dos cromossomos mitóticos, o DNA replicado 
é tratado de um modo que permite que as células possam manter sob controle as 
duas cópias de cada cromossomo. Logo depois que um cromossomo é duplicado 
durante a fase S, as duas cópias se mantêm fortemente unidas. Cada uma dessas 
cópias idênticas – chamadas de cromátides-irmãs – contém uma molécula de 
DNA de fita dupla, e suas proteínas associadas.As cromátides-irmãs são man-
tidas juntas por complexos proteicos chamados de coesinas, que se formam ao 
longo do comprimento de cada cromátide à medida que o DNA é replicado. Essa 
coesão entre cromátides-irmãs é crucial para a segregação adequada dos cro-
mossomos e é completamente rompida apenas no final da mitose para permitir 
que as cromátides-irmãs sejam separadas pelo fuso mitótico. Defeitos na coesão 
das cromátides-irmãs levam a erros grandes na segregação dos cromossomos. 
Nos humanos, tais erros na segregação levam a números anormais de cromos-
somos, como em indivíduos com a síndrome de Down, que têm três cópias do 
cromossomo 21.
As coesinas e condensinas estão relacionadas estruturalmente, e acredita-
-se que ambas formem estruturas em anel ao redor do DNA cromossômico. Mas 
enquanto as coesinas ligam as duas cromátides-irmãs (Figura 18-18A), as conden-
sinas se ligam a cada cromátide-irmã no início da fase M e ajudam cada uma das 
duplas-hélices a se enrolar em uma forma mais compacta (Figura 18-18B e C). Jun-
tas, essas proteínas ajudam a organizar os cromossomos replicados para a mitose.
Diferentes associações de estruturas do 
citoesqueleto realizam a mitose e a citocinese
Depois que os cromossomos duplicados se condensaram, duas maquinarias cito-
esqueléticas complexas se associam em sequência para realizar os dois proces-
sos mecânicos que ocorrem na fase M. O fuso mitótico realiza a divisão nuclear 
(mitose), e, em células animais e vários eucariotos unicelulares, o anel contrátil 
realiza a divisão citoplasmática (citocinese) (Figura 18-19). Ambas as estruturas 
se dissociam rapidamente depois de terem realizado suas tarefas.
O fuso mitótico é composto de microtúbulos e várias proteínas que inte-
ragem com eles, incluindo as proteínas motoras associadas aos microtúbulos 
(discutidas no Capítulo 17). Em todas as células eucarióticas, o fuso mitótico é 
responsável por separar os cromossomos replicados e alocar uma cópia de cada 
cromossomo para cada célula-filha.
O anel contrátil consiste principalmente em filamentos de actina e miosina, 
arranjados em um anel ao redor do equador da célula (ver Capítulo 17). Ele inicia 
sua formação ao final da mitose logo abaixo da membrana plasmática. Quando o 
anel se contrai, ele puxa a membrana para o interior, dividindo a célula em duas 
(ver Figura 18-19). Discutimos adiante como as células vegetais, que possuem 
parede celular, dividem seu citoplasma por um mecanismo bem diferente.
M-Cdk
ativa
Fosfatase
Cdc25
ativa
Fosfatase
Cdc25
inativa
Fosfatos
inibidores
RETROALIMENTAÇÃO
POSITIVA
M-Cdk
inativa
P
P
P
P
2
Figura 18-17 O complexo M-Cdk ati-
vado indiretamente ativa mais M-Cdk, 
criando um ciclo de retroalimentação 
positiva. Uma vez ativado, M-Cdk fosforila 
e assim ativa mais a fosfatase ativadora de 
Cdk (Cdc25). Agora, essa fosfatase pode 
ativar mais M-Cdk pela remoção dos gru-
pos fosfatos inibidores da subunidade Cdk.
QUESTÃO 18-5
Uma pequena quantidade de cito-
plasma isolada de uma célula em 
mitose é injetada em um oócito de 
rã não fertilizado, fazendo o oócito 
entrar na fase M (ver Figura 18-7A). 
Uma amostra do citoplasma do 
oócito injetado é então coletada e 
injetada em um segundo oócito, fa-
zendo essa célula também entrar na 
fase M. O processo é repetido várias 
vezes até que, essencialmente, nada 
da amostra da proteína original per-
maneça, e, mesmo assim, o citoplas-
ma coletado do último em uma série 
de oócitos injetados ainda é capaz 
de promover o início da fase M sem 
diminuição da eficiência. Explique 
essa observação notável.
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620 Fundamentos da Biologia Celular
Cromátides-
-irmãs
Anéis de coesina
Anéis de condensina
1 µm
(C)
(A) (B)
A fase M ocorre em estágios
Embora a fase M ocorra como uma sequência contínua de eventos, ela é tradi-
cionalmente dividida em uma série de seis estágios. Os primeiros cinco estágios 
da fase M – prófase, prometáfase, metáfase, anáfase e telófase – constituem a 
mitose, a qual é originalmente definida como o período no qual os cromosso-
mos estão visíveis (pois estão condensados). A citocinese, que constitui o está-
gio final da fase M, inicia-se antes que a mitose termine. Os estágios da fase 
M estão resumidos no Painel 18-1 (p. 622-623). Em conjunto, eles formam uma 
sequência dinâmica na qual vários ciclos independentes – envolvendo os cro-
mossomos, o citoesqueleto e os centrossomos – são coordenados para produzir 
duas células-filhas geneticamente idênticas (Animação 18.4 e Animação 18.5).
Figura 18-18 As coesinas e condensinas ajudam a orga-
nizar os cromossomos duplicados para a segregação. 
(A) As coesinas ligam as duas cromátides-irmãs adjacentes 
em cada cromossomo duplicado. Acredita-se que elas for-
mem grandes anéis proteicos que circundam as cromátides-
-irmãs, impedindo que estas se separem, até que os anéis 
sejam desfeitos no final da mitose. (B) As condensinas 
ajudam a enrolar cada cromátide-irmã (em outras palavras, 
cada dupla-hélice de DNA) em uma estrutura menor mais 
compacta que pode ser mais facilmente segregada durante 
a mitose. (C) Uma micrografia eletrônica de varredura de 
um cromossomo mitótico replicado, que consiste em duas 
cromátides-irmãs ligadas em toda a sua extensão. A região 
de constrição (seta) é o centrômero, onde cada cromátide se 
ligará ao fuso mitótico, que separa as cromátides-irmãs ao 
final da mitose. (C, cortesia de Terry D. Allen.)
Figura 18-19 Duas estruturas transitó-
rias do citoesqueleto realizam a fase M 
nas células animais. O fuso mitótico é for-
mado inicialmente para separar os cromos-
somos duplicados. A seguir, ocorre a for-
mação do anel contrátil para dividir a célula 
em duas. O fuso mitótico é composto por 
microtúbulos, ao passo que o anel contrátil 
é composto por filamentos de actina e mio-
sina. As células vegetais usam mecanismos 
bastante distintos para dividir o citoplasma, 
como consideramos adiante.
PROGRESSÃO
DA FASE M
Microtúbulos do
fuso mitótico
Filamentos de actina e miosina do
anel contrátil
Cromossomos
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 621
MITOSE
Antes do início da divisão celular, ou mitose, cada cromossomo foi duplicado e 
consiste em duas cromátides-irmãs idênticas, mantidas unidas ao longo de seu 
comprimento pelas proteínas coesinas (ver Figura 18-18A). Durante a mitose, 
as proteínas coesinas são clivadas, as cromátides-irmãs se separam, e os cro-
mossomos-filhos resultantes são puxados para os polos opostos da célula pelo 
fuso mitótico (Figura 18-20). Nesta seção, consideramos como o fuso mitótico é 
formado e como ele atua. Discutimos como a instabilidade dinâmica dos micro-
túbulos e a atividade das proteínas motoras associadas aos microtúbulos con-
tribuem tanto para a formação do fuso, como para a capacidade de segregar os 
cromossomos duplicados. Então consideramos o mecanismo que opera durante 
a mitose para assegurar a separação sincronizada desses cromossomos. Final-
mente, discutimos como os núcleos-filhos se formam.
Os centrossomos são duplicados para auxiliar a 
formação dos dois polos do fuso mitótico
Antes do início da fase M, dois eventos críticos devem ser completados: o DNA deve 
ser totalmente replicado e, em células animais, o centrossomo deve ser duplicado. 
O centrossomo é o principal centro organizador de microtúbulos das células ani-
mais. Ele se duplica de modo que possa promover a formação dos dois polos do fuso 
mitótico, de maneira que cada célula-filha possa receber seu próprio centrossomo.
A duplicação do centrossomo inicia-se ao mesmo tempo em que a repli-
cação do DNA. O processo é desencadeado pelas mesmas Cdks – G1/S-Cdk e 
S-Cdk – que iniciam a replicação do DNA. Inicialmente, quando o centrossomo 
se duplica, ambas as cópias permanecem unidas como um único complexo ao 
lado do núcleo. Entretanto, quando a mitose se inicia, os doiscentrossomos se 
separam, e cada um irradia um arranjo radial de microtúbulos chamado de áster. 
Os dois ásteres se movem para os polos opostos do núcleo para formar os dois 
polos do fuso mitótico (Figura 18-21). O processo de duplicação e separação dos 
centrossomos é conhecido como o ciclo do centrossomo.
Figura 18-20 As cromátides-irmãs se se-
param no início da anáfase. O fuso mitóti-
co então puxa os cromossomos resultantes 
para os polos opostos da célula.
Cromátides-irmãs
Fuso mitótico
Polo do fuso
Ásteres
Cromossomos-filhos
Figura 18-21 O centrossomo nas células interfásicas se duplica para 
formar os dois polos do fuso mitótico. Na maioria das células animais em 
interfase (G1, S e G2), um par de centríolos (mostrado aqui como um par de 
barras verde-escuras) está associado com a matriz do centrossomo (verde-
-claro), que promove a nucleação do crescimento do microtúbulo. (O volume 
da matriz do centrossomo está exagerado neste diagrama por questões de 
clareza.) A duplicação do centrossomo se inicia no começo da fase S e se 
completa no final da fase G2. No início, os dois centrossomos permanecem 
unidos, mas no princípio da fase M, eles se separam e cada um faz a nuclea-
ção do seu próprio áster de microtúbulos. Os centrossomos então se deslo-
cam e se distanciam, e os microtúbulos que interagem entre os dois ásteres, 
preferencialmente, alongam-se para formar o fuso mitótico bipolar com um 
áster em cada polo. Quando o envelope nuclear é desfeito, os microtúbulos 
do fuso são capazes de interagir com os cromossomos duplicados.
S/G2
G1
Áster
Fase M
Cromossomo
duplicado
Envelope
nuclear
Fuso
metafásico
Fuso
mitótico em
formação
Centrossomo
Centrossomo
replicado
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622 PAINEL 18-1 OS PRINCIPAIS ESTÁGIOS DA FASE M EM UMA CÉLULA ANIMAL
DIVISÃO CELULAR E O CICLO CELULAR INTERFASE
A divisão de uma célula em duas células-filhas ocorre na fase M 
do ciclo celular. A fase M consiste em divisão nuclear, ou mitose, 
e divisão citoplasmática, ou citocinese. Nesta figura, a fase M 
foi expandida para melhor entendimento. A mitose é dividida 
em cinco etapas, as quais, junto com a citocinese, estão 
descritas neste painel.
Microtúbulos
Citosol
Membrana
plasmática
Centrossomo duplicado
Envelope
nuclear
Cromossomos
descondensados
no núcleo
Durante a interfase, a célula aumenta de tamanho. 
O DNA dos cromossomos é replicado, e o 
centrossomo é duplicado.
Nas micrografias ópticas de células animais em divisão, 
mostradas neste painel, os cromossomos estão corados de 
laranja, e os microtúbulos, de verde. 
(Micrografias cortesia de Julie Canman e Ted Salmon; “Metáfase” 
da capa de J. Cell. Sci. 115(9), 2002, com permissão de The 
Company of Biologists Ltd; “Telófase” de J.C. Canman et al., 
Nature 424:1074-1078, 2003, com permissão de Macmillan 
Publishers Ltd.)
PRÓFASE1
Tempo = 0 min
Centrossomo
Fuso
mitótico
em formação
Cromossomos duplicados 
condensando-se, com as
duas cromátides-irmãs
mantidas unidas ao longo
do seu comprimento
Envelope
nuclear
intacto
Cinetocoro
Na prófase, os 
cromossomos replicados, 
cada um consistindo em 
duas cromátides-irmãs 
intimamente associadas,
se condensam. Fora do 
núcleo, o fuso mitótico
se forma entre os dois 
centrossomos, os quais 
começaram a se separar. 
Para simplificar, apenas
três cromossomos estão 
desenhados.
PROMETÁFASE2
Tempo = 79 min
A prometáfase se
inicia repentinamente 
com a fragmentação
do envelope nuclear.
Os cromossomos
podem agora se
ligar aos microtúbulos 
do fuso pelo cinetocoro,
e sofrem movimentos 
ativos.
Polo do fuso
Microtúbulo
do cinetocoro
Cromossomo em movimento
Fragmentos do
envelope nuclear
M
IT
O
SE
M
IT
O
SE
INTERFASE
FASE M
S
CICLO
CELULAR
G 1 G 2
TELÓFASE
CITOCINESE
5
ANÁFASE4
METÁFASE3
PRÓFASE
PROMETÁFASE
MITOSE
2
1
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Capítulo 18 • O ciclo de divisão celular 623
METÁFASE3
Tempo = 250 min
Na metáfase, os 
cromossomos estão 
alinhados no equador do 
fuso, exatamente na 
metade entre os dois polos. 
Os microtúbulos dos 
cinetocoros em cada 
cromátide-irmã se ligam 
aos polos opostos do fuso.
ANÁFASE4
Tempo = 279 min
Na anáfase, as 
cromátides-irmãs se 
separam sincronicamente, e 
cada uma delas é puxada 
lentamente para o polo do 
fuso ao qual está ligada. Os 
microtúbulos do cinetocoro 
encurtam, e os polos do 
fuso também se distanciam, 
contribuindo para a 
segregação dos 
cromossomos.
TELÓFASE5
Tempo = 315 min
Durante a telófase, os dois 
conjuntos de cromossomos 
chegam aos polos do fuso. 
Um novo envelope nuclear 
é formado em torno de 
cada conjunto, 
completando a formação 
dos dois núcleos e 
marcando o fim da mitose. 
A divisão do citoplasma 
começa com a formação
do anel contrátil.
CITOCINESE
Tempo = 362 min
Durante a citocinese de 
uma célula animal, o 
citoplasma é dividido
em dois por um anel 
contrátil de filamentos
de actina e miosina,
o qual divide a célula em 
duas células-filhas, cada
uma com um núcleo.
Polo do fuso
Microtúbulo
do cinetocoro
Polo
do fuso
Os cinetocoros de todos os
cromossomos estão alinhados em
um plano mediano entre os dois polos do fuso
Encurtamento
dos microtúbulos
do cinetocoro
Polo do fuso se
movimentando
para fora
Conjunto de cromossomos
no fuso mitótico
Início da formação
do anel contrátil
Polo do fuso
Microtúbulos
interpolares
Reconstituição do envelope nuclear
ao redor dos cromossomos individuais
Cromossomos
O envelope nuclear completo
circunda os cromossomos
em descompactação
Criação do sulco
de clivagem pelo
anel contrátil
Regeneração do arranjo
de microtúbulos interfásicos
nucleados pelo centrossomo
Microtúbulo
astral
M
IT
O
SE
M
IT
O
SE
M
IT
O
SE
C
IT
O
C
IN
ES
E
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	Capítulo 18 - O ciclo de divisão celular