APOSTILA ENG BIO - CAROL

Prévia do material em texto

APOSTILA DA DISCIPLINA DE: 
 
 
Curso: Engenharia Química 
 
8ª fase 
 
Professora: Carolina Resmini Melo Marques 
 
E-mail: carolina.melo@satc.edu.br 
 
ENGENHARIA 
BIOQUÍMICA 
2 
 
ÍNDICE 
 
1. ENGENHARIA BIOQUÍMICA ............................................................................................................................. 4 
1.1 ENGENHARIA BIOQUÍMICA: UMA APLICAÇÃO SUI GENERIS DA ENGENHARIA QUÍMICA ........................................................... 4 
1.2 HISTÓRICO ............................................................................................................................................................ 4 
1.3 PROCESSO BIOTECNOLÓGICO INDUSTRIAL GENÉRICO .......................................................................................................... 5 
1.4 MICRORGANISMOS E MEIOS DE CULTURA PARA UTILIZAÇÃO INDUSTRIAL ................................................................................ 6 
1.5 FONTES DE MICRORGANISMOS DE INTERESSE .................................................................................................................... 8 
1.6 CARACTERÍSTICAS DESEJÁVEIS DE MICRORGANISMOS ......................................................................................................... 8 
1.7 MEIOS DE CULTURA PARA APLICAÇÃO INDUSTRIAL ........................................................................................................... 13 
1.8 MODOS DE FERMENTAÇÃO ......................................................................................................................................... 14 
1.8.1 Operação em batelada ................................................................................................................................ 14 
1.8.2 Operação em batelada alimentada ............................................................................................................. 15 
1.8.3 Operação contínua ...................................................................................................................................... 15 
2. CINÉTICA ENZIMÁTICA .................................................................................................................................. 16 
2.1 MEDIDA DA VELOCIDADE ........................................................................................................................................ 16 
2.2 INFLUÊNCIA DAS CONCENTRAÇÕES DA ENZIMA E DO SUBSTRATO. LEI DE MICHAELIS E MENTEN. ............................................... 18 
2.3 INFLUÊNCIA DA PRESENÇA DE UM INIBIDOR .................................................................................................................... 24 
2.4 INFLUÊNCIA DA TEMPERATURA .................................................................................................................................... 29 
2.5 INFLUÊNCIA DO PH ................................................................................................................................................... 30 
3. ESTEQUIOMETRIA E CINÉTICA DE PROCESSOS FERMENTATIVOS ................................................................... 32 
3.1 PARÂMETROS DE TRANSFORMAÇÃO ............................................................................................................................. 33 
3.1.1 As velocidades instantâneas de transformação .......................................................................................... 34 
3.1.2 As velocidades específicas de transformação .............................................................................................. 34 
3.1.3 Os fatores de conversão e os coeficientes específicos de manutenção ....................................................... 34 
3.2 CÁLCULO DAS VELOCIDADES ........................................................................................................................................ 37 
3.3 A CURVA DE CRESCIMENTO MICROBIANO ....................................................................................................................... 38 
3.4 CLASSIFICAÇÃO DOS PROCESSOS FERMENTATIVOS ........................................................................................................... 41 
3.5 INFLUÊNCIA DA CONCENTRAÇÃO DO SUBSTRATO SOBRE A VELOCIDADE ESPECÍFICA DE CRESCIMENTO ......................................... 43 
3.5.1 A equação de Monod: interpretação da fase exponencial .......................................................................... 43 
3.5.2 Outros modelos............................................................................................................................................ 45 
4. BIORREATORES ............................................................................................................................................. 47 
4.1 CLASSIFICAÇÃO DOS BIORREATORES .............................................................................................................................. 48 
4.2 FORMAS DE CONDUÇÃO DE UM PROCESSO FERMENTATIVO ............................................................................................... 51 
5. FERMENTAÇÃO DESCONTÍNUA ..................................................................................................................... 56 
5.1 INÓCULO ................................................................................................................................................................. 56 
5.2 MOSTO .................................................................................................................................................................. 58 
5.3. CLASSIFICAÇÃO ....................................................................................................................................................... 60 
5.4 NÚMERO DE DORNAS ................................................................................................................................................ 61 
6. FERMENTAÇÃO DESCONTÍNUA ALIMENTADA ............................................................................................... 65 
6.1 APLICAÇÕES ............................................................................................................................................................ 67 
6.1.1 Minimização dos efeitos do controle do metabolismo celular .................................................................... 67 
6.1.2 Prevenção da inibição por substrato ou precursores ................................................................................... 68 
6.1.3 Minimização da formação de produtos de metabolismo tóxicos ................................................................ 68 
6.1.4 Superação de problemas frequentes de estabilidade em processo contínuo .............................................. 69 
6.1.5 Adequação do processo fermentativo a condições operacionais ................................................................ 69 
6.1.6 Estudo de cinética de processos fermentativos ........................................................................................... 69 
6.2 CLASSIFICAÇÃO ........................................................................................................................................................ 70 
6.3 MODELOS MATEMÁTICOS .......................................................................................................................................... 71 
6.3.1 Modelo para células .................................................................................................................................... 71 
6.3.2 Modelo para substrato ................................................................................................................................ 72 
3 
 
6.3.3 Modelo para produto .................................................................................................................................. 73 
7. FERMENTAÇÃOSEMICONTÍNUA ................................................................................................................... 75 
7.1 PRODUTIVIDADE DO PROCESSO SEMICONTÍNUO .............................................................................................................. 75 
8. FERMENTAÇÃO CONTÍNUA ........................................................................................................................... 78 
8.1 VANTAGENS E DESVANTAGENS DO PROCESSO CONTÍNUO EM RELAÇÃO AO DESCONTÍNUO ....................................................... 78 
8.2 FORMAS DE OPERAÇÃO NO SISTEMA CONTÍNUO .............................................................................................................. 79 
8.2.1 Equacionamento para o reator contínuo ideal sem reciclo de células ........................................................ 80 
8.2.2 Desvios do comportamento ideal devido à manutenção e ao decaimento celular ..................................... 85 
8.2.3 Sistema contínuo com reciclo de células...................................................................................................... 86 
8.2.4 Sistema contínuo em múltiplos estágios ..................................................................................................... 92 
8.3 FORMAÇÃO DE PRODUTOS NO SISTEMA CONTÍNUO ......................................................................................................... 93 
9. TECNOLOGIA DOS BIORREATORES ................................................................................................................ 97 
9.1 CARACTERÍSTICAS BÁSICAS DE REATORES PARA CULTIVO DE BACTÉRIAS OU CÉLULAS ANIMAIS ................................................... 98 
9.1.1 Critérios primários do projeto .................................................................................................................... 100 
9.1.2 Fluxograma do processo ............................................................................................................................ 100 
9.1.3 Desenho mecânico ..................................................................................................................................... 100 
9.2 CONSTRUÇÃO DO FERMENTADOR............................................................................................................................... 102 
9.2.1 Materiais de construção ............................................................................................................................ 102 
9.2.2 Outros materiais ........................................................................................................................................ 104 
9.2.3 Vedações assépticas .................................................................................................................................. 106 
9.2.4 Detalhes construtivos ................................................................................................................................ 108 
10. REATORES IDEAIS ........................................................................................................................................ 119 
11. REATORES REAIS ......................................................................................................................................... 121 
12. REATORES COM CÉLULAS IMOBILIZADAS .................................................................................................... 125 
12.1 MÉTODOS DE IMOBILIZAÇÃO ................................................................................................................................... 125 
12.1.1 Adsorção .................................................................................................................................................. 126 
12.1.2 Ligação covalente .................................................................................................................................... 127 
12.1.3 Envolvimento ........................................................................................................................................... 127 
12.2 TIPOS DE BIORREATORES EMPREGADOS ..................................................................................................................... 128 
12.2.1 Leito fixo .................................................................................................................................................. 129 
12.2.2 Leito fluidizado ........................................................................................................................................ 129 
12.3 ASPECTOS RELATIVOS AO TRANSPORTE DE MASSA ....................................................................................................... 131 
12.3.1 Efeitos difusivos ....................................................................................................................................... 131 
12.3.2 Modelagem matemática ......................................................................................................................... 132 
12.4 PROCESSOS QUE UTILIZAM CÉLULAS IMOBILIZADAS ...................................................................................................... 132 
12.4.1 Produção de etanol .................................................................................................................................. 133 
12.4.2 Produção de antibióticos ......................................................................................................................... 134 
12.4.3 Tratamento de resíduos ........................................................................................................................... 135 
12.4.4 Produção de metabólitos utilizando células animais ............................................................................... 135 
12.5.5 Utilização de microrganismos geneticamente modificados .................................................................... 135 
12.5 CONCLUSÕES ....................................................................................................................................................... 136 
13. REATORES COM ENZIMAS IMOBILIZADAS ................................................................................................... 137 
13.1 REATORES ENZIMÁTICOS ........................................................................................................................................ 138 
13.1.1 Tipos ........................................................................................................................................................ 138 
13.1.2 Fatores a considerar na escolha do reator .............................................................................................. 138 
13.1.3 Cinética de reatores enzimáticos ............................................................................................................. 139 
13.2 EXEMPLO DE PROCESSO ENZIMÁTICO ........................................................................................................................ 142 
13.2.1 Isomerização da glicose ........................................................................................................................... 142 
 
 
 
4 
 
1. Engenharia bioquímica 
 
1.1 Engenharia Bioquímica: uma aplicação sui generis da engenharia química 
 
Durante a Segunda Guerra (1939-1945), os então “Aliados” concentraram 
esforços consideráveis na consecução de um objetivo muito específico: transferir para 
escala industrial o processo de laboratório, então conhecido, de produção de penicilina 
por fermentação. 
Ao lado de profissionais já de longa data envolvidos no estudo de atividades 
microbianas, passaram então a atuar engenheiros químicos, com vistas à solução de 
questões bastante complexas inerentes à desejada ampliação de escala. 
Foi nesse período que nasceu o ramo da Engenharia Química que, maistarde, 
por suas peculiaridades, receberia o nome de Engenharia Bioquímica. 
Neste meio século de existência, esse novo ramo da Engenharia Química 
progrediu rapidamente, conduzindo a muitos resultados de indiscutível importância 
prática. 
O objetivo da Engenharia Bioquímica é a aplicação dos conhecimentos da 
Engenharia Química na solução de problemas que se apresentam na implantação de 
processos biotecnológicos em larga escala, e em sua otimização. 
Os problemas que se apresentam no âmbito da Engenharia Bioquímica são, com 
frequência, de difícil solução, dadas as peculiaridades e complexidade dos sistemas em 
que se desenvolvem os processos biotecnológicos. 
A célula microbiana responsável pela transformação que nos interessa em um 
dado processo realiza, além dessa transformação, um grande número de outras reações 
com o objetivo, para ela absolutamente primordial, de manter-se viva e multiplicar-se. Isso 
pode dificultar o estabelecimento de balanços materiais, além de afetar o rendimento do 
processo considerado. O conhecimento das prováveis vias metabólicas que se 
desenvolvem nas células é, neste particular, de grande auxílio, fornecendo muitas vezes 
informações que indicam a maneira mais adequada de conduzir o processo que nos 
interessa. 
O fato inevitável, apontado há pouco, de a célula ter a única “preocupação” de 
manter-se viva e multiplicar-se, também pode acarretar sérios problemas no estudo da 
cinética da transformação que se tem em vista, uma vez que a velocidade de formação 
do produto que nos interessa pode ser profundamente afetada pelas velocidades de 
outras reações integrantes do metabolismo do microrganismo. Isso pode dificultar o 
estabelecimento de modelos matemáticos, cuja importância na otimização e no controle 
de processos já foi constatada muitas vezes. 
A manutenção de um razoável grau de “homogeneidade” no reator, para que 
todos os agentes da transformação se encontrem, pelo menos aproximadamente, nas 
mesmas condições (temperatura, pH, concentrações de substâncias do meio), é outro 
problema a ser considerado, principalmente em reatores industriais. 
 
1.2 Histórico 
 
É interessante notar como se deu o desenvolvimento da biotecnologia ao longo 
dos anos. Cronologicamente ela pode ser dividida em 6 fases. 
5 
 
A primeira fase durou até 1900. Nessa época apenas dois produtos eram 
fabricados em grande escala: o vinagre e o álcool (incluindo as bebidas alcoólicas). A 
operação se dava em reator batelada utilizando-se cepas de culturas puras. 
A segunda fase abrange o período de 1900 a 1940. Fabricava-se um número 
maior de produtos. Os fermentadores eram equipados com agitadores mecânicos e 
passou a ser feita a aeração do meio. O controle do processo era feito através da 
monitoração fora de linha do pH e da temperatura. O biorreator batelada alimentada 
passou a ser utilizado. 
A terceira fase começou em 1940 e vai até os dias de hoje. Aos produtos que já 
eram fabricados acrescentou-se os antibióticos, os aminoácidos, as enzimas, etc. A 
assepsia dos equipamentos e do meio de cultura, o controle de pH, de O2 dissolvido e de 
temperatura tornaram-se prática comum. Com o avanço das técnicas de medição em 
linha, a tendência atual é a monitoração e o controle do processo utilizando-se o 
computador. Alguns processos passaram a ser realizados em operação contínua. O 
controle de qualidade passou a ser importante e começou-se a empregar plantas piloto. 
Técnicas de mutação e programas de seleção passaram a ser essenciais no 
desenvolvimento de novos processos. 
A quarta fase começou em 1960 com aplicação de técnicas de engenharia 
genética para produzir cepas mais eficientes. 
A quinta fase começou em 1979 com a aplicação da tecnologia do DNA-
recombinante. Essa técnica de engenharia genética tem propiciado a alteração de 
microrganismos de modo que estes produzam substâncias que não são fabricadas 
naturalmente por eles. A aplicação desta técnica já obteve como resultado prático a 
produção em escala comercial de insulina por microrganismos. 
A sexta fase data do início dos anos 80. Ela baseia-se principalmente em 
aplicações médicas, notadamente em diagnóstico de doenças de origem virótica tais como 
AIDS, rubéola, hepatite, etc., e monitoração de níveis de compostos importantes tais como 
colesterol, glicose, ureia, etc. 
 
1.3 Processo biotecnológico industrial genérico 
 
Em qualquer processo biotecnológico industrial, o elemento central é o reator, pois 
nele se desenvolvem, devidamente controladas, as transformações que nos interessam. 
Isso não quer dizer que o reator constitui a etapa mais importante do processo. Para que 
o resultado que se tem em vista seja alcançado, dois outros conjuntos de operações 
devem ser também cuidadosamente considerados, a saber: 
a) Os tratamentos iniciais: que antecedem a operação do reator e cuja a 
finalidade é colocar o sistema nas condições previamente escolhidas, para que 
as transformações, no reator, se desenvolvam a contento. 
b) Os tratamentos finais: que englobam a separação e purificação dos produtos 
e subprodutos obtidos, bem como o tratamento dos resíduos formados. 
A Figura 1.1 representa, esquemática e resumidamente, as etapas de um processo 
biotecnológico industrial. 
 
 
 
 
 
 
 
6 
 
Figura 1.1: Representação esquemática de um processo biotecnológico industrial 
genérico. 
 
 
 
Quando os agentes das transformações que ocorrem no reator são uma enzima 
(purificada ou não), ou uma mistura de enzimas (também mais ou menos purificadas), ou 
ainda células inativas ou mortas (que, neste caso, funcionam como simples suportes das 
enzimas), o processo recebe a denominação genérica de processo enzimático. 
Por outro lado, se os agentes das transformações são microrganismos vivos, de 
modo que as reações que se desenvolvem no reator são consequências da atividade vital 
das células microbianas, o processo é denominado processo fermentativo. Nesse caso, o 
reator é, muito frequentemente, também chamado fermentador ou dorna. 
Cumpre não esquecer que a atividade vital dos microrganismos responsáveis por 
um processo fermentativo é sempre o resultado de considerável número de reações 
enzimáticas. A rigor, portanto, quer nos processos chamados enzimáticos, quer nos 
denominados fermentativos, enzimas são, em última análise, os catalisadores das 
transformações que ocorrem no reator. 
 
1.4 Microrganismos e meios de cultura para utilização industrial 
 
O objetivo principal deste item é descrever as características gerais que 
microrganismos e meios de cultura devem apresentar, a fim de ser possível utilizá-los em 
uma operação industrial de grande porte, ou seja, executada em biorreatores com 
volumes de dezenas de milhares de litros. 
A Figura 1.2 apresenta um esquema geral de um processo fermentativo, na qual 
buscou-se ressaltar alguns pontos essenciais, que permitem um início de discussão 
dentro do objetivo acima traçado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
7 
 
Figura 1.2: Esquema geral de um processo fermentativo. 
 
 
Como se pode observar na Figura 1.2, o sucesso de um dado processo 
fermentativo depende muito de uma correta definição de quatro pontos básicos: o 
microrganismo, o meio de cultura, a forma de condução do processo fermentativo e as 
etapas de recuperação do produto. 
Esses quatro pilares de um processo fermentativo interagem enormemente, 
sendo necessário buscar defini-los de forma conjunta, levando em consideração aspectos 
biológicos e econômicos, o que torna bastante complexa esta adequada definição. Para 
tornar clara essa ideia, pode-se mencionar que sempre se pretende empregar meios de 
cultura baratos, mas deve-se lembrar que o microrganismo deve encontrar neste meio 
condições adequadas para realizar a conversão pretendida. 
Em termos de forma de condução do processo fermentativo, seria difícil imaginar 
a produção presente de etanol no Brasil (mais de 15 bilhões de litros por ano), caso não 
se operasse os biorreatores em sistema descontínuo alimentado,ou mesmo contínuo, 
porém com o reciclo das células. Da mesma forma, o grande avanço alcançado pela 
digestão anaeróbia no tratamento biológico de águas residuais, deveu-se muitíssimo ao 
surgimento dos reatores contínuos operados com fluxo ascendente e reciclo interno de 
células. 
As operações finais para a recuperação do produto são igualmente da mais alta 
importância. Sabe-se que a melhor forma presentemente para a recuperação do etanol, 
após uma fermentação alcoólica, é a operação de destilação, mas ela incide 
significativamente no custo do produto final, em virtude da energia necessária para a sua 
execução. No entanto, a importância de uma adequada definição das operações de 
recuperação do produto, fica mais clara quando se aborda a produção de produtos de alto 
valor agregado, como a produção de antibióticos, enzimas, ou outras proteínas. Para 
esses casos, as operações de recuperação do produto podem ser responsáveis por 50 a 
70% do custo do produto final, indicando, claramente, a sua importância em termos de 
uma adequada definição. 
8 
 
1.5 Fontes de microrganismos de interesse 
 
Microrganismos que possam ter interesse industrial, podem ser obtidos 
basicamente das seguintes formas: 
- isolamento a partir de recursos naturais; 
- compra em coleções de culturas; 
- obtenção de mutantes naturais; 
- obtenção de mutantes induzidos por métodos convencionais; 
- obtenção de microrganismos recombinantes por técnicas de engenharia 
genética. 
O isolamento de microrganismos a partir de recursos naturais, tais como solo, 
água, plantas, etc., sempre foi uma atividade de grande importância para a obtenção de 
novas linhagens de interesse industrial. Trata-se de uma atividade que envolve muito 
trabalho experimental, significando um custo relativamente elevado, porém pode conduzir 
ao isolamento de linhagens melhor produtoras de um dado produto, mas, mais importante 
do que isto, pode conduzir à descoberta de novos produtos, o que confere a esta 
possibilidade uma relevância inquestionável. 
Grandes empresas produtoras de antibióticos, ou enzimas, mantêm programas de 
isolamento de linhagens de recursos naturais, justamente com o objetivo de incrementar 
a produção de certos produtos, ou com o objetivo de encontrar linhagens produtoras de 
novos antibióticos por exemplo. 
É claro que o isolamento de linhagens deve ter início com certas premissas, 
definindo-se o que se pretende obter, pois o simples isolamento poderá levar à 
disponibilidade de um número inimaginável de culturas, o que dificulta a convergência 
para o processo ou o produto que se pretende produzir. 
Como se sabe, quando uma dada célula prolifera, há sempre uma pequena 
possibilidade de surgimento de mutantes naturais, os quais podem ser isolados e 
ensaiados objetivando a verificação de sua potencialidade de produção. Essas alterações 
naturais não são, de forma alguma, interessantes do ponto de vista de um processo 
fermentativo, mas eventualmente podem gerar novas linhagens que apresentem interesse 
prático. 
No entanto, aguardar o surgimento de mutantes naturais de interesse prático, 
poderá significar o dispêndio de muito tempo, razão pela qual prefere-se, há já várias 
técnicas, lançar mão de métodos que forcem o aparecimento de células mutadas, como é 
o caso de submeter suspensões de células ou esporos a radiações ultravioleta ou a 
substâncias químicas mutagênicas. Ao se permitir esta exposição ou contato, ocorre uma 
drástica destruição da maioria das células, recuperando-se, a seguir, aquelas que 
sobreviveram, verificando-se se mutaram na direção desejada. 
Essa técnica para a obtenção de mutantes é obviamente aleatória, tratando-se de 
recuperar as células sobreviventes em meios ou condições específicas, de forma a dirigir 
este isolamento para as células que se pretende. Tais programas de mutação/seleção 
costumam ser bastante dispendiosos, mas levaram a várias condições de sucesso 
descritas na literatura. 
 
1.6 Características desejáveis de microrganismos 
 
 Neste item serão abordadas algumas características gerais que microrganismos e 
meios de cultura devem apresentar, a fim de que seja possível o estabelecimento de 
processo produtivo em larga escala. No entanto, o desempenho de um dado 
9 
 
microrganismo depende muito da composição do meio de cultura em que é colocado. 
Como se pretende expor características gerais, quando da análise de um dado processo 
fermentativo, é possível que algumas dessas características não se apliquem, enquanto 
outras, não abordadas no presente texto, poderão ser de grande importância. 
 Para uma aplicação industrial, espera-se que microrganismos apresentem as 
seguintes características gerais: 
- apresentar elevada eficiência na conversão do substrato em produto; 
- permitir o acúmulo do produto no meio, de forma a se ter elevada concentração do 
produto no caldo fermentado; 
- não produzir substâncias incompatíveis com o produto; 
- apresentar constância quanto ao comportamento fisiológico; 
- não ser patogênico; 
- não exigir condições de processo muito complexas; 
- não exigir meios de cultura dispendiosos; 
- permitir a rápida liberação do produto para o meio. 
 De fato, uma célula deve permitir elevada conversão do substrato em produto, pois, 
com muita frequência, as matérias-primas incidem pesadamente no custo do produto final, 
podendo-se mencionar uma incidência de 38 a 73% do custo total de produção como 
sendo devido às matérias-primas, em particular a fonte orgânica de carbono. 
 Por outro lado, é sempre desejável que o microrganismo permita um elevado 
acúmulo do produto no meio, sem sofrer inibição mais acentuada em virtude deste 
acúmulo, pois isto concorre para uma redução nos custos de recuperação, os quais 
também podem ser muito acentuados. 
 Toma-se como exemplo o caso da fermentação alcoólica, aqui representada 
simplificadamente pela equação química final (glicose em anaerobiose sendo convertida 
em etanol e gás carbônico): 
C6H12O6 → 2C2H5OH + 2CO2 
 Como se pode observar, o fator estequiométrico é igual a 0,511, ou seja, cada 
grama de glicose convertida gera 0,511g de etanol, sendo que o Saccharomyces 
cerevisiae, normalmente empregado nesta fermentação, com frequência permite obter um 
rendimento da ordem de 90% deste valor estequiométrico, o que torna este microrganismo 
o mais importante para realizar esta conversão, lembrando que vários outros também 
podem acumular etanol, a partir da glicose, porém não com este rendimento tão elevado. 
 Obviamente, não se consegue manter um processo de fermentação alcoólica 
obtendo-se 100% de rendimento, pois as células têm de proliferar, o que significa a síntese 
de muitos outros compostos intermediários, sendo o acúmulo de etanol a via metabólica 
que permite a geração de energia na forma de ATP (glicólise). Claro está que esse é um 
ponto fundamental, pois a matéria-prima incide em algo como 60% do custo do etanol e, 
desta forma, baixos rendimentos tornariam inviável a produção deste produto de baixo 
valor agregado. 
 Por outro lado, sabe-se que quando se atinge 8 a 10% (em volume) em etanol no 
vinho fermentado, já ocorre uma clara inibição da levedura, o que faz com que a 
velocidade da conversão do açúcar em etanol fique prejudicada, razão pela qual procura-
se não ultrapassar estes valores, pelo menos na produção de álcool combustível (não se 
está aqui comentando o caso de bebidas alcoólicas). 
 Isso significa a necessidade de destilar um líquido que contém apenas 10% de 
etanol, o que – além do dispêndio de energia – ainda irá gerar 90% de resíduo na forma 
de vinhaça, que necessita encontrar um destino adequado. 
 O ideal seria encontrar leveduras mais resistentes ao etanol, porém sem que ocorra 
queda na velocidade da fermentação alcoólica (sem queda na produtividade), o que não 
é tarefa simples. 
10 
 
 De qualquer forma, fica claro que a conversão da matéria-prima em produto já é 
muito elevada, o que não permite visualizar grandes incrementos, lembrando, novamente,a necessidade de manter a viabilidade celular para que a fermentação não seja 
interrompida. 
 Uma situação bem diversa é a que ocorre com os processos aeróbios, por exemplo, 
na produção de enzimas ou antibióticos. Nesse caso, a conversão do açúcar pode ser 
representada esquematicamente da seguinte forma: 
Açúcar + O2 → células + CO2 + H2O + Intermediários + Produto 
 Nesse caso, por se operar em aerobiose, a quantidade de células geradas costuma 
ser muito intensa, em relação ao açúcar consumido, ao lado de uma quantidade 
relativamente pequena do produto alvo (antibiótico ou enzima). Se, por um lado, o custo 
da matéria-prima incide menos pesadamente no custo do produto final, as operações de 
recuperação do produto são necessariamente mais onerosas (chega-se a valores da 
ordem de 70%), mas o produto alvo é de mais alto valor agregado. 
 Assim, ao se encontrar linhagens que cresçam relativamente menos, ou que 
acumulem menos compostos intermediários, é possível visualizar grandes incrementos 
na síntese do produto. 
 Mesmo permitindo o acúmulo do produto no meio, a célula produtora deve, ainda, 
contar com a característica de não produzir substâncias que sejam incompatíveis com o 
produto, pois isto pode levar a uma situação de desinteresse pelo processo produtivo. 
 Esse é o caso, por exemplo, de se estar interessado na produção de uma dada 
enzima, ou proteína, mas se utilizar uma linhagem que também seja uma boa produtora 
de proteases extracelulares. Assim, ao se produzir a enzima, separar as células e 
armazenar o produto, pode-se ter uma redução sensível da atividade enzimática em 
virtude da ação das proteases. 
 Um exemplo adicional, mais específico, é sobre a produção de glicoamilase por 
Aspergillus. Como se sabe, a glicoamilase é a enzima que hidrolisa o amido gerando 
glicose, sendo, pois, de muito interesse em várias aplicações, destacando-se o preparo 
de xaropes de glicose para a indústria de alimentos. Ocorre que alguns microrganismos 
produtores de glicoamilase também sintetizam a transglicosidase, enzima esta que, 
quando na presença de glicose, volta a polimerizá-la, gerando moléculas que não são 
mais hidrolisadas pela glicoamilase. 
 Na realidade, a presente característica desejável em uma célula pode ser bem mais 
generalizada. Um microrganismo ideal, quanto ao aspecto agora abordado, deve produzir 
o mínimo de outras substâncias, ao mesmo tempo em que sintetiza o composto 
pretendido. Isso leva a uma maior disponibilidade de nutrientes para a síntese do produto, 
mas também permite vislumbrar uma maior facilidade na recuperação deste produto. 
 Uma outra característica, da mais alta importância, refere-se à estabilidade 
fisiológica da linhagem a ser empregada industrialmente. Isso significa que não basta que 
se tenha uma linhagem hiperprodutora de uma dada substância de interesse, mas que se 
conheça as técnicas mais adequadas para a sua conservação e, mais ainda, que ela se 
mantenha como excelente produtora da substância de interesse ao longo de todas as 
etapas envolvidas desde sua proliferação em nível de laboratório, germinadores e 
biorreator principal. 
 Assim sendo, o constante estudo dessas formas de conservação mais adequadas 
das linhagens é tarefa das mais importantes, mantendo-se, na indústria, aquelas 
realmente de interesse, assim como o imediato descarte dos lotes que demonstrem 
alguma tendência à atenuação quanto ao acúmulo do produto no meio. Para a célula há 
sempre a tendência a otimizar o crescimento, em detrimento da síntese do produto, motivo 
pelo qual não basta verificar, em termos de metodologias de conservação, se a célula 
cresce, mas se ela continua a acumular o produto de maneira eficaz. 
11 
 
 A operação de biorreatores de grande porte, conforme mencionado anteriormente, 
do ponto de vista técnico e econômico, praticamente exige o emprego de microrganismos 
não patógenos, os quais possam ser manuseados sem riscos ambientais, particularmente 
nas etapas seguintes em relação ao término do processo fermentativo. Mesmo durante a 
fermentação, caso se manuseasse microrganismos patógenos em reatores de dezenas 
de milhares de litros, os cuidados teriam de ser bastante aumentados, particularmente 
com os gases efluentes, o que incidiria em custos adicionais. 
 O cultivo de patogênicos é efetuado, por exemplo, para a produção de vacinas, em 
reatores de pequeno porte (da ordem de centenas ou poucos milhares de litros), porém 
confinados em câmaras assépticas, tomando-se precauções necessárias para a não 
ocorrência de contaminação do meio ambiente. Isso, logicamente, significa custo 
adicional, o qual pode ser justificado no caso de produção de vacinas, mas tornaria inviável 
a produção de uma enzima ou mesmo um antibiótico. 
 Um microrganismo também não deve exigir condições de processo muito 
complexas, por motivos claros de economicidade da produção, sendo que dentro deste 
tópico muitos aspectos podem ser abordados. 
 Como se sabe, sempre existem valores ótimos do pH e da temperatura, por 
exemplo, em termos do acúmulo do produto. No entanto, também se sabe que o controle 
preciso do pH e da temperatura apenas é possível em reatores de bancada, sendo que 
em reatores de grande porte (dezenas de milhares de litros), deverá ocorrer uma certa 
heterogeneidade ao longo da altura do reator, de forma que a célula deverá manter o seu 
desempenho, apesar de uma certa flutuação nos valores destas grandezas tomadas como 
exemplo. Em outras palavras, o ideal é que o microrganismo tenha uma faixa de valores 
ótimos dessas grandezas e não valores pontuais, particularmente no que se refere ao 
acúmulo do produto. Os microrganismos podem ser classificados de acordo com a 
temperatura em que seu crescimento é pleno em: 
- Mesófilos: se desenvolvem em temperaturas médias entre 20°C e 40°C. 
- Termófilos: se desenvolvem em temperaturas entre 45°C e 100°C. A principal vantagem 
desses microrganismos sobre os outros que crescem em temperaturas inferiores é o 
metabolismo mais rápido. 
- Psicrófilos: se desenvolvem em temperaturas baixas entre -4°C e 15°C. Estes 
microrganismos, por sua vez, apresentam taxas metabólicas bastante reduzidas. 
 Quanto ao pH, existe uma faixa ótima de concentração de íons hidrogênio para o 
desenvolvimento de microrganismos, embora a faixa de pH em que eles se desenvolvam 
seja relativamente ampla. As bactérias preferem os meios neutros (pH 7 – 7,5), sendo a 
maioria tolerantes a pH entre 6 e 9. As leveduras e os mofos preferem meios relativamente 
ácidos de pH 3 a 6. Os microrganismos geralmente crescem melhor no pH do seu habitat 
natural. Em muitos casos, o próprio microrganismo, como resultado do seu metabolismo, 
exerce papel preponderante na definição do pH ideal para o seu crescimento. Bactérias 
produtoras de ácido, mofos e leveduras aumentam a concentração de íons hidrogênio no 
ambiente e tendem a crescer melhor em valores de pH moderadamente baixos. Outras 
bactérias, especialmente as putrefativas que decompõem proteínas em aminoácidos e 
amônia, aumentam o pH do ambiente e vivem bem em condições alcalinas. 
 Nessa direção, são igualmente muito interessantes os microrganismos que 
conseguem manter um bom desempenho, quando cultivados em baixas concentrações 
de oxigênio dissolvido. A necessidade de manutenção de altas concentrações de oxigênio 
dissolvido traz problemas bastante sérios no tocante a um maior dispêndio de energia, em 
virtude de uma maior agitação e aeração do meio. Nesse sentido, os microrganismos que 
crescem de forma aglomerada (forma miceliar, por exemplo), são sempre mais 
complicados, pois a concentração de oxigênio no meio de cultivo terá de ser mais elevada, 
12 
 
a fim de que as células mais internas destes aglomerados tenham acesso a este oxigênio, 
quando comparadas às células que crescem isoladamente. 
 Quanto ao requerimento de oxigênio, os microrganismos podem ser classificados 
em: 
- Aeróbios: necessitam de oxigênio para sua sobrevivência. O oxigênio participa do 
metabolismodesses microrganismos como receptor final de elétrons. Bacillus; 
Pseudomonas e Streptomyces pertencem a esta classe. 
- Anaeróbios: não sobrevivem na presença de oxigênio, que é tóxico para esta classe de 
microrganismos. As espécies do gênero Clostridium incluem-se nesta classe. 
- Anaeróbios facultativos: sobrevivem na ausência ou na presença de oxigênio. Tais 
organismos podem ser subdivididos em dois grupos, dependendo se o oxigênio é 
ativamente metabolizado ou é meramente tolerado. As bactérias acéticas (Streptococcus, 
Leuconostoc e Lactobacillus) pertencem ao grupo que obtém energia exclusivamente de 
fermentação, embora não sejam prejudicadas pelo oxigênio. Por outro lado, bactérias 
coliformes, tal como Escherichia coli, podem obter energia de fermentação ou respiração. 
O desenvolvimento ótimo destes microrganismos geralmente acontece em uma das duas 
condições. Zymomonas mobilis, por exemplo, se desenvolve na presença de oxigênio, 
porém não o utiliza no seu metabolismo e a taxa de crescimento é inferior quando na sua 
ausência. 
- Microaerófilos: precisam de oxigênio para sobreviver, mas a concentrações muito baixas. 
- Aerotolerantes: são bactérias anaeróbias que crescem em pressões de oxigênio 
inferiores à da atmosfera terrestre. 
 Quanto à pressão osmótica, a pressão osmótica de microrganismos é 
independente da pressão do meio de cultura em que eles estão suspensos. Quando uma 
célula é colocada em um meio, uma pressão osmótica é exercida através de sua 
membrana semipermeável. Um microrganismo normalmente cresce melhor em meios que 
tenham concentrações osmóticas levemente inferiores à sua própria. Isso causa o fluxo 
de água para o interior da célula, condição essencial para a difusão de nutrientes e 
manutenção de uma pressão exercida de dentro para fora da célula. 
 Quando se opera com linhagens que excretam quantidades exageradas de 
proteínas para o meio, há uma questão adicional, pois a geração de espuma 
frequentemente se atribui à presença de proteínas no meio de cultivo, situação ainda mais 
complexa para os processos aeróbios, devido à necessidade de aerar e agitar o conteúdo 
do biorreator. 
 Em geral, a geração de espuma pode ocorrer no início de um processo fermentativo 
aeróbio, quando se empregam meios de cultivo contendo extratos de carne ou de 
levedura, ou água de maceração de milho, e nas etapas mais avançadas de um processo 
em virtude da presença de proteínas. Isso causa sérios problemas, como a necessidade 
de empregar um menor volume útil do reator, a fim de ter condições de controlar a espuma, 
além da frequente necessidade de empregar antiespumantes que, além de onerarem o 
produto final, ainda podem causar dificuldades nas etapas de recuperação do produto e 
uma redução na transferência de oxigênio, o que exige o aumento da agitação e da 
aeração, agravando a situação. Assim, é importante a seleção de microrganismos que 
excretem poucas proteínas juntamente com o produto desejado. 
 As características que um meio de cultivo deve apresentar serão discutidas a 
seguir, neste momento convém mencionar que o microrganismo selecionado para um 
processo industrial não deve exigir meio de cultura extremamente oneroso, por questões 
claramente de economia do processo produtivo. Essa é a razão pela qual um maior 
conhecimento das necessidades nutricionais de uma linhagem é estudo de vital 
importância, objetivando o fornecimento dos nutrientes apenas necessários. 
 
13 
 
1.7 Meios de cultura para aplicação industrial 
 
 É sempre muito difícil mencionar características de microrganismos, sem associá-
los a um determinado meio de cultivo. 
 Algumas características gerais que devem ser consideradas são: 
- ser o mais barato possível; 
- atender às necessidades nutricionais do microrganismo; 
- auxiliar no controle do processo, como é o caso de ser ligeiramente tamponado, o que 
evita variações drásticas de pH, ou evitar uma excessiva formação de espuma; 
- não provocar problemas na recuperação do produto; 
- os componentes devem permitir algum tempo de armazenagem, a fim de estarem 
disponíveis todo o tempo; 
- ter composição razoavelmente fixa; 
- não causar dificuldades no tratamento final do efluente. 
 Todas essas características são importantes, destacando-se o custo do meio de 
cultura, que deve ser o menor possível, desde que atenda às necessidades do 
microrganismo selecionado. Justamente essa combinação de atender às necessidades 
nutricionais do microrganismo, a fim de que o produto possa ser sintetizado, e ser 
minimamente oneroso, é que, com frequência, acaba por causar certas complicações. 
 Os microrganismos retiram do meio ambiente todas as substâncias necessárias 
para a síntese de material celular e de obtenção de energia. As necessidades dos 
microrganismos variam muito. Organismos autotróficos podem sintetizar todos os 
metabólitos necessários pela célula a partir de compostos inorgânicos; os heterótrofos 
requerem um ou mais nutrientes orgânicos. Essas diferenças nutricionais refletem 
diferenças na habilidade de síntese dos microrganismos. A habilidade em usar diferentes 
compostos como fonte de energia e de sintetizar proteínas e compostos do citoplasma a 
partir de compostos inorgânicos depende da presença de uma série de enzimas, sem as 
quais as células tornam-se mais exigentes nutricionalmente. A formação dessas enzimas 
é diretamente controlada pela genética da célula. A falta ou a repressão de um ou mais 
genes que codificam a formação de uma destas enzimas reflete-se diretamente nas 
necessidades nutricionais da célula. 
 Como se sabe, os microrganismos utilizam como fonte de carbono, e 
frequentemente de energia, diversos açúcares, tais como: glicose, sacarose, frutose, ou 
ainda polissacarídeos, como o amido. Outras fontes de carbono menos comuns abrangem 
uma faixa de compostos, indo desde os mais simples como metano e metanol às mais 
complexas como celulose e hemicelulose. No entanto, a eficiência de assimilação destes 
compostos, do ponto de vista biotecnológico, é muito menor do que as fontes tradicionais. 
O carbono representa de 45 a 50% do peso seco celular. É o componente básico para a 
biossíntese, fazendo parte de todos os compostos sintetizados pela célula. 
Como fonte de nitrogênio são frequentemente utilizados sais, como o (NH4)2SO4 (o 
qual costuma provocar reduções significativas no pH e, em alguns casos, fenômenos de 
inibição pelo sulfato), o (NH4)2HPO4, ou aminoácidos, ou a ureia (a qual permite reduzir os 
problemas de controle do pH). O nitrogênio consiste de 10 a 15% do peso seco das 
células. É assimilado sob forma amoniacal. Fontes de nitrogênio em outras formas que 
não a amoniacal são primeiro transformadas em íons amônio sendo então utilizadas 
normalmente no metabolismo celular. 
Como fonte de fósforo utilizam-se os fosfatos solúveis, como o monoamônio fosfato 
(MAP), ou o diamônio fosfato (DAP), os quais passam a ser fontes de nitrogênio e fósforo 
simultaneamente. O fósforo é importante na regulação do metabolismo celular e no 
fornecimento de fosfatos para a geração de energia. 
14 
 
 Ainda, necessita-se adicionar outros elementos, como: Na, K, Ca, Fe, Cu, Mg, Mn, 
Co, etc, em concentrações frequentemente muito reduzidas (na ordem de miligramas por 
litro de cultura), na forma de seus sais solúveis. Estes compostos, às vezes, estão 
presentes como impurezas de outros ingredientes do meio de cultura. 
 Meios de cultura constituídos apenas por essas substâncias costumam ser 
chamados de meios definidos, ou meios sintéticos, cuja composição química é sempre 
muito bem conhecida e pode ser reproduzida a qualquer instante. Por essa razão, para as 
células que apresentam bom desempenho em meios desse tipo, espera-se a ocorrência 
de um sistema produtivo muito estável além de, em geral, não apresentarem problemas 
quanto à recuperação e purificação do produto final. Esses meios, mesmo sendo mais 
onerosos, podem ser preferidos, caso realmente permitam uma maior economia nas 
etapas de recuperaçãodo produto. 
 No entanto, para uma grande variedade de linhagens, há a necessidade da adição 
de certos “fatores de crescimento”, ou seja, alguns aminoácidos específicos ou vitaminas. 
Claro está que, quando se conhecem essas necessidades específicas, o que nem sempre 
é o caso, é possível adicionar essas substâncias puras, afim de manter o meio em sua 
forma mais definida, mas o custo destes meios pode tornar-se inviável, particularmente 
para instalações de grande porte, a menos que isto signifique um enorme ganho 
econômico na recuperação do produto, ou preserve alguma característica fundamental 
deste produto, necessariamente de alto valor agregado. 
 Alternativamente, para suprir as necessidades de linhagens mais exigentes e, em 
geral, com características nutricionais mal conhecidas, pode-se adicionar certos materiais 
complexos como: extrato de levedura, extrato de carne, extrato de malte, peptona 
(hidrolisado de proteínas), etc. Esses materiais (individualmente ou adicionados 
conjuntamente) permitem introduzir no meio de cultura os fatores faltantes em um meio 
definido, mas, além de onerosas, são complexas e de composição variável ao longo do 
tempo de armazenagem e na dependência do fabricante e do lote empregado. Assim, 
pode-se imaginar a ocorrência de oscilações no processo fermentativo, além de possíveis 
dificuldades nas operações de recuperação do produto final, dependendo das 
características deste produto e das operações de recuperação. 
 É frequente observar-se, nos trabalhos básicos de isolamento ou seleção de 
linhagens, o emprego de meios contendo quantidades muito grandes desses extratos ou 
hidrolisados (vários gramas por litro, ou mesmo dezenas de gramas por litro). Dessa 
forma, no desenvolvimento do processo produtivo, uma das tarefas iniciais é verificar a 
possibilidade da obtenção de iguais desempenhos, porém em meios isentos desses 
materiais, ou com a adição de quantidades mínimas, tendo em vista o custo envolvido. 
 
1.8 Modos de fermentação 
 
 Os modos de fermentação podem ser classificados como descontínuos ou 
batelada, semi-contínuo ou contínuo. 
 
 1.8.1 Operação em batelada 
 
 Na operação em batelada todos os nutrientes e substratos são alimentados ao 
reator antes da inoculação das células, durante a operação não há adição de nutrientes 
e/ou substratos, embora adiciona-se ácidos ou base para controle de pH, gases para 
manter aerobicidade (ar ou oxigênio puro) ou anaerobicidade (CO2, N2, etc.), conforme o 
caso, e retira-se os gases provenientes da fermentação. A maioria dos processos 
15 
 
fermentativos tradicionais são conduzidos em batelada. Um bom exemplo é a produção 
de etanol nas destilarias brasileiras. 
 A destilação em batelada oferece grande flexibilidade operacional: o vaso de 
reação e os equipamentos associados podem produzir uma única batelada de um produto, 
podendo ser utilizado imediatamente para a fabricação de um outro produto de maior 
demanda. Essa versatilidade é particularmente importante na indústria farmacêutica, onde 
a variedade de produtos é grande, mas a quantidade de cada produto é pequena. 
 
 1.8.2 Operação em batelada alimentada 
 
 Consiste em adicionar contínua ou intermitentemente, um ou mais nutrientes 
precursores ou substrato ao reator durante a fermentação. A melhor forma de adicionar 
os nutrientes é fortemente dependente da cinética de crescimento e de formação do 
produto apresentada pelo microrganismo. 
A operação em batelada alimentada é particularmente eficiente na redução dos 
efeitos indesejáveis causados pela concentração elevada no meio de cultura de 
compostos nocivos, mas essenciais, aos microrganismos, através da adição controlada 
dos mesmos. Este tipo de operação é também eficiente na redução da fase de adaptação, 
no aumento do período de operação devido à manutenção da viabilidade das células por 
períodos prolongados, e na redução da viscosidade em fermentação de polissacarídeos. 
O potencial da técnica de operação em batelada alimentada foi percebido no início 
deste século, quando observou-se que a adição incremental de malte resultava em 
aumento no rendimento de leveduras sem o acúmulo excessivo de etanol. Desde esta 
época, a fermentação em batelada alimentada tem sido usada para fabricar uma grande 
variedade de produtos tais como antibióticos, enzimas, aminoácidos, álcoois, etc. 
 
1.8.3 Operação contínua 
 
Na operação contínua substratos e nutrientes são continuamente alimentados ao 
reator e substratos e nutrientes são consumidos, produtos e células são retirados do 
reator. Em operação estacionária a vazão de retirada iguala-se à vazão de entrada. 
 
Combinações dos modos de operação apresentados acima são possíveis. Dentre 
estas merece destaque a operação tendo reatores batelada em série, repetidas bateladas 
e reator contínuo com reciclo. 
O modo ideal de operação do reator biológico é fortemente dependente do tipo de 
processo que se está conduzindo. 
 
 
16 
 
 
2. Cinética Enzimática 
 
 
A Cinética de Reações Enzimáticas é, a vigor, um caso particular da Cinética 
Química. Seus objetivos são: 
a) Medir as velocidades das transformações que se processam; 
b) Estudar a influência de condições de trabalho (como, por exemplo, 
concentrações dos reagentes e das enzimas, temperatura, pH, concentrações 
de ativadores e de inibidores) naquelas velocidades; 
c) Correlacionar (quer por meio de equações empíricas, quer por meio de 
modelos matemáticos) as velocidades das transformações com alguns dos 
fatores que as afetam; 
d) colaborar na otimização do processo considerado; 
e) estabelecer critérios para o controle do processo; 
f) projetar o reator mais adequado. 
 Esses objetivos, resumidamente apontados, dispensam comentários adicionais 
relativos à importância prática desse estudo. 
Em um curso de graduação não cabe um estudo aprofundado, com vistas ao exame 
de todos os casos conhecidos e de todos os importantes pormenores inerentes a sistemas 
complexos. Visa-se, tão somente, estudar alguns casos simples, com o principal objetivo 
de adquirir e consolidar conhecimentos fundamentais indispensáveis a futuros 
desenvolvimentos. 
 
2.1 Medida da velocidade 
 
Consideremos o caso em que, em solução aquosa, um dado substrato, de fórmula 
molecular S, é transformado em produtos de fórmulas moleculares P, Q, etc., em uma 
reação catalisada por uma enzima de fórmula molecular E. Esquematicamente: 
 
S → P + Q + ... 
 
Como exemplo, poderíamos citar a decomposição da água oxigenada em água e 
oxigênio, na presença da enzima catalase: 
 
H2O2 → H2O + 1/2O2 
 
O primeiro problema que nos apresenta, ao pretendermos estudar a cinética da 
reação, é a medida de sua velocidade em condições experimentais conhecidas. 
Suponhamos que seja possível, no sistema que nos interessa, medir a 
concentração do substrato (ou de um dos produtos) durante o desenvolvimento da reação 
a partir de seu início. Essas medidas conduzirão a curvas do tipo das representadas na 
Figura 2.1. Essas cursas nos mostram que a velocidade de consumo do substrato (ou de 
formação do produto escolhido) varia com o tempo, porque, como consequência da 
reação, variam as condições em que o sistema se encontra. De fato, durante o 
desenvolvimento da reação, mesmo mantendo-se constantes a temperatura e o pH, a 
concentração do substrato decresce e a concentração da enzima, levando em conta sua 
17 
 
habilidade, também pode diminuir consideravelmente, sem esquecer que, em muitos 
casos, os produtos formados podem atuar como inibidores da ação catalítica da enzima. 
 
Figura 2.1: Representação esquemática das variações das concentrações do 
substrato e do produto. Medidas das velocidades no instante t e das velocidades iniciais 
(t=0). 
 
 
 
A rigor, portanto, o único instante em que as condições experimentais são 
conhecidas é no instante inicial. Por este motivo a velocidade da reação enzimática deve 
ser calculada,sempre que possível, no instante t=0, obtendo-se assim a velocidade inicial 
ou de consumo do substrato, ou de formação do produto (ver Figura 2.1). 
Muitas são a reações enzimáticas cujas velocidades iniciais podem ser 
determinadas, desde que se tomem os devidos cuidados experimentais. Além da já citada 
decomposição da água oxigenada, poderíamos citar, a título de exemplos, a hidrólise da 
sacarose catalisada pela invertase e a hidrólise da ureia, catalisada pela urease. 
Há, porém, casos mais complexos, em que a velocidade inicial não pode ser 
medida, ou porque não existe uma técnica experimental que permita acompanhar as 
variações das concentrações no sistema em estudo ou porque a transformação não pode 
ser representada por uma equação química com reagentes e produtos bem definidos. A 
velocidade da reação, nesses casos, é frequentemente representada por uma velocidade 
média de consumo, ou de produção, de substâncias convenientemente escolhidas (ver 
Figura 2.2) ou, ainda, de variação de uma propriedade do sistema (viscosidade, textura, 
absorbância, etc.) em um intervalo de tempo prefixado. O amolecimento de carnes pela 
ação da papaína é um exemplo de processo enzimático em que não há condições de 
medir uma velocidade inicial. 
 
 
 
 
 
 
 
 
18 
 
 
Figura 2.2: Medida da velocidade média de formação do produto no intervalo de tempo 
∆t. 
 
 
 
2.2 Influência das concentrações da enzima e do substrato. Lei de Michaelis e 
Menten. 
 
 Consideremos uma dada reação enzimática cuja velocidade inicial pode ser 
determinada experimentalmente. Imaginemos vários ensaios diferindo, um do outro, 
apenas pela concentração inicial da enzima. A experiência mostra que, dentro de certos 
limites, a velocidade da reação é proporcional à concentração da enzima (Figura 2.3). 
 
Figura 2.3: Representação esquemática da influência da concentração da enzima na 
velocidade da reação. 
 
 
 Se, porém, os ensaios realizados diferirem entre si apenas pela concentração inicial 
do substrato, a velocidade inicial da reação será afetada, como indica a Figura 2.4. Em 
outras palavras, a curva obtida é análoga à que se observa em fenômenos em que ocorre 
saturação: a velocidade da reação é função crescente da concentração do substrato até 
um determinado valor dessa concentração, mantendo-se praticamente constante para 
concentrações de substrato superiores a esse valor. 
 
19 
 
Figura 2.4: Representação esquemática da influência da concentração do substrato na 
velocidade da reação. 
 
 
 O modelo cinético de Michaelis e Menten é, ainda hoje, um dos mais aceitos com 
o objetivo básico de explicar a influência das concentrações iniciais de enzima e de 
substrato na velocidade inicial da reação enzimática. As hipóteses básicas desse modelo 
são: 
a) o substrato e a enzima reagem reversivelmente entre si formando um composto 
intermediário denominado complexo enzima-substrato; 
b) o complexo formado ou se decompõe, ou reage com outra substância, 
regenerando a enzima e formando os produtos da reação. 
Consideremos o caso mais simples possível, caracterizado pelos seguintes pontos: 
a) a formação do complexo enzima-substrato se dá na proporção de 1 mol de 
substrato para 1 mol de enzima, produzindo 1 mol do complexo; 
b) o complexo formado se decompõe, sem reagir com outras substâncias existentes 
no sistema. 
Esquematicamente, teremos, em um dado instante t: 
𝐸⏟
𝑒−𝑥
+ 𝑆⏟
𝑠−𝑥
𝑘1𝑒𝑘2
⇔ 𝐸𝑆⏟
𝑥
 
𝑣 𝑒 𝑘3
⇒ 𝐸 + 𝑃 
sendo; 
k1 = constante de velocidade de formação do complexo 
k2 = constante de velocidade de dissociação do complexo 
k3 = constante de velocidade de decomposição do complexo formando o produto 
𝑣 = velocidade de formação do produto 
s = molaridade inicial do substrato 
e = molaridade inicial da enzima 
x = molaridade do complexo no instante t 
 
Podemos, então, escrever: 
 
𝑑𝑥
𝑑𝑡
= 𝑘1(𝑒 − 𝑥)(𝑠 − 𝑥) − 𝑘2. 𝑥 − 𝑘3. 𝑥 
 
Admitindo, o que é muito comum na prática, que a concentração do substrato é 
muito maior que a da enzima e, portanto, muito maior que a do complexo, podemos 
desprezar x em relação a s. A equação acima será, então: 
𝑑𝑥
𝑑𝑡
= 𝑘1(𝑒 − 𝑥). 𝑠 − (𝑘2 + 𝑘3). 𝑥 
20 
 
Supondo, ainda, que após um regime transiente inicial muito curto (da ordem de alguns 
microssegundos), a concentração do complexo se mantém constante (hipótese de Briggs 
e Haldane), isto é, dx/dt = 0, a equação anterior fornece: 
𝑥 = 
𝑘1. 𝑒. 𝑠
𝑘2 + 𝑘3 + 𝑘1. 𝑠
=
𝑒. 𝑠
𝐾𝑚 + 𝑠
 
sendo: 
𝐾𝑚 =
𝑘2 + 𝑘3
𝑘1
 
 
A equação 𝑥 = 
𝑘1.𝑒.𝑠
𝑘2+𝑘3+𝑘1.𝑠
=
𝑒.𝑠
𝑘𝑚+𝑠
 permite, agora calcular a velocidade de formação do 
produto: 
𝑣 = 𝑘3. 𝑥 = 𝑘3. 𝑒.
𝑠
𝐾𝑚 + 𝑠
 
 
 
O máximo valor da velocidade será alcançado quando toda a enzima se encontrar na 
forma de complexo, isto é, quando x = e. Indicando-se com V essa velocidade máxima, 
teremos V = k3.e. 
Logo, a equação anterior dará: 
𝑣 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚 + 𝑠
 
 
 
que é a equação de Michaelis e Menten, representada na Figura 2.5. 
 
 
Figura 2.5: Representação esquemática da equação de Michaelis e Menten. 
 
 
A constante km, denominada constante de Michaelis da enzima (ou, segundo alguns 
autores, constante de Michaelis do substrato, ou ainda constante de Michaelis do sistema 
enzima-substrato), é a concentração de substrato à qual corresponde uma velocidade 
igual à metade da máxima. De fato, fazendo s = Km na equação anterior, resulta 𝑣 =V/2. 
A Tabela 2.1 reúne alguns valores de Km. 
 
 
21 
 
Tabela 2.1: Valores da constante de Michaelis. 
 
 
Se a constante de velocidade k3 for muito menor do que k2, a equação 𝐾𝑚 =
𝑘2+𝑘3
𝑘1
 dará: 
𝐾𝑚 ≅
𝑘2
𝑘1
 
isto é, Km será, neste caso, praticamente igual à constante de equilíbrio de dissociação do 
complexo ES. 
Quanto menor for o valor de Km, maior será a afinidade da enzima pelo substrato. 
A determinação de Km e V a partir de valores experimentais de s e 𝑣, pode ser efetuada 
linearizando-se a equação 𝑣 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
 
 Para tanto, um método muito utilizado, chamado método de Lineweaver-Burk, 
consiste em inverter ambos os membros da equação 𝑣 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
: 
1
𝑣
=
1
𝑉
+
𝐾𝑚
𝑉
.
1
𝑠
 
 
Essa última equação nos diz que 1/ 𝑣 varia linearmente com 1/s. Os coeficientes 
linear e angular dessa reta são iguais a 1/V e Km/V, respectivamente. 
Tendo-se os valores experimentais de s e os correspondentes valores de 𝑣 
determina-se, por regressão linear, os valores de 1 / V e Km/V e, consequentemente, V e 
Km (ver Figura 2.6). 
 
Figura 2.6: Representação esquemática da determinação de V e Km pelo método 
de Lineweaver-Burk. 
 
 
22 
 
A linearização da equação 𝑣 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
 pode ser realizada por outros métodos, além 
do de Lineweaver-Burk já citado. Faremos referência apenas a mais um deles, o método 
de Hanes, que consiste simplesmente em multiplicar por s ambos os membros da equação 
anterior (linearizada): 
 
𝑠
𝑣
=
𝐾𝑚
𝑉
+
1
𝑉
. 𝑠 
 
Neste último método, s/ 𝑣 varia linearmente com s e os coeficientes linear e angular 
da reta correspondente são respectivamente iguais a Km/V e 1 /V. 
Qualquer que seja o método utilizado, uma boa determinação de Km e V requer 
uma cuidadosa análise estatística dos valores experimentais. 
A título de exemplo, consideremos os valores da Tabela 2.2, que nos dá, em uma 
reação enzimática, a velocidade inicial de formação do produto para diversos valores da 
concentração inicial do substrato (ver Figura 2.7). 
 
Tabela 2.2: Velocidade inicial de formação do produto em função da 
concentração inicial do substrato. 
 
 
Figura 2.7: Representação gráfica dos valores da Tabela 2.2. 
 
 
 Se aplicarmos, aos valores da Tabela 2.2, o método de Lineweaver-Burk e o de 
Hanes, obteremos os resultados representados, respectivamente, nas Figuras 2.8 e 2.9. 
 
23 
 
Figura 2.8: Determinação de V e Km pelo método de Lineweaver-Burk aplicado aos 
valores da Tabela 2.2 (r = coeficiente de correlação).Figura 2.9: Determinação de V e Km pelo método de Hanes aplicado aos valores da 
Tabela 2.2 (r = coeficiente de correlação). 
 
 
 Resta-nos examinar a ordem da reação enzimática em duas situações particulares. 
 
Se a concentração do substrato for muito menor que Km, isto é, se 𝐾𝑚 + 𝑠 ≅ 𝐾𝑚, a 
equação 𝑣 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
 nos dará: 
𝑣 ≅
𝑉
𝐾𝑚
. 𝑠 
 
isto é, a reação se comporta corno se fosse de primeira ordem. 
Se, porém, a concentração do substrato for muito maior do que Km, de modo que 
𝐾𝑚 + 𝑠 ≅ 𝑠, teremos, pela equação 𝑣 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
 : 
 
𝑣 ≅ 𝑉 
 
ou seja, a reação se comporta como se fosse de ordem zero. 
 
24 
 
2.3 Influência da presença de um inibidor 
 
Chama-se inibidor da reação enzimática uma substância que acarreta diminuição 
da velocidade da reação. Quando o inibidor reage irreversivelmente com a enzima, 
bloqueando-a parcial ou totalmente, a inibição é do tipo denominado irreversível. Se, 
porém, o inibidor reage reversivelmente com a enzima, a inibição é do tipo chamado 
reversível. Esse último caso é o que terá interesse prático e, por este motivo, será 
considerado neste item. 
Cumpre destacar que, em alguns casos, o inibidor pode ser uma das substâncias 
que participa da reação, quer como substrato, quer como produto. Assim, por exemplo, a 
invertase (que catalisa a hidrólise da sacarose, formando glicose e frutose) pode ser 
inibida pela sacarose quando esta se encontra presente em concentrações relativamente 
altas, enquanto a alfaamilase (que catalisa a hidrólise do amido produzindo dextrinas e 
maItose) é inibida pelas dextrinas e pela maltose. 
Consideraremos, entre os muitos tipos de inibição reversível de reações 
enzimáticas, apenas dois: inibição competitiva e inibição não-competitiva. 
Comecemos pela inibição competitiva. 
Diz-se que um inibidor é competitivo quando compete com o substrato, ocupando 
o sítio ativo da enzima. 
Indicando-se com I a fórmula molecular do inibidor e com i sua molaridade inicial, o 
modelo de Michaelis e Menten, no caso mais simples possível, pode ser representado 
pelas seguintes equações químicas: 
 
𝐸⏟
𝑒−𝑥−𝑦
+ 𝑆⏟
𝑠−𝑥
 𝑘1𝑒𝑘2 
⇔ 𝐸𝑆⏟
𝑥
 
 𝑣𝑖 𝑒 𝑘3 
⇒ 𝐸 + 𝑃 
𝐸⏟
𝑒−𝑥−𝑦
+ 𝐼⏟
𝑖−𝑦
 𝑘4𝑒𝑘5 
⇔ 𝐸𝐼⏟
𝑦
 
 𝑘6 
⇒ 𝐸 + 𝑃′ 
 
onde 𝑣𝑖 é a velocidade de formação do produto P, é obviamente menor que 𝑣 (ver item 
2.2), uma vez que parte da enzima está “bloqueada” na reação com o inibidor I. 
Teremos então, uma vez que, na prática:𝑠 ≫ 𝑥 e 𝑖 ≫ 𝑦 : 
 
𝑑𝑥
𝑑𝑡
= 𝑘1(𝑒 − 𝑥 − 𝑦). 𝑠 − (𝑘2 + 𝑘3). 𝑥 
 
𝑑𝑦
𝑑𝑡
= 𝑘4(𝑒 − 𝑥 − 𝑦). 𝑖 − (𝑘5 + 𝑘6). 𝑦 
 
Cumpre destacar que na reação entre a enzima e o inibidor pode não ocorrer a 
formação do produto P’, isto é, pode-se ter apenas: 
𝐸 + 𝐼 
 𝑘4𝑒𝑘5 
⇔ 𝐸𝐼 
e, consequentemente, k6 = 0. 
Sendo dx/dt = dy/dt = 0, as equações anteriores nos darão: 
𝑥 =
𝑒. 𝑠
𝐾𝑚 (1 +
𝑖
𝐾𝑖
) + 𝑠
 
 
sendo 𝐾𝑚 = (𝑘2 + 𝑘3)/𝑘1 e 𝐾𝑖 = (𝑘5 + 𝑘6)/𝑘4. 
 
 
25 
 
A velocidade 𝑣𝑖 será, então: 
𝑣𝑖 = 𝑘3. 𝑥 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚 (1 +
𝑖
𝐾𝑖
) + 𝑠
 
 
onde V=k3.e. 
Aplicando-se na equação anterior, o método de Lineweaver-Burk, teremos: 
1
𝑣𝑖
=
1
𝑉
+
𝐾𝑚(1 +
𝑖
𝐾𝑖
)
𝑉
.
1
𝑠
 
 
representada esquematicamente na Figura 2.10. 
A equação anterior pode ainda ser graficamente representada colocando-se, em 
abcissas, a concentração do inibidor em vez de 1/s, como nos mostra a Figura 2.11. Pode-
se aqui demonstrar que as retas obtidas para diferentes concentrações de substrato 
cruzam-se no ponto de abcissa -Ki e ordenada, 1/V. 
 
Figura 2.10: Representação esquemática da aplicação do método de 
Lineweaver-Burk ao caso de inibição competitiva. 
 
 
Figura 2.11: Representação esquemática da aplicação do método de 
Lineweaver-Burk ao caso de inibição competitiva. Determinação de Ki. 
 
26 
 
 
As equações 𝑣 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
 e 𝑣𝑖 = 𝑘3. 𝑥 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚(1+
𝑖
𝐾𝑖
)+𝑠
 nos permitem calcular a 
relação entre as velocidades da reação sem inibidor e com inibidor: 
 
𝑣
𝑣𝑖
= 1 +
𝐾𝑚
𝐾𝑖(𝐾𝑚 + 𝑠)
. 𝑖 
 
 
Essa última equação, representada na Figura 2.12 nos mostra a influência das 
concentrações do substrato e do inibidor na relação 𝑣/𝑣𝑖. Em particular, se for possível 
trabalhar com concentrações de substrato relativamente altas (matematicamente, s →∞), 
a influência do inibidor pode se tornar desprezível. Essa tendência pode ser também 
observada no exemplo numérico representado na Figura 2.13, no qual V = 6,10 mg/L.min, 
Km = 2,50 mg/L e Ki = 1,60 mg/L. 
 
Figura 2.12: Representação esquemática da influência das concentrações do 
substrato e do inibidor competitivo na relação 𝑣/𝑣𝑖. 
 
 
Figura 2.13: Exemplo numérico da influência das concentrações do substrato e do 
inibidor competitivo na velocidade da reação. 
 
 
27 
 
 Um exemplo de inibição competitiva é o observado no efeito inibidor da glicose na 
hidrólise da sacarose, catalisada pela invertase. A inibição, provocada pela alfadextrina 
na hidrólise de amido catalisada pela alfaamilase, é outro exemplo de inibição competitiva. 
Uma vez examinados os pontos fundamentais da influência de um inibidor 
competitivo na velocidade da reação enzimática, passemos ao exame de um caso simples 
de inibição não competitiva. 
Nesse tipo de inibição, o inibidor não compete com o substrato pelo sítio ativo, mas 
vai ocupar outro sítio da enzima (sítio regulativo ou de inibição) como indicado, 
esquematicamente, a seguir: 
𝐸 + 𝑆 ↔ 𝐸𝑆 
 𝑣 
→ 𝐸 + 𝑃 
𝐸 + 𝐼 ↔ 𝐸𝐼 
𝐸𝑆 + 𝐼 ↔ 𝐸𝐼𝑆 
𝐸𝐼 + 𝑆 ↔ 𝐸𝐼𝑆 
 
formando-se, além dos complexos ES e EI, um terceiro complexo, enzima-inibidor-
substrato (EIS). A velocidade da reação enzimática será, neste caso: 
 
𝑣 = 𝑉.
𝐾𝑖 
𝐾𝑖 + 𝑖
.
𝑠
𝐾𝑚 + 𝑠
 
 
Como exemplos de inibição não competitiva podem ser citados os efeitos 
inibidores, tanto da maltose quanto da dextrina limite na hidrólise do amido catalisada pela 
alfaamilase. 
Finalmente, parece-nos aconselhável examinar o caso de inibição não competitiva 
irreversível, ou seja, quando o inibidor reage irreversivelmente com a enzima bloqueando-
a em parte, como acontece quando o inibidor é um metal pesado. 
Sendo i a molaridade inicial do inibidor e indicando com z.i a molaridade de enzima 
por ele bloqueada, o modelo de Michaelis e Menten pode ser representado pelas 
seguintes equações químicas: 
 
𝐸⏟
𝑒−𝑥−𝑧.𝑖
+ 𝑆⏟
𝑠−𝑥
 𝑘1𝑒𝑘2 
⇔ 𝐸𝑆⏟
𝑥
 
 𝑣𝑖 𝑒 𝑘3 
⇒ 𝐸 + 𝑃 
 
Considerando que 𝑠 − 𝑥 ≅ 𝑠, podemos escrever: 
 
𝑑𝑥
𝑑𝑡
= 𝑘1(𝑒 − 𝑥 − 𝑧. 𝑖). 𝑠 − (𝑘2 + 𝑘3). 𝑥 = 0 
Logo: 
𝑥 =
(𝑒 − 𝑧. 𝑖). 𝑠
𝐾𝑚 + 𝑠
 
Onde: 𝐾𝑚 =
𝑘2+𝑘3
𝑘1
 
 Teremos, então: 
𝑣𝑖 = 𝑘3. 𝑥 = (𝑘3. 𝑒 − 𝑘3. 𝑧. 𝑖).
𝑠
𝐾𝑚 + 𝑠
 
 
 Considerando que 𝑘3. 𝑒 = 𝑉, resulta: 
𝑣𝑖 = (𝑉 − 𝑘3. 𝑧. 𝑖).
𝑠
𝐾𝑚 + 𝑠
 
representada graficamente na Figura 2.14. 
28 
 
 
Figura 2.14: Representação esquemática da influência da concentração do substrato na 
velocidade da reação na presença de um inibidor não-competitivo, que reage 
irreversivelmente com a enzima. 
 
 
 A aplicação do método de Lineweaver-Burk à equação anterior nos dá: 
 
1
𝑣𝑖
=
1
𝑉 − 𝑘3. 𝑧. 𝑖
+
𝐾𝑚
𝑉 − 𝑘3. 𝑧. 𝑖
.
1
𝑠
 
 
 esquematicamente representada na Figura 2.15. 
 
Figura 2.15: Representação esquemática da aplicação do método de Lineweaver-Burk 
ao caso da inibição não competitiva, em que o inibidor bloqueia irreversivelmente parte 
da enzima. 
 
 
 
29 
 
 As equações 𝑣𝑖 = 𝑘3. 𝑥 = 𝑉.
𝑠
𝐾𝑚(1+
𝑖
𝐾𝑖
)+𝑠
 e 𝑣 = 𝑉.
𝐾𝑖 
𝐾𝑖+𝑖
.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
 nos mostram ainda que, 
enquanto na inibição competitiva a velocidade máxima não é afetada e a constante de 
Michaelis é multiplicada por um fator maior que 1, na inibição não-competitiva a constante 
de Michaelis não é afetada e a velocidade máxima é menor do que V. 
 
2.4 Influência da temperatura 
 
 Na reação enzimática:𝐸 + 𝑆 ↔ 𝐸𝑆 
 𝑘 
→ 𝐸 + 𝑃 
 
a constante de velocidade k, dentro de certos limites, é função crescente da temperatura 
do sistema. 
 A experiência mostra que a influência da temperatura na constante de velocidade 
k obedece à lei de Arrhenius, representada pela equação abaixo e pela Figura 2.16: 
𝑘 = 𝑘0. 𝑒
−𝛼 𝑅𝑇⁄ 
onde α é a energia de ativação, R é a constante dos gases perfeitos e T é a temperatura 
absoluta do sistema. 
 
Figura 2.16: Representação esquemática da variação da constante de velocidade (k) 
com a temperatura absoluta (T). 
 
 
 
 Lembrando, porém, que as enzimas são termolábeis, ao mesmo tempo que ocorre 
a reação enzimática que nos interessa, desenvolve-se também a reação de inativação 
térmica da enzima que atua no sistema: 
𝐸
 𝑘′ 
→ 𝐸𝑛𝑧𝑖𝑚𝑎 𝑖𝑛𝑎𝑡𝑖𝑣𝑎 
e a constante de velocidade desta reação (k’) também é afetada pela temperatura de 
acordo com a lei de Arrhenius: 
𝑘′ = 𝑘′0. 𝑒
−
𝛽
𝑅𝑇⁄ 
sendo β a correspondente energia de ativação. 
 A experiência mostra que, enquanto o valor de α se situa no intervalo 4 a 20 
kcal/mol, o de β é consideravelmente maior, atingindo 40 a 200 kcal/mol. 
 Levando em conta esses fatos, suponhamos uma dada reação enzimática com α = 
12 kcal/mol e β = 120 kcal/mol, desenvolvendo-se a 20°C e a 30°C. Tanto o valor de k 
30 
 
quanto o de k’ aumentam quando a temperatura passa de 20°C a 30°C, e as equações de 
Arrhenius permitem calcular esses aumentos: enquanto k (constante de velocidade de 
formação do produto) se torna aproximadamente 2 vezes maior, k’ (constante de 
velocidade de inativação térmica da enzima) se torna cerca de 860 vezes maior. 
Compreeende-se, assim, por que motivo a elevação da temperatura acima de um certo 
valor acarretará, devido às altas velocidades de inativação térmica da enzima, diminuição 
da velocidade de formação do produto. Gráficos como o da Figura 2.17 representam esse 
fenômeno. 
 
Figura 2.17: Representação esquemática da influência da temperatura absoluta (T) na 
velocidade de formação do produto (v). 
 
 
 
2.5 Influência do pH 
 
 Partindo-se do fato, bem conhecido, de que o pH do meio aquoso em que se 
desenvolve uma reação enzimática afeta tanto o estado de ionização da enzima quanto a 
velocidade da reação, pode-se supor que a atividade catalítica da enzima depende de seu 
estado de ionização. 
 Imaginemos, então, o seguinte sistema relativamente simples: 
1) A enzima se encontra em três estados de ionização, representados por E(0), E(-1) e 
E(-2); 
2) Somente E(-1) apresenta atividade catalítica; 
3) Os seguintes equilíbrios coexistem no sistema 
𝐸(0) ↔ 𝐸(−1) + 𝐻+ 𝐸(−1) ↔ 𝐸(−2) + 𝐻+ 
e as respectivas constantes de equilíbrio são k1 e k2; 
 
4) As molaridades de E(0), E(-1), E(-2) e H+ são, respectivamente, e0, e1, e2 e h; 
5) A molaridade total da enzima presente no sistema é e, 
Podemos, então, escrever: 
𝐾1 =
ℎ. 𝑒1
𝑒0
 
 
𝐾2 =
ℎ. 𝑒2
𝑒1
 
31 
 
 
𝑒 = 𝑒0 + 𝑒1 + 𝑒2 
 
que nos permitem calcular e1 (concentração da fração da enzima que apresenta atividade 
catalítica) em função de e (concentração total da enzima no sistema) e de h (e, 
consequentemente, do pH). O valor de e1 vai determinar a velocidade 𝑣 na equação 
𝑣 = 𝑘3. 𝑥 = 𝑘3. 𝑒.
𝑠
𝐾𝑚+𝑠
. 
 
 
 
 
 
 
 
32 
 
3. Estequiometria e Cinética de processos fermentativos 
 
O estudo cinético de um processo fermentativo consiste inicialmente na análise da 
evolução dos valores de concentração de um ou mais componentes do sistema de cultivo, 
em função do tempo de fermentação. Entende-se como componentes, o microrganismo 
(ou a biomassa), os produtos do metabolismo (ou metabólitos) e os nutrientes ou 
substratos que compõem o meio de cultura. 
Tais valores experimentais de concentração (X, P e S respectivamente), quando 
representados em função do tempo, permitirão os traçados das curvas de ajuste, 
conforme ilustrado na Figura 3.1 e indicados por X = X(t), P = P(t) e S = S(t). 
 
Figura 3.1: Curvas de ajuste dos resultados de uma experiência idealizada de 
fermentação. X, P e S são as concentrações do microrganismo, do produto e do 
substrato residual no meio, respectivamente. 
 
 
Dentre os produtos formados, escolhe-se para o estudo cinético, o produto de 
interesse econômico. Quanto aos substratos, adota-se o denominado substrato limitante. 
Quando as conclusões sobre um cultivo forem baseadas unicamente em dois 
valores de X, S ou P (como é comum, por exemplo, sobre valores finais e iniciais), não se 
pode afirmar que um estudo cinético do processo tenha sido realizado; é necessário, 
outrossim, o conhecimento dos valores intermediários, que permitam definir os perfis das 
curvas ou a forma matemática destas, para uma análise adequada do fenômeno sob o 
ponto de vista cinético. 
Assim, tais perfis representam o ponto de partida para a descrição quantitativa de 
uma fermentação como, por exemplo, a identificação da duração do processo, geralmente 
baseada no instante em que X e P apresentam valores máximos (Xm e Pm da Figura 3.1). 
Uma vez que esses valores representam parte de um conjunto de dados, 
necessários ao dimensionamento de uma instalação produtiva, fica evidente que sem o 
conhecimento da cinética torna-se inviável a transposição de um experimento de 
laboratório para a escala industrial. 
Além desse aspecto, cabe mencionar que a cinética possibilita também uma 
comparação quantitativa entre as diferentes condições de cultivo (pH, temperatura, etc), 
por intermédio de variáveis, como: as velocidades de transformação e os fatores de 
conversão, obtidos também a partir das curvas de ajuste X = X(t), P = P(t) e S = S(t). 
33 
 
Afirmar que um determinado valor de pH, por exemplo, é melhor que um outro, 
equivale a dizer que o fator de conversão (substrato em produto, por exemplo) é maior no 
primeiro que no segundo caso. O mesmo pode ser afirmado quando se comparam os 
desempenhos de cultivos sob diferentes variedades de uma dada espécie de 
microrganismo, diferentes composições de meio, etc. 
Convém frisar, entretanto, que os critérios de comparação entre diferentes 
condições são relativos, isto é, dependem do que se espera obter de um determinado 
processo fermentativo. Assim, quando o tempo de duração da fermentação for de 
primordial importância por razões econômicas, as produtividades devem ser empregadas 
como referências numéricas, em vez de algum fator de conversão. 
Outro aspecto que merece atenção é que os métodos comumente utilizados para 
a medida da concentração celular X, a saber: turbidimetria ou espectrofotometria, 
biomassa seca, número total de células, número de células viáveis ou unidades 
formadoras de colônias, volume do sedimento obtido por centrifugação, teor de um 
componente celular, etc, representam uma informação muito simples do que ocorre em 
um fenômeno biológico. 
O microrganismo ou agente ativo promove a transformação dos componentes do 
meio em produtos, graças às atividades de milhares de enzimas que, por sua vez, são 
sintetizadas pelo próprio microrganismo. Sendo estas sínteses controladas pelo meio 
externo (fenômenos de indução e repressão), torna-se assim muito difícil, senão 
impossível, identificar qual medida ou medidas são realmente representativas da 
transformação em estudo. 
Essa dificuldade ocorre mesmo nos sistemas mais homogêneos, quando o meio de 
fermentação for límpido, com as células isoladas umas das outras e quando só uma dada 
espécie de microrganismo estiver suspensa no meio aquoso. 
A questão complica ainda mais quando o sistema for constituído por uma cultura 
mista e, além disto, contiver sólidos em suspensão (além do microrganismo), como nos 
processos biológicos de tratamento de resíduos domésticos e industriais. Nesse caso, 
medidas de sólidos suspensos voláteis, durante tal processo, são adotadas como uma 
avaliação indireta da biomassa presente. Os substratos a serem decompostos são 
simplesmente avaliados pelas determinações conhecidascomo demandas química e 
biológica de oxigênio (DQO e DBO, respectivamente). 
Outros sistemas de fermentação, onde as medidas de biomassa são problemáticas, 
compreendem: células suspensas em meio aquoso, porém sob forma de flocos ou células 
filamentosas; células imobilizadas na superfície de materiais inertes ou biodegradáveis 
contidas no biorreator; células na presença de meio, conhecido como semi-sólido, onde a 
matéria-prima é constituída por material amiláceo, por exemplo. Neste último caso, a 
presença do microrganismo, traduzida pela concentração de algum componente do 
mesmo (como proteína total), não pode ser interpretada como se a célula estivesse 
suspensa no meio aquoso. 
Finalmente, se o material a ser transformado pelo microrganismo (substrato) for 
parcialmente insolúvel no meio aquoso, como hidrocarbonetos líquidos ou sólidos, 
polímeros, minérios, etc, a concentração do substrato não possui significado. Juntamente 
com essa variável será necessário avaliar a área de interface do material insolúvel com o 
meio aquoso, bem como a sua variação, à medida que o microrganismo promove a 
degradação do mesmo. 
 
3.1 Parâmetros de transformação 
 
34 
 
3.1.1 As velocidades instantâneas de transformação 
 
 A Figura 3.1 ilustra as definições das velocidades instantâneas de crescimento ou 
reprodução do microrganismo, consumo de substrato e formação de produto, traduzidas 
respectivamente pelas seguintes expressões, para um tempo t: 
𝑟𝑋 = 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
 𝑟𝑆 = 
−𝑑𝑆
𝑑𝑡
 𝑟𝑃 = 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
 
 
Tais velocidades, traduzidas pelos valores das inclinações das tangentes às 
respectivas curvas (Figura 3.1) são também conhecidas como velocidades volumétricas 
de transformação, cujas unidades correspondem a (massa)x(comprimento)-3x(tempo)-1. 
Uma definição especial de velocidade, cujo interesse prático está na avaliação do 
desempenho de um processo fermentativo, é a produtividade em biomassa, definida por: 
 
𝑃𝑋 =
𝑋𝑚 − 𝑋0
𝑡𝑓
 
 
Os termos dessa equação, definidos na Figura 3.1, mostram que a produtividade 
representa a velocidade média de crescimento referente ao tempo total ou final de 
fermentação, tf. 
A mesma definição pode ser aplicada à concentração do produto, denominada 
produtividade do produto: 
𝑃𝑃 =
𝑃𝑚 − 𝑃0
𝑡𝑓 𝑃
 
 
onde t f P não é necessariamente igual a tf. A concentração inicial do produto é geralmente 
desprezível frente ao valor final ou máximo, Pm. 
 
3.1.2 As velocidades específicas de transformação 
 
 Devido ao fato de que a concentração microbiana X aumenta durante um cultivo 
descontínuo, aumentando consequentemente a concentração do complexo enzimático 
responsável pela transformação do substrato S no produto P, é mais lógico analisar os 
valores das velocidades instantâneas com relação à referida concentração microbiana, ou 
seja, especificando-as com respeito ao valor de X em um dado instante, conforme indicam 
as expressões: 
𝜇𝑋 = 
1
𝑋
 .
𝑑𝑋
𝑑𝑡
 𝜇𝑆 = 
1
𝑋
 .
−𝑑𝑆
𝑑𝑡
 𝜇𝑃 = 
1
𝑋
 .
𝑑𝑃
𝑑𝑡
 
 
 
 Essas são denominadas velocidades específicas de crescimento, consumo de 
substrato e formação de produto respectivamente. 
 
3.1.3 Os fatores de conversão e os coeficientes específicos de manutenção 
 
35 
 
 Ainda com referência à Figura 3.1, considerando um determinado tempo t de 
fermentação, os correspondentes valores de X, S e P podem ser relacionados entre si, 
através dos fatores de conversão definidos por: 
𝑌𝑋/𝑆 = 
𝑋−𝑋0
𝑆0−𝑆
 𝑌𝑋/𝑃 = 
𝑋−𝑋0
𝑃− 𝑃0
 𝑌𝑃/𝑆 = 
𝑃−𝑃0
𝑆0−𝑆
 
 
 Se tais fatores permanecerem constantes durante o cultivo, o que não ocorre com 
frequência, as três expressões anteriores podem ser aplicadas também no tempo final de 
fermentação, onde X = Xm, P = Pm e S = 0, resultando: 
 
𝑌𝑋/𝑆 = 
𝑋𝑚−𝑋0
𝑆0
 𝑌𝑋/𝑃 = 
𝑋𝑚−𝑋0
𝑃𝑚− 𝑃0
 𝑌𝑃/𝑆 = 
𝑃𝑚−𝑃0
𝑆0
 
 
Eliminando-se a grandeza X0, pela combinação das equações de conversão de 
YX/S, obtém-se: 
 
𝑌𝑋/𝑆 = 
𝑋𝑚 − 𝑋
𝑆
 
 
como uma forma alternativa para a definição deste fator. A equação acima poderá ser 
mais conveniente para a avaliação de YX/S, tendo em vista que as medidas de X0 
apresentam, na maioria dos casos, erros experimentais mais elevados do que Xm. 
 Entretanto, nem sempre o substrato se esgota completamente quando a 
concentração celular apresentar seu valor máximo, podendo ainda existir uma 
concentração residual daquela substância no meio de cultura, ao término da fermentação. 
Isso ocorre porque à medida que o microrganismo se reproduz, são formados produtos 
do metabolismo que inibem o crescimento celular, sem mencionar o próprio substrato, que 
pode dificultar a atividade microbiana. 
 O fator de conversão YX/S foi originalmente definido por Monod, tendo sido útil na 
análise de alguns processos como, por exemplo, na produção de proteínas unicelulares a 
partir de carboidratos ou hidrocarbonetos. Desde que seu valor seja conhecido, é possível 
calcular o valor de X, a partir de um valor conhecido de S e vice-versa. 
 Igualmente útil é o emprego do referido fator na definição do substrato, denominado 
limitante. 
 Como o próprio nome indica, é o valor da sua concentração inicial S0 que definirá 
a concentração máxima Xm da população microbiana. Em outras palavras, em uma outra 
experiência de um cultivo descontínuo, onde a concentração S0 seja inferior à precedente, 
porém com concentrações idênticas dos demais componentes (incluindo a concentração 
inicial da biomassa, X0), resultará um valor de Xm proporcionalmente menor, no final do 
cultivo. 
 Isso equivale a colocar a expressão 𝑌𝑋/𝑆 = 
𝑋𝑚−𝑋0
𝑆0
 sob a forma: 
 
𝑋𝑚 = 𝑌𝑋/𝑆. 𝑆0 + 𝑋0 
 
No decurso de um cultivo descontínuo, sob condições especiais (meio tamponado, 
concentração de S não muito elevada, agitação perfeita do meio), é possível verificar 
experimentalmente a constância do valor de YX/S com o auxílio da expressão 𝑌𝑋/𝑆 = 
𝑋𝑚−𝑋
𝑆
 
36 
 
 sob a forma: 
𝑋 = 𝑋𝑚 − 𝑌𝑋/𝑆. 𝑆 
 
 Uma representação dos valores experimentais de X, em função dos valores 
experimentais de S, deverá resultar em uma reta, com coeficiente angular igual à YX/S e a 
ordenada na origem igual à Xm. 
 As mesmas considerações se aplicam aos demais fatores (YX/P e YP/S). 
 Contudo, se YX/S, YX/P ou YP/S não forem constantes, então somente seus valores 
instantâneos deverão ser levados em conta, ou seja: 
𝑌𝑋/𝑆 = 
𝑑𝑋
−𝑑𝑆
 
 
𝑌𝑋/𝑃 = 
𝑑𝑋
𝑑𝑃
 
 
𝑌𝑃/𝑆 = 
𝑑𝑃
−𝑑𝑆
 
 
 Considerando as definições de velocidades (𝑟𝑋 = 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
; 𝑟𝑆 = 
−𝑑𝑆
𝑑𝑡
; 𝑟𝑃 = 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
) e 
velocidades específicas (𝜇𝑋 = 
1
𝑋
 .
𝑑𝑋
𝑑𝑡
; 𝜇𝑆 = 
1
𝑋
 .
−𝑑𝑆
𝑑𝑡
; 𝜇𝑃 = 
1
𝑋
 .
𝑑𝑃
𝑑𝑡
), resultam as 
seguintes relações: 
𝑌𝑋/𝑆 = 
𝑟𝑋
𝑟𝑆
=
𝜇𝑋
𝜇𝑆
 
 
𝑌𝑋/𝑃 = 
𝑟𝑋
𝑟𝑃
=
𝜇𝑋
𝜇𝑃
 
 
𝑌𝑃/𝑆 = 
𝑟𝑃
𝑟𝑆
=
𝜇𝑃
𝜇𝑆
 
 
 Ainda, dessas expressões: 
𝑌𝑋/𝑆 = 𝑌𝑋/𝑃 . 𝑌𝑃/𝑆 
 
 Em fermentações industriais, dificilmente são observados valores constantes 
desses fatores de conversão. Embora dependam da espécie do microrganismo, com 
relação a um determinado substrato, não dependem somente da natureza deste; os 
demais componentes do meio também exercem influência sobre tais conversões, bem 
como o tempo de mistura e a transferência de oxigênio do sistema de agitação do 
biorreator. 
 Além dessas influências, há de se considerar o fenômeno em que as células 
utilizam a energia de oxidação do substrato, não somente para o crescimento, mas 
também para finalidades de manutenção. 
 Em outras palavras, um determinado consumo de substrato (S0 – S), não produzirá 
sempre um aumento proporcional na biomassa (X – X0), sendo que uma parcela da 
energia, proveniente daquele consumo, é destinada a manutenção das funções vitais do 
microrganismo. 
37 
 
 Essas funções vitais compreendem: o trabalho osmótico para manter os gradientes 
de concentraçãode substâncias entre o interior da célula e o seu meio ambiente, as 
modificações de componentes celulares que requeiram energia e a mobilidade celular. 
 
3.2 Cálculo das velocidades 
 
 Pelas definições apresentadas nos subitens anteriores, conclui-se que os cálculos 
das velocidades e velocidades específicas de transformação necessitam, em primeiro 
lugar, dos traçados das curvas a partir dos pontos experimentais (Figura 3.1). 
 Esses traçados ou ajustes podem ser realizados manualmente, com programas de 
computador ou através de curvas representadas por equações conhecidas. 
 Iniciaremos pelas considerações referentes aos traçados manuais. 
 O traçado manual exige um bom conhecimento do processo em estudo. Como uma 
experiência inicial, deve-se ter em mente que para um grande número de casos os perfis 
apresentados na Figura 3.1 são característicos, isto é, as curvas de formação do 
microrganismo (X = X(t)) e do produto (P = P(t)) exibem a forma “S” ou sigmoidal 
crescente, enquanto a do substrato residual no meio (S = S(t)) se caracteriza pelo perfil 
em “S” decrescente. 
Os instantes em que P e X são máximos poderão não coincidir, isto é, ambas as 
curvas não serão necessariamente sempre semelhantes. 
Para exemplificar o cálculo das velocidades e velocidades específicas, estão 
representados na Figura 3.2 os resultados experimentais obtidos em uma fermentação 
alcoólica descontínua. 
 
Figura 3.2: Resultados obtidos em uma fermentação alcoólica. S, concentração 
de açúcar; P, concentração de etanol; X, concentração de levedura (expressa em 
gramas de matéria seca por litro). 
 
 
 
 Para t = 5 horas, por exemplo, a velocidade de consumo de açúcar é calculada pela 
inclinação da reta tangente AB à curva S = S(t), a saber: 
−𝑑𝑆
𝑑𝑡
=
100 − 70
7,1 − 3,3
= 
30𝑔/𝐿
3,8ℎ
= 7,9𝑔/𝐿 ℎ 
38 
 
onde os valores numéricos de cada parcela correspondem às coordenadas dos pontos 
arbitrários A e B, escolhidos sobre a reta. 
 De modo semelhante, para as velocidades de produção de etanol e crescimento da 
levedura, no instante t = 5h tem-se, respectivamente: 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
=
20 − 0,0
8,3 − 3,3
= 
20𝑔/𝐿
5,0ℎ
= 4,0𝑔/𝐿 ℎ 
 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
=
4,0 − 2,0
6,2 − 1,8
= 
2,0𝑔/𝐿
4,4ℎ
= 0,45𝑔/𝐿 ℎ 
 
calculadas com as coordenadas dos pontos arbitrários sobre as retas C, D e E, F 
respectivamente. 
 Por outro lado, para t = 5,0h tem-se X = 3,5 g/L (Figura 3.2). Assim, os valores das 
velocidades específicas de consumo de açúcar, produção de etanol e crescimento da 
levedura, no instante t = 5h, serão, respectivamente: 
𝜇𝑆 = 
7,9
3,5
= 2,3ℎ−1 𝜇𝑃 = 
4,0
3,5
= 1,1ℎ−1 𝜇𝑋 = 
0,45
3,5
= 0,13ℎ−1 
 
 Esses cálculos, aplicados em cada instante de fermentação, permitem determinar 
as formas das funções μS = μS (t), μP = μP (t) e μX = μX (t). O cálculo das mesmas depende 
não somente dos ajustes manuais efetuados, mas também do traçado das retas 
tangentes, em um dado instante t do cultivo. 
 Essa última operação, tão subjetiva quanto os ajustes manuais, pode ser efetuada 
por outros métodos, que devem atenuar as discrepâncias entre os resultados de cálculo 
de um mesmo conjunto de dados experimentais, provenientes de operadores diferentes. 
 
3.3 A curva de crescimento microbiano 
 
 Após a inoculação de um meio de cultura, favorável ao desenvolvimento do 
microrganismo em estudo, sob temperatura controlada e agitação adequada, observa-se 
um comportamento nos valores da concentração celular, conforme a Figura 3.3. 
 As seguintes fases no crescimento são observadas: 
 Fase 1 – Conhecida como fase “lag” ou de latência, que se segue imediatamente 
após a inoculação do meio com o microrganismo em questão. Trata-se de um período de 
adaptação durante o qual a célula sintetiza as enzimas necessárias ao metabolismo dos 
componentes presentes no meio. 
 Durante essa primeira fase, não há reprodução celular e, assim, X = X0 = constante.
 A duração dessa fase varia principalmente com a concentração do inóculo (e, 
portanto, com o valor de X0), com a idade do microrganismo (tempo de pré-cultivo) e com 
o seu estado fisiológico. 
 Com efeito, se as células forem pré-cultivadas em um meio de composição 
diferente, o tempo referente ao fenômeno de indução pode ser apreciável; caso contrário, 
é possível que tal fase não exista. 
 
 
 
 
 
39 
 
Figura 3.3: Curva de crescimento do microrganismo em cultivo descontínuo, 
representada em ordenadas lineares (A) e semilogarítmica (B). As sete fases estão 
descritas no texto. 
 
 
 Fase 2 - Essa é a fase de transição (Figura 3.3) em que se observa o início da 
reprodução microbiana propriamente dita. 
 Há um aumento gradual, tanto da velocidade de reprodução como da velocidade 
específica de crescimento, onde nem todos os microrganismos completam a fase anterior 
simultaneamente. No fim dessa fase, a população inteira começa a se dividir em um 
intervalo regular médio de tempo. 
 Fase 3 – É denominada fase logarítmica ou exponencial onde a velocidade 
específica de crescimento (𝜇𝑋 = 𝜇𝑚) é constante e máxima. Nessas circunstâncias, a 
velocidade de crescimento é diretamente proporcional à concentração X, isto é: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝜇𝑚. 𝑋 
 Uma integração da equação acima, entre o início dessa fase (de coordenadas (t i, 
Xi), Figura 3.3) e um instante arbitrário t, compreendido entre ti e tc resulta em: 
𝑙𝑛
𝑋
𝑋𝑖
= 𝜇𝑚. (𝑡 − 𝑡𝑖) 
ou 
𝑋 = 𝑋𝑖 + 𝑒
[𝜇𝑚.(𝑡−𝑡𝑖)] 
 Desse modo, pela expressão 𝑙𝑛
𝑋
𝑋𝑖
= 𝜇𝑚. (𝑡 − 𝑡𝑖), uma representação 
semilogarítmica da concentração celular com o tempo de cultivo deverá resultar em uma 
reta (Figura 3.3 B), válida até tC, também denominada tempo crítico. 
 Ao lado da velocidade específica μm, a fase exponencial também é caracterizada 
frequentemente pelo tempo de geração tg, que é o intervalo de tempo necessário para 
dobrar o valor da concentração celular. 
 Aplicando essa definição na equação 𝑙𝑛
𝑋
𝑋𝑖
= 𝜇𝑚. (𝑡 − 𝑡𝑖), tem-se: 
40 
 
𝑙𝑛
2. 𝑋𝑖
𝑋𝑖
= 𝜇𝑚. 𝑡𝑔 
ou 
𝜇𝑚 =
𝑙𝑛2
𝑡𝑔
=
0,693
𝑡𝑔
 
 
 Da equação acima, conclui-se que o tempo de geração é constante, pelo fato de 
μm ser constante nessa fase. 
 Para certas bactérias o tempo de geração é relativamente curto, como no caso da 
Escherichia coli, que pode apresentar um valor da ordem de 20 minutos na temperatura 
de cultivo em 37°C. Outras bactérias, do tipo termófilas, cultivadas a 55°C, chegam a 
apresentar um tempo de geração de cerca de 15 minutos. 
 Para as leveduras, o valor mínimo está compreendido entre 1,5 e 2 horas. 
 Fase 4 – Conhecida como fase linear de crescimento, por apresentar a velocidade 
de reprodução constante (rX = rk). Essa fase pode ocorrer sem a prévia existência da fase 
logarítmica, como é o caso de microrganismos filamentosos, onde há limitação no 
transporte de nutrientes do meio para o interior da célula. 
 Integrando a referida equação a partir do início dessa fase (de coordenadas (tc, Xc)) 
e um instante arbitrário t, compreendido entre tc e td, tem-se: 
∫ 𝑑𝑋
𝑋
𝑋𝑐
= 𝑟𝑘. ∫ 𝑑𝑡
𝑡
𝑡𝑐
 
ou 
𝑋 = 𝑋𝑐 + 𝑟𝑘. (𝑡 − 𝑡𝑐) = 𝑟𝑘. 𝑡 + 𝑋𝑐 − 𝑟𝑘. 𝑡𝑐 
 
 Da equação anterior, deduz-se que a concentração celular X é uma função linear 
do tempo de cultivo t (Figura 3.3 A), justificando-se assim a denominação de crescimento 
linear para esta fase. 
 Contrariamente à fase exponencial antes comentada, a velocidade específica de 
crescimento não é constante na fase linear, conforme se pode deduzir das equações 𝜇𝑋 =
 
1
𝑋
 .
𝑑𝑋
𝑑𝑡
 e 𝑋 = 𝑋𝑐 + 𝑟𝑘 . (𝑡 − 𝑡𝑐) = 𝑟𝑘 . 𝑡 + 𝑋𝑐 − 𝑟𝑘 . 𝑡𝑐: 
 
1
𝑋
𝑑𝑋
𝑑𝑡
=
𝑟𝑘
𝑋
=
𝑟𝑘
𝑟𝑘. 𝑡 + 𝑋𝑐 − 𝑟𝑘. 𝑡𝑐
 
 
 De acordo com essa equação, a velocidade específica decresce com o aumento 
da concentração celular e, portanto, com o tempo t de cultivo. 
 A existência do crescimento linear indica, conforme mencionado, a presença de 
certas limitações no transporte de nutrientes à interface microrganismo-meio como, por 
exemplo, com respeito ao oxigênio dissolvido nomeio. 
 Alguns pesquisadores verificaram que um aumento no coeficiente volumétrico de 
transferência de oxigênio dissolvido, entre o meio e a citada interface, provocava o 
desaparecimento do crescimento linear. 
 Outro caso de limitação do transporte de nutrientes ao microrganismo ocorre 
quando este se desenvolve na forma de um biofilme, imobilizado na superfície da parede 
do reator, ou sobre partículas sólidas em suspensão, empregadas como suporte. 
 Fase 5 – Desaceleração. Devido ao esgotamento de um ou mais componentes do 
meio de cultura, necessários ao crescimento e, também, devido ao acúmulo de 
metabólitos inibidores, ambas as velocidades (de crescimento e específica) diminuem até 
se anularem, no tempo tf. 
41 
 
 Durante essa fase, o tempo de geração aumenta no decurso do cultivo, pois nem 
todos os microrganismos se reproduzem em intervalos regulares de tempo. 
 Fase 6 - Estacionária. Nessa fase, X atinge o valor máximo e constante Xm (Figura 
3.3), onde há um balanço entre a velocidade de crescimento e a velocidade de morte do 
microrganismo, ocorrendo também modificações na estrutura bioquímica da célula. 
 Fase 7 - Declínio ou lise. O valor da concentração celular diminui a uma velocidade 
que excede a velocidade de produção de células novas. 
 Pode-se observar, às vezes, entre a fase anterior e a de declínio, uma “lise” celular, 
autólise ou rompimento dos microrganismos, provocado pela ação de enzimas 
intracelulares. 
 
3.4 Classificação dos processos fermentativos 
 
 Os comportamentos relativos das funções μ = μ(t), fornecem a base para uma 
importante classificação dos processos fermentativos. As Figuras 3.4, 3.5 e 3.6 
representam, esquematicamente, a variação das velocidades específicas para três tipos 
característicos de fermentações. 
 No primeiro caso (Figura 3.4), as velocidades específicas de consumo de açúcar 
(μS) e a produção de etanol (μP), apresentam perfis semelhantes, correlacionando-se 
assim muito bem. A velocidade específica de crescimento (μX) do microrganismo 
apresenta, aproximadamente, o andamento das outras duas curvas. Diz-se então que a 
formação de produto (o metabólito primário) está associada ao crescimento. 
 Essa configuração representa o caso em que o produto formado (o metabólito 
primário) está diretamente ligado às reações do catabolismo ou decomposição do 
substrato (os açúcares). 
 As produções de certas vitaminas e aminoácidos também se enquadram nesse tipo 
de cinética de fermentação. 
 
Figura 3.4: Variação das velocidades específicas em uma fermentação alcoólica. 
 
 
No segundo caso (Figura 3.5), observam-se duas fases distintas: uma 1°fase, onde 
a velocidade específica de consumo do açúcar está diretamente relacionada à de 
crescimento do microrganismo, não havendo praticamente formação do produto (ácido 
cítrico); uma segunda fase, em que há uma boa semelhança entre os perfis das três 
velocidades específicas e que, portanto, se correlacionam bem. Esse é o caso conhecido 
como formação do produto parcialmente associada ao crescimento; sua formação não 
está diretamente ligada ao caminho metabólico produtor de energia. 
 
42 
 
Figura 3.5: Variação das velocidades específicas em uma fermentação cítrica. 
 
 
 Além da produção do ácido cítrico por fermentação, pode-se incluir a do ácido lático 
como pertencente a este grupo. 
 Neste caso particular foi obtida uma expressão empírica que relaciona a velocidade 
específica de formação do ácido lático (μP), com a velocidade específica de crescimento 
do microrganismo (μX), na produção descontínua desta substância pelo Lactobacillus 
delbrueckii em pH constante, a saber: 
𝜇𝑃 = 𝛼. 𝜇𝑋 + 𝛽 
 
 Essa equação, onde α e β são constantes empíricas funções do pH, indica a 
existência de dois mecanismos de produção de ácido lático: um deles associado à 
reprodução de bactérias (representado pela parcela α. μX) e outro independente do 
crescimento do microrganismo (representado pelo termo β). 
 Finalmente, no terceiro caso, se enquadram as fermentações complexas, aqui 
exemplificadas pela reprodução de penicilina (Figura 3.6). A máxima velocidade específica 
de produção do antibiótico ocorre quando as demais velocidades específicas, indicadas 
na Figura 3.6, sofreram uma redução significativa. No começo da fermentação 
predominam transformações produtoras de energia com formação de biomassa, sendo 
que o antibiótico é formado quando o metabolismo oxidativo se encontra atenuado. 
 Obviamente, nesse grupo de fermentações não há uma associação clara entre as 
referidas velocidades que permita estabelecer alguma relação cinética definida, como no 
caso da equação 𝜇𝑃 = 𝛼. 𝜇𝑋 + 𝛽. O produto formado é historicamente denominado como 
metabólito secundário. 
 Além dos antibióticos, as toxinas microbianas pertencem a esse grupo. 
 É importante frisar que esta classificação não enquadra, de um modo absoluto, um 
determinado processo fermentativo em um dos três grupos antes citados. 
 Como exemplo, merece ser comentado novamente o caso da fermentação 
alcoólica onde, dependendo das condições de operação, a produção do etanol poderá 
não estar inteiramente associada à reprodução do microrganismo e ao consumo do 
açúcar, enquadrando-se assim no segundo caso (Figura 3.5) em vez de no primeiro 
(Figura 3.4). 
 
 
 
43 
 
Figura 3.6: Variação das velocidades específicas em uma fermentação penicilínica. 
Curva I – produção de antibiótico; curva 2 – consumo de açúcar; curva 3 – consumo de 
oxigênio; curva 4 – crescimento de microrganismo. 
 
 
3.5 Influência da concentração do substrato sobre a velocidade específica de 
crescimento 
 
 3.5.1 A equação de Monod: interpretação da fase exponencial 
 
 A seguinte equação empírica, proposta por Monod, tem sido comumente 
empregada para explicar a relação entre a concentração S do substrato limitante no meio, 
com a velocidade específica μX de reprodução do microrganismo: 
𝜇𝑋 =
𝜇𝑚. 𝑆
𝐾𝑆 + 𝑆
 
onde μm representa a máxima velocidade específica de crescimento ou reprodução, e KS 
a constante de saturação. 
 Na Figura 3.7 está representada a equação de Monod. O significado de KS pode 
ser deduzido fazendo-se S = KS na equação de Monod. Resulta imediatamente que: μX= 
μm/2, isto é, a referida constante representa a concentração do substrato na qual a 
velocidade específica de crescimento é a metade do seu valor máximo. 
 
Figura 3.7: Equação de Monod para μm=0,14h-1 e KS=0,60mg/L (valores hipotéticos). 
 
44 
 
 
 Esta condição está assinalada na Figura 3.7 onde, para KS=0,60mg/L, tem-se μX= 
μm/2 = 0,07h-1. 
 A expressão de Monod é formalmente igual à expressão de Michaelis-Menten. 
 No início do cultivo, onde S é alto, o microrganismo apresenta uma velocidade 
específica próxima à máxima, podendo a mesma situar-se nessa região durante uma boa 
parte do processo, mesmo que o metabolismo celular provoque uma diminuição 
apreciável no valor de S. 
 Quanto menor for o valor da constante de saturação KS, tanto mais amplo será este 
“patamar” quase horizontal da curva e que se encontrará mais próximo do valor de μm, 
conforme ilustra a Figura 3.8 (curva A). 
 
Figura 3.8: Equação de Monod para os valores hipotéticos de: μm=0,14h-1, KS=0,60mg/L 
(curva B), KS=0,030mg/L (curva A). 
 
 
 Embora, a vigor, pela equação de Monod, nunca seja atingido o valor de μm, por 
mais alta que seja a concentração inicial S, na prática, os valores experimentais podem 
ser considerados como tal, tendo em vista os erros que afetam os valores calculados da 
velocidade específica de crescimento. 
 Nessas circunstâncias, a curva apresentada pela velocidade específica de 
crescimento em função do tempo (Figura 3.9), poderá apresentar um trecho máximo 
constante (AB), após um curto período inicial de transição ou adaptação do microrganismo 
ao meio. 
 Essa fase inicial do crescimento (0 a 4 horas, Figura 3.9), corresponde à fase 1 
(“lag”) e à fase 2 (de transição) da Figura 3.3, não previstas pela expressão de Monod. 
 A citada expressão da equaçãode Monod considera μX elevado e próximo do valor 
máximo, logo que o microrganismo é colocado na presença de um meio, com uma 
concentração inicial de substrato relativamente elevada. O microrganismo é, nessas 
circunstâncias, considerado adaptado. 
 
 
 
 
45 
 
Figura 3.9: Variação da velocidade específica de crescimento (μX) e do tempo de 
geração (tg), no cultivo descontínuo. 
 
 
 
 Uma baixa constante de saturação KS implica em uma maior duração da fase 
exponencial, conforme ilustra a Figura 3.8: para KS=0,60mg/L, os valores de μX logo se 
distanciam de μm, à medida que o substrato vai sendo consumido; para KS=0,030mg/L, μX 
é praticamente igual à μm para uma mesma variação de S (entre 1,20 e 0,50mg/L). 
 Assim, a duração do “patamar” AB (Figura 3.9), dependerá da magnitude desta 
constante de saturação. 
 
3.5.2 Outros modelos 
 
A expressão de Monod é um modelo que não leva em conta o efeito inibidor, tanto 
pelo substrato como pelo produto formado. Essa, porém, não é a única interpretação 
referente a uma tal condição ideal de cultivo. 
Outras equações foram propostas e que merecem ser citadas: 
- Equação de Teissier: 𝜇𝑋 = 𝜇𝑚. (1 − 𝑒
−
𝑆
𝐾𝑆) 
 
- Equação de Moser: 𝜇𝑋 = 𝜇𝑚.
𝑆𝑛
𝐾𝑆+𝑆𝑛
 
 
- Equação de Contois e Fujimoto: 𝜇𝑋 = 𝜇𝑚.
𝑆
𝐾𝑆.𝑋+𝑆
 
 
- Equação de Powell: 𝜇𝑋 = 𝜇𝑚.
𝑆
(𝐾𝑆+𝐾𝐷)+𝑆
 
 
Há pelo menos mais seis outras expressões, propostas por outros autores que não 
levam em conta o fenômeno da inibição. 
A ausência da inibição é, na verdade, uma situação pouco comum na prática, 
principalmente durante um cultivo descontínuo, onde há um crescente acúmulo de 
46 
 
metabólitos que acabam interferindo desfavoravelmente sobre o metabolismo e 
crescimento microbianos. 
O problema poderia ser atenuado se fosse, por exemplo, utilizado um valor inicial 
relativamente baixo da concentração de substrato e que assim resultasse em baixas 
concentrações de produtos inibidores. 
Essa é, entretanto, uma alternativa pouco interessante do ponto de vista industrial, 
onde baixas concentrações de produtos acarretariam custos elevados, na fase posterior 
de separação e purificação da substância de interesse. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
47 
 
4. Biorreatores 
 
Denominam-se "biorreatores", "reatores bioquímicos", ou ainda "reatores 
biológicos", os reatores químicos nos quais ocorrem uma série de reações químicas 
catalisadas por "biocatalisadores". Esses biocatalisadores podem ser enzimas ou células 
vivas (microbianas, animais ou vegetais). Assim, logo de início, pode-se classificar os 
biorreatores em dois grandes grupos: 
Grupo 1: Biorreatores nos quais as reações ocorrem na ausência de células vivas, 
ou seja, são tipicamente os "reatores enzimáticos"; 
Grupo 2: Biorreatores nos quais as reações se processam na presença de células 
vivas". 
Embora não seja totalmente generalizado, há alguns autores, porém, que utilizam 
a denominação "reatores bioquímicos" para se referirem apenas ao primeiro grupo, 
restringindo assim a denominação "reatores biológicos" apenas aos reatores que operam 
com células vivas. Com relação aos reatores com células vivas, pode-se afirmar que os 
mais amplamente conhecidos e com uso bastante difundido, são os reatores com 
microrganismos, os quais vêm sendo empregados desde a década de 1940 para a 
produção industrial de uma grande diversidade de produtos, tais como enzimas, 
antibióticos, vitaminas, ácidos orgânicos, solventes, ou ainda no tratamento de resíduos 
orgânicos industriais ou domésticos. Embora se fale globalmente em "reatores com 
microrganismos", é muito importante destacar que, do ponto de vista da engenharia, 
dependendo do tipo de microrganismo utilizado, tais reatores podem ter características 
bastante distintas no que se refere aos fenômenos de transporte que ocorrem no reator 
(calor, massa e quantidade de movimento). Assim, por exemplo, reatores que operam com 
organismos unicelulares como bactérias e leveduras possuem, em geral, um 
comportamento reológico bastante distinto daqueles que empregam fungos filamentosos 
(bolores). 
Deve-se mencionar ainda os biorreatores que operam com elevadas 
concentrações celulares ("high cell density cultures"), o que propicia altas velocidades de 
conversão do substrato em produto. Um exemplo dessa situação é a fermentação 
alcoólica, na qual se opera com cerca de 30g células/litro de meio (matéria seca). 
Particularmente, no caso de biorreatores que empregam microrganismos recombinantes, 
em virtude de uma possível baixa produção específica da proteína heteróloga de 
interesse, busca-se operar com concentrações celulares da ordem de 100g/L, o que exige 
condições especiais de operação. 
Outro campo de recente desenvolvimento é o cultivo de células animais e 
vegetais, tendo alcançado rápido progresso nos últimos dez anos, constituindo-se hoje 
em um dos grandes temas de aplicação da Biotecnologia Moderna. Assim, pode-se citar 
o emprego de biorreatores com células animais para a produção de uma série de produtos 
ligados à saúde humana e animal, tais como vacinas virais, anticorpos monoclonais, 
hormônios e fatores de crescimento. No que se refere às células vegetais, há exemplos 
de produção de princípios ativos de medicamentos, como morfina e quinina, e outros 
produtos de utilização na indústria cosmética. Os reatores que empregam células animais 
ou vegetais; em geral possuem várias particularidades, tendo em vista as diferentes 
características apresentadas por este tipo de células em relação às células microbianas, 
destacando-se entre elas a elevada sensibilidade ao cisalhamento, característica que, em 
casos extremos, leva à necessidade da utilização de biorreatores não-convencionais, 
como reatores "air-lift", ou ainda os reatores com membranas, nos quais não se tem 
agitação mecânica e, consequentemente as tensões de cisalhamento são menores. 
48 
 
4.1 Classificação dos biorreatores 
 
Encontram-se indicadas na literatura várias formas possíveis de classificar os 
biorreatores, como por exemplo: 
• quanto ao tipo de biocatalisador (células ou enzimas); 
• quanto à configuração do biocatalisador (células/enzimas livres ou imobilizadas); 
• quanto à forma de se agitar o líquido no reator. 
Dentre as várias classificações encontradas nos livros-textos que abordam o tema 
biorreatores, uma das mais abrangentes é a de KLEINSTREUER, que apresenta uma 
classificação mista, com base no tipo de biocatalisador empregado (enzima, 
microrganismo aeróbio ou anaeróbio) e na configuração deste (livre, imobilizado ou 
confinado entre membranas). Considerando-se, pois, as várias propostas usualmente 
encontradas, propõe-se no presente capítulo uma classificação mista, a qual pretende ser 
mais abrangente que as anteriormente citadas, conforme esquematizado a seguir. 
 
 
CLASSIFICAÇÃO GERAL DOS BIORREATORES 
(I) Reatores em fase aquosa (fermentação submersa) 
(I.1) Células/enzimas livres 
• Reatores agitados mecanicamente (STR: "stirred tank reactor") 
• Reatores agitados pneumaticamente 
• Coluna de bolhas ("bubble column") 
• Reatores "air-lift" 
• Reatores de fluxo pistonado ("plug-flow") 
(I.2) Células/enzimas imobilizadas em suportes 
• Reatores com leito fixo 
• Reatores com leito fluidizado 
• Outras concepções 
(I.3) Células/enzimas confinadas entre membranas 
• Reatores com membranas planas 
• Reatores de fibra oca ("hollow-fiber") 
(II) Reatores em fase não-aquosa (fermentação semi-sólida) 
• Reatores estáticos (reatores com bandejas) 
• Reatores com agitação (tambor rotativo) 
• Reatores com leito fixo 
• Reatores com leito fluidizado gás-sólido 
 
Conforme se pode verificar, a partir da classificação proposta, há uma grande 
variedade de configurações possíveis para os biorreatores mas, no entanto, pode-se 
afirmar que os mais amplamente empregados são os reatores agitados mecanicamente 
(STR), conhecidos também como reatores de mistura,constituindo cerca de 90% do total 
de reatores utilizados industrialmente. 
A capacidade dos biorreatores é bastante variável, conforme o processo em 
questão, podendo-se distinguir três grandes grupos no que se refere à escala de produção 
industrial. Reatores da ordem de algumas centenas de litros até 1 a 2 m3 de capacidade, 
são empregados no cultivo de microrganismos patogênicos, ou para o crescimento de 
células animais ou vegetais, em geral objetivando a produção de produtos ligados à área 
de saúde. Uma escala intermediária, na qual se opera com reatores da ordem de algumas 
dezenas de metros cúbicos até 100 a 200 m3, é especialmente empregada na produção 
de enzimas, antibióticos e vitaminas. Finalmente, para processos que exigem poucos ou 
até mesmo nenhum cuidado de assepsia, como é o caso da fermentação alcoólica ou do 
49 
 
tratamento biológico de resíduos, pode-se atingir reatores com alguns milhares de metros 
cúbicos de capacidade. 
Conforme indicado na Figura 4.1(a), o reator do tipo STR consiste em um tanque 
cilíndrico, no qual são comuns relações entre a altura e o diâmetro de 2:1 ou 3:1. 
Normalmente o reator é equipado com chicanas ("baffles"), cuja função é evitar a formação 
de vórtice durante a agitação do líquido. O agitador é montado num eixo central ao 
fermentador, possuindo, ao longo de sua altura, uma série de turbinas, as quais podem 
ser de diferentes tipos, sendo porém a mais amplamente utilizada a turbina de pás planas 
("flat blade"), também conhecida como turbina "Rushton". 
Os reatores agitados pneumaticamente se caracterizam basicamente pela 
ausência do agitador mecânico, sendo a agitação do líquido efetuada apenas pelo 
borbulhamento de um gás (normalmente ar) no reator. Como consequência da ausência 
do agitador mecânico, resultam, nesse tipo de reator, menores tensões de cisalhamento, 
o que os torna atraentes para o cultivo de células animais e vegetais. 
Há na literatura uma considerável diversidade de nomenclaturas para designar os 
reatores agitados pneumaticamente, não havendo uma clara diferenciação entre eles. A 
diferenciação básica entre os reatores coluna de bolhas ("bubble column") e os reatores 
"air-lift", é que nestes últimos tem-se uma movimentação cíclica do fluido, bem definida, 
através de dispositivos e arranjos internos construídos especialmente para este propósito, 
enquanto que na coluna de bolhas tem-se um movimento aleatório do líquido no reator. 
As Figuras 4.1(b) e 4.1(c) ilustram esquematicamente tais tipos de reatores, os quais 
possuem uma grande variedade de configurações. Convém ainda mencionar que os 
reatores tipo coluna de bolhas são frequentemente chamados de reatores tipo torre, 
enquanto que os reatores "air-lift" são designados "loop reactors". 
Nos reatores de fluxo pistonado ("plug-flow"), conforme indicado 
esquematicamente na Figura 4.1(d), o inóculo e o meio de cultura são misturados na 
entrada do sistema, sendo que idealmente a cultura flui com uma velocidade constante, 
sem ocorrer mistura longitudinal ("backmix"). Há, portanto, uma variação da concentração 
dos nutrientes e das células ao longo do comprimento do reator, sendo este sistema 
comparável a um processo contínuo realizado em múltiplos estágios, com um elevado 
número de reatores ligados em série. 
Conforme indicado na classificação geral dos biorreatores, apresentada 
anteriormente, é possível dispor de reatores nos quais o biocatalisador se encontra 
imobilizado em um suporte inerte, como, por exemplo, alginato, K-carragena, pectina, ou 
ainda materiais cerâmicos, vidro, sílica e outros. 
A finalidade básica do emprego de células imobilizadas num biorreator é a 
manutenção de elevadas concentrações celulares, podendo-se atingir, 
consequentemente, elevadas produtividades no processo em questão. Dependendo da 
movimentação relativa das partículas ("pellets"), distinguem-se os reatores de leito fixo, 
onde a movimentação é praticamente inexistente, e os de leito fluidizado, onde há uma 
movimentação intensa das partículas, sendo que a fluidização do leito pode ser provocada 
pela injeção de ar, ou de um gás inerte, ou ainda pode ser obtida por uma corrente de 
recirculação de líquido no reator. As Figuras 4.1(e) e 4.1(f) ilustram as configurações 
mencionadas. Deve-se mencionar, ainda, o desenvolvimento recente de alguns 
biorreatores que empregam células e enzimas co-imobilizadas, no qual se emprega, por 
exemplo, a co-imobilização de glicoamilase e células de Saccharomyces cerevisiae para 
a produção contínua de etanol. 
Por sua vez, os reatores com lâminas de membranas planas e os reatores de fibra 
oca ("hollow-fiber"), caracterizam-se por manterem as células confinadas entre 
membranas semipermeáveis ("entrapped biocatalyst"), as quais permitem o fluxo de 
líquido, mas não a passagem de células. Esse tipo de reator normalmente prevê a 
50 
 
separação entre os fluxos de nutrientes e produtos metabólicos, conforme se pode 
visualizar nas Figuras 4.1(g) e 4.1(h), o que permite imaginar uma primeira operação de 
separação do produto desejado, podendo contribuir para a simplificação das etapas de 
purificação do produto ("downstream"). 
Como ocorre a passagem de nutrientes e produtos através de membranas, esse 
tipo de reator costuma ser designado por "reator de perfusão". No entanto, o termo reator 
ou sistema de perfusão, tem sido empregado de forma mais genérica, incluindo a situação 
de um reator STR com reciclo externo de células por filtração em membranas, ou ainda, 
simplesmente designando um reator com células imobilizadas. 
Nesse tipo de reatores com membranas, as tensões de cisalhamento são mínimas, 
inferiores àquelas obtidas nos reatores "air-lift", o que os torna indicados para utilização 
com alguns tipos de células animais extremamente sensíveis ao cisalhamento. 
Comparativamente aos típicos reatores com células imobilizadas em suportes inertes, 
tem-se neste tipo de reatores menores obstáculos difusionais, podendo-se igualmente 
manter elevadas concentrações celulares. Particularmente, o reator de fibra oca consiste 
em um feixe de fibras capilares de material semipermeável, no interior das quais ocorre 
escoamento laminar do meio de cultura, permanecendo as células retidas na região anular 
entre as fibras, conforme indicado na Figura 4.1(h). 
Todos os tipos de reatores mencionados até o presente são ditos reatores em fase 
aquosa, ou seja, empregados nos processos de fermentação submersa. Entretanto, há 
ainda os reatores em fase não-aquosa, empregados para os processos de fermentação 
semi-sólida, os quais se caracterizam pela ausência de "água livre", podendo o teor de 
umidade variar de 30 a 80%, dependendo das características de retenção de água do 
substrato sólido empregado, embora o processo semi-sólido apresente uma série de 
dificuldades, especialmente no que se refere ao controle das condições de operação; por 
outro lado, este processo apresenta uma série de aspectos interessantes, os quais podem 
torná-lo, em alguns casos, mais econômico do que o tradicional processo submerso. 
Dentre os itens que necessitam de um maior desenvolvimento, encontra-se o estudo de 
novas concepções de reatores para a fermentação semi-sólida, encontrando-se na 
literatura um grande número de trabalhos nos quais se emprega o "reator de bandejas" 
("stationary trays"), o qual é bastante limitado no que se refere às condições de 
transferência de oxigênio e controle das condições ambientais. Nesse sentido é possível 
obter-se uma melhoria, quando se procede à agitação do meio de cultivo, por exemplo, 
empregando-se tambores rotativos. Mais recentemente, foram propostos os reatores de 
leito fixo ou de leito fluidizado gás-sólido, nos quais se promove a passagem de ar ou de 
um gás inerte através de um leito de partículas sólidas. No caso do leito fluidizado, a vazão 
do gás é suficientemente elevada, de maneira a propiciar a suspensão dos sólidos na 
corrente gasosa, promovendo desta maneira, uma melhor condição detransferência de 
massa no sistema (nutrientes, oxigênio) e ainda auxiliando no controle da temperatura. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
51 
 
Figura 4.1: Tipos de biorreatores (a) STR; (b) coluna de bolhas; (c) "air-lift"; (d) 
"plug-flow"; (e) com células imobilizadas (leito fixo); (f) com células imobilizadas (leito 
fluidizado); (g) reator com membranas planas; (h) "hollow-fiber". 
 
 
Conforme visto no presente item, há uma grande diversidade possível de 
biorreatores a serem empregados em um determinado processo fermentativo, sendo que 
a melhor opção dependerá das características do processo em questão, bem como do 
microrganismo utilizado. 
No item seguinte pretende-se mostrar que existem numerosas opções quanto à 
forma de condução do processo, ou seja, quanto à forma de operação de um dado 
biorreator, e que a forma ideal de operação, isto é, aquela que conduzirá a um 
desempenho ótimo do processo, será função novamente das particularidades do material 
biológico empregado. 
 
4.2 Formas de condução de um processo fermentativo 
 
52 
 
Quando se pensa em executar um processo fermentativo, normalmente se 
imagina preparar um certo meio de cultura que seja adequado à nutrição e 
desenvolvimento do microrganismo, bem como ao acúmulo do produto desejado; colocar 
este meio de cultura em um biorreator (fermentador); adicionar o microrganismo 
responsável pelo processo biológico (inocular) e aguardar que o processo ocorra. Após 
um determinado tempo de fermentação, imagina-se retirar o caldo fermentado do reator e 
executar as operações unitárias necessárias para a recuperação do produto. 
A descrição acima é aquela típica de um processo descontínuo simples, ou 
descontínuo tradicional, que é também designado como processo em batelada. No 
entanto, essa descrição é também típica de pessoas não ligadas à Engenharia 
Bioquímica, ou com experiência em processos fermentativos, pois, sem querer recair em 
afirmações dotadas de extremo exagero, pode-se dizer que existem infinitas formas de se 
conduzir um reator biológico, dependendo das características próprias do microrganismo, 
meio de cultivo e dos objetivos específicos do processo que se pretende executar. 
Inclusive, ao se imaginar o descontínuo como única alternativa para a condução 
do processo fermentativo, pode-se incorrer no engano de concluir, precocemente, sobre 
a inviabilidade do processo produtivo, em virtude de sua baixa produtividade. 
Com base nessas considerações iniciais, fica clara a necessidade de uma maior 
reflexão sobre os reatores biológicos, tendo em vista sua enorme flexibilidade de 
operação, bem como sua incidência imediata quanto à economicidade de um dado 
processo fermentativo. 
Pode-se afirmar que, a partir da década de 1950, ocorreu um maior 
desenvolvimento da área de reatores, encontrando a mesma, desde então, um formidável 
avanço, sendo responsável pelo sucesso de muitos processos fermentativos, obviamente 
ao lado dos demais desenvolvimentos das áreas mais básicas, como por exemplo a 
microbiologia destes processos. 
Não é objetivo do presente texto abordar todas as formas de operação de um 
biorreator, mesmo porque isto seria inviável, tamanha a diversidade hoje observada, 
dependendo das características próprias de cada processo. O que se pretende é abordar 
as formas mais gerais, entendendo que tal estratégia permitirá as particularizações que 
se fizerem necessárias. Com essa ideia em mente, pode-se dizer que, de uma forma geral, 
um reator biológico pode ser operado das seguintes formas: 
— Descontínuo 
• com um inóculo por tanque 
• com recirculação de células 
— Semicontínuo 
• sem recirculação de células 
• com recirculação de células 
— Descontínuo alimentado 
• sem recirculação de células 
• com recirculação de células 
— Contínuo 
• executado em um reator (com ou sem recirculação de células) 
• executado em vários reatores (com ou sem recirculação de células) 
O processo descontínuo simples, ou seja, aquele efetuado com um inóculo por 
tanque, já foi descrito no início deste item. No entanto, cabe ainda acrescentar que esse 
processo é o mais seguro quando se tem o problema de manutenção de condições de 
assepsia, pois ao final de cada batelada imagina-se que o reator deverá ser esterilizado 
juntamente com o novo meio de cultura, recebendo um novo inóculo, o qual poderá sofrer 
todos os controles necessários, a fim de assegurar a presença única do microrganismo 
responsável pelo processo. 
53 
 
Deve-se salientar que o conhecimento do processo descontínuo simples significa o 
conhecimento básico da cinética do processo, sendo, portanto, de extremo interesse, não 
se recomendando o estudo dos reatores alternativos sem que se domine razoavelmente 
bem o descontínuo, mesmo porque as demais alternativas pressupõem este 
conhecimento cinético. 
Por outro lado, no nível de aplicações práticas, pode-se dizer que, para um 
processo fermentativo razoavelmente evoluído, dificilmente ele será conduzido como um 
reator descontínuo simples, havendo com muita frequência alguma elaboração adicional. 
O descontínuo será sempre a base para as comparações de eficiências atingidas nessas 
elaborações, mas a sua baixa eficiência estimula o surgimento das formas alternativas. 
A primeira dessas alternativas é, quando o microrganismo permite, recircular as 
células, ou seja, ao se encerrar a batelada efetua-se a separação das células por 
centrifugação ou mesmo sedimentação no interior do próprio reator, enviando apenas o 
líquido fermentado para a recuperação do produto. Com isso se busca evitar o preparo de 
um novo inóculo para cada batelada, o que sempre significa custo adicional para o 
processo, além de significar também um certo tempo para a obtenção de altas 
concentrações celulares no reator, bem como consumo de substrato para isto. Essa 
estratégia de operação é frequentemente designada como batelada repetida. 
Assim, a ideia de se recircular as células, mesmo para um processo descontínuo é 
possível e mesmo interessante, desde que se possa manter as condições de assepsia, e 
igualmente se possa manter o microrganismo suficientemente ativo para a síntese do 
produto. 
Se um processo descontínuo é entendido como um sistema fechado, devido às 
suas características, um processo contínuo, por outro lado, é o exemplo típico de um 
sistema aberto. No processo contínuo procura-se estabelecer um fluxo contínuo de líquido 
através do reator, ou reatores dispostos em série. Claro está que, caso o processo assim 
o exija, o meio a ser introduzido no reator deve ser devidamente esterilizado, assim como 
se deve manter as condições de assepsia nestas operações de alimentação e retirada do 
produto fermentado. 
A opção pela operação de um sistema contínuo, constituído por vários reatores em 
série, no qual a alimentação de um dado reator da série é o efluente do reator anterior, 
visa frequentemente o estabelecimento de diferentes condições nos vários biorreatores 
da série. Inclusive, nessa opção de operação, abre-se a possibilidade de distribuir a 
alimentação do meio de cultura inicial entre reatores da série, o que pode justamente 
contribuir para o aparecimento destas diferentes condições entre os vários reatores. 
Ainda, o reator contínuo permite visualizar o reciclo de células. De fato, o líquido 
fermentado, efluente de um dado reator, pode ser submetido a um sistema de separação 
dos microrganismos (por sedimentação, centrifugação ou separação por membranas), os 
quais podem ser retornados ao volume de reação, sendo o líquido enviado para a 
recuperação do produto. Em se tratando de reatores em série, essa operação pode ser 
efetuada em qualquer reator da série, retornando-se o microrganismo para o fermentador 
mais adequado, evidenciando, assim, a enorme flexibilidade de operação disponível. 
O reator descontínuo alimentado ("fed batch") é aquele no qual se imagina 
inicialmente introduzir o inóculo, o qual deverá ocupar uma fração do volume útil da ordem 
de 10a 20%, iniciando-se então a alimentação com o meio de cultura, empregando uma 
vazão adequada, sem ocorrer a retirada de líquido fermentado. Essa operação prolonga-
se até o preenchimento do volume útil do reator, quando então inicia-se a retirada do caldo 
fermentado para a recuperação do produto. 
Essa forma de operação é típica da área de Engenharia Bioquímica, e foi 
praticamente desenvolvida para os processos fermentativos, sendo muito pouco frequente 
para os reatores químicos não biológicos. A descrição acima para o reator "fed batch", 
54 
 
consiste — na verdade — na forma mais simples de operação deste reator. Pode-se 
imaginar a separação das células e retorná-las ao volume de reação, a fim de se iniciar 
um novo período de alimentação, o que evita o preparo de um novo inóculo. A ideia acima 
também sugere que se alimente o reator com vazão constante, o que não é 
necessariamente obrigatório. 
As alternativas mencionadas indicam a grande flexibilidade de operação, que 
também se observa para o "fed batch", a exemplo do reator contínuo. 
No entanto, cumpre destacar que se pode ainda, ao terminar o preenchimento do 
reator, proceder-se à retirada de uma certa fração do líquido fermentado, iniciando-se 
então um novo período de alimentação. Essa alternativa é frequentemente indicada na 
literatura como descontínuo alimentado repetido. Novamente convém esclarecer que esse 
estilo de condução do reator depende fundamentalmente das características do 
microrganismo, que deverá permanecer suficientemente ativo no sistema. Caso o 
microrganismo apresente sintomas de atenuação quanto à sua capacidade de síntese do 
produto, o processo deverá ser interrompido, para se reiniciar com um novo inóculo. 
Assim, é fácil compreender que o interesse por um processo contínuo, ou 
descontínuo alimentado repetido, depende da possibilidade de se prolongar ao máximo o 
tempo de operação, mantendo-se o processo em condições de elevado desempenho, 
quanto ao produto desejado e isento de contaminações. 
Finalmente, o sistema de reação em contínuo, diferencia-se do descontínuo 
alimentado, pelo fato de se retirar o líquido fermentado e se proceder ao preenchimento 
do reator empregando-se uma vazão muito elevada, de forma a se imaginar que o reator 
esteja sendo preenchido instantaneamente. Ao final do novo período de fermentação, 
procede-se novamente à retirada de uma dada fração do volume (30 a 60%, por exemplo) 
e se preenche o reator instantaneamente. 
Na verdade, como - do ponto de vista prático - trabalhando-se com reatores de 
dezenas de milhares de litros, este preenchimento dificilmente pode ser efetuado 
instantaneamente, com frequência acaba-se recaindo no reator descontínuo alimentado, 
motivo pelo qual alguns autores não utilizam a designação de ser contínuo. De qualquer 
maneira, trata-se de uma técnica distinta, na qual está embutida a ideia da operação por 
choques de carga de substrato, o que pode ser interessante em algumas situações, como 
na produção de enzimas sujeitas ao controle por indução. 
Da mesma forma, um reator descontínuo alimentado, dependendo da vazão 
empregada, que possibilite um certo acúmulo do substrato limitante quando do término do 
período de alimentação do reator, pode ter seu tempo de fermentação concluído em 
sistema descontínuo, a fim de que o substrato residual possa ser totalmente consumido. 
Essas últimas considerações pretendem alertar para as possibilidades de utilização 
de misturas de conceitos (descontínuo, contínuo, descontínuo alimentado), a fim de se 
conseguir o máximo de desempenho de um dado sistema biológico. Elas também 
reforçam a ideia sobre a enorme flexibilidade que se dispõe para a operação de um 
biorreator. Alguns processos tradicionais servem como exemplo dessa afirmação, como é 
o caso da fermentação alcoólica executada segundo o processo Melle-Boinot. Nesse 
processo, ao término de uma fermentação, o vinho é centrifugado, retornando-se as 
células ao reator após tratamento adequado. A seguir inicia-se a alimentação do mosto a 
ser fermentado (na verdade, a introdução do inóculo e a alimentação de mosto ocorrem 
simultaneamente desde o início do processo), operando-se grande parte do tempo na 
forma de um reator descontínuo alimentado. Quando as dornas encontram-se 
preenchidas, aguarda-se tempo suficiente para o consumo dos açúcares fermentescíveis, 
operando-se, portanto, na forma descontínua. 
Os sistemas de tratamento de resíduos também podem ser considerados como 
exemplo, pois os enormes volumes de reação, frequentes nesta área, exigem que sejam 
55 
 
preenchidos de forma controlada segundo o sistema descontínuo alimentado, mesmo que 
sua operação em regime seja obrigatoriamente em sistema contínuo. Frequentemente a 
operação em descontínuo alimentado é importante, pois espera-se atingir o completo 
preenchimento do reator contando-se com um sistema biológico equilibrado, a fim de se 
poder iniciar a operação contínua em condições de estabilidade (ausência de matéria 
orgânica acumulada, ou de produtos intermediários não completamente convertidos a gás 
ou biomassa). 
Cabe, finalmente, comentar que as diferentes formas de operar um certo biorreator 
são, em princípio, aplicáveis a qualquer tipo de reator dentre os mencionados no item 4.1, 
ficando esta flexibilidade mais ou menos evidente, dependendo do tipo de reator 
considerado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
56 
 
 
5. Fermentação Descontínua 
 
As fermentações descontínuas clássicas, ou simplesmente, fermentações 
descontínuas, vêm sendo utilizadas pelo homem desde a Antiguidade e, ainda hoje, são 
as mais empregadas para obtenção de vários produtos fermentados. São também 
conhecidas por fermentações por batelada ou processo descontínuo de fermentação. 
Seu modo de operação pode ser descrito assim: no instante inicial a solução 
nutriente esterilizada no fermentador é inoculada com microrganismos e incubada, de 
modo a permitir que a fermentação ocorra sob condições ótimas. No decorrer do processo 
fermentativo nada é adicionado, exceto oxigênio, no caso de processos aeróbicos (na 
forma de ar), antiespumante, e ácido ou base para controle do pH. 
Terminada a fermentação, descarrega-se a dorna, e o meio fermentado segue 
para os tratamentos finais. Então, deve-se lavar a dorna, esterilizá-la e recarregá-la com 
mosto e inóculo. 
Conclui-se, pela descrição acima, que se não houver adição de soluções para 
controle do processo, nem perda de líquido por evaporação, o volume no decorrer da 
fermentação permanece constante, o que pode ser considerado mais uma das 
características do processo descontínuo de fermentação. 
A fermentação descontínua pode levar a baixos rendimentos e/ou produtividades, 
quando o substrato adicionado de uma só vez no início da fermentação exerce efeitos de 
inibição, repressão, ou desvia o metabolismo celular a produtos que não interessam. Além 
disso, apresenta "tempos mortos", ou seja, tempos em que o fermentador não está sendo 
usado para o processo fermentativo propriamente dito, tais como tempo de carga e 
descarga de dorna e período correspondente à lavagem e esterilização do fermentador. 
Por outro lado, apresenta menores riscos de contaminação (se comparados com 
processos contínuos de fermentação), grande flexibilidade de operação, devido ao fato de 
poder utilizar os fermentadores para a fabricação de diferentes produtos, a possibilidade 
de realizar fases sucessivas no mesmo recipiente, condição de controle mais estreito da 
estabilidade genética do microrganismo, assim como a capacidade de identificar todos os 
materiais relacionados quando se está desenvolvendo um determinado lote de produto, o 
que é vital para a indústria farmacêutica. 
Ademais, é o mais utilizado na indústria de alimentos. Alguns dos alimentos e 
bebidas produzidos por esse processo fermentativo são iogurte, chucrute, picles, cerveja, 
vinho, entre outros. 
 
5.1 Inóculo 
 
Chama-se inóculo,pé-de-cuba ou pé-de-fermentação um volume de suspensão de 
microrganismo de concentração adequada capaz de garantir, em condições econômicas, 
a fermentação de um dado volume de mosto. 
Para que se obtenha um inóculo com capacidade produtiva elevada, deve-se dar 
condições para que o microrganismo desejado seja propagado, que incluem desde sua 
manutenção até a propagação propriamente dita. 
Há muitas técnicas para o armazenamento de microrganismos, sendo que cada 
uma delas pode ser indicada levando em conta a cepa do microrganismo e as condições 
laboratoriais disponíveis para mantê-la. Têm por finalidade conservar a cepa viável e com 
capacidade produtiva, mantendo-a, portanto, dentro do possível, com o mínimo de 
57 
 
divisões celulares, uma vez que, quando estas ocorrem, há possibilidade de haver 
mutações. Algumas delas são: secagem de microrganismos em terra, areia, sílica ou outro 
material sólido, conservação em ágar inclinado ou outras que limitem o metabolismo e 
respiração microbiana (aqui se incluem congelamento em congeladores ou em nitrogênio 
líquido, e manutenção de esporos ou células em água) e remoção da água de células ou 
esporos por liofilização e manutenção do material seco sob diferentes condições. A 
recuperação do microrganismo é feita de diferentes maneiras, dependendo da técnica que 
se adotou para preservá-lo. 
Tão importante é a manutenção da cepa, que muitas empresas de fermentação 
possuem centros especializados que têm esta função, distribuindo os microrganismos 
para suas fábricas localizadas nacionalmente ou, mesmo, internacionalmente. 
Paralelamente, fazem testes de viabilidade, de estabilidade genética, além de empregar 
metodologias para melhoramento genético. Dessa forma, garantem a qualidade e a 
reprodutibilidade das cepas microbianas, o que não significa que as fábricas não tenham 
o seu próprio controle na propagação desses microrganismos. 
Durante a fase de propagação do inóculo deve-se tomar cuidados especiais de 
modo a evitar contaminação, pois comprometeria a produção industrial. Nessa fase, em 
processos aeróbios, um foco potencial de contaminação é o ar fornecido ao sistema, o 
qual deve ser esterilizado. 
Quando o microrganismo produtor é uma espécie mutante, se ele for auxotrófico, 
deve-se garantir o suprimento de substâncias requeridas para o crescimento no meio 
durante a propagação do inóculo. Além disso, deve-se acompanhar se os microrganismos 
continuam com capacidade produtiva durante a fase de propagação, pois mutações não 
são sempre estáveis e eles podem perdê-la, deixando de apresentar capacidade 
produtiva. 
O volume de inóculo introduzido no fermentador de produção está comumente ao 
redor de 10% de sua capacidade útil. No entanto, pode variar de 0,5 a 50%. A técnica de 
preparo do inóculo compreende duas fases: a de laboratório e a industrial (ver Figura 5.1). 
 
Figura 5.1: Representação esquemática do preparo do inóculo. 
 
58 
 
 
 
A partir da cultura estoque, propaga-se o microrganismo por meio de metodologia 
conveniente. Normalmente na fase inicial passa-se do meio sólido, em condições 
assépticas, para um tubo de ensaio contendo meio líquido esterilizado, adequado para o 
desenvolvimento microbiano. Após incubação por um determinado tempo, que depende 
do tipo de microrganismo cultivado (pois cada espécie microbiana possui velocidade de 
crescimento diferente), transfere-se o conteúdo desse tubo a frascos apropriados para 
agitadores rotativos ou recíprocos — "shakers" — contendo meio esterilizado (podem ser 
erlenmeyers lisos ou chanfrados, sendo que estes são utilizados quando se têm 
microrganismos mais exigentes quanto à aeração). 
Após incubação, transfere-se a suspensão microbiana para frascos maiores 
contendo meio nutriente esterilizado. O número de transferências vai depender do volume 
útil do pré-fermentador (germinador). Todas as transferências devem ser feitas em 
condições assépticas (cujos cuidados variam com o processo fermentativo que se deseja 
realizar) e os frascos devidamente fechados, mas permitindo entrada de ar para 
microrganismos aeróbios, de modo a evitar contaminação. Dependendo do volume do 
fermentador de produção, poderá ser necessário mais de um germinador. 
A cada passo, os organismos devem crescer rapidamente, sendo as transferências 
feitas na fase logarítmica de crescimento. Apenas na fase que corresponde ao inóculo que 
será adicionado ao fermentador de produção, pode-se deixar que a cultura atinja a fase 
de declínio de velocidade de crescimento, caso seja interessante iniciar a fase de 
produção com células de um estágio mais avançado da curva de crescimento microbiano. 
Sugestões para relação entre volume que receberá a suspensão microbiana e o 
volume desta nas várias etapas de propagação de inóculo são da ordem de 10 vezes, 20 
vezes, mas há indicações para valores possíveis de 100 a 200 vezes. 
 
5.2 Mosto 
 
Como já se sabe, cada microrganismo possui condições ótimas de crescimento tais 
como: temperatura, pH, nível de oxigênio dissolvido, entre outras. O meio de cultivo, por 
sua vez, tem influência marcante nesse processo. Em microbiologia, é chamado de meio 
de cultura. Aqui, na área de fermentações industriais, é chamado de mosto ou meio de 
fermentação. Deve possuir nutrientes requeridos para o crescimento celular, que, à parte 
das fontes de energia, pode ser classificado nos seguintes grupos: a) fontes dos 
elementos "principais" — C, H, O e N; b) fonte dos elementos "secundários" — P, K, S, 
Mg; c) vitaminas e hormônios; d) fontes de "traços" de elementos, ou seja, requerimentos 
de elementos em quantidades mínimas para o crescimento microbiano (por exemplo, Ca, 
Mn, Fe, Co, Cu, Zn são frequentemente essenciais para o crescimento microbiano). 
Na formação de um meio de fermentação (mosto) deve-se levar em conta a 
necessidade desses nutrientes, lembrando que o meio, além de propiciar o 
desenvolvimento microbiano, deve favorecer a formação do produto que se deseja. 
A composição elementar de uma célula microbiana depende de muitos fatores, 
como condições de cultivo, espécie do microrganismo, e até mesmo do substrato utilizado 
para seu crescimento. Porém, a título de orientação, é apresentada na Tabela 5.1 a 
composição elementar típica de um microrganismo. 
 
 
 
 
59 
 
Tabela 5.1: Composição elementar típica de microrganismos. 
 
 
Um meio para crescimento microbiano deve, no mínimo, conter os elementos 
presentes na célula na proporção correta. Exceto para carbono, oxigênio e hidrogênio, a 
formulação de meio nutriente é baseada na Tabela 5.1. As fontes de nitrogênio podem ser 
orgânicas ou inorgânicas e de modo algum devem faltar na composição do meio de cultivo, 
sob pena de limitar o crescimento celular. Traços de elementos (Cu, Co, Fe, Ca, Zn, Mo, 
Mn), em princípio, podem ser utilizados em concentrações da ordem de 10-4 e 10-5 M para 
concentrações de 30 g de células secas/L e 3 g de células secas/L, respectivamente. No 
entanto, alguns microrganismos necessitam de concentrações maiores de alguns desses 
elementos, e adaptações devem ser feitas nesse sentido. 
Quanto a substâncias orgânicas, tais como vitaminas e aminoácidos, devem fazer 
parte da constituição do mosto se os microrganismos não os sintetizarem, a menos que 
se opte pela adição parcelada deles. 
Os microrganismos, para seu crescimento, coordenam eficientemente o 
catabolismo (que tem como funções principais fornecer energia — em células 
heterotróficas — e intermediários de vias metabólicas) e o anabolismo (onde se dá a 
formação de biomoléculas que farão parte da constituição do microrganismo, tais como 
polissacarídeos, lipídeos, proteínas e ácidos nucléicos). O substrato limitante para 
microrganismos heterotróficos, além de ser a fonte de energia para essas vias do 
metabolismo, normalmente supre necessidades da célula de carbono, oxigênio e 
hidrogênio, que integrarão a composição celular e/ou o produto. 
Portanto, sua quantidade no meio de cultivoserá uma função de quanto se deseja 
produzir de microrganismo, ou de produto, levando em conta a relação estequiométrica 
entre substrato e quantidade possível de se produzir de células ou de produto. No entanto, 
é conveniente lembrar que não se pode ter um mosto com concentrações elevadas de 
substrato, pois, nestas condições, pode se tornar inibitório para o crescimento microbiano. 
Sabendo quais os componentes que devem estar presentes num meio, podem-se 
lançar mão de dois procedimentos para obtê-lo: a partir de extratos de plantas ou animais, 
chamados de meios "naturais" (suco de uva, leite, água de maceração de milho, etc.), ou 
a partir da elaboração de meios quimicamente definidos, chamados de meios "sintéticos". 
Com a finalidade de elucidar efeitos nutricionais, à medida do possível, estes devem ser 
os escolhidos, pois aqueles têm a desvantagem de serem de composição indefinida e 
variável. Por outro lado, podem ser meios bastante ricos e que geralmente não necessitam 
de complementação para sua utilização como mosto. 
Do ponto de vista industrial, vários fatores devem ser considerados. O custo do 
substrato pode ser crucial, devendo também ser levada em conta a quantidade de carbono 
disponível, bem como as exigências para sua fermentação (por exemplo, o fornecimento 
de oxigênio ao sistema deve ser aumentado, caso utilize um substrato de cadeia carbônica 
em menor grau de oxidação, como na utilização de hidrocarbonetos como fonte de 
carbono). O custo é o fator limitante da utilização de meios sintéticos em escala industrial. 
Outros fatores incluem: suprimento do substrato (a maioria das empresas opta por 
comprar o substrato no mercado aberto, com possibilidade de comprar de vários 
fornecedores), disponibilidade (onde se considera se a matéria-prima é sazonal ou não e 
60 
 
a possibilidade de seu armazenamento), variabilidade na composição da matéria-prima, 
condições de armazenamento, dificuldades de esterilização do mosto, fermentescibilidade 
(aqui se deve lembrar que uma aparente não fermentescibilidade não é necessariamente 
uma restrição se microrganismos alternativos puderem ser encontrados), exigência de 
tratamentos para tornar o substrato presente na matéria-prima fermentescível (por 
exemplo, num processo de fermentação alcoólica com levedura como inóculo, materiais 
amiláceos devem ser hidrolisados a fim de se obter açúcares de pequena cadeia 
carbônica, que serão fermentados) e comportamento do mosto durante e após a 
fermentação (por exemplo, produção excessiva de espuma e possibilidade de reciclar 
água residuária). Ainda é importante destacar que o melhor substrato para uma indústria 
não é necessariamente o melhor para outra que produz o mesmo produto, pois cada uma 
tem seu microambiente, onde o custo de transporte, combustível e potência, 
disponibilidade de água, entre outras, determinam a escolha do substrato. 
Alguns dos substratos e/ou matérias-primas, possíveis para utilização em cultivos 
microbianos, são: açúcares, melaços, soro de leite, celulose, amido, resíduos como liquor 
sulfítico e água de maceração de milho, metanol, etanol, alcanos, óleos e gorduras, etc. 
5.3. Classificação 
 
Em escala industrial, muitos processos são adaptados com vistas a otimizar a 
produção. O processo descontínuo, por sua vez, também foi sendo adaptado de modo a 
atender ao objetivo de diferentes indústrias. Os processos descontínuos podem ser 
classificados em três grandes grupos: aqueles em que cada dorna recebe um inóculo, 
processos com recirculação do microrganismo e processo por meio de cortes. 
O primeiro grupo consiste na inoculação de uma dorna com um microrganismo 
que foi propagado a partir de uma cultura pura, como já comentado anteriormente. Oferece 
poucos riscos de contaminação se a propagação do inóculo foi feita em boas condições 
de assepsia. Nas fermentações em que o meio é rico e o microrganismo é altamente 
suscetível a contaminação, a utilização deste processo é indicada, a menos que o 
substrato adicionado de uma só vez no início da fermentação leve a resultados 
insatisfatórios. 
Os processos com recirculação do microrganismo, como o próprio nome indica, 
reaproveitam como inóculo o microrganismo da batelada anterior. Para tanto, ou se espera 
que o microrganismo sedimente no fermentador (como é o caso de cervejarias), ou se 
centrifuga o meio fermentado, separando assim as células e reutilizando-as. Esse 
procedimento é comum em destilarias de álcool. No entanto, como há tendência de 
aumentar o número de contaminantes a cada nova batelada, as usinas normalmente 
empregam uma metodologia com vistas a eliminá-los. Consiste num tratamento do leite 
de lêvedo (suspensão de leveduras altamente concentrada, obtida a partir da 
centrifugação do meio fermentado) com água e ácido sulfúrico. Deixado nessas 
condições, sob agitação por 2 a 3 horas, proporciona a eliminação de contaminantes, bem 
como de células que já se apresentem em fase de degeneração. 
O último grupo da classificação apresentada é assim descrito: "Na fermentação 
por meio de cortes, opera-se do seguinte modo: inicia-se o trabalho inoculando-se uma 
dorna (que será chamada de dorna A) com pé-de-cuba; quando a fermentação atinge um 
estágio apropriado, passa-se parte do conteúdo do fermentador A para um fermentador 
vazio (que será chamado de dorna B) e, em seguida, enchem-se as duas dornas com 
meio a fermentar. Essa operação recebe o nome de corte. Diz-se que a dorna A foi cortada 
para a dorna B ou, ainda, que B recebeu um corte de A". 
Esses cortes podem ser feitos na fase de crescimento mais intenso quando se 
deseja propagar o inóculo, ou após o término do processo fermentativo. A sucessão de 
61 
 
cortes pode acarretar sérias quedas no rendimento, principalmente quando se trabalha 
com meio não esterilizado. Além disso, o número de cortes sucessivos não pode ser 
previsto, sendo que o controle do rendimento poderá indicar em que momento deve-se 
suspender o trabalho por meio de cortes e se iniciar nova fermentação com inóculo novo. 
No entanto, a produção de cada produto tem suas particularidades e a experiência 
adquirida ao longo do tempo na fábrica leva o pessoal a decidir quais as modificações que 
devem ser feitas no processo, aumentando, dia após dia, o rendimento e/ou a 
produtividade do mesmo. 
5.4 Número de dornas 
 
Tendo em vista o alto custo de um fermentador, bem como o espaço que ocupa, 
desnecessário é justificar a importância para uma empresa determinar o número de 
fermentadores que necessita para produzir o que deseja. 
Foi sugerido uma metodologia para o cálculo do número de fermentadores, a qual 
pode ser utilizada como caminho para se chegar ao número ideal de fermentadores numa 
empresa que trabalha com processo descontínuo e que será transcrita a seguir. As 
pequenas modificações, em relação a seu trabalho original publicado, são, basicamente, 
algumas passagens matemáticas que serão aqui apresentadas. 
Consideremos uma instalação de fermentação, funcionando por processo 
descontínuo, que deva fornecer, de maneira ininterrupta, líquido fermentado ao setor 
encarregado dos tratamentos finais. Suponhamos, ainda, para simplificar, que não esteja 
sendo utilizado o processo de cortes. Sejam dados: 
F = vazão média de líquido fermentado que deve ser fornecido ininterruptamente 
ao setor de tratamentos finais; 
tf = tempo necessário para que o conteúdo de uma dorna fermente completamente; 
V = capacidade útil de cada dorna; 
D = número de dornas, de capacidade útil V, necessário para garantir a vazão F de 
líquido fermentado; 
td = tempo necessário para se descarregar uma dorna; 
tc= tempo necessário para se limpar e carregar uma dorna. 
O valor da vazão F depende dos seguintes fatores: 
a) da quantidade de produto final que se deseja obter na unidade de tempo; 
b) do rendimento dos tratamentos finais que devem conduzir ao produto desejado; 
c) da concentração do produto final no líquido fermentado que, por sua vez, éfunção do processo de fermentação. 
Se indicarmos com M a massa de produto final que interessa produzir em um tempo 
t, com r o rendimento dos tratamentos finais e com C a concentração de produto final no 
líquido fermentado, teremos: 
𝐹 =
𝑀
𝐶. 𝑡. 𝑟
 
O valor médio de tf, por sua vez, depende do processo de fermentação, enquanto 
que o tempo de descarga td pode ser calculado por: 
𝑡𝑑 =
𝑉
𝐹
 
A capacidade útil de cada dorna, na prática, não pode ser escolhida de maneira 
completamente arbitrária. Há fabricantes que fixam os tamanhos de dornas que podem 
oferecer dentro de sua linha normal de trabalho. Há, por outro lado, experiência 
relativamente pequena na construção de fermentadores de grandes capacidades 
(diversas centenas de metros cúbicos), principalmente nos processos que exigem 
borbulhamento de ar e agitação mecânica. Torna-se muito difícil estabelecer, nesse caso, 
62 
 
recomendações gerais. A experiência já adquirida no funcionamento de instalações 
análogas constitui critério mais seguro de escolha de um valor adequado de V dentre os 
possíveis. 
O valor de tc (tempo necessário para limpar uma dorna descarregada e carregá-
la novamente) varia de caso para caso. Quando se pretende, no dimensionamento de 
uma instalação, calcular o número de dornas, toma-se como ponto de partida: 
𝑡𝑐 = 𝑡𝑑 
Essa igualdade, totalmente arbitrária, facilita a avaliação de D e pode ser, em 
muitos casos, obedecida na prática industrial. Feitas essas observações iniciais, 
necessárias para que se possam interpretar com cautela os resultados obtidos no cálculo 
de D, passemos a esse cálculo. 
Consideremos uma dorna, que será chamada de dorna número 1, em início de 
trabalho; no intervalo de tempo tc = td, ela será limpa e carregada; decorrido um intervalo 
de tempo tf, o líquido nela contido estará completamente fermentado e, após outro 
intervalo de tempo td, ela se encontrará vazia e em condições de reiniciar seu ciclo de 
trabalho. Para que não haja interrupção de fornecimento de material fermentado ao setor 
dos tratamentos finais, quando terminar a descarga da dorna número 1 deverá existir urna 
outra (que será indicada por dorna número 2) pronta para ser descarregada. Quando a 
dorna número 2 tiver sido descarregada, deverá existir uma terceira em condições de 
iniciar sua descarga. Essa sequência de operações pode ser visualizada na Figura 5.2. 
 
Figura 5.2: Cronograma de funcionamento de dornas em um processo descontínuo. (1) 
Início do preparo da dorna; (2) fim da carga; (3) fim da fermentação; (4) fim da descarga. 
 
 
Deverá existir, portanto, um intervalo de tempo td separando o início de 
funcionamento de duas dornas consecutivas. Nessas condições, tomando-se 
convencionalmente como instante zero o início de trabalho da dorna número 1, a dorna D 
deverá começar a funcionar no instante (D-1)td. Por outro lado, como indica a Figura 5.3, 
a dorna D deverá iniciar seu funcionamento no instante td + tf. Logo, podemos escrever: 
(𝐷 − 1). 𝑡𝑑 = 𝑡𝑑 + 𝑡𝑓 (𝐷 ≥ 3) 
 
∴ 𝐷 = 2 +
𝑡𝑓
𝑡𝑑
⁄ 
 
∴ 𝐷 = 2 +
𝐹. 𝑡𝑓
𝑉
 
 
63 
 
Figura 5.3: Cronograma de funcionamento das dornas número 1 e número D. (1) Início 
do preparo da dorna; (2) fim da carga; (3) fim da fermentação; (4) fim da descarga. 
 
 
Ao procurarmos dimensionar uma instalação, os valores de F e de t são 
conhecidos, mas os de V podem variar em intervalos muito amplos. Surge, portanto, a 
necessidade de escolher um valor de V para podermos dar andamento ao projeto que nos 
interessa. 
Desde que não exista um critério que nos leve a atribuir a V determinados valores, 
poderemos, com o objetivo de iniciar o dimensionamento que temos em vista, calcular o 
chamado número econômico de dornas, definido como sendo o número de dornas de 
custo total mínimo capaz de atender às necessidades da instalação. Esse número 
econômico, indicado por E, pode ser calculado como segue: sendo p o custo de um 
fermentador de capacidade útil V, é válida a equação empírica 
 
𝑝 = 𝑘. 𝑉𝑎 
 
sendo k e a dois parâmetros que dependem das condições econômicas locais no 
momento considerado, e 0 < a < 1. Indicando com P o custo de D fermentadores, temos, 
combinando as duas equações anteriores: 
 
𝑃 = 𝑝.𝐷 = 𝑘. (𝐹. 𝑡𝑓)
𝑎
. 𝐷/(𝐷 − 2)𝑎 
 
Derivando essa equação e igualando a derivada a zero, obtém-se o ponto de 
mínimo (menor valor de P), caso em que D é, por definição, igual a E. 
Como os termos k, F, tf e a são constantes, pode-se substitui-los por K, que é um 
constante fruto das operações que envolvem as constantes acima. Portanto, chega-se a: 
 
𝑃 = 𝐾.𝐷/(𝐷 − 2)𝑎 
 
 
Derivando a equação acima, tem-se: 
 
𝑑𝑃
𝑑𝐷
=
𝐾. 𝐷. 𝑎. (𝐷 − 2)𝑎−1 − (𝐷 − 2)𝑎. 𝐾
(𝐷 − 2)2𝑎
 
 
Considerando (𝑑𝑃 𝑑𝐷⁄ )= 0, obtém-se: 
 
64 
 
𝐷 = 𝐸 = 2 (1 − 𝑎)⁄ 
 
Substituindo a equação anterior na equação 𝐷 = 2 +
𝐹.𝑡𝑓
𝑉
 , calcula-se a capacidade 
útil de cada um dos E fermentadores (Ve). Ou seja, 
 
𝑉𝑒 = 𝐹. 𝑡𝑓 . (1 − 𝑎)/2𝑎 
 
Pode-se também avaliar o número econômico de dornas, sem determinar os 
parâmetros da correlação empírica (equação 𝑝 = 𝑘. 𝑉𝑎), da seguinte maneira: tendo-se 
uma lista de preços de dornas de diversas capacidades, calcula-se, para cada valor de V 
desta lista, o correspondente D; tendo-se D e o preço unitário, calcula-se o preço das D 
dornas; escolhe-se então, entre os diversos valores calculados, o valor de V, e 
consequentemente de D, que tenha conduzido ao custo total mínimo. 
Convém salientar que o valor de E poderá não atender a outros requisitos do 
processo. Quando tal fato acontecer, escolher-se-á então um valor de D que satisfaça a 
esses outros requisitos e que se situe tão próximo de E quanto possível. 
Finalizando, as dimensões comumente utilizadas industrialmente para alguns 
processos fermentativos são apresentadas na Tabela 5.2. 
 
Tabela 5.2: Dimensões de fermentadores para alguns processos fermentativos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
65 
 
 
6. Fermentação Descontínua Alimentada 
 
Vários processos fermentativos têm sido desenvolvidos em função de diferentes 
aplicações. Um desses, que tem importância tanto em escala industrial como em nível de 
pesquisa, é o processo descontínuo alimentado, também conhecido como processo por 
batelada alimentada ou, simplesmente, fermentação descontínua alimentada. 
Embora a utilização desse processo venha desde cerca de 1900 para regular 
crescimento de Saccharomyces cerevisiae, os primeiros a utilizarem o termo "cultura por 
processo descontínuo alimentado" a título de catalogação foram YOSHIDA et al., para se 
referirem a uma fermentação descontínua continuamente alimentada com meio nutriente. 
 
Figura 6.1: Esquema ilustrativo do modo de operação de uma fermentação descontínua 
alimentada. 
 
 
 
Basicamente, o processo descontínuo alimentado é definido como uma técnica 
em processos microbianos, onde um ou mais nutrientes são adicionados ao fermentador 
durante o cultivo e em que os produtos aí permanecem até o final da fermentação. Em 
alguns casos, todos os nutrientes são gradualmente alimentados à dorna (Figura 6.1). 
Adicionalmente, outros autores estendem esse conceito para o acréscimo de aditivos, tais 
como precursores de produtos. A vazão de alimentação pode ser constante ou variar com 
o tempo, e a adição de mosto pode ser de forma contínua ou intermitente. Mudança de 
volume pode ou não ocorrer, dependendo da concentração de substrato e da taxa de 
evaporação do sistema. 
Devido à flexibilidade de utilização de diferentes vazões de enchimento de dornas 
com meio nutriente, é possível controlar a concentração de substrato no fermentador, de 
modo que, por exemplo, o metabolismo microbiano seja deslocado para uma determinada 
via metabólica, levando ao acúmulo de um produto específico. 
Cada condição de trabalho pode levar a diferentes perfis de concentração não só 
de substrato, mas também de células e produto. Uma representação esquemática de um 
comportamentopossível para o processo pode ser observada nas Figuras 6.2 e 6.3. Num 
cultivo, sabe-se que é crescente o número de microrganismos ao longo do tempo, o que 
leva ao aumento da massa celular na dorna. No entanto, a concentração de 
microrganismos pode ter um perfil decrescente durante o período correspondente ao 
enchimento da dorna (Figura 6.2). Isso pode ocorrer, pois a concentração celular não 
66 
 
depende somente da massa de microrganismos, mas também da variação de volume 
decorrente da adição de mosto a dorna. Por outro lado, deve-se lembrar que, após a fase 
de enchimento da dorna, o processo passa a ter característica de processo descontínuo 
clássico (sem entrada ou saída de fluido da dorna) e a fermentação termina no instante a 
partir do qual a massa de produto na dorna permanece constante (Figura 6.3). 
 
Figura 6.2: Massa celular (Mx) e concentração celular (X) em função do tempo para 
um processo descontínuo alimentado (curvas hipotéticas, pois X, por exemplo, 
poderia ser constante ou crescente no período de enchimento da dorna). 
 
 
 
Deve-se salientar que parte do desenvolvimento do processo descontínuo 
alimentado tem se dado empiricamente em escala industrial, e estas informações, quase 
sempre determinantes da viabilidade da produção industrial, constituem segredo industrial 
e dificilmente são divulgadas. 
 
Figura 6.3: Volume de meio (V), concentração de substrato (S) e massa de 
produto (Mp) na dorna em função do tempo para um processo descontínuo alimentado 
(curvas hipotéticas, neste caso, com vazão constante de alimentação). 
 
 
 
67 
 
6.1 Aplicações 
 
Antes de 1940 a maioria dos processos fermentativos envolvia a conversão de 
carboidratos a outros compostos orgânicos simples. Seguindo o sucesso da aplicação das 
fermentações descontínuas alimentadas para produção de levedura, tentou-se a 
utilização destas (com adição de um ou mais componentes necessários ao metabolismo 
do microrganismo) para a produção de glicerol, acetona, butanol, ácido lático e outros 
materiais, resultando, em muitas ocasiões, em um melhor controle do processo de 
fermentação e mais eficientes utilizações dos componentes do meio. 
Esse êxito se deve a inúmeros fatores, discutidos amplamente na literatura, que 
podem agir isoladamente ou em conjunto para os mais diversos tipos de produtos e/ou 
células obtidos por fermentação. Algumas das finalidades ao se empregar as 
fermentações descontínuas alimentadas são relacionadas a seguir. 
 
6.1.1 Minimização dos efeitos do controle do metabolismo celular 
 
Para que um microrganismo tenha sua sobrevivência garantida no meio ambiente, 
ele tem necessariamente de ser eficiente, ou seja, não deve desperdiçar energia. Devido 
a isso, dispõe de mecanismos regulatórios em seu metabolismo, que previnem que não 
haja superprodução de um determinado produto ou síntese de uma enzima 
desnecessária, entre outros. A utilização do processo descontínuo alimentado de 
fermentação pode ser útil quando se procura contornar alguns desses mecanismos. 
Em microrganismos, glicose ou outras fontes de carbono rapidamente 
metabolizáveis reprimem a expressão de genes que codificam enzimas relacionadas ao 
metabolismo de outras fontes de carbono. Esse fenômeno é conhecido como repressão 
catabólica. Muitas enzimas, especialmente aquelas envolvidas em caminhos catabólicos, 
estão sujeitas a essa regulação repressiva. Uma importante técnica para superar 
repressão catabólica na biossíntese de enzimas é a cultura por batelada alimentada em 
que a concentração de glicose no meio em fermentação é mantida baixa, onde o 
crescimento é restringido, e a biossíntese de enzima desreprimida. 
Na produção de levedura de panificação procura-se minimizar o efeito glicose 
através da utilização de diversas técnicas de alimentação de dornas, mantendo-se baixos 
os níveis de concentração de açúcar no meio em fermentação. Evitando que esse 
substrato seja deslocado para produção de etanol, aumenta-se a eficiência de 
transformação da fonte de carbono em células. 
Muito ligado à repressão catabólica está um mecanismo de regulação 
denominado indução. Também é chamado de desrepressão, uma vez que os genes que 
codificam a síntese de enzimas induzidas estão usualmente reprimidos e, em presença 
de um substrato e/ou indutor, são desreprimidos, liberando a síntese da respectiva 
enzima. Diversas enzimas do catabolismo têm sua biossíntese regulada desse modo. Por 
exemplo, em processos fermentativos cujo produto seja uma proteína recombinante, a 
indução de proteases se dá quando ocorre a diminuição da concentração de nitrogênio no 
meio. Cientistas trabalhando com E. coli recombinante para produção de somatotropina 
bovina, conseguiram evitar que esta fosse degradada por proteases, por meio da adição 
de extrato de levedura como fonte de nitrogênio orgânica, o que evitou a indução 
(desrepressão) dos genes que controlam a formação de proteases. 
Repressão catabólica também tem influência na produção de metabólitos 
secundários. Glicose tem efeito repressor na formação de alcalóides de ergot, 
cefalosporina C, indolmicina, bacitracina, estreptomicina, neomicina, novobiocina, 
68 
 
penicilina, entre outras. Também nesses casos a utilização do processo descontínuo 
alimentado com a finalidade de manter baixas concentrações de glicose pode ser 
indicada, em vez de se utilizar uma fonte de carbono que não seja repressora. 
Como normalmente as maiores velocidades de crescimento microbiano ocorrem 
com valores de concentração de substrato no meio em fermentação maiores que aqueles 
onde os efeitos de repressão catabólica são minimizados, há sugestão que se conduza o 
processo fermentativo em duas fases: a primeira, onde se forneça mais substrato e se 
obtenha o aumento da biomassa e outra, onde se diminua o fornecimento de substrato de 
tal forma a limitar a concentração de substrato e a velocidade do crescimento celular, de 
modo que haja desrepressão e a enzima e/ou produto desejado seja produzido. Essa 
técnica permite, portanto, que alguns processos fermentativos, principalmente aqueles em 
que a formação de produto não seja associada ao crescimento, sejam estendidos, 
trabalhando por um período maior com as células em condições onde ocorra a produção 
do produto desejado. 
Outro mecanismo de regulação que a célula microbiana possui, especialmente útil 
no anabolismo, é a inibição por "feedback" (retroinibição). Muitas enzimas biossintéticas 
são inibidas por produtos finais. Um meio de reduzir a formação de produtos finais 
indesejáveis (que exercem inibição e/ou repressão das enzimas que levam à formação do 
produto desejado) é trabalhar com mutantes auxotróficos (mutantes nutricionais), 
controlando a alimentação do nutriente requerido para seu crescimento. Essa técnica é 
comumente utilizada na produção industrial de aminoácidos. 
 
6.1.2 Prevenção da inibição por substrato ou precursores 
 
Nutrientes tais como metanol, etanol, ácido acético e compostos aromáticos 
inibem o crescimento de microrganismos, mesmo a concentrações relativamente baixas. 
Por outro lado, qualquer fonte nutriente pode se tornar inibitória, dependendo de sua 
concentração no meio, do microrganismo e das condições de fermentação. Por exemplo, 
muitos pesquisadores concordam, de um modo geral, que a inibição pelo substrato 
começa a ser significativa para valores superiores a 100 g/L em fermentações alcoólicas 
com Saccharomyces cerevisiae e glicose como substrato. Adicionalmente, em muitas 
fermentações, deve-se adicionar precursores para se obter maior quantidade de produto, 
os quais, muitas vezes, são tóxicos para o microrganismo a partir de determinadas 
concentrações no caldo de cultivo. Em todos esses casos, o controle da vazão de 
alimentação permite que se evite o trabalho em condições inibitórias, melhorando a 
produtividade e/ou rendimento desses processos fermentativos. 
 
6.1.3 Minimização da formação de produtos de metabolismo tóxicos 
 
A produção de produtosde metabolismo tóxicos é particularmente crítica em 
processos onde se deseja a obtenção de altas densidades celulares. Alguns dos casos 
onde se visa tais níveis de concentrações celulares são fermentações com 
microrganismos recombinantes e com células animais, uma vez que, geralmente, esses 
agentes de fermentação produzem pouco produto. O aumento do número de células 
compensaria essa deficiência. Para se conseguir tal objetivo é necessário restringir a 
velocidade de crescimento devido a limitações de transferência de oxigênio, bem como 
transferência de calor. Em E. coli, fonte de carbono em excesso, mesmo em aerobiose, 
leva a formação de ácido acético (inibidor de crescimento), que de certa forma está 
69 
 
relacionada ao aumento da velocidade de crescimento do microrganismo. Por outro lado, 
no cultivo de células animais, os produtos tóxicos mais comuns são lactato e amônia. 
Em ambos os casos acima, o controle da velocidade de fornecimento de substrato 
ao sistema permite que se mantenha a velocidade de crescimento celular em intervalos 
desejados e/ou minimize a formação de produtos tóxicos para as células, possibilitando 
que se consiga altas concentrações destas e, também, aumento na quantidade de produto 
formado. 
 
6.1.4 Superação de problemas frequentes de estabilidade em processo contínuo 
 
Contaminação, mutação e instabilidade de plasmídeo são algumas das 
dificuldades de manter estável um processo contínuo. Nesses casos, utiliza-se o processo 
descontínuo alimentado com a finalidade de superá-las. 
 
6.1.5 Adequação do processo fermentativo a condições operacionais 
 
No Brasil, o aumento da capacidade de produção de etanol das unidades 
industriais forçou o aumento da capacidade volumétrica e do número de fermentadores. 
Apesar de grande parte das instalações industriais anteriormente virem trabalhando com 
o processo descontínuo clássico, não foi mais possível mantê-lo, devido à problema de 
intensa formação de espuma, que era menos significativo quando se operava com dornas 
de pequena capacidade volumétrica, sem levar em conta efeitos de inibição pelo 
substrato, que pode ocorrer quando a concentração de substrato atinge maiores valores 
no meio de fermentação. Surgiu, então, a aplicação do processo descontínuo alimentado 
para contornar esses problemas. Em estudo de vazões de enchimento de dornas, vazões 
decrescentes levaram a maiores produtividades em etanol. Alguns autores concluíram que 
vazões decrescentes levam a maiores produtividades em etanol e minimizam problemas 
com espuma, pois a velocidade de adição de açúcar é máxima no início, quando se tem 
menores volumes de meio em fermentação e ainda não há inibição por etanol, e mínima 
no final da fase de enchimento. 
No caso de ter-se um nutriente que seja instável nas condições de fermentação, 
e cujo custo justifique sua utilização, ele pode ser usado, desde que seja adicionado aos 
poucos, ajustando a velocidade de adição a velocidade de consumo pelo microrganismo. 
Também em processos aeróbios de períodos mais extensos, tais como em 
fermentações de antibióticos (1 a 2 semanas), pode-se incorporar o substrato a ser 
adicionado no líquido de reposição de perda por evaporação. Aqui o processo descontínuo 
alimentado concatena dois objetivos: repõe líquido que o sistema perde e alimenta-o com 
o substrato. 
 
6.1.6 Estudo de cinética de processos fermentativos 
 
Processo descontínuo alimentado é útil para o estudo de cinética de processos 
fermentativos, pois permite a manutenção de baixos níveis de substrato por longo período 
de tempo, que é favorável à estimação de parâmetros cinéticos, permite manter 
concentração celular constante e controlar velocidade de crescimento em condições 
transientes. Ademais, há evidências que as máximas velocidades de alguns processos 
podem ser encontradas somente nessas circunstâncias. 
70 
 
6.2 Classificação 
 
Devido à diversidade de aplicações do processo descontínuo alimentado, 
algumas variações podem decorrer com a finalidade de ajustá-lo a produção de diversos 
produtos obtidos por fermentação, sendo qualificados na literatura por terminologias 
complementares. 
Processo descontínuo alimentado repetitivo é aquele em que uma fração 
constante de volume de cultura é removida a intervalos de tempo fixos, podendo ser 
mantido indefinidamente. Em outras palavras, de tempos em tempos, retira-se 
rapidamente um determinado volume de meio fermentado da dorna (o qual será destinado 
a separação do produto fermentado), sendo recomposto até seu valor máximo através da 
adição de mosto com vazão de alimentação conveniente. Terminada a fermentação, 
repete-se o procedimento, que será interrompido se cair a produtividade e/ou rendimento 
do sistema, que podem ocorrer, por exemplo, se houver contaminação. Enchimentos e 
esvaziamentos repetidos de volumes específicos resultam numa operação cíclica de 
variação de volume, sendo designado por estes autores como processo descontínuo 
alimentado cíclico. Esse tipo de processo tem sido utilizado industrialmente para produção 
de levedura e de antibióticos, com o intuito de aproveitar como inóculo o microrganismo 
que está crescendo com alta velocidade de crescimento e de trabalhar com as células que 
estão na fase produtiva por mais tempo, respectivamente, levando ao aumento de 
produtividade do sistema. 
Processo descontínuo alimentado estendido descreve o modo de operação em 
que a concentração de substrato limitante é mantida constante no meio em fermentação 
pelo suprimento contínuo do nutriente. Como o próprio nome sugere, tem por finalidade 
estender o período, de fermentação; mantendo níveis de concentração de substrato no 
reator adequados para que as células continuem com atividade fermentativa direcionada 
para a formação do produto desejado. 
Tanto a fermentação descontínua alimentada como a descontínua alimentada 
estendida usualmente cobrem somente um ciclo de operação e diferem do processo 
descontínuo alimentado repetitivo (cíclico) quanto a duração da periodicidade aplicada a 
cultura. 
O processo descontínuo alimentado pode ser dividido em dois grupos, baseados 
no fato de a adição de substrato ser ou não controlada por um mecanismo de 
retroalimentação (Tabela 6.1). 
No modo de operação com controle por retroalimentação, o fornecimento de 
substrato pode ser controlado em função da concentração deste no meio de fermentação 
(controle direto) ou em função de outros parâmetros (controle indireto), tais como 
densidade óptica, pH, quociente respiratório, entre outros. 
Por outro lado, o suprimento de substrato ao sistema é feito intermitentemente ou 
de forma ininterrupta, até o final da fase de enchimento da dorna nos processos não 
sujeitos ao controle por retroalimentação. Além disso, pode-se alimentar com vazões 
constantes ou variáveis. 
Em ambos os modos de operação, o que se visa é a otimização dos valores da 
concentração de substrato no fermentador, com vistas a aumentar o rendimento e/ou 
produtividade do processo fermentativo. Há casos em que se visa manter uma 
determinada concentração de nutriente no caldo em fermentação e outros em que se 
deseja que ela oscile de acordo com um perfil definido, considerado como ótimo. 
 
 
 
 
71 
 
Tabela 6.1: Classificação de técnicas de processo descontínuo alimentado. 
 
 
6.3 Modelos matemáticos 
 
A utilização de equações que representam um processo pode permitir a estimação 
de parâmetros, bem como sua otimização. Consideraremos aqui modelos que foram 
desenvolvidos para fermentadores agitados (homogêneos), alimentados com mosto 
constituído de um substrato limitante. 
 
6.3.1 Modelo para células 
 
Tem-se que a velocidade de variação de massa de células no reator corresponde 
à massa celular formada decorrente do crescimento microbiano. Algebricamente: 
(
𝑑𝑀𝑥
𝑑𝑡
) = (
𝑑𝑀𝑥
𝑑𝑡
)
𝑐
 
 
(
𝑑𝑀𝑥
𝑑𝑡
) = 𝜇. 𝑉. 𝑋 
 
𝑑(𝑉. 𝑋)
𝑑𝑡
= 𝜇. 𝑉. 𝑋 
 
𝑑𝑉
𝑑𝑡
. 𝑋 +
𝑑𝑋
𝑑𝑡
. 𝑉 = 𝜇. 𝑉. 𝑋Considerando que a variação de volume na dorna deve-se exclusivamente a 
alimentação: 
𝐹. 𝑋 +
𝑑𝑋
𝑑𝑡
. 𝑉 = 𝜇. 𝑉. 𝑋 
 
𝐹
𝑉
. 𝑋 +
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝜇. 𝑋 
72 
 
onde 𝜇. 𝑋 = 𝑟𝑋 e 𝐷 = 𝐹 𝑉⁄ 
∴ 𝐷. 𝑋 +
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝜇. 𝑋 
 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= (𝜇 − 𝐷). 𝑋 
 
Notar, pela equação anterior, que se não houver variação da concentração celular 
no decorrer do tempo, isto é, dX/dt = 0, tem-se a igualdade µ = D. Nessa condição, a 
velocidade específica de crescimento celular é numericamente igual à vazão específica 
de alimentação. 
Exemplificando: Num processo onde o volume varie de Vi a Vf e se alimente a 
dorna com vazão constante F temos que V = Vi + F.t. Assim, D decresce com o tempo de 
acordo com a expressão: 
𝐷 =
𝐹
(𝑉𝑖 + 𝐹. 𝑡)
 
 
Desta forma, se dX/dt = 0, µ = D = F /(Vi +F.t), decrescendo, neste caso, ao longo 
do tempo. 
 
6.3.2 Modelo para substrato 
 
A velocidade de variação da massa de substrato no fermentador corresponde a 
diferença entre a massa de substrato adicionada por tempo e a utilizada para o 
crescimento celular. Pode ser representada pela expressão: 
𝑑𝑀𝑠𝑟
𝑑𝑡
= 𝐹. 𝑆𝑚 −
𝑑𝑀𝑠𝑐
𝑑𝑡
 
 
𝑑(𝑉. 𝑆)
𝑑𝑡
= 𝐹. 𝑆𝑚 −
𝑑𝑀𝑠𝑐
𝑑𝑡
 
 
𝑑𝑉
𝑑𝑡
. 𝑆 +
𝑑𝑆
𝑑𝑡
. 𝑉 = 𝐹. 𝑆𝑚 −
𝑑𝑀𝑠𝑐
𝑑𝑡
 
 
Considerando que a variação de volume na dorna deve-se exclusivamente à 
alimentação: 
𝑆
𝑉
. 𝐹 +
𝑑𝑆
𝑑𝑡
=
𝐹
𝑉
. 𝑆𝑚 −
1
𝑉
𝑑𝑀𝑠𝑐
𝑑𝑡
 
 
𝐷. 𝑆 +
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷. 𝑆𝑚 − 𝑟𝑆 
 
onde: 𝑟𝑆= velocidade de consumo de substrato 
 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷. (𝑆𝑚 − 𝑆) − 𝑟𝑆 
 
Sabendo que 𝑌𝑋 𝑆⁄ = 𝑟𝑋 𝑟𝑆⁄ , chega-se a: 
73 
 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷. (𝑆𝑚 − 𝑆) −
1
𝑌𝑋 𝑆⁄
. 𝑟𝑋 
 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷. (𝑆𝑚 − 𝑆) −
1
𝑌𝑋 𝑆⁄
. 𝜇. 𝑋 
 
A equação anterior é uma equação simplificada, estando de acordo com trabalhos 
descritos na literatura. Há autores, entretanto, que sugerem equações mais completas, 
onde consideram que uma parcela do substrato vai para crescimento celular e outra para 
a manutenção, e até parcela que considera substrato destinado à formação de produtos 
complexos. Também aqui, vale lembrar que o valor de D é variável com o tempo, 
diferenciando a equação acima daquela proposta para balanço de substrato de um 
processo contínuo com dorna única, onde o valor de D é fixo. 
 
6.3.3 Modelo para produto 
 
A velocidade de variação de massa de produto no fermentador depende da massa 
que é formada devido ao metabolismo microbiano. Ou seja: 
(
𝑑𝑀𝑃
𝑑𝑡
) = (
𝑑𝑀𝑃
𝑑𝑡
)
𝑐
 
 
𝑑(𝑉. 𝑃)
𝑑𝑡
= 𝜇𝑃. 𝑉. 𝑋 
 
𝑑𝑉
𝑑𝑡
. 𝑃 +
𝑑𝑃
𝑑𝑡
. 𝑉 = 𝜇𝑃. 𝑉. 𝑋 
 
Considerando que a variação de volume na dorna deve-se exclusivamente à 
alimentação, tem-se: 
𝐹. 𝑃 +
𝑑𝑃
𝑑𝑡
. 𝑉 = 𝜇𝑃. 𝑉. 𝑋 
 
𝐷. 𝑃 +
𝑑𝑃
𝑑𝑡
= 𝜇𝑃. 𝑋 
 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
= 𝜇𝑃. 𝑋 − 𝐷. 𝑃 
 
onde:𝜇𝑃. 𝑋 = 𝑟𝑃 
 
Nomenclatura: 
D: Vazão específica de alimentação (h-1) 
F: Vazão volumétrica de alimentação (L/h) 
MP: Massa de produto no fermentador (g) 
Msc: Massa de substrato consumida pelo microrganismo (g) 
Msr: Massa de substrato (residual) no fermentador (g) 
Mx: Massa celular no fermentador (g de matéria seca) 
P: Concentração de produto no fermentador (g/L) 
rP: Velocidade de formação de produto (g/L.h) 
74 
 
rS: Velocidade de consumo de substrato (g/L.h) 
rx: Velocidade de crescimento celular (g de matéria seca/L.h) 
S: Concentração de substrato residual no fermentador (g/L) 
Sm: Concentração de substrato no mosto de alimentação (g/L) 
t: Instante t (h) 
TE: Tempo de enchimento do fermentador (h) 
TF: Tempo de fermentação (h) 
V: Volume de meio no fermentador (fase líquida + fase sólida) (L) 
Vi: Volume de inóculo (L) 
Vf: Volume final de meio no fermentador (máximo valor de V) (L) 
X: Concentração celular no fermentador (g de matéria seca/L) 
μ: Velocidade específica de crescimento celular (h-1) 
μP: Velocidade específica de formação de produto (h-1) 
YX/S: Fator de conversão de substrato limitante em células (g de massa celular seca 
formada/g de substrato consumido) 
(𝑑𝑀𝑝 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de variação da massa de produto no fermentador (g/h) 
(𝑑𝑀𝑝 𝑑𝑡⁄ )𝑐: Velocidade de formação de produto em termos mássicos (g/h) 
(𝑑𝑀𝑠𝑐 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de consumo de substrato em termos mássicos (g/h) 
(𝑑𝑀𝑠𝑟 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de variação da massa de substrato residual no fermentador 
(g/h) 
(𝑑𝑀𝑋 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de variação de massa celular seca no fermentador (g de matéria 
seca/h) 
(𝑑𝑀𝑋 𝑑𝑡⁄ )𝐶: Velocidade de crescimento celular em termos mássicos (g de matéria 
seca/h) 
(𝑑𝑃 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de variação da concentração de produto no fermentador (g/L.h) 
(𝑑𝑆 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de variação da concentração de substrato residual no fermentador 
(g/L.h) 
(𝑑𝑉 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de variação de volume na dorna (L/h) 
(𝑑𝑋 𝑑𝑡⁄ ): Velocidade de variação da concentração celular no fermentador (g de matéria 
seca/L.h) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
75 
 
 
7. Fermentação Semicontínua 
 
 
O processo fermentativo recebe a denominação de semicontínuo quando, uma 
vez colocados no reator o meio de fermentação e o inóculo, as operações que se seguem 
obedecerem à seguinte ordem: 
Operação n.° 1— Aguarda-se o término da fermentação. 
Operação n.° 2 — Retira-se parte do meio fermentado, mantendo-se, no reator o 
restante de mosto fermentado. 
Operação n.° 3 — Adiciona-se ao reator um volume de meio de fermentação igual 
ao volume de meio fermentado retirado na Operação n.° 2. 
 
O meio de fermentação adicionado na Operação n.° 3 encontra, no reator as 
células microbianas existentes no meio fermentado que nele foi mantido. Em outras 
palavras, o meio fermentado não retirado do fermentador na Operação n.° 2 serve de 
inóculo ao meio de fermentação adicionado na Operação n.° 3. Reinicia-se, desse modo, 
a sequência de operações acima descrita, que será repetida enquanto não houver queda 
da produtividade do processo. 
Em alguns casos o meio fermentado retirado do fermentador (Operação n.° 2) é 
submetido a uma centrifugação, para separar os microrganismos nele existentes, 
microrganismos estes que voltam ao reator juntamente com o meio de fermentação citado, 
na Operação n.° 3. 
Um processo como o aqui descrito chama-se semicontínuo, porque são 
intermitentes tanto o fluxo de entrada do meio no reator quanto o de saída de material 
fermentado. 
O antigo processo de fabricação de vinagres a partir de vinho, conhecido como 
processo lento (ou processo francês ou, ainda, processo de Orleans), é um exemplo típico 
de processo semicontínuo. 
 
7.1 Produtividade do processo semicontínuo 
 
A produtividade de um processo fermentativo depende de muitos fatores, tais como: 
microrganismo utilizado, método de preparo do inóculo, concentração microbiana no 
fermentador, composição do meio, temperatura, pH, fornecimento de oxigênio e de 
nutrientes durante o desenvolvimento da fermentação, e outros mais. 
Nosso objetivo neste momento, é, porém, bastante específico. Para definir esse 
objetivo de maneira a não deixar margem a dúvidas, chamemos de V o volume total de 
meio inoculado existente no reator e já completamente fermentado (Operação n.° 1), e de 
α.V (sendo 0 < α < 1) o volume de meio fermentado retirado do reator na Operação n.° 2. 
Interessa-nos saber de que maneira a fração α afeta a produtividade do processo. 
Não é difícil mostrar que α afeta a produtividade. Para tanto, indiquemos por: 
S0 = concentração do substrato principal (geralmente, a fonte de carbono) no meio 
de fermentação, substrato este que será totalmente consumido. 
N0 = concentração de outro nutriente importante para a atividade vital do 
microrganismo (como a fonte de nitrogênio, por exemplo) no meio de fermentação. 
Pf = concentração do produto no meio fermentado. 
76 
 
Nf = concentração, no meio fermentado, do outro nutriente importante para a 
atuação do microrganismo. 
Xf = concentração microbiana no meio fermentado.Se, na Operação n.° 2, o volume de meio retirado do reator é α.V, o volume de meio 
remanescente será (1-α).V. 
Consequentemente, na Operação n.° 3 serão misturados um volume (1-α).V de 
meio fermentado e um volume α.V de meio de fermentação. 
Podemos então calcular, na mistura resultante: 
a) concentração do substrato principal (Si): 
 
𝑆0. 𝛼. 𝑉 = 𝑆𝑖. 𝑉 ∴ 𝑆𝑖 = 𝛼. 𝑆0 
 
b) concentração do outro nutriente já citado (Ni): 
 
𝑁0. 𝛼. 𝑉 + 𝑁𝑓(1 − 𝛼). 𝑉 = 𝑁𝑖 . 𝑉 ∴ 𝑁𝑖 = 𝛼.𝑁0 + (1 − 𝛼).𝑁𝑓 
 
c) concentração microbiana (Xi), admitindo-se que não haja retorno, ao reator, dos 
microrganismos existentes no volume de meio fermentado α.V: 
𝑋𝑓(1 − 𝛼). 𝑉 = 𝑋𝑖. 𝑉 ∴ 𝑋𝑖 = (1 − 𝛼)𝑋𝑓 
 
d) concentração do produto (Pi): 
𝑃𝑓(1 − 𝛼). 𝑉 = 𝑃𝑖 . 𝑉 ∴ 𝑃𝑖 = (1 − 𝛼)𝑃𝑓 
 
O tempo para se completar a fermentação da mistura resultante da Operação n.° 3 
(e, consequentemente, a produtividade do processo) depende: 
a) do valor de Xi, porque quanto maior for a concentração microbiana inicial, menor 
será o tempo de fermentação. 
b) do valor de Si, uma vez que quanto maior for a concentração inicial do substrato, 
maior será o tempo necessário à sua transformação em produto; 
c) do valor de Ni, pois se a concentração inicial do outro nutriente já referido não for 
adequada, as células microbianas trabalharão mais lentamente; 
d) do valor de Pi porque o produto da fermentação é, muito frequentemente, um 
inibidor da atividade microbiana, o que pode acarretar maior tempo para se atingir 
fermentação completa. 
Mas as equações acima nos mostram que Si, Ni, Xi e P1 dependem de α. Logo, α 
afetará a produtividade do processo. 
A Figura 7.1 mostra, esquematicamente, de que maneiras α pode influir na 
produtividade. 
 
Figura 7.1: Representação esquemática de possíveis influências de α na produtividade 
do processo semicontínuo. 
 
77 
 
 
Duas situações particulares devem ser comentadas, a saber: 
a) Se α = 1, isto é, se na Operação n.° 2 retirarmos todo o meio fermentado 
existente no reator e o substituirmos por meio de fermentação, não se processará mais 
qualquer transformação, porque não haverá células microbianas para servirem de inóculo 
ao meio adicionado. Em outras palavras, a produtividade será nula. 
b) Se α se aproximar de zero, o volume de meio fermentado periodicamente retirado 
do reator (Operação n.° 2) será muito pequeno quando comparado com o volume de meio 
fermentado remanescente, e o processo semicontínuo se aproximará do contínuo. 
 
Em que pese o fato de o processo semicontínuo apresentar relativamente poucas 
aplicações, seu emprego, principalmente quando o volume de produção é relativamente 
pequeno, pode apresentar algumas vantagens significativas, destacando-se: 
a) possibilidade de operar o fermentador por longos períodos (às vezes, alguns 
meses) sem que seja necessário preparar um novo inóculo; 
b) possibilidade de aumentar a produtividade do reator apenas modificando-se o 
cronograma de trabalho; 
c) possibilidade de, uma vez conhecidas as melhores condições de operação, 
conseguir produtividade significativamente maior do que a obtida em processo 
descontínuo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
78 
 
8. Fermentação Contínua 
 
 
O processo de fermentação contínua caracteriza-se por possuir uma alimentação 
contínua de meio de cultura a uma determinada vazão constante, sendo o volume de 
reação mantido constante através da retirada contínua de caldo fermentado. 
A manutenção de volume constante de líquido no reator é de primordial 
importância, a fim de que o sistema atinja a condição de estado estacionário ou regime 
permanente ("steady state"), condição na qual as variáveis de estado (concentração de 
células, de substrato limitante e de produto) permanecem constantes ao longo do tempo 
de operação do sistema. 
De fato, o processo contínuo caracteriza-se fundamentalmente por ser um sistema 
que pode operar por longos períodos de tempo em estado estacionário, decorrendo desta 
situação uma série de vantagens em relação ao processo descontínuo tradicional, 
conforme será visto adiante. 
Entretanto, a manutenção de volume constante no reator significa teoricamente a 
necessidade de se contar com vazões idênticas de alimentação e de retirada de meio, o 
que é praticamente impossível de se obter na prática. Por essa razão, utilizam-se em geral 
sistemas de retirada de líquido por transbordamento ("ladrão"), de forma a manter o nível 
de líquido constante ou, ainda pode-se empregar bombas de alta vazão na saída, 
acionadas intermitentemente, de forma a manter uma massa constante no reator. Para 
essa finalidade, alguns fermentadores de laboratório mais modernos contam com um 
sistema automático de controle da massa do reator, através da manutenção do mesmo 
sobre uma balança, a qual comanda o acionamento das bombas de alimentação e de 
retirada de líquido. 
Outro problema que pode igualmente comprometer a manutenção de volume 
constante, principalmente em processos aerados, é a formação intensa de espuma, que 
deve ser evitada, seja através da utilização de antiespumantes apropriados, ou através de 
sistemas mecânicos de quebra de espuma. 
Tais problemas tornam-se particularmente críticos quando se opera em reatores 
de pequena capacidade, onde se torna de vital importância a precisão no estabelecimento 
das vazões de alimentação e de retirada do caldo fermentado. 
 
8.1 Vantagens e desvantagens do processo contínuo em relação ao descontínuo 
 
Conforme mencionado anteriormente, as principais vantagens apresentadas pelo 
processo contínuo de fermentação, em relação ao descontínuo tradicional, são 
decorrentes da operação em estado estacionário, podendo-se destacar: 
• aumento da produtividade do processo, em virtude de uma redução dos tempos 
mortos ou não-produtivos; 
• obtenção de caldo fermentado uniforme, o que facilita o projeto das operações de 
recuperação do produto de interesse ("downstream"); 
• manutenção das células em um mesmo estado fisiológico, o que torna o processo 
contínuo uma excelente ferramenta para estudos de mecanismos de regulação metabólica 
ou, ainda, para estudos de otimização da composição de meio de cultura; 
• possibilidade de associação com outras operações contínuas na linha de 
produção; 
• maior facilidade no emprego de controles avançados; 
• menor necessidade de mão-de-obra. 
79 
 
Entretanto, ao lado das inúmeras vantagens apontadas, o processo contínuo de 
fermentação apresenta também algumas desvantagens ou problemas práticos, que 
podem limitar o emprego deste tipo de sistema em escala industrial, para alguns 
processos fermentativos. Assim, podem-se destacar: 
• maior investimento inicial na planta; 
• possibilidade de ocorrência de mutações genéticas espontâneas, resultando na 
seleção de mutantes menos produtivos; 
• maior possibilidade de ocorrência de contaminações, por se tratar de um sistema 
essencialmente aberto, necessitando, pois, de manutenção de condições de assepsia nos 
sistemas de alimentação e retirada de meio, desde que o processo assim o exija; 
• dificuldades de manutenção de homogeneidade no reator, quando se trabalha 
com baixas vazões, ou quando o caldo adquire comportamento pseudoplástico, como é o 
caso do cultivo de fungos filamentosos; 
• dificuldades de operação em estado estacionário em determinadas situações 
(formação de espuma, crescimento do microrganismo nas paredes do reator, ou ainda, 
nos sistemas de entrada e saída de líquido). 
 
Apesar dos problemas acima mencionados, a utilização do processo contínuo de 
fermentação encontra grande aplicação prática, podendo-se citar como exemplo típico a 
fermentação alcoólica, onde se utiliza normalmente, em escala industrial, o processo 
contínuo com reciclo de células ou, ainda, o processo contínuo em múltiplos estágios, 
permitindo, desta forma, a obtenção de elevados rendimentos,bem como elevadas 
produtividades do processo. Outro importante exemplo de utilização do processo contínuo 
em larga escala é o tratamento biológico de resíduos, em reatores de fluxo ascendente 
(tipo UASB), empregados para o tratamento de uma grande variedade de efluentes 
industriais, tais como os oriundos de fábricas de cervejas e refrigerantes, de fábricas de 
laticínios e de indústrias alimentícias de um modo geral. 
Deve-se ressaltar que ambos os casos de emprego da fermentação contínua acima 
citados, são processos não assépticos, nos quais se empregam reatores de enormes 
capacidades, podendo chegar a até alguns milhões de litros. Por outro lado, para 
processos exigentes em termos de manutenção de condições de assepsia, como é o caso 
da produção de enzimas e antibióticos, o processo contínuo encontra ainda aplicação 
restrita, devido principalmente à possibilidade de ocorrência de contaminações, conforme 
mencionado anteriormente. 
 
8.2 Formas de operação no sistema contínuo 
 
O processo de fermentação contínua normalmente tem início em um processo 
descontínuo, ou seja, carrega-se inicialmente o reator com meio de cultura, procede-se à 
inoculação com o microrganismo responsável pela conversão, sendo que, após algum 
período de operação descontínua, inicia-se a alimentação de meio de cultura e retirada 
de caldo, dando-se início efetivamente ao processo contínuo. 
Dependendo do instante em que se inicie o processo contínuo propriamente dito, 
bem como da vazão de alimentação empregada, o sistema poderá convergir com maior 
ou menor rapidez à situação de estado estacionário. Assim, recomenda-se usualmente 
que se inicie a alimentação com o cultivo em fase exponencial, e contendo uma 
concentração celular a mais elevada possível. 
O sistema contínuo de fermentação é extremamente versátil quanto às suas várias 
possibilidades de operação, tais como: 
• Contínuo em um único estágio (um único reator): 
80 
 
• sem reciclo de células 
• com reciclo de células 
• Contínuo em múltiplos estágios (n reatores em série): 
• com uma única alimentação (com ou sem reciclo de células) 
• com múltiplas alimentações (com ou sem reciclo de células) 
 
Cada uma dessas diferentes opções irá resultar em distintos comportamentos das 
variáveis de estado (concentração de células, de substrato e de produto) nos diversos 
estados estacionários possíveis, podendo-se, assim, definir faixas ideais de operação do 
sistema, tendo como objetivo básico a obtenção de elevadas produtividades do processo. 
Nos subitens seguintes, focalizar-se-á, com detalhes, cada uma destas diferentes 
formas de operação no sistema contínuo. 
 
8.2.1 Equacionamento para o reator contínuo ideal sem reciclo de células 
 
A Figura 8.1 mostra, esquematicamente, um sistema empregado para a realização 
de um cultivo contínuo em um único estágio, sem recirculação de células. O meio de 
cultura contendo o substrato limitante em uma determinada concentração, é alimentado a 
uma vazão constante. Admite-se agitação perfeita, de forma que o reator possa ser 
considerado como homogêneo. Assim, portanto, admite-se que cada porção de meio 
alimentada no reator seja instantaneamente misturada no volume de reação, de forma que 
o líquido efluente possuirá as mesmas concentrações de células, substrato e produto, que 
aquelas existentes no meio de reação. 
 
Figura 8.1: Sistema contínuo em um único estágio, sem reciclo de células. 
 
 
Definem-se, pois, as seguintes variáveis: 
F = vazão volumétrica de alimentação de meio (L/h) 
V = volume de meio no reator (L) 
X = concentração de células no reator (g/L) 
X0 = concentração de células no meio de alimentação (g/L) 
S = concentração do substrato limitante no reator (g/L) 
S0 = concentração do substrato limitante no meio de alimentação (g/L) 
P = concentração do produto P no reator (g/L) 
P0 = concentração do produto P no meio de alimentação (g/L) 
μ = velocidade específica de crescimento = (1/X).(dX/dt) (h-1) 
μp= velocidade específica de produção do produto P genérico = (g produto/g 
células.h ou simplesmente g/g.h) 
81 
 
μs= velocidade específica de consumo de substrato = (1/X).(-dS/dt) (g substrato/g 
célula.h ou simplesmente g/g.h) 
Yx/s = fator de conversão substrato a células = ∆X/(∆S)total (g célula/g substrato ou 
simplesmente g/g) 
Assim, pode-se escrever o seguinte balanço material para o microrganismo, 
considerando o reator como volume de controle: 
(
𝑉𝑎𝑟𝑖𝑎çã𝑜 𝑑𝑎
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑒 
𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠 𝑛𝑜 
𝑟𝑒𝑎𝑡𝑜𝑟
) = (
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑒 
𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠
𝑞𝑢𝑒 𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎
) − (
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑒
𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠
𝑞𝑢𝑒 𝑠𝑎𝑖
) + (
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎 𝑑𝑒
𝑐é𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠 𝑞𝑢𝑒
𝑎𝑝𝑎𝑟𝑒𝑐𝑒 𝑑𝑒𝑣𝑖𝑑𝑜
𝑎𝑜 𝑐𝑟𝑒𝑠𝑐𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜
) 
 
Portanto, considerando-se volume constante, tem-se: 
𝑉
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝐹𝑋0 − 𝐹𝑋 + 𝑉 (
𝑑𝑋
𝑑𝑡
)
𝑐𝑟𝑒𝑠𝑐𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜
 
 
A velocidade global instantânea de crescimento, por sua vez, pode ser expressa 
como: 
(
𝑑𝑋
𝑑𝑡
)
𝑐𝑟𝑒𝑠𝑐𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜
= 𝜇𝑋 
 
Define-se a "vazão específica de alimentação" (D) ("dilution rate"), como sendo a 
relação entre a vazão volumétrica de alimentação e o volume de meio no reator. Assim, 
tem-se que: 
𝐷 =
𝐹
𝑉
 (ℎ−1) 
 
sendo que (1/D)= tempo de residência hidráulico no reator. 
Assim, substituindo-se as duas equações acima na equação 𝑉
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝐹𝑋0 − 𝐹𝑋 + 𝑉 (
𝑑𝑋
𝑑𝑡
)
𝑐𝑟𝑒𝑠𝑐𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜
 
obtém-se: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝐷. (𝑋0 − 𝑋) + 𝜇𝑋 
 
Como frequentemente se procede à alimentação de meio de cultura esterilizado, 
tem-se normalmente X0 = 0. Assim, tem-se: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝜇𝑋 − 𝐷𝑋 
 
Considerando, pois, que se tenha atingido uma situação de estado estacionário no 
reator, na qual a concentração celular permanece constante (e, portanto, dX/dt = 0), 
obtém-se que: 
𝜇𝑋 = 𝐷𝑋 
 
ou, ainda: 
𝜇 = 𝐷 
 
As equações acima são de fundamental importância na análise do processo 
contínuo de fermentação, pois indicam que, na condição de regime permanente, a 
concentração celular se mantém constante graças a um equilíbrio entre a velocidade de 
crescimento celular e a velocidade de retirada de células do fermentador e, ainda, que a 
velocidade específica de crescimento (μ) é igual à vazão específica de alimentação (D). 
Ou seja, significa que através da imposição de uma determinada vazão de alimentação 
82 
 
ao reator, consegue-se controlar a velocidade específica de crescimento das células, 
significando que é possível, em princípio, fixar o estado fisiológico dás células, o que é 
sem dúvida de primordial importância. 
De forma análoga ao que foi efetuado para o microrganismo, pode-se equacionar 
os balanços materiais para o substrato limitante e para o produto P genérico, de forma a 
se obter as expressões a seguir: 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑆0 − 𝑆) − 𝜇𝑆𝑋 = 𝐷(𝑆0 − 𝑆) −
𝜇𝑋
𝑌𝑋 𝑆⁄
 
 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑃0 − 𝑃) + 𝜇𝑃𝑋 
 
 
Deve-se observar que, na equação 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑆0 − 𝑆) − 𝜇𝑆𝑋 = 𝐷(𝑆0 − 𝑆) −
𝜇𝑋
𝑌𝑋 𝑆⁄
, o último 
termo representa a velocidade de consumo do substrato para crescimento das células, 
sendo que não se considerou o consumo de substrato para a manutenção destas. 
Por outro lado, na equação 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑃0 − 𝑃) + 𝜇𝑃𝑋 o último termo representa a velocidade 
global de síntese do produto P pelas células. Conforme será visto adiante, dependendo 
da cinética de formação do produto, dada por diferentes correlações entre 𝜇𝑃 e 𝜇, poder-
se-ão ter distintos comportamentos da concentração de produto no reator. Deve-se 
esclarecer, ainda, que também não se considerou que haja decomposição ou degradação 
do produto, o que eventualmente poderá ocorrer e, obviamente, nestes casos, será 
necessário incluir um termo adicional na equação 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑃0 − 𝑃) + 𝜇𝑃𝑋. 
Considerando-se, pois, a equação 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑆0 − 𝑆) − 𝜇𝑆𝑋 = 𝐷(𝑆0 − 𝑆) −
𝜇𝑋
𝑌𝑋 𝑆⁄
 em estado 
estacionário (dS/dt = 0), pode-se escrever: 
𝜇𝑋 = 𝑌𝑋 𝑆⁄ 𝐷(𝑆0 − 𝑆) 
 
Assim,fazendo-se μ = D, obtém-se a expressão: 
𝑋 = 𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 − 𝑆) 
 
No que se refere à operação do biorreator em regime contínuo, é da mais alta 
importância que se procure conhecer o comportamento das variáveis de estado X, S e P, 
em estado estacionário, em função da vazão específica de alimentação D, a fim de que 
se possam estabelecer faixas ideais de operação do sistema, tendo em vista a obtenção 
de altas produtividades do processo. 
Nesse sentido, torna-se necessário o conhecimento da cinética do processo, o que 
significa dispor de uma correlação entre a velocidade específica de crescimento (μ) e a 
concentração do substrato limitante (S). 
Como se sabe, embora existam várias propostas na literatura, o modelo cinético de 
MONOD é o mais amplamente empregado, adequando-se para um grande número de 
processos fermentativos. Por essa razão, é de grande interesse obter-se as curvas de X 
e S em estado estacionário, quando se considera válido o modelo de Monod, dado pela 
equação abaixo: 
𝜇 =
𝜇𝑚𝑎𝑥𝑆
𝐾𝑆 + 𝑆
 
 
onde: 
𝜇𝑚𝑎𝑥 = velocidade específica máxima de crescimento (h
-1) 
83 
 
Ks = constante de saturação de Monod (g/L) 
Assim, fazendo-se 𝜇 = D e isolando-se S, obtém-se: 
 
𝑆 =
𝐾𝑆𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐷
 
 
Substituindo-se a equação anterior na equação 𝑋 = 𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 − 𝑆), obtém-se a 
seguinte equação para X em função de D: 
𝑋 = 𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 −
𝐾𝑆𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐷
) 
 
Por outro lado, a produtividade em células, no sistema contínuo sem reciclo de 
células, é dada por: 
𝑃𝑋 = 𝐷𝑋 = 𝐷𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 −
𝐾𝑆𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐷
) 
 
 
Dessa forma, a partir das três equações acima, pode-se prever o comportamento 
de X, S e PX, em função da vazão específica de alimentação D, conforme indicado na 
Figura 8.2, onde se apresentam as curvas obtidas por simulação das citadas equações. 
A partir da Figura 8.2, observa-se que os valores de X permanecem praticamente 
constantes em uma grande faixa de valores de D, ocorrendo uma brusca queda até o valor 
zero, quando D se aproxima do valor de 𝜇𝑚𝑎𝑥. Por outro lado, a equação 𝑆 =
𝐾𝑆𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥−𝐷
 indica 
que quando D = 𝜇𝑚𝑎𝑥, o valor de S tende ao infinito, o que na prática significa tender para 
o máximo valor possível, ou seja, o valor S0, isto é, a concentração do substrato na 
alimentação. 
Nesse caso, quando S = S0 observa-se, a partir da equação 𝑋 = 𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 −
𝐾𝑆𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥−𝐷
), 
que se obtém um valor nulo para a concentração celular em estado estacionário. Tal 
condição de operação é conhecida como "estado estacionário de lavagem", ou 
simplesmente "lavagem" ("wash-out"), situação na qual ocorre um arraste das células do 
reator. O valor da vazão específica de alimentação no qual se tem a máxima velocidade 
específica de crescimento é denominado "D crítico"(Dc). 
 
Figura 8.2: Sistema contínuo em um único estágio, sem reciclo de células (simulação 
das últimas três equações, com 𝜇𝑚𝑎𝑥= 0,5 h
-1; Ks = 0,1g/L ; Yx/s = 0,5; S0 = 10 g/L) 
 
 
84 
 
Assim, a condição de lavagem do reator permite estabelecer a faixa de operação 
do reator contínuo que, no caso do reator ideal, sem reciclo de células, está entre zero e 
𝜇𝑚𝑎𝑥, obedecendo-se, portanto, à condição D < Dc. 
Entretanto, dentro dessa ampla faixa de operação, verifica-se, a partir da Figura 
8.2, que os mais altos valores de produtividade em células são obtidos quando D está 
muito próximo a 𝜇𝑚𝑎𝑥, ou seja, numa região de grande instabilidade de operação do reator, 
pois uma flutuação mínima na vazão específica de alimentação, poderá ocasionar a 
lavagem do reator. Por essa razão, caso o objetivo do processo seja a produção de 
células, recomenda-se a operação do reator em valores um pouco menores de D (em 
torno de 10 a 15% menor), obtendo-se assim uma produtividade em células menor que a 
máxima, porém ainda suficientemente elevada. 
O arraste das células, embora obviamente indesejável quando se está operando 
um reator contínuo, é usualmente empregado para a determinação da velocidade 
específica máxima de crescimento (𝜇𝑚𝑎𝑥), sendo esta técnica conhecida como "método 
dinâmico de determinação de 𝜇𝑚𝑎𝑥" sendo amplamente descrita na literatura. Essa técnica 
consiste em, partindo-se de um dado estado estacionário com μ = D, impor-se uma vazão 
específica de alimentação nitidamente superior a 𝜇𝑚𝑎𝑥, de forma a se obter um decréscimo 
da concentração celular no reator, conforme pode ser verificado a partir da equação 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
=
𝜇𝑋 − 𝐷𝑋, reescrita abaixo: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= (𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐷)𝑋 
 
Assim, integrando-se a equação acima entre t0 a t, sendo t0 o instante em que se 
fez D > 𝜇𝑚𝑎𝑥, no qual se tinha uma concentração celular igual a Xi, tem-se: 
𝑙𝑛
𝑋
𝑋𝑖
= (𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐷)(𝑡 − 𝑡0) 
 
Assim, plotando-se ln(X/Xi) em função do tempo, obtém-se uma reta, cujo 
coeficiente angular é igual a (𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐷). Como D é conhecido, calcula-se assim o valor 
de 𝜇𝑚𝑎𝑥. A Figura 8.3 ilustra o procedimento descrito. 
Convém ainda, aproveitar a Figura 8.2 para colocar as definições de "quimiostato" 
e "turbidostato", frequentemente mencionadas na literatura. Por quimiostato entende-se 
um reator contínuo operando na região de valores de D para os quais X varia pouco e, 
portanto, é um processo cuja composição química é mantida constante (X e S constantes), 
através da introdução de substrato pela alimentação. Por turbidostato, por outro lado, 
designa-se o processo contínuo operando na região de grande variação de X, isto é, na 
região de D próximo a 𝜇𝑚𝑎𝑥. Nesse caso, ajusta-se a vazão de alimentação de forma a 
manter X constante, o que em alguns casos, corresponde a manter a turbidez do meio 
constante. 
Para finalizar o presente item, convém mencionar que, no caso do tratamento 
biológico de resíduos, deve-se operar o reator com baixos valores de D, pois o objetivo, 
neste caso, é obter um efluente com baixos valores da concentração do substrato. Nessa 
situação de baixos valores de S, todavia, tornam-se críticos certos fenômenos, tais como, 
metabolismo endógeno, lise celular e consumo de substrato para manutenção, cujas 
consequências para o desempenho do reator serão analisadas no próximo item. 
 
 
 
 
85 
 
Figura 8.3: Método dinâmico de determinação 𝜇𝑚𝑎𝑥 (simulação da equação 𝑙𝑛
𝑋
𝑋𝑖
=
(𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐷)(𝑡 − 𝑡0), com 𝜇𝑚𝑎𝑥 = 0,5 h
-1; D 1,5 h-1; Xi= 5,0 g/L; t0 = 0). 
 
 
 
8.2.2 Desvios do comportamento ideal devido à manutenção e ao decaimento 
celular 
 
No desenvolvimento apresentado no item anterior, considerou-se um reator 
contínuo ideal, sem levar em consideração o consumo de substrato para manutenção, 
bem como sem considerar a possível ocorrência de decaimento celular ("decay"), seja 
como consequência do metabolismo endógeno, ou ainda, resultante de lise celular. 
No presente item pretende-se, pois, verificar quais os tipos de alterações 
resultantes no comportamento das variáveis de estado X e S, em função da vazão 
específica de alimentação, quando se levam em consideração os aspectos mencionados. 
Assim, as equações de balanço material para o microrganismo e para o substrato 
limitante, adquirem o seguinte formato: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= (𝜇 − 𝐷 − 𝑘𝑑)𝑋 
 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑆0 − 𝑆) − (
𝜇
𝑌𝐺
+𝑚𝑆)𝑋 
 
onde: 
kd = velocidade específica de decaimento celular (h-1) 
YG = fator de conversão verdadeiro substrato a células (g/g) 
ms = coeficiente de manutenção (h-1) 
 
Considerando-se as duas equações anteriores em estado estacionário e admitindo-
se válida a cinética de Monod, obtêm-se as seguintes expressões para X e S: 
𝑋 =
𝑌𝐺𝐷(𝑆0 − 𝑆)
𝑌𝐺𝑚𝑆 + (𝐷 + 𝑘𝑑)
 
 
𝑆 =
𝐾𝑆(𝐷 + 𝑘𝑑)
𝜇𝑚𝑎𝑥 − (𝐷 + 𝑘𝑑)
 
 
sendo que, em estado estacionário, tem-se 𝜇 = 𝐷 + 𝑘𝑑. 
86 
 
Assim, na Figura 8.4 apresentam-se as curvas de X e S obtidas por simulação das 
duas equações acima, nas quais se considerou diferentes valores para kd e ms. 
 
Figura 8.4: Influência da manutenção e do decaimento celular no sistemacontínuo em 
um único estágio, sem reciclo de células (simulação das duas últimas equações, com 
𝜇𝑚𝑎𝑥= 0,5h
-1; Ks = 0,1 g/L; YG = 0,5; S0 = 10 g/L) 
 
 
Conforme se pode verificar através dessa figura, as alterações mais significativas 
no comportamento da concentração celular ocorrem na região de baixos valores de D e, 
portanto, onde se têm baixas concentrações de substrato, situação na qual o substrato é 
utilizado preferencialmente para manutenção da viabilidade celular. 
Portanto, em processos nos quais se trabalha com baixas vazões específicas de 
alimentação, cujo exemplo típico é o tratamento biológico de resíduos, nos quais se opera 
na região de baixos valores de S, há necessidade de se tomar uma certa cautela no 
estabelecimento da vazão de operação, pois se poderá obter, em estado estacionário, 
concentrações celulares significativamente inferiores às prevista quando não se considera 
o decaimento celular e o consumo de substrato para manutenção. Deve-se mencionar, 
ainda, que nas simulações apresentadas na Figura 8.4, considerou-se kd e mS constantes. 
Entretanto, para um tratamento mais rigoroso, se poderia considerá-los como sendo 
funções de S e, portanto, variáveis com D, conforme indicam algumas propostas na 
literatura. 
Convém mencionar, ainda, que uma série de consequências importantes são 
observadas, quando se analisa a ocorrência de perda de viabilidade celular no reator 
contínuo. 
 
8.2.3 Sistema contínuo com reciclo de células 
 
A operação do sistema contínuo com recirculação de células tem como objetivo a 
obtenção de alta densidade celular no reator, aumentando-se assim consideravelmente 
as velocidades e, portanto, em última análise, a produtividade do processo. O reciclo de 
células pode ser interno ou externo ao reator. 
Por recirculação interna entende-se a situação na qual uma fração das células é 
mantida no reator, seja através de uma simples sedimentação, ou através do emprego de 
um filtro na saída de líquido do reator. No caso do reciclo externo o líquido efluente circula 
através de um "separador de células" (sedimentador, centrífuga ou sistema de filtração 
87 
 
por membranas), de maneira que uma corrente concentrada em células retorna ao 
fermentador, enquanto uma outra (filtrado ou permeado), sai praticamente isenta de 
células. 
Deve-se ressaltar que a recirculação interna de células representa uma situação 
comparativamente mais segura em termos de manutenção de condições de assepsia, 
quando comparada com o reciclo externo, sendo por esta razão mais adequada no caso 
de processos exigentes em termos de assepsia, como é o caso da produção de enzimas 
e antibióticos. Por outro lado, o reciclo externo torna-se uma alternativa bastante viável no 
caso de processos em que esta preocupação não seja tão intensa, ou até mesmo não 
exista, como por exemplo na fermentação alcoólica, ou, ainda, no tratamento biológico de 
resíduos (processo de lodos ativados), os quais são exemplos práticos de utilização do 
processo contínuo com reciclo externo de células em escala industrial, com reatores de 
grandes capacidades, podendo-se chegar a até alguns milhares de metros cúbicos. 
 
8.2.3.1 Sistema com reciclo interno 
 
Considerando-se o sistema contínuo com reciclo interno de células indicado na 
Figura 8.5, no qual a retenção de células ocorre através do emprego de uma filtração 
interna do líquido efluente, definem-se os seguintes parâmetros: 
c = fração do líquido efluente removida diretamente do fermentador, sem passar 
pelo filtro ("purga") 
h = fator de diluição da concentração celular obtido no líquido filtrado 
 
Figura 8.5: Sistema contínuo em um único estágio, com reciclo interno de células. 
 
 
Assim, pode-se escrever a seguinte equação de balanço material para o 
microrganismo no fermentador, considerando-se X0 = 0: 
𝑉
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝑉𝜇𝑋 − 𝑐𝐹𝑋 − (1 − 𝑐)𝐹. ℎ𝑋 
 
Deve-se observar que o segundo termo do membro direito da equação acima 
representa a massa de células que é removida através da purga, enquanto que o último 
se refere à massa de células removida através do efluente filtrado, com uma vazão 
(1 − 𝑐)𝐹 e com uma concentração de células igual a ℎ𝑋. 
À primeira vista pode parecer estranho o fato de se considerar a existência de uma 
"purga", conforme representado na Figura 8.5. De fato, a sua existência não é estritamente 
necessária. Entretanto, conforme será visto adiante, essa saída direta de caldo 
fermentado, sem filtração, permite uma maior controlabilidade do processo em termos de 
manutenção do estado estacionário neste sistema. 
88 
 
A seguir, dividindo-se os termos da equação anterior pelo volume de meio no reator 
(V), obtém-se, após alguns rearranjos: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= {𝜇 − 𝐷[𝑐 + ℎ(1 − 𝑐)]}𝑋 
Seja: 
𝐴 = [𝑐 + ℎ(1 − 𝑐)] 
 
Assim, pode-se escrever que: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= (𝜇 − 𝐴𝐷)𝑋 
 
Portanto, em estado estacionário (dX/dt = 0), obtém-se: 
𝜇 = 𝐴𝐷 
 
 A equação acima indica, que, em estado estacionário, não é mais válida a 
igualdade entre 𝜇 e D, conforme ocorre para o sistema contínuo simples sem reciclo de 
células. Além disso, pode-se observar que A será sempre menor do que 1, pois 
considerando-se as duas situações extremas possíveis, quais sejam: h=0 (retenção total 
de células através do filtro) e h = 1 (retenção nula de células, recaindo portanto, no sistema 
sem reciclo), verifica-se que c < A < 1, significando portanto, que 𝜇 < D. Essa desigualdade 
possui um significado prático de grande importância, pois indica que, para esse sistema, 
o valor de D no qual ocorrerá a lavagem, isto é, D crítico, será superior ao valor de 𝜇𝑚𝑎𝑥, 
pois: 
𝐷𝑐 =
𝜇𝑚𝑎𝑥
𝐴
 
 
Significa, portanto, na prática, uma ampliação na faixa de operação da vazão 
específica de alimentação, podendo-se operar com valores de D superiores a 𝜇𝑚𝑎𝑥. 
Com relação à equação de balanço material para o substrato limitante, pode-se 
verificar que não há alteração desta em relação à anteriormente desenvolvida para o 
sistema sem reciclo de células (equação 
𝑑𝑆
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑆0 − 𝑆) − 𝜇𝑆𝑋 = 𝐷(𝑆0 − 𝑆) −
𝜇𝑋
𝑌𝑋 𝑆⁄
). 
Assim, considerando-se válida a cinética de Monod, obtém-se em estado 
estacionário: 
𝑋 =
𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 − 𝑆)
𝐴
 
 
𝑆 =
𝐾𝑆𝐴𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐴𝐷
 
 
𝑃𝑋 = 𝐴𝐷𝑋 
 
Através das equações acima, torna-se possível verificar algumas consequências 
práticas adicionais advindas do reciclo de células, além da ampliação da faixa de operação 
da vazão específica de alimentação, discutida anteriormente. Dessa maneira, pode-se 
observar, comparando-se as equações 𝑋 =
𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0−𝑆)
𝐴
 e 𝑆 =
𝐾𝑆𝐴𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥−𝐴𝐷
 com as equações 𝑋 =
𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 − 𝑆) e 𝑆 =
𝐾𝑆𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥−𝐷
, que no sistema com recirculação de células tem-se, em estado 
estacionário, uma maior concentração de células, ao lado de uma menor concentração de 
substrato, sendo que a concentração celular no sistema com reciclo é aproximadamente 
igual à do sistema sem reciclo, multiplicada pelo fator (1/A). 
89 
 
No que se refere à produtividade em células, verifica-se que para valores de D 
inferiores a 𝜇𝑚𝑎𝑥, a produtividade no sistema com reciclo é praticamente igual à do 
sistema sem reciclo. Já para valores de D superiores a 𝜇𝑚𝑎𝑥, verificam-se elevadas 
produtividades no sistema com reciclo, enquanto que obviamente se observam valores 
nulos no sistema sem reciclo, devido à ocorrência de lavagem de células. 
Pode-se concluir, portanto, que caso o objetivo do processo seja a produção de 
células, então o sistema com reciclo oferecerá vantagens realmente efetivas em relação 
ao sistema sem reciclo, isto é, maiores valores de X e PX, apenas caso se opere na região 
de valores de D superiores a 𝜇𝑚𝑎𝑥, até o limite de 𝜇𝑚𝑎𝑥/A, conforme se pode verificar através 
da Figura 8.6, na qual se apresentam as curvas de X e PX, obtidas por simulação das 
equações 𝑋 =
𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0−𝑆)
𝐴
 e 𝑃𝑋 = 𝐴𝐷𝑋 (Xc/rec, e Pxc/rec), bem como se indicam ainda, as curvasrespectivas para o sistema sem reciclo (Xs/rec e Pxs/rec) 
Por outro lado, no caso de tratamento de resíduos, onde o objetivo é a degradação 
da matéria orgânica, pode-se observar que, comparativamente ao sistema sem reciclo, é 
possível a obtenção de concentrações residuais de substrato ainda bastante baixas, para 
valores mais altos de D, significando desta maneira uma sensível redução no tempo de 
residência necessário para se atingir a degradação desejada da matéria orgânica do 
resíduo. 
Com relação ao acúmulo de um determinado produto de interesse, a faixa ideal de 
operação em termos de D irá depender da cinética de formação desse produto. 
Convém ressaltar que nas equações desenvolvidas para o sistema com reciclo de 
células, não se considerou a ocorrência de decaimento celular, bem como o consumo de 
substrato para manutenção celular, os quais podem ser particularmente críticos quando 
se empregam valores muito baixos de D. 
 
 
Figura 8.6: Sistema contínuo em um único estágio, com reciclo de células (simulação 
das equações 𝑋 =
𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0−𝑆)
𝐴
 e 𝑃𝑋 = 𝐴𝐷𝑋, com 𝜇𝑚𝑎𝑥= 0,5h
-1; KS = 0,1 g/L; YX/S = 0,5; S0= 
10 g/L; c = 0; h = 0,2). 
 
 
Um aspecto adicional que merece ser comentado, diz respeito à importância da 
existência da "purga" no sistema contínuo com reciclo, isto é, de uma saída direta de 
líquido efluente do reator, sem passar pelo filtro. Caso essa não exista, tem-se c = 0, 
podendo-se observar, a partir das equações 𝐴 = [𝑐 + ℎ(1 − 𝑐)] e 𝜇 = 𝐴𝐷 que, em estado 
estacionário, a velocidade específica de crescimento será igual ao parâmetro h, o qual 
depende diretamente da eficiência do filtro empregado. Assim, caso ocorra um 
entupimento desse filtro, o que significa ter-se h = 0, isto resulta teoricamente na 
90 
 
impossibilidade de se atingir uma condição de estado estacionário, conforme se pode 
verificar através da equação 𝑋 =
𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0−𝑆)
𝐴
, pois tem-se A = 0 e X = ∞). No entanto, se 
houver uma purga, mesmo que se tenha h = 0, ter-se-á A ≠ 0 e, portanto, torna-se possível 
atingir a condição de estado estacionário. 
Para finalizar o presente item, convém esclarecer que, no caso de se executar o 
reciclo de células através da sedimentação de células no reator, conforme indicado na 
Figura 8.7, as equações de balanço material para este tipo de situação são as mesmas 
desenvolvidas, considerando-se a filtração interna das células, sendo que neste caso, 
entretanto, o volume V refere-se ao volume da "zona de reação" ou "zona de crescimento" 
apenas. 
 
Figura 8.7: Sistema contínuo com sedimentação interna de células. 
 
 
8.2.3.2 Sistema com reciclo externo 
 
A Figura 8.8 representa esquematicamente um sistema contínuo com reciclo 
externo de células, definindo-se os seguintes parâmetros adicionais: 
Fs= vazão de saída do líquido efluente (L/h) 
a = fração da vazão do líquido efluente que é reciclada 
g = fator relativo ao incremento da concentração celular obtido no "separador" 
(centrífuga, sedimentador ou filtro de membranas), sendo g>1. 
Os parâmetros c e h possuem significado análogo ao visto anteriormente para o 
sistema com reciclo interno de células. 
 
Figura 8.8: Sistema contínuo em um único estágio com reciclo externo de células. 
 
 
Tem-se, pois: 
𝐹𝑆 = 𝐹 + 𝑎𝐹𝑆 
 
Portanto: 
91 
 
𝐹𝑆 =
𝐹
(1 − 𝑎)
 
 
Assim, efetuando-se um balanço material para as células, considerando-se o reator 
como volume de controle, obtém-se: 
𝑉
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= 𝑉𝜇𝑋 + 𝑎𝐹𝑆. 𝑔𝑋 − 𝐹𝑆𝑋 
 
Assim, dividindo-se ambos os membros da equação acima por V, e ainda 
utilizando-se a equação 𝐹𝑆 =
𝐹
(1−𝑎)
, obtém-se após alguns rearranjos: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= {𝜇 − [𝐷 (
1 − 𝑎𝑔
1 − 𝑎
)]} 𝑋 
 
Seja: 
𝐵 =
1 − 𝑎𝑔
1 − 𝑎
 
 
Assim, pode-se escrever que: 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= (𝜇 − 𝐵𝐷)𝑋 
 
Deve-se, pois, observar que a equação acima, é formalmente idêntica à equação 
𝑑𝑋
𝑑𝑡
= (𝜇 − 𝐴𝐷)𝑋, desenvolvida anteriormente para o sistema com reciclo interno de células 
e, consequentemente, serão obtidas para o sistema com reciclo externo, conclusões 
análogas àquelas discutidas anteriormente. Assim, em estado estacionário tem-se: 
𝜇 = 𝐵𝐷 
 
𝑋 =
𝑌𝑋 𝑆⁄ (𝑆0 − 𝑆)
𝐵
 
 
𝑆 =
𝐾𝑆𝐵𝐷
𝜇𝑚𝑎𝑥 − 𝐵𝐷
 
 
𝑃𝑋 = 𝐵𝐷𝑋 
 
O valor de D crítico nesse sistema será, portanto: 
 
𝐷𝑐 =
𝜇𝑚𝑎𝑥
𝐵
 
 
Verifica-se, pois, que as cinco equações anteriores são análogas àquelas 
previamente desenvolvidas para o sistema contínuo com reciclo interno de célula, sendo 
que formalmente tem-se a variável B em vez de A. Consequentemente, o comportamento 
de X, S e PX em estado estacionário, em função da vazão específica de alimentação, será 
o mesmo visto anteriormente. 
Entretanto, deve-se salientar que como (1 - ag) < (1- a), significa que B < 1, ou seja, 
significa que necessariamente se deve ter o produto ag < 1, pois ag = 1 indicaria uma 
situação hipotética, na qual todas as células estariam sendo recicladas ao reator, não 
sendo possível atingir-se a condição de estado estacionário. 
92 
 
Convém esclarecer ainda que, no sistema esquematizado na Figura 8.8, 
considerou-se a existência de uma purga após o processo de separação de células. 
Todavia, poder-se-ia imaginar a alocação dessa purga diretamente no reator, da mesma 
forma como foi efetuado para o sistema com reciclo interno de células, sendo que 
obviamente se teria uma alteração nas equações de balanço material desenvolvidas. 
De fato, em alguns textos encontra-se a mencionada situação, sendo que alguns 
autores optam ainda por fazer os balanços materiais considerando-se conjuntamente o 
reator mais o separador como volume de controle. Tais estilos diferentes de abordagem 
conduzem, no entanto, às mesmas conclusões indicadas no presente texto, com relação 
ao desempenho do processo de fermentação contínua com reciclo externo de células. 
 
8.2.4 Sistema contínuo em múltiplos estágios 
 
Quando se imagina a operação do sistema contínuo em múltiplos estágios, isto é, 
com n-reatores acoplados em série, conhecido também como sistema em "cascata", 
diversas são as opções de condução do processo, podendo-se ter: 
• sistema com uma única alimentação ("single-stream multi-stage") 
• sistema com múltiplas alimentações ("multi-stream multi-stage") 
• sistema com reciclo de células, com uma ou com múltiplas alimentações 
Essas diferentes possibilidades estão esquematizadas nas Figuras 8.9 e 8.10, onde 
se observa que no caso do sistema com uma única alimentação tem-se a alimentação de 
meio esterilizado apenas no primeiro estágio, enquanto que nos demais reatores a 
alimentação é o líquido efluente do reator imediatamente anterior a este. Já no caso do 
sistema com múltiplas alimentações tem-se, num dado reator intermediário, duas 
alimentações, sendo uma o meio de cultura esterilizado e a segunda o efluente do 
fermentador anterior. 
 
Figura 8.9: Sistema contínuo em múltiplos estágios, com uma única alimentação e com 
reciclo. 
 
 
Figura 8.10: Sistema contínuo em múltiplos estágios, com múltiplas alimentações e com 
reciclo. 
 
93 
 
No caso do sistema com reciclo de células, embora nas Figuras 8.9 e 8.10 esteja 
representado esquematicamente o reciclo do último para o primeiro estágio, pode-se ter 
na realidade inúmeras outras possibilidades, imaginando-se por exemplo a existência de 
reciclos intermediários entre os estágios, caso esta configuração seja interessante em 
termos de permitir uma melhoria no desempenho do processo. 
Tais sofisticações, entretanto, em nível do arranjo dos reatores, nem sempre são 
de fácil implantação e execução em nível industrial, podendo acarretar custos adicionais 
consideráveis. Por essa razão, a utilização do sistema contínuo em múltiplos estágios 
encontra ainda aplicação restrita, apresentando, no entanto, uma grande potencialidade, 
em vista da grande versatilidade do sistema e das vantagens que pode apresentar no que 
se refere ao desempenho do processo. 
De um modo geral, ossistemas em múltiplos estágios proporcionam diferentes 
ambientes para o desenvolvimento das células, ao se mudar de um estágio para outro, 
aproximando-se assim de um reator de fluxo pistonado ("plug-flow") e, permitindo, 
portanto, que se empreguem condições otimizadas distintas nos vários reatores. Assim, 
por exemplo, no caso da produção de um determinado metabólito, cuja cinética de 
formação seja não-associada ao crescimento, pode-se imaginar a utilização de dois 
reatores em série, sendo que no primeiro se poderia otimizar as condições de cultivo de 
forma a se maximizar o crescimento celular, enquanto que no segundo se poderiam 
empregar condições que levassem a uma maximização da produção do produto de 
interesse. 
Um outro exemplo de aplicação do sistema contínuo em múltiplos estágios, 
frequentemente mencionado na literatura, é a sua utilização para processos com inibição 
pelo produto, como é o caso da produção de etanol. Nesses casos, tem-se normalmente 
elevadas velocidades de conversão nos estágios iniciais, pois as concentrações do 
produto são ainda relativamente baixas, ao passo que nos estágios finais têm-se baixas 
velocidades, sendo denominados de estágios de "polimento", nos quais se verifica o 
consumo do residual da fonte de carbono e se atingem, portanto, elevadas concentrações 
do produto inibitório. Convém esclarecer que, o equacionamento para um sistema de 
múltiplos estágios deve seguir a mesma estratégia utilizada nos itens anteriores, sendo 
que, para os reatores intermediários da série, se deverá considerar, no balanço material 
para as células, um termo relativo à entrada de células, provenientes do efluente do reator 
anterior a este. 
 
8.3 Formação de produtos no sistema contínuo 
 
Neste item será abordada a formação de produtos no sistema contínuo sem reciclo 
de células, com equacionamento correlacionando as velocidades específicas de 
crescimento (𝜇) e de produção (𝜇𝑃), como especificamos a seguir: 
• Produção associada ao crescimento: 𝜇𝑃 = 𝛼𝜇 
• Produção não-associada ao crescimento: 𝜇𝑃 = 𝛽 
• Produção parcialmente associada: 𝜇𝑃 = 𝛼𝜇 + 𝛽 
 
onde 𝛼 e 𝛽 serão considerados constantes. 
Considerando-se a equação 
𝑑𝑃
𝑑𝑡
= 𝐷(𝑃0 − 𝑃) + 𝜇𝑃𝑋 de balanço material para o 
produto, fazendo-se P0 = 0, obtém-se a seguinte expressão para a concentração do 
produto P em estado estacionário (dP/dt = 0): 
𝑃 =
𝜇𝑃𝑋
𝐷
 
94 
 
Por outro lado, a produtividade deste produto será dada por: 
(𝐷𝑃) =
𝜇𝑃𝑋
𝐷
 
 
Substituindo-se, pois, as equações 𝜇𝑃 = 𝛼𝜇, 𝜇𝑃 = 𝛽 e 𝜇𝑃 = 𝛼𝜇 + 𝛽 nas duas 
equações anteriores, e lembrando que 𝜇 = 𝐷, obtêm-se as seguintes expressões para a 
concentração do produto (P) e a sua produtividade (DP), em estado estacionário, em 
função de D: 
• Produção associada: 
𝑃 = 𝛼𝑋 
 
(𝐷𝑃) = 𝛼(𝐷𝑋) = 𝛼𝑃𝑋 
 
• Produção não-associada: 
𝑃 =
𝛽𝑋
𝐷
 
 
(𝐷𝑃) = 𝛽𝑋 
 
• Produção parcialmente associada: 
𝑃 = 𝑋 (𝛼 +
𝛽
𝐷
) 
 
(𝐷𝑃) = 𝑋(𝛼𝐷 + 𝛽) 
 
As Figuras 8.11 a 8.13 indicam as curvas de P e (DP) obtidas por simulação das 
equações anteriores. 
Dessa maneira, conforme se pode observar a partir da Figura 8.11, bem como 
através das equações 𝑃 = 𝛼𝑋 e (𝐷𝑃) = 𝛼(𝐷𝑋) = 𝛼𝑃𝑋, no caso de produção associada 
ao crescimento, o comportamento matemático de P e (DP) é análogo ao observado para 
X e PX, respectivamente, obviamente multiplicados por um fator α, aqui considerado 
constante. Portanto, interessa nesse caso a operação do sistema contínuo em valores 
relativamente elevados de D, situação na qual se poderão obter, ao mesmo tempo, 
elevada concentração do produto, bem como elevada produtividade deste. 
No caso de produção não-associada ao crescimento, conforme indicado pelas 
equações 𝑃 =
𝛽𝑋
𝐷
 e (𝐷𝑃) = 𝛽𝑋, bem como pela Figura 8.12, observa-se que a 
concentração do produto P varia inversamente com D, ao passo que a produtividade (DP) 
é proporcional a X, ou seja, permanece praticamente constante para uma ampla faixa de 
variação de D, decaindo bruscamente próximo a 𝜇𝑚𝑎𝑥 , isto é, próximo à lavagem. Conclui-
se, portanto, que neste caso é interessante trabalhar-se com valores relativamente baixos 
de D, no sentido de se conciliar altos valores de P e (DP). 
Por último, no caso de produção parcialmente associada ao crescimento, pode-se 
verificar através das equações 𝑃 = 𝑋 (𝛼 +
𝛽
𝐷
) e (𝐷𝑃) = 𝑋(𝛼𝐷 + 𝛽), bem como através da 
Figura 8.13, que P varia inversamente com D, enquanto que a produtividade (DP) é 
constituída pela soma de dois termos, sendo um deles a produtividade em células 
multiplicada por α, e o outro o termo 𝛽𝑋, o qual é aproximadamente constante para uma 
ampla faixa de valores de D, desde que 𝛽 seja constante. Dessa forma, conforme se 
verifica na Figura 8.13, a região de operação mais favorável situa-se na faixa de valores 
intermediários de D. 
95 
 
O tratamento apresentado no presente item indica, portanto, que dependendo do 
tipo de cinética de formação do produto, haverá determinadas faixas mais adequadas de 
operação do sistema contínuo, de forma a se buscar a obtenção de elevadas 
concentrações e produtividades do produto de interesse. Deve-se destacar ainda, que as 
curvas apresentadas nas Figuras 8.11 a 8.13 são válidas, desde que a cinética de Monod 
seja adequada para representar o processo, uma vez que esta hipótese foi considerada 
no desenvolvimento do presente capítulo. 
 
Figura 8.11: Produção associada ao crescimento (simulação das equações 
𝑃 = 𝛼𝑋 e (𝐷𝑃) = 𝛼(𝐷𝑋) = 𝛼𝑃𝑋,com µmax=0,5h
-1; KS=0,1g/L; YX/S=0,5; S0=10 g/L; 
α=1,6g/g) 
 
 
 
Figura 8.12: Produção não-associada ao crescimento (simulação das equações 𝑃 =
𝛽𝑋
𝐷
 
e (𝐷𝑃) = 𝛽𝑋, com µmax=0,5h-1; Ks=0,1g/L; YX/S=0,5; S0=10g/L; β=0,5 g/g.h). 
 
 
 
 
96 
 
Figura 8.13: Produção parcialmente associada ao crescimento (simulação das 
equações 𝑃 = 𝑋 (𝛼 +
𝛽
𝐷
) e (𝐷𝑃) = 𝑋(𝛼𝐷 + 𝛽), com µmax=0,5h-1; Ks=0,1g/L; YX/S=0,5; 
S0=10g/L; α=1,83 g/g; β=0,155 g/g.h). 
 
 
Claro está, portanto, que caso outro modelo cinético seja mais adequado para a 
descrição do processo, tais como as propostas de Teissier, Contois, Andrews e outros, 
este deverá ser introduzido no conjunto de equações, no lugar da equação de Monod, de 
maneira que assim se possam obter os novos perfis de concentração celular, 
concentração de substrato e produto, e de produtividades, em função da vazão específica 
de alimentação, de forma a se definir as faixas ideais de operação do sistema contínuo 
para cada caso específico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
97 
 
9. Tecnologia dos Biorreatores 
 
O desenvolvimento dos equipamentos de fermentação, tal como são concebidos 
atualmente, foi lento e em grande parte empírico. Os primeiros produtos obtidos por 
fermentação, como por exemplo, a produção de vinho, cerveja, queijos, iogurte, vinagre, 
chucrute, etc., se processavam satisfatoriamente mesmo sob condições precárias de 
assepsia. A natureza específica do substrato empregado, o crescimento vigoroso do 
microrganismo utilizado, ou ainda a ação inibidora do produto final, contribuíram, 
separadamente ou em conjunto, para o bom andamento dos processos fermentativos. 
A passagem desses processos artesanais de fermentação a escalas comerciais 
mais evoluídas, aportou poucos melhoramentos ao desenvolvimento dos equipamentos 
utilizados. Um primeiro passo no melhoramento e na maior sofisticação dos processos 
fermentativos ocorreu com a introdução de culturas puras na produção de cerveja. 
Contudo, foi realmente com os trabalhos pioneiros de CHAIM WEIZMANN e 
colaboradores, na Inglaterra, durante os anos de 1914-1918, desenvolvendo processo 
submerso anaeróbio de produção de acetona-butanol, que o conceito e condições de 
fermentação controlada se afirmaram. Podemos considerar a fermentação acetona-
butanol como representando o marco inicial da primeira fermentação industrial em grande 
escala, empregandocondições de total assepsia. As condições de estrita anaerobiose, 
essenciais ao desenvolvimento do Clostridium acetobutylicum, serviam ao mesmo tempo 
de proteção contra um grande número de contaminantes ambientais aeróbicos, mas não 
impediam a contaminação da fermentação por bacteriófagos, que passaram a ser um dos 
problemas mais sérios. Ainda hoje, com todos os avanços, melhoramentos e sofisticação, 
a infecção fágica de fermentações de antibióticos pode apresentar sérios problemas, que 
são eliminados unicamente com a seleção e introdução de cepas fago resistentes. 
É muito difícil imaginarmos hoje a variedade de problemas que se apresentaram 
na implantação das primeiras fermentações industriais e para os quais soluções 
satisfatórias tinham de ser encontradas rapidamente, para garantir o sucesso de um 
processo. 
Para realizar a fermentação acetona-butanol, reatores adequados não eram 
disponíveis e tentativas de adaptar os reatores utilizados na fermentação alcóolica, 
dotando-os com tampas, simplesmente eram inviáveis pela impossibilidade de proceder a 
uma esterilização adequada com vapor. A construção de grandes reatores em aço-
carbono, com fundo e tampa torriesféricos esterilizáveis com vapor sob pressão, com 
tubulações também esterilizáveis para a adição de inóculo, antiespumante, coleta de 
amostras, descarga e saída dos gases formados durante a fermentação, etc., foram 
passos de gigante. Apesar de os reatores utilizados na fermentação acetona-butanol não 
serem dotados de sistema de agitação (os grandes quantitativos de gás produzidos 
durante o processo fermentativo mantinham o conteúdo dos reatores em contínua 
agitação e homogeneização), permitiram acumular uma gama considerável de expertise 
na condução e construção de equipamentos, beneficiando o desenvolvimento de outros 
processos fermentativos (leveduras de panificação, ácido cítrico e outros ácidos 
orgânicos, enzimas, etc.). 
Assim, no início da década o cenário estava pronto para um novo e decisivo 
desenvolvimento no campo das fermentações, qual seja, a adaptação e aperfeiçoamento 
das técnicas de cultivo submerso, aeróbico e sob condições estéreis à produção de 
penicilina e logo a seguir de outros antibióticos, aminoácidos e transformação de 
esteróides. Em setembro de 1943 foi iniciada, em Terre Haute, Estados Unidos, a primeira 
planta industrial de fermentação de penicilina com fermentadores de aço-carbono, com 54 
98 
 
m3 dotados de sistema de agitação, aeração e outros aperfeiçoamentos necessários à 
condução do novo processo fermentativo. 
Durante os decênios subsequentes, muita atenção foi dedicada a problemas 
relacionados com a substituição dos processos de batelada por batelada alimentada e 
processos contínuos, utilização de novos substratos como hidrocarbonetos e estudos de 
novas configurações dos reatores, agitadores, filtração do ar, controle dos processos, etc. 
Nos últimos anos, o desenvolvimento quase que explosivo do mercado de 
produtos biotecnológicos, advindo dos resultados práticos do emprego das tecnologias do 
DNA recombinante, influenciou novamente a concepção da construção dos equipamentos 
de fermentação, principalmente no que diz respeito ao conceito de esterilidade e 
contenção ambiental e o emprego de células animais ou humanas para a produção de 
biofármacos. 
 
9.1 Características básicas de reatores para cultivo de bactérias ou células animais 
 
Para satisfazer a função primária de um reator de fermentação, que é a de fornecer 
condições ambientais adequadas ao crescimento dos microrganismos, uma série de 
parâmetros deve ser considerada e incorporada ao mesmo, durante a sua fase de projeto 
e construção. 
Os seguintes pontos devem ser observados: 
1) O reator deve ser capaz de manter-se estéril por muitos dias, trabalhar sem 
problemas por longos períodos e satisfazer todas as exigências legislativas de contenção 
ambiental. 
2) As exigências metabólicas dos microrganismos, quanto à aeração e agitação, 
devem ser plenamente satisfeitas, mantendo, porém, a integridade física dos mesmos. 
3) A potência absorvida deve ser a menor possível. 
4) Um eficiente sistema de controle de temperatura deve ser disponível. 
5) Um sistema de controle de pH deve ser disponível. 
 6) Um sistema de tomada de amostras à prova de contaminação, tanto do 
conteúdo do fermentador como do meio ambiente, deve ser parte integrante do 
equipamento. 
7) Perdas por evaporação devem ser mantidas ao mínimo. 
8) Eficiente sistema de controle dos gases de saída do fermentador deve estar 
disponível. 
9) O reator deve exigir o mínimo em mão-de-obra para sua operação, limpeza e 
manutenção. 
10) O reator deve preencher, sempre que possível, a característica de multi-
propósito, contudo, a regulamentação de contenção ambiental e a possibilidade de 
contaminações cruzadas podem ser fatores limitantes. 
11) O reator deve ter as superfícies internas polidas e todas as suas conexões, na 
medida do possível, devem ser soldadas e não flangeadas ou rosqueadas. 
12) Na medida do possível, o reator deve manter uma geometria similar à dos 
reatores menores ou maiores, a fim de facilitar a ampliação de escala do processo. 
Sem dúvida, os itens 1 e 2 são os mais críticos e também os mais difíceis de 
satisfazer. 
Um grande número de diferentes concepções de reatores tem sido descritos na 
literatura, contudo somente algumas têm se mostrado satisfatórias e encontraram 
aplicação industrial. 
99 
 
O tipo de reator mais difundido é baseado no modelo de tanque cilíndrico vertical, 
agitado mecanicamente ou não, provido de sistema de aquecimento e resfriamento e 
demais controles necessários ao processo. 
A Figura 9.1, (a,b) mostra esquematicamente as características típicas de um reator 
agitado mecanicamente e as suas relações dimensionais (Tabela 9.1). 
Entre as novas configurações de reatores, duas em particular - o air lift e o tower 
fermenter - têm encontrado aplicações comerciais. 
 
Figura 9.1: (a) Diagrama de biorreator com turbinas múltiplas; (b) Visão geral de um 
biorreator. 
 
(a) 
 
(b) 
 
 
Tabela 9.1: Relações geométricas mais utilizadas em fermentadores. 
 
100 
 
Na presente apresentação vamos nos restringir mais especificamente à discussão 
das características construtivas de fermentadores clássicos aerados, agitados e utilizados 
no cultivo de bactérias ou fungos. 
A introdução da penicilina durante a Segunda Guerra Mundial, iniciou uma corrida 
para a descoberta de novos antibióticos, e evidenciou nitidamente a necessidade de 
intensos trabalhos integrados de microbiologistas, geneticistas, bioquímicos e 
engenheiros para completar, com sucesso, as etapas necessárias para culminar no 
planejamento, "layout" e construção das plantas de fermentação e dos equipamentos. 
Consideramos importante mencionar, mesmo que resumidamente, as etapas de 
planejamento que fazem parte integrante de um projeto de construção de uma planta de 
fermentação como um todo e não nos limitar exclusivamente à descrição do equipamento 
de fermentação propriamente dito, ou seja, o reator. 
Para uma adequada elaboração do projeto, diversas etapas devem ser cumpridas. 
 
9.1.1 Critérios primários do projeto 
 
Esta etapa representa a coleta de todos os dados relativos ao projeto, englobando 
dados referentes ao processo biológico a ser desenvolvido, como também à planta a ser 
construída. 
Dados do processo englobam informações sobre a cinética do processo, balanços 
térmicos das reações, condições de assepsia necessárias, propriedades fisiológicas do(s) 
microrganismo(s), necessidade de matérias-primas e suas características, etc. 
Todas essas informações e outras pertinentes ao processo, fazem parte do "know-
how" acumulado durante a fase experimental desenvolvida em nível de laboratório e 
planta piloto. Quanto aos dados relacionados com o projeto da nova planta, estes se 
relacionam fundamentalmente com a sua localização, capacidade instalada prevista, 
disponibilidadeou não de água, vapor, eletricidade, volume e características dos 
efluentes, tratamento dos mesmos, etc. 
 
9.1.2 Fluxograma do processo 
 
A elaboração de um fluxograma detalhado do processo, baseado nos dados 
acumulados e estabelecidos na elaboração dos critérios primários, é fundamental. No 
fluxograma, todos os equipamentos necessários ao processo são lançados em escala e 
sua exata localização na planta. 
Um diagrama das tubulações e instrumentação é elaborado, nele sendo incluídas 
e detalhadas todas as linhas de processo, válvulas, dimensões, tipos, bitolas, materiais 
de construção, características, etc. Enfim, todas as informações necessárias devem estar 
disponíveis. 
 
9.1.3 Desenho mecânico 
 
Com os dados e informações disponíveis através dos levantamentos dos critérios 
primários do projeto e do fluxograma do processo, o desenho mecânico enfim vai detalhar 
as especificações de todo o projeto, tais como, por exemplo: 
• Cálculo da pressão dos reatores 
• Cálculo dos trocadores de calor 
101 
 
• Cálculo das estruturas metálicas 
• Análise da expansão térmica das tubulações 
• Cálculo dos agitadores 
• Especificação das tubulações 
• Especificação dos acabamentos internos dos reatores 
• Especificação dos critérios de assepsia e esterilidade 
• Especificação dos materiais de construção 
• Especificação e dimensionamento da rede elétrica, etc. 
Com essas informações e cálculos, são elaborados os desenhos definitivos com os 
diversos cortes e elevações, onde necessários, compreendendo entre outros: 
• "Layout" da planta 
• "Layout" dos equipamentos 
• "Layout" das tubulações 
• "Layout" de águas pluviais, esgotos, etc. 
Do exposto fica claro que os bioprocessos não diferem em muito de processos 
químicos usuais, no que diz respeito à elaboração dos projetos, salvo pela característica 
biológica dos mesmos, que deve ser levada em consideração em todas as etapas do 
planejamento, principalmente nos itens: assepsia, esterilidade e limpeza. 
A manutenção da esterilidade depende não somente de um acurado processo de 
esterilização, como também, em grande parte, do correto planejamento e execução do 
projeto. Frequentemente a causa do desenvolvimento de contaminações pode ser 
encontrada em falhas no projeto construtivo, tanto do fermentador como dos 
equipamentos auxiliares, bem como das tubulações e válvulas utilizadas. 
Com a introdução de microrganismos recombinantes e o seu uso cada vez mais 
generalizado pela indústria de fermentação, o conceito de esterilidade foi ampliado, 
incluindo atualmente também aspectos de biossegurança e de contenção ambiental. 
Antes do emprego de microrganismos recombinantes, a maior preocupação era evitar a 
introdução no reator de microrganismos estranhos ao processo; atualmente existe a 
preocupação adicional de evitar a contaminação do meio ambiente com formas viáveis do 
microrganismo produtor. 
As primeiras regulamentações sobre o manuseio e uso de microrganismos 
recombinantes e medidas para o controle dos riscos envolvidos, foram elaboradas pelo 
NIH americano (National Institute of Health) e gradativamente adotadas e implantadas 
pela maioria dos países, inclusive o Brasil. 
Para estabelecer o nível adequado de contenção ambiental necessário ao uso de 
microrganismos recombinantes, as condições devem ser analisadas cuidadosamente, a 
fim de levantar os pontos que podem ser fonte de contaminação ambiental. De acordo 
com a maior ou menor gravidade do risco, foram estabelecidos níveis diversos de 
contenção que devem ser seguidos. 
Microrganismos modificados geneticamente pela tecnologia do DNA recombinante 
são classificados como inócuos (grupo I), potencialmente patogênicos (grupo II), ou 
patogênicos (grupo III). 
Tudo indica que, no futuro, não será mais feita distinção entre microrganismos 
recombinantes e não recombinantes. O caráter fundamental será se o microrganismo é 
ou não patogênico ou potencialmente patogênico, independente de sua constituição 
genética. 
A maioria dos microrganismos utilizados em processos industriais estão incluídos 
no grupo I. 
As regulamentações do CDC (Center for Disease Control) (1994) especificam 4 
níveis de contenção, indo do Nível 1, de risco mínimo, onde a aplicação de Good Industrial 
Large Scale Practice (GILSP) é considerada adequada; Nível 2, onde microrganismos de 
102 
 
patogenicidade moderada são agrupados; Nível 3, requer condições especiais de 
contenção para certos tipos de patógenos; Nível 4, descreve as condições drásticas de 
contenção a serem adotadas. 
 
9.2 Construção do fermentador 
 
9.2.1 Materiais de construção 
 
A escolha dos materiais de construção dos equipamentos de fermentação é de vital 
importância, e deve ser feita levando em consideração as condições particulares às quais 
os materiais serão expostos. Ao contrário das condições encontradas na indústria 
química, nas indústrias de fermentação as variações de temperatura e pressão utilizadas 
são bastante limitadas e o pH é mantido geralmente próximo ao neutro. 
Contudo, ao contrário da indústria química, as exigências de operações assépticas 
são fundamentais e condicionam profundamente a escolha dos materiais de construção. 
Para reatores de volume limitado (1-20 L) (reatores de bancada) é perfeitamente 
possível o emprego de vidro. A utilização de vidro apresenta uma série de vantagens: 
superfícies lisas, facilidade de limpeza, não tóxico, resistente à corrosão e facilidade de 
inspeção visual. 
Fundamentalmente dois tipos básicos de fermentadores de bancada são utilizados: 
1. Reatores em vidro com fundo arredondado ou chato e a tampa superior em inox ligada 
ao corpo por uma flange. O vidro de borossilicato utilizado pode ser esterilizado em 
autoclave. O inconveniente é a baixa resistência a choques e pressão. O diâmetro máximo 
para reatores de vidro é de 60 cm2. 
2. Reatores com corpo cilíndrico de vidro, com tampas superior e inferior em aço 
inoxidável. 
A parte inferior em reatores de volume maior (10-20 L) pode ser utilizada para a 
entrada das sondas e coleta de amostras, localizando-se na tampa superior o sistema de 
agitação, sonda de espuma e várias entradas para adições. Reatores desse tipo podem 
ser frequentemente adaptados para esterilização in situ (Figura 9.2). 
 
Figura 9.2: Fermentador de bancada esterilizável in situ de 20 litros, modelo LH 210, 
com corpo de vidro, tampa superior em inox e parte inferior em inox com entrada dos 
sensores-pH, Oxigênio, temperatura e coleta de amostra. (Inceltech, França). 
 
 
Reatores piloto e industriais, onde os volumes podem variar de 50 L a 500 m3 ou 
mais (Figura 9.3), são atualmente construídos em aço inoxidável 316. Na construção 
103 
 
desses reatores os materiais utilizados devem ser avaliados em função de sua capacidade 
de resistir às pressões de esterilização, resistência à corrosão, toxicidade dos produtos 
resultantes de uma eventual corrosão e custo do material. 
Aço mole com menos de 0,25% de carbono foi utilizado na construção de 
fermentadores de grande porte para a produção de penicilina, aparentemente sem efeitos 
tóxicos. 
Apesar de o aço inoxidável 316 ser considerado o material mais adequado, ele não 
resolve todos os problemas. Na produção de ácido cítrico; a pH 1 ou pH 2, pode ocorrer 
corrosão, e os metais pesados liberados podem interferir negativamente no processo. 
Esse problema é mais acentuado em reatores menores (1.000 L) devido à relativamente 
elevada relação entre área exposta/volume. O emprego de inox 317 contendo 3-4% de 
molibdênio é aconselhável nestes casos. 
Existem várias classes de aço inox, como também diversos sistemas de 
classificação — a mais utilizada no Brasil é a da American Iron and Steel Institute (AISI). 
 
Figura 9.3: Fermentador piloto de 75 L volume total, modelo LH 1075, (inceltech, 
França) 
 
 
A Tabela 9.2 relaciona a composição dos aços inoxidáveis mais comumente 
empregados. 
 
Tabela 9.2: Composição de alguns tipos de aços inoxidáveisAISI. 
 
 
Em fermentações que utilizam células animais, a eliminação de uma possível 
liberação de metais pesados, devido à corrosão dos metais utilizados, é extremamente 
importante, pois pode ser a causa de insuspeitáveis problemas. A integridade das 
104 
 
superfícies metálicas deve ser garantida a todo custo, pois a corrosão de aços inoxidáveis 
tem causado acúmulo de níquel e cromo em produtos como o plasma sanguíneo. 
Atualmente o material mais utilizado na construção de reatores de fermentação é 
sem dúvida o AISI 316, que possui uma boa resistência ao ataque pelos íons cloreto, 
presentes em praticamente todos os meios de fermentação. 
A Tabela 9.3 mostra vários sistemas internacionais correspondentes ao AISI 316. 
 
Tabela 9.3: Sistemas de classificação utilizados para o inox 316. 
 
 
A susceptibilidade dos aços inoxidáveis, principalmente os menos nobres, por 
exemplo, AISI 304, ao ataque pelos íons cloreto, é extremamente importante no projeto 
de equipamentos auxiliares, como por exemplo em depósitos de ácido para controle do 
pH. O aço AISI 316 é adequado para soluções de ácido sulfúrico até 20% à temperatura 
ambiente. Para soluções de ácido clorídrico, recipientes de plástico, fibra de vidro ou 
reatores vitrificados são recomendados. 
 
9.2.2 Outros materiais 
 
• Cobre 
Este material tem sido largamente empregado no passado pelas cervejarias. 
Apesar da toxicidade, a resistência adquirida pelas leveduras a esse metal pode chegar a 
30 ppm. 
A tendência da formação de depósitos sobre a superfície exposta do cobre, 
reduzindo o seu contato com o mosto, pode ser outro fator importante na redução da 
toxicidade deste metal. Atualmente esse metal está tendo cada vez menos uso em 
cervejarias, sendo substituído pelo aço inoxidável. 
• Alumínio 
Os ingredientes dos meios de fermentação podem atacar o alumínio, razão pela 
qual ele raramente é empregado na construção de fermentadores. Na fermentação de 
ácido cítrico feita pelo processo estático, foram utilizadas bandejas de alumínio. Contudo, 
alumínio de altíssima pureza (< 99,9%) é largamente utilizado nas indústrias de alimentos 
e farmacêutica. 
• Níquel 
Ligas de níquel apresentam elevada resistência à corrosão e resistência térmica. 
Monel 400 (66% níquel, 33% cobre) é resistente a condições redutoras e o seu uso 
complementa o do aço inoxidável; contudo, existem condições na indústria de alimentos 
onde o cobre da liga é atacado, ocasionando escurecimento do produto. 
105 
 
Bombas de adição de ácidos minerais fortes são, às vezes, fabricadas em 
Hastelloy C. Ligas mais complexas do Monel são extremamente resistentes à corrosão. 
• Titânio 
De custo muito elevado, sendo, portanto, empregado somente em situações muito 
especiais. A grande vantagem das ligas de titânio é de não serem sujeitas ao tipo de 
corrosão chamado de "pitting" (buraco) quando em contato com soluções contendo íons 
cloreto. Por essa razão encontra algumas aplicações na indústria de alimentos, onde pode 
ocorrer contato com salmouras a temperaturas acima de 80°C. É resistente também a 
ácido acético, lático, cítrico, etc. 
• Vidro 
Como já mencionado anteriormente, o vidro borossilicato é largamente 
empregado na construção de reatores de bancada. Em fermentadores piloto e industrial, 
o seu uso fica fundamentalmente restrito à instalação de visores. 
• Plásticos 
Os plásticos, de um modo geral, são resistentes à corrosão, porém a resistência 
a solventes de alguns tipos de plásticos é bastante limitada. A sua resistência a impactos, 
mais baixa do que a dos metais, pode ser melhorada pela incorporação de fibras de vidro. 
Existe uma grande variedade de plásticos — os mais importantes e algumas de suas 
propriedades estão descritos na Tabela 9.4. 
 
Tabela 9.4: Propriedades de alguns dos plásticos mais importantes. 
 
 
Os plásticos e plásticos reforçados são mais frequentemente utilizados nas 
indústrias alimentícias, em tubulações para a transferência de produtos e recipientes para 
estocagem. Nas indústrias de fermentação não encontram aplicação significativa na 
construção dos reatores (exceto o PTFE em válvulas, buchas para haste de agitadores, 
etc.), porém têm aplicação na construção de reservatórios de algumas matérias-primas. 
• Aço-carbono 
O ferro é normalmente utilizado sob a forma de ligas com carbono, resultando 
vários tipos de aço-carbono, Tabela 9.5. 
 
 
 
 
 
106 
 
Tabela 9.5: Conteúdo em carbono de diversos tipos de aço. 
 
 
Aços moles com menos de 0,25% de carbono foram utilizados na construção dos 
primeiros reatores empregados na produção de antibióticos (penicilina). Atualmente o aço-
carbono não é mais utilizado em reatores de fermentação, devido às especificações mais 
rigorosas quanto à limpeza e não contaminação do produto, e também por reduzir a 
flexibilidade na utilização do equipamento, pois muitas fermentações são suscetíveis a 
altas concentrações de ferro. O emprego do aço-carbono se restringe atualmente à 
construção de alguns equipamentos auxiliares: estruturas metálicas, tubulações de água, 
de vapor e de resfriamento, etc. 
 
9.2.3 Vedações assépticas 
 
Os vários processos fermentativos, utilizados pelas indústrias biotecnológicas, até 
recentemente, foram desenvolvidos tendo em vista mais a prevenção da contaminação 
dos processos pelo meio ambiente do que vice-versa. Contudo, muitos processos 
biotecnológicos têm o potencial de gerar aerossóis, que, contendo microrganismos ou 
produtos de origem microbiológica, podem representar uma fonte de perigo em potencial, 
tanto para os operadores como para o meio ambiente. 
Aerossóis podem se formar durante o procedimento de inoculação, amostragem, 
pressão em cúpula, saída dos gases, selos mecânicos defeituosos, guarnições, flanges, 
conexões, transferência de líquidos, operações de recuperação do produto fermentado, 
etc. 
Para garantir a manutenção da esterilidade e das condições de contenção 
ambiental, atenção especial deve ser dada à construção e ao tipo de material de vedação 
empregado na junção entre as diversas partes, que pode ser entre vidro/vidro, vidro/metal 
ou metal/metal. 
As especificações do material utilizado nas juntas de vedação são extremamente 
importantes, pois os selos estáticos (guarnições) formam frequentemente a única barreira 
de que se dispõe para evitar a perda do produto em processamento e, por consequência, 
também a quebra das condições de contenção ambiental. Vedações estáticas de vidro e 
metal, largamente utilizadas em fermentadores de bancada, onde o corpo do reator é de 
vidro e a tampa superior e/ou inferior de metal, podem ser de vários tipos (Figura 9.4). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
107 
 
Figura 9.4: Vedações estáticas entre vidro/metal e metal/metal. 
 
 
Figura 9.5: Sistema de vedação em fermentadores pilotos entre tampa e corpo. A — 
Selo estático com anel de vedação duplo. B — Anel de vedação duplo com circulação de 
vapor entre os anéis. 
 
 
Para vedações metal com metal, a utilização de anéis de vedação ("O" ring) é 
sempre a mais indicada, podendo estes serem simples ou duplos, e neste caso ainda 
providos de um selo interno de vapor (Figura 9.5). 
Sob condições normais, o uso de selo de vedação simples quando utilizado 
criteriosamente e com inspeções detalhadas e periódicas a fim de identificar eventual 
degradação do material, é plenamente adequado para a grande maioria dos casos. 
Existe atualmente uma grande variedade de borrachas sintéticas, com resistência 
térmica superior contra ácidos e álcalis e vários solventes e óleos (Tabela 9.6). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
108 
 
Tabela 9.6:Polímeros sintéticos utilizados em guarnições. 
 
 
9.2.4 Detalhes construtivos 
 
A espessura do material de construção do corpo do reator varia de acordo com o 
seu dimensionamento. Para reatores de 30-40 m3 de capacidade, normalmente chapas 
de 7 mm de espessura são utilizadas para o corpo cilíndrico e de 10 mm para as calotas 
hemisféricas superior e inferior.9.2.4.1 Solda e tratamento do aço inoxidável 
 
O aço inoxidável, apesar da baixa concentração de carbono (<0,08%), ou no caso 
do aço inoxidável classe "L", (< 0,03%), sofre transformações nos pontos de solda. Nas 
temperaturas elevadas que ocorrem nesses pontos, o cromo combina com o carbono 
formando precipitados, reduzindo assim a resistência à corrosão nestes pontos. O 
problema pode ser evitado, utilizando aço inoxidável, estabilizado pela adição de titânio 
(por exemplo 321) que se combina preferencialmente com o carbono. O emprego do 
argônio nas soldas, impedindo uma oxidação excessiva nestes pontos, garante a 
integridade das soldas, reduzindo o perigo de corrosão. 
 
9.2.4.2 Chicanas ou quebra-vórtice 
 
A colocação de chicanas, quebra-vórtice ou "baffles" em fermentadores agitados 
mecanicamente é fundamental, para aumentar a turbulência e, por conseguinte, uma 
melhor oxigenação do meio. 
109 
 
Normalmente são utilizadas 4 chicanas equidistantes uma das outras. A largura das 
chicanas normalmente é de 10% do diâmetro do reator. Especial atenção deve ser dada 
à fixação das chicanas ao corpo do fermentador, devendo-se deixar entre este e a chicana 
um espaço de 1 a 2 cm, a fim de evitar a formação de zonas de estagnação. De preferência 
as chicanas não devem ser soldadas diretamente ao corpo do fermentador, principalmente 
se tratando de grandes reatores industriais agitados mecanicamente e fermentações de 
características reológicas não newtonianas, mas aparafusadas a suportes reforçados, 
soldados à parede do fermentador, conferindo uma maior resistência a deformações e 
uma maior facilidade na manutenção. 
 
9.2.4.3 Camisas e serpentinas 
 
Tanto as camisas como as serpentinas, que podem ser internas como externas, 
neste caso sob a forma de semitubos, têm a finalidade de fornecer calor durante a 
esterilização como também retirar calor durante a fase de resfriamento e manutenção da 
temperatura de fermentação. As camisas são cada vez menos utilizadas na construção 
de reatores, pela sua reduzida eficiência na transferência de calor pela circulação irregular 
do vapor ou da água de refrigeração nas mesmas. 
As serpentinas internas permitem uma boa troca térmica e eficiente circulação do 
fluido em alta velocidade. Têm, porém, alguns inconvenientes: 
a) reduzem significativamente o volume útil do fermentador; 
b) dificultam a sua limpeza interna; 
c) dificultam a mistura eficiente do meio em fermentadores agitados 
mecanicamente; 
d) podem ser um foco adicional de contaminação por defeito nas soldas ("pitting"), 
às vezes difíceis de detectar. 
Atualmente é cada vez mais difundido o emprego de serpentinas externas, feitas 
de semitubos helicoidais soldados externamente à parede do reator. 
Essa solução apresenta uma série de vantagens: 
a) permite o emprego de semitubos construídos em AISI 304; 
b) elimina o perigo de contaminação; 
c) permite a construção das serpentinas em seções, importante quando o 
fermentador deve ser esterilizado com volume abaixo da capacidade nominal; evita-se 
deste modo que ingredientes venham a ser queimados, reduzindo consideravelmente as 
incrustações na parte superior do reator. 
A eficiência das trocas térmicas, tanto para esterilização como refrigeração, pode 
ser aumentada significativamente, equipando as chicanas com circulação interna de vapor 
e (ou) solução refrigerante, caso se deseje. 
 
9.2.4.4 Difusores de ar 
 
O suprimento de ar aos fermentadores é feito através de difusores ou dispersores 
de ar de vários tipos, sendo os de tubo aberto simples, em forma de Y ou anel de 
distribuição, colocados sempre abaixo da última turbina, os mais frequentemente 
utilizados (Figura 9.6). Os difusores de ar em anel apresentam o inconveniente de exigir 
uma manutenção constante, pois podem entupir facilmente quando se utilizam meios ricos 
em materiais em suspensão com farelos proteicos (amendoim, soja, algodão, etc.), ou 
amiláceos (fubá, farelo, arroz, etc.). 
Para reduzir este risco e facilitar a limpeza periódica do difusor eles são construídos 
em segmentos flangeados e dotados de furos maiores na parte inferior do anel para 
110 
 
facilitar a saída de material em suspensão. O emprego de difusores de material poroso 
em fermentações industriais é descartado, devido à obstrução dos poros tanto pelo meio 
de cultivo como pelo crescimento do próprio microrganismo. 
Difusores de ar em fermentadores sem agitação mecânica têm sido empregados 
em alguns casos na produção de levedura," e mais largamente em "air lift fermenters". 
Como já mencionado, os difusores de tubo aberto são os mais frequentemente 
utilizados em fermentadores agitados. Nesses casos, o tubo difusor deve ser 
preferivelmente afixado centralmente sob a turbina e o mais distante possível desta, a fim 
de reduzir o perigo de inundar a turbina em uma grande bolha de ar com a consequente 
queda na eficiência da transferência de oxigênio. 
 
 9.2.4.5 Agitadores (turbinas) 
 
As funções do agitador ou agitadores em reatores de fermentação são múltiplas: 
homogeneização do meio, mistura da fase gasosa e aquosa, dispersão do ar, 
transferência de oxigênio e calor, suspensão de sólidos; enfim, manter as condições 
ambientais no meio de fermentação o mais uniforme possível. 
A função principal, que afeta o desenho do reator destinado a fermentações 
aeróbias, é a eficiência com que o complexo agitadores/difusores conseguem transferir o 
oxigênio aos microrganismos. A Tabela 9.7 mostra claramente que a disponibilidade de 
oxigênio é geralmente mais crítica que a de outros substratos. 
 
Figura 9.6: Tipos de difusores de ar. A - Tubo aberto (reto ou curvo); B - Tubo aberto em 
Y; C - Difusor em anel. 
 
 
111 
 
Tabela 9.7: Comparação da concentração de glicose e assimilação de oxigênio por 
leveduras. 
 
 
Para obter as elevadas transferências de oxigênio necessárias, diferentes tipos de 
turbinas têm sido utilizados. Desses, a turbina de disco com seis pás planas de Rushton 
é o tipo mais frequentemente utilizado. A relação diâmetro da turbina e diâmetro do reator 
(D/T) é um fator importante, e que determina a eficiência da agitação e, por conseguinte, 
também da aeração. 
Turbinas de Rushton, com diâmetro maior ao dado pela relação acima de 1/3, 
promovem uma agitação mais eficiente, requerendo, porém, um consumo de energia mais 
elevado. 
Em reatores piloto ou industriais, normalmente a partir de volumes de 1 m3, há a 
necessidade de utilizar duas ou mais turbinas. Nesses casos a turbina mais próxima ao 
fundo do reator fica a uma distância deste de 1/3 a 1/2 vez o diâmetro do fermentador. 
Nos casos de turbinas múltiplas, o espaçamento entre elas é importante para se obter o 
máximo efeito de bombeamento e transferência de oxigênio, com um mínimo de potência 
consumida. 
A Figura 9.7 mostra os tipos mais comuns de turbinas utilizadas em fermentadores. 
Nas turbinas constituídas por um disco rígido, é conveniente que o mesmo seja construído 
em duas partes, para facilitar a sua montagem e desmontagem no eixo. 
Normalmente são dotados de furos ou rasgos em posições simétricas, a fim de 
permitir a colocação de pás adicionais ou mudar o posicionamento delas, de modo a 
aumentar ou diminuir o diâmetro da turbina. O eixo, na posição de fixação das turbinas, 
deve ser provido de um rasgo de cerca de 20-30 cm, para permitir um deslocamento da 
turbina em posições diversas ao longo do eixo. A turbina é afixada por meio de chavetas. 
As turbinas de disco rígido e pás planas, normalmente conhecidas como turbinas 
Rushton, têm sido consideradas as mais adequadas, por apresentarem um melhor tempo 
de mistura, boa capacidade de trabalhar com elevados volumes de ar e boas 
características de transferência de calor, quando comparadas com os outros tipos de 
turbinas (Figura 9.7). São três as características importantes para uma boa performance 
de uma turbina operando em fermentações aeróbias: 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
112 
 
Figura 9.7: Tiposde turbinas: (1) disco rígido com pás planas; (2) Idem, com pás 
apenas na parte inferior; (3) turbina aberta com pás de inclinação variável; (4) hélice 
marinha; (5) detalhe da turbina (1) ou de Rushton. 
 
 
1 — Tempo de mistura 
O tempo de mistura é o tempo necessário para obter uma perfeita homogeneização 
do meio. Esse tempo aumenta progressivamente, à medida que aumenta o tamanho do 
reator e pode chegar a algumas dezenas de segundos em reatores de grande volume 
(p.ex., 100 m3). O aumento do tempo de mistura resulta em variações na concentração 
de O2 dissolvido, pH e nutrientes em fermentações com batelada alimentada. A não 
homogeneidade do meio de fermentação pode afetar seriamente a performance do 
processo fermentativo. 
 
2 — Dispersão de altos volumes de ar 
Quando uma turbina não consegue mais dispersar eficientemente o volume de ar 
que recebe, diz-se que ela está inundada ("flooded"), passando a trabalhar dentro de uma 
grande bolha de ar. A agitação torna-se essencialmente ineficiente. Uma especificação 
típica para o projeto da turbina é ela ser capaz de dispersar eficientemente volumes de ar 
idênticos (0,5 — 1,0 vvm: volume de ar/volume de líquido/minuto) aos utilizados em escala 
de laboratório. 
Para alcançar esses valores de dispersão, durante a ampliação de escala seria 
necessário um aumento progressivo da potência instalada por unidade de volume, o que 
implicaria também em aumento adequado da agitação. 
 
3 — Transferência de calor 
Mantendo constante a performance, a evolução da temperatura de uma 
fermentação aumenta proporcionalmente ao volume do fermentado. Assim, com o 
113 
 
aumento dos volumes, a manutenção da temperatura dentro dos limites do processo 
necessita de um adequado fluxo do meio junto às superfícies de refrigeração, que 
depende novamente de uma agitação que satisfaça esta exigência. 
A clássica turbina Rushton é incapaz de satisfazer concomitantemente a todas 
essas exigências (tempo de mistura, volumes de ar, transferência de calor). Mais 
recentemente, quatro novos tipos de agitadores foram descritos: o Scaba 6 SRGT, o 
Prochem Maxflo T., o Lightning A315 e o Ekato Intermig (Figura 9.8). 
Convém lembrar que em uma fermentação a agitação constitui uma parte 
importante do custo de produção industrial. Ela influi diretamente no dimensionamento do 
motor, sistema de acoplamento, tipo e construção das turbinas, fiação elétrica, 
dimensionamento da subestação, suprimento de água de refrigeração do reator, etc. Com 
o aumento no dimensionamento do motor, todas essas variáveis e os seus custos também 
aumentam. Por essa razão, atualmente atenção especial é dada à eficiência do consumo 
de energia e transferência de massa do sistema de agitação dos reatores. 
A recente introdução dos novos desenhos de agitadores, permitindo uma melhor 
homogeneização, uma maior transferência de massa com baixa potência, absorvida 
principalmente em fermentações viscosas, poderá trazer novas perspectivas de solução 
ao difícil problema de promover uma eficiente agitação em reatores industriais, com 
sensível redução no consumo de energia. 
 
 
Figura 9.8: Desenho de novos tipos de agitadores: 1 - Scaba; 2 - Lightning A 315; 3 - 
Prochem Maxflo; 4 - Ekato Interrnig. 
 
 
Essas novas turbinas, que podem ser de diâmetro maior que a turbina Rushton, 
ocasionando assim uma movimentação da massa do meio mais eficiente, promovem uma 
dispersão maior do ar, com baixo consumo de energia. 
 
9.2.4.6 Scaba 6SRGT 
 
Esse tipo de turbina (Figura 9.8), apesar de ser bastante similar à turbina Rushton, 
se distingue da mesma por diversas características: 
- A curvatura das pás elimina a formação de cavidades, que normalmente se 
formam na parte posterior das pás planas; 
- Consegue dispersar volumes de ar até 5 vezes superiores, sem se inundar de ar; 
- A variação entre a potência sem aeração e com aeração é muito menor. Essa 
turbina realiza uma movimentação radial do meio mais eficiente que as turbinas Rushton. 
O seu efeito de bombeamento no sentido axial não é muito diverso da turbina Rushton, o 
114 
 
que significa que também com esse tipo de turbina existem pontos de não homogeneidade 
no meio. 
 
9.2.4.7 Agitadores tipo hidrofoil 
 
As turbinas Lightning A315 e Prochem Maxflo T, ambas do tipo hidrofoil (Figura 
9.8), se caracterizam pela elevada capacidade de bombeamento (tempos de mistura 
reduzidos), baixa potência absorvida e eficiente dispersão do ar. 
Como essas turbinas são de fluxo axial descendente, quando é introduzido ar, este 
forma um fluxo ascendente, podendo ocorrer vibrações capazes de ocasionar problemas 
mecânicos que podem comprometer a sua integridade. A potência absorvida por parte 
dessas turbinas é sensivelmente inferior à das turbinas Rushton, ao passo que a 
transferência de O2 é significativamente aumentada. 
 
9.2.4.8 Agitadores intermig 
 
Este tipo de agitador (Figura 9.8), desenvolvido pela empresa alemã Ekato, é de 
construção mais complexa. Como a potência absorvida é muito baixa, utilizam-se 
geralmente duas turbinas Intermig com D/T de 0,6 a 0,7 em lugar de uma Rushton de 
relação 0,3. 
Para aeração, é utilizado difusor em anel perfurado com diâmetro igual ao diâmetro 
interno da turbina. 
A turbina Intermig efetua dois tipos de trabalho: a parte central, efetua o 
bombeamento de fluxo ascendente, ao passo que as aletas posicionadas nas 
extremidades impulsionam o líquido para o fundo. O tempo de mistura é menor que aquele 
obtido com turbinas Rushton. 
Com as turbinas Intermig podem também ocorrer fortes vibrações e flutuações no 
tanque em meios muito viscosos. 
 
9.2.4.9 Vedação dos eixos 
 
A vedação adequada da entrada do eixo do fermentador é um dos problemas 
maiores e de mais difícil solução no projeto de um fermentador, que deve operar por 
longos períodos sob condições de completa assepsia. 
Quanto à posição de entrada do agitador, esta pode ser pela parte superior, a mais 
frequentemente utilizada, ou pelo fundo do fermentador, escolha esta que pode ser 
vantajosa quando há necessidade de maior espaço livre na tampa superior. A entrada 
pelo fundo permite o uso de eixos mais curtos, dispensando guia e menos sujeitos a 
vibrações, mesmo em alta velocidade. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
115 
 
Figura 9.9: Sistema simples de vedação da haste do agitador. (1) Tampa superior do 
fermentador; (2) Saia de proteção do rolamento inferior; (3) e (4) Rolamentos superior e 
inferior respectivamente; (5) Haste do agitador; (6) Castelo. 
 
 
A entrada da haste do agitador, pela parte superior do fermentador, necessita da 
instalação de uma guia do eixo na parte inferior do reator (Figura 9.12), para evitar 
vibrações do mesmo. A ponta do eixo está sujeita a fortes desgastes, que serão tanto 
maiores quanto maior for a concentração de sólidos em suspensão. Para facilitar a 
manutenção do eixo, é conveniente encamisar a sua extremidade e adotar a bucha de 
teflon de ranhuras, para facilitar a eliminação de material abrasivo em suspensão do meio. 
Os sistemas de vedação dos eixos de agitação evoluíram e se aperfeiçoaram 
durante os anos. RIVETT e colaboradores foram os primeiros a descrever um sistema de 
vedação para fermentadores de laboratório (Figura 9.9), consistindo basicamente em um 
jogo de rolamentos fixados ao eixo e ao corpo do fermentador. Como proteção contra 
contaminações, o rolamento inferior era coberto por uma saia metálica fixada ao eixo. O 
sistema desenvolvido por CHAIN e colaboradores no Instituto Superior de Sanitá, em 
Roma, já apresentava substanciais melhoramentos e encontra ainda hoje aplicações. 
Os tipos de vedação mais utilizados para eixos de agitadores são: de gaxeta, de 
selo mecânico e de acoplamento magnético. 
 
9.2.4.10 Vedação de gaxeta 
 
Este tipo de vedação é largamente utilizado na vedação de eixos pela indústria 
química. Tem sido também utilizado em fermentadores. Nas construções mais simples o 
eixo é vedado por diversas camadas de anéis de amianto,ou algodão teflonado 
fortemente prensadas contra o eixo pelo preme-gaxeta. 
A fim de reduzir o desgaste dos anéis, é conveniente submeter a parte do eixo em 
contato com os mesmos a tratamento térmico e polimento. Sistemas mais elaborados 
utilizam duas gaxetas separadas por espaço pelo qual circula vapor. Para fermentações 
autoprotetoras, como, por exemplo, antibióticos, esse tipo de vedação tem dado bons 
resultados. A grande dificuldade reside na baixa penetração térmica do material de 
empacotamento e na necessidade de sua frequente substituição. 
 
9.2.4.11 Selo mecânico 
 
A necessidade de uma elevada garantia de esterilidade e de contenção ambiental, 
principalmente com o emprego cada vez mais generalizado de microrganismos 
recombinantes, tornou o emprego do selo mecânico, tanto em fermentadores 
experimentais como industriais um item quase que obrigatório. 
O selo mecânico é composto de duas partes: uma parte estacionária fixa ao corpo 
do fermentador e a outra móvel, que gira juntamente com o eixo. As duas partes, a fixa e 
a móvel são mantidas pressionadas por meio de molas. As superfícies de contato são 
116 
 
trabalhadas com precisão, sendo que a deslizante é composta geralmente de carvão 
grafitado e a fixa de aço inox. Os selos mecânicos podem ser simples ou duplos. 
Geralmente os selos mecânicos duplos, localizados na parte externa do reator, são 
dotados de circulação de vapor ou condensado, cuja finalidade é de lubrificação do selo 
e de contenção ambiental. A Figura 9.10 mostra esquematicamente as partes 
fundamentais do selo mecânico e sua instalação; já a Figura 9.11, os seus detalhes 
construtivos. 
 
Figura 9.10: Esquema de vedação com selos mecânicos. (A) Selo simples entrada 
superior; (B) Idem, entrada inferior; (C) Selo duplo, entrada inferior (Inceltech, França). 
 
 
9.2.4.12 Agitadores magnéticos 
 
A grande vantagem da utilização de agitadores magnéticos em reatores de 
fermentação é a eliminação total da mais importante porta de entrada de contaminantes, 
que é a abertura para a passagem do eixo do agitador. 
Basicamente o agitador magnético consiste em um conjunto de dois ímãs: um 
externo ao reator e o outro interno, que é o ímã acionado pelo externo. O emprego desse 
tipo de agitação está limitado a reatores de pequeno volume (100-300 litros) e de baixa 
viscosidade. É, contudo, a solução ideal onde o seu emprego é viável, como por exemplo 
reatores para o cultivo de células animais e/ou vegetais. 
Ultimada a construção de um novo equipamento de fermentação, piloto ou 
industrial, o mesmo deve ser submetido a teste de pressão hidráulica, a frio, de pelo 
menos 3 vezes a pressão de esterilização do reator. Os testes hidráulicos devem ser 
validados e certificados por órgão governamental. Qualquer modificação introduzida a 
posteriori, por exemplo, entradas adicionais não previstas no projeto construtivo e que 
impliquem na confecção de novos furos no corpo do reator, requer uma nova inspeção. 
Em vista disso, é sempre conveniente suprir o fermentador, já no momento de sua 
construção, de entradas adicionais. 
 
 
 
117 
 
Figura 9.11: Vista geral de sistema de vedação da haste de agitador com entrada 
superior. (1) Tampa do reator; (2) Eixo do agitador; (3) Castelo; (4) Selo mecânico; (5) e 
(6) Rolamentos. (Inceltech, França) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
118 
 
Figura 9.12: Detalhes da guia da haste do agitador. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
119 
 
10. Reatores Ideais 
 
 
Reatores ideais são reatores que permitem o perfeito controle sobre as condições 
de mistura, transferência de massa e calor. São aqueles para os quais se desenvolve um 
modelo matemático específico a partir de condições pré-estabelecidas e que aplicado às 
condições reais se ajusta adequadamente. 
Os 3 principais Reatores Ideais básicos (foco nas reações homogêneas) são: 
- Reator descontínuo (ou batelada): é um tanque com agitação mecânica no qual 
todos os reagentes são introduzidos no reator em uma única vez. Em seguida são 
misturados e reagem entre si. Após um tempo, os produtos obtidos são descarregados 
em uma única vez deste reator. 
- Reator Tubular: é um tubo sem agitação no qual todas as partículas escoam com 
a mesma velocidade na direção do fluxo. Em inglês é conhecido como PFR. 
- Reator de mistura: é um tanque agitado com escoamento contínuo e sem acúmulo 
de reagentes ou produtos e é operado de acordo com as seguintes características: 
composição uniforme dentro do reator (composição de saída é igual à composição do 
interior do reator), a taxa da reação é a mesma em todo o reator, inclusive na saída. Em 
inglês a sigla é CSTR. 
A Tabela 10.1 apresenta as principais diferenças entre os reatores que operam em 
batelada e em sistema contínuo. 
 
Tabela 10.1: Comparação de sistemas em batelada e contínuo. 
Operação em Batelada Operação em sistema contínuo 
 
Melhor para pequenos volumes. Melhor para a produção indefinidamente 
longa de um produto ou conjunto de 
produtos pela manutenção do “estado de 
equilíbrio”. 
Maior flexibilidade para geração de vários 
produtos ao mesmo tempo. 
Menos flexível. 
Custo de produção usualmente mais 
baixo. 
Custo de produção usualmente mais alto. 
Fácil de finalizar e limpar. Facilidade no 
serviço de retirar incrustações. 
Finalização do processo e limpeza muito 
dispendiosa e exigente. 
Tempo de preparo e finalização entre 
lotes inerente ao processo. 
Sem tempo de preparo e finalização, 
exceto para programada e manutenção 
de emergência. Contudo a perda de 
produção em paradas longas pode gerar 
custos altos. 
A não ocorrência de estado de equilíbrio 
significa a necessidade de controle do 
processo e a obtenção de uniformidade 
de produto é mais difícil. 
Custo de operação baixo. 
Inconsistência na produção devido a não 
existência de um estado de equilíbrio. 
 
 
A operação em estado de equilíbrio 
permite maior uniformidade do produto. 
 
 
 
120 
 
O reator batelada é sem dúvida vantajoso para processos em pequena escala, 
como produção de remédios e química fina. É muito útil para estudar a cinética do 
processo, podendo-se variar vários parâmetros para determinar a cinética da reação. No 
entanto, deve ser construído de tal maneira que não apresente caminhos preferenciais, 
com sistema de agitação bastante eficiente para que a mistura seja homogênea. Podem 
ser feitas amostragens intermitentes, ou no término da reação, determinando-se assim as 
composições intermediárias ou do produto final. Para estudos cinéticos retiram-se 
amostragens em diferentes tempos, permitindo acompanhar o sistema reacional com o 
tempo de reação. 
 As desvantagens dependem da escala do sistema. O reator deve ser carregado e 
descarregado, e limpo, resultando num tempo às vezes muito maior do que a própria 
reação. Não exige mão de obra especializada, mas por outro lado exige cuidado especial 
para evitar contaminações. Tem aplicação na indústria farmacêutica, na química fina, em 
produtos naturais e em processos pouco conhecidos. 
 Os reatores contínuos são os mais usados industrialmente em grande escala e em 
todos os processos industriais. Podem ser empregados processos homogêneos e 
heterogêneos e operam durante vários meses ou anos com paradas intermediárias, 
produzindo grandes quantidades de produtos. As condições operacionais são amplas, 
mas exigem um controle contínuo e com sequentemente mão de obra qualificada. 
Há sérios problemas de escoamento e de transferência de calor e massa. O regime 
de escoamento afeta o sistema, principalmente quando são sistemas heterogêneos. As 
variáveis mais importantes, como a vazão, temperatura e concentração devem ser 
controladas continuamente, e exigem um instrumental de grande precisão. 
A principal desvantagem é a ocorrência de entupimentos ou sobrecarga exigindo a 
parada imediata do reator, principalmente nos sistemas de reações com perigo de 
explosão. 
O escoamento num reator do tipo tanque ou tubulardeve ser conhecido. Num reator 
contínuo tipo tanque, o escoamento não pode ter caminhos preferenciais. No reator 
contínuo tubular o escoamento pode ser nos casos limites, laminar, não desejado ou 
turbulento (desejado), mas sem volumes mortos. A forma de escoamento pode causar 
efeitos de difusão radial e longitudinal e, portanto, provocar gradientes de temperatura e 
de concentração radiais e consequentemente afetar a reação química. 
As condições para classificar os reatores ideais são: 
- Reator tubular: o tempo de contato é igual para todas as moléculas ou elementos 
de fluido ao longo do reator quando a velocidade for uniforme na secção transversal do 
tubo, satisfazendo assim o escoamento empistonado. Todas as moléculas têm a mesma 
velocidade. Logo, a concentração é uniforme numa secção transversal do tubo e varia 
somente ao longo do reator. No caso isotérmico a temperatura permanece constante e 
não há variação de temperatura na direção radial ou longitudinal. No caso não isotérmico 
a temperatura varia ao longo do reator. Este reator será denominado PFR ideal. 
- Reator tanque: as moléculas devem ter o mesmo tempo de residência médio no 
tanque e, portanto, a concentração no tanque deve ser igual e a mesma na saída do reator. 
Isto implica que a mistura deve ser uniforme, perfeita. Numa mistura perfeita devem ser 
evitados os volumes chamados "mortos", para que o tempo de residência médio seja 
uniforme. Este reator nestas condições será denominado CSTR ideal. 
- Reator batelada: deve ser de mistura perfeita com concentração homogênea no 
seu volume. Deve ser bem agitado e não deve possuir volumes mortos nos cantos ou nas 
periferias. A temperatura também é uniforme. 
 
121 
 
11. Reatores Reais 
 
Reatores Não Ideais (ou reais) são aqueles para os quais é necessário um 
tratamento matemático específico em função de peculiaridades de reação e/ou reator. 
Nos reatores industriais as reações podem ocorrer em fases múltiplas. É o caso 
de reatores de leito fixo, leito fluidizado, leito de lama e leito trifásico. Nos reatores de leito 
fluidizado e leito de lama o sólido (catalisador), na forma de partículas muito pequenas, 
está em movimento no reator. O escoamento do fluido é complexo. Nestes sistemas o 
escoamento da fase fluida não é homogêneo e há grandes desvios em relação ao 
comportamento ideal de um PFR ou CSTR, caracterizando um reator não ideal. 
Por outro lado, há vantagens excepcionais nestes reatores, onde há melhor 
transferência de massa e calor, melhor e maior contato entre os reagentes, e 
principalmente menor tempo de contato de reação. 
Como nos reatores ideais, as cinéticas e as condições de reação são 
semelhantes, no entanto, a distribuição dos produtos é completamente diferente e para 
correlacioná-los com os experimentos, necessita-se de um estudo mais detalhado das 
condições de não idealidade, levando-se em consideração os escoamentos, os 
fenômenos interfaciais e superficiais e de transferência de calor e massa. Estes 
fenômenos caracterizam a dispersão axial e radial, causados pela difusão e convecção. 
Os exemplos mais conhecidos são mostrados na Figura 11.1. No reator PFR 
vazio, o escoamento pode ocorrer com um perfil de velocidade laminar ou turbulento. O 
escoamento laminar no PFR é caracterizado como um reator não ideal, já que o perfil de 
velocidade numa secção transversal não é uniforme e, consequentemente, o tempo de 
contato entre as moléculas é diferente no centro e próximo a parede. Num escoamento 
turbulento o perfil de velocidade não é uniforme, mas na média pode comportar-se como 
escoamento uniforme, estando mais próximo das condições ideais de um reator ideal, já 
que o tempo de contato entre as moléculas dos reagentes é aproximadamente igual. 
 
Figura 11.1: Tipos de reatores. 
 
 
 
122 
 
Diferentes são os escoamentos em leitos catalíticos, tanto de leito fixo como de 
leito fluidizado ou de lama. Os escoamentos são aleatórios, dependem dos espaços 
vazios no leito fixo por onde fluem os gases ou líquidos reagentes, ou mesmo da 
velocidade aparente do sólido num leito fluidizado ou de lama. Estes são conhecidos como 
reatores não ideais. 
Há duas maneiras que permitem caracterizar os reatores não ideais: 
- Analisando os efeitos de dispersão que causam o desvio do comportamento 
ideal. Esta análise é feita, determinando-se a distribuição do tempo de residência num 
sistema sem reação e determinando o efeito causado sobre a reação, comparando-se as 
conversões calculadas com as experimentais. Isto será feito analisando-se os sistemas 
separadamente, os modelos segregados (micromistura) e não segregados 
(macromistura). 
- Analisando pelas equações básicas de quantidade de movimento, de energia e 
massa os efeitos de difusão e convecção radial e axial, com ou sem reação química sobre 
a reação, avaliando os parâmetros que causam o desvio do comportamento ideal e 
adotando critérios que permitam estimar os efeitos de dispersão radial e axial sobre o 
reator. 
No primeiro caso, a análise é feita através dos modelos segregados e não 
segregados, utilizando-se resultados experimentais de distribuição de tempo de residência 
(RTD). No segundo caso, utiliza-se as equações de balanço de massa, calor e quantidade 
de movimento. 
Ao estudarmos os reatores ideais, que são casos limites, não verificamos a 
influência de outros fenômenos causados pelo escoamento, pela transferência de massa 
e de calor. Portanto, os parâmetros que são estudados são determinados em regime 
cinético sem considerar os efeitos de fenômenos de transporte. Quando isto acontece a 
taxa real é menor que a taxa cinética intrínseca. Nos reatores contínuos CSTR o 
escoamento tem caminhos preferenciais. Nos reatores contínuos tubulares vazios o 
escoamento pode ser laminar, turbulento e ter volumes mortos. O escoamento pode 
causar efeitos de difusão radial e longitudinal e, portanto, provocar gradientes de 
temperatura e de concentração radiais ou axiais, consequentemente afetando a reação 
química. 
O reconhecimento do reator pode ser feito recorrendo-se ao chamado "balanço 
populacional". O que significa isto? Consideremos uma reação química irreversível de 
primeira ordem, sob condições isotérmicas, cuja solução é: 
𝜏 = −
1
𝑘
ln (1 − 𝑋𝐴) 
 
Onde: 
𝑋𝐴 = conversão do reagente A 
 𝑘 = constante cinética (velocidade específica) 
t = tempo de reação 
 
O tempo t é o tempo de contato ou o tempo de residência das moléculas dentro do 
reator. No reator batelada, admite-se que o tempo medido seja igual ao tempo médio de 
contato. Porém, num sistema contínuo, este tempo medido pode ou não ser igual ao tempo 
de contato, pois a distribuição das moléculas ou das propriedades no interior do reator 
pode não ser uniforme ou homogêneo e depende do escoamento. Portanto, é impossível 
determinar as propriedades cinéticas sem conhecer o "verdadeiro" tempo de reação. 
Na realidade o escoamento de um elemento de fluido, constituído por um conjunto 
de moléculas, não é uniforme, fluindo ao longo do reator com tempos de permanência 
diferentes, caracterizando assim os reatores não ideais. 
123 
 
O escoamento ou fluxo depende da forma do reator. O reator tubular cilíndrico é o 
mais usado, mas há outras formas, em particular, tronco cônicas ou cilíndricas com 
escoamentos transversais, que mudam o perfil de velocidade e, portanto, afetam o 
escoamento. 
A escolha do tipo de reator não depende somente do fluxo, mas há vários outros 
fatores, como por exemplo: 
a) Fluxo mais próximo das condições ideais e tempos de residências iguais. 
b) Menor queda de pressão no reator. 
c) Carga do reator (recheio ou catalisador), visando melhor escoamento e menor 
perda de carga. 
d) Troca de calor interno ou externo, que depende se a reação é exotérmica, 
endotérmica e se a operação é isotérmica ou adiabática. 
 
O fluxo no reator e, portanto, as velocidades superficiais numa secção transversal 
do reator, variam com as condições e a forma do reator.O perfil de velocidade no fluxo laminar em tubo cilíndrico pode ser calculado 
apresentando uma distribuição de velocidade variável na secção transversal, causando 
variação no tempo de contato das moléculas ao longo do reator e, portanto, não pode ser 
considerado reator ideal. 
No escoamento turbulento, ou seja, quando o número de Reynolds é alto, a 
distribuição de velocidade varia na direção axial e radial, com maiores velocidades 
próximas as paredes, sendo mais uniforme na parte central do tubo. 
Quanto maior for a velocidade ou o número de Reynolds, mais uniforme se torna o 
perfil de velocidade no reator, aproximando-se bastante do escoamento ideal, 
favorecendo um contato uniforme e, portanto, um tempo de residência médio ideal das 
moléculas. 
Os reatores com colunas de recheio, particularmente os reatores catalíticos, 
apresentam uma distribuição de velocidade bastante heterogênea e é bastante difícil 
prever os espaços vazios e caminhos preferenciais, que dependem do tipo e forma do 
recheio ou partículas de catalisadores e a sua colocação no interior do reator. No entanto, 
o contato das moléculas é muito maior, devido ao aumento da área de contato, 
favorecendo a reação entre as moléculas. Mesmo assim, quanto maior o número de 
Reynolds, ou seja, quanto maior o fluxo, o reator se aproxima mais do escoamento 
turbulento e, portanto, das condições ideais de reator. 
Além do escoamento, devem-se considerar os efeitos de transferência de massa e 
de calor. Nos reatores sem recheio consegue-se prever a troca de calor e, assim, 
determinar as condições para uma operação isotérmica ou adiabática, conhecendo-se o 
perfil de temperatura no leito catalítico. Para fluxos uniformes a transferência de calor 
depende da capacidade calorífica e, portanto, o perfil de temperatura pode ser uniforme, 
havendo grandes desvios, caso a capacidade calorífica seja muito elevada. 
Nos reatores catalíticos ou com recheio, há ainda a influência da condução de calor 
das partículas. A temperatura afeta sensivelmente a constante cinética e 
consequentemente a taxa de reação. Paralelamente, há efeitos de transferência de massa 
por convecção e por difusão nos poros das partículas que dependem do escoamento e 
das propriedades de difusão, afetando sensivelmente a constante cinética e, por 
conseguinte, a taxa de reação química, devido aos diferentes tempos de residência das 
moléculas. 
Estas considerações também valem para os escoamentos em tanques e para o 
reator batelada. No entanto, o contato entre as moléculas depende ainda da forma 
geométrica dos reatores. Devem-se evitar os volumes chamados "mortos". Quanto maior 
a agitação, maior é o contato entre as moléculas e menor é a probabilidade de ocorrerem 
124 
 
volumes mortos. O contato é instantâneo e a concentração na saída do tanque ou no 
reator batelada deve ser o mais uniforme possível. Atinge-se a condição ideal quando a 
mistura for perfeita. A Figura 11.2 ilustra os diferentes casos. 
 
Figura 11.2: Características de escoamentos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
125 
 
12. Reatores com Células Imobilizadas 
 
 
Os sistemas com células imobilizadas têm como principal característica o uso de 
alguma estrutura física de confinamento e que obriga as células a permanecerem em uma 
região particular de um biorreator. 
Devemos distinguir essencialmente dois tipos de processos fermentativos 
realizados através de células imobilizadas. 
O primeiro é aquele que utiliza uma ou algumas das enzimas contidas nas células, 
não havendo necessidade da existência de coenzimas (ATP, NADH e outros) e vias 
anabólicas presentes na replicação celular. 
Em outras palavras, as células não necessitam estar vivas quando imobilizadas; 
somente deve estar ativo o sistema enzimático envolvido na conversão bioquímica 
requerida. 
Exemplo marcante desse processo é a produção industrial de ácido málico, ácido 
aspártico e o xarope de frutose de milho (High Fructose Com Syrup). 
O segundo tipo de processo que utiliza células imobilizadas é aquele em que se 
impõe a necessidade de manter a viabilidade celular, uma vez que os produtos a serem 
formados requerem múltiplos passos de transformações, regeneração de coenzimas, 
presença de cadeia respiratória, vias metabólicas geradoras de intermediários e outros 
mecanismos inerentes às células vivas. 
As principais vantagens dos sistemas com células imobilizadas citadas na 
literatura são as seguintes: 
a) possibilidade de utilização de altas concentrações celulares no volume 
reacional, implicando em maiores velocidades de processamento; 
b) operação de sistemas contínuos à vazão específica de alimentação acima da 
velocidade específica máxima de crescimento, 𝜇𝑚á𝑥, característica da célula não 
imobilizada; 
c) eliminação de problemáticos reciclos externos de células através de uso de 
sedimentadores, filtros e centrífugas; 
d) provável obtenção de maiores fatores de conversão de substrato ao produto 
desejado; 
e) possibilidade de utilização de projeto de biorreatores mais adequados à cinética 
do sistema biológico utilizado; 
f) maior proteção ao sistema biológico em relação ao estresse ambiental, 
ocasionado por elevadas concentrações de substratos, pH e cisalhamento. 
Além disso, esse sistema é único no sentido de possibilitar a utilização de 
fermentação submersa, para o cultivo de linhagens de células de mamíferos dependentes 
de ancoragem em um suporte para seu desenvolvimento adequado. 
Este capítulo tem como objetivo abordar os principais aspectos relacionados com 
os processos que utilizam o sistema de células imobilizadas que detêm sua capacidade 
vital. 
 
12.1 Métodos de imobilização 
 
A imobilização é geralmente conseguida através do contato de um material utilizado 
para a imobilização com as células vivas que se pretende imobilizar, sob condições 
ambientais controladas. O material utilizado para a imobilização é denominado suporte. 
126 
 
As principais características de um suporte para a imobilização de células vivas são 
as seguintes: a) não toxidez às células; b) alta capacidade de retenção; c) resistência ao 
ataque químico e microbiano; d) pouca sensibilidade às possíveis solicitações mecânicas, 
seja de compressão por peso, de tensões de cisalhamento ou eventuais pressões internas 
e externas de gases; e) alta difusividade de substratos e produtos. 
Os suportes mais utilizados na imobilização de células vivas estão apresentados 
na Tabela 12.1. Deve-se destacar que existe possibilidade de se utilizar combinação 
desses materiais para produção de novas matrizes imobilizadoras e de se proceder à 
modificação da superfície dos suportes, com a finalidade de se introduzir grupos 
funcionais que serão responsáveis pela imobilização. 
Existem basicamente três métodos de imobilização de células em suportes, a 
saber, adsorção, ligação covalente e envolvimento. 
Os mecanismos de interação célula-suporte são diferenciados para cada uma 
dessas técnicas. 
 
12.1.1 Adsorção 
 
As forças de interação entre a superfície celular e a superfície do suporte no método 
da adsorção são complexas e envolvem múltiplos tipos de formação de ligações. Deve-se 
destacar aqui as interações eletrostáticas entre cargas opostas de parede celular e 
superfície do suporte, a formação de ligações iônicas entre grupos amínicos e carboxílicos 
da parede celular e um grupo reativo da superfície do suporte e a formação de ligações 
covalentes parciais entre grupos amínicos da parede celular e grupo hidroxila ou silano 
(SiO-) da superfície do suporte. Considera-se, então, adsorção a adesão de células em 
suportes que não foram especialmente funcionalizados para a ocorrência de ligação 
covalente. A principal limitação da técnica reside no fato de que existe influência bastante 
acentuada das condições ambientais promovidas pelo meio de cultivo na capacidade de 
retenção das células no suporte, principalmente as relacionadas com concentração iônica, 
pHe idade da população celular que se deseja imobilizar. 
 
Tabela 12.1: Materiais utilizados na produção de suportes para imobilização de células 
vivas. 
 
 
Os materiais mais comumente utilizados na adsorção são os inorgânicos e os 
polímeros sintéticos mostrados na Tabela 12.1. Deve-se salientar que esses materiais têm 
sido submetidos a tratamentos superficiais, visando a obtenção de estruturas 
macroporosas, com o intuito de se incrementar a capacidade de retenção do suporte. A 
Tabela 12.2 dá alguns exemplos ilustrativos de suportes comerciais utilizados no método 
de adsorção e suas principais características. 
127 
 
12.1.2 Ligação covalente 
 
No método da ligação covalente, os suportes são especialmente funcionalizados 
para conter um grupamento químico, que será responsável pela imobilização da célula ao 
suporte. A literatura descreve várias técnicas que se utilizam desse princípio. Uma das 
mais utilizadas é a sinalização de esferas de vidro, seguida de reação com glutaraldeído. 
Nessa metodologia, esferas de vidro de cerca de 100 a 500 micra são 
primeiramente tratadas com o reagente 𝛾-aminopropil-trietoxisilano (APTS). 
Posteriormente, o grupamento amina resultante reage com glutaraldeído, de forma a se 
produzir uma estrutura espacial que possui um grupamento -HC=O altamente reativo 
(Figura 12.1). A interação da célula com o suporte se dá pela ligação da carbonila do 
suporte com aminas da parede celular. 
 
Tabela 12.2: Suportes comerciais utilizados no método de adsorção. 
 
 
A grande limitação dessa metodologia para imobilização de células vivas é a 
potencial toxicidade do sistema, conferida pela presença do glutaraldeído. 
 
12.1.3 Envolvimento 
 
O envolvimento é o mais utilizado dos métodos de imobilização de células vivas 
pela sua facilidade, baixíssima toxidez e alta capacidade de retenção celular. A técnica 
consiste no confinamento físico de uma população celular em uma matriz polimérica 
formadora de um gel hidrofílico. Os poros da matriz formada são menores que as células 
contidas em seu interior. 
Em contato com o meio de cultura, há o estabelecimento de um fluxo de substratos 
para dentro das partículas de gel, onde são consumidos pela população imobilizada. Os 
produtos formados no interior da matriz difundem-se através do gel e se acumulam no 
meio de cultura. Os materiais mais utilizados para produção das partículas de gel são os 
polímeros naturais ágar, k-carragenana, alginato e pectina. A gelificação do primeiro é 
realizada simplesmente pelo abaixamento de temperatura e, dos últimos, através da ação 
de um cátion mono ou bivalente, como K+ ou Ca2+. O método consiste em se preparar 
inicialmente uma solução do polímero em água a 1 a 4% em peso. Em seguida suspende-
se nessa solução uma população celular previamente crescida. Procede-se então ao 
gotejamento da suspensão células-polímero em uma solução aquosa de CaCl2 ou KCl 
0,05 a 0,5 M, sob agitação branda. As partículas formadas têm diâmetro de 0,5 a 5 mm e 
densidade populacional até cerca de 250 mg de biomassa seca g-1 de matriz. A Figura 
12.2 ilustra o procedimento. 
O gel de poliacrilamida é utilizado para o envolvimento das células vivas de uma 
maneira diferenciada. Uma solução aquosa do monômero acrilamida é pré-polimerizada 
em presença de um catalisador orgânico que possui um radical amina. A cultura celular é 
128 
 
então suspensa na solução do polímero, efetuando-se a seguir a adição de um agente 
para produzir as ligações cruzadas responsáveis pela gelificação da matriz. 
Posteriormente, a matriz obtida é granulada e utilizada nos biorreatores. 
 
Figura 12.1: Preparação de suporte para imobilização de células por ligação covalente. 
 
 
A principal desvantagem da técnica de imobilização por envolvimento é a limitação 
imposta pela difusão intraparticular de substratos e produtos metabólicos. 
O tamanho da partícula, a difusividade das espécies através da matriz polimérica 
e a concentração celular na partícula devem ser otimizadas, no sentido de se minimizar 
esses efeitos. 
 
 
Figura 12.2: Imobilização de células por envolvimento em gel hidrofílico induzida por 
Ca2+ e K+. 
 
 
12.2 Tipos de biorreatores empregados 
 
O confinamento celular, ensejado pelas técnicas de imobilização, permite a 
utilização de biorreatores de configuração bastante diferenciadas do tradicional 
fermentador do tipo tanque continuamente agitado (STR). A maior parte dos biorreatores 
estudados para sistemas com células imobilizadas, constituem-se de colunas operadas 
129 
 
continuamente, contendo um leito fixo ou fluidizado das partículas com as células 
imobilizadas. 
 
12.2.1 Leito fixo 
 
O leito fixo disposto verticalmente tem sido o mais utilizado (Figura 12.3a). 
Normalmente a coluna é esterilizada e empacotada com as partículas de gel hidrofílico 
que contêm as células imobilizadas, no caso da utilização da técnica de envolvimento. 
Quando o método escolhido é a adsorção ou ligação covalente, após o 
empacotamento e eventual esterilização da coluna, faz-se circular através do leito uma 
suspensão celular previamente cultivada, para a promoção de sua adesão às partículas. 
Para prevenir a compactação do leito formado pelas partículas de gel hidrofílico, 
tem sido proposta a utilização de colunas de seção circular ou retangular munidas de 
chicanas transversais, ou de colunas em estágios. 
Os leitos fixos de partículas imobilizadas, particularmente por adsorção, 
apresentam também dificuldades operacionais quando em operação contínua de longa 
duração, devido ao sobrecrescimento da biomassa celular dentro do leito fixo, 
ocasionando o bloqueio físico do sistema, com a formação de caminhos preferenciais e 
consequente queda de conversão. Alguns autores têm procurado contornar o problema, 
através da admissão periódica ao sistema de meio de cultura limitado em algum nutriente," 
ou da passagem frequente de uma corrente gasosa (N2 ou CO2), visando a remoção do 
excesso de biomassa formada. 
Nos processos biológicos onde a evolução de CO2 é intensa, produzindo aumentos 
indesejáveis de pressão e formação de caminhos preferenciais, tem sido proposta a 
utilização do leito fixo horizontal (Figura 12.3b). Esse arranjo tem proporcionado 
desempenhos mais satisfatórios para esse tipo de processo. A colocação de chicanas 
nesse sistema também tem sido útil para a minimização de problemas de retromistura 
("backmixing") do fluido que escoa através do leito. A eliminação desse fenômeno é 
particularmente útil em processos fermentativos que possuam inibição pelo produto. 
O controle dos principais parâmetros de processo (pH, oxigênio dissolvido e 
temperatura) obviamente é bastante complicado de se efetuar no leito fixo. Uma 
formulação bastante original desse tipo de biorreator é a utilização de um leito fixo de fluxo 
paralelo, formado de placas de gel de resina de polietileno-glicol fotopolimerizada (Figura 
12.3c). 
Os autores sustentam que esse arranjo contém vários dos problemas encontrados 
com os leitos fixos convencionais, quais sejam, entupimento por sobrecrescimento da 
biomassa, necessidade de remoção do CO2 formado e formação de caminhos 
preferenciais. O controle das principais variáveis de processo tende a ser também mais 
fácil de se efetuar. O leito fixo proposto opera de forma vertical e a manufatura das placas 
com as células imobilizadas, segundo os autores, pode ser efetivada em larga escala e 
de forma asséptica. 
 
12.2.2 Leito fluidizado 
 
Outro tipo de biorreator bastante estudado é o leito fluidizado (ou expandido) de 
partículas de células imobilizadas por adsorção ou envolvimento. A literatura descreve 
configurações diversas desse tipo de fermentador. 
 
 
130 
 
Figura 12.3: (a) Leito fixo vertical; (b) Leito fixo horizontal; (c) Leito fixo de fluxo paralelo. 
 
 
Basicamente o biorreator constitui-se de uma coluna vertical de seção circular, 
dentro da qual as partículas com as células imobilizadas são carregadas, atécerca de 
70% do volume útil do fermentador, e fluidizadas ou expandidas através de um dos 
seguintes mecanismos: a) introdução na base da coluna de ar atmosférico ou de um gás 
inerte (N2 ou CO2); b) reciclo parcial do efluente da coluna; c) movimentação interna do 
fluido promovida por agitação mecânica (Figura 12.4a, b, c). Eventualmente a expansão 
do leito pode ser promovida pelo próprio gás carbônico formado durante o processo, como 
é o caso da fermentação alcoólica. 
 
Figura 12.4: (a) Leitos fluidizados por reciclo, (b) gás e (c) agitador. 
 
 
As principais dificuldades encontradas nos leitos fixos (remoção de gases e do 
excesso de biomassa, dificuldade de controle de variáveis de processo) são facilmente 
contornáveis nos leitos fluidizados. 
É possível afirmar-se que, de uma maneira geral, os sistemas de leito fluidizado 
possuem escoamento mais próximo do tipo mistura completa ("backmixing") e os de leito 
fixo, do tipo pistonado ("plugflow"). Assim, biorreatores de leito fluidizado em série podem 
eventualmente ser utilizados para aqueles processos que se beneficiem de um 
escoamento mais próximo do tipo pistonado, como é o caso da fermentação alcoólica. 
 
131 
 
12.3 Aspectos relativos ao transporte de massa 
12.3.1 Efeitos difusivos 
 
Um dos aspectos mais importantes dos sistemas com células imobilizadas é o 
efeito que as limitações de transporte de massa de reagentes e produtos podem impor 
sobre a cinética das transformações bioquímicas realizadas pelas partículas. Essas 
resistências são devidas ao filme de fluido que se forma ao redor das partículas (difusão 
interparticular) e ao transporte condutivo através das partículas (difusão intraparticular), 
como mostra a Figura 12.5. Assim, a eficiência (𝜂) de uma partícula que contém células 
imobilizadas é definida como sendo a relação entre a velocidade real de reação, 𝑟𝑝, e a 
velocidade reacional máxima possível na ausência de qualquer limitação de transporte de 
massa, 𝑟𝑚á𝑥, dado por : 
𝜂 = 𝑟𝑝 𝑟𝑚á𝑥⁄ 
 
A difusão interparticular depende das condições hidrodinâmicas do fluido ao redor 
das partículas, a saber, velocidade do fluido, diâmetro da partícula e propriedades físicas 
do fluido como viscosidade e densidade. A transferência de massa de uma molécula 
(substrato ou produto) através do filme de fluido que se forma ao redor de uma partícula 
é diretamente proporcional à diferença de concentração dessa molécula no seio do fluido 
e na superfície externa da matriz imobilizadora. 
O coeficiente de transporte de massa, nesse caso contido no adimensional 
denominado número de Sherwood (𝑆ℎ = 𝑘𝑥𝐷 𝑐𝐷𝑠⁄ ), está relacionado com o número de 
Reynolds (𝑅𝑒 = 𝐷𝑣𝜌 𝜇⁄ ) e com o número de Schmidt (𝑆𝑐 = 𝜇 𝜌𝐷𝑠⁄ ) através de uma 
equação da seguinte forma: 
𝑆ℎ = 𝑎 𝑅𝑒𝑛 𝑏 𝑆𝑐𝑚 
 
onde: 
D = diâmetro da partícula (m) 
𝑣 = velocidade do fluido (m.s-1) 
𝜌 = densidade do fluido (kg.m-3) 
𝜇 = viscosidade do fluido (kg.m-1.s-1) 
𝑘𝑥 = coeficiente de transferência de massa através do filme (moles m
-2.s-1) 
𝐷𝑠= difusividade do substrato S (m
2.s-1) 
c = concentração molar (moles m-3) 
a, n, m = constantes da equação. 
 
Figura 12.5: Efeito difusivo em partícula de células imobilizadas de diâmetro D. 
 
 
Assim, o aumento do coeficiente de transporte de massa, 𝑘𝑥, através do filme de 
fluido é proporcional ao aumento do número de Reynolds do sistema. 
132 
 
Esse efeito pode ser conseguido através do aumento da velocidade do fluido, 𝑣, 
no caso de reatores de leito fixo e aumento da velocidade de agitação ou da vazão de 
reciclo, no caso dos reatores de leito fluidizado. Nesse caso, 𝑟𝑝 → 𝑟𝑚á𝑥, e 𝜂 → 1, e a 
velocidade de reação se torna a máxima possível 𝑟𝑚á𝑥. 
A difusão intraparticular depende da concentração celular, da estrutura e do 
tamanho da matriz que contém as células imobilizadas, e do tamanho das moléculas que 
se difundem através das partículas. A transferência de massa de uma molécula (substrato 
ou produto) através de uma partícula formada pela matriz imobilizadora e pelas células 
imobilizadas é diretamente proporcional ao gradiente da concentração dessa molécula na 
superfície externa da matriz imobilizadora e no centro da partícula (equação abaixo). O 
coeficiente de transporte de massa nesse caso é dado pela difusividade efetiva 𝐷𝑒𝑓, e está 
relacionado com outras propriedades das partículas, segundo a equação: 
𝑁𝑠 = −𝐷𝑒𝑓(𝑑𝑠 𝑑𝑟⁄ ) 
 
onde: 𝑁𝑠= fluxo molar de S através da partícula (moles m
-2.s-1) 
𝐷𝑒𝑓 = difusividade efetiva de S através da partícula (m
2.s-1) 
𝑑𝑠 𝑑𝑟⁄ = gradiente de concentração de S. 
O valor de 𝐷𝑒𝑓 deve ser medido experimentalmente, e metodologias são 
apresentadas na literatura para sua determinação em matrizes de gel. 
No caso da difusão intraparticular, a eficiência da reação 𝜂 está correlacionada com 
um grupamento adimensional, denominado módulo de Thiele, (Φ), que é proporcional à 
razão da velocidade real da reação e à velocidade de difusão do substrato ou do produto 
através da partícula. A literatura descreve vários tipos desse adimensional, dependendo 
do tipo da cinética do processo fermentativo em questão e da geometria da partícula com 
as células imobilizadas. 
 
12.3.2 Modelagem matemática 
 
A modelagem matemática de sistemas com células imobilizadas é bastante 
complexa. 
Para a descrição dos reatores que se utilizam desse sistema, aos efeitos de inibição 
por substratos e produtos de metabolismo que são tradicionalmente adicionados à cinética 
clássica proposta por Monod, devem ser acrescidos também efeitos físicos. 
Esses últimos estão relacionados com a transferência de massa de substratos e 
produtos, com o desvio de comportamento ideal do fluxo de fluido através dos reatores e 
com a mudança da fisiologia das células imobilizadas. 
Esses fatores são normalmente descritos por sistemas de equações diferenciais 
parciais, que podem ser resolvidas numericamente (método de colocação ortogonal e 
método de Runge-Kutta de quarta ordem, por exemplo), utilizando-se computador. Está 
além do escopo deste capítulo a exploração dessa metodologia, e a literatura possui vários 
exemplos da técnica. 
 
12.4 Processos que utilizam células imobilizadas 
 
Provavelmente o mais antigo dos processos que faz uso das células imobilizadas 
remonta ao século passado, e se constitui na fermentação acética de uma corrente de 
vinho, que é reciclada através de um leito fixo formado de suporte, o qual abriga uma 
população nativa de microrganismos acidogênicos. 
133 
 
Nos últimos anos, a partir de um trabalho pioneiro de imobilização de células 
microbianas e de organelas em gel hidrofílico de alginato de cálcio, o tema ganhou novo 
impulso e uma grande quantidade de informações, abrangendo virtualmente todos os 
produtos de síntese realizadas por células livres, tem sido também experimentada por 
células imobilizadas. O objetivo deste capítulo não é fazer uma revisão extensa do tema, 
mas tão somente descrever alguns exemplos de aplicação, para apontar as 
potencialidades do método. 
 
12.4.1 Produção de etanol 
 
A fermentação alcoólica contínua de carboidratos por leveduras e bactérias tem 
sido, entre os sistemas imobilizados de células vivas, o mais estudado nos últimos anos. 
A técnica de imobilização mais empregada é a de envolvimento em gel hidrofílico 
onde se destacam as matrizes formadas por alginato, K-carragenana e pectina. Resinas 
de troca jônica e polimerizadas por fotorradiação também têm obtido sucesso. Em 
virtualmente todos esses sistemas, altas concentrações de células excedendo 100 g de 
biomassa/litro de reator são alcançadas, com elevados valores de fator de conversão de 
carboidratos a etanol e consumo da fonte de carbono quase que completo. 
Produtividades, em etanol de cerca 20 a 30 g/litro de reator h para Saccharomyces 
cerevisiae imobilizada em gel hidrofílico e de até 100 g/litro de reator h para Zymomonas 
mobilis imobilizada emresina de troca iônica, são apontadas na literatura. 
Reatores de leito fixo (vertical, horizontal ou de fluxo paralelo) e leito fluidizado têm 
sido utilizados com sucesso, e vários são os dispositivos empregados para superar os 
inconvenientes inerentes a esse processo, ligados principalmente à enorme produção de 
gás carbônico associado ao etanol. 
Pelo menos um processo, que utiliza levedura imobilizada em gel de alginato de 
cálcio em reatores de leito fluidizado, desenvolvido pela Kyowa Hakko Kogyo Co. do 
Japão, foi demonstrado em escala piloto (Figura 12.6). A imobilização das células foi 
realizada através do gotejamento da suspensão de levedura e alginato de sódio dentro 
dos reatores, que eram previamente preenchidos com uma solução de cloreto de cálcio. 
O sistema operava com a alimentação contínua de uma solução de melaço diluída a uma 
concentração de carboidratos de 150 g/L, alimentada na base do primeiro fermentador. A 
fluidização dos leitos era alcançada devido à grande quantidade de CO2 formado. 
A produtividade do sistema foi de 20 g de etanol/litro de reator h, a uma 
concentração de etanol no caldo fermentado de 68 g/L e rendimento da fermentação de 
95% do valor teórico. 
Afirma-se que a planta piloto produzindo 12 m3 de etanol por dia operou, nas 
condições acima descritas, por 6 meses, sem perda de estabilidade. Essa característica 
foi conseguida, segundo os autores, graças à adição de esteróides na matriz de 
imobilização e pela aeração adequada dos reatores, o que proporcionou uma população 
de leveduras imobilizadas altamente viável. 
Os valores de produtividade em etanol e de rendimento da fermentação são 
superiores aos processos de produção de etanol do tipo batelada alimentada (processo 
Melle-Boinot), hoje operando em nosso país, que são respectivamente da ordem de 6 g 
de etanol/litro de reator h e 86%. 
 
 
 
 
134 
 
Figura 12.6: Fluxograma simplificado para produção de etanol utilizando levedura 
imobilizada. 
 
 
12.4.2 Produção de antibióticos 
 
A produção de antibióticos com células imobilizadas também tem sido objeto de 
estudo. Uma das abordagens mais interessantes nesse tema é a descrita por ARCURI et 
al do Centro de Pesquisas da companhia Merck, Sharp & Dohme dos Estados Unidos. 
Nesse trabalho, estudou-se a síntese do antibiótico thienamicina por células de 
Streptomyces cattleya imobilizada em partículas de celite, de granulometria de 60 a 80 
mesh. A imobilização se dava através do contato de uma suspensão celular, previamente 
crescida em um meio de cultura completo, na qual se adicionava assepticamente uma 
massa de celite esterilizada, que era posteriormente transferida para um reator constituído 
de um leito fluidizado, como apresentado na Figura 12.3a. Meio de cultura completo era 
então continuamente introduzido pela base da coluna, enquanto o efluente livre das 
partículas de celite era retirado pelo topo da coluna, de maneira a se manter constante o 
nível do sistema. 
A fluidização do leito era conseguida através do reciclo parcial do efluente para a 
base da coluna, e a aeração era feita através de dispersor localizado na base da coluna. 
Após cerca de 4 a 5 dias, o reciclo, a aeração e a alimentação eram 
descontinuados, as células imobilizadas eram decantadas, e o meio de cultura para 
crescimento celular era retirado do sistema. Esse meio era, em seguida, substituído por 
um outro meio de cultura limitado em vitaminas e sais minerais, com a finalidade de 
promover a síntese do antibiótico. As operações de reciclo e aeração eram então 
reiniciadas e, a cada 24 horas, um novo ciclo dessas operações, denominado pelos 
autores de "sangria e alimentação", era refeito. 
Análise dos dados indicou que foi possível separar a fase de crescimento da 
biomassa e a fase de produção do antibiótico, através da manipulação de meios de cultura 
diferenciados e da forma de operação do leito fluidizado. As partículas de celite, após a 
fase de crescimento, possuíam cerca de 45% de sua superfície recoberta de biomassa de 
Streptomyces, firmemente imobilizada a uma densidade de cerca de 240 mg de células/g 
de suporte, comparável aos métodos de imobilização por gel hidrofílico. A estabilidade do 
sistema era bastante grande, uma vez que os autores descreveram operações contínuas 
por mais que 30 dias, produzindo o antibiótico. 
É importante salientar que a estabilidade do sistema para produção desse 
antibiótico, do mesmo modo que para a produção de etanol, pôde ser conseguida através 
135 
 
da manipulação de variáveis controláveis de processo, na qual se destaca o manejo de 
meios de cultura. 
 
12.4.3 Tratamento de resíduos 
 
O tratamento de resíduos é visto como uma das áreas mais significativas de 
aplicação para os processos com células imobilizadas. 
A maior parte dos conceitos desenvolvidos são baseados em populações 
bacterianas não definidas, que formam um filme de biomassa sobre superfícies sólidas, 
retidas dentro de leitos fixos ou fluidizados. Processos de nitrificação e denitrificacão,8 e 
produção de metano a partir de resíduos, encontram aplicação nesses sistemas. 
Recentemente, o uso de populações microbianas, especializadas na degradação 
de compostos recalcitrantes (xenobióticos), tem encontrado na imobilização celular uma 
técnica extremamente útil para o projeto e operação de biorreatores de alto desempenho. 
Esses compostos se constituem principalmente de resíduos de processamentos químicos, 
como os organoclorados e os heteroaromáticos. 
Devido à cinética desse tipo de processo ser altamente inibitória, em relação à 
concentração desses substratos, reatores completamente agitados são preferíveis aos do 
tipo escoamento pistonado. Assim, leitos fluidizados com reciclo parcial de efluente, e/ou 
introdução de corrente gasosa, permitem aos sistemas operarem à máxima velocidade de 
conversão. 
Suportes de escolha para esse tipo de processo incluem partículas esféricas de 
vidro poroso e blocos de espuma de poliuretano. 
 
12.4.4 Produção de metabólitos utilizando células animais 
 
O cultivo de células animais em fermentadores é realizado atualmente para 
produção de diversas substâncias, como vacinas, a enzima proteolítica uroquinase, 
anticorpos monoclonais e interferon. Alguns tipos de células animais necessitam estar 
imobilizadas em suporte sólido compatível, para que possam se desenvolver. 
A "ancoragem" ou imobilização de células animais em suportes tem merecido 
atenção nos últimos anos. 
Um dos métodos mais bem-sucedidos, na imobilização de hibridomas para a 
produção de anticorpos monoclonais em larga escala se constitui numa variação do 
envolvimento celular em gel de alginato de cálcio. De fato, as células são submetidas ao 
envolvimento em gel, como apresentado na Figura 12.2. Um recobrimento posterior da 
superfície das partículas com polilisina é efetuado, seguido da dissolução e remoção da 
matriz de alginato. Durante a promoção do crescimento, as células ocupam todo o espaço 
interno da partícula, formando uma densa população ativa. 
Células animais também têm sido envolvidas em gel de polissacarídeos, e 
adsorvidas em microssuportes especialmente projetados para essa finalidade. Os 
reatores utilizados têm sido o leito fluidizado, (Figura 12.4b) e o expandido (Figura 12.4a), 
para a produção de anticorpos monoclonais. 
12.5.5 Utilização de microrganismos geneticamente modificados 
 
Microrganismos geneticamente modificados têm propiciado oportunidades 
extremamente interessantes para a produção industrial de metabólitos e de proteínas 
136 
 
especializadas. O desempenho dos biorreatores, que fazem uso de microrganismos que 
albergam plasmídeos exógenos, é, entretanto, largamente influenciado pelo caráter 
instável destes microrganismos. Dois tipos de instabilidade podem ocorrer: estrutural, 
devido à instabilidade do próprio plasmídeo transferido e segregacional, devido à 
insuficiência de transferência do plasmídeo para as células filhas durante a divisãocelular. 
Nesse caso, devido às diferenças de velocidade específica de crescimento das células 
transformadas e da população livre do plasmídeo, essas últimas têm capacidade de 
rapidamente se tornar a população dominante, implicando em perda irreversível da 
capacidade produtiva do biorreator. A utilização da pressão de seleção, via linhagens 
transformadas, que levam marca de resistência a um antibiótico como método de 
prevenção da predominância de linhagens não transformadas, é uma possibilidade 
factível em nível de bancada. Todavia, devido ao elevado custo desse insumo, o método 
tende a ser irrealista em escala industrial. 
A imobilização de células microbianas pelo método de envolvimento, tem sido 
reportada em literatura na produção de importantes produtos proporcionados pela 
engenharia genética de microrganismos. A Tabela 12.3 ilustra algumas dessas 
aplicações. 
 
Tabela 12.3: Imobilização de microrganismos geneticamente modificados. 
 
 
12.5 Conclusões 
 
Nos últimos anos, a partir de trabalhos pioneiros na década de 70 sobre a imobilização 
de células microbianas e de organelas em gel hidrofílico desenvolvidos por vários autores, 
essa tecnologia vem ganhando importância crescente. Ela vem contribuindo para uma 
nova abordagem dos sistemas biológicos, gerando uma família inteiramente diferente de 
biorreatores de alto desempenho. Sua característica mais diferenciada é o confinamento 
físico de elevadas densidades celulares em uma dada região do sistema, independente 
dos fluxos de substratos e produtos, propiciando sua reutilização ilimitada. 
A completa compreensão e domínio dessa tecnologia, principalmente no que se refere 
à fisiologia das células imobilizadas e sua relação com as propriedades físicas das 
matrizes de imobilização, ainda está para ser completamente elucidada, razão pela qual 
a aplicação desse sistema está circunscrita ainda a poucos casos em escala comercial. 
As potencialidades do método, entretanto, estão bastante bem demonstradas para a 
biossíntese de virtualmente qualquer classe de metabólito celular. É provável que, em um 
futuro próximo, produtos de alto valor agregado, bem como a utilização de microrganismos 
especializados no tratamento de resíduos de difícil biodegradação, devam encontrar 
nessa técnica uma alternativa de processo bastante interessante. 
 
 
 
137 
 
13. Reatores com Enzimas Imobilizadas 
 
Conversões bioquímicas podem ser feitas em reatores, usando-se 
microrganismos, organelas celulares ou enzimas isoladas como catalisadores. 
No que tange às enzimas, tanto as extracelulares quanto várias intracelulares 
encontram-se amplamente disponíveis, e são usadas em diversos processos industriais 
(Tabela 13.1). 
No momento é impensável o uso de enzimas isoladas em processos 
multienzimáticos, tal como seria necessário, por exemplo, em processos de síntese 
química. 
O custo da fermentação, associado aos custos relacionados com o isolamento da 
enzima e, nos casos pertinentes, os referentes à imobilização, devem ser minuciosamente 
avaliados, frente às potenciais vantagens de se utilizar um processo enzimático. 
Quando comparadas aos microrganismos, as enzimas isoladas poderão fornecer 
maior rendimento num dado produto, já que substâncias colaterais contaminantes, 
resultantes do metabolismo e/ou lise celular, não seriam formadas. No caso particular da 
imobilização, há a possibilidade de se modificar as características cinéticas da enzima. 
A escolha entre as formas solúvel e insolúvel de uma enzima depende da natureza 
do processo de conversão e da estabilidade operacional das duas formas. Pela sua 
natureza, alguns processos, como panificação e amaciamento de carnes, tornam inviável 
a recuperação das enzimas, desde que as mesmas são usadas na forma solúvel e 
adicionadas nos estágios finais dos processos. Embora em algumas situações a escolha 
seria afetada pelo fato de ser possível a remoção da enzima imobilizada do produto final, 
garantindo desta forma uma menor contaminação protéica, e/ou pela possibilidade de 
mudança da cinética da reação, é inegável que a estabilidade operacional do sistema 
imobilizado apresentaria um peso ponderável na decisão entre enzima solúvel versus 
enzima insolúvel. 
 
Tabela 13.1: Alguns exemplos de enzimas industriais. 
 
138 
 
13.1 Reatores enzimáticos 
 
A princípio, quando se dispunha apenas de enzima na forma livre e solúvel, o único 
tipo de reator utilizável era o de batelada. Contudo, com o advento das enzimas 
imobilizadas, surgiu a possibilidade de se utilizar outros tipos de reatores. 
Pode-se dizer, pela análise da literatura, que o número de reatores possíveis e 
preconizados é no mínimo igual ao número de estudiosos do setor. No entanto, a maioria 
deles são inviáveis economicamente, quer por exigirem grandes dimensões, quer por 
apresentarem baixas porcentagens de conversão. 
 
13.1.1 Tipos 
 
13.1.1.1 Reator de batelada 
 
Este tipo pode ser usado em processos onde, terminada a reação, a enzima 
imobilizada pode ser separada da mistura final com relativa facilidade (filtração, 
decantação, por exemplo). 
 
13.1.1.2 Reator agitado contínuo 
 
Neste caso há entrada e saída contínua de fluido. Eventualmente uma certa 
quantidade de enzima pode ser arrastada no efluente, devendo-se, por isso, acoplar na 
saída um sistema que permita recuperá-la (filtração, por exemplo). 
 
13.1.1.3 Reator de leito fixo 
 
Neste tipo de reator a enzima imobilizada é empacotada, permanecendo 
estacionária, enquanto a solução de substrato é bombeada através dela. 
 
13.1.1.4 Reator de leito fluidizado 
 
A enzima imobilizada nesse caso encontra-se em suspensão no interior do reator, 
sendo a solução de substrato bombeada através dela. A velocidade de fluxo da solução 
de substrato é tal, que impede a deposição das partículas no fundo do reator, e é fraca o 
suficiente para evitar que as mesmas sejam arrastadas no efluente. 
 
13.1.2 Fatores a considerar na escolha do reator 
 
13.1.2.1 Uso e custo do reator 
 
Basicamente o modo de operação do reator estará na dependência do "out-put" 
desejado. Nos casos em que o "output" é baixo, deve-se dar preferência ao reator tipo 
batelada, que representa um sistema barato e flexível (no sentido de poder ser usado em 
diferentes processos). 
No caso do reator contínuo de qualquer tipo, o seu emprego usualmente será 
planejado para um processo específico, o que eleva o custo do investimento inicial. 
Contudo, um reator desse tipo apresenta as vantagens: de custo de mão-de-obra 
reduzido, possibilita a automação e a constância das condições de reação. 
139 
 
13.1.2.2 Reutilização da enzima 
 
A decisão de se reutilizar ou não uma enzima, dependerá de considerações de 
ordem técnica e de custo. Com exceção de algumas enzimas extracelulares (por exemplo, 
amilases, proteases), as demais são instáveis para uso prolongado em reatores, podendo 
a imobilização, nestes casos, tornar-se uma alternativa atraente. 
Considerando os custos totais referentes à enzima livre, suporte e imobilização, é 
possível calcular o número de reutilizações em um reator batelada ou o tempo requerido 
(no caso do reator contínuo), que tornariam o custo do processo da mesma ordem de 
grandeza daquele apresentado pelo uso da enzima na forma solúvel. A economicidade da 
reutilização estará na dependência da relação custo do catalisador/custo total do 
processo. É claro que a reutilização limitará a escolha do reator àquele que propiciar o 
modo de retenção do catalisador mais eficiente. 
 
13.1.2.3 Requisitos operacionais 
 
Os requisitos operacionais do processo podem limitar severamente a escolha do 
reator. Lembrando que a maioria das reações bioquímicas requer controles de 
temperatura e pH, então um reator tipo tanque-agitado poderá ser usado. Algumas vezes, 
no entanto, é necessário fornecer substrato ao sistema de reação de um modo 
intermitente, como no caso em que o substrato em elevada concentração inibe a enzima. 
Issopode ser conseguido usando-se um reator tubular. No caso de tanques agitados 
operados de forma contínua deve-se utilizar vários deles em série. 
Caso no fluido de alimentação existam sólidos insolúveis, então o reator de leito 
fixo não pode ser usado. Finalmente, em processos contínuos pode ser necessária a 
adição de uma nova quantidade de enzima, para suprir a perda de atividade catalítica 
durante o processo contínuo prolongado. No caso do reator continuo agitado, tal 
acréscimo poderá ser feito a qualquer momento, sem a necessidade de interromper o 
processo, que não é possível na maioria dos outros tipos de reatores, cujo funcionamento 
deverá forçosamente ser interrompido. 
 
13.1.3 Cinética de reatores enzimáticos 
 
Para o desenvolvimento das equações de processos referentes aos reatores do 
tipo batelada e contínuos (tubular e contínuo agitado) admitir-se-ão as seguintes 
premissas: (a) condição de fluxo ideal; (b) reação irreversível; (c) ausência de efeitos 
inibitórios; (d) reação do tipo S → P; (e) reação catalisada por uma só enzima, cuja cinética 
obedece ao modelo de Michaelis-Menten. 
 
13.1.3.1 Reator tipo batelada (RB) 
 
Em primeiro lugar definamos os seguintes termos: 
𝑉𝐵 = volume da mistura em reação (L); 
𝑀 = massa total do sistema em reação (kg); 
𝑅𝐴 = vazão mássica de entrada de substrato (kg/h); 
𝑅𝑆 = vazão mássica de saída de substrato (kg/h); 
𝑅𝐶 = razão de consumo do substrato no reator (kg/h); 
𝑅𝐸 = razão de variação do substrato no reator (kg/h); 
𝜌 = densidade (kg/L); 
140 
 
𝑆0 = concentração inicial de substrato (g/L); 
𝑆 = concentração de substrato num instante qualquer (g/L); 
𝑚 = massa inicial de substrato (kg); 
𝑥′ = massa de substrato consumida/massa total (M) 
𝑥 = massa de substrato consumida/massa inicial de substrato (𝑚) 
𝑣 = massa de substrato consumida/tempo.unidade de volume (kg/L • h) 
 
Seja a equação do balanço material em relação ao substrato: 
𝑅𝐴 − 𝑅𝑆 − 𝑅𝐶 = 𝑅𝐸 
 
Como 𝑅𝐴 = 𝑅𝑆 = 0 (nada entra e nada sai), temos: 
−𝑅𝐸 = 𝑅𝐶 
 
 Lembrando que: 
𝑅𝐶 = 𝑣. 𝑉𝐵 
 
𝑅𝐸 = −𝑀. 𝑑𝑥
′ 𝑑𝑡⁄ 
 
Fazendo substituições entre as equações acima, temos: 
−𝑣. 𝑉𝐵 = −𝑀. 𝑑𝑥
′ 𝑑𝑡⁄ 
 
e integrando: 
∫ 𝑑𝑡 = 𝑀∫ 𝑑𝑥′ 𝑣. 𝑉𝐵⁄
𝑥′
0
𝑡
0
 logo 𝑡 = 𝑀∫ 𝑑𝑥′ 𝑣. 𝑉𝐵⁄
𝑥′
0
 
 
ou 
𝑡 = ∫ 𝜌. 𝑑𝑥′ 𝑣⁄
𝑥′
0
 
 
Sabendo que 𝑚𝑑𝑥 = 𝑀𝑑𝑥′ ou 𝑑𝑥′ = (𝑚 𝑀⁄ ). 𝑑𝑥 e substituindo na equação 
anterior, tem-se (quando a densidade é constante): 
𝑡 = 𝑆0∫ 𝑑𝑥 𝑣⁄
𝑥
0
 
 
como: 
𝑆 = 𝑆0. (1 − 𝑥) 
 
então, fazendo as devidas substituições entre as três últimas equações e resolvendo-se 
as integrais, chega-se à equação de processo: 
𝑡 = (𝑥𝑆0 𝑉𝑚á𝑥⁄ ) − (𝐾𝑚 𝑉𝑚á𝑥⁄ ). ln (1 − 𝑥) 
 
onde 𝑉𝑚á𝑥 é a velocidade máxima da reação catalisada pela enzima e 𝐾𝑚 é a constante 
de Michaelis-Menten (corresponde à concentração de substrato para a qual a velocidade 
da reação é metade da velocidade máxima). 
 
13.1.3.2 Reator tubular (RT) 
 
O balanço será feito considerando o reator operando em regime permanente. 
Além das definições apresentadas no item anterior, acrescentam-se as seguintes: 
A= massa de alimentação total (kg); 
141 
 
 x' (conversão) = massa de substrato consumida/ massa de alimentação total (A) 
xs (fração mássica de substrato) = massa de substrato /massa de alimentação total 
(A) 
VR = volume do reator 
Q = vazão volumétrica de alimentação (L/h) 
ta (tempo de residência) = VR/Q (h) 
𝑅𝐴 − 𝑅𝑆 − 𝑅𝐶 = 𝑅𝐸 
 
Em regime permanente 𝑅𝐸 = 0 (não há acúmulo). Logo a equação acima fica: 
𝑅𝐴 − 𝑅𝑆 − 𝑅𝐶 = 0 
 
 
Como 
𝑅𝐴 = 𝐴. 𝑥𝑆 − 𝐴. 𝑥
′ 
𝑅𝑆 = 𝐴. 𝑥𝑆 − (𝑥
′ + 𝑑𝑥′). 𝐴 
𝑅𝐶 = 𝑣. 𝑑𝑉𝑅 
 
Substituindo esses parâmetros na equação 𝑅𝐴 − 𝑅𝑆 − 𝑅𝐶 = 0, tem-se: 
𝐴. 𝑑𝑥′ = 𝑣. 𝑑𝑉𝑅 
 
Rearranjando e integrando a equação acima, obtém-se a equação de projeto para 
o reator tipo tubular: 
𝑉𝑅
𝐴
= ∫
𝑑𝑥′
𝑣
𝑥′𝑆
0
 
 
Como 𝐴 = 𝜌. 𝑄 e 𝑡𝑎 = 𝑉𝑅 𝑄⁄ , então: 
𝑡𝑎 =
𝜌. 𝑉𝑅
𝐴
 
 
Define-se vazão específica de alimentação (𝑣𝑒) como sendo o inverso do tempo de 
residência, ou seja, 1 𝑡𝑎 = 𝑄 𝑉𝑅 = 𝑣𝑒⁄⁄ , que representa a alimentação volumétrica máxima 
permissível por unidade de volume do reator. 
Assumindo que a reação enzimática obedeça ao modelo de Michaelis-Menten, 
então: 
𝑣 =
𝑉𝑀𝐴𝑋. 𝑆
𝐾𝑚 + 𝑆
 
 
Substituindo as duas últimas equações na equação 
𝑉𝑅
𝐴
= ∫
𝑑𝑥′
𝑣
𝑥′𝑆
0
: 
𝑡𝑎 = 𝜌∫ 𝑑𝑥
′ [
𝐾𝑚 + 𝑆
𝑉𝑚𝑎𝑥. 𝑆
]
𝑥′𝑆
0
 
 
Sabendo que 𝑑𝑥′ = (𝑚 𝑀)𝑑𝑥⁄ , 𝜌 = 1 e 𝑆 = 𝑆0(1 − 𝑥) integrando a equação acima 
obtém-se a equação de processo: 
𝑡𝑎 = (
𝑥. 𝑆0
𝑉𝑚𝑎𝑥
) − [
𝐾𝑚. ln (1 − 𝑥)
𝑉𝑚𝑎𝑥
] 
 
Embora a equação acima seja parecida com a correspondente do reator tipo 
batelada (𝑡 = (𝑥𝑆0 𝑉𝑚á𝑥⁄ ) − (𝐾𝑚 𝑉𝑚á𝑥⁄ ). ln (1 − 𝑥)), deve ser lembrado que nesta última t é o 
tempo total de reação, enquanto que 𝑡𝑎 é o tempo de residência de uma partícula dentro 
142 
 
do reator. Caso não ocorra mistura durante o escoamento pelo reator (neste caso o reator 
tubular recebe o nome particular de reator pistonado) e Q permaneça constante durante 
a passagem da mistura pelo reator, então 𝑡𝑎 seria de fato o tempo de residência de cada 
partícula no reator. Como a não idealidade é um fato mais corriqueiro, então o tempo de 
residência representará um valor de permanência médio da partícula dentro do reator. 
 
13.1.3.3 Reator agitado contínuo (RCA) 
 
Neste tipo de reator vale o seguinte balanço material (no estado estacionário): 
𝑄. (𝑆0 − 𝑆) = 𝑣. 𝑉𝐵 
 
Sabendo que 𝑆 = 𝑆0. (1 − 𝑥) e admitindo que a reação enzimática segue o modelo 
de Michaelis-Menten, a equação de processo para este tipo de reator é: 
𝑥. 𝑆0 + 𝑘𝑚 [
𝑥
1 − 𝑥
] =
𝑉𝑚𝑎𝑥
𝑄
=
𝑉𝑚𝑎𝑥. 𝑡𝑎
𝑉𝐵
 
 
13.2 Exemplo de processo enzimático 
 
13.2.1 Isomerização da glicose 
 
A isomerização enzimática da glicose em frutose é executada em escala industrial 
no mundo inteiro, sobretudo nos EUA. O produto comercial obtido (HIGH —FRUCTOSE 
CORN SYRUP, HFCS), contém, em base seca, 42 ou 55% de frutose. Cerca de 70% do 
HFCS produzido no mundo é usado na concentração de 55% em frutose, que é 
enriquecido por técnica cromatográfica, a partir da mistura equimolecular de glicose e 
frutose formada pela ação da glicoseisomerase (GI), sobre a glicose proveniente da 
hidrólise do amido. O HFCS 55% é usado como adoçante em bebidas não alcoólicas, 
enquanto que o HFCS 42% (resultante diretamente da ação da GI sobre a glicose) é usado 
em panificação, laticínios e enlatados. Devido à alta higroscopicidade da frutose, o HFCS 
não pode substituir a sacarose na manufatura de bombons rígidos. A partir de 1987 o 
mercado passou a dispor de frutose pura obtida de HFCS. 
O aparecimento em 1974 da GI imobilizada e o grande interesse da indústria de 
refrigerantes pelo HFCS, fizeram com que o processo de isomerização da glicose fosse 
aceito pelas principais indústrias processadoras de materiais amiláceos do Ocidente. Um 
grande salto no consumo do HFCS ocorreu em 1978, quando foi introduzido o processo 
de enriquecimento do HFCS em frutose, através da separação cromatográfica da mistura 
glicose e frutose, aumentando o índice de dulçor deste xarope. Em 1988, a quantidade 
total de HFCS produzida em escala mundial foi superior a 7 milhões de toneladas. 
A glicoseisomerase (GI) é uma enzima intracelular de origem microbiana, que 
catalisa a conversão de glicose em frutose e obedece à seguinte equação de velocidade: 
𝑣 =
[
𝑉𝑓(𝑆)
𝐾𝑚𝑠
−
𝑉𝑟. (𝑃)
𝐾𝑚𝑝
]
[
1 + (𝑆)
𝐾𝑚𝑠
+
(𝑃)
𝐾𝑚𝑝
]
 
 
onde: 
𝑉𝑓 = velocidade máxima da reação no sentido da formação da frutose; 
𝑉𝑟 = velocidade máxima da reação no sentido da formação da glicose; 
143 
 
𝐾𝑚𝑠 e 𝐾𝑚𝑝 = são, respectivamente, as constantes de Michaelis-Menten em relação 
à glicose e à frutose. 
No equilíbrio (𝑣 = 0) tem-se que: 
𝑉𝑓 . 𝐾𝑚𝑝𝑉𝑟. 𝐾𝑚𝑠
=
(𝑃)𝑒𝑞
(𝑆)𝑒𝑞
= 𝐾𝑒𝑞 
 
Substituindo a última equação na penúltima equação e rearranjando, tem-se: 
𝑣 = {𝑉𝑓. [(𝑆) − (𝑆)𝑒𝑞]}/{(𝑆) + 𝐾𝑚𝑠. [1 + (𝑃)/𝐾𝑚𝑝]} 
 
Da equação anterior fica evidenciada a ação inibitória competitiva do produto sobre 
a GI. Ou seja, a velocidade inicial de isomerização depende do afastamento em relação 
ao ponto de equilíbrio no qual o sistema se encontra. 
A unidade de atividade para a GI é a "IGICU" ("Immobilized Glucoseisomerase 
Column Unit"), definida como sendo a quantidade de sistema imobilizado que produz 1 
micromol de frutose/min, sob condições de processo definidas. 
A GI imobilizada é usada para converter um xarope de glicose 93-96% em HFCS, 
sendo que a GI comercial é obtida de diferentes microrganismos. 
Durante o estágio inicial da produção de HFCS, que remonta aos anos 60, ficou 
claro que o emprego da GI solúvel requeria alta concentração de enzima ou longos tempos 
de reação. Ambos os requisitos eram inaceitáveis, já que o tempo longo de reação 
causava a formação de produtos colaterais indesejáveis (manose, cor, "off-flavors") 
aumentando os custos de refino e o uso de solução concentrada de GI era dispendioso, 
devido ao fato de a enzima ser intracelular e demandar, além do rompimento das células, 
operações mais complexas de "downstream". Em consequência, o uso da GI imobilizada 
foi o único caminho para tornar a isomerização exequível em escala industrial. 
Demonstrou-se que o uso de um sistema de isomerização imobilizado apresentava 
mais benefícios do que desvantagens. Por exemplo, o substrato usado para a produção 
do HFCS é um fluido clarificado, refinado e de baixa viscosidade, que passa facilmente 
através de um leito fixo. Além disso, tanto o substrato (glicose) como o produto (frutose) 
são substâncias de baixo peso molecular, que se difundem com facilidade através dos 
poros dos grânulos dos suportes usados na imobilização. Como a GI imobilizada possui 
meia-vida entre 6 e 24 meses sob condições normais de processo, seu custo se reduz 
significativamente. Estando a enzima imobilizada em concentração elevada e o processo 
sendo contínuo, ocorre uma redução significativa no tempo de reação, com a consequente 
baixa formação de produtos colaterais. A imobilização da GI segue um desses dois 
processos: 
a) Processo usando a célula total: 
As células microbianas contendo a GI intracelular são recolhidas do caldo 
fermentado, sendo, a seguir, tratadas adequadamente para reterem a enzima dentro da 
célula. No processo, as células são concentradas por centrifugação, rompidas por 
homogeneização, tratadas com glutaraldeído (para a formação de ligações cruzadas) e 
floculadas com agente catiônico. O precipitado é filtrado, extrudado, seco e tamisado 
(diâmetro das partículas: 300-1000 µm). Em outro tipo de processo, uma mistura de 
células e gelatina é tratada com glutaraldeído, lavada e tamisada. Produtos celulares com 
GI imobilizada são descartados após o uso e substituídos por material novo. 
b) Processo usando enzima solúvel: 
As células colhidas do caldo fermentado são rompidas para a liberação da GI. A 
seguir, a enzima é recuperada por filtração/centrifugação e concentrada por ultrafiltração. 
A enzima solúvel é, finalmente, ligada ao suporte. Em outro processo ainda, a GI é 
recuperada por ultrafiltração e cristalização, sendo a seguir deixada em contato por 5 h 
144 
 
com uma mistura (designada pela sigla CETIPO) constituída por DEAE-celulose, TiO2 e 
poliestireno. No final, o material sólido é moído e tamisado (400-800 μm). Um modo 
alternativo seria promover a adsorção de poliamina sobre alumina, a seguir, tratar com 
glutaraldeído e adicionar a GI, que através de seus aminogrupos se liga aos grupos 
carbonila do dialdeído. Em alguns casos, o suporte pode ser reaproveitado diversas 
vezes, pela remoção da enzima residual com a introdução de nova carga de GI. Por 
exemplo, a DEAE-celulose pode ser regenerada, lavando-se alternadamente com água e 
com solução de NaOH (2%) até a remoção de toda a proteína e impurezas. Nova GI é, 
então, ligada através de uma operação descontínua ou contínua, até reconstituir 95% da 
atividade isomerásica inicial. Uma variante, seria adicionar a Gl periodicamente através 
da corrente de alimentação do reator, sendo que a enzima vai se ligando ao suporte 
(CETIPO), à medida que a isomerização transcorre. Esse procedimento é conhecido por 
"on-column loading", apresenta como vantagens principais: o controle rigoroso da vazão 
das colunas, facilidade de operação, baixo custo da isomerização e operação ininterrupta 
por mais de dois anos. Nesse processo emprega-se GI concentrada (3500-4500 IGICU/g) 
e o CETIPO usado possui as seguintes propriedades: incompressibilidade, volume 
invariável e resistência a altas pressões operacionais. No "on-column loading" a solução 
de substrato deve ter as seguintes especificações: glicose (94%, em base seca), matéria 
seca (40-45%), condutividade (< 40 μS/cm), cálcio (< 1,5 ppm) e isenta de oxigênio 
dissolvido. 
Para otimizar a isomerização, devem ser mantidos sob controle os seguintes 
parâmetros: 
a) Pureza da solução substrato: o fluido de alimentação deve ser isento de material 
insolúvel, que pode se acumular sobre as partículas do leito fixo, causando a inativação 
da enzima e aumentando a pressão através da coluna. A passagem da solução substrato 
por coluna de troca iônica é necessária para remover o Ca2+, que é um inibidor da GI, mas 
que se encontra presente na solução de glicose, porque é usado como estabilizante da α-
amilase, usada nos estágios iniciais da hidrólise do amido, do qual provém o xarope de 
glicose (XG) a ser isomerizado; 
 b) Sólidos solúveis: deve ser mantido em torno de 45%. Valores acima do referido, 
causam aumento da viscosidade do XG, dificultando a difusão pelo leito fixo e provocando 
queda no rendimento da isomerização. Valor inferior, no entanto, facilitaria a 
contaminação microbiana; 
c) Temperatura: é um parâmetro importante na otimização da produtividade e na 
manutenção da vida útil da coluna. A faixa recomendável situa-se entre 55 e 61°C. 
Temperatura mais baixa favorece a contaminação e temperatura mais alta, embora 
estimule a atividade da GI, tende a reduzir a produtividade após longos períodos de 
operação, devido à inativação da enzima. Recomenda-se o uso de temperatura alta 
apenas quando se deseja um aumento de produtividade em curto espaço de tempo (por 
exemplo, quando o desempenho do reator cai abaixo de um dado valor); 
d) pH: embora dependa da origem da GI utilizada, a faixa considerada adequada 
estaria entre 7,5 e 8,2. A atividade enzimática aumenta à medida que o pH aumenta, mas 
a produtividade ao longo do tempo diminui como resultado da instabilidade da enzima, 
quando exposta a um pH não favorável por longos períodos. O ideal seria manter o pH o 
mais baixo possível, a fim de reduzir a formação de produtos colaterais e manter alta 
produtividade. Pequenas quantidades de ácidos orgânicos são formados durante a 
isomerização, devendo-se, portanto, ajustar o pH do XG com tampão de carbonato de 
sódio; 
e) Oxigênio: deve estar ausente no XG, para evitar a perda de atividade da GI 
devido à oxidação dos resíduos de cisteína. Em geral, adiciona-se SO2 na concentração 
entre 1-2 mM para contornar esse problema; 
145 
 
f) Magnésio: a presença de Mg2+ é importante, pois é um ativador e estabilizador 
da GI. Recomenda-se uma concentração de sal de magnésio entre 0,5 e 5 mM. Para 
eliminar o efeito adverso causado pela presença de Ca2+,a quantidade de Mg2+ adicionada 
é pelo menos 20 vezes maior. A GI é inibida pelos íons cobre, zinco, níquel, mercúrio e 
prata; 
g) Tempo de reação: a vazão de alimentação do reator (tempo de residência entre 
0,5 e 5 h) é controlada de tal modo a obter um efluente com 42-45% de frutose (base 
seca), ou seja, um pouco abaixo do valor da concentração de equilíbrio possível para esta 
reação, visando não só reduzir o tempototal de processo, mas também, reduzir o possível 
efeito inibitório da frutose sobre a GI imobilizada. Pela última que ação fica claro que [(S) 
— (S)eq] > 0 implica que o processo seja direcionado no sentido glicose → frutose. 
Todos os parâmetros do processo mencionado devem ser controlados ao mesmo 
tempo, a fim de otimizar a conversão glicose/frutose. Caso um deles caia fora das faixas 
recomendadas, uma queda temporária ou definitiva do desempenho do reator pode 
acontecer. Redução temporária de produtividade pode resultar da variação moderada do 
pH, diminuição da temperatura, aumento da concentração de sólidos, excesso de Ca2+ 
e/ou falta de Mg2+. Uma vez corrigido um ou mais desses problemas consegue-se 
recuperar o desempenho do reator. Problemas sérios aparecem quando a temperatura 
supera 65°C e o pH cai abaixo do valor mínimo (7,0) ou supera o valor máximo (8,2). A 
principal desvantagem do reator tubular (coluna) é que vários meses de atividade 
enzimática potencial podem ser perdidos, devido a flutuações indesejáveis do pH e da 
temperatura. 
No processo de isomerização observa-se que a atividade da GI imobilizada decai 
exponencialmente com o tempo de operação, mesmo quando se usa um XG devidamente 
tratado. Esse decaimento seria devido à desnaturação da enzima resultante das 
oscilações da temperatura e/ou pH. 
Se os parâmetros de reação são mantidos dentro dos limites recomendados pelo 
fabricante, evidentemente a eficiência da operação será mantida por muitos meses, até 
que a atividade da enzima seja reduzida a 10-20% da atividade inicial. Para manter 
constante a concentração de frutose no efluente, a vazão de alimentação deve ser 
compatível com a atividade enzimática real. Operando-se com um só reator, flutuações 
amplas no teor de frutose do efluente são observadas. Para reduzir esse efeito, usam-se 
vários reatores operados em série e/ou em paralelo, contendo GI imobilizada em atividade 
por diferentes tempos. Por exemplo, com um conjunto de 8 reatores pode-se manter a 
variação do fluxo do xarope efluente em torno de 13%. 
O HFCS contendo 42% de frutose e 51-54% de glicose é tratado sucessivamente 
com carvão ativo e resina trocadora de íons, para remover a cor, "off-flavors", sais e outras 
impurezas. A seguir é concentrado até 70% de sólidos totais, sendo mantido entre 27°C 
e 32°C, para evitar a cristalização da frutose. 
Os xaropes contendo concentrações de frutose maiores que 42% são preparados, 
passando-se o HFCS 42% (contendo 50% de sólidos totais em base seca) através de 
adsorvente catiônico, onde a maior parte da frutose é retida. O eluato, constituído por 80-
90% de glicose, 5-10% de frutose e oligossacarídeos, é reciclado para os estágios de 
sacarificação ou de isomerização. A frutose adsorvida é diluída com água, obtendo-se 
uma solução contendo 80-90% de frutose e 7-19% de glicose. Essa solução enriquecida 
em frutose é misturada com o HFCS a 42%, quando se deseja HFCS com teor de frutose 
entre 45% e 85%, ou então, é concentrada para se obter a frutose na forma cristalizada. 
Finalmente, as perspectivas de desenvolvimento no setor da produção de HFCS 
poderão se dar no sentido de: (a) reduzir os custos da isomerização, através do 
barateamento do preço da enzima, que deverá passar pelo melhoramento genético das 
cepas produtoras de GI; (b) aumentar o rendimento em frutose, que poderia ser 
146 
 
conseguido através do uso de GI termoestável (por exemplo, que resista à temperatura 
de 90°C); (c) combinar os processos de liquefação, sacarificação e isomerização pelo uso 
das enzimas correspondentes (α-amilase, glicoamilase e GI) numa única etapa; (d) usar 
o HFCS como matéria-prima para a síntese do manitol, usando o Cu/sílica como 
catalisador; (e) aperfeiçoar o processo da separação cromatográfica.