Biossegurança em Biotérios

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Biossegurança em Biotérios 
Elaborada por: 
Fabiana Cordeiro 
Luís Filipe P. Feliciano Vanessa Binatti 
Rio de Janeiro, Novembro de 2006. 
Biotério e Zoonoses 
Ao longo da evolução científica e tecnológica, a necessidade de realizar pesquisas com animais e manipular agentes patogênicos levou a comunidade científica a desenvolver um tipo de laboratório ou recinto especial – o biotério, com o intuito de: 
►Manter a saúde e o bem-estar dos animais dentro de padrões de excelência, determinando maior confiabilidade aos resultados experimentais; 
►Proporcionar a segurança da equipe envolvida no trabalho; 
►Assegurar a preservação do meio ambiente, evitando a saída de agentes de risco. 
Biotérios são instalações capazes de produzir e manter espécies animais destinadas a servir como reagentes biológicos em diversos tipos de ensaios controlados, para atender as necessidades dos programas de pesquisa, ensino, produção e controle de qualidade nas áreas biomédicas, ciências humanas e tecnológicas segundo a finalidade da instituição. 
Tipos de biotérios: ►Criação – é aquele que mantém as matrizes reprodutoras das várias espécies animais. Apresenta como objetivo não só a manutenção das linhagens como também a manutenção das matrizes para o biotério de produção. 
►Produção ou manutenção – é onde são criados os animais destinados às pesquisas e normalmente em grandes quantidades. 
►Experimentação – é o que recebe animais criados no biotério de produção e abriga, temporariamente, para experimentação. É geralmente, associado ao laboratório de pesquisas. 
OBS: Espécies animais só devem ser utilizadas em pesquisas, se não existirem métodos ou sistemas alternativos que forneçam resultados válidos. Se não for possível dispensá-las, é consenso que a dor e o sofrimento inerentes ao experimento, sejam evitados ou minimizados. 
Os níveis de biossegurança (NB), para o trabalho com animais vertebrados são designados em ordem crescente como (NB) 1, 2 , 3 e 4, de acordo com o grupo de risco dos microorganismos manipulados, em associação às características e complexidade das instalações, equipamentos de segurança e na aplicação de práticas recomendáveis para contenção de riscos. 
Macroambiente – é o ambiente interno, existente em torno das gaiolas dos animais que deverá atender as condições ideais para cada espécie que abriga. Devem ser observados os seguintes fatores: temperatura, umidade, ventilação, iluminação, filtração do ar, ruído, pressão e “pestes”. 
O nível de definição sanitária e genética do animal de laboratório interfere diretamente na disposição física das áreas do laboratório. Existem, basicamente, dois tipos de distribuição interna das áreas no biotério, conforme descrito pela A.A.L.A.S.(1997). A principal diferença entre eles está na disposição do acesso e saída das salas. No primeiro tipo, o mais simples, denominado biotério convencional, o transito nas salas de animais é feito por uma única porta, a qual comunica-se com o corredor de acesso e saída. No segundo tipo, separam-se os fluxos de acesso e retorno das salas, os quais passam a ser efetivados por corredores independentes. 
Este segundo tipo de biotério foi idealizado para abrigar animais de melhor padrão sanitário. Em sua concepção, separam-se duas áreas básicas: 1)aquela destinada ao preparo do material a ser enviado para as salas de animais, incluindo o corredor de distribuição; e 2)o corredor de retorno das salas e a área destinada a higienização de materiais provenientes das salas. A área 1 é denominada área de preparo/corredor de acesso e a área 2 de limpeza/corredor de retorno. O fluxo de materiais e pessoas deve obedecer ao sentido: 
	Área de preparo
	Corredor de acesso Salas de animais 
Área de limpeza Corredor de retorno 
O edifício destinado ao biotério deverá ser planejado para apresentar um ambiente mais isolado possível do exterior. 
Não é aconselhável o revestimento cerâmico (azulejos e ladrilhos) para paredes ou piso, em virtude das frestas. Para pisos e tetos, aconselha-se revestimento monolítico. 
Condições do ambiente 
O animal de laboratório deve ser visto como um reagente biológico. Tudo o que o circunda, de uma forma ou outra, pode exercer influencias nas características deste reagente. Essa diferença reflete-se principalmente na resposta do animal a determinados experimentos. A manutenção de condições ambientais estáveis, portanto, irá assegurar a produção dos resultados experimentais, uma vez que resultados diferentes poderão ser obtidos para idênticos parâmetros experimentais com animais em diferentes condições ambientais. 
Controle do ar atmosférico O biotério deve possuir ventilação local exaustora (VLE). É fundamental que o ambiente possua o mínimo de variação climática. Sendo que a temperatura recomendada para roedores está entre 20 e 24C; e para coelhos, 15 a 22C. A umidade relativa está entre 45 e 75%. 
Iluminação 
Três fatores associados com a luz são importantes para as condições ambientais doa animais de laboratório: 1. Duração do fotoperíodo (horas/luz x horas/escuro); 2. Intensidade, expressa em Lux (Lúmen/m2); 3. Comprimento de onda ou cor, expressa em Angstrons. 
A luz visível estimula fotorreceptores e é responsável pela fotoperiodicidade, a qual regula os ritmos circadianos, ciclos reprodutivos, atividade locomotora, consumo de alimento e água, temperatura corpórea, toxicidade e efetividade de drogas, níveis séricos de lipídios e outros elementos. 
A proporção entre os períodos de claro (C) e escuro (E) podem alterar a duração do ciclo estral em ratos. Portanto, é utilizado o regime de 12C/12E ou de 14C/10E em muitos biotérios. 
Ruídos A maioria das espécies animais, incluindo as de laboratório ouvem sons de freqüências superiores àquelas audíveis pelo homem, ou ultra-som. Lembramos que a divisão da faixa de freqüências em som e ulta-som está meramente relacionada à capacidade auditiva humana. Tanto animais quanto o homem apresentam, dentro de suas faixas de freqüências de audição, as chamadas faixas de sensibilidade, ou seja, um ou mais intervalos de freqüências nos quais é maior a percepção da intensidade do som. 
TABELA – Intervalo de frequência e faixa de sensibilidade auditiva para diferentes espécies. 
Espécie Faixa Auditiva (dB) 
Faixa de Sensibilidade (dB) 
Camundongo 0.75 a 85 
A influência do som nos animais de laboratório pode ser dividida em dois grandes grupos: 1) efeitos auditivos, relacionados às lesões experimentais provocadas por ruídos de intensidade e freqüência variadas; e 2) efeitos não-auditivos, associados ao estresse. Neste último, encontram-se os principais efeitos para os animais no biotério. 
Microambiente – é o ambiente existente em torno do animal em sua gaiola, e que envolve os seguintes fatores: gaiola propriamente dita, odor, cama, ração, água e ninho. 
As gaiolas, atualmente confeccionadas em diversos tipos de plástico, tendem a manter dimensões padronizadas. Com relação à quantidade de animais por caixa, recomendam-se os seguintes parâmetros: 
	Cobaias 250-300
	20 
Espécie Peso(g) Largura(cm) Profundidade(cm) Altura(cm) No de espécies 30 30 50 20 20 1 4 
Riscos provenientes do manejo com animais: ►Infecção – os animais podem excretar microrganismos nas fezes, urina, saliva ou aerolizá-los, originando, consequentemente, infecções. Os patógenos podem também ser inoculados por mordedura ou arranhaduras; bem como por transmissão direta (contato). ►Traumático - por agressão. 
Aspectos inerentes a riscos biológicos 
►A higiene pessoal rigorosa é uma das barreiras efetivas para prevenção de infecções. O simples procedimento de lavagem de mãos antes e após a manipulação ou contato com animais e derivados, reduz o risco de contaminações. 
► Tanto os funcionários do biotério como pesquisadores e visitantes autorizados devem fazer uso de equipamentos de proteção individual (EPIs), ao entrar ou trabalhar em recintos de animais. 
► Fumar, ingerir líquidos e alimentos,utilizar cosméticos e adornos, manipular lentes de contatos, são práticas que devem ser abolidas em salas de animais, áreas de apoio e laboratórios. 
► Cuidados especiais devem ser observados em unidades onde são mantidos primatas não humanos e animais silvestres, espécies em que o potencial zoonótico é alto ou não está ainda estabelecido. 
Equipamentos especiais para controle de contaminação ambiental: ►Sistema de contenção de animal de ar limpo – previne a propagação de infecções entre os animais; é um sistema parcial e necessita de equipamentos de proteção individual para os técnicos. 
►Autoclaves – métodos de aplicação de calor úmido por pressão são os mais eficazes de esterilização de materiais oriundos de laboratórios de experimentação animal. 
►Incineradores – método útil para o descarte dos resíduos dos laboratórios de experimentação animal. Os incineradores podem produzir fumaça, gases, cinzas e odores. 
►Barreiras secundárias – incluem paredes, pisos, tetos, portas e janelas, devendo todos serem laváveis para facilitar a higienização. 
Manejo de Animais Silvestres 1. Coletar soro e estocar a -20ºC. 2. Conhecer os sinais e sintomas das principais zoonoses que podem ocorrer nas diferentes regiões de estudo, considerando as medidas de prevenção. 3. Todo animal capturado no campo deverá ser trabalhado no local de captura ou em lugar próximo, evitando a sua transferência para centros de pesquisa. 4. Utilizar EPI’S. 5. Manipular armadilhas contendo roedores somente com luvas de borracha resistentes. Estas armadilhas deverão ser colocadas imediatamente dentro de saco plástico duplo até a sua abertura em local adequado, onde todo o pessoal envolvido deverá estar utilizando roupas descartáveis e equipamento de proteção respiratória. 
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	Coletar sangue através do plexo retroorbital ou por punção cardíaca, na 
	1
	Utilizar desinfetantes como hipoclorito, lisol, fenol, entre outros na: limpeza 
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	A necropsia assim como a taquidermização deverão ser realizadas por pessoal 
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	Evitar a transferência de ectoparasitas como carrapatos, pulgas e piolhos, 
6. Transportar animais capturados até a área de processamento, em carroceria ou bagageiro, evitando-se contato com a equipe no interior do veículo. 7. Processar os animais em uma área previamente escolhida, longe da circulação de pessoas ou presença de animais domésticos ou criações. Em ambiente aberto, com boa ventilação e ação da luz ultravioleta natural, manter a direção do vento nas costas das pessoas. Caso o processamento seja realizado em sala fechada, maiores cuidados deverão ser aplicados, incluindo desinfecção de toda área e do material utilizado. 8. As pessoas que não participarem do processamento final dos animais silvestres deverão permanecer a pelo menos 10 metros de distância, contra o vento, evitando, assim a inalação de aerossóis. 9. Anestesiar profundamente todos os animais antes de seu manuseio fora das armadilhas. Utilizar anestésicos inalatórios como metoxipluorane que é mais seguro com a menor margem de erro quando comparado com outros. dependência do volume de sangue necessário, do tamanho do animal e da prática do pessoal envolvido. Evitar a formação de aerossóis durante o processamento do material. das luvas após manipulação de armadilhas, descontaminação de armadilhas, limpeza das luvas após manipulação/ dissecção de cada roedor e antes da remoção das luvas após finalização dos procedimentos, lavagem e desinfecção de todos os instrumentos usados e limpeza das superfícies de trabalho ou de outros materiais que possam estar contaminados. previamente treinado, com instrumentos que reduzam a possibilidade de acidente. Evitar o uso de tesoura após abertura da cavidade abdominal. Todo o material como luva, gaze, papel toalha, assim como a superfície de trabalho deverão ser desinfetadas antes do processamento de outro animal. O material a ser encaminhado para o museu deverá ser colocado em solução de formol a 10%. transmissores de patógenos, para o pessoal que manipula animais silvestres utilizando roupas apropriadas (claras com punho bem justo) com luvas, podendo se utilizar, quando indicado repelentes. 
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	Procurar assistência médica, qualquer indivíduo que apresente doença febril 
14. Realizar o descarte do material em bolsas de polietileno impermeáveis, opcas de cor vermelha, com espessura de 120 microns . Utilizar papel absorvente em caso de material líquido, impedindo o seu derramamento. O tratamento final será autoclavação, seguida de incineração. Todo material corto-perfurante deverá ser desprezado em descartadores resistentes a perfurações e a golpes, e submetido à autoclave. após contato com animal silvestre, considerando o tempo potencial de exposição a cada patógeno. Uma amostra de sangue deverá ser coletada e encaminhada, junto com a amostra padrão, para a análise. 
Roupas e Equipamentos 1. Jaleco cirúrgico descartável 
Verificar a presença de punhos elastizados, considerando a necessidade de proteção contra carrapato e pulga. 2. Protetor de olhos e face Visor de policarbonato com ajuste facial. Verificar a existência de bloqueio para o acesso de aerossóis. 3. Luvas Verificar a especificação técnica para determinar o grau de proteção. 4. Respirador 
Com a recente mudança na nomenclatura e na certificação dos filtros utilizados nestes respiradores, a denominação atual é N-100 (9.97), equivalente ao filtro HEPA. É recomendada para profissionais que trabalham com roedores, potencialmente reservatórios de hantavírus e arenavírus. Os equipamentos deverão estar em conformidade com a norma 42CFR84 (EU). Marca: 3M do Brasil. 
Tipos de populações de animais: Populações Vantagens Desvantagens 
Animais silvestres 1. permitem a avaliação da freqüência de uma doença; 2. os animais estão expostos ao ciclo natural da doença; 3. permitem a avaliação da patogenicidade de um agente em seu ambiente natural. 
1. observação de resultados e registros de dados limitados; 2. informações básicas sobre várias espécies ainda são escassas; 3. dificuldade de manutenção em laboratório; 4. portadores potenciais de agentes patogênicos para o homem e animais domésticos; 5. em geral, apresentam comportamento agressivo; 6. risco de extinção da espécie. 
Animais domésticos 1. vivem em ambiente semelhante ao do homem; 2. permitem o estudo de doenças de ocorrência espontânea, com via natural de infecção; 3. informações básicas sobre estas espécies são abundantes; 4. em geral, são animais muito dóceis; 
1. Difícil manutenção em virtude do custo elevado; 2. A utilização para outras finalidades (companhia, produção) muitas vezes inviabiliza o emprego do animal em experimentação. 
Animais de laboratório 1. fácil manutenção e observação; 2. permite que se trabalhe com uma quantidade muito grande de indivíduos; 3. ciclos vitais curtos (prenhez, lactação, puberdade, etc); 4. permite a padronização do ambiente; 5. permite a padronização genética; 6. permitem transplantes ou transmissão de tumores; 7. grande quantidade de informações básicas disponíveis. 
1. vivem em ambiente totalmente artificial; 2. dieta padronizada; 3. as doenças são artificialmente induzidas, na grande maioria dos experimentos. 
Apesar de serem descendentes de espécies naturalmente agressivas, os animais de laboratório, atualmente mantidos em biotério, são muito distintos daqueles animais utilizados há séculos atrás, pois devido à seleção genética e convivência com o homem, tornaram-se animais de fácil manipulação. 
As modificações induzidas nesses animais são baseadas num complexo trabalho de acasalamentos direcionados, que visa manter nos filhotes algumas características dos pais, eliminando comportamento ou alterações indesejáveis. Como exemplo, pode ser citado a docilidade: os atuais ratos de laboratório em nada se assemelham aos extremamente agressivos ratos de esgoto. Um outro importante exemplo diz respeito aos animais isogênicos. Através de acasalamentos consangüíneos sucessivos entre irmão e irmã, durante pelo menos 20 gerações,estabeleceram-se as linhagens isogênicas de camundongos. Os isogênicos são geneticamente idênticos entre si, fato que permite a transplantação de tecidos e órgãos. Como algumas linhagens de camundongos desenvolvem tumores espontâneos, tornou-se possível um maior avanço no estudo sobre doenças neoplásicas, e conseqüentemente, grandes conquistas no tratamento contra o câncer humano. 
Padrão sanitário dos animais de laboratório Outro item merecedor de atenção diz respeito à obtenção de animais cujo padrão sanitário pode ser definido. Através de técnicas especiais de criação e manutenção, podemos ter animais livres de qualquer forma de vida associada. O conjunto de formas de vidas associadas é denominado microbiota (vírus, bactérias, fungos e parasitas). Quanto mais eficientes forem as barreiras sanitárias do biotério, menores as chances de contaminação dos animais. Em função das barreiras disponíveis podemos classificá-los em três grupos, de acordo com seu padrão sanitário, ou seja, quanto à microbiota que a eles esteja associada: 
1. Convencionais ou holoxênicos: tal denominação se refere aos animais de padrão sanitário convencional, isto é, àqueles que possuem microbiota indefinida por serem mantidos em ambiente desprovido de barreiras sanitárias rigorosas. Sua criação apresenta apenas princípios básicos de higiene onde se procede somente à limpeza e desinfecção do ambiente e material utilizado. Quanto ao pessoal técnico, em geral, realiza-se apenas troca de uniformes (avental) para o trabalho com os animais. 
2. Livres de patógenos específicos (Specific Pathogen Free = SPF) ou heteroxênicos: animais SPF são aqueles que não apresentam microbiota capaz de lhes determinar doenças, ou seja. albergam somente microorganismos não patogênicos. Sua criação é realizada em ambientes protegidos por barreiras sanitárias rigorosas que podem ser resumidas do seguinte modo: cada vez que se entra nas áreas com animais, os técnicos devem tomar banho e utilizar uniforme esterilizado; todo o material a ser utilizado (peças do vestuário, ração, gaiolas, cama, água, bebedouros e outros) deve ser esterilizado, seja, por meio de autoclavagem, câmara com gás esterilizante, ou solução desinfetante em tanque de passagem de materiais. Sua criação também pode ocorrer dentro de isoladores. 
3. Gnotobióticos: são animais que possuem microbiota associada definida, e devem ser criados em ambientes dotados de barreiras sanitárias absolutas. A produção de indivíduos de tão alto padrão sanitário só é alcançada através de sua manutenção em isoladores. Em função da quantidade de microbiotas que estejam associados ao animal, este pode ser classificado como: 
►Axênico ou "Germfree": refere-se ao animal totalmente livre de microbiota, isto é, quaisquer vírus, bactérias, fungos, ou parasitas; 
►Monoxênico: é o animal que foi contaminado deliberadamente com apenas um tipo de microbiota, o que equivale a dizer que possui um microbiota associado; 
►Dixênico: é a designação dada ao animal que foi contaminado deliberadamente com dois tipos de microbiota; 
►Polixênico: é o termo relativo ao animal que foi deliberadamente contaminado com vários microbiotas. 
Considerando o conceito de reagente biológico, verifica-se que a obtenção de animais de laboratório, adequadamente padronizados, envolve a adoção de técnicas de criação e manutenção específicas, que devem ser rigorosamente obedecidas. A esse conjunto de técnicas denomina-se ciência de animais de laboratório. 
O padrão de qualidade dos animais pode interferir de modo significante no resultado final de um experimento, e atentando para o fato de que o objetivo de quaisquer pesquisas é servir, direta ou indiretamente, ao ser humano, pode-se avaliar o que significariam possíveis falsos resultados obtidos em virtude do emprego de modelos inadequados. Deste modo, qualquer progresso na área de bioterismo representa uma valiosa contribuição para o desenvolvimento da ciência e melhoria das condições de vida do homem. 
Higiene, desinfecção e esterilização 
	diferentes áreas de trabalho e dos materiais utilizados nas rotinas
	
Higiene é o conjunto de princípios que propiciam a condição de saúde física e sua manutenção para homens e animais. Nos biotérios, a boa higiene é composta da limpeza, que é a remoção mecânica de sujidades, e da desinfecção e/ou esterilização das 
Todo material utilizado no biotério deve ser devidamente desinfetado. As caixas devem ser lavadas com água e detergente, sendo posta de molho em solução de hipoclorito de sódio 1-2% por 10 minutos. 
Os bebedouros devem ser lavados periodicamente para se evitar a proliferação de microorganismos. 
OBS: gaiolas de metal não podem ser desinfectadas com solução de hipoclorito, pois este é corrosivo. Recomenda-se a sua desinfecção em Forno Pasteur. 
O piso e as paredes devem ser limpos com solução de hipoclorito de sódio ou cresol (a famosa creolina é uma mistura de cresóis). 
A manutenção das rotinas de higiene nas colônias de animais de laboratrio é, sem dúvida, um dos pontos de maior importância para o sucesso de uma criação ou de um experimento. 
Deve-se cuidar de todos os materiais que entrarão na colônia, além da ração, água, com um cuidado extremo para que o trabalho não seja perdido em qualquer dessas etapas. 
Todos os estágios de limpeza em um biotério, como troca de gaiolas, limpeza de estantes etc., geram aerossóis com alta quantidade de bactérias, portanto, a limpeza do material deve ser em áreas separadas das salas de criação. O descarte das camas por aspiração constitui um método seguro. 
O microambiente do animal é de extrema importância, pois os animais confinados em gaiolas ou jaulas estão certamente em um ambiente diferente do seu habitat natural. Deve-se, portanto, promover a maior limpeza e higiene possível para que o animal fique confortável e não venha a desenvolver doenças e contusões. A degradação dos excretas por bactérias no interior das caixas gera a produção de amônia, que provoca alterações inflamatórias no epitélio traqueal. 
As salas do biotério de experimentação devem ser limpas antes e após os testes. 
Deve-se desinfetar as salas com um desinfetante na forma de aerossol (formaldeído ou ácido peracético) por no mínimo 24h. 
Os animais sacrificados ou mortos durante o experimento devem ficar conservados em congelador a -20°C até o momento de seguir para o incinerador. 
OBS: no uso de agentes químicos como desinfetantes ou anti-sépticos, deve-se considerar a sua toxicidade, formação de vapores, manchas e efeitos destrutivos de instrumentos. Os desinfetantes ou anti-sépticos usados sobre um ambiente onde estão os animais devem ser relativamente atóxico para tecidos. 
Alguns agentes químicos utilizados em biotério: Álcoois: agem desnaturando as proteínas e dissolvendo a membrana lipídica dos microorganismos. Utiliza-se na diluição 70%, pois o álcool absoluto é menos ativo que as misturas álcool e água, devido às proteínas não serem desnaturadas tão rapidamente como quando na presença de água. 
Hipoclorito de sódio: inativa por oxidação dos grupos sulfidrilas livres. Utiliza-se na diluição 1-2% por 10 min. Atua na desinfecção de superfícies em todos os ambientes. OBS: Não deve ser usado em metal por ser corrosivo. 
Tabela. Métodos de esterilização 
Método Tratamento 
Aplicação 
Calor úmido 121°C x l5 minutos 126°C x 10 minutos 134°C x 3 minutos 
Ração, cama, caixas de metal e de plástico resistentes, tampas de gaiolas, prateleiras, bebedouros, tampas, instrumentos cirúrgicos. 
Calor seco 160°C x 45 minutos 170°C x 18 minutos 180°C x 7.5 minutos 190°C x 1.5 minutos 
Instrumentos cirúrgicos, tampas de gaiolas, gaiolas de metal, cama. 
Óxido de etileno com vapor 1.200 mg/litro a 80°C x 1-2 horas 
Ração, cama, todo tipo de caixa, bebedouros, tampas de gaiolas, papel e livros, microscópios e outros equipamentos delicados. 
Formaldeído com vapor 5 ml de formalina/ 0,03 m3 a 80°Cx 1-2 h Salas, utensílios de limpeza. 
Paraformaldeído em tabletes 
Despolimerização de 5 g/m3 a 20°Cx24h 
Câmaras para formol, salas, utensílios de limpeza. 
Ácido peracético 2% x 20 minutos 
Isoladores e air lock radiação gama l-5Mrads 
Ração, seringas embaladas, material cirúrgico. 
Sistemas simples de passagem de material. 
Filtração 
	Sistemas de ventilação
	
Filtro HEPA (9.97% de eficiência para partículas <0,5 n 
* Extraído de: The UFAW handbook on the care and management of laboratory animais. 1987. 
Identificação e registros 
Em determinadas situações é necessário identificar individualmente os animais. A marcação deste tipo deve, sempre que possível, ser permanente e não prejudicial à saúde dos animais. de fácil aplicação e visualização e ainda deve permitir a marcação de um grande número de indivíduos, possibilitando sua discriminação. 
Alguns tipos de marcações individuais mais utilizadas: 
►Aplicação de corantes: geralmente são utilizadas soluções concentradas de ácido pícrico (amarelo), fuccina (roxo), violeta de metila ou genciana(violeta), verde brilhante ou de etila (verde) ou azul de trypan (azul). Com uma haste com algodão, pinta-se preferencialmente a região do dorso do animal. Também pode ser corada a cauda e a região abdominal; 
►Perfurações ou chanfraduras: Técnica adotada principalmente em camundongos e ratos. As perfurações ou chanfraduras são realizadas nas orelhas, o que apresenta a vantagem de ser facilmente visualizável, além de permanente. Antes de se efetuar a identificação dos animais por esse método, realiza-se a assepsia do pavilhão auricular e, no caso de animais adultos, recomenda-se proceder à anestesia; 
►Tatuagens: Método utilizado preferencialmente em coelhos e cobaias. São tatuados números e letras. As tatuagens são feitas em regiões menos vascularizadas da superfície interna do pavilhão auricular e é indispensável a assepsia e anestesia local. 
►Coleiras ou brincos: As coleiras são adequadas para cães e gatos, enquanto os brincos, são utilizados em animais de grande porte, como caprinos, suínos, ovinos, eqüinos e bovinos. 
Fichas de identificação e livro de registros: 
Talvez o trabalho de maior responsabilidade a ser executado no biotério seja o de anotar os eventos ocorridos com os animais, nas respectivas fichas de identificação de gaiolas, e em livros de registro. As fichas e os livros devem conter informações suficientes para que se tenha, a cada momento, uma posição exata de tudo o que acontece no biotério. 
Somente através de um rigoroso sistema de fichas de identificação de gaiolas podemos compor todo fluxo de informações do biotério. Sendo assim, as informações são provenientes de pelo menos quatro diferentes fontes: . 
1. Gaiolas: cada uma deve ter uma ficha de identificação contendo informações atualizadas de todos os eventos ocorridos em seu interior como: acasalamentos, datas de nascimentos, quantidade de filhotes nascidos, mortes, etc. 
2. Salas: as informações obtidas de cada gaiola passam a compor o respectivo livro de registros, que resume todos os eventos ocorridos em cada uma das salas. 
3. Biotério: as informações provenientes de cada uma das salas devem compor o relatório diário dos eventos ocorridos no biotério. 
4. Chefia: com base em todos os dados anteriores, orienta a entrega de animais, direciona os acasalamentos e a manutenção de estoque de cada espécie produzida. 
Técnicas anestésicas 
O animal de laboratório, utilizado frequentemente como material de pesquisa que envolve procedimentos cirúrgicos diversos, necessita, por questões de melhor manejo e acima de tudo humanitárias, ser submetido à anestesia. 
A diversidade de espécies animais utilizadas para experimentação, bem como as diferentes linhagens e variações individuais, propiciaram o incremento de diversas drogas e técnicas anestesiológicas com a finalidade de melhor induzir a anestesia, objetivando eficiência, segurança e redução de custos. 
TABELA. Vias e locais de administração, volume máximo recomendado para injeção e dimensão de agulhas para cada espécie. 
ESPÉCIES SUBCUTÂNEA INTRAMUSCULAR INTRAPERITONIAl 
RATO r.nucal. dorso, 5-10ml. 25X5 quadríceps, f.p.coxa. 
dorsal do pênis lateral da cauda 0,.5ml. 25x5 
CAMUNDONGO r.nucal, 2-3ml 25X5 quadriceps, f.p.coxa, lateral da cauda 0,2ml. 25x5 
HAMSTER r.nucal. 3-4ml. 25X5 quadriceps. f.p.coxa. 
femoral, jugular 0.,3ml. 25x5 
COELHO r.nucal. flanco. 30- 
r.nucal.- região nucal; f.p.coxa - face posterior da coxa 
O exame clínico deve ser realizado por médico veterinário ou técnico especializado habituado com o manejo das espécies em questão. Alterações "grosseiras" como estado de alerta, padrão respiratório, presença de secreções nasais ou oculares e diarreia podem ser facilmente diagnosticadas evidenciando a ocorrência de anormalidades. Uma vez detectada a alteração, o procedimento experimental deve ser adiado e a causa identificada. 
Medicação pré-anestésica (MPA) 
São drogas administradas previamente aos anestésicos, objetivando a redução do estresse e da dor, diminuição da dose do agente anestésico, indução e recuperação suave da anestesia e redução das secreções. Exemplos: 
►Atropina: Reduz secreções salivares e brônquicas; promove discreta taquicardia sendo indicada no preparo dos animais tratados com" xilazina e fentanil; 
►Diazepam e midazolam: Promovem sedação, e relaxamento muscular. 
Geralmente são associados aos anestésicos dissociativos como a quetamina e a tiletamina. 
Anestésicos 
Anestésicos Dissociativos (quetamina e tiletamina) 
Isoladamente promovem apenas imobilização acompanhada de rigidez muscular. Em doses rotineiras, induzem analgesia superficial (pele, musculatura). Aumentam a secreção salivar: e portanto recomenda-se a administração prévia de atropina. Mantém reflexos protetores presentes, não permitindo adequada monitorização da anestesia. Para atenuar seus efeitos colaterais, a quetamina deve ser associada à xilazina ou aos benzodiazepínicos (diazepam e midazolam). A tiletamina já se apresenta no mercado associada ao benzodiazepínico denominado zolazepam. 
Barbitúricos (tiopental e pentobarbital) 
São agentes hipnóticos que induzem desde simples sedação até anestesia geral. O pentobarbital tem tempo de ação entre 30 e 90 minutos dependendo da espécie e via de administração (intravenosa ou intraperitoneal). O tiopental promove anestesia durante um período de 10 a l5 minutos e deve ser administrado exclusivamente pela via intravenosa. São importantes depressores da respiração. Não são bons analgésicos, porém, excelentes miorrelaxantes. 
O período pós-operatório faz parte do protocolo analgésico, sendo extremamente importante os cuidados ministrados ao animal neste momento. Complicações como a depressão respiratória, que ocorre durante o ato anestésico e que pode se prolongar após o mesmo, torna-se fatal, se o profissional não estiver atento. 
Eutanásia 
A eutanásia é a conduta através da qual busca-se abreviar a vida de um ser vivo, sem dor ou sofrimento, cuja prática é adotada também pelo técnico de biotério, em várias ocasiões. 
O método de eleição para a prática da eutanásia deve ser rápido, indolor, adequado à espécie, idade e número de animais, e o técnico deve realizá-lo distante de outros animais, fora da área de criação e manutenção, e de preferência em um laboratório. Também a finalidade para a qual o animal foi utilizado deve ser considerada, pois o método adotado pode interferir no resultado final de um experimento. 
Métodos físicos como deslocamento cervical e traumatismo craniano são satisfatórios para eutanásia de camundongos e ratos com menos de 200g de peso, más também podem ser indicados para coelhos e aves. Além desses, a decapitação realizada através do auxílio de uma guilhotina também é recomendada para roedores e coelhos de pequeno porte. Quando possível, os animais devem ser sedados ou anestesiados, antes de sua realização. 
Também pode ser realizada a Exanguinação. Este método, realizado por meio de punção cardíaca ou de vasos sanguíneos de grande calibre, é frequentemente utilizado para obtenção de sorohiperimune de roedores e coelhos, os quais devem ser previamente sedados ou anestesiados, pois pode-se observar inquietação associada à hipovolemia. Caso isso não seja possível, devido à interferências indesejáveis das drogas, a eutanásia deve ser realizada por pessoas muito bem treinadas. 
Também pode ser realizada a eutanásia por inalação de CO2. Para sua utilização, devemos contar com câmara previamente preenchida com esse gás puro. Este gás tem rápida ação letal por provocar depressão do sistema nervoso central. 
São utilizados pela via intravenosa o pentobarbital sódico e derivados, que são barbitúricos, mas caso outras vias forem utilizadas, verifica-se um retardo de tempo do efeito anestésico da droga, e conseqüentemente do tempo para realização da eutanásia. O pentobarbital sódico é frequentemente utilizado para anestesia e eutanásia, e pode ser administrado por via intravenosa, intracardíaca ou intraperitoneal, com pelo menos o dobro, ou o triplo da dose anestésica. Para eutanásia de ratos e hamsters o pentobarbital pode ser administrado por via intraperitoneal, na dose de 100 mg/Kg e 80-150 mg/Kg, respectivamente, enquanto que para coelhos é utilizado na dose de 200 mg/kg, por via intravenosa. O tempo observado para sacrifício dos animais varia de 10 a 15 minutos, todavia um exame cuidadoso deve ser realizado para constatação de total parada respiratória e morte, antes de seu descarte ou utilização. 
	controlados conduzidos no estado de vigília
	
Animais mais utilizados: ►Cão doméstico (Canis familiares). Este animal, apesar do alto custo, dificuldade de manutenção e elevado risco de uso, é muito empregado em pesquisa experimental na área da fisiologia, tanto no estado de vigília quanto anestesiado, particularmente como preparação aguda e crônica para estudo do aparelho cardiovascular, com ou sem instrumentação permanentemente implantada, a exemplo de cateteres vasculares e intracardíacos. O cão de uso corrente é o chamado cão de rua, de raça mista, conhecido como mongrel. É usualmente capturado pelos serviços sanitários de controle da raiva, doença 100% mortal para o homem, pelo que se deve prudentemente usar animais vacinados e devidamente quarentenados, ou proteger-se devidamente com luvas e jalecos e evitar mordidas pelo emprego de mordaças, bem como contato com a saliva. É um animal muito sensível emocionalmente, o que pode comprometer experimentos mal 
Principais zoonoses: raiva, leptospirose, salmonelose, brucelose, tuberculose, leishmaniose, dermatofitose e escabiose. 
►Cobaia (Cavia porcellus). Podem atingir entre 600 e 800 g. É um animal dócil, largamente usado, pouco dispendioso e de fácil criação e manutenção em cativeiro. Tolera repetidas punções cardíacas para coleta de sangue e para administração de drogas. Não possuem boas veias para injeção de substâncias. São excelentes para fornecimento de órgãos e tecidos para preparações in vitro, a exemplo do íleo, que é clássica e amplamente empregado em farmacologia. 
Principais zoonoses: salmonelose, pasteurelose, listeriose, pneumonia por 
Bordetella bronchiseptica, leptospirose e dermatofitoses. 
►Coelho (Oryctolagus cuniculus). Não é um animal roedor, pertencendo à ordem 
Lagomorpha. A variedade albina é de fácil criação, especialmente a raça New Zealand, que chega a ter 4–5 kg de peso corporal. Apresenta algumas dificuldades de manutenção em biotérios, pois é relativamente dispendioso, sensível à manipulação e pouco resistente às infecções. Existem muitas raças, todas excelentes para estudos farmaco1ógicos e imunológicos. É um bom modelo experimental para estudo da aterosclerose. Drogas podem ser administradas por via oral, por meio de sonda gástrica ou na água de beber, bem como por outras vias. Injeções intravenosas podem ser feitas com muita facilidade na veia marginal da orelha, pela qual também se podem colher facilmente amostras de sangue para diferentes análises. Não é muito utilizado para estudos do aparelho cardiovascular. 
Principais zoonoses: pasteurelose, salmonelose, listeriose, leptospirose e pneumonia por Bordetella bronchiseptica. 
►Camundongo (Mus musculus). Os adultos, que pesam cerca de 30-40 g, são muito utilizados em grande variedade de experimentos, pelo baixo custo e facilidade de criação em larga escala. São particularmente empregados nas áreas da imunologia e da patologia. Diversas vias de administração de drogas podem ser usadas sem dificuldades, inclusive a venosa e a intracerebral. Pode-se provocar fácil sangria pela punção do seio venoso orbital. Representam modelos experimentais de muitas condições patológicas humanas. 
Principais zoonoses: coriomeningite linfocítica, micoplasmose, pasteurelose, raiva, salmonelose e hantavírus. 
	acomodação em laboratórios e biotérios
	Apresenta grande resistência às infecções. 
►Rato (Rattus norvegicus). É maior que o camundongo, com tamanho bastante satisfatório para grande multiplicidade de estudos; é de baixo custo e de fácil manejo e Juntamente com o camundongo, constitui-se no animal mais comumente empregado para pesquisa experimental. O animal adulto pesa entre 150 e 500 g, dependendo da espécie. É muito útil e amplamente empregado para experimentação cardiovascular, permitindo fácil obtenção direta e registro da pressão arterial sistêmica, via artérias femoral e carótida comum. Drogas podem ser administradas no animal acordado, pelas veias da cauda e peniana ou por via peritoneal, e no animal anestesiado, pela veia jugular. Fornece tecidos que se constituem em excelentes preparações farmaco1ógicas para emprego in vitro. Também constituem-se em modelos experimentais de muitas patologias do homem. 
Principais zoonoses: leptospirose, micoplasmose, raiva, febre da mordida do rato, pasteurelose e hantavírus. 
►Hamster (família Cricetidae). Os hamsters por suas características imunogenéticas podem ser utilizados para estudos com tumores, parasitas, vírusm, bactérias e em pesquisas em dentes, pois a forma e oclusão dos molares é semelhante ao humano e é possível induzir lesões sem fraturas. Os hamsters hibernam sob condições ambientais apropriadas permitindo conduzir estudos sobre fisiologia em baixas temperaturas ambientais. Principais zoonoses: leptospirose, salmonelose, micoplasmose e raiva. 
Zoonoses: são doenças e infecções naturalmente transmissíveis entre os hospedeiros vertebrados e o homem. 
Principais zoonoses: 
	- Agente etiológico – vírus rábico, pertencente ao gênero Lyssavirus
	
►Raiva 
- Transmitida ao homem pela inoculação do vírus rábico, contido na saliva de animal infectado, principalmente pela mordedura. 
- Período de incubação variável de dias até um ano (em média 45 dias no homem); intrinsecamente ligado à localização e gravidade da mordedura, arranhadura ou lambedura de animais infectados, proximidade de troncos nervosos, e quantidade de partículas virais inoculadas. 
- Sintomas – no animal: alterações de comportamento, depressão, demência ou agressão, dilatação da pupila, fotofobia (medo do claro), falta de coordenação muscular, mordidas no ar, salivação excessiva, dificuldade para engolir devido à paralisia da mandíbula, déficit múltiplo de nervos cranianos, e paralisia dos membros posteriores. No homem: febre pouco intensa (38º C) acompanhada de dor de cabeça e depressão nervosa, inquietude, agitação, espasmos dolorosos na laringe e faringe e passando a respirar e engolir com dificuldade. Os espasmos estendem-se depois aos músculos do tronco e das extremidades dos membros, de forma intermitente e acompanhado de tremores generalizados, taquicardia e parada de respiração. 
- Reservatório - cão, camundongo, rato e hamster. 
- Medidas de controle – vacinação preventiva para os animais; observação clínica por 7 a 10 dias de animais que tiverem mordido alguém ou que apresentarem sinais suspeitos de raiva; remessa imediata a um laboratório para o exame correspondente; imunização pré-exposição das pessoas que correm alto risco de infectar-se. 
- Instruções para tratamento de mordeduras – limpar e lavarimediatamente o ferimento (primeiros socorros); limpar cuidadosamente o ferimento, sob supervisão médica; administrar soro anti-rábico e/ou vacina, conforme indicado; desaconselha-se suturar ou fechar a ferida a menos que seja imperioso. 
►Dermatofitose 
- Agente etiológico (fungo) – Microsporum sp ,Trichophyton sp, Epidermophyton floccosum. 
- Transmitida através do contato direto com as lesões do animal e indireto, através de pelos ou escamas contaminadas. 
- Sintomas – no homem e no animal: lesão que provoca queda dos pêlos ou cabelos em áreas circulares e deixando em seu centro placas escamosas. 
- Reservatório – homem, cão, gato e bovinos. 
- Período de incubação – 1 a 2 semanas. 
- Medidas de controle – evitar contato com animais e/ou objetos utilizados pelos mesmos; queimar os objetos contaminados. 
►Escabiose (ou sarna) - Doença causada por artrópode. 
- Agente etiológico – Sarcoptes scabiei. 
- Transmitida através do contato direto com as lesões do animal ou por intermédio de objetos, panos e/ ou roupas que entrarem em contato com o animal doente e em seguida com uma pessoa. 
- Sintomas – no homem e no animal: lesões em formas de vesículas, pápulas ou pequenos sulcos, nos quais ele deposita seus ovos. O prurido é intenso, principalmente durante a noite, por ser o período de reprodução e deposição de ovos. 
- Reservatório – homem, cão e cobaia. 
- Período de incubação – de 1 dia a 6 semanas. 
- Medidas de controle – Tratamento dos animais e pessoas doentes; lavar objetos e panos contaminados com água quente (pelo menos 55º C); buscar casos nos outros animais residentes no biotério. 
►Leptospirose - Doença causada por bactéria. 
- Agente etiológico – Leptospira interrogans. 
- Transmissão – contato da pele por solução de continuidade, por água, solo úmido ou vegetação contaminada com urina de animais infectados; ocasionalmente através de ingestão de alimentos contaminados com urina de rato contaminado. 
- Sintomas – no homem: febre, dor de cabeça, dores musculares, conjuntivite, vômitos e diarréia com sangue, pode haver icterícia e pequenos pontos avermelhados na pele. No animal: febre, rigidez muscular nas patas, feridas na boca e icterícia. 
- Reservatório – cão, cobaia, coelho, rato e hamster. 
- Período de incubação – de 3 a 13 dias, com variação de até 24 dias. OBS: A leptospira pode ser excretada na urina durante 1 meses. 
- Medidas de controle – isolar os animais suspeitos e tratar; vacinação animal; educação sanitária; proteção dos trabalhadores. 
►Leishmaniose Tegumentar Americana (LTA) - Doença causada por protozoário. 
- Agente etiológico – no Brasil os mais importantes são: Leishmania Viannia braziliensis, Leishmania Leishmania amazonensis, Leishmania Viannia guyanensis. 
- Transmissão – picada de insetos flebotomídeos do gênero Lutzomya. 
- Sintomas – no homem: presença de pápulas, que evoluem para ulcerações com bordas elevadas e fundo granuloso, que podem ser únicas ou múltiplas e são indolores. No animal: ???? 
- Reservatório – roedores, cão, homem, dentre outros. 
- Período de incubação – pode variar de duas semanas a 12 meses, com média de 2 a 3 meses. 
- Medidas de controle – eliminação de vetores; eliminação de acúmulo de detritos e outros criadouros de vetores; eliminação dos animais que atuam como reservatórios; educação sanitária; investigação de contatos e da fonte de infecção; tratamento específico. 
►Leishmania Visceral - Doença causada por protozoário. 
- Agente etiológico – no Brasil: Leishmania chagassi. 
- Transmissão - picada de insetos flebotomídeos do gênero Lutzomya. 
	hemorragias intestinais, paralisia de membros posteriores cegueira e caquexia
	
- Sintomas – no homem: doença crônica sistêmica com febre de longa duração. No animal: emagrecimento, eriçamento e queda de pêlos, nódulos ou ulcerações, - Reservatório – cão; o homem também pode ser fonte de infecção. 
	meses
	
- Período de incubação – varia de 10 dias a 24 meses, sendo em média de 2 a 4 
- Medidas de controle – eliminação de vetores; eliminação de acúmulo de detritos e outros criadouros de vetores; eliminação dos animais que atuam como reservatórios; educação sanitária; investigação de contatos e da fonte de infecção; tratamento específico. 
Manejo de Animais Silvestres 
16. Coletar soro e estocar a -20ºC 17. Conhecer os sinais e sintomas das principais zoonoses que podem ocorrer nas diferentes regiões de estudo, considerando as medidas de prevenção 18. Todo animal capturado no campo deverá ser trabalhado no local de captura ou em lugar próximo, evitando a sua transferência para centros de pesquisa 19. Utilizar EPI’S 20. Manipular armadilhas contendo roedores somente com luvas de borracha resistentes. Estas armadilhas deverão ser colocadas imediatamente dentro de saco plástico duplo até a sua abertura em local adequado, onde todo o pessoal envolvido deverá estar utilizando roupas descartáveis e equipamento de proteção respiratória 21. Transportar animais capturados até a área de processamento, em carroceria ou bagageiro, evitando-se contato com a equipe no interior do veículo 2. Processar os animais em uma área previamente escolhida, longe da circulação de pessoas ou presença de animais domésticos ou criações. Em ambiente aberto, com boa ventilação e ação da luz ultravioleta natural, manter a direção do vento nas costas das pessoas. Caso o processamento seja realizado em sala fechada, maiores cuidados deverão ser aplicados, incluindo desinfecção de toda área e do material utilizado 23. As pessoas que não participarem do processamento final dos animais silvestres deverão permanecer a pelo menos 10 metros de distância, contra o vento, evitando, assim a inalação de aerossóis 24. Anestesiar profundamente todos os animais antes de seu manuseio fora das armadilhas. Utilizar anestésicos inalatórios como metoxipluorane que é mais seguro com a menor margem de erro quando comparado com outros. 25. Coletar sangue através do plexo retroorbital ou por punção cardíaca, na dependência do volume de sangue necessário, do tamanho do animal e da prática do pessoal envolvido. Evitar a formação de aerossóis durante o processamento do material. 26. Utilizar desinfetantes como hipoclorito, lisol, fenol, entre outros na: limpeza das luvas após manipulação de armadilhas, descontaminação de armadilhas, limpeza das luvas após manipulação/ dissecção de cada roedor e antes da remoção das luvas após finalização dos procedimentos, lavagem e desinfecção de todos os instrumentos usados e limpeza das superfícies de trabalho ou de outros materiais que possam estar contaminados 27. A necropsia assim como a taquidermização deverão ser realizadas por pessoal previamente treinado, com instrumentos que reduzam a possibilidade de acidente. Evitar o uso de tesoura após abertura da cavidade abdominal. Todo o material como luva, gaze, papel toalha, assim como a superfície de trabalho deverão ser desinfetadas antes do processamento de outro animal. O material a ser encaminhado para o museu deverá ser colocado em solução de formol a 10 % 28. Evitar a transfer~encia de ectoparasitas como carrapatos, pulgas e piolhos, transmissores de patógenos, para o pessoal que manipula animais silvestres utilizando roupas apropriadas ( claras com punho bem justo) com luvas, podendo se utilizar, quando indicado repelentes 29. Realizar o descarte do material em bolsas de polietileno impermeáveis, opcas de cor vermelha, com espessura de 120 microns . Utilizar papel absorvente em caso de material líquido, impedindo o seu derramamento. O tratamento final será autoclavação, seguida de incineração. Todo material corto-perfurante deverá ser desprezado em descartadores resistentes a perfurações e a golpes, e submetido à autoclave 30. Procurar assistência médica, qualquer indivíduo que apresente doença febril após contato com animal silvestre, considerando o tempo potencial de exposição a cada patógeno. Uma amostra de sangue deverá ser coletada e encaminhada, junto com a amostra padrão, para a análise. 
Roupas e Equipamentos1) Jaleco cirúrgico descartável 
Verificar a presença de punhos elastizados, considerando a necessidade de proteção contra carrapato e pulga. 
2) Protetor de olhos e face Visor de policarbonato com ajuste facial. Verificar a existência de bloqueio para o acesso de aerossóis. 3) Luvas Verificar a especificação técnica para determinar o grau de proteção 4)Respirador 
Com a recente mudança na nomenclatura e na certificação dos filtros utilizados nestes respiradores, a denominação atual é N-100 (9.97), equivalente ao filtro HEPA. É recomendada para profissionais que trabalham com roedores, potencialmente reservatórios de hantavírus e arenavírus. Os equipamentos deverão estar em conformidade com a norma 42CFR84 (EU). Marca: 3M do Brasil. 
Referências Bibliográficas 
1. ANDRADE, A. O bioterismo: Manual para técnicos em animais de biotério. Rio de Janeiro, Fiocruz, 1994. 
2. ACHA, P. N.; SZYFRES, B. Zoonosis y enfermedades transmisibles comunes al hombre y a los animales. Washington: Organización Panamericana de la Salud, 1986. 
3. Fiocruz, 2004. 11º Curso de sensibilização em Biossegurança. Rio de Janeiro. 
4. COBEA (Colégio Brasileiro de Experimentação Animal); Manual para técnicos em bioterismo; 2°edição; 1996; 
5. Ubatuba, F. B.; Junqueira Jr., L. F.; Espécies de animais empregadas em experimentação laboratorial; Universidade de Brasília, Departamento de Clínica Médica; 6. Fiocruz, 2004. 11º Curso de sensibilização em Biossegurança. Rio de Janeiro.