Embriogênese somática

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EMBRIOGÊNESE SOMÁTICA
Expressão única da teoria da TOTIPOTENCIALIDADE e da PLASTICIDADE do desenvolvimento vegetal.
Processo pelo qual células somáticas, haplóides ou diplóides, se diferenciam em plantas completas seguindo estádios de cito e histodiferenciação embriogenéticos característicos (Williams & Maheswaran, 1986).
A totipotencialidade: Capacidade de uma célula responder a sinais específicos que modulam o desenvolvimento e culminam na integração dos processos morfogenéticos (Weigel & Jurges, 2002).
Conceito:
EMBRIOGÊNESE SOMÁTICA
MORFOLOGIA CELULAR: A divisão e diferenciação celular durante a embriogênese envolve uma série de mudanças na morfologia celular.
Característica Geral: 
 A embriogênese somática representa um modelo biológico interessante para estudos das alterações morfológicas associadas com a posição e a atividade de células durante a aquisição de competência celular para a morfogênese in vitro
EMBRIOGÊNESE SOMÁTICA
Modelos in vitro: Demonstrado quando um explante isolado que não é intrinsicamente responsivo adquire competência se for ativado por um sinal indutivo.
Compostos químicos endógenos de fácil transporte para as células responsivas/Controlam a atividade gênica na transcrição e na tradução
AUXINA (2,4-D, PICLORAM, ANA)
CITOCININA (BAP, KIN, ZEA, 2iP, TDZ)
BALANÇO HORMONAL
Isolado ou Combinado
SINAL HORMONAL: Ação em receptores específicos, eventos bioquímicos e fisiológicos 
Laux & Mayer (1998)
WUSCHEL
As células troncos vegetais que são mantidas ao longo do ciclo da vida das plantas são aquelas – controladas pelo gene WUS
 São definidas como precursores clonogênicos
Células-fillhas podem permanecer células troco as quais apresentam características de autorenovação e autoperpetuação ou tornarem determinadas para formar um tecido específico.
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EMBRIÃO VEGETAL:
 Consiste de uma estrutura simples 
Composta por dois pontos de crescimento: 
A - Meristema apical e radicular: Os meristemas são estabelecidos nos primeiros estádios da embriogênese e mantidos durante o ciclo de vida da planta com tecidos fundadores ( Byrne et al., 2003)
Padrões de respostas da embriogênese somática (In Vitro)
Manifestam pela formação de uma estrututra bipolar integrada em um único eixo, sem ligações vasculares com o tecido matriz (Guerrra et al., 1999). 
Livres de correlações: físicas, fisiológicas e genéticas aos quais ocorrem no desenvolvimento de um embrião zigótico
B - Aparato de reserva e translocação:
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 DICOTILEDÔNEAS: Embriões Somáticos
Desenvolvimento Pró –Embrionário
Estádios: Globular, Cordiforme, Torpedo e Cotiledonar
AQUISIÇÃO DA COMPETÊNCIA EMBRIOGENÉTICA: 
 Pode ser dividido em duas fases:
1- Indução de células competentes
2- Expressão e desenvolvimento dessas células em embriões somáticos
Morfologia : Células Embriogênicas:
Tamanho reduzido (100 a 200 µm)
 núcleos grandes e nucléolo proeminentes
Conteúdo citoplasmático denso
Vacúolos pequenos
Presença de grãos de amido
Intensa atividade metabólica e de síntese
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Angiosperm embryogenesis: A representative dicot is shown; a monocot would develop only a single cotyledon. The embryo proper forms from the terminal cell; the basal cell divides to form the suspensor, which will degenerate as development progresses. The point of interface between the suspensor and the embryo is the hypophysis. While there are basic patterns of embryogenesis in angiosperms, there is tremendous morphological variation among species. Singer, 2010. An Overview of Plant Development.
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Fig. X. Cartoon of zygotic and somatic embryogenesis using Daucus carota L. as an example. (V.L. Dodeman, 1997 – Journal of Botany) - ( Esquema de Stewart et al, 1958)
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Embriogênese Direta: 
 Os embriões somáticos formados originam-se dos tecidos do explante (matriz) na ausência de estádios intermediários
Embriogênese Indireta: 
 Padrão de desenvolvimento ocorre a partir da proliferação de células em diferentes estágios de diferenciação e graus de determinação antes da formação do embrião somático.
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Características da embriogênese direta: 
Características da embriogênese indireta: 
 Células pré-determinadas 
Explantes: embrionários, juvenis, tecidos e órgãos de plântulas
Pode ocorrer após exposição a auxinas fortes
Expressão e progressão; ausência de auxinas
 Clusters celulares, células múltiplas
 Desdiferenciação/ Rediferenciação
 Explantes: juvenis/maduros
 Auxinas fortes
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ESTÁGIOS DE DESENVOLVIMENTO
1 – INICIAÇÃO/INDUÇÃO
2 – PROLIFERAÇÃO
3 – MATURAÇÃO 
4 – CONVERSÃO
Ativação seletiva e diferencial de genes
 Reprogramação celular
 Células receptivas ou tecidos responsivos
 Exs.: Marcação de células da camada epidérmica de explantes embrionários
Comportamento Epigênico
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Guerra M.P, 1998.
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Guerra M.P, 1998.
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Guerra M.P, 1998.
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Guerra M.P, 1998.
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Guerra M.P, 1998.
Fig. x. Main plantlet phenotypes of apical–basal deletions (gnom, monopteros, fackel, gurke, hobbit, shoot-meristemless), radial defects (keule, knolle, raspberry), shape changes ( fass, knopf, mickey) and maturation mutants ( fusca, abi, leafy) in Arabidopsis thaliana. Bold line: normal phenotype; plain line: mutant phenotype; dotted line: deletions.
(V.L. Dodeman, 1997 – Journal of Botany)
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Fig. 3. Staining of NT-1 tobacco suspension cultures at different stages of incubation with TTC (Triphenyl tetrazolium chloride). (A,D) Stained cells from 1-d-old cultures. (B,E) Cell from 4-d-old cultures. (C,F) Cells from 7-d-old cultures. Bar in A, B, and C = 100 mm; bar in D, E, and F = 50 mm. Robledo-Paz et al., 2006.
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Fig.x. Direct embryogenesis system in Coffea spp. (A) Cut usual of explant leaf avoiding midvein and edges. (B) Glass bottle with plastic tap where direct embryogenesis is induced. (C) Direct somatic embryos obtained after 6 wk embryogenesis induction. (D) Close up of C, showing a cotyledonary somatic embryo. (E) Different stages of embryo germination, arrows radicular system, head arrows first pair of leaves. (F) Plantlet from somatic embryo after 25 wk. Quiroz-Figueroa et al., 2006.
Fig. x.: General aspects of indirect primary and secondary embryogenesis from zygotic embryos of Passiflora cincinnata Mast. a Seed and zygotic embryo (Bar = 1 mm) b Germinated zygotic embryos cultured in medium with BA and 2,4-D alone (Bar = 2 cm); c Embryogenic callus (Bar = 3 mm). Arrows indicate de PEMs; d Detail of anticlinal and periclinal cell divisions (Bar = 80 lm); e Cross section of the primary embryogenic callus evidencing the beginning of the cellularization process (Bar = 70 lm). Arrows indicate the first divisions to embryo formation; f Embryogenic culture with proembryogenic cells stained with acetic carmin (Bar = 100 lm); g Clusters of embryos at different developmental stages (Bar = 150 lm); h Separated primary somatic embryos (Bar = 165 lm); i Scanning electron micrograph of primary embryos at the initial developmental stages (Bar = 300 lm). j Secondary embryogenesis in primary somatic embryo (Bar = 200 lm); k Cross section showing histodifferentiation of secondary embryos on the surface of the protodermal layer of the primary embryos (Bar = 90 lm); l Cross section showing secondary somatic embryos with typical closed procambium system. (Bar = 150 lm); m Plant derived from a secondary somatic embryo germinated in vitro (Bar = 10 mm); n Detail somatic embryo-derived plant at the end of the third week of ex vitro growth under laboratory conditions (Bar = 20 mm); o Acclimatized plant under greenhouse conditions at 50 days after acclimatization process (Bar = 20 cm). Silva et al., 2009 Plant Cell, Tissue and Organ).
EMBRIOGÊNESE SOMÁTICA (Indireta)
Repetitiva Direta (de novo) 
Fig.z: Callus induction, somatic embryogenesis and plant regeneration from roottip
explants of garlic (Allium sativum L.). (A) Callus after 8 wk in culture (bar = 1 mm). (B) Callus showing somatic embryos after 4 wkof being transferred to medium D (bar= 2 mm). (C) Callus in a further stage of development, with emerging shoots (bar = 2mm). (D) Regenerated garlic plant where bulb is starting to develop (bar = 1 cm). (E) Plant with a well developed bulb, suitable to be transferred to soil (bar = 1 cm) . Robledo-Paz et al., 2006.
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Fig. 1 Developmental stages of coffee plant regeneration process through high frequency somatic embryogenesis. (A) Globular embryos from an embryogenic callus of C. heterocalyx. Arrows indicate early stage of globular embryos (GE). (B) Developing torpedo-stage embryos from an embryogenic callus of C. heterocalyx. (C) Developed plantlets of C. canephora. (D) Acclimatized plants of C. canephora and C. heterocalyx Bar in (A) and (B) = 2 mm
Fig. x: Fully matured cotyledonary embryos. a Embryo with 6 developed cotyledons and elongated hypocotyl from cell line 12:12. b Embryo with 3 developed cotyledons and elongated hypocotyl from cell line 12:12. c Embryo with 6 developed cotyledons and aborted hypocotyl from cell line 3:10. d Embryo with 5 developed cotyledons and without distinct hypocotyl from cell line 3:6. (e and f) Longitudinal sections of embryos from cell line 12.12. (e) Embryo with 5 developed cotyledons and shoot meristem. (f) Embryo with 2 cotyledons and aborted shoot meristem. co cotyledon, hc hypocotyl, sm shoot meristem. Malin Abrahamsson , 2012.
Fig. x.: Development of somatic embryos of Scots pine in cell line 12:12. a Proliferating embryogenic cell aggregate in the presence of plant growth regulators (PGRs) (stage 1a). b Slightly globular structure with densely packed cells covered by a smooth surface 2–3 weeks after withdrawal of PGRs (stage 1b). c Early embryo after 1–2 weeks exposure to abscisic acid (ABA) (stage 1c). d Early somatic embryo after 1–3 weeks exposure to ABA (stage 2). e Late embryo after 2–5 weeks exposure to ABA (stage 3). f Late embryo before cotyledon differentiation after 5–6 weeks exposure to ABA (stage 4). g–i Maturing embryos with developing cotyledonary primordia after 6–8 weeks exposure to ABA (stages 5–7). j Fully matured cotyledonary embryo after 10 weeks exposure to ABA (stage 8). co cotyledon, em embryonal mass, hc hypocotyl, mc meristematic cells, s suspensor, vc vacuolated cells. Bars, 100 lm (a–e); 250 lm (f–j). Malin Abrahamsson , 2012.
Ying Bao et al.,2012
Fig. x.: Plant regeneration via direct somatic embryogenesis for Rosa hybrida ‘Samantha’. a Primary somatic embryos (bar 1.0 mm). b Proliferation of secondary somatic embryos (bar 5.0 mm). c Maturation of secondary somatic embryos (bar 5.0 mm). d Secondary somatic embryos turned green on germination medium (bar 5.0 mm). e Shoots obtained on germination medium (bar 5.0 mm). f Regenerated plantlet (bar 5.0 mm). g Regenerated plant 8 months after transfer to soil and acclimatization in the greenhouse (bar 5.0 cm).
Fig. X: a Rooted olive Olea europaea ssp. europaea var. sylvestris obtained at 2 years old and used as explants source to induce SE; b schematic figure of petiole and leaf explant sectioned in three regions (proximal, intermediary and distal region). c–j Induction of undifferentiated calli (c), somatic embryogenesis calli (d–e) and organogenic calli (i–j), from leaf of olive: c undifferentiated callus (bar 150 lm) formed in proximal leaf explant; d SE callus forming in distal leaf explants; e SEM microphotograph of the surface of an embryogenic callus with two globular embryos (bar 100 lm); f callus formed at the abaxial surface of the leaf explant deriving from spongy mesophyll cell masses proliferation, (bar 150 lm); g development of nodules structures in distal leaf blade (bar 150 lm); h formation of a layer of epidermal cells covering the nodule (bar 150 lm); i organogenesis from petiole explant on MS supplemented with IBA plus Zea; j rhyzogenesis from petiole explant on MS supplemented with NAA plus TDZ, R root primordial; l cell masses forming from mesophyll cell division (thick arrow: thicker cell wall surrounding cell mass consisting of cells with thin walls—thinner arrow, bar 50 lm); m primary and secondary somatic embryos (bar 100 lm). E Epidermis, PM palisade mesophyll, SM spongy mesophyll, X xylem, P3 phloem, PF phloemic fibers, C callus, PE primary embryo, SE secondary embryo, V vacuolated cells, M mitotic region.
Ana Margarida Capelo et al., 2010.