MANUAL PRÁTICO DE HEMATOLOGIA CLÍNICA

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MANUAL PRÁTICO 
DE 
HEMATOLOGIA CLÍNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PROFESSOR MSc EDIBERTO NUNES 
 
BELÉM – PARÁ 
AGOSTO - 2017 
 
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ÍNDICE 
 
 
1 - COLETA DE SANGUE 03 
2- CONFECÇÃO DE ESFREGAÇO SANGUÍNEO 09 
3- COLORAÇÃO HEMATOLÓGICA 12 
4 - AUTOMAÇÃO EM HEMATOLOGIA 18 
5 - CONTAGEM DE ERITRÓCITOS 31 
6 - DOSAGEM DE HEMOGLOBINA 32 
7 - DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 33 
8 - DETERMINAÇÃO DOS ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 35 
9 - ESTUDO MORFOLÓGICO DA SÉRIE VERMELHA 35 
10 - ESTUDO DA MORFOLOGIA ERITROCITÁRIA 37 
11 - CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 43 
12 - FALCIZAÇÃO DOS ERITRÓCITOS 44 
13 - ELETROFORESE DE HEMOGLOBINA 45 
14 - VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO (VHS) 48 
15 - CONTAGEM DE LEUCÓCITOS 49 
16 - ESTUDO MORFOLÓGICO DOS GRANULÓCITOS 51 
17 - ESTUDO MORFOLÓGICO DOS AGRANULÓCITOS 56 
18 - ESTUDO MORFOLÓGICO DA SÉRIE TROMBOCÍTICA 58 
19 - INTERPRETAÇÃO DO HEMOGRAMA 59 
20 - QUADRO LEUCÊMICO 75 
21 - TIPAGEM SANGUÍNEA 82 
22 - PROVA CRUZADA PRÉ-TRANFUSIONAL 83 
23 - DETERMINAÇÃO DO TESTE DE COOMBS DIRETO 84 
24 - DETERMINAÇÃO DO TESTE DE COOMBS INDIRETO 85 
25 - COAGULOGRAMA 86 
26 - CONTROLE DE QUALIDADE PRÁTICO EM HEMATOLOGIA 92 
 LITERATURA CONSULTADA E MATERIAL BIBLIOGRÁFICO UTILIZADO 93 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1 - COLETA DE SANGUE 
 PUNÇÃO VENOSA 
O meio mais comum de obter-se uma amostra de sangue para exames de laboratório é por 
punção venosa. A punção venosa é uma forma rápida de obter um grande volume de sangue no 
qual podem ser feitas várias análises. Na punção venosa, também chamada de flebotomia, o 
sangue é retirado diretamente de uma veia superficial. A veia é puncionada com uma agulha 
hipodérmica e o sangue é coletado em uma seringa ou tubo de vacutainer. 
 A punção venosa é um procedimento seguro quando feito corretamente por um profissional 
treinado. O procedimento deve ser feito com cuidado. Todo o esforço deve ser feito para 
preservar a condição da veia. Muitas observações e práticas são necessárias para tornar-se 
capacitado e seguro na arte da punção venosa. 
 PUNÇÃO VENOSA USANDO SERINGA 
 Fazer uma punção venosa requer várias etapas importantes. É necessário que essas 
etapas sejam totalmente conhecidas antes que o procedimento seja tentado. As etapas são: 
 Selecionar o material adequado. 
 Preparar o paciente para a punção venosa. 
 Aplicar o torniquete. 
 Selecionar o local da punção venosa. 
 Preparar o local da punção. 
 Executar a punção venosa. 
 Cuidados após a punção. 
 Quando fizer uma punção venosa, o aluno deve ser supervisionado por um profissional 
qualificado. As luvas devem ser usadas pelo coletador para fazer todas as punções. É melhor 
usar uma luva sem talco, para evitar a contaminação dos tubos de coleta. 
 Roupas de proteção, tais como o jaleco, também devem ser usadas pelo coletador no 
laboratório. 
 SELECIONANDO O MATERIAL 
Os materiais requeridos para a punção venosa incluem uma seringa descartável estéril e 
agulha hipodérmica, álcool 70%, gaze estéril, torniquete e frasco para colocar o sangue. A seringa 
e a agulha devem ser montadas cuidadosamente para manter a esterilidade. As pontas da 
seringa ou da agulha não devem ser tocadas. 
 O comprimento e o diâmetro (calibre) da agulha usada para punção venosa são 
determinados pelo procedimento. As agulhas de calibre 27x7mm, 25x8mm ou 30x8mm são 
geralmente utilizadas para a punção venosa, quanto maior o calibre, menor é a agulha. 
 Agulhas de grande diâmetro são requeridas para doação de sangue. Vários dispositivos de 
segurança existem no mercado para o manuseio com agulhas a fim de se evitar possíveis picadas 
acidentais no operador. 
 A agulha deve ser posicionada firmemente na seringa, de modo que o bisel da agulha e a 
graduação da seringa estejam para cima. O êmbolo da seringa deve ser empurrado para cima e 
para baixo para verificar se o movimento é suave. Ele deve então ser empurrado completamente 
no corpo da seringa para que não exista mais ar dentro da seringa. 
 Todos os materiais de colheita devem ser colocados ao alcance fácil do coletador de 
sangue. O coletador deve usar luvas ao realizar uma punção venosa. 
 MATERIAIS NECESSÁRIOS PARA COLETA DE SANGUE 
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 Seringa descartável (3 mL; 5 mL; 10 mL e outros), conforme volume de sangue a ser 
colhido. 
 Agulha (25x7 mm ou 25x8 mm ou 30x8 mm). 
 Algodão (bola). 
 Álcool a 70%. 
 Garrote de látex. 
 Anticoagulante, EDTA a 10%, Citrato de Sódio a 3,8% e outros (conforme o exame a ser 
realizado). 
 Tubos de ensaios de vidro ou polipropileno 10x75 (hemólise), 12x75 mm ou outros, com 
ou sem anticoagulante. 
 Estante para tubos de ensaio. 
PREPARAR O PACIENTE PARA A COLETA DE SANGUE 
 O coletador deve sempre identificar o paciente pelo nome e checar a requisição de 
exames. Se o paciente está hospitalizado, o bracelete de identificação deve ser conferido. Para 
alguns procedimentos, como coleta de sangue para tipagem sanguínea e provas cruzadas, o 
coletador deve colocar um bracelete adicional de identificação, o qual é codificado segundo os 
tubos de coleta de sangue. 
A punção venosa deve ser explicada para o paciente, para minimizar a apreensão. 
O paciente deve estar deitado ou sentado em uma cadeira com apoio para os braços. O 
braço do paciente deve estar totalmente esticado e firmemente apoiado durante a coleta. O 
coletador deve estar sempre preparado para o paciente que ocasionalmente desmaia e deve ser 
treinado para prestar os primeiros socorros. 
APLICANDO O TORNIQUETE 
 O torniquete é aplicado ao braço para diminuir o fluxo de sangue e fazer as veias ficarem 
mais proeminentes. Torniquetes descartáveis são feitos de látex chato (plano) e são os preferidos. 
 Para aplicar o torniquete (ou garrote) corretamente, coloca-se o torniquete debaixo do 
braço, acima da curva do cotovelo e as duas pontas são esticadas e amarradas. Enquanto a 
tensão é mantida nas duas pontas, numa delas faz-se uma alça e introduz-se debaixo da outra 
ponta, fazendo um nó corrediço, conforme figura abaixo. Se o torniquete é amarrado dessa forma, 
ele será desamarrado facilmente por um suave puxão da ponta livre. 
 O torniquete ou garrote deve ser aplicado enquanto o local da punção está sendo 
selecionado. Ele deve ser solto enquanto o local será desinfetado e será preso novamente antes 
da punção ser feita. O torniquete nunca deve ficar tão amarrado que vá restringir o fluxo de 
sangue na artéria. O torniquete não deve ser deixado no local por mais de dois minutos, para 
evitar hemoconcentração. Uma vez a veia penetrada e o sangue aparecer na seringa, pode-se 
soltar o torniquete enquanto se retira a quantidade de sangue desejada. O torniquete deve ser 
sempre solto antes de se retirar à agulha da veia. Uma vez terminada a coleta, faz-se hemostasia 
para estancar a hemorragia no local da punção. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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SELECIONADO O LOCAL DA PUNÇÃO 
 O local da punção deve ser cuidadosamente selecionado após examinar ambos os braços 
para localizar a melhor veia, As veias mais frequentemente usadas são a veia mediana cefálica 
ou a veia mediana basílica no antebraço. O coletador deve suavemente palpar a veia para 
determinar a direção e para estimar o tamanho e profundidade da veia. A veia será sentida como 
um tubo elástico. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PREPARANDO O LOCAL DA PUNÇÃO 
 A área em torno do local da punção deve ser bem limpa com álcool a 70% e gaze estéril. O 
local deve ser deixado secar ao ar ou usando uma gazeseca estéril. Uma vez o local limpo, não 
deve ser mais tocado novamente, exceto para penetrar na veia com a agulha estéril. Se a veia for 
palpada novamente, o local deverá ser limpo de novo. 
EXECUTANDO A PUNÇÃO 
 Quando o local da punção estiver limpo, o torniquete deve ser reaplicado ao braço; ele não 
deve tocar na área limpa. A seringa deve ser segurada em uma mão, com uma inclinação de 15 a 
30º em relação ao braço. O bisel deve estar para cima e a agulha deve apontar na mesma 
direção da veia. Quando for retirar a capa da agulha, ela deverá ser examinada para possíveis 
defeitos e verificar a integridade da ponta. 
 A pele e a veia devem ser penetradas com um único movimento macio até que a agulha 
se encontre no lúmen da veia. Penetrar a veia no ângulo mais conveniente previne que não se 
ultrapasse as paredes da veia. O polegar deve ser colocado cerca de três centímetros abaixo do 
ponto de picada e a pele pressionada e puxada em direção ao coletador (para fixar a veia e 
diminuir o impacto da agulha na pele). 
Uma vez a veia penetrada, a seringa e a agulha devem ser fixas com uma mão, enquanto a 
outra puxa suavemente o êmbolo para fazer o sangue penetrar na seringa. A agulha deve ser 
observada enquanto se está aspirando o sangue para ter certeza de que a mesma não saia fora 
da veia. 
Quando a quantidade de sangue desejada foi obtida, o torniquete pode ser solto. A agulha 
pode então ser retirada da veia enquanto que urna gaze estéril é colocada sobre o local da 
punção e pressionada. As agulhas usadas não devem ser recapadas. O sangue pode ser 
transferido a um tubo de vácuo, inserindo a agulha na tampa de borracha do mesmo, deixando 
que o tubo se encha conforme o vácuo existente. 
A unidade de seringa e agulha pode então ser descartada em um recipiente à prova de 
furos, destinado a materiais perfuro-cortantes. Ou a agulha pode ser removida da seringa usando 
um dispositivo de descarte de agulhas e o sangue será vertido para um tubo, através de suave 
pressão no êmbolo da seringa, tomando cuidado para não se formarem aerossóis. 
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 O tubo poderá então ser rotulado com a data, nome do paciente, número de identificação 
horário da coleta (os tubos não devem ser rotulados previamente; isso evita que um tubo 
vazio rotulado, seja usado para o paciente errado). 
CUIDADOS COM O LOCAL DA PUNÇÃO 
 O paciente deve ser instruído para pressionar a gaze no local da punção por dois a cinco 
minutos, com o braço estendido, para ficar seguro que a hemorragia parou e o hematoma, ou 
inchaço, não ocorra. O coletador deve checar o local da punção para verificar se a hemorragia já 
parou antes de deixar o paciente e poderá aplicar uma bandagem ou compressa, se necessário. 
PUNÇÃO VENOSA USANDO SISTEMA DE TUBOS DE VÁCUO 
 O mais amplamente usado método de coletar sangue venoso é o sistema de tubos com 
vácuo, como VACUTAINER ou VENOJECT. O sistema de tubos com vácuo consiste em uma 
agulha especial descartável, um suporte ou adaptador de agulha e tubos com vácuo (tubos para 
coleta de sangue nos quais foi retirada a maior parte do ar). A agulha usada tem duas pontas. A 
ponta menor, que está inclusa em uma capa de borracha retrátil, é colocada para dentro do 
adaptador A ponta mais longa é usada para penetrar na veia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Após a veia ser penetrada, com a agulha, o 
tubo de coleta é empurrado sobre o terminal mais 
curto da agulha dentro do adaptador e o sangue é 
aspirado pelo vácuo. Quando o tubo estiver cheio, 
ele é removido da agulha e reposto por outro 
tubo. A capa de borracha da agulha previne o 
vazamento de sangue da agulha, enquanto se 
trocam os tubos. 
 Dessa maneira vários tubos podem ser 
coletados, usando uma variedade de tubos de 
vácuo. Quando mais de um tubo deve ser 
coletado, o tubo com tampa vermelha (para soro) 
deve ser coleta do primeiro e os tubos contendo 
anticoagulante devem ser colhidos por último. O 
sangue coletado em tubos com anticoagulante 
deve ser misturado imediatamente após a coleta, 
por alguns momentos para misturar o 
anticoagulante com o sangue. 
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TIPOS DE TUBOS DE VÁCUO E ANTICOAGULANTE 
 Os tubos com vácuo estão disponíveis em uma variedade de tipos e tamanhos. Os tubos 
podem ser estéreis ou não. As tampas coloridas demonstram claramente qual o anticoagulante 
contido no tubo, ou se não há anticoagulante. 
 As técnicas de laboratório realizadas com plasma requerem que o sangue seja colhido com 
um anticoagulante específico. Por exemplo: tubos com, tampa lilás contém EDTA que é o 
anticoagulante usado na maioria dos estudos hematológicos, como contagens de células e 
contagens diferenciais. Para testes de coagulação, como tempo de protrombina, um tubo com 
tampa azul clara contendo Citrato de Sódio é comumente usado. Tubos com tampa verde contêm 
heparina, que é o anticoagulante usado em alguns testes bioquímicos e hematológicos especiais, 
mas que não pode ser usado para fazer extensões coradas de sangue. Tampas cinza denotam a 
presença de fluoreto de sódio e oxalato de potássio usado para certos testes de glicose. Os tubos 
com tampa vermelha não contêm anticoagulante e são usados para exames que requerem soro, 
assim como a maioria dos exames bioquímicos. O manual do laboratório deve incluir uma relação 
dos exames efetuados e o tipo de amostra de sangue venoso requerido. 
Os tubos com vácuo são disponíveis em uma variedade de tamanhos; cada tamanho 
aspira um volume específico de sangue. Tamanhos comumente usados são 3 mL, 5 mL, 10 mL e 
20 mL. Os tubos contêm a quantidade certa de anticoagulante para o volume de sangue que será 
aspirado pelo tubo. E importante que os tubos sejam cheios até a sua capacidade, já que uma 
relação inadequada de anticoagulante e sangue podem alterar a morfologia celular e interferir nos 
resultados dos exames. 
 
PRECAUÇÕES 
 Observe o padrão de transmissão de patógenos pelo sangue. 
 Calçar luvas quando fizer a punção venosa. 
 Esteja seguro de que o paciente está deitado ou sentado com o braço bem apoiado. Esteja 
preparado para o paciente que desmaiar. 
 Não deixe o torniquete amarrado no braço por mais de dois minutos. 
 Cheque o pulso para ficar seguro de que a circulação arterial não está impedida. 
 Antes de fazer a punção, empurre o êmbolo contra o final do cilindro da seringa para 
eliminar todo o ar. 
 Sempre remova o torniquete antes de retirar a agulha da veia para prevenir a formação de 
hematoma. 
 Se encontrar dificuldade para penetrar a agulha na veia, ou se começar a se formar um 
hematoma ou inchaço, afrouxe o torniquete imediatamente, rapidamente retire a agulha e 
aplique pressão no local da punção com algodão. 
 Quando usar o sistema de tubos com vácuo esteja seguro de que o suporte e a agulha são 
compatíveis. 
 Não reutilize agulhas ou seringas; isso previne possível transmissão de doenças. 
 Não recape as agulhas; agulhas usadas devem ser descartadas em um recipiente especial 
para descarte de agulhas. 
 
CUIDADOS 
 Para a coleta de material são necessários alguns cuidados para que essa coleta não 
prejudique o paciente nem a qualidade do exame a ser realizado. 
 ESSES CUIDADOS SÃO OS SEGUINTES: 
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 O paciente deve estar acomodado confortavelmente e psiquicamente preparado. 
 O material usado deve ser selecionado de acordo com os exames a serem realizados, e a 
quantidade de sangue necessária à realização dos mesmos. 
 O tubo receptor para o material biológico deve estar quimicamente limpo, seco e bem 
esterilizado. Devendo-se preferir material descartável. 
 A colheita será feita por punção venosa, arterial ou digital e a escolha do local para se 
retirar o sangue deve ser feita emfunção da quantidade necessária e da acessibilidade do 
vaso a ser puncionado. 
 O local a ser puncionado deve-se fazer assepsia com álcool a 70%. 
 O garroteamento para a estase venosa não deve ultrapassar a dois minutos, evitando-se 
congestão e hemoconcentração. 
 O sangue deve fluir facilmente do local de punção sendo esse fator imprescindível para a 
punção digital. 
 Após a retirada do material biológico, deve-se fazer a distribuição do sangue, para os tubos 
receptores, depois de retirada a agulha. 
 As extensões de sangue em lâminas devem ser feitos logo após a coleta, evitando-se a 
coagulação do sangue, ou a ação do anticoagulante sobre as células; 
 Quando o material é colhido com anticoagulante, à homogeneização do mesmo deve ser 
delicada, evitando-se a lise das células. 
 Quando se deseja grande quantidade de material biológico, devem ser usados tubos com 
vácuo que permitem coleta mais rápida, bem como fácil troca dos tubos sem manipular 
muito, a veia do paciente. 
 Após a punção deve-se fazer uma hemostasia compressiva no local. 
Esses cuidados com a coleta de sangue são importantíssimos, pois a qualidade do exame 
a ser realizado depende da qualidade da coleta do material biológico. 
 A aparência do sangue no frasco, quando deixado em repouso, pode nos dar certas 
informações importantes como: 
 Se a quantidade de sangue que foi coletado obedeceu à proporção anticoagulante X 
sangue. 
 Convém lembrar que o excesso de anticoagulante pode interferir na metodologia usada, 
por exemplo, na contagem de eritrócitos em contadores eletrônicos. Sendo o EDTA de 
sódio pouco solúvel, este anticoagulante em excesso, é contado como partícula nos 
contadores eletrônicos. Além disso, o excesso de anticoagulante pode provocar a lise de 
eritrócitos e agir sobre a morfologia dos leucócitos. 
 Se o sangue não está hemolisado. Normalmente ocorre a hemólise, se na coleta do 
material, não foi retirado à agulha da seringa para colocar o sangue no frasco, ou se o 
sangue for homogeneizado violentamente após a coleta do material. 
 Se o sangue está ictérico. A simples observação de icterícia em uma amostra de sangue é 
muito importante em vários aspectos, como: 
 Alertar aos técnicos que manipulam o sangue, que aquele sangue pode ser de um 
paciente com hepatite ou de um paciente com processo hemolítico. Para que seja 
tomado mais cuidado. 
 Dependendo dos resultados da Hb, Hc, Ht, é possível realizar determinações auxiliares 
para diagnóstico de processos hemolíticos, por exemplo: anemia falciforme em crise. 
 A presença de icterícia tem que ser anotado no resultado do exame, pois essa 
informação será de grande valia para o clínico. 
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 Se o sangue está lipêmico. A concentração de lipídeos no sangue (lipemia) pode 
interferir na dosagem da hemoglobina. Devido a isso, é importante anotar se o sangue 
estiver lipêmico, pois evitará posteriores repetições nas dosagens de Hb e Ht, pois com 
certeza a Hb terá uma dosagem um pouco mais elevada, alterando consequentemente 
o HCM e CHCM. 
2 - CONFECÇÃO DE ESFREGAÇO SANGUÍNEO 
O esfregaço de sangue corado é uma parte da rotina do hemograma. A extensão ou filme 
sanguíneo é preparado espalhando-se uma pequena gota de sangue em uma lâmina de 
microscopia. A extensão é seca a temperatura ambiente e corada. Os componentes do sangue 
podem então ser vistos no microscópio, identificados e avaliados, como na contagem diferencial 
de leucócitos. 
Uma extensão propriamente preparada capacita o profissional a visualizar os componentes 
celulares do sangue com um estado tão natural quanto possível. A morfologia, ou estrutura, dos 
componentes celulares pode ser estudada. O exame cuidadoso de uma extensão de sangue bem 
preparada pode fornecer informações valiosas ao médico no diagnóstico e tratamento de muitas 
doenças, como as leucemias, anemia falciforme, os quadros infecciosos, malária e outros. 
 
 PREPARANDO UMA EXTENSÃO SANGUÍNEA 
É importante que a morfologia celular seja preservada e que as distribuições relativas das 
células nas extensões sofram o mínimo possível de alteração quando se prepara a extensão de 
sangue. 
 
 LIMPANDO AS LÁMINAS 
As lâminas usadas para a confecção da extensão sanguínea devem estar absolutamente 
polidas, livres de gordura e poeira. As lâminas novas devem ser pré-lavadas ou podem ser 
lavadas com água e sabão, enxaguadas exaustivamente com água, e posteriormente enxaguada 
com água destilada quente ou depois de retirada da caixa colocar diretamente em água destilada 
fervente por 10 minutos esperar esfriar, e depois submergir em recipiente de vidro com tampa 
contendo álcool-éter absoluto na proporção de 3:7. Para usar as lâminas devemos secar com um 
pano seco e macio que não solte fibras do tecido. As lâminas limpas devem ser manuseadas 
pelas bordas. Lâminas com ponta esmerilhada (fosca) são preferidas, porque facilitam a 
identificação. Lâminas usadas não devem ser lavadas, nem reutilizadas, pelo envolvimento de 
risco biológico de contaminação. Se forem reutilizadas deverão ser muito bem descontaminadas, 
lavadas a extremos, enxaguadas abundantemente, fervida, esfriadas e mergulhadas em solução 
de álcool-éter 3:7. 
 
 COLETANDO O MATERIAL 
A melhor amostra para extensão de sangue é o sangue de punção capilar que não tem 
anticoagulante ou o sangue da gota que se forma na extremidade da agulha após a retirada desta 
da veia do paciente. Todavia uma extensão satisfatória pode ser feita de sangue venoso ao qual 
tenha sido adicionado o anticoagulante EDTA, observando apenas que o esfregaço seja feito no 
máximo dentro de duas horas após a coleta. Outros anticoagulantes não devem ser usados já que 
podem alterar a morfologia ou características de coloração das células. 
O sangue capilar pode ser aplicado diretamente à lâmina no local de coleta, ou pode ser 
colhido por tubo capilar e dispensado depois sobre a lâmina. Os tubos de sangue com 
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anticoagulante devem ser bem homogeneizados, pelo menos por dois minutos com 
homogeneizador mecânico ou manualmente por inversão suave do tubo, sessenta vezes antes 
que seja aplicada a amostra à lâmina. 
 
 FAZENDO A EXTENSÃO 
Existem vários métodos de confecção de extensão de sangue sobre uma lâmina que 
resultam em boas distensões. 
Cada indivíduo deve achar qual a técnica que seja menos desajeitada e produza bons 
resultados. 
 
a) MÉTODOS DAS DUAS LÂMINAS: A extensão de sangue pode ser feita colocando uma 
pequena gota de um sangue bem homogeneizado a um centímetro ou centímetro e meio da 
borda direita (borda esquerda para os canhotos) de uma lâmina previamente limpa colocada 
sobre uma superfície plana. A extremidade de uma segunda lâmina “distensora”, que de 
preferência deverá ter os seus cantos facetados (cortados), é colocada em repouso em um ângulo 
de 30 a 35ºc em frente à gota de sangue. A lâmina distensora é então trazida para o contato com 
a gota de sangue, até que a gota se espalhe por três quartos da borda da lâmina distensora. Isto 
pode ser feito por um ligeiro e suave movimento de deslizamento. Tão logo o sangue se espalhe 
ao longo da borda da distensora, esta é empurrada para a esquerda (para a direita para os 
canhotos) com um movimento rápido e constante (evitando pressão na lâmina) para espalhar o 
sangue em uma fina camada. Cada borda da lâmina distensora deve ser usada apenas uma vez 
e depois descartada no recipiente de material perfuro-cortante. Se o distensor for reutilizado é 
necessário que se faça a limpeza da borda, pois há o risco de transferência de células de um 
paciente para outro. O extensor é deixado secar ao ar tão rápido quanto possível.Legenda: A, B e C) Técnica de confecção de esfregaço sanguíneo (volume de sangue adequado, ângulo e 
firmeza no movimento) e D) Esfregaço sanguíneo antes e depois da coloração. 
 
 
A B 
C D 
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b) MÉTODO DAS LAMÍNULAS 
 Uma pequena gota de sangue (venoso ou capilar) é colocada em uma lamínula quadrada 
de 22 mm. Outra lamínula limpa é colocada sobre a gota, no sentido cruzado, de modo a formar-
se uma estrela de oito pontas. O sangue vai espalhar-se entre as duas lamínulas. Tão logo cesse 
este movimento, usam-se pinças para separar as duas lamínulas, com um movimento de 
deslizamento paralelo, uma sobre a outra. As extensões de sangue estarão nas duas lamínulas, 
mas, usualmente, em uma delas a distribuição é mais uniforme que em outra. As extensões são 
secas ao ar e podem ser fixos ou corados. 
 
c) DISTENSÃO AUTOMATIZADA 
 Distensões podem ser feitas por distensores mecânicos, os quais podem estar integrados a 
maquinas de coloração e contadores eletrônicos. Distensões sanguíneas com espessura de uma 
célula também podem ser obtidas por centrifugação em uma centrífuga especial, mas tal método 
vem perdendo popularidade. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 DISTENSÕES DE SANGUE COM HEMATÓCRITO MUITO ELEVADO OU 
HEMATÓCRITO MUITO BAIXO 
 Se o sangue tiver um hematócrito muito elevado, com hemoglobina superior a 20 g/dL, 
pode não ser possível à confecção de uma lâmina satisfatória, ainda que o ângulo e a velocidade 
de distensão estejam corretos. A mistura da gota de sangue, com uma gota de solução salina, 
reduz a viscosidade, permitindo uma distensão adequada à observação de detalhes da morfologia 
eritrocitária. Pode-se também tomar uma pequena amostra do sangue centrifugar e retirar 
glóbulos vermelhos de forma que se tenha um hematócrito com valor dentro da normalidade, 
homogeneizar a pequena amostra centrifugada e proceder à confecção do filme sanguíneo. 
 Quando o hematócrito é baixo ocorrendo excesso de plasma em relação aos glóbulos 
vermelhos, as distensões demoram mais tempo para secar permitindo o surgimento de artefatos e 
alterações na morfologia dos elementos figurados do sangue. Para contornar esta situação pode-
se tomar uma pequena amostra do sangue coletado, centrifugar e retirar o excesso de plasma de 
forma que o hematócrito se eleve até valores normais. Homogeneizar a pequena amostra 
centrifugada, com o hematócrito normal e proceder à distensão do sangue. 
 
 PRESERVANDO E CORANDO A EXTENSÃO 
As extensões secas devem ser coradas imediatamente. Se isto não é possível, os 
esfregaços devem ser imersos em metanol por trinta a sessenta segundos e depois deixados 
 
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secar ao ar. Eles podem ser então corados em um momento posterior. O metanol é um fixador, ou 
preservativo, que previne mudanças ou deterioração dos componentes celulares. 
 
 CARACTERÍSTICAS DE UMA BOA EXTENSÃO 
Uma extensão bem preparada é ilustrada abaixo. O esfregaço pode cobrir cerca de metade 
a três quartos da lâmina e pode mostrar uma transição gradual do espesso ao fino. Ele pode ter 
uma aparência uniforme, sem vazios ou reentrâncias e pode ter uma borda em forma de franjas 
ou formação em dedo de luva (mais ou menos 1,5 cm de comprimento) na extremidade oposta 
ao início. 
Quando a extensão é examinada no microscópio, as células devem estar distribuídas 
uniformemente. Deve haver uma área onde as células não se sobreponham umas as outras. 
 
 
 
3 - COLORAÇÃO HEMATOLÓGICA 
 
 HISTÓRIA DOS CORANTES 
 Com o surgimento do microscópio, houve a necessidade de se buscar uma forma que 
possibilitasse melhor visualização das estruturas, que passariam a serem observadas através 
deste novo invento. Nesta época só eram conhecidos os corantes naturais, como o índigo e o 
carmim, que eram utilizados com a finalidade de tingir o material biológico, isto ocorreu em 1850. 
Entretanto, com o avanço da tecnologia neste campo, foram descobertos os corantes a base de 
anilina, que devido a sua não produção em escala industrial, não eram comercializados até 1856. 
A partir desta data o uso de corantes veio revolucionar as técnicas de microscopia, com os 
conhecimentos de novas substâncias que eram misturadas com a finalidade de corar tecidos para 
que pudessem ser observados melhor. 
 Uma questão que causa geralmente uma indagação, diz respeito à diferença entre 
colorações utilizadas com fins diagnósticos, e os vários corantes dentro de cada grupo específico; 
como corantes medicinais, agentes bacteriostáticos e indicadores. O corante biológico possui a 
finalidade de corar estruturas microscópicas celulares, dentre elas, o núcleo, citoplasma, 
estruturas celulares vegetais e outros, tornando-os visíveis ao microscópio. 
 
 USO DAS COLORAÇÕES 
 Embora as primeiras colorações fossem utilizadas em material de origem botânica, a 
técnica histológica moderna foi primeiramente desenvolvida em peças de origem animal. Como 
resultado surgiu às primeiras técnicas histológicas em tecido humano. 
13 
 
 
 Nestas técnicas surgiram os envolvimentos de um, dois e até três corantes em seções de 
coloração, para diferenciar as diversas estruturas celulares como núcleo, citoplasma e outro, além 
de permitir a distinção entre as várias espécies tissulares até o dia de hoje, como por exemplo: 
Coloração H.E (Hematoxilina e Eosina), criada no século XIX. 
 São três as principais colorações utilizadas em hematologia: 
a) COLORAÇÕES PANÓTICAS OU COLORAÇÃO SEGUNDO ROMANOWISKY. 
b) COLORAÇÃO SUPRAVITAL. 
c) COLORAÇÃO DE GOTA ESPESSA. 
OBS: Existem outras colorações e reações ou colorações citoquímicas de grande importância no 
diagnóstico das hemopatias. 
 
1) COLORAÇÕES PANÓTICAS OU COLORAÇÃO SEGUNDO ROMANOWISKY 
 A coloração de rotina das lâminas de sangue geralmente exige a coloração com o corante 
de Wright ou de May-Grunwald-Giemsa; ambas são modificações do procedimento original de 
Romanowisky. Resultados satisfatórios podem ser obtidos com determinadas preparações 
comerciais; para resultados ótimos, entretanto, os corantes devem ser preparados no próprio 
laboratório. Todos os corantes de Romanovsky são formulados a partir do azul de metileno e 
eosina. 
As diferentes preparações variam nas proporções dos dois compostos e os métodos pelos 
quais o azul de metileno é convertido às suas formas ativas, azures de metileno. Quando 
misturados com a eosina, esses corantes são designados policromos, pois conferem qualidades 
metacromáticas aos constituintes celulares. Para a coloração de Wright, o bicarbonato de sódio 
converte o azul de metileno aos compostos de azures. Com os corantes de Giemsa, 
acrescentam-se quantidades conhecidas de compostos de azures convertidos pelo bicromato 
ácido. 
 Todos os corantes de Romanowisky são insolúveis na água, mas dissolvem-se 
prontamente em álcool metílico. Esses corantes devem estar livres de água; mesmo uma 
pequena quantidade pode causar artefatos acentuados nos eritrócitos. A fixação das lâminas ou 
lamínulas em metanol anidro antes da coloração previne alterações morfológicas, mesmo que o 
corante esteja contaminado com água. 
As formas ativas do azul de metileno são corantes básicos que conferem uma tonalidade 
azul-violácea aos componentes ácidos da célula, inclusive ácidos nucléicos e nucleoproteínas. 
Em contraste, a eosina é um componente ácido e reagem com componentes básicos das células 
entre elas os vários constituintes citoplasmáticos e a hemoglobina. Os corantes de Romanovsky 
têm uma importância particular, pois possuem a capacidade de corar diferencialmente os grânulos 
dos leucócitos. Os grânulos dos neutrófilos possuem um pequeno excesso em componentes 
básicos e se coram fracamente com ocomponente azul. Os grânulos dos eosinófilos contêm um 
derivado da espermina fortemente básico; esses grânulos reagem intensamente com a eosina. 
Em contraste, os grânulos dos basófilos contêm um mucopolissacarídeo de reação ácida, a 
heparina e, assim, exibem uma alta afinidade pelo componente básico do corante. 
 As condições de coloração devem ser estabelecidas para cada lote de reagente. Além 
disso, a conversão do azul de metileno prossegue nos frascos de armazenamento; assim, após 
um longo tempo na estante, as condições ótimas de coloração podem estar alteradas. As 
preparações de lâminas ou lamínulas devem ser inicialmente fixadas em álcool metílico anidro. 
 Macroscopicamente, uma lâmina de sangue corretamente corada possui uma tonalidade 
rósea. Microscopicamente, os eritrócitos têm uma coloração rosa-mate e os núcleos dos 
14 
 
 
leucócitos são azuis arroxeados. Os grânulos neutrofílicos coram-se de um róseo-violáceo ou 
quase lilás; os grânulos eosinofílicos são vermelho-alaranjados; e os grânulos basofílicos são 
azul-escuros. Não deve ficar nenhum precipitado sobre as células. 
 Portanto, os corantes de Romanowisky são constituídos de uma mistura de eosinatos de 
azur de metileno e eosinatos de violeta e azul de metileno, usualmente dissolvidos em metanol. 
De acordo com as proporções destes sais, estas misturas receberam o nome de Leishman, 
Wright, Giemsa, Rosenfeld e May-Grunwald-Giemsa (de acordo com os seus autores). Estes 
corantes são dissolvidos em álcool (em geral metanol P.A.). Essas soluções depois de 
preparadas devem permanecer guardadas por um tempo para envelhecimento sendo, agitada de 
tempo em tempo, exceto a coloração de Rosenfeld que pode ser usada após o preparo. 
 A solução envelhecida, o azul de metileno se oxida, originando diversos azures de 
metileno. Assim, este corante é uma solução alcoólica de eosinatos de azur de metileno e 
eosinatos de violeta e azul de metileno. 
 
 FASES DA COLORAÇÃO 
a) FIXAÇÃO 
 O esfregaço sanguíneo deve ser primeiramente fixado. O fixador mais utilizado é o 
metanol, que é aplicado sobre o esfregaço por período de mais ou menos 3 minutos (depende da 
técnica utilizada). Sendo o corante (pó) preparado com o metanol, a simples aplicação da 
solução do corante sobre a extensão realiza a primeira etapa de fixação. 
 
b) COLORAÇÃO 
 Adicionando-se água de coloração (água tamponada, pH 7,0 ou água destilada 
recentemente fervida) sobre o corante, ionizam-se os sais contidos na solução alcoólica e estes, 
ionizados, passarão a “corar” as estruturas celulares, Nesta fase o tempo de coloração deve ser 
padronizado de acordo com o corante que está sendo utilizado, por exemplo: Leishman, Wright; 
etc. Geralmente para o corante Leishman o tempo é de 10 a 15 minutos. 
 
c) LAVAGEM 
 Após a coloração, as lâminas são lavadas sob um jato de água corrente fraco, limpas pelo 
lado contrário da extensão com algodão ou uma esponja, e secadas ao ar, espontaneamente. 
 
 NOMENCLATURA USUAL 
 Nesta coloração as estruturas celulares que têm afinidade pelo azul de metileno são 
chamadas Basófilas (coram-se em azul); as que têm afinidade pelos azures são chamadas 
azurófilas, corando-se em púrpura (metacromasia) às que têm afinidade pela eosina chamam-se 
acidófilas (coram-se em rosa) e as estruturas que têm afinidade pela mistura complexa são 
chamadas neutrófilas (coram-se em salmão). 
 A água de coloração tamponada com pH 7,0 pode ser obtida de acordo com fórmula a 
seguir: 
- KH2PO4 (P.A)..................................1,0 g 
- Na2HPO4 (P.A)................................3,0 g 
- Água Destilada q. s. p.....................1.000 mL 
15 
 
 
a) MÉTODO DE MAY-GRUNWALD-GIEMSA 
 Constitui o melhor método de coloração. Consiste na coloração sucessiva das extensões 
com uma mistura de eosinato de azul-de-metileno (May-Grünwald) e a mistura de Giemsa (azur-
eosina), que cora todos os elementos celulares. 
 
 TÉCNICA 
a) Colocar a lâmina sobre suporte apropriado e cobri a extensão de sangue com 1 mL do corante 
de May-Grunwald. Deixar atuar durante três (3) minutos. Neste primeiro tempo, age somente o 
álcool metílico, solvente da solução corante, atuando como fixador. 
b) Passados os três (3) minutos, acrescentar 1 mL de água destilada. Misturar com um bastão 
de vidro com movimentos de cima para baixo até que se observe que os dois líquidos sejam 
totalmente misturados. Deixar atuar durante um (1) minuto. Neste segundo tempo, entre em ação 
o princípio corante (eosinato de azul-de-metileno), que permaneceu inativo durante o primeiro 
tempo. Cora de azul os elementos basófilos e de vermelho os acidófilos, mas não diferencia a 
cromatina da paracromatina nuclear, corando-as indistintamente de azul. 
c) Após o item anterior, escorrer a mistura que cobre a extensão e, sem lavar, recobri-lo com 2 
mL da solução diluída de Giemsa, preparada no momento da coloração (uma gota para cada 
mililitro de água destilada - 2 mL para cada lâmina). Deixar atuar durante quinze (15) 
minutos. 
d) Ao fim deste tempo, lavar a preparação, abundantemente, em ÁGUA CORRENTE. Deixar 
secar espontaneamente em posição vertical. Examinar com as objetivas de 40X e 100X 
(imersão). 
 
b) MÉTODO DE GIEMSA SIMPLES 
 TÉCNICA 
a) Colocar a lâmina no suporte e adicionar 1 mL de álcool metílico (fixação), durante três a 
cinco (3 – 5) minutos. 
b) Escorrer o álcool metílico e, sem lavar, recobrir a extensão com a solução diluída de Giemsa; 
(1 gota para 1 mL de água destilada). Deixar atuar durante quinze (15) minutos. 
c) Lavar em água corrente e deixar secar espontaneamente, colocando a lâmina em posição 
vertical. Examinar com objetiva de imersão. 
 
c) MÉTODO DE LEISHMAN 
 TÉCNICA 
Colocar a lâmina no suporte. Proceder à coloração: 
a) Colocar 1 mL do corante de Leishman sobre a lâmina e deixar atuar durante três (3) minutos. O 
álcool metílico da solução corante fixa a extensão. 
b) Passados os três (3) minutos, adicionar 1 mL de água destilada. Fazer movimentos de cima 
para baixo com um bastão de vidro para misturar o corante com a água. Deixar corar durante 
quinze (15) minutos. 
c) Lavar em água corrente e deixar secar. Examinar com as objetivas de 40X e 100X (imersão). 
 
16 
 
 
d) MÉTODO DE WRIGHT 
 TÉCNICA 
a) Colocar a lâmina sobre suporte apropriado e cobri a extensão de sangue com 1 mL do corante 
de Wright. Deixar agir durante um a três (1 – 3) minutos Neste tempo, o esfregaço é fixado pelo 
álcool metílico, contido na solução do corante. 
b) Acrescentar 1 mL de água destilada neutra ou da solução tampão, misturar os dois líquidos e 
deixar corar durante três a cinco (3 – 5) minutos. 
c) Lavar em água corrente e deixar secar. Examinar com as objetivas de 40X e 100X (imersão). 
 
e) CORANTES RÁPIDOS 
 Os corantes rápidos estão disponíveis em forma de kits no mercado por várias empresas. 
Esses corantes são corantes de Wright modificado ou os corantes de Wright-Giemsa. Os kits 
usualmente contêm três soluções: um fixador, uma solução contendo um corante vermelho, como 
a eosina e uma solução contendo o corante azul, como o azul de metileno. 
 Para fazer uma coloração rápida, a extensão é mergulhada sequencialmente nas três 
soluções e depois lavado e seco. O processo de coloração rápida não consome mais do que um 
ou dois minutos. Pode ser mais fácil para o técnico inexperiente obter boas colorações com o 
método rápido, mas técnicos experientes podem alcançar resultados superiores usando o 
processo de duas etapas de coloração. 
 
 TÉCNICA 
a) Após a extensão sanguínea estar devidamente seca, submergi-la no CORANTE I e 
cronometrar rigorosamente o tempo de vinte (20) segundos. 
OBS:Não executar qualquer movimento durante o tempo de imersão. 
b) Após o tempo de vinte (20) segundos, retirar a lâmina do CORANTE I e deixar escorrer 
durante cinco (5) segundos (também devidamente cronometrado). 
c) Após o tempo de cinco (5) segundos, submergir a lâmina no CORANTE II. Seguir exatamente 
o procedimento descrito para o CORANTE I. 
d) colocar a lâmina no CORANTE III e deixar por vinte (20) segundos (também devidamente 
cronometrado). Após o tempo de coloração, retirar a lâmina do corante e deixar escorrer durante 
cinco (5) segundos. Este tempo também deve ser devidamente cronometrado. Após este tempo, 
lavar a lâmina em água corrente abundante. 
 
f) CORADORES AUTOMATICOS 
 As extensões de sangue, também podem ser corados por coradores automáticos. Estão 
disponíveis vários tipos básicos de coradores no mercado. Em um tipo, as lâminas são colocadas 
em uma correia rolante que as carrega através dos corantes. Outro tipo de corador é do tipo 
“cesta” ou batelada, no qual cestas de lâminas são levadas através dos corantes em etapas. Uma 
cesta de lâminas é fixada, mergulhada no corante e depois retirada. E assim por diante, até que 
tenha passado por todas as etapas de coloração. Também estão disponíveis no mercado 
coradores nos quais as lâminas são coradas por centrifugação. 
Coradores automáticos são úteis quando grandes números de lâminas devem ser corados 
ou a coloração deve ser feita várias vezes. Uma desvantagem dos coradores automáticos é que 
quando uma das soluções corantes estiver ruim, só será notado depois que uma quantidade de 
lâmina já ter sido processada. 
17 
 
 
2) COLORAÇÃO SUPRAVITAL 
 Esta coloração é utilizada para contagem de reticulócitos. O reticulócito é a primeira fase 
do eritrócito após a expulsão do núcleo, que tem ainda restos de material ribossômico. Nesta 
coloração não há fase de fixação. Esta coloração cora a célula após a morte somática (após a 
punção somática sanguínea) e antes da morte molecular. O sangue deve ser colhido com EDTA 
e em um prazo de até 30 minutos após a coleta deve-se proceder á técnica. 
 
3) COLORAÇÃO DE GOTA ESPESSA 
 TÉCNICA DE WALKER 
a) Mergulhar a lâmina previamente identificada com grafite num recipiente contendo azul de 
metileno fosfatado, por alguns segundos (10 a 12), com a finalidade de desemoglobinizar 
os eritrócitos. 
b) Retirar o excesso de azul de metileno num papel toalha e mergulhar por 6 vezes num copo 
contendo água tamponada. 
c) Colocar a lâmina no suporte, adicionar o corante de Giemsa preparado na hora, na proporção 
de uma (1) gota de corante de Giemsa concentrado para um 1 mL de água tamponada. 
d) Deixar o corante atuar por cerca de 7 a 10 minutos. 
e) Mergulhar no segundo copo com água tamponada por 6 vezes. 
f) Secar em temperatura ambiente e examinar com a objetiva de 100X (imersão). 
 
 PREPARO DOS MATERIAIS DA COLORAÇÃO DE WALKER 
a) ÁGUA TAMPONADA 
- Fosfato de Sódio Anidro..........................................4 g 
- Fosfato de Potássio.................................................5 g 
OBS: dissolver uma (1) grama da mistura dos sais em 1000 mL de água destilada. 
 
b) AZUL DE METILENO FOSFATADO 
- Azul de Metileno Medicinal....................................1 g 
- Fosfato de Sódio Anidro........................................3 g 
- Fosfato de Potássio...............................................1 g 
OBS: misturar bem os ingredientes com auxílio de um gral seco, pegar uma (1) grama da mistura e 
dissolver em 250 mL de água destilada. 
 
c) GIEMSA CORANTE 
- Pó de Giemsa..........................................................................0,3 g 
- Glicerina Pura..........................................................................25 mL 
- Álcool Metílico P. A..................................................................25 mL 
OBS: misturar os 3 (três) componentes em um frasco de vidro contendo pérolas de vidro e agitar 
por três (3) dias consecutivos pelo menos cinco (5) vezes por dia. 
 
 AVALIAÇÃO DA COLORAÇÃO 
 Uma extensão devidamente corada deve estar levemente rosada a olho nu. Quando visto 
ao microscópio, as células vermelhas devem parecer rosa-mate. Os núcleos dos leucócitos 
devem ter cor púrpura. O citoplasma dos leucócitos, ou área circundante do núcleo, pode variar 
do rosa ao azul ou cinza-azulado, dependendo do tipo de célula. Variações de coloração são 
18 
 
 
devidas ao pH, tempo e características do corante e/ou tampão. As cores são melhores avaliadas 
usando objetiva de imersão em óleo. 
 Algumas observações devem ser consideradas ao avaliarmos uma coloração: 
a) Lâminas que estão demasiadamente rosa podem ser devido a: 
 Tempo de coloração muito curto. 
 Tempo de lavagem muito longo. 
 pH do corante ou do tampão muito ácido. 
b) Lâminas que estão demasiadamente azuis podem ser devido a: 
 Super coloração. 
 Tempo de lavagem ou do tampão muito curto. 
 pH do corante ou do tampão muito alcalino. 
 EXAME DAS EXTENSÕES DE SANGUE 
 A lâmina de sangue corada deve ser inicialmente examinada sob um aumento de 
aproximadamente 100 vezes para avaliar melhor a distribuição da celular na lâmina e a. qualidade 
da coloração. Nesse aumento, é útil estimar o número de leucócitos. Para o observador 
experiente, um aumento de aproximadamente 400 vezes é útil para fazer uma triagem da lâmina 
de sangue em busca de células anormais, tais como blastos ou eritroblastos, e objetiva de 
imersão é excelente para realizar contagem diferencial de leucócito. 
 É importante examinar os eritrócitos, para verificar alterações em seu tamanho, forma, grau 
e distribuição de hemoglobina e a presença de corpúsculos de inclusão. O número de plaquetas, 
e seu aspecto morfológico são então avaliados. Após estimar o número e as características 
dessas células, a morfologia, e a distribuição de leucócitos são avaliadas; no mínimo 100 
leucócitos devem ser classificados. Esses valores, juntamente com a contagem total de 
leucócitos, são usados para determinar o número total de cada tipo celular. 
 
4 - AUTOMAÇÃO EM HEMATOLOGIA 
O ser humano durante várias décadas tem demonstrado o seu fascínio com o sangue, 
associando-o à vida em si mesmo e nos animais. Por volta de 1600, William Harvey registrou 
suas observações de células vermelhas do sangue quando passam pelos capilares. Todavia, até 
o final do século IXX, não havia ainda uma metodologia que quantificasse as células do sangue. 
 Pesquisadores delinearam grosseiras câmaras de contagem (hemocitômetros) para 
visualizar e contar as células usando um microscópio. Em 1855, foi feita a primeira câmara de 
contagem de uso razoável. Posteriormente os hemocitômetros foram gradualmente sendo 
aperfeiçoados pelos homens, onde foram feitas mudanças na cor de fundo do vidro, por 
adicionamento de um metal às linhas gravadas para torná-las mais brilhantes. 
 Usando pipetas especiais para diluição junto com os hemocitômetros tornou-se possível à 
quantificação de células sanguíneas em um determinado volume. 
Nos laboratórios de hoje, as contagens manuais persistem por várias razões. As contagens 
manuais é uma boa forma para checar os resultados hematológicos de um instrumento, já que 
controles de sangue total não são estáveis por longo tempo. Além disso, contagens de células em 
líquidos como: líquido cefalorraquidiano (LCR), líquido sinovial, e esperma são contados em 
hemocitômetros. Se o laboratório não tem um aparelho de reserva, as contagens manuais terão 
que ser feitas quando o instrumento principal estiver com problema. 
 
4.1 - O INÍCIO DA AUTOMAÇÃO EM HEMATOLOGIA 
19 
 
 
As células do sangue foram rotineiramente contadas por métodos manuais até o final de 
1950.Em 1956, W. H. Coulter patenteou um aparelho que contava automaticamente células do 
sangue, usando o método da impedância elétrica, ou impedância de abertura. Esta invenção 
tornou as contagens de células sanguíneas mais rápidas, mais fáceis e mais disponíveis. Além 
disso, os resultados utilizando estes equipamentos são mais exatos e precisos. Contagens 
manuais têm um Coeficiente de Variação (CV) de aproximadamente 10%, enquanto que as 
contagens em um aparelho confiável têm um CV de aproximadamente 1 a 2%. 
Os primeiros aparelhos automatizados utilizados em hematologia faziam apenas as 
contagens de eritrócitos e leucócitos totais. A determinação da hemoglobina foi adicionada mais 
tarde. Os instrumentos agora no mercado fornecem valores diretos ou calculados para dezoito ou 
mais parâmetros. Nesses instrumentos somente os leucócitos, os eritrócitos, a hemoglobina e as 
plaquetas são contados ou medidos diretamente. O hematócrito e os valores dos índices são 
calculados dos resultados das contagens de eritrócitos e medida da hemoglobina. Algumas das 
informações disponíveis destes aparelhos são mostradas no QUADRO 1. 
 
Contagem total de hemácias (RBC) Volume Corpuscular Médio (VCM) 
Contagem total de leucócitos (WBC) Hemoglobina Corpuscular Média (HCM) 
Determinação hemoglobina Concentração da Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM) 
Determinação do hematócrito Distribuição de hemácias (RDW) 
Contagem de plaquetas Volume de Plaquetas Médio (MPV) 
 Diferencial de leucócitos em 3 partes 
 Diferencial de leucócitos em 5 partes 
 
 
Quadro 1: Exemplos de testes hematológicos disponíveis em muitos aparelhos. 
 
4.2 - TECNOLOGIAS BÁSICAS DE CONTAGEM DE CÉLULAS 
A impedância elétrica (impedância da abertura) permaneceu como o único método de 
contagem automatizada de células cerca de duas décadas. Em 1970, foi desenvolvida a 
tecnologia de contagem de células por difração da luz. 
 
4.2.1 - CONTAGEM DE CÉLULAS POR IMPEDÂNCIA DE ABERTURA 
Todos os contadores de impedância elétrica são baseados nos princípios de Coulter. Os 
instrumentos são usados não só para contar células, mas foram também adaptados para uso 
industrial, contando outras partículas em soluções. 
Princípio da contagem de células por impedância de abertura 
 As células do sangue a serem contadas pela impedância elétrica são diluídas em um 
eletrólito, uma solução que conduz a eletricidade. Uma corrente elétrica flui dentro do eletrólito de 
um eletrodo a outro através de uma (orifício) abertura (FIGURA 1). As células sanguíneas são 
más condutoras de eletricidade. Assim que uma célula suspensa no eletrólito passa pela abertura 
(orifício) com uma corrente elétrica aplicada à solução irá ocorrer à interrupção do circuito elétrico 
(impedância). Cada impedância gerada vai originar um pulso no circuito elétrico que é contado. 
Como cada pulso representa uma célula, o número de pulsos contados pelo aparelho representa 
o número de células existentes na solução. O tamanho da impedância é proporcional ao tamanho 
da célula que a causa. Assim, o aparelho não só conta quantas células passaram pela abertura, 
mas também o tamanho de cada célula. 
 
20 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 1: Ilustração do método de contagem de células por impedância elétrica. 
Quando a célula passa pela abertura, ela deve estar no centro da mesma, ou será 
registrada como maior que seu tamanho real. Assim, uma célula que fica trancada na abertura 
será contada repetidamente. 
 MELHORIAS NA CONTAGEM POR IMPEDÂNCIA ELÉTRICA 
Exatidão e precisão foram melhoradas por alterações nos aparelhos que canalizam o fluxo 
para o centro da abertura e também “editam” eletronicamente os pulsos. A informação assim 
obtida é mais exata no sentido de determinar o tamanho real das células. A maioria dos novos 
contadores de células mostra esta informação de tamanho em um gráfico na tela. Este gráfico é 
chamado de histograma. O número relativo de células é colocado no eixo dos Y e o seu tamanho 
é colocado no eixo X (FIGURA 2). 
 Muitos instrumentos agora em uso são do tipo de impedância elétrica. Os instrumentos 
Coulter são geralmente mais adequados para grandes laboratórios, mas o Coulter MD está 
disponível no mercado para laboratórios de menor porte. O Serono-Baker 7.000, 8.000 e 9.000 
são adequados para a carga de trabalho de um laboratório pequeno ou um serviço de 
hematologia ou clínica oncológica. A série 9.000± oferece o beneficio de amostragem em tubo 
fechado, o que reduz a exposição ao sangue. O Unipath Cell-Dyn 2.000, COBAS HELIOS e o 
TOA Sysmex E-500 também usam a tecnologia de impedância da abertura. 
 
 
 
Figura 2: Exemplo de histograma 
mostrando os números relativos de 
leucócitos. 
21 
 
 
4.2.2 - CONTAGEM DE CÉLULAS POR DIFRAÇÂO DA LUZ 
 PRINCÍPIOS DA DIFRAÇÃO DA LUZ 
 Em contadores de difração da luz, um feixe de raio laser ou um feixe de luz de halogênio-
tungstênio é direcionado em uma corrente de células sanguíneas passando através de um 
estreito canal. O canal é estreito de modo a obrigar a passagem das células uma a uma, em fila. 
Quando então o feixe de luz bate em uma célula, o feixe é desviado em um ângulo. Sensores 
detectam quanto de luz é desviada e quanto da luz foi absorvida pela célula. Cada tipo de célula 
causa um diferente ângulo de difração. Este ângulo é dependente do volume, forma o índice de 
refração da célula. Todavia, o tamanho da célula é o mais importante efeito na difração. 
O laser é uma luz monocromática, o que significa que tem um só comprimento de onda. A 
luz também viaja em uma única direção. Estas duas características permitem um foco mais fino 
que a luz de halogênio-tungstênio e capacita-o a produzir padrões de difração mais úteis em 
hematologia diagnóstica. Uma desvantagem é que os instrumentos com feixe de laser não podem 
ser calibrados com os mesmos materiais que outros contadores. Somente células sanguíneas 
humanas podem ser usadas para calibração dos contadores de laser. O Technicon H-I é um 
instrumento de difração de luz laser. O Cell-Dyn 300 incorpora ambas as tecnologias, de 
impedância elétrica e difração de luz. 
 
 AVANÇOS NOS INSTRUMENTOS DE DIFRAÇÃO DE LUZ 
 Uma característica importante que os fabricantes adicionaram aos instrumentos de difração 
da luz é o fluxo “bainha”, que foca a célula hidrodinamicamente. Isto melhora o desempenho e 
ainda previne os problemas de manutenção e limpeza dos modelos de impedância elétrica. 
 
4.3 - CONTAGEM DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS AUTOMATIZADA 
4.3.1 - DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS EM TRES PARTES 
Vários instrumentos que incorporam um diferencial no contador de células são agora 
fabricados. Como nos contadores de células, dois tipos de tecnologias principais foram 
desenvolvidos: impedância elétrica e difração de luz laser. A Coulter Eletronics produz um 
instrumento com impedância elétrica que fornece um diferencial em três partes, útil como 
aparelho de triagem. O Sysmex CC-800 da TOA Instruments produz um diferencial em duas 
partes, e o último da série “E” oferece um diferencial em três partes. O “Baker da série 9.000” da 
Serono-Baker também faz uma contagem diferencial em três partes, como mostra na FIGURA 3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 3: Histograma de diferencial de 
três partes, mostrando contagem de 
leucócitos normais e seu diferencial. 
 
22 
 
 
Para que estes aparelhos produzam um diferencial de leucócitos automatizado, é 
necessário que as células sejam submetidas a um reagente especial. Este reagente comprime o 
citoplasma de cada tipo de leucócito em um grau diferente, sendo os linfócitos os mais reduzidos. 
Isto seleciona o tamanho das células em trêsclassificações distintas: linfócitos, células 
mononucleares e granulócitos. Células entre 35 e 99 fL (fento litros ou micras cúbicas) são 
agrupadas como linfócitos, células entre 100 e 200 fL são chamadas de mononucleares (mids) e 
as células maiores que 200 fL são os granulócitos (FIGURA 3). Ainda que estes números 
particulares sejam os usados pelo Coulter STKS, a classificação é praticamente idêntica para 
todos os outros aparelhos. 
 O diferencial em três partes é um teste de triagem. Ele não separa os granulócitos em 
neutrófilos, eosinófilos e basófllos. O instrumento avisa por “flags” (sinais) resultados anormais 
para alertar o operador que uma condição anormal pode estar presente. Exemplos de resultados 
que podem ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? ? 
 
4.3.2 - DIFERENCIAL DE LEUCÓCITOS DE CINCO PARTES 
Estão disponíveis agora instrumentos que fazem a contagem diferencial em cinco partes. A 
Coulter Eletronics comercializa o Coulter VCS que fornece o diferencial em cinco partes. Os 
leucócitos estão separados em neutrófllos, linfócitos, monócitos, eosinófilos e basófilos em um 
histograma. Em uma categoria adicional, grandes células não coradas (LUC large unstained 
cells) incluem as variantes dos linfócitos e outras células imaturas. O instrumento usa três 
parâmetros: volume (V), condutividade (C) e difração da luz (S). O procedimento requer apenas 
100 L de sangue e o instrumento faz setenta e cinco amostras por hora. A Coulter incorpora a 
tecnologia VCS no seu contador de células STKS para produzir um hemograma completo, com 
diferencial automatizado de cinco partes. 
Unipath (antiga Sequoia-Turner) fabrica o Cell-Dyn 3200 (FIGURA 4). Este instrumento 
fornece um diferencial de cinco partes por separação da difração de luz polarizada multiangular 
(MAPSS). Este processo não contrai nem altera as células, mas caracteriza cada célula conforme 
seu padrão de difração da luz de quatro ângulos específicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 4: Histograma e “scattergram” = citograma ilustrando o formato de diferencial de cinco partes. 
 
23 
 
 
4.3.2.1 - DIFERENCIAIS POR COLORAÇÃO CITOQUÍMICA 
O primeiro instrumento, que usou a coloração citoquímica para criar uma contagem 
diferencial foi o Hernalog DTM da Technicon em 1975. O aparelho faz um hemograma e uma 
diferencial em cinco partes. Certos produtos químicos, como a peroxidase e o azul de alcian, que 
afetam os vários leucócitos de maneira específica são adicionados ao sangue. A corrente da 
amostra é então submetida a um raio de luz, e a difração é medida e registrada. Desta informação 
é informada a contagem total de leucócitos e o diferencial em cinco partes. A exibição desta 
informação é chamada de “citograma”. Os analisadores multicanais da Technicon, série “H”, 
incorporam esta tecnologia (Technicon foi comprada pela Bayer). Outros instrumentos deste tipo 
estão disponíveis, como o COBAS ARGOS 5 DIFF da Roche. Como mostra a FIGURA 5. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
4.3.2.2 - INSTRUMENTOS PROCESSADORES DE IMAGENS 
Outro tipo de tecnologia, popular desde os anos 80, faz a contagem diferencial por 
processamento de imagens. Estes instrumentos comparam células em única extensão de sangue 
preparado com milhares de imagens de células “normais” armazenadas na memória do 
computador. Ainda que possa bater o desempenho de um profissional treinado, o instrumento tem 
varias desvantagens, como a necessidade de cada célula anormal ser revisada por um 
profissional. Além disso, os resultados são limitados por todas as desvantagens do sistema de 
contagem pelo olho humano: a confiança de uma extensão bem feita, distribuição das células e 
técnica de coloração. Dois instrumentos que usam esta tecnologia são o LARC e o Hematrak. 
Nenhum desses aparelhos é atualmente produzido ou distribuído nos Estados Unidos. Como 
mostra na FIGURA 6. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Figura 6: Contador automático de 
células CELL-DYN 3200. 
 
Figura 5: Absorbância luminosa 
(citoquímica). 
 
24 
 
 
4.3.2.3 - CITOMETRIA DE FLUXO 
A citometria de fluxo é a mais nova técnica em hematologia. Citômetros de fluxo são 
particularmente úteis em situações nas quais as células precisam ser contadas e separadas por 
sub populações. Sondas fluorescentes que se fixam, em determinados componentes da célula 
são combinados com a amostra de sangue. A amostra é então processada por um método de 
difração da luz. Os padrões de difração das células marcadas pela fluorescência são específicos 
para certos tipos de células. 
A citometria de fluxo é especialmente útil para classificar sub populações de células em 
leucemias e na síndrome de imunodeficiência adquirida (SIDA - AIDS). Este método também 
pode ser utilizado para contar reticulócitos. Três exemplos desses aparelhos são o FACScan (da 
Becton Dickinson); Epics Profile (da Coulter Eletronic) e o XT 4000 (Sysmex). Como mostra 
na FIGURA 7. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 7:DISPERSÃO DO LASER (CITOMETRIA). 
 
 
 
Figura 7: Fluxograma de funcionamento de auto-analizador hematológico. 
 
25 
 
 
4.4 - AUTOANALISADOR HEMATOLÓGICO SEMI-AUTOMÁTICO DE ATÉ 18 
PARÂMETROS 
 
 FUNCIONAMENTO DE CONTAGEM CELULAR 
4.4.1 - GLÓBULOS BRANCOS/HEMOGLOBINA (GB/HGB) 
a) Volume de sangue inicial 10,0 μL. 
b) Volume de diluente salino 2.100 μL. 
c) Volume de reagente de lise 500 μL. 
d) Proporção de diluição final 1/260. 
e) Método Impedância. 
f) Diâmetro da abertura 80 μm. 
g) Período de contagem 2 s x 5 s. 
h) Reação à temperatura ambiente. 
 
 PRINCÍPIOS DE CONTAGEM DE GLOBULOS BRANCOS (GB) 
Os princípios de contagem de glóbulos brancos têm por base os mesmos princípios de 
medição de glóbulos vermelhos e plaquetas. A contagem de glóbulos brancos é realizada na 
câmara de glóbulos brancos/hemoglobina. O dispositivo de processamento de sinal eletrônico 
coloca um limite eletrônico entre os glóbulos brancos e as plaquetas. Em seguida, os pulsos 
eletrônicos são colocados em 256 canais de acordo com o tamanho do pulso. Depois disso os 
pulsos são limitados, agrupados e submetidos a um cálculo matemático para gerar um valor 
numérico para a determinação dos glóbulos brancos. 
 
 HISTOGRAMA DE GLÓBULOS BRANCOS 
O histograma de glóbulos brancos é um estudo de distribuição que revela os três tipos de 
subpopulações de células sanguíneas brancas a seguir: (linfócitos, monócitos e granulócitos). 
O diluente e o reagente de lise desempenham um papel muito importante na classificação das 
subpopulações de glóbulos brancos em sua curva de distribuição. 
 
 PRINCÍPIOS DE MEDIÇÃO DIFERENCIAIS 
 AÇÕES DO DILUENTE E DO REAGENTE DE LISE: 
O diluente preserva e prepara as membranas celulares dos glóbulos brancos para a reação 
diferencial. O reagente de lise tem um modo de ação diferenciado sobre as membranas 
citoplasmáticas dos glóbulos brancos. Quando o reagente de lise reage com a membrana 
citoplasmática do linfócito, possibilita a liberação de citoplasma solúvel em água, encolhendo a 
membrana ao redor do núcleo. Quando o reagente de lise reage com a membrana citoplasmática 
do monócito, causa uma reação intermediária que mantém a célula de certa forma estável, o que 
conserva seu tamanho grande em comparação com os linfócitos. Quando o reagente de lise 
reage com os granulócitos, causa uma reação limitada devido a uma molécula da sua estrutura 
citoplasmática que os protege de encolher com o reagente. Essa reação transforma os 
granulócitos na maior das subpopulações de glóbulos brancos no processo de diferenciação de 
células. 
Após a ação de lise diferenciada,o equipamento analisa o tamanho de cada pulso 
eletrônico dos glóbulos brancos conforme passam pela microabertura. Os pulsos são então 
canalizados, limitados, agrupados de acordo com seu tamanho, de 30 fL a 450 fL, e submetidos a 
26 
 
 
cálculo matemático para criar a curva de distribuição de glóbulos brancos denominada 
Histograma de glóbulos brancos. 
As três subpopulações de glóbulos brancos são classificadas de acordo com o número e o 
tamanho de células em cada grupo. 
A distribuição das subpopulações de glóbulos brancos são as seguintes: 
- Os linfócitos estão entre 30 fL e 100 fL. 
- Os monócitos estão entre 100 fL e 150 fL. 
- Os granulócitos estão entre 150 fL e 450 fL. 
Essa distribuição cria o termo (LMG) para um diferencial de glóbulos brancos em três 
partes no equipamento. 
A subpopulação de granulócitos dos glóbulos brancos contém três subpopulações, que de 
certa forma são da mesma natureza. 
Todas contêm material granular citoplasmático que se tinge de várias cores quando 
visualizado ao microscópio. Essas três subpopulações são as seguintes: 
- Neutrófilos. 
- Eosinófilos. 
- Basófilos. 
A distribuição dessas células depende das condições patológicas e fisiológicas dos 
indivíduos analisados As células patológicas ficarão posicionadas, obviamente, em diferentes 
regiões dentro da curva de distribuição de glóbulos brancos. Sinais de alarme fixos e móveis 
alertarão o operador do laboratório sobre a presença desses elementos patológicos. 
 
 RESULTADOS 
Os resultados da medição de linfócitos, monócitos e granulócitos são apresentados como 
uma porcentagem da contagem completa de glóbulos brancos, juntamente com números 
absolutos para refletir a contagem real de glóbulos brancos propriamente dita. Os resultados são 
apresentados da seguinte forma: 
- LYM% LYM # 
- MON% MON# 
- GRA% GRA# 
 
4.4.2 - GLÓBULOS VERMELHOS/PLAQUETAS (GV/PLA) 
a) Volume de sangue diluído inicial 28,3 μL (1/260). 
b) Volume do diluente salino 2.500 μL. 
c) Proporção de diluição final 1/15.000. 
d) Método Impedância. 
e) Diâmetro da abertura 50 μm. 
f) Período de contagem 2 s x 5 s. 
g) Reação à temperatura ambiente. 
 
 PRINCIPIO DE MEDIÇÃO DOS GLÓBULOS VERMELHOS/PLAQUETAS (GV/PLA) 
Os glóbulos vermelhos e as plaquetas são medidos por um princípio de variação de 
impedância eletrônica. Isso significa que um campo eletrônico é gerado ao redor da microabertura 
através da qual as células sangüíneas passam. As células criam uma resistência no campo 
eletrônico ao passar pela microabertura calibrada. Isso gera um pulso eletrônico que é 
amplificado, medido e submetido a um cálculo matemático para gerar um valor numérico. 
27 
 
 
Primeiramente, os 28,3 μL da amostra de sangue diluído são diluídos numa mistura de 
diluente eletrolítico (fluido condutor de corrente eletrônica) e, em seguida, passados por uma 
microabertura calibrada. Há dois eletrodos colocados em cada lado da abertura. Uma corrente 
eletrônica constante passa entre eles. Conforme as células sangüíneas passam pela abertura, 
criam resistência (impedância) no campo eletrônico gerado entre os dois eletrodos. Uma vez que 
a corrente é constante e permanece inalterada, quanto maior for à célula, "maior" resistência ela 
causará. Quanto menor for à célula, "menor" resistência ela causará. A voltagem de medida das 
células é proporcional ao tamanho das células. Quanto maior for célula, maior será a voltagem. 
Quanto menor for à célula, menor será a voltagem. Essas voltagens eletrônicas variam em 
tamanho de pulso conforme as células passam pela abertura. Os pulsos são canalizados de 
acordo com o tamanho. Em seguida, são limitados, agrupados e calculados matematicamente 
para gerarem um valor numérico para a determinação de glóbulos vermelhos e plaquetas. 
 
 HISTOGRAMAS DE GLÓBULOS VERMELHOS E PLAQUETAS 
Os histogramas de glóbulos vermelhos e plaquetas são determinados pela limitação de 
pulsos eletrônicos. Esses pulsos são agrupados de acordo com o tamanho pela canalização dos 
mesmos na categoria de tamanho correta. Os pulsos eletrônicos são regularizados 
matematicamente e representados em um gráfico. 
 
- HISTOGRAMA DE GLÓBULOS VERMELHOS: é uma distribuição eletrônica e um cálculo 
matemático dos glóbulos vermelhos colocados em 256 canais de classificação volumétrica de 30 
fL a 300 fL. 
- HISTOGRAMA DE PLAQUETAS: é uma distribuição eletrônica e um cálculo matemático das 
plaquetas colocadas em 128 canais de classificação volumétrica de 2 fL a um limite móvel entre 
os limites do maior número de plaquetas e do menor número de glóbulos vermelhos. (fl = 
femtolitros) - unidade de medida volumétrica microscópica. É uma medida tridimensional utilizada 
para determinação do volume de partículas microscópicas. 
 
4.4.3 - DOSAGEM DE HEMOGLOBINA (HGB)de hemoglobina (HGB) 
a) Comprimento de onda 550 nm. 
b) Período de contagem 2 s x 5 s. 
c) Reação à temperatura Ambiente. 
 
 PRINCÍPIO DA DOSAGEM DA HEMOGLOBINA (HGB) 
A dosagem de hemoglobina é baseada em um ciclo de inicialização. Esse ciclo inclui uma 
sequência de teste em branco de hemoglobina que inclui duas medições em branco de 
hemoglobina. Cada ciclo de análise executado após a inicialização também possui uma medição 
em branco de hemoglobina que é comparada ao valor em branco de hemoglobina inicial. Cada 
ciclo de análise executado em seguida compara a leitura em branco de hemoglobina à leitura em 
branco de hemoglobina do ciclo anterior. Durante o ciclo de análise de glóbulos brancos, adiciona-
se 0,5 mL de reagente de lise a 2,1 mL de 
sangue diluído na câmara de glóbulos brancos. O reagente de lise contém ferricianeto de 
potássio [Fe(Cn)]K e cianeto de potássio [KCN]. O reagente de lise quebra a membrana do 
glóbulo vermelho e libera a hemoglobina contida no glóbulo. A hemoglobina combina-se então 
com o cianeto de potássio para formar um composto de cianometahemoglobina cromogênico. 
28 
 
 
Esse composto químico é medido por espectrofotometria, através de um trajeto óptico na câmara 
de glóbulos brancos. O comprimento de onda da luz de medição é 550 nm. 
Resultados: os resultados de hemoglobina são apresentados da seguinte forma: HGB = Log 
(valor em branco/valor da amostra) x coeficiente de calibração. 
 
4.4.4 - HEMATÓCRITO (HCT) 
O hematócrito é obtido pela medição combinada de pulsos eletrônicos e cálculos 
matemáticos. Todos os pulsos de glóbulos vermelhos são agrupados em vários tamanhos. É 
calculada, então, a média de cada grupo de altura de pulsos. Em seguida, é calculada a média de 
todas as médias de altura de pulsos uma última vez para obtenção de uma média geral de todas 
as alturas de pulso de glóbulos vermelhos. Essa é uma função da integração numérica do volume 
corpuscular médio (VCM). Os resultados são fornecidos como uma porcentagem dessa 
integração. 
 
4.4.5 – ÍNDICES 
a) HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MÉDIA (HCM) 
A Hemoglobina Corpuscular Média (HCM) é determinada usando a fórmula: HGB/GV x 10 
= pg 
b) CONCENTRAÇÃO DE HEMOGLOBINA CORPUSCULAR MÉDIA (CHCM) 
A Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média (CHCM) é calculada de acordo com 
os valores de hemoglobina e hematócrito. O cálculo é feito da seguinte forma: CHCM: HGB/HCT 
x 100 = %. 
c) VOLUME CORPUSCULAR MÉDIO (VCM) 
 O Volume Corpuscular Médio (VCM) é determinado pelo cálculo matemático utilizando a 
fórmula: HCT/GV x 10 = fl. 
d) RDW 
A amplitude da distribuição de glóbulos vermelhos (RDW) é utilizada para determinar 
anormalidades nos eritrócitos relacionadas à anisocitose. O valor RDW possibilita o 
acompanhamento da evolução da amplitude do histograma de glóbulos vermelhos em relação ao 
número de células eseu volume médio. É também um cálculo do histograma de glóbulos 
vermelhos. O cálculo é feito da seguinte forma: 
RDW (%): K x DP/VCM 
- K: Coeficiente de calibração para a RDW. 
- DP: Desvio padrão de acordo com os estudos estatísticos sobre distribuição celular. 
- VCM: Volume Corpuscular Médio dos Eritrócitos. 
e) VMP 
O volume médio plaquetário (VMP) é calculado diretamente a partir da curva de distribuição 
do histograma de plaquetas. Esse cálculo é muito parecido ao cálculo de VCM. 
f) PDW 
A amplitude da distribuição plaquetária (PDW) é calculado a partir do histograma/curva de 
distribuição de plaquetas. O valor de PDW é representado pelo tamanho da curva entre 15% do 
número de plaquetas iniciando no limite inferior de 2 fl (S1) e 15% do número de plaquetas 
iniciando com o limite superior variável (S2). A área de determinação da PDW é mostrada pela 
curva de distribuição a seguir. 
 
4.4.6 - ALARMES DE MORFOLOGIA 
29 
 
 
a) ALARMES NA CURVA DE DISTRIBUIÇÃO DE PLAQUETAS 
O histograma de plaquetas tem 128 canais entre 2fL e 30fL. Um limite variável (por padrão, 
posicionado em 25fL) desloca-se de acordo com a população de micrócitos presente na área de 
análise de plaquetas. 
Os alarmes de plaquetas são os seguintes: 
1 - Presença excessiva de células à direita do limite (25fl) ativarão o alarme "MIC" (micrócitos). O 
limite variável procura por um "vale" entre o valor padrão 25fL e 18fL. 
2 - Quando não há "vale" entre as populações de plaquetas e glóbulos vermelhos, um alarme de 
rejeição de PLA (*) é disparado. Os resultados de contagem de plaquetas não são confiáveis e 
devem ser confirmados por uma contagem manual de plaquetas. 
3 - Se o número de partículas entre 18fL e 25fL for muito alto, o alarme "SCH" (esquizócitos) será 
disparado. Algumas das possíveis anormalidades são: 
- Presença de esquizócitos. 
- Presença de agregados plaquetários: Verifique os resultados de plaquetas em um esfregaço de 
sangue tingido. 
4 - O alarme "SCL" (células pequenas) indica a presença de células pequenas na zona entre 2fL 
e 3fL. Os resultados de contagem de plaquetas podem ser relatados como (---) e também pode 
não haver histograma de PLA. 
b) ALARMES NA CURVA DE DISTRIBUIÇÃO DE GLÓBULOS BRANCOS 
Os analisadores hematológicos de 18 parâmetros possuem um sistema de alarmes 
diferenciais de glóbulos brancos que avisam o operador sobre a possível presença de células 
patológicas, histogramas anormais de distribuição de volume ou populações anormalmente 
elevadas, como a presença excessiva de eosinófilos e basófilos. 
1 - O alarme "L1" indica um número anormal de células, em comparação com os linfócitos, na 
zona entre 30fL e 60fL. Os elementos patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Agregados plaquetários. 
- Glóbulos vermelhos nucleados. 
‘Este alarme corresponde ao número de células contadas nos cinco primeiros canais, com 
relação ao número total de linfócitos. 
2 - O alarme "M2" indica a presença de um número excessivo de células na zona de 130 fL a 160 
fL. 
Os elementos patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Linfoblastos. 
- Mielócitos. 
- Linfócitos anormais. 
- Basofilia (muitos basófilos). 
Este alarme corresponde ao número de células contadas na zona de detecção, em 
comparação ao número total de monócitos. 
3 - O alarme "G1" indica a presença de um número excessivo de células na zona de 160 fL a 220 
fL. 
Os elementos patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Eosinofilia (muitos eosinófilos). 
- Mielócitos. 
- Polinucleose de neutrófilos. 
Este alarme corresponde ao número de células contadas na zona de detecção, em 
comparação ao número total de granulócitos. 
30 
 
 
4 - O alarme "G2" indica a presença de um número excessivo de células na zona de 220 fL a 250 
fL. 
Esse alarme torna possível seguir uma dispersão de picos de granulócitos anormal. 
Algumas das variações de células incluem: 
- Anomalias na membrana celular dos granulócitos. 
- Possível problema no fluxo do reagente de lise. 
- Problemas de fluidos. 
- Sangue velho (de seis a oito horas sem refrigeração). 
- Granulócitos menores que 250fL. 
5 - O alarme "G3" indica um número excessivo de células maiores que 400 fL. Os elementos 
patológicos que podem ser encontrados incluem: 
- Metamielócitos. 
- Inúmeros tipos de células grandes imaturas. 
Este alarme corresponde ao número de células contadas na zona de detecção, em 
comparação ao número total de granulócitos. Essa contagem de células será mais alta do que o 
nível estabelecido. 
 
4.5 - EQUIPAMENTOS PARA TESTES DE HEMOSTASIA 
 Os analisadores de coagulação variam de alguns relativamente simples a outros 
complexos, totalmente automatizados. Duas tecnologias básicas são usadas. O método que tem 
sido usado há mais tempo é a detecção do coágulo de fibrina por uma alça de arame móvel. 
Outros instrumentos mais recentes usam a medida de densidade ótica para detectar a formação 
do coágulo de fibrina. 
 A função da agregação plaquetária pode ser testada por um agregômetro. 
 
a) TESTES COM PLASMA 
Os testes de funcionamento da coagulação do plasma têm sido tradicionalmente 
executados em amostras de plasma do paciente. O FibroSystem’M da Becton e Dickinson tem 
sido usado há muito anos. Ele funciona pelo principio de detecção do coágulo de fibrina por uma 
alça de arame móvel. Este instrumento pode ser usado para tempo de protrombina (TP), tempo 
da tromboplastina parcial ativada (TTPA) e testes de fibrina. O técnico deve colocar a amostra no 
fibrômetro, adicionar os reagentes e disparar o cronômetro. O instrumento para quando um 
coágulo é detectado e mostra o tempo transcorrido. 
Outros instrumentos automatizados para hemostasia estão agora no mercado. Eles variam 
de semi-automáticos a totalmente automáticos. Com os modelos totalmente automáticos, uma 
bandeja ou estante de tubos de plasma podem ser colocados dentro do aparelho, com uma 
identificação, com o código de barras, por exemplo. O profissional está então livre para fazer 
outras tarefas no laboratório. O CA-1.000 da Sigma Diagnostics pode fazer até oito testes 
simultâneos. Isto inclui TP, TTPA, fibrinogênio, tempo de trombina e testes para os fatores 
específicos da coagulação. A Sigma também vende o AccustasisTM 1.000 e 2.000 para 
laboratórios menores A Helena Laboratories fabrica o Cascade 480, o qual automaticamente 
aspira as amostras de plasma diretamente dos tubos de coleta de sangue. O ELECTRA 1.000 
CTM fabricado pela Medical Laboratomy Automation, mc. (MLA) tem um sistema automatizado de 
processamento e identificação da amostra. As séries do instrumento COAGA-MATE 
comercializado pela Organon Teknika têm sido populares tanto em pequenos quanto grandes 
laboratórios. Como mostra na FIGURA 8. 
 
31 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
b) TESTES DE AGREGAÇÃO PLAQUETÁRIA 
A agregação plaquetária pode ser testada usando instrumentos especialmente feitos para 
este objetivo. Um tubo contendo uma suspensão de plaquetas é inserido no aparelho. Certos 
reagentes que induzem a agregação plaquetária são adicionados à suspensão. A quantidade de 
luz transmitida assim que as plaquetas agregam em grumos é proporcional ao grau de agregação; 
quanto mais as plaquetas se agregam, mais clara fica a suspensão. O instrumento produz um 
gráfico ilustrando a resposta. Como mostra na FIGURA 9. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
5 - CONTAGEM DE ERITRÓCITOS 
1) OBJETIVO: Conhecer a quantidade de eritrócitos por mm3 de sangue. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Manual e Automático. 
4) PROCEDIMENTO 
4.1) Automático 
A leitura étotalmente feita pelo analisador hematológico, bastando pressionar o botão 
existente no painel, para que o aparelho aspire o sangue total e faça a contagem dos eritrócitos 
pelo método de impedância. 
4.2) Manual 
a) Fazer a diluição de 200 vezes, pipetando 4 mL de líquido diluidor (Hayem) e adicionando 20 µL 
de sangue total homogeneizado. 
 
 
Figura 8: Coagulômetro usado para testes de 
hemostasia. 
Figura 9: Agregômetro plaquetário. 
32 
 
 
b) Homogeneizar e preencher o retículo da câmara de Neubauer totalmente, sem deixar bolhas, 
aguardar 5 minutos. 
c) Contar os eritrócitos exclusivamente no retículo central, via de regra, em cinco: (4) grupos de 
quadrados laterais e um grupo de quadrados central. 
d) Cálculo do número de eritrócitos por mm3: Fator Multiplicador: diluição/01x0,02 = 10.000. 
- Exemplo: número de eritrócitos contados nos 5 (cinco) quadrados = 250. 
- Fator Multiplicador (10.000) X 250 = 2.500.000/mm3. 
5) FUNDAMENTO DO MÉTODO MANUAL: o líquido diluidor de Hayem conserva os eritrócitos 
íntegros e degrada os leucócitos. 
6) LÍQUIDO DILUIDOR DE HAYEM 
- Bicloreto de Mercúrio......................................................5 g 
- Cloreto de Sódio.............................................................1 g 
- Sulfato de Sódio..............................................................5 g 
- Água Destilada................................qsp..........................200 mL 
7) INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS 
 Homem: 4.500.000 a 5.500.000/mm3. 
 Mulher: 4.000.000 a 5.000.000/mm3. 
 Recém-nascido: 5.000.000 a 6.000.000/mm3. 
8) CAUSAS DE ERROS 
 Diluição imperfeita. 
 Formação de pequenos coágulos. 
 Líquido diluidor contaminado. 
 Preenchimento errado e distribuição desigual da câmara de Neubauer. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Analisador hematológico. 
 Reagentes para o analisador hematológico. 
 Pipetas automáticas de20; 100 e 1000 µL. 
 Líquido diluidor de Hayem. 
 Câmara de Neubauer. 
 Contador manual de leucócitos. 
6 - DOSAGEM DE HEMOGLOBINA 
1) OBJETIVO: Conhecer a concentração de hemoglobina. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Automático, calculado e manual. 
4) PROCEDIMENTO 
4.1) Automático 
A determinação da concentração de hemoglobina é realizada pelo analisador 
hematológico, usando o método da espectrometria, bastando pressionar o botão existente no 
painel, para que o aparelho aspire o sangue total e faça a dosagem automaticamente. 
4.2) Calculado 
 Hematócrito/3. Ex: 45/3 = 15 g/dL. 
 OBS: existem algumas restrições com relação às anemias hipocrômicas. 
4.3) Manual (ESPECTROFOTOMETRIA) 
a) Pipetar 5,0 mL de solução de Drabkin e adicionar20 µL (diluição 1/250) de sangue total 
homogeneizado. 
b) Homogeneizar e aguardar na temperatura ambiente por 10 minutos. 
33 
 
 
c) Ligar o espectrofotômetro e selecionar o filtro 540 nm. 
d) Colocar a cubeta com a solução “branco”, tampar e ajustar a absorbância para zero. 
e) Colocar a cubeta com a solução padrão de hemoglobina, tampar e anotar a absorbância. 
f) Colocar a cubeta com a solução teste, tampar e anotar a absorbância. 
g) Cálculo a concentração de hemoglobina. 
5) FUNDAMENTO DO MÉTODO MANUAL 
A cianometaemoglobina é o resultado da conversão da hemoglobina pelo reativo de 
Drabkin. A cianometaemoglobina é um cromógeno estável com absorção máxima de luz nm. O 
ferrocianeto de potássio (K3Fe(CN)6)faz a conversão de hemoglobina para metaemoglobina, após 
a lise dos eritrócitos. O cianeto de potássio (KCN) faz a conversão da metaemoglobina para 
cianometaemoglobina. O detergente degrada os restos de membrana dos eritrócitos, diminuindo a 
turvação da solução. 
6) REATIVO DE DRABKIN 
- Bicarbonato de Sódio.....................................................1 g 
- Cianureto de Potássio...............................................0,05 g 
- Ferricianureto de Potássio........................................0,20 g 
- Água Destilada................................qsp...................1000 mL 
OBS: colocar em frasco escuro e conservar por um mês. 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Homem: 15 a 18g/dL. 
 Mulher: 14 a 16 g/dL. 
8) CAUSAS DE ERROS 
 Pipetagem incorreta. 
 Contaminação do reativo. 
 Contaminação do padrão. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Analisador hematológico. 
 Reagentes para o analisador hematológico. 
 Pipeta automática de 20 µL. 
 Espectrofotômetro. 
 Padrão de Hemoglobina. 
 Pipeta de 5 mL. 
7 - DETERMINAÇÃO DO HEMATÓCRITO 
1) OBJETIVO: Determinar o volume globular. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Microhematócrito; calculado e automatizado. 
4) FUNDAMENTO DO MÉTODO DE MICROHEMATÓCRITO 
O teste é baseado no princípio de separação dos elementos celulares do sangue, do 
plasma. Na técnica do microhematócrito, o processo de separação é acelerado pela elevada 
centrifugação. Após a centrifugação do sangue no capilar, as células vermelhas estarão no fundo 
do tubo, as células brancas e as plaquetas vão formar uma camada no topo das células 
vermelhas e o plasma estará na parte superior. Isso é chamado de coluna de células compactas 
(alguns outros termos usados são volume de células compactas, ou VCC). A camada 
contendo os leucócitos e as plaquetas têm uma aparência esbranquiçada e é comumente referida 
como creme leucocitário. 
5) PROCEDIMENTO 
34 
 
 
a) Homogeneizar o sangue total por 5 minutos. 
b) Preencher o capilar de vidro com sangue total. 
c) Vedar uma das extremidades usando massa de modelar ou aquecimento pelo bico de Bunsen. 
d) Colocar na microcentrífuga e rodar por 5 minutos. 
e) Após a centrifugação, proceder à leitura usando uma régua apropriada de microhematócrito. 
6) VALOR DE REFERÊNCIA 
 Homem: 45 – 55%. 
 Mulher: 40 – 45%. 
 Recém-nascido: 50 – 55%. 
7) MÉTODO CALCULADO 
O hematócrito pode ser determinado através de cálculo matemático a partir da 
concentração da hemoglobina X 3. Ex: hemoglobina 12 X 3 = 36% de hematócrito. Ht mais ou 
menos 2 = Hb x 3. 
OBS: existem algumas restrições com relação às anemias hipocrômicas. 
8) MÉTODO AUTOMATIZADO 
O hematócrito pode ser determinado por meios eletrônicos. A maioria dos instrumentos 
calcula o hematócrito usando os valores da contagem de células vermelhas do sangue e o volume 
do eritrócito. 
9) FATORES QUE INFLUENCIAM OS VALORES DO MICROHEMATÓCRITO 
 Os valores obtidos do microhematócrito podem ser influenciados por fatores fisiológicos, 
fatores patológicos e pelo manuseio da amostra durante os procedimentos de análise. Um valor 
baixo de microhematócrito pode indicar uma anemia ou a presença de hemorragias no paciente 
ou presença de microcoágulo. Um valor aumentado pode ser causado por desidratação do 
paciente ou uma condição conhecida como policitemia. 
A coleta inadequada de material ou o uso de sangue não suficientemente homogeneizado 
pode causar resultados não seguros. A velocidade da centrífuga de microhematócrito e a duração 
da centrifugação afetam os valores do microhematócrito. Velocidade aumentada e/ou tempo de 
centrifugação aumentado vai diminuir falsamente os resultados do microhematócrito. A velocidade 
menor e tempo mais curto vão produzir falsos resultados, ou seja, elevados. 
10) MATERIAL UTILIZADO 
 - Analisador hematológico. 
 - Reagentes para o analisador hematológico. 
 - Escala de leitura de microhematócrito. 
 - Microcentrífuga. 
 - Capilar de vidro. 
 - Massa para modelar. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Centrífuga de microhematócrito e B) Régua de leitura de microhematócrito. 
 
 A 
B 
35 
 
 
8 - DETERMINAÇÃO DOS ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 
1) OBJETIVO: Avaliaros Índices Hematimétricos. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Cálculo matemático e automatizado. 
4) PROCEDIMENTO 
4.1) VCM (Volume Corpuscular Médio) 
 Cálculo: HematócritoX10/número de eritrócitos em milhões. 
 Valor de Referência: 80 a 100 fentolitro (fL). 
 Aplicação: usa-se para classificar a anemia quanto ao tamanho. Normocítica, 
microcítica ou macrocítica. 
4.2) HCM (Hemoglobina Corpuscular Média) 
 Cálculo: Hemoglobina X 10/número de eritrócitos em milhões. 
 Valor de Referência: 26 a 32 pg. 
 Aplicação: define a anemia como normocrômica ou hipocrômica. 
4.3) CHCM (Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média) 
 Cálculo:HemoglobinaX100/hematócrito. 
 Valor de Referência: 32 a 36%. 
 Aplicação: define a anemia como normocrômica ou hipocrômica. 
4.4) RDW (Amplitude de Distribuição dos Eritrócitos) 
 Valor de Referência: 12 a 16%. 
 Aplicação: mede o índice de anisocitose eritrocitário. 
5) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 VCM 80 a 100 fL: anemia normocítica; VCM<80 fL: anemia microcítica e VCM>100 fL: 
anemia macrocítica. 
 CHCM 32 a 36%: anemia normocrômica e CHCM< 32% anemia hipocrômica. 
 RDW>16%: produção eritrocitária acentuada. 
9 - ESTUDO MORFOLÓGICO DA SÉRIE VERMELHA 
 
a) PRÓ-ERITROBLASTO (PE) 
Constitui a primeira célula da série eritroblástica reconhecível 
morfologicamente, através das colorações panópticas. Possui diâmetro que 
oscila entre 14 e 20, contorno arredondado, porém pode apresentar-se 
ovalado. O citoplasma é basófilo, basofilia esta atribuída ao RNA citoplasmático 
dos ribossomas que persistem até a fase de reticulócito, não possuem 
granulações, apresenta relação núcleo-citoplasma grande. O núcleo é grande, 
arredondado, de um modo geral central e de coloração mais escura do que o mieloblasto. A 
cromatina é de finas fibras e delicada, porém não possui o aspecto granuloso da série 
megaloblástica; apresenta comumente de 1 a 2 nucléolos. Estes não são tão evidentes como os 
do mieloblasto. Constitui 1 a 5% das células da medula óssea. 
 
b) ERITROBLASTO BASÓFILO (EB) 
 
 
36 
 
 
Seu diâmetro está em torno de 11 a 18. O citoplasma é intensamente basófilo 
em relação à célula anterior, sem granulações. O núcleo ocupa boa parte da 
célula (2/3), isto é, a relação núcleo-citoplasma ainda é grande, porém menor que 
a célula anterior, não possui nucléolos visíveis por colorações panópticas, à 
cromatina se dispõe em grandes grumos de tonalidade bem escura, que se 
distribuem no núcleo em forma semelhante aos raios de uma "roda de carroça" 
mais ou menos regulares, dando aspecto característico. A presença de uma paracromatina 
(cromatina mais densa e organizada) diferencia o eritroblasto basófilo do Pró-eritroblasto. A 
medula óssea contém de 6 a 13% destas células. 
 
c) ERITROBLASTO POLICROMÁTICO (EPC) 
A célula possui diâmetro que varia em torno de 9 a 14. Possui citoplasma 
abundante tendo perdido em parte sua basofilia. A relação núcleo-citoplasma é 
grande, porém quando comparada com estágio anterior ela é menor. Como a 
célula vai adquirindo uniformemente a tonalidade rosa adulta pela incorporação da 
hemoglobina, esta fica com uma tonalidade acinzentada resultante da aquisição 
da mescla em diferentes proporções de azul (basofilia) e de rosa (pela incorporação da 
hemoglobina). Seu núcleo é pequeno ocupando 25% da célula, a cromatina vai se condensando, 
formando grumos grossos conferindo com isso uma tonalidade escura, nunca contém nucléolos 
nem zona de cromatina frouxa. Esta célula esta presente na medula óssea em torno de 12 a 27%. 
 
d) ERITROBLASTO ORTOCROMÁTICO (EOC) 
Nesta fase há uma grande diminuição do diâmetro da célula medindo cerca de 7 a 
10. Esta célula atinge o fim de sua síntese de DNA e é incapaz de atividade 
mitótica. O citoplasma é saturado de hemoglobina tendo como consequência uma 
acidofilia, o que confere a cor rosa de eritrócito maturo, sem, porém guardar restos 
da antiga basofilia. O núcleo é constituído por massa homogênea de cromatina, sem estrutura 
definida, de localização excêntrica, estágio que precede sua expulsão. Sua quantidade na medula 
óssea está entre 1 a 5%. 
 
e) RETICULÓCITO (Ret) 
É uma célula anucleada de forma arredondada, medindo cerca de 7,2 a 8 de diâmetro. 
Para sua demonstração lança-se mão da coloração vital (NewMethyllen Blue, Azul de 
Cresil Brilhante), que evidencia um retículo basófilo (ribossomas) no seu citoplasma. 
 
f) ERITRÓCITO OU HEMÁCIA 
Seu tamanho está em torno de 7 de diâmetro. Possuem forma arredondada, como um 
disco bicôncavo, cor rosa-mate com um halo claro no centro da célula. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
37 
 
 
CÉLULAS VERMELHAS NORMAIS DA MEDULA ÓSSEA E SANGUE PERIFÈRICO 
 
 
Legenda: A) Pró-eritroblasto; B) Eritroblasto ortocromático; C) Reticulócito; D) Eritroblasto basófilo; E) Eritroblasto 
policromático e F) Eritrócito. 
 
10 - ESTUDO DA MORFOLOGIA ERITROCITÁRIA 
1) OBJETIVO: Avaliar a morfologia eritrocitária e classificar os tipos de anemias. 
2) AMOSTRA: Esfregaço sanguíneo. 
3) MÉTODO: Microscópico. 
4) PROCEDIMENTO 
a) Confeccionar esfregaço sanguíneo com sangue sem anti-coagulante. 
b) Corar pelos métodos panóticos. 
c) Secar e observar no microscópio em objetiva de imersão toda extensão do esfregaço 
sanguíneo. 
5) FUNDAMENTO 
A avaliação morfológica dos eritrócitos pode colaborar na elucidação diagnóstica das 
anemias pela sua caracterização e especificidade. 
6) DESCRIÇÃO DO RESULTADO 
a) TAMANHO: normocítico, microcítico, macrocitico e anisocítico. 
b) COR: normocrômico, hipocrômico, policrômico e anisocrômico. 
 POLICROMASIA: ocorre quando os eritrócitos são maiores e há excesso de coloração, 
com tendência à cor cinza (nos corantes de rotina hematológica). Deve-se a 
remanescente de material ribossômico devido à reticulocitose e atividade eritropoiética 
elevada. Eritropoese responsiva. 
c) FORMA: pecilocitose, os pecilócitos mais comuns são: 
 ESQUIZÓCITO: fragmentos de eritrócitos de várias formas. Observados nas anemias 
hemolíticas em geral e microangiopatia. 
 ACANTÓCITO: eritrócito pequeno com algumas projeções digitiformes irregulares na 
forma de espinho. Encontrado em: hepatopatia, abetalipoproteinemia e insuficiência renal. 
38 
 
 
 EQUINÓCITO: eritrócito crenado às vezes pode ser artefato ou deficiência de 
piruvatoquinase, hepatopatia e pós-esplenectomia. 
 DREPANÓCITO: eritrócito na forma de foice. Observados na anemia falciforme. 
 ELIPTÓCITO OU OVALÓCITO: eritrócito oval, na forma elíptica. Observados na anemia 
eliptocitose hereditária. 
 ESFERÓCITO: eritrócito na forma esférica, normocorado ou hipercorado. Observados na 
anemia esferocitose hereditária, anemias hemolíticas, autoimune e septicemia. 
 DACRIÓCITO: eritrócito na forma de lágrima ou de pingo de vela. Observados nas 
talassemias, mielofibrose e hematopoese extramedular. 
 CONDÓCITO: eritrócito em alvo. Observado em pacientes com Hemoglobina S, C, 
talassemias, deficiência de ferro, hepatopatia e pós explenectomia. 
 ESTOMATÓCITO: eritrócito com uma depressão funda e reta que se formam nas 
alterações da osmolaridade plasmática (artefato e ou hereditária por deficiência de 
acetil transferase de lecitina), hepatopatia e alcoolismo. 
d) INCLUSÃO ERITROCITÁRIA 
 CORPÚSCULOS DE HOWELL-JOLLY: São fragmentos nucleares arredondados, de 
tamanho pequeno ou médio, com tamanho próximo de 1 mm, resultantes da desintegração 
do núcleo dos eritroblastos ortocromáticos. Observados nas anemias hemolíticas, 
falciformes e talassemias. 
 PONTILHADOS BASÓFILOS: São grânulos pequenos e irregulares, ou esféricos, de cor azul, 
às vezesmuito escuro. Podem ser finos e amplamente distribuídos nos eritrócitos, ou grosseiros e 
em menor número próximo à membrana dos eritrócitos. A presença de pontilhados basófilos é 
indicativa de eritropoiese acentuada, sem tempo adequado para maturação dos eritrócitos. 
A ocorrência está associada notadamente às anemias causadas por defeitos na síntese de 
hemoglobina, talassemias, intoxicações por chumbo, alcoolismo e drogas citotóxicas. 
 ANEL DE CABOT: aparece no eritrócito como estrutura anelada, ou dobrada em forma de oito. 
Sua origem se deve ao material remanescente dos microtúbulos do citoplasma dos eritroblastos, 
especialmente de RNA ribossômico. Os anéis de Cabot podem aparecer em eritrócitos de 
pacientes com anemia megaloblástica, outras anemias graves (falciforme, talassemia maior), 
intoxicação por chumbo, e na disseritropoiese em que os eritrócitos são destruídos antes de serem 
liberados da medula óssea. Por vezes, um mesmo eritrócito com anel de Cabot pode incluir 
também pontilhados basófilos ou corpos de Howell-Jolly. 
 CORPOS DE HEINZ: Caracterizam por precipitados de um ou mais corpúsculos esféricos 
e escuros, de tamanhos variados, geralmente agregados à membrana. Em pacientes 
esplenectomizados, os corpos de Heinz são grandes e visíveis. A identificação dos corpos 
de Heinz somente é possível com coloração supravital de azul de crezil brilhante a 1% e 
violeta de metil a 1%. A precipitação de corpos de Heinz é decorrente de processos 
oxidativos induzidos ou espontâneos que afetam a molécula de hemoglobina oxigenada 
(oxi-Hb). A oxidação da oxi-Hb transforma-a em metahemoglobina que se degrada em 
subcompostos – os hemicromos (sulfa-hemoglobina), culminando com a desagregação 
das globinas alfa e beta, que se precipitam e deformam o eritrócito. As principais formas da 
indução de corpos de Heinz se devem a: a) CAUSAS ADQUIRIDAS por medicações 
oxidantes (ex.: sulfas, hidrazinas), ou por contaminação ambiental (poluentes 
oxidantes); b) CAUSAS HEREDITÁRIAS por Hb instáveis, metahemoglobinemias 
hereditárias, deficiências de enzimas (G6PD, SOD, catalase, GPx). 
d) DISPOSIÇÃO DOS ERITRÓCITOS: fenômeno de ROULEAUX. Observado no Mieloma 
Múltiplo, doenças infecciosas e oncológicas. 
39 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Drepanócitos; B) Drepanócito, eliptócitos e condócitos; C e D) Eliptócitos; E) e F) Dacriócitos. 
 
 
 
B A 
C D 
E F 
40 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Condócitos; B) Condócitos, esferócitos e eritroblastos ortocromáticos; C) Esferócitos e eritroblastos 
ortocromáticos; D) Esferócitos; E) Esquizócitos e F) Esquizócitos, dacriócitos e eritroblasto ortocromático. 
 
 
 
A B 
C D 
E F 
41 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Anisocitose acentuada; B) Anisocitose moderada, equinócitos e dacriócitos; C) Esquizócitos, 
anisocitose leve, hipocromia com microcitose; D) Hipocromia acentuada; E) Anel de Cabot, esquizócitos, condócitos e 
anisocitose leve e F) Pontilhado basófilo, dacriócitos e equinócitos. 
 
C 
 
 
 
 
 
A B 
C D 
E F 
42 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Pontilhado basófilo; B) Eritroblastos ortocromáticos, policromasia, equinócitos e dacriócitos; C) 
Corpúsculos de Howell-Jolly, dacriócitos e eliptócitos; D) Anisocitose leve, policromasia, equinócitos, eliptócitos e 
dacriócitos; E) Macrocitose e dacriócitos e F) Fenômeno de rouleaux. 
 
 
 
 
 
 
 
 
C D 
E F 
A B 
43 
 
 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Drepanócito: sugestivo de anemia falciforme. 
 Esquizócito: sugestivo de anemias hemolíticas. 
 Condócito: sugestivo de distúrbios genéticos da hemoglobina. 
 Esferócito e Eliptócito: alterações de membrana (anemias hereditárias). 
 Hipocromia com Microcitose: sugestivo de anemia ferropriva ou talassemias. 
 Macrocitose: sugestivo de anemia por deficiência de ácido fólico e ou vitamina B12. 
8) MATERIAL UTILIZADO 
 Lâmina para microscópio. 
 Microscópio. 
 Corantes panóticos. 
11 - CONTAGEM DE RETICULÓCITOS 
1) OBJETIVO: Pesquisar a presença de eritrócitos imaturos (reticulócitos). 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Manual (coloração supra vital) e automatizado. 
4) FUNDAMENTO DO MÉTODO MANUAL 
O corante supravital de Azul Cresil Brilhante cora os filamentos de RNA remanescentes da 
fase de Eritroblasto Ortocromático. 
5) PROCEDIMENTO 
a) Em um tubo de hemólise colocar 100 µL de sangue total. 
b) Acrescentar a mesma quantidade de azul de cresil brilhante e homogeneizar. 
c) Deixar repousar por 15 minutos em banho maria a 37ºc. 
d) Após a incubação agitar o conteúdo do tubo para homogeneizar e confeccionar o esfregaço em 
lâmina limpa e desengordurada, secar ao ar livre e observar ao microscópio na objetiva de 
imersão. 
OBS: caso desejar pode corar pelos métodos panóticos. 
e) Determinar o resultado contando 10 campos microscópicos homogêneos no aumento de 1000 
vezes (correspondente a 1000 eritrócitos) e anotando o nº de reticulócitos encontrados dentre 
eles e expressar em percentual (relativo) ou em mm3 ‘de sangue (absoluto). 
 Valor Relativo: reticulócitos X 100/1000 = % reticulócitos. 
 Valor Absoluto: % reticulócitos XNº total de eritrócitos/100. 
6) FUNDAMENTO DO MÉTODO AUTOMATIZADO 
Os analisadores hematológicos com canal de reticulócitos utilizam a medição da 
fluorescência emitida pela malha reticular do RNA ribossômico para contar e separar os 
reticulócitos em três estágios: baixa; média e alta intensidade de fluorescência. 
7) VALOR DE REFERÊNCIA 
a) Relativo 
 Recém-nascidos: 2,0 – 6,0 %. 
 Crianças e adultos: 0,5 – 2,0%. 
b) Absoluto 
 20.000 – 80.000/mm3. 
8) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Reticulocitose: anemias hemolíticas; hemorragias; resposta de tratamento de anemia, etc. 
 Reticulopenia: anemia hipocrômica; anemia aplástica; anemia megaloblástica, etc. 
 
44 
 
 
9) PREPARO DE REAGENTE 
- Azul de Cresil Brilhante ou Azul de Metileno Novo.......1,0 g 
- Citrato de Sódio.............................................................0,4 g 
- Solução de Cloreto de Sódio a 0,9%.....qsp.................100 mL 
10) MATERIAL UTILIZADO 
 Lâmina para microscópio. 
 Pipeta automática de 100 µL. 
 Analisador hematológico com canal de reticulócitos. 
 Microscópio. 
 Corante supra vital. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Reticulócitos corados pelo método supravital (azul de cresil brilhante) visualizado no aumento de 
1.000X e B) Eritrócitos (SETA). 
 
12 - FALCIZAÇÃO DOS ERITRÓCITOS 
1) OBJETIVO: Pesquisar a presença de eritrócitos do tipo drepanócitos. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Daland e Castle. 
4) FUNDAMENTO DO MÉTODO 
O mecanismo de formação dos drepanócitos está ligado à solubilidade da HbS. Quando 
saturada de oxigênio, é solúvel. Quando, entretanto, é privado deste elemento, torna-se insolúvel 
e polimeriza-se, formando cristais nemáticos líquidos, os tactóides, que, por sua rigidez, provocam 
deformações dos eritrócitos, dando lhes a forma pela qual são conhecidos. O metabissulfito de 
sódio tem a função de retirar o oxigênio do meio. 
5) PROCEDIMENTO 
a) Adicionar em uma lâmina de vidro 50 µL de sangue coletado com EDTA e acrescentar 100 µLde solução de metabissulfito de sódio a 2%. 
b) Misturar o material com a ponta de uma lamínula. 
c) Colocar a lamínula sobre a gota de material misturado, tendo cuidado de não formar bolhas. 
d) Retirar o excesso de material formado, usando papel de filtro ou compressa de gaze. 
e) Vedar as bordas da lamínula com entellan ou esmalte de unha incolor. 
f) Deixar a lâmina em câmara úmida (placa de Petri com algodão umedecido em água). 
g) Realizar a primeira leitura no microscópio no aumento de 400 vezes após 30 minutos. 
 
 
A 
A 
B 
B 
A 
A 
A 
B 
45 
 
 
h) Caso não tenha observado a presença de drepanócitos no material examinado, permanecer 
em câmara úmida e proceder à leitura após 3, 6 e 24 horas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Teste de falcização negativo (ausência de drepanócitos após 24 horas de incubação) e B) Teste de 
falcização positivo (presença de drepanócitos após 2 horas de incubação). OBS: visualização no aumento de 
400X. 
 
6) VALOR DE REFERÊNCIA: ausência de drepanócitos no material examinado. 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
A presença de drepanócitos no teste não permite distinguir a anemia falciforme de traço 
falciforme, necessitando realizar a eletroforese de hemoglobina. 
8) PREPARO DE REAGENTE 
- Metabissulfito de Sódio...............200 mg 
- Água Destilada............qsp...........10 mL 
OBS: a solução deverá ser preparada na hora da realização do exame. A estabilidade da solução 
é no máximo 8 horas. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Lâmina para microscópio e lamínula. 
 Pipetas automáticas de 50 e 100 µL. 
 Entellan. 
 Compressa de gaze ou papel de filtro. 
 Microscópio. 
 Solução de Metabissulfito de Sódio a 2%. 
13 – ELETROFORESE DE HEMOGLOBINA 
1) OBJETIVO: Pesquisar a presença de hemoglobinas instáveis em amostra de sangue total. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Acetato de celulose. 
4) FUNDAMENTO DO MÉTODO 
Em pH 8,0 – 9,0 a hemoglobina é uma proteína carregada negativamente, migrando em 
direção ao pólo positivo. Esse método identifica as hemoglobinas normais e grande parte das 
variantes. As diferentes mobilidades verificadas entre as diversas hemoglobinas com defeitos 
estruturais se devem às alterações de cargas elétricas, causadas por substituições de 
aminoácidos de diferentes pontos isoelétricos (pI). As hemoglobinas que não envolvem alterações 
 
 
 
A B 
46 
 
 
de cargas elétricas, geralmente apresentam mobilidade eletroforética semelhante à da Hb A; 
nesse grupo situa-se a maioria das hemoglobinas instáveis. 
5) PROCEDIMENTO 
a) Colocar igual quantidade de solução tampão em cada compartimento eletrolítico da cuba de 
eletroforese. 
b) Embeber o acetato de celulose na solução tampão, previamente colocada num recipiente, pelo 
menos durante 15 minutos. 
c) Enxugar o acetato de celulose entre duas folhas de papel absorvente para remover o excesso 
de solução tampão. 
d) Ajustar as tiras de acetato de celulose na cuba de eletroforese, deixando-as esticadas, 
utilizando-se de perfex ou papel de filtro para fazer a ponte de corrente elétrica na fita. 
e) Aplicar as amostras nas tiras de acetato de celulose (hemolisado com saponina 1%, ou 
solução de hemoglobina) a 2 cm do compartimento do pólo negativo. 
f) Passar 300 volts por 20 minutos. 
g) Analisar o fracionamento, durante os 5 primeiros minutos, observando a presença ou não de 
Hb H. A Hb H, quando presente, somente é possível de ser visualizada em hemolisados feitos 
com saponina a 1%. 
h) Remover as tiras e corar com Ponceau (ou outro corante de proteínas) por 10 minutos, no 
mínimo. 
i) Transferir as tiras para o recipiente que contenha solução descorante, agitando-a 
cuidadosamente por 3 – 5 minutos. Trocar a solução descorante usada por outra limpa, e deixar 
as tiras por tempo necessário para clareá-las. 
j) Transparentização do acetato de celulose: 
- Mergulhar as tiras descoradas e clareadas, em metanol P.A por 1 – 2 minutos. 
- Remover as tiras para um recipiente contendo ácido acético/metanol/glicerina, na proporção 
14/85/1, por 1 minuto. 
- Colocar as tiras bem esticadas em superfície de vidro, expondo-as sob luz infravermelho, a uma 
distância entre 5 a 10 cm, até total transparentização, ou em estufa a 65ºc, por 5 a 10 minutos. 
6) CONTROLE 
Durante a eletroforese é importante o uso de, pelo menos, uma amostra controle. Na 
ausência de padrões tipo Hb AS, Hb AC, ou outra forma de hemoglobina variante, usa-se uma 
amostra com hemoglobina normal. O padrão normal constitui-se num excelente meio de 
comparação entre hemoglobinas “normais” e “anormais”. A utilização de “mapas” de referência é 
muito útil na interpretação dos resultados. 
7) PRECAUÇÕES 
Para o uso de qualquer eletroforese são fundamentais os seguintes cuidados: 
a) Verificar se as luvas de mãos, a cuba de eletroforese, as tiras de acetato, o aplicador e o papel 
absorvente estão limpos. 
b) Observar se a solução tampão não está contaminada por colônias de fungos. 
c) A solução tampão, usada continuamente, é suficiente para oito a dez procedimentos seguidos. 
Porém, no uso esporádico, por exemplo, uma vez por semana, é interessante conservar a cuba 
com tampão na geladeira. 
d) A obtenção de fracionamento deficiente pode ser causada por: 
- Solução tampão deteriorada. 
47 
 
 
- Alteração do pH do tampão. 
- Alta molaridade do tampão. 
- Corrente elétrica deficiente. 
- Má qualidade do acetato de celulose. 
- Excesso ou deficiência da amostra aplicada. 
8) PREPARO DE REAGENTE 
a) REATIVO HEMOLISANTE 
- Saponina P.A.…………………...1 g 
- Água destilada Q.S.P…………..100 mL 
b) SOLUÇÃO TAMPÃO: TRIS-EDTA-BORATO 0,025M PH 8,5 (TEB PH 8,5) 
- Tris (hidroximetil) aminometano……………..10,2 g 
- Ácido etileno-diamino-tetracético…………….0,6 g 
- Ácido bórico…………………………………….3,2 g 
- Água destilada Q.S.P………………………….1 L 
c) SOLUÇÃO CORANTE PONCEAU 
- Ponceau S............................................0,5 g 
- Ácido tricloroacético..............................5,0 g 
- Água destilada Q.S.P………….............100 mL 
d) SOLUÇÃO DESCORANTE 
- Ácido acético glacial.............................100 mL 
- Metanol P.A..........................................50 mL 
- Água destilada Q.S.P………….............1 L 
9) EQUIPAMENTO 
- Cuba de eletroforese. 
- Tiras de acetato de celulose. 
- Papel absorvente. 
- Pipetas automáticas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
48 
 
 
10) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: 1) Perfil compatível com hemoglobina AS; 2) Perfil compatível com hemoglobina AS; 3) Perfil compatível 
com hemoglobina AS; 4) Perfil compatível com hemoglobina AA (normal); 5) Perfil compatível com hemoglobina AA 
(normal); 6) Perfil compatível com hemoglobina AC; 7) Nenhum perfil; 8) Perfil compatível com hemoglobina SS; 9) 
Perfil compatível com hemoglobina AS; 10) Perfil compatível com hemoglobina AA (normal); 11) Perfil compatível 
com hemoglobina AS e 12) Perfil compatível com hemoglobina SC. 
 
14 - VELOCIDADE DE HEMOSSEDIMENTAÇÃO (VHS) 
1) OBJETIVO: Verificar a velocidade espontânea de sedimentação globular. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Westergreen. 
4) FUNDAMENTO 
Consiste na medida da velocidade de sedimentação espontânea dos eritrócitos, a qual está 
relacionada com a agregação destas células em grumos. 
5) PROCEDIMENTO 
a) Homogeneizar por inversão por 5 minutos o tubo de sangue total. 
b) Pipetar o sangue com a pipeta de Westergreen conectada a pêra de borrachaaté a marca zero 
(se for utilizar pipeta de vidro), caso utilize a pipeta descartável aspirar o sangue com auxílio do 
dispositivo da própria pipeta, limpar a externamente com absorvente e repousar no suporte. 
c) Aguardar 60 minutos e anotar o resultado em mm. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Suporte para pipeta de Westergreen reutilizável e B) Suporte para pipeta de Westergreen descartável. 
 
 
 
 
A B 
49 
 
 
6) VALOR DE REFERÊNCIA: até 20 mm. 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
Sabe-se que os eritrócitos possuem em sua superfície carga elétrica negativa, não 
permitindo que estas células formem grumos. A presença de macromoléculas protéicas neutraliza 
parte dessas cargas negativas, favorecendo a aproximação e sedimentação dos eritrócitos. 
Valores elevados de hemossedimentação podem estar associados a: 
 Aumento das alfa-2-globulinas (haptoglobina) encontrada nos processos inflamtórios 
agudos. 
 Aumento das gama-globulinas, geralmente devido à elevação de imunoglobulinas 
policlonais. 
 Aumento de fibrinogênio, devido a um estado inflamatório ou nos distúrbios da coagulação. 
A velocidade de hemossedimentação é um teste sensível, porém, pouco específico. Indica 
infecção aguda, crônica e necrose por tumores malignos, cirurgias e inflamações granulomatosas. 
É útil no controle de evolução das doenças. Assim, o retorno ao normal de uma 
hemossedimentação acelerada é sinal de processo inflamatório em regressão, como, por 
exemplo, na tuberculose e febre reumática. Valores normais são encontrados na ausência de 
lesões teciduais como nas patologias alérgicas, endócrinas, metabólicas e início de doenças 
infecciosas. 
Auxilia no diagnóstico diferencial de doenças como angina e infarto do miocárdio, úlcera 
péptica e carcinoma gástrico, artrite reumatóide e osteoartrite, coqueluche e outras infecções 
respiratórias. Nessas eventualidades estão aceleradas no infarto, carcinomas, artrite reumatóide e 
infecções respiratórias. Hemossedimentação normal, linfocitose e tosse sugerem coqueluche. Nas 
disproteinemias pode ocorrer aceleração na ausência de necrose ou inflamação. Os valores 
máximos que temos observado situam-se em torno de 150 mm. A formação de rouleaux na 
lâmina corada indica aumento de velocidade de hemossedimentação e estados infecciosos por 
aumento das globulinas séricas. As crioglobulinas ocorrem na pneumonia por micoplasma. 
8) FATORES TÉCNICOS QUE AFETAM A VHS 
 Fatores técnicos, como temperatura, tempo, tamanho do tubo, técnica de pipetagem, 
mistura da amostra e inclinação ou vibração do tubo durante a prova irá afetar a VHS e podem ser 
uma fonte de erro no teste. As precauções listadas abaixo devem ser seguidas para fazer o 
exame corretamente: 
a) O tubo de sedimentação deve ser mantido exatamente na vertical; mesmo poucos graus de 
inclinação podem afetar significativamente a VHS. 
b) O teste deve ser feito em uma bancada livre de vibrações. Vibrações como aquelas ocorridas 
durante uma centrifugação na bancada podem aumentar artificialmente a VHS. 
c) A temperatura do local de teste deve ser mantida constante (20 a 250C) enquanto o teste está 
sendo feito. Baixas temperaturas diminuem a velocidade de hemossedimentação. 
d) O teste do VHS deve ser feito em duas horas após a coleta. Todavia, sangue colhido com 
EDTA pode ser guardado em geladeira, a 4°C até seis horas. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Pêra de borracha. 
 Relógio. 
 Pipeta de Westergreen. 
 Suporte para pipeta de Westergreen. 
15 - CONTAGEM DE LEUCÓCITOS 
50 
 
 
1) OBJETIVO: Conhecer a quantidade de leucócitos por mm3 de sangue. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Manual e Automático. 
4) PROCEDIMENTO 
4.1) AUTOMÁTICO 
A leitura é totalmente realizada pelo analisador hematológico, bastando pressionar o botão 
existente no painel, para que o aparelho aspire o sangue total e faça as contagem dos leucócitos 
pela impedância. 
4.2) MANUAL 
a) Fazer a diluição de 20 vezes, pipetar 0,4 mL de líquido de Turk e adicionar 20 µL de sangue 
total homogeneizado por 5 minutos. 
b) Homogeneizar e preencher o retículo da câmara de Neubauer totalmente, sem deixar bolhas, 
aguardar 5 minutos. 
c) Contar os leucócitos exclusivamente nos quatro (4) retículos laterais. 
d) Cálculo do número de leucócitos por mm3: Fator Multiplicador: diluição/01xNº de retículos 
contados (4): 50. 
 EXEMPLO: número de leucócitos contados nos 4 retículos = 120. 
 Fator Multiplicador (50) X 120 = 6.000/mm3. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: Câmara de Neubauer improved. 
Utilizada para contagem de células em geral. 
Legenda: Enchimento da câmara. O excesso 
ou a falta de líquido prejudicam o resultado. 
Legenda: Distribuição das células sobre o 
retículo. Para os leucócitos a diferença permitida 
na contagem entre os quadrantes é 10 células. 
51 
 
 
 
Legenda: A) Reticulo da câmara de Neubauer e B) Quadrantes do retículo de leitura dos leucócitos. 
 
5) FUNDAMENTO DO MÉTODO MANUAL 
O líquido diluidor de Turk degrada os eritrócitos, conserva e cora os leucócitos. 
6) LÍQUIDO DILUIDOR DE TURK 
- Ácido Acético glacial.......................................................1 mL 
- Violeta de genciana a 1%...............................................1 mL 
- Água destilada................................qsp..........................100 mL 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Normal: 5.000 a 10.000/mm3. 
 Leucocitose: maior que 10.000/mm3. 
 Leucopenia: menor que de 5.000/mm3. 
8) CAUSAS DE ERROS 
 Diluição imperfeita. 
 Formação de pequenos coágulos. 
 Líquido diluidor contaminado. 
 Preenchimento errado e distribuição desigual da câmara de Neubauer. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Analisador hematológico. 
 Reagentes para o analisador hematológico. 
 Pipetas automáticas de 20 µL e 100 µL. 
 Líquido de Turk. 
 
16 - ESTUDO MORFOLÓGICO DOS GRANULÓCITOS 
a) MIELOBLASTO (Mb) 
O mieloblasto é a célula mãe de todo os elementos do setor granulocítico da 
medula óssea. É uma célula de tamanho médio, possuindo de 16 a 24 de 
diâmetro (em certas leucemias mieloblásticas, há células muito menores). É 
uma célula de contorno irregular, ora arredondada ora ovalada. O seu 
citoplasma é basófilo, às vezes, com uma área clara (aparelho reticular de 
A B 
52 
 
 
Golgi) ao redor do núcleo. Possui relação núcleo-citoplasma grande. O núcleo possui forma 
arredondada e central, porém às vezes pode se apresentar de forma irregular. A cromatina é 
delicada, apresentando-se como finos filamentos, perfeitamente delimitado, possuindo de 2 a 3 
nucléolos visíveis, geralmente de cor violeta e bem limitados na periferia por uma zona de 
cromatina condensada. 
 
b) PROMIELÓCITO OU PROMIELOBLASTO (Pm) 
Possui diâmetro em torno de 16 a 24, esta célula é maior que o mieloblasto, 
apresenta contorno irregular, arredondado ou ovalado. A relação núcleo-
citoplasma é menor que o da célula anterior (Mb). O citoplasma é menos basófilo 
em relação a célula anterior e contém granulações primárias grosseiras em maior 
ou menor quantidade. Granulações estas denominadas de imatura ou azurófila 
por ter a cor vermelho-violeta intensa, grande tamanho e por ser muito visível. O 
núcleo tem contorno arredondado ou irregular. A cromatina tem um padrão semelhante ao do 
mieloblasto, ou seja, delicada. Possui nucléolos, porém em menor número que o mieloblasto. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Mieloblasto; B) Promielócito; C) Mielócito Neutrófilo; D) Metamielócito Neutrófilo e E) Bastão Neutrófilo 
(SETA). 
 
c) MIELÓCITO NEUTRÓFILO (McN) 
Esta célula possui um diâmetro de 10 a 12. Nesta fase de mielócitoé preciso 
estabelecer diferenciações, pois na sua evolução, aparecem as seguintes 
mudanças: o tamanho da célula aumenta no início para em seguida diminui o seu 
tamanho. O citoplasma vai perdendo sucessivamente a basofilia para adquirir 
zonas progressivas de tonalidades acidófilas (cor rosa muito pálida). As 
granulações primitivas (azurófilas) se estendem por todo o citoplasma e vão sendo substituídas, 
nas zonas, onde o citoplasma perde sua basofilia, pelas granulações específicas, pequenas de 
cor salmão, própria do granulócito neutrófilo adulto. No citoplasma existe sempre mistura da 
basofilia de parte neutrófila e coisa semelhante ocorre com as granulações que sempre existe de 
dois tipos: azurófila e neutrófilas. O núcleo tem forma arredondada, cromatina mais densa que o 
promielócito, sem nucléolos visíveis. 
 
 
 
B 
A 
B 
B 
 
 
B 
B 
E 
E 
D 
C 
53 
 
 
c) METAMIELÓCITO NEUTRÓFILO (MmN) 
Célula com diâmetro em torno de 11 a 12. O citoplasma é completamente adulto, 
(rosado com granulações finas neutrófilas, a basofilia do citoplasma e as 
granulações azurófilas vão ficando escassas. O núcleo tem forma arredondada, 
mas é mais comum à forma reniforme e sem nucleólos, a cromatina é densa. 
 
 
d) NEUTRÓFILO BASTÃO/BASTONETES (NeutBst) 
O tamanho, forma da célula, características do citoplasma e estrutura da 
cromatina é a mesma dos neutrófilos segmentados10 a 12, dos quais se 
distingue por não ter o núcleo segmentado mais sim de forma alargada sem 
segmentos, ainda pode haver porções nucleares que são mais delgadas que 
outras, porém, nunca completamente estrangulada. 
 
e) NEUTRÓFILO SEGMENTADO (NeutSeg) 
São os elementos mais numerosos do sangue periférico. Possui diâmetro em torno 
de 10 a 12, contorno arredondado, citoplasma de cor rosa muito pálido e com 
granulações de cor salmão, muito pequenas e finas, uniformemente distribuída por 
todo o citoplasma. O núcleo possui duas ou mais lobulações unidas entre si por 
estrangulamento completo ou mais frequentemente separadas uma das outras e 
unidas somente por um fino fio e curto de cromatina, este núcleo apresenta uma cromatina densa 
e adulta. São conhecidos por polimorfonucleares. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Promielócito; B) Mielócito Neutrófilo; C) Metamielócito Neutrófilo; D) Bastão Neutrófilo; E) Segmentado 
Neutrófilo; F) Linfócito e G) Basófilo (SETA). 
 
f) MIELÓCITO EOSINÓFILO (McEos) 
Célula com dimensão em torno de 10 a 12 de diâmetro. A maturação desta 
série celular é semelhante ao da série neutrófila, porém a evolução das 
granulações mostra uma fase intermediária, com mescla das granulações 
azurófilas e eosinófilas, dando ao citoplasma uma tonalidade mais escura 
quando comparado com o do neutrófilo. Podem distinguir-se diversos estágios 
 
C 
A 
B 
C 
E 
E 
E 
D 
C 
 
 
 
C 
F 
E B 
E G 
54 
 
 
de maturação a semelhança dos mielócitos neutrófilos se bem que não tem tanta importância, 
formas imaturas, semi-imaturas com as características citoplasmática e nucleares semelhante a 
série neutrofílica. Em resumo o mielócito eosinófilo tem um citoplasma com uma porção mais ou 
menos extensa de basofilia, granulações mista de dois tipos: eosinófilas e azurófilas. O núcleo 
não apresenta nucléolos visíveis. A medula óssea contém 1,5 a 2,6%. 
g) METAMIELÓCITO EOSINÓFILO (Mm Eos) 
Seu diâmetro está em torno de 10 a 12. O citoplasma é repleto de granulações 
eosinófilas. O núcleo é reniforme, não possui nucléolos sua cromatina é bastante 
condensada. 
 
 
 
h) EOSINÓFILO BASTÃO (EosBast) 
O tamanho, forma da célula, características do citoplasma e estrutura da 
cromatina é a mesma dos eosinófilos segmentados dos quais se distingue por 
não ter o núcleo segmentado mais sim de forma alargada sem segmentos, 
ainda pode haver porções nucleares que são mais delgadas que outras, porém, 
nunca completamente estrangulada. 
 
i) EOSINÓFILO SEGMENTADO (EosSeg) 
Esta célula possui diâmetro igual ou um pouco maior que o eosinófilo bastão é 
arredondada. O citoplasma é claro cheio, com granulações grosseiras e 
medianas, de cor alaranjada, estas granulações enchem completamente todo o 
citoplasma se bem que algumas vezes podem ficar espaços pequenos 
privados de granulações. O núcleo está em parte borrado pelas granulações é 
pouco segmentado, com dois segmentos ou raras vezes três. 
j) MIELÓCITO BASÓFILO (McBas) 
Seu tamanho varia de 10 a 12 de diâmetro, sendo difícil distingui-la por 
confundir-se facilmente a granulações azurófilas imaturas com as basófilias, 
possuindo características semelhantes às formas de maturação dos neutrófilos. 
Esta célula existe em pequena quantidade na medula óssea (0,0 a 0,4%). 
 
k) METAMIELÓCITO BASÓFILO (Mm Bas) 
Diâmetro variando em torno de 10 a 12 . Citoplasma está cheio de granulações 
basófilas. Apresenta núcleo pouco visível. Esta célula é quase indistinguível da 
célula madura. 
 
i) BASÓFILO BASTÃO (BasBst) 
O tamanho, forma da célula, características do citoplasma e estrutura da cromatina 
é a mesma dos basófilos segmentados dos quais se distingue por não ter o núcleo 
segmentado mais sim de forma alargada sem segmentos, ainda pode haver 
porções nucleares que são mais delgadas que outras, porém, nunca 
 
 
 
 
 
 
55 
 
 
completamente estrangulada. 
m) BASÓFILO SEGMENTADO (BasSeg) 
São leucócitos raros no sangue periférico, de tamanho pequeno de 10 a 12, 
forma arredondada. Citoplasma de fundo pouco visível pálido azulado, as 
granulações são muito características de cor violeta muito escuro e grande, 
de tamanho algo irregular e que se dispõe por todo o citoplasma e inclusive 
em sobre o núcleo, cujas características ficam borradas. O número de 
granulações existente é muito variável, algumas células apresentam número 
bastante limitado e em outras células estão repletas, sendo que neste caso a célula aparece 
como uma mancha obscura. O núcleo é pouco visível e mais claro em relação a granulações, é 
segmentado com dois segmentos, que costumam ser de tamanho semelhante, e forma 
arredondada. 
GRANULÓCITOS NORMAIS DA MEDULA ÓSSEA E SANGUE PERIFÈRICO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Promielócito; B) Mielócito Eosinófilo; C) Metamielócito Neutrófilo; D) Bastão Neutrófilo; E) Neutrófilo 
Segmentado e F) Linfócito (SETA). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Basófilo Segmentado; B) Neutrófilos Segmentados e C) Mieloblasto (SETA). 
7 
 
 
A 
A 
E 
A 
B 
C 
C 
D 
E 
 
A 
B 
C 
B 
F 
56 
 
 
17 - ESTUDO MORFOLÓGICO DOS AGRANULÓCITOS 
a) MONOBLASTO 
Apresenta diâmetro entre 16 a 20, citoplasma é basófilo podendo apresentar 
algumas granulações azurófilas, com relação núcleo-citoplasma. Possui núcleo 
geralmente arredondado, podendo apresentar chanfradura, a cromatina é 
delicada com 2 a 5 nucléolos. Encontra-se apenas nas extensões de medula 
óssea. 
 
b) PROMONÓCITO 
Célula com diâmetro de 18 a 20, seu contorno não é regular, já apresentando 
projeções delicadas. Citoplasma é formado por uma banda fina basófila, pode 
conter alguns grânulos azurófilos. O núcleo possui certo achatamento lateral ou 
de forma ligeiramente reniforme, com cromatina muito frouxa, possuem de 1 a 3 
nucléolos. 
 
c) MONÓCITO 
É a maior célula do sangue periférico, medindo de 16 a 20 de diâmetro. A 
morfologia desta célula é bastante variável sendo esta uma das 
características da mesma. Citoplasma abundante, claro cinza azulado, istoé, 
ligeiramente basófilo, podendo ser hialino, porém frequentemente apresenta 
grânulos pequenos de cor vermelha em quantidade variável, e distribuída 
irregularmente pelo citoplasma. Podendo ser visualizando pequenos vacúolos. O núcleo é muito 
característico. Seu contorno é irregular, formando arcos, reentrâncias, trevos, mapa, porém, 
frequentemente, se apresenta em forma de rim. Polimorfismo nuclear é uma característica desta 
célula poucas vezes é irregular, isto é, formam dois lóbulos, mal delimitado um do outro, porém 
nunca formam verdadeiros segmentos de núcleo. 
CÉLULAS MONOCITÁRIAS NORMAIS DA MEDULA ÓSSEA E SANGUE 
PERIFÈRICO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Monoblasto; B) Promonócito e C) Monócito. 
 
 
 
 
 
A 
A 
B 
C 
57 
 
 
d) LINFOBLASTO 
É a forma mais jovem desta série. Apresenta tamanho de 15 a 20, este elemento 
do ponto de vista citológico, é muito parecido ao mieloblasto. A relação núcleo-
citoplasma é grande. O citoplasma é basófilo hialino, e nunca contém grânulos, a 
cor do citoplasma possui um azul mais intenso que o do mieloblasto. O núcleo é 
arredondado ou ligeiramente ovalado, apresenta 2 a 5 nucléolos bem diferenciado, 
a cromatina é frouxa. Esta célula é difícil diferenciação quando comparada ao mieloblasto e pró-
eritroblasto. 
 
e) PROLINFÓCITO 
Célula com diâmetro de 10 a 15, assim como o linfoblasto é uma célula difícil de 
diferenciar de outros elementos jovens, o prolinfócito já é um tipo celular muito 
preciso. Seu citoplasma é mais abundante do que o linfoblasto intensamente 
basófilo, é raro conter granulações vermelho brilhante, que em todo caso não se cora pela 
coloração das oxidases e peroxidases. O núcleo apresenta cromatina bastante transparente, 
porém não tão frouxo quanto á do linfoblasto, mas também não tão condensada quanto o do 
linfócito maduro. Podem ser reconhecidos ainda nucléolos, às vezes mal delimitado e pouco 
frequente. Esta célula perde o citoplasma com muita facilidade, por isso aparece com núcleos 
livres destituídos de seu citoplasma. Esta célula também tende a adquirir formas diferentes, 
especialmente nos casos de resposta linfocitária a agentes infecciosos virais. Nesses casos, 
aparecem linfócitos atípicos, isto é, células linfóides grandes, devido ao aumento do volume 
citoplasmático. Outras vezes há células com citoplasma muito basófilo e com microvacuolizações. 
São denominadas às vezes, de linfócitos plasmocitóides ou células linfoplasmocitária. 
f) GRANDE LINFÓCITO 
Célula com diâmetro de 7 a 10 possui citoplasma basófilo (azul claro), geralmente 
com granulações azurófilas. O núcleo é arredondado central ou ligeiramente 
excêntrico. 
g) PEQUENO LINFÓCITO 
 O citoplasma geralmente não é visualizado. O núcleo apresenta cromatina densa e 
 ocupa quase toda a célula. 
 
 
h) PLASMÓCITO OU CÉLULA PLASMÁTICA 
Célula com diâmetro de 12 a 20,contorno arredondado ou irregular. Citoplasma 
intensamente basófilo, sem granulações, porém geralmente com vacúolos cujo 
número é muito variado, desde 1 apenas ou até 30 a 40, conferindo um aspecto 
esponjoso ao mesmo. Núcleo excêntrico, o tamanho assemelha-se ao de um 
linfócito, seu contorno arredondado e sua cromatina forma grumos distribuídos como se fossem 
raios de roda. 
 
 
 
58 
 
 
CÉLULAS LINFOCITÁRIAS NORMAIS DA MEDULA ÓSSEA E SANGUE 
PERIFÈRICO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Linfoblasto e B) LInfócito (SETA). 
 
18 - ESTUDO MORFOLÓGICO DA SÉRIE TROMBOCÍTICA 
a) MEGACARIOBLASTO 
É uma célula grande com 15 a 50μ de diâmetro, o contorno desta célula é algo 
irregular formando frequentemente pequenas protuberâncias. Seu citoplasma é 
basófilo e sem granulações. O núcleo é redondo, porém com tendência ao 
polimorfismo (reniforme), apresenta cromatina frouxa, apresentando um ou dois 
nucléolos visíveis. 
b) PROMEGACARIÓCITO 
Seu diâmetro está em torno de 30 a 70. Possui contorno irregular. O 
citoplasma é policromatófilo, com poucas ou sem granulações. Núcleo é muito 
grande ocupando a metade do citoplasma, forma variável. 
 
 
c) MEGACARIÓCITO BASÓFILO 
Apresenta diâmetro em torno de 20 a 80.O citoplasma é mais abundante 
do que o do magacarioblasto. O núcleo é multilobulado mais não 
segmentado, mostrando formas bizarras que frequentemente se superpõe 
sendo muitas vezes difícil determinar sua forma exata. 
 
 
 
 
A 
A 
A 
A 
A 
B B 
A 
A 
A 
59 
 
 
d) MEGACARIÓCITO ACIDÓFILO 
Costuma ser a maior célula da medula óssea, embora o seu diâmetro esta 
em torno de 30 a 100. O citoplasma é muito abundante, sem limites 
nítidos, podendo ter ou não plaquetas nas bordas. Outras vezes a célula 
toda é menor, e o citoplasma tem limites nítidos, podendo ter ou não 
plaquetas agrupadas. Possui núcleo grande, multilobulado, com cromatina 
mais ou menos grosseira e disposta em malha espessa. 
e) PLAQUETAS 
São células pequenas, na verdade incompletas, pois são escassas de 
material nuclear. Apresentam de 3 a 4 de tamanho (no maior diâmetro) e 
cerca de 1 de espessura. Têm, portanto, uma forma particular e bastante 
variável. Quando examinadas ao microscópio óptico, e utilizando corantes 
panópticos, têm aspecto pouco preciso. Observa-se uma coloração de fundo, praticamente 
homogênea (hialômero), sobre a qual se reconhecem pequenas granulações (granulômeros). 
 
CÉLULAS PLAQUETÁRIAS NORMAIS DA MEDULA ÓSSEA E SANGUE 
PERIFÈRICO 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Megacarioblasto; B) Promegacariócito; C) Megacariócito e D) Plaquetas ou Trombócitos. 
 
19 - INTERPRETAÇÃO DO HEMOGRAMA 
19.1) ERITROGRAMA 
a) ANEMIA: significa contração da massa eritrocitária e policitemia a expansão desta. 
b) CONTAGEM DE ERITRÓCITOS: ao analisar os valores lembrar que o CV é de 5% (isto é, em 
contagem de 5 milhões, 95% dos casos estarão entre 4,5 e 5,5). Eritrocitose significa aumento 
da contagem de eritrócitos. 
c) HEMOGLOBINA: os valores exatos dependem da sensibilidade dos hemoglobinômetros. 
d) HEMATÓCRITO (Ht): o microhematócrito retém plasma (1 a 4%), o que interfere nos índices; 
nos contadores é calculado pelo número X volume, sendo sempre 1 ou 2 pontos abaixo da 
medida por centrifugação. Excesso de EDTA desidrata os eritrócitos, o que reduz o Ht (assim 
como a má limpeza das cubetas). 
A B D C 
60 
 
 
Normalmente há correlação entre a massa de eritrócitos da amostra e a total. O aumento 
do volume plasmático (pseudo anemia) pode ser encontrado na gravidez, insuficiência renal, 
baço grande, uso excessivo de líquidos endovenosos. A diminuição do volume plasmático 
(pseudo eritrocitose) no uso de diuréticos, na desidratação, na obesidade, no estresse e em 
queimaduras. Diminuição harmônica da volemia ocorre em hemorragia no início e prematuridade. 
Aumento harmônico da volemia ocorre na transfusão de sangue total. 
e) ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS 
- VCM (Volume Corpuscular Médio): 80 a 100 fL. 
 Determinação direta nos contadores caracteriza tipo de anemia (macrocítica>100 fL, 
microcítica <80 fL e normocítica 80 a 100 fL). 
 b) A determinação usual (HtX10/Eritrócitos) não têm valor: microhematócrito e contagem 
de eritrócitos têm erro elevado. 
- HCM (Hemoglobina Corpuscular Média): 26 a 32 pg (picogramas). Determinação usual: 
(HbX10/Eritrócitos). Na determinação eletrônica equivale ao VCM, na usual valem as restrições 
anteriores. HCM elevado encontrado em casos de macrocitose e reduzido em casos de 
hipocromia. 
- CHCM (Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média, em peso/volume - pg/fL ou %): 
Determinação usual: HbX100/Ht,32 a 36%. Valores acima de 36% não podem ocorrer, exceto 
na esferocitose, por perda de porções de membrana e desidratação do eritrócito. Rejeitar valor 
elevado do CHCM, causado por erro do Ht para menos e da Hb para mais. Com a tecnologia 
usual é o melhor índice de hipocromia, pois não depende da contagem de eritrócitos. 
f) MORFOLOGIA ERITROCITÁRIA 
Examinar as lâminas com os valores dos índices, idade, sexo e dados clínicos. 
1) MACROCITOSE: facilmente notada se o VCM > 110; alcoolismo é causa comum; atenção 
especial na gravidez e idosos; procurar por hipersegmentação de neutrófilos (déficit de ácido 
fólico ou vitamina B12). É causada por hiperregeneração da medula, ou síntese alterada do 
DNA. 
2) MICROCITOSE E HIPOCROMIA: deficiência na síntese de hemoglobina (deficiência de ferro, 
Talassemias). A hipocromia poderá ser mais aparente do que real. 
 
3) ANISOCITOSE: presença de macro e microcitose ao mesmo tempo, sem predominância; seu 
significado é incerto, porém em alguns casos caracteriza eritropoese responsiva. 
 
4) POPULAÇÃO DUPLA: presença concomitante de eritrócitos normais e anormais, por ex: 
anemias hipocrômicas tratadas por transfusão, ou nas primeiras semanas de tratamento com 
ferro. 
 
5) POLICROMASIA E RETICULOCITOSE: eritrócitos jovens com DNA citoplasmático coram-se 
azulados na coloração usual (eritrócitos policromáticos); os ribossomos serão visíveis em 
coloração supravital (reticulócitos). Permanecem 36 a 48 horas na circulação, e depois 
amadurecem (cerca de 1% ao dia para vida média eritrocitária de 120 dias). Reticulocitose 
significa aumento da eritropoiese, como resposta normal à anemia e hipoxemia; começa no 4º 
dia, máximo aos 8 - 15 dias e depois diminui. São necessárias duas correções (índice 
61 
 
 
reticulócito) para compensar a eritrocitopenia e a liberação precoce da medula óssea, 
estimulada pela eritropoetina. 
 
6) PECILOCITOSE: alterações da forma. Em caso de anemia grave, o excesso de plasma causa 
deformações ao se fazer o esfregaço; refazê-lo reajustando o Ht em 40 - 50% por retirada do 
plasma sobrenadante em tubo centrifugado, após as dosagens hematimétricas: 
 ESFERÓCITOS: defeito de membrana por alteração genética da espectrina (esferocitose 
hereditária) ou agressão por anticorpos (anemia hemolítica imune, após transfusões). 
 ELIPTÓCITOS OU OVALÓCITOS: defeito hereditário da membrana (eliptocitose 
hereditária), ou adquirido (anemias hipocrônicas, megaloblásticas e síndromes 
mieloproliferativas). 
 ESTOMACITOSE: geralmente artefato; raramente tem significado clínico (uso de 
asparaginase, doenças hepáticas, recém-nascido, hereditária, etc). 
 DREPANÓCITOS: geralmente homozigoto da Hb S; confirmar pelo teste de falcização e 
eletroforese de hemoglobina. Sua contagem carece de valor clínico. 
 EQUINÓCITOS: são eritrócitos crenados, artefato produzido por substâncias alcalinas nas 
lâminas, afetando principalmente eritrócitos de RN; raramente são diagnósticos na uremia, 
nas hepatopatias, uso de heparina venosa e no hipotiroidismo (ovalo-equinócitos). 
 ACANTÓCITOS: a beta lipoproteinemia, deficiência de tocoferol no RN, hepatopatias e 
esplenectomizados. 
 CONDÔCITOS: eritrócitos delgados e hipocrômicos, podem adquirir forma de sino 
(eritrócitos em alvo) - ("target-cells"). Presentes na hemoglobinopatia “C”, Talassemias e 
icterícias obstrutivas. 
 DACRIÓCITOS: forma de lágrimas; são produzidos no baço na mielofibrose e anemias 
megaloblásticas. 
 ERITRÓCITOS FRAGMENTADOS (ESQUIZÓCITOS): lesão por colisão em áreas de fluxo 
violento (válvulas cardíacas, próteses arteriais), fibrina intravascular (CIVD), lesão térmica 
(queimaduras) ou química (drogas oxidantes). Queratócitos são células "mordidas, ou 
em forma de capacete, de meia-lua, triangulares ou de esférulas; presentes nas anemias 
hemolíticas por hemoglobina instável, defeito enzimático, remédios (sulfas, 
acetominofen). 
 ERITROBLASTOS: eritrócitos nucleados aparecem nas grandes regenerações eritróides 
(acompanha policromasia), na metaplasia mielóide do fígado e baço, na invasão da 
medula óssea (junto com células jovens granulocíticas, chama-se reação 
leucoeritroblástica). São contados como leucócitos qualquer que seja o método usado, e 
acima de 5% convêm descontá-los da leucometria pela fórmula: Leucometria Real: 
leucometria obtida X o número de eritroblastos contados em 100 leucócitos = 
Número de eritroblastos em mm3. Ex: Leucometria obtida: 14.000X15/100 = 2.100 
eritroblastos/mm3. Leucometria Real: 14.000 – 2.100 = 11.900/mm3. 
 INCLUSÕES: coloração supravital (azul de cresil brilhante) identifica os CORPOS DE 
HEINZ (Hb desnaturada nas hemoglobinopatias e defeitos enzimáticos) e CORPOS 
DE HEMOGLOBINA H na Alfa Talassemia. Na coloração usual poderemos encontrar os 
CORPOS DE HOWELL-JOLLY (cromossomas aberrantes de mitoses anormais em 
62 
 
 
esplenectomizados ou asplenia); PONTILHADO BASÓFILO, RNA ribossômico 
encontrado nas Talassemias, nos defeitos enzimáticos e intoxicação pelo chumbo 
(desaparece em sangue anticoagulado com EDTA); ANÉIS DE CABOT, restos de fuso 
mitóticos raramente vistos nas anemias megaloblásticas e mielodisplasias. 
19.2) LEUCOGRAMA 
LEUCOCITOSE: elevação do número total de leucócitos acima de 10.000/mm³. Pode ser devida 
ao aumento de uma, duas, até três tipos de células, sendo os mais importantes neutrófilos, 
linfócitos e eosinófilos. 
LEUCOPENIA: Redução do número total de leucócitos abaixo de 5.000/mm³, o que se deve, na 
maioria das vezes, à baixa dos neutrófilos. 
FÓRMULA LEUCOCITÁRIA: contar de preferência 200 ou mais células, condição obrigatória se 
houver leucocitose ou número excessivo de um tipo celular de baixa porcentagem (basofilia, 
plasmocitose). Contando 100 ou menos células, o Valor Relativo (%) é mais elevado. Somente 
grandes variações numéricas do leucograma são consideradas fidedignas. Leucocitose ou 
leucopenia reacionais fazem-se as expensas de um determinado tipo celular. A fórmula relativa 
normal (2/3 neutrófilos, 1/3 linfócitos, demais células em pequeno número) é muito parecida 
em todos os adultos. Na infância, até 6 - 8 anos, há predominância de linfócitos, depois 
equivalência até a puberdade. Nos 2 primeiros anos de vida as contagens de leucócitos e 
linfócitos são extremamente variáveis. 
 DESVIO À ESQUERDA: caracteriza-se quando na contagem diferencial dos leucócitos 
observar um número maior que 5% de bastões neutrófilos e no aparecimento de elementos 
situados à esquerda dos bastões neutrófilos (metamielócitos e mielócitos). O desvio será 
mais intenso quanto maior o número desses elementos imaturos no sangue periférico. 
Aparece principalmente nos processos infecciosos agudos, geralmente indica início do 
processo infeccioso. Nas infecções subagudas, crônicas ou reativadas não há desvio, e 
observa-se aumento dos neutrófilos multisegmentados apenas. Além de indicar cronicidade, 
pode definir prognóstico, uma vez que a redução do desvio indica evolução favorável do 
processo infeccioso. 
 AGRAVAMENTO DE LEUCOCITOSE E DE DESVIO JÁ PRESENTES: agravamento de 
infecção aguda ou complicação. 
 AGRAVAMENTO DE LEUCOCITOSE E APARECIMENTO DE DESVIO: complicação de 
caráter agudo sobre uma infecção de caráter relativamente benigno. 
 AGRAVAMENTO DE LEUCOCITOSE SEM OCORRÊNCIA DE DESVIO: processo em 
progressão, porém sem nova entidade nosológica. 
 LEUCOPENIA SEGUIDA DE LEUCOCITOSE: complicação de uma infecção 
leucopenizante. 
 NÚMERO NORMAL DE NEUTRÓFILOS COM DESVIO À ESQUERDA: a medula está 
sendo ativamente solicitada. A ausência de neutrofilia pode indicar processo extremamente 
63 
 
 
grave, com destruição neutrofílica em massa ou infecção agudaque normalmente cursa 
com neutropenia (ex: febre tifóide). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: DESVIO À ESQUERDA: A) 2 Neutrófilos Segmentados e um Neutrófilo Bastão e B) Neutrófilo Metamielócito. 
 DESVIO À DIREITA: caracteriza quando aparece no sangue periférico, em número 
significativo, neutrófilos com hipersegmentação nuclear (mais de 5 lóbulos). Esta 
hipersegmentação nuclear pode ser secundária à deficiência de vitamina B12 e/ou ácido 
fólico. Nestas circunstâncias os neutrófilos se apresentam, também, aumentados em tamanho 
(anisocitose neutrofílica). Esta situação é frequente na anemia megaloblástica. Em raras 
situações a hipersegmentação neutrofílica é de natureza constitucional. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: DESVIO À DIREITA: A) Neutrófilo com hipersegmentação (10 segmentos); B) Neutrófilo com 
hipersegmentação (6 segmentos) e C) Neutrófilos sem hipersegmentação (2 a 5 segmentos) (SETA). 
 
A B 
 
A 
B 
C 
C 
64 
 
 
VALORES DE REFERÊNCIA PARA LEUCÓCITOS 
 
Tipo de Leucócitos Relativo (%) Absoluto (mm3) 
Neutrófilos Bastões Até 5 50 a 500 
Neutrófilos Segmentados 55 a 65 2.750 a 6.500 
Eosinófilos 2 a 4 50 a 400 
Basófilos 0 a 1 0 a 50 
Linfócitos 20 a 30 1.000 a 3.000 
Monócitos 4 a 8 200 a 800 
 
 ALTERAÇÕES QUALITATIVAS NOS LEUCÓCITOS 
 CORPÚSCULOS DE INCLUSÃO DE DÖHLE: liquefação de retículo endoplasmático; sinal 
de infecção grave ou sistêmica (pneumonia, erisipela, etc). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Corpúsculos de Inclusão de Döhle. 
 
 VACÚOLOS CITOPLASMÁTICOS E NUCLEARES: caracteriza pela presença de 
pequenas vesículas, de cor branca, no citoplasma e, menos frequentemente, no núcleo dos 
leucócitos. Estas ocorrem pela perda de estabilidade da membrana lisossomal, consequente 
 
A 
 
A 
65 
 
 
à morte celular e liberação do seu conteúdo (proteases). Desta forma, se inicia um processo 
fermentativo pela presença de proteases livres no citoplasma em contato com material 
citoplasmático, ocorrendo então liberação de gás, com consequente aparecimento de 
vacúolos nas células (bolhas de putrefação). A presença de neutrófilos vacuolizados se 
correlaciona de forma mais específica com processos infecciosos do que outros indicadores 
de infecção como granulações tóxicas, leucocitoses, desvio para a esquerda, principalmente 
nos quadros septicêmicos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Vacuolização citoplasmática em neutrófilos segmentados de paciente com septicemia. 
 
 
 
 
 GRANULAÇÕES TÓXICAS: são granulações presentes nos neutrófilos sendo maiores em 
tamanho e mais basófilas que as granulações normais. Correspondem à persistência, em células 
maduras, de granulações azurófilas ou grânulos primários em quantidade maior do que o esperado. 
O aparecimento de neutrófilos com granulações tóxicas, embora frequente em processos 
infecciosos não é específico, podendo ocorrer em outras situações em que ocorrem destruição 
tecidual, processos inflamatórios e em situações como na gestação normal, mesmo na ausência de 
infecção. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Granulações tóxicas em neutrófios e B) Vacuolização citoplasmática em neutrófilo. 
 
A 
A 
 
A 
A B 
A 
A 
66 
 
 
 ALTERAÇÕES TOXICODEGENERATIVAS: são degenerações ou lise da membrana 
citoplasmática e ou nuclear, às vezes associadas à vacuolização, levando a morte celular. 
Observada em processo infeccioso agudo grave e septicemia. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Alterações toxicodegenerativas em neutrófilos e B) Vacuolização citoplasmática em neutrófilos. 
 
 GRANULAÇÕES GROSSEIRAS: são granulações as vezes escuras observadas nos 
neutrófilos que podem estar associadas a vacuolização citoplasmática e ou nuclear. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Granulações grosseiras em neutrófilos. 
 
 
A 
B 
B 
A 
 
A 
A 
A 
A 
A 
A 
67 
 
 
 INCLUSÕES INTRACELULARES: bactérias, etc. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Legenda: A) Inclusão bacteriana em neutrófios (fagocitose). 
 
 
 ANOMALIAS LEUCOCITÁRIAS 
 ANOMALIA DE CHÉDIAK-HIGASHI: é uma anomalia de caráter autossômico recessivo e 
se caracteriza citologicamente pela presença de grânulos grandes e grosseiros, observados no 
citoplasma dos neutrófilos e de outras células sanguíneas como eosinófilos, monócitos, linfócitos e 
de outras linhagens celulares como melanócitos e células dos túbulos renais. Estas granulações 
se mostram incapazes de se fundir com o vacúolo fagocítico (fagossomo), impedindo a 
formação do fagolisossomo e a consequente proteólise intracelular. Do ponto de vista 
laboratorial, pacientes portadores desta anomalia, apresentam associadamente anemia, 
neutropenia e trombocitopenia. O diagnóstico é normalmente feito ainda na infância, 
quando infecções piogênicas recorrentes são frequentes. Esta grave anomalia está 
associada a albinismo parcial e hepatoesplenomegalia. O óbito frequentemente é 
decorrente de hemorragia ou infecção, ainda na infância. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Anomalia de CHÉDIAK-HIGASHI (SETA). 
 
A 
 
A 
A 
68 
 
 
 
 ANOMALIAS NUCLEARES: a anomalia de Pelger-Hüet causa confusão com desvio à 
esquerda. Aparece1 caso a cada 3.000/5.000 pessoas, é autosônico dominante. Emitir laudo 
esclarecedor. É um anomalia de caráter autossômico dominante, caracterizando-se por 
uma deficiente segmentação nuclear. Frequentemente observam-se nos indivíduos 
heterozigotos, neutrófilos bilobulados com um nítido filamento de cromatina, formas 
bilobuladas sem filamento de cromatina, formas em bastão e formas de núcleo ovalado. 
Dificilmente neutrófilos com mais de dois lóbulos são encontrados. Na forma homozigota, 
predominam as formas de núcleo ovaladas. A cromatina se mostra bastante condensada e 
a relação núcleo-citoplasmática é baixa. São células funcionalmente normais e, portanto, a 
anomalia parece não ter significado clínico, sendo de caráter benigno. A definição de que 
se trata de uma anomalia de Pelger-Huët é importante, para não ser confundida com 
situações de desvio à esquerda. Na anomalia de Pelger as células apresentam dificuldade 
de segmentação nuclear, porém, não são imaturas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: Anomalia de PELGER-HÜET. A) 4 Neutrófilos Bastões e B) 1 Neutrófilo Bastão (SETA). 
 
 ANOMALIA DE MAY-HEGGLIN: observa-se a presença de corpúsculos de inclusão de 
Döhle, associado à plaquetopenia e macroplaquetas. A anomalia tem um caráter dominante, 
não apresentando alterações clínicas de natureza neutrofílica mas, em alguns casos, cursa 
com manifestações hemorrágicas por disfunção plaquetária. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
B A 
B 
A 
A 
A 
Legenda: Anomalia de MAY-HEGGLIN. A) 
Macrotrombócitos e B) Inclusão de Döhle. 
 
69 
 
 
 ANOMALIAS CITOPLASMÁTICAS: Alder presente no Gargolismo-raríssima. Linfócitos 
ativados, atípicos ou virócitos: células grandes, de cromatina frouxa e citoplasma amplo e 
basófilo; podem ser encontrados em pessoas normais principalmente em crianças em 
pequeno número, assim como alguns plasmócitos provenientes de estimulação de linfócitos 
“B”. Em grande número sugere minfecção por vírus e Mononucleose Infecciosa por exemplo. 
 ANOMALIA DE ALDER-REILLY: caracteriza por uma deficiêncianas granulações 
lisossomais que se apresentam com aspecto muito finas e abundantes ou grosseiras 
(granulações secundárias). Ocorrem principalmente nos quadros de 
mucopolissacaridoses como a síndrome de Hunter e a síndrome de Sanfilippo ou nas 
doenças de Tay-Sachs e de Batten-Spielmeyer-Voght. Aparentemente não há 
alteração funcional dos leucócitos, entretanto, quadros clínicos apresentando lesões 
oculares, neurológicas, cardíacas e ósseas podem ocorrer. 
 
 NEUTROFILIA: neutrófilos > 6.000/mm³. Causas Patológicas. 
 INFECÇÕES PIOGÊNICAS: septicemia, escarlatina, abcessos, empiemas, apendicites, 
artrite supurada, osteomielite aguda, otite média aguda, meningite. Atingem graus máximos 
nas coleções purulentassobtensões. 
 INFECÇÕES VIRÓTICAS: algumas, especialmente as neurotrópicas como encefalite, 
poliomielite, raiva. 
 COMPLICAÇÕES SUPURADAS DE INFECÇÕES LEUCOPENIZANTES: otite ou 
pneumonia no sarampo, perfuração intestinal, peritonite na febre tifóide, etc. 
 DESTRUIÇÃO DE TECIDO: infarto do miocárdio e pulmonar, queimaduras extensas, 
reabsorção do sangue extravasado, perda de sangue ou hemólise extravascular. 
 PERÍODO PÓS-OPERATÓRIO, CHOQUE: Neoplasias (necrose do tecido neoplásico, 
inflamação perifocal, leucemia mielóide, metaplasia mielóide, policitemia vera). 
 INTOXICAÇÕES ENDÓGENAS OU EXÓGENAS: uremia, acidose, eclampsia, etc. 
 LEUCOCITOSES TRANSITÓRIAS: estresse, liberação de adrenalina, glicocorticóides, 
exercícios físicos, etc. 
 NEUTROPENIA: redução dos neutrófilos abaixo de 2.500/mm³. 
1) DIMINUIÇÃO DA PRODUÇÃO 
 DROGAS: agentes alquilantes (mostarda nitrogenada, busulfan, clorambucil, 
ciclofosfamida); antimetabólitos (metotrexato, 6-mercaptopurina, 5-flucitosina), 
antibióticos (cloranfenicol, penicilinas, sulfonamidas), fenotiazinas, tranquilizantes, 
anticonvulsivantes (carbamazepina, oxicarbazepina), antipsicóticos (clozapina), 
diuréticos, AINEs, anti-tireotóxicos, etc. 
 INIBIÇÃO DA MEDULA ÓSSEA: esplenomegalias esclerocongestivas (síndrome de 
Banti), doenças de armazenamento (Gaucher, Niemann-Pick, etc), cirrose hepática, 
síndrome de Felty. 
 PARADA CARENCIAL NA MATURAÇÃO DOS GRANULÓCITOS: anemia perniciosa, 
carência de vitamina “A”, anemia ferropriva crônica. 
 LESÕES QUÍMICAS OU FÍSICAS DA MEDULA ÓSSEA: intoxicações químicas, 
irradiação pelos raios X, uremia, etc. 
 DOENÇAS DA MEDULA ÓSSEA: mielose aplástica, mielose hipoplásica, esgotamento da 
medula (infecções protraídas, hemorragias prolongadas), invasão da medula óssea ou 
substituição por tecidos estranhos (mielofibrose, mielopetrose, tesaurismoses, 
reticuloendotelioses, leucemias, etc). 
70 
 
 
 INFECÇÕES: tuberculoses, febre tifóide, brucelose, tularemia, sarampo, mononucleose 
infecciosa, malária, hepatites virais, leishmaniose, AIDS. 
2) AUMENTO DA DESTRUIÇÃO 
 INFECÇÕES GRAVES OU PROTRAÍDAS. 
 ANTICORPOS ANTINEUTRÓFILOS OU RETENÇÃO PULMONAR E ESPLÊNICA. 
 DOENÇAS AUTO-IMUNES: Síndrome de Felty, artrite reumatóide, lúpus eritematoso 
sistêmico. 
 IATROGENIA: aminopirina, alfa-metildopa, fenilbutazona, propiltiouracil, sulfamidas, 
cloranfenicol, diuréticos com mercúrio, fenotiazidas. 
 DISTRIBUIÇÃO ALTERADA: febre tifóide, gripe, sarampo, fase inicial das viroses em 
geral, surto agudo de malária, fase inicial de infecção bacteriana de grande monta 
(endotoxemia aguda), processos alérgicos. 
 BASOFILIA: pode aparecer na leucemia mielóide crônica, varíola, varicela, doença de 
Hodgkin, injeção de proteína heteróloga, anemias hemolíticas crônicas, após esplenectomia. 
 EOSINOFILIA: eosinófilos acima de 4% ou 400/mm³. Causas: 
 INFECÇÕES PARASITÁRIAS: principalmente por helmintos que invadem os tecidos, 
como os da triquinose, equinococose, ancilostomose, esquistossomose, ascaridíase, 
estrongiloidíase, cisticercose, filariose, etc. 
 DOENÇAS ALÉRGICAS. 
 DERMATOSES: pênfigos, dermatite herpetiforme, eritema multiforme. 
 HEMOPATIAS: leucemia mielóide aguda ou crônica, doença de Hodgkin, anemia 
perniciosa. 
 SÍNDROME DA INFILTRAÇÃO PULMONAR OU EOSINOFILIA (PIE SYNDROME): 
síndrome de Loeffler, eosinofilia tropical, helmintíases, etc. 
 TUMORES: carcinoma brônquico, tumores do ovário, ósseos, sarcomas do sistema 
linfático e o SER. 
 OUTROS: escarlatina, periarterite nodosa, tóxicos, irradiações, granuloma eosinofílico, 
sarcoidose, pós-esplenectomia. 
 FASE DE CURA DE PROCESSOS INFECCIOSOS AGUDOS. 
 EOSINOFILIA FAMILIAR. 
 EOSINOPENIA: abaixo de 60/mm³ ou mesmo desaparecem do sangue periférico. Neste 
caso, fazer a contagem com mais de 400 células e percorrer as bordas da lâmina. Causas: 
 FASE INICIAL DOS PROCESSOS INFECCIOSOS AGUDOS OU REAGUDIZAÇÃO DE 
PROCESSO CRÔNICO: eosinófilos em leucograma infeccioso sugere infecção benigna ou 
em vias de cura. 
 ESTADOS TÓXICOS: coma diabético, uremia, hemólise aguda, porfiria. 
 CHOQUE, QUEIMADURAS, ANÓXIA (REAÇÃO “DE ALARME”). 
 ESFORÇO FÍSICO EXTENUANTE: inclusive trabalho de parto. 
 ADMINISTRAÇÃO DE ACTH, CORTICÓIDES, ADRENALINA: síndrome de Cushing. 
 AGRANULOCITOSE: quadro febril agudo com lesões necróticas em boca e faringe. Intensa 
granulocitopenia, linfocitose relativa, ou linfócitos e monócitos reduzidos em números 
absolutos. Os eritrócitos e plaquetas praticamente não se alteram. Causas: tóxicos industriais, 
medicamentos (benzol, tolueno, dinitrofenol, aminopirina, antimoniais, etc), radiações 
ionizantes (raios X, rádio, etc), etiologia desconhecida. 
71 
 
 
 LINFOCITOSE: aumento dos linfócitos acima de 35% ou 3.500/mm³ no adulto ou acima de 
60% em crianças até 3 anos de idade. Causas: 
 CONVALESCENÇA DE INFECÇÕES AGUDAS: linfocitose pós-infecciosa. 
 INFECÇÕES AGUDAS COM INTENSA LEUCOCITOSE E LINFOCITOSE: coqueluche 
(leucócitos = 15.000 a 20.000/mm³, com 60 a 80%), mononucleose infecciosa (após há 
primeira semana, com numerosos linfócitos atípicos), linfocitose infecciosa. 
 LINFÓCITOS ATÍPICOS REACIONAIS: são alterações morfológicas relacionadas à 
linhagem linfóide, caracterizando-se por um significativo pleomorfismo. Normalmente as 
células se apresentam aumentadas em tamanho (15 - 30 micra) e um citoplasma 
frequentemente basófilo. Esta basofilia pode-se mostrar difusa ou mais evidente na 
periferia da célula. A cromatina nuclear se apresenta desde compacta, com blocos de 
condensação visíveis, até de aspecto frouxo, podendo se observar nucléolos. Os linfócitos 
atípicos reacionais são classificados como: linfocitóide, monocitóide e plasmocitóide. 
 LINFÓCITO ATÍPICO LINFOCITÓIDE: Características morfológicas (basófila 
citoplasmática; cromatina menos condensa; núcleo irregular e interação com os 
eritrócitos). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: Linfócito Atípico Reacional. A) Linfocitóide; B) Linfócito normal e C) Interação com os eritrócitos (SETA). 
 
 LINFÓCITO ATÍPICO MONOCITÓIDE 
 Basófila citoplasmática; cromatina menos condensa; núcleo semelhante aos monócitos 
e interação com os eritrócitos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: Linfócito Atípico Reacional. A) Monocitóide e B) Interação com os eritrócitos (SETA). 
 
A 
 
 A 
B 
 
 
A 
A 
C 
C 
B 
B 
72 
 
 
 LINFÓCITO ATÍPICO PLASMOCITÓIDE 
 Intensa basofilia citoplasmática. 
 Núcleo arredondado e excêntrico. 
 Não interage com os eritrócitos. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: Linfócito Atípico Reacional. A) Plasmocitóide e B) Sem interação com os eritrócitos (SETA). 
 
 INFECÇÕES CRÔNICAS: tuberculose, sífilis e brucelose. 
 LEUCEMIA LINFOCÍTICA E LINFOMAS. 
 LINFOCITOSE RELATIVA DOS PROCESSOS ACOMPANHADOS DE NEUTROPENIA, 
INCLUSIVEAGRANULOCITOSE. 
 FISIOLÓGICA: na criança até 5 anos. 
 LINFOCITOPENIA: só tem valor a absoluta, menos de 1.200/mm³ e 2.000 na criança até 3 
anos. De nota, em geral, mal prognóstico. 
 ESTADOS DE IMUNODEFICIÊNCIA (APLASIA TÍMICA CONGÊNITA). 
 OUTRAS CAUSAS: cirrose hepática, caquexia, processos infecciosos graves, tuberculose 
ganglionar, fase inicial das neoplasias, doença de linfomas de Hodgkin, administração de 
drogas citostáticas, fase aguda da febre tifóide e da gripe (sem significar mau 
prognóstico nesses 2 últimos casos). 
 MONOCITOSE: elevação do número de monócito acima de 8% (650/mm³). Causas: 
 CERTAS INFECÇÕES BACTERIANAS: tuberculose, endocardite bacteriana subaguda, 
brucelose, tifo exantemático, febre tifóide (raramente). 
 FASE DEFENSIVA DAS INFECÇÕES AGUDAS: fase de melhora da agranulocitose. 
 DIVERSAS INFECÇÕES POR PROTOZOÁRIOS: malária, calazar, tripanossomíase. 
 DOENÇA DE HODGKIN, DOENÇA DE GAUCHER. 
 LEUCEMIA MONOCÍTICA. 
 COMPROMETIMENTO DE ÓRGÃOS RICOS EM ELEMENTOS DO SER. 
 MONOCITOPENIA: diminuição do número de monócito abaixo de 4% ou 150/mm³. Causas: 
 FASE AGUDA DE PROCESSOS INFECCIOSOS. 
 CAQUEXIA, DESNUTRIÇÃO (AUSÊNCIA DE REAÇÃO DO SRE). 
 
 
A 
A B 
B 
73 
 
 
 REAÇÃO LEUCEMÓIDE: elevação muito acentuada dos leucócitos (mais de 30.000/mm³), 
a ponto de suscitar confusão com leucemia. A diferenciação se dá porque a reação leucemóide 
pode mostrar formas jovens, porém até mielócito. A série vermelha geralmente não apresenta 
anormalidades. Causas: 
 INFECÇÕES: pneumonia, meningococcemias, difteria, mononucleose infecciosa, 
coqueluche, etc. 
 DOENÇAS MALIGNAS: metástases ósseas, doença de Hodgkin, mieloma múltiplo, etc. 
 OUTROS: eclampsia, queimaduras, acidose diabética, período hemorrágico ou pós-
hemolítico, etc. 
 INFECÇÕES NO LEUCOGRAMA 
 INFECÇÕES AGUDAS POR COCOS PIOGÊNICOS: leucocitose + neutrofilia. TRÊS FASES 
DE SCHILLING: 
 1ª LUTA OU NEUTRÓFILA: leucocitose + neutrofilia + desvio a esquerda + aneosinofilia + 
linfocitopenia relativa. 
 DEFENSIVA OU MONOCITÁRIA: leucocitose menos acentuada, diminuição da neutrofilia, 
diminuição do desvio a esquerda, reaparecimento dos eosinófilos, linfócipenia ou linfócitos 
normais e monocitose. 
 CURA OU LINFOCITÁRIA: leucócitos normais ou ligeiramente aumentados, neutropenia, 
desaparecimento do desvio a esquerda, linfocitose, eosinofilia, monócitos normais ou 
aumentados. 
 INFECÇÕES CRÔNICAS INESPECÍFICAS: leucocitose variável, por neutrofilia e/ou 
linfocitose. Desvio a esquerda ausente ou muito discreto, seu aparecimento indica 
reagudização ou complicação. Monocitopenia relativa, por aumento de linfócitos e neutrófilos, 
porém monocitose absoluta. 
 PROCESSOS ESPECÍFICOS: germes com cápsula lipoídica (tuberculose, Hansem, 
espiroquetas, etc): monocitose indica processo em evolução e linfocitose nas fases crônicas 
indica boa resistência e tendência para a cura. Pode provocar reação linfóide, reação 
monocitária, reação mielóide, em graus crescentes de força de infecção. 
 
 DICAS IMPORTANTES 
 Quadro leucocitário com desvio à esquerda, alterações degenerativas na maioria dos 
neutrófilos e ausência de eosinófilos = INFECÇÕES MUITO GRAVES. 
 Degeneração acentuada de neutrófilos + granulações tóxicas abundantes = PROCESSO 
SUPURATIVO. 
 Neutrófilos multisegmentados (desvio à direita) = benignidade e cronicidade do processo, 
especialmente quando há eosinófilos. 
 Permanência de desvio à esquerda por vários dias = INFECÇÃO GRAVE COM 
DESTRUIÇÃO DE MUITOS NEUTRÓFILOS. 
 Ausência de monocitose e linfocitose após muitos dias de evolução = FALTA DE REAÇÃO 
DEFENSIVA DO ORGANISMO. 
 Leucocitose leve (15.000/mm³), ausência de desvio à esquerda e presença de escassos 
neutrófilos degenerados ou exibindo granulações tóxicas sugere, num quadro abdominal 
agudo, que não se trata de um caso cirúrgico urgente, havendo possibilidade de uma 
observação clínica mais prolongada. 
74 
 
 
 Presença de monocitose absoluta pode indicar reação inflamatória local. 
 
19.3) PLAQUETOGRAMA 
O método de FÔNIO é muito trabalhoso e está sendo abandonado; contar as 
plaquetas em relação aos leucócitos e calcular o número por regra de três (ou o número 
de plaquetas em 10 campos de imersão X 2000). Em caso de trombocitopenia < 50.000 
está alterada a retração do coágulo. O valor de referência é de 150.000a400.000/mm3. 
 TROMBOCITOSE 
Aumento do número de plaquetas, encontrado na inflamação, anemias (ferropriva na 
infância, pós-hemorragica), Artrite reumatóide, pós-operatório, pós-esplenectomia, 
trombocitemia (contagens de plaquetas acima de 1 milhão, plaquetas gigantes e 
dismórficas). 
 TROMBOCITOPENIA 
Exige confirmação por nova coleta (verificar se há coágulos no frasco; se o esfregaço 
foi feito dali). Abaixo de 30.000/mm3 o paciente apresenta manifestações hemorrágicas. 
Causas: púrpura auto-imune, grandes hemorragias tratadas com transfusão, viroses na infância, 
esplenomegalia, CIVD (causas obstétricas, septicemia), leucemias, aplasias, quimioterapia e 
radioterapia, remédios, LES, AIDS. Plaquetas gigantes (VPM > 14 fL) significam produção 
acelerada por consumo excessivo (PTI, tromboses). Plaquetas dismórficas (bizarras) e restos 
de megacariócitos são encontrados na Síndrome de Bernard-Soulier, SMD e SMP. 
 
 CUIDADOS NA INTERPRETAÇÃO DO HEMOGRAMA 
 ANALISAR AS 03 (TRÊS) SÉRIES HEMATOLÓGICAS CUIDADOSAMENTE. 
 ANALISAR OS ÍNDICES HEMATIMÉTRICOS: VCM; HCM; CHCM e RDW e confrontar com 
as observações da morfologia eritrocitária. 
 EM CASO DE DESVIO À ESQUERDA OBSERVAR A MORFOLOGIA LEUCOCITÁRIA. 
 
EXEMPLO DE HEMOGRAMA COMPLETO SEM RETICULOCITOGRAMA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
75 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 - QUADRO LEUCÊMICO 
A cifra de leucócitos pode estar aumentada, normal ou francamente leucopênica, este 
último ocorrendo principalmente na leucemia aguda, na qual também aparecem os hiatos 
leucemicus, aparecimento de formas muito imaturas ao lado de formas plenamente maduras, sem 
formas intermediárias. Há perturbação acentuada da série vermelha, encontrando-se 
frequentemente 2.000.000 a 3.000.000/mm³ no início da doença, já com eritroblastos 
ortocromático ou policromáticos, que com esses valores ainda não são encontrados. Observa-se 
geralmente trombocitopenia, especialmente na leucemia aguda. 
 
20.1) LEUCEMIA MIELÓIDE CRÔNICA (LMC) 
Os leucócitos podem atingir 200.000 a 500.000/mm³ e ainda mais, sendo excepcionais as 
formas subleucêmicas ou aleucêmicas. Observam-se formas imaturas em todos os graus, 
mieloblastos, promielócitos, mielócitos, metamielócitos, etc. 
 
 CARACTERÍSTICAS DO HEMOGRAMA NA LMC 
 Leucocitose variável: 50.000 a 500.000 leucócitos e com maior % de granulócitos 
maduros (bastões e segmentados). 
 Geralmente a proporção de células mais jovens como mieloblastos e promielócitos 
não ultrapassam 10% das células, sendo assim, menor do que as mesmas 
proporções destas nos processos leucêmicos agudos. 
 Desvio à esquerda, não escalonado, até mieloblasto. 
 Anemia discreta ou acentuada (dependencia do tempo de evolução da doença). 
 Plaquetas em número normal ou trombocitose: 800.000 a 1.200.00/mm3. 
 Basofilía: 4 – 10%. 
 Eosinofilía: 12 – 20%. 
 
 
76 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
V 
 
 
 
Legenda: A) Neutrófilo segmentado; B) Neutrófilo bastão; C) Neutrófilos metamielócito; D) Promielócito e E) Mieloblasto (SETA). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: LMC. A) Neutrófilosegmentado; B) Neutrófilo bastão; C) Neutrófilos metamielócito; D) Promielócito; E) 
Mieloblasto e F) Trombocitose (número de plaqueta aumentado). 
 
20.2) LEUCEMIA MEILOBLÁSTICA AGUDA (LMA) 
 DIAGNÓSTICO LABORATORIAL DA LMA 
 HEMOGRAMA: Presença predominante de blastos. 
 LEUCOCITOSE: 50.000/mm³. 
 
A 
A 
A 
A 
A 
A 
B 
B 
B A 
C 
C 
D 
D 
E 
D 
C 
 
A 
A 
D 
B 
E 
E 
C 
A A 
C 
D 
D 
C 
F 
A 
C 
D C 
A 
A 
A 
77 
 
 
 ANEMIA NORMOCÍTICA/NORMOCRÔMICA. 
 TROMBOCITOPENIA. 
 BASTONETES DE AUER. 
 MEDULA ÓSSEA: > 20% mieloblastos. 
 PROVAS CITOQUIMICAS ESPECÍFICAS. 
 IMUNOFENOTIPAGEM. 
 CITOGENÉTICA. 
 CLASSIFICAÇÃO 
 MORFOLÓGICA. 
 CITOQUÍMICA. 
 IMUNOFENOTIPAGEM. 
 CITOGENÉTICA. 
 CLASSIFICAÇÃO DAS LEUCEMIAS MIELÓIDES AGUDAS (FAB) 
 LMA DO TIPO M1 (MIELOBLÁSTICA SEM MATURAÇÃO): blastos indiferenciados em 
alta percentual. 
 LMA DO TIPO M2 (MIELOBLÁSTICA COM MATURAÇÃO): grande percentual de 
promielócitos hipergranulares. 
 LMA DO TIPO M3 (PROMIELOBLÁSTICA): blastos indiferenciados e diferenciação até 
promielócitos. 
 LMA DO TIPO M4 (MIELOMONOBLÁSTICA): >20% de monócitos e blastos. 
 LMA DO TIPO M5a (MONOCÍTICA INDIFERENCIADA): blastos grandes, com citoplasma 
abundante. 
 LMA DO TIPO M5b (MONOCÍTICA DIFERENCIADA): >80% de monócitos ou 
promonócitos. 
 LMA DO TIPO M6 (ERITROLEUCEMIA): > 30% de blastos mielóides e >50% de 
eritroblastos. 
 LMA DO TIPO M7 (MEGALOBLÁSTICA): >30% de células indiferenciadas pequenas. 
 CARACTERÍSTICAS DO HEMOGRAMA NA LMA 
 Leucocitose variável: 20.000 a 60.000/mm3 leucócitos e as vezes leucopenia de 3.000 
a 4.000/mm3. 
 Anemia normocítica e normocrômica. 
 Blastos em predomínio. 
 As vezes é observado a presença de bastonete de Auer. 
 Trombocitopenia: 100.000 a 20.000/mm3. 
 Predomínio de elementos mieloides na lâmina. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A B 
B 
78 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) LMA do tipo M1 (SETA: bastonete de Auer); B) LMA do tipo M1 sem a presença de bastonete de Auer 
(SETA: nucléolos dos blastos); C) LMA do tipo M2 (SETA: presença de neutrófilos segmentado e bastão) e D) LMA do 
tipo M1 (SETA: bastonete de Auer) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) LMA do tipo M2 (SETA: bastonete de Auer); B) LMA do tipo M3, predomínio de promielócitos (SETA: 
bastonete de Auer); C) LMA do tipo M4 (SETA: nucléolos do monoblasto) e D) LMA do tipo M5b. 
 
 
 
C D 
A B 
C D 
 
 
A 
C 
79 
 
 
20.3) LEUCEMIA LINFOCÍTICA CRÔNICA (LLC) 
 Predominantemente uma doença do idoso (acima de 50 anos), entorno de 90% e a 
proporção de homens para mulheres é 2 para 1. 
 Caracteriza por grande número de linfócitos maduros que acumulam no sangue 
periférico, baço, fígado e linfonodos. 
 Na maioria dos casos as células são uma população monoclonal de linfócitos “B” 
maturos. 
 Também se observam pró-linfócitos em proporções variáveis no sangue periférico. 
 Encontra-se uma hipertrofia simétrica de linfonodos na maioria dos pacientes. 
 Na doença avançada existe esplenomegalia e hepatomegalia. 
 Os pacientes podem apresentar trombocitopenia, desenvolvendo equimoses e 
púrpura cutânea. 
 As infecções são frequentes devido a deficiência de imunglobulina, neutropenia e 
disfunção linfóide. 
 CLASSIFICAÇÃO DAS LEUCEMIAS LINFOCÍTICAS CRÔNICAS (FAB) 
 LLC DE CÉLULAS “T” e “B”. 
 LLC PROLINFOCÍTICA. DE CÉLULAS “T” e “B”. 
 LLC DE CÉLULAS CABELUDAS (PILOSAS). 
 CARACTERÍSTICAS DO HEMOGRAMA NA LLC 
 Anemia normocrômica e normocítica. 
 Linfocitose absoluta entre 20.000 – 200.000/mm3, sendo 70 – 95% linfócitos pequenos 
e de aparência madura e os linfócitos tem uma morfologia características, com 
fragilidade na membrana citoplasmática, formando sombras nos esfregaços 
(MANCHAS DE GUMPRECHT). 
 A presença de prolinfócitos é um achado comum. 
 Os linfócitos maduros são na maioria das vezes pequenos, com núcleo hipercorado 
e escasso citoplasma. 
 Os linfócitos maduros também podem apresentar irregularidades nucleares do tipo 
nucleo na forma de folha de trevo. 
 10% dos pacientes apresentam uma anemia hemolítica e trombocitopenia auto-
imune, na maioria das vezes severa. 
 Trombocitopenia moderada a acentuada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 Legenda: LLC. A) Manchas de Gumprecht; B) Linfócito e C) Linfoblasto. 
 
A 
A 
B 
B 
B 
A 
B 
A 
A 
A 
B 
A 
A 
B 
C 
C 
A 
80 
 
 
 LLC PROLINFOCÍTICA 
 Essa variante da leucemia linfocítica crônica ocorre geralmente no idoso e está associada 
com acentuada esplenomegalia, linfocitose absoluta geralmente acima de 100.000/mm3 e 
uma hipertrofia linfonodular mínima. 
 O esfregaço de sangue periférico mostra maiores linfócitos que os encontrados na LLC 
clássica. 
 Linfócitos com morfologia características são maiores, com mais citoplasma, cromatina 
nuclear menos densa e um único nucléolo proeminente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A e B) LLC prolinfocítica (SETA: prolinfócito); C) LLC clássica (SETA: manchas de Gumprecht e linfócito 
hipercorado típico de LLC) e D) LLC de células cabeludas (pilosas). 
 
20.4) LEUCEMIA LINFOBLÁSTICA AGUDA (LLA) 
É o resultado do acúmulo de precursores linfóides primitivos na medula óssea, sangue e 
outros tecidos, sendo considerados como originando-se pela mutação somática de uma única 
célula dentro de uma população menor de células progenitoras primitivas na medula óssea ou 
timo. 
 
 
 
 
A B 
C D 
81 
 
 
 CLASSIFICAÇÃO DAS LEUCEMIAS LINFOBLÁSTICAS AGUDAS (FAB) 
 LLA tipo L1: blastos pequenos com cromatina homogênea regular, nucléolo incospícuo e 
citoplasma muito escasso (relação núcleo citoplasma alta). 
 LLA tipo L2: blastos de tamanho maior. O núcleo pode ser irregular, e sua cromatina é 
agrupada. O nucléolo é proeminente e o citoplasma é moderadamente abundante (relação 
núcleo citoplasma pequena). 
 LLA tipo L3: blastos grandes. A cromatina nuclear é fina e homogênea. O nucléolo é 
proeminente, profundamente basofílico e frequentemente contém múltiplos vacúolos. 
 
 CARACTERÍSTICAS DO HEMOGRAMA NA LLA 
 Anemia normocrômica e normocítica. 
 Trombocitopenia de moderada a acentuada. 
 O número de leucócitos pode ser baixo, normal ou elevado com preponderância de 
linfócitos com aparência imatura (linfoblastos). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A B 
C D 
82 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A e B) LLA (L1 blasto com escasso citoplasma); C e D) LLA (L2) e E) LLA (L3 vacuolização citoplasmática). 
 
21 - TIPAGEM SANGUÍNEA 
1) OBJETIVO: Determinar o sistema ABO. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Manual. 
4) FUNDAMENTO 
Os grupos sanguíneos surgiram quando foram descobertas estruturas químicas na 
superfície dos eritrócitos, denominadas antígenos dos grupos sanguíneos. Quando os eritrócitos 
são testados com soros conhecidamente dotados de anticorpos específicos e não ocorre 
nenhuma interação, pode-se concluir que estes eritrócitos são destituídos de antígenos. 
Inversamente, quando ocorre qualquer interação, subentende-se que estes eritrócitos possuem o 
antígenoem questão. A determinação dos grupos sanguíneos tem importância em várias áreas 
da saúde:hemoterapia; medicina transfusional, neonatologia, antropologia, medicina 
forense etc.Os tipos sanguíneos mais frequentes são “O+” e “A+”. O sistema ABO é o mais 
importante na prática transfusional por ser o mais imunogênico, seguido pelo sistema Rh. 
 
5) PROCEDIMENTO 
a) Identificar três tubos 12x75 mm (tubo de hemólise) marcados com “A”, “B”, “AB” e “D”. 
b) Colocar 50 μL de suspensão de eritrócitosa 5% (pipetar 1 mL de solução salina e acrescentar 
50 μL de sangue total coletado com EDTA) do sangue a ser testado nos 4 (quatro)tubos. 
c) Colocar 1 gota de soro anti-A no tubo identificado com “A”. 
d) Colocar 1 gota de soro anti-B no tubo identificado com “B”. 
e) Colocar 1 gota de soro anti-AB no tubo identificado com “AB”. 
f) Colocar 1 gota de soro anti-D no tubo identificado com “D”. 
g) Misturar e centrifugar a 1.000 RPM por 2 minutos. 
 
6) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Tubo “A” aglutinou: sangue “A”. 
 
E 
83 
 
 
 Tubo “B” aglutinou: sangue “B”. 
 Tubo “AB” aglutinou: sangue “AB”. 
 Tubos “A”, “B” e “AB” não aglutinaram: sangue “O”. 
 Tubo “D” aglutinou: sangue Rh positivo. 
 Tubo “D” não aglutinou: sangue Rh negativo.Confirmar com a pesquisa de anti-DU. 
 
7) PESQUISA DE ANTI-DU 
a) Preparar uma suspensão de eritrócitosa 5 %. 
b) Colocar em um tubo 12x75 mm 100 μL de suspensão de eritrócitosa 5%. 
c) Adicionar a este tubo 02 gotas de soro Anti-D, misturar e incubar a 37ºC por 30 minutos. 
d) Lavar os eritrócitos 3 (três) vezes em solução salina à 0.9%. Na última lavagem retirar toda a 
solução salina do tubo com auxílio de papel de filtro. 
e) Adicionar ao tubo 2 gotas de soro anti-globulina humana (soro de Coombs), misturar e 
centrifugar por 1.000 RPM por 2 minutos. 
 
8) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO DO DU 
 Não há aglutinação: sangue Rh negativo. 
 Há aglutinação: sangue Rh positivo. 
 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Lâmina para microscópio. 
 Microscópio. 
 Tubo de hemólise. 
 Banho Maria. 
 Centrifuga. 
 Soro Anti-A, B, AB e D. 
 Soro anti-globulina humana. 
 Pipeta automática de 20 e 50 µL. 
 Solução salina á 0.9 %. 
 
 
 
 
 
 
 
 
Legenda: A) Soro ANT- A; ANTI-B e ANTI-AB e B) Técnica de tipagem sanguínea em lâmina. 
 
22 - PROVA CRUZADA PRÉ-TRANSFUSIONAL 
1) OBJETIVO: verificar a compatibilidade transfusional. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Manual. 
 
A B 
84 
 
 
4) FUNDAMENTO 
Consiste na pesquisa de incompatibilidade entre receptor e doador, mediante a mistura dos 
dois sangues. Se ocorrer reação antígeno-anticorpo (incompatibilidade), esta poderá ser 
visualizada através da aglutinação ou hemólise. 
 
5) PROCEDIMENTO 
a) Centrifugar as amostras de sangue do doador e receptor. 
b) Tomar 4 tubos de hemólise e numerá-los de 1 a 4. 
c) Nos tubos 1 e 3 colocar 2 gotas do plasma do receptor e uma gota de eritrócitos do doador. 
d) Nos tubos 2 e 4 colocar 2 gotas do plasma do doador e uma gota de eritrócitos do receptor. 
e) Aos tubos 1 e 2 acrescentar duas gotas de albumina bovina à 22%. 
f) Aos tubos 3 e 4 acrescentar duas gotas de soro fisiológico. 
g) Colocar os tubos 1 e 2 em banho-maria a 37ºC durante 40 minutos a 1 hora. 
h) Os tubos 3 e 4 serão deixados a temperatura ambiente, durante o mesmo período. 
i) Após incubação, ler os quatro tubos, observando se houve aglutinação e/ou hemólise. 
j) Se não houver aglutinação, nem hemólise, realizar o teste de Coombs nos tubos 1 e 2. 
 
6) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Não poderá ocorrer HEMÓLISE ou AGLUTINAÇÃO em nenhum dos tubos. 
 O teste de Coombs também deverá apresentar resultado negativo. Caso contrário, a 
transfusão não poderá ser realizada. 
7) MATERIAL UTILIZADO 
 Tubo de hemólise. 
 Banho Maria. 
 Centrifuga. 
 Soro anti-D. 
 Soro antiglobulina humana. 
 Albumina Humana. 
 Pipetas automáticas de 20 µL, 50 µL, 100 µL e 1000 µL. 
 Solução salina á 0.9 %. 
23 - DETERMINAÇÃO DO TESTE DE COOMBS DIRETO 
1) OBJETIVO: Pesquisar anticorpos fixos nos eritrócitos no caso de incompatibilidade materno 
fetal, transfusões incompatíveis e em algumas anemias hemolíticas adquiridas. 
2) AMOSTRA: Sangue coletado com EDTA. 
3) MÉTODO: Manual. 
4) FUNDAMENTO 
Os eritrócitos sensibilizados com anticorpos são aglutinados em presença do soro anti-
globulina (soro de Coombs), que interage com os anticorpos, formando as pontes de ligação 
entre estes, promovendo a aglutinação. 
 
5) PROCEDIMENTO 
a) Preparar uma suspensão de eritrócitos em estudo a 5% e lavar os mesmos 3 vezes em solução 
salina à 0.9%. Na última lavagem acrescentar solução salina perfazendo a suspensão a 5%. 
b) Identificar três tubos 12x75 mm marcados com D, TP e TN. 
c) Colocar 100 μL de suspensão de eritrócitos a 5% em estudo no tubo (D). 
d) Colocar 100 μL de suspensão de eritrócitos “O”e Rh positivo a 5% nos tubos TP e TN. 
e) Colocar 2 gotas de soro anti D no tubo TP. 
85 
 
 
f) Colocar 2 gotas de soro de Coombs nos tubos D, TP e TN. 
g) Misturar e centrifugar a 1000 RPM durante 2 minutos. 
h) Revolver os eritrócitos sedimentados e observar a existência de aglutinação (POSITIVO). 
OBS: caso o tubo D não observar aglutinação, deverá Incubar em banho maria à 37ºC por 30 
minutos. 
 
6) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Não há aglutinação: teste de Coombs Direto NEGATIVO. 
 Presença de aglutinação: teste de Coombs Direto POSITIVO. 
7) MATERIAL UTILIZADO 
 Lâmina para microscópio. 
 Microscópio. 
 Tubo de hemólise. 
 Banho Maria. 
 Centrifuga. 
 Soro anti-D. 
 Eritrócitos “O” positivo. 
 Soro antiglobulina humana. 
 Pipetas automáticas de 20 µL,50 µL e 100 µL. 
 Solução salina á 0.9 %. 
24 - DETERMINAÇÃO DO TESTE DE COOMBS INDIRETO 
1) OBJETIVO: é utilizado na pesquisa dos anticorpos bloqueadores ou incompletos, livres no soro 
sanguíneo, sobretudo nos indivíduos suspeitos de imunizações transfusionais ou obstétricas, 
provocadas com maior frequência pelos aglutinogênios do sistema Rh-Hr, especialmente o 
aglutinogênio Rh (D), do que pelos aglutinogênios dos demais sistema do sistema ABO. 
2) AMOSTRA: Soro ou Plasma. 
3) MÉTODO: Manual. 
4) FUNDAMENTO 
A primeira fase do método consiste na sensibilização ao incubar em banho maria à 37ºc o 
soro com a suspensão de eritrócitos. A segunda fase consiste em aglutinação ao adicionar o soro 
antiglobulina humana (soro de Coombs). 
 
5) PROCEDIMENTO 
a) Identificar 3 tubos 12x75 mm marcados com D, TP e TN. 
b) Colocar 2 gotas de eritrócitos O Rh positivo a 5% nos tubos D, TP e TN. 
c) Colocar 100 μL do soro em estudo no tubo D. 
d) Colocar 2 gotas de soro anti D no tubo TP. 
e) Incubar os tubos em banho-maria à 37ºC por 30 minutos. 
f) Lavar os eritrócitos dos tubos por 3 vezes com solução salina. Na última lavagem retirar toda a 
salina do tubo com auxílio de papel de filtro. 
g) Colocar 2 gotas de soro de Coombs nos tubos (D), (TP) e (TN), misturar e centrifugar por 1.000 
RPM, durante 2 minutos. 
h) Fazer a leitura suspendendo o sedimento e observar a presença de aglutinação (POSITIVO). 
6) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Não há aglutinação: teste de Coombs Indireto NEGATIVO. 
 Presença de aglutinação: teste de Coombs Indireto POSITIVO. 
86 
 
 
7) MATERIAL UTILIZADO 
 Lâmina para microscópio. 
 Microscópio. 
 Tubo de hemólise. 
 Banho Maria. 
 Centrifuga. 
 Soro Anti-D. 
 Eritrócitos “O” positivo. 
 Soro antiglobulina humana. 
 Pipetas automáticas de 20 µL, 50 µL e 100 µL. 
 Solução salina á 0.9 %. 
25 - COAGULOGRAMA 
25.1) TEMPO DE SANGRAMENTO OU SANGRIA1) OBJETIVO: Determinação do tempo de sangramento capilar. 
2) AMOSTRA: Punção digital. 
3) MÉTODO: Duke. 
4) FUNDAMENTO 
O tempo de sangramento mede o tempo necessário para ocorrer o estancamento da 
hemorragia provocada por uma pequena incisão, realizada na ponta do dedo ou lobo da orelha. O 
tempo de sangria depende do número e atividade funcional das plaquetas, da possibilidade de 
líquidos tissulares em acelerar ou retardar a formação de coágulos, bem como da elasticidade da 
pele e pequenos vasos capilares que irrigam o local da incisão. 
 
5) PROCEDIMENTO 
a) Limpar a ponta do dedo ou lobo da orelha com um algodão embebido em álcool e esperar 
secar. 
b) Fazer a incisão com uma lanceta apropriada e estéril. 
c) Disparar o cronômetro tão logo seja feito o ferimento. 
d) Limpar o excesso de sangue a cada 15 segundos com papel de filtro, sem colocá-lo em contato 
direto com a pele. 
e) Parar o cronômetro logo que o sangramento cessar. 
f) Anotar o tempo. 
OBS: Se o tempo for maior que 6 minutos, interromper o sangramento pressionando o local da 
lesão. 
6) VALOR DE REFERÊNCIA: 01 a 03 minutos. 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
O tempo de sangramento é prolongado nas deficiências quantitativas (trombocitopenia) e 
qualitativas das plaquetas (doenças de Glanzman e de von Willebrand). Em pacientes com 
disfunção plaquetária adquirida ou congênita, o sangramento pode ser prolongado devido à 
incapacidade das plaquetas formarem agregados. A ingestão exagerada de antiflamatórios não 
esteróides pode levar à disfunção plaquetária. 
8) MATERIAL UTILIZADO 
 Papel de filtro. 
 Cronômetro. 
 Álcool. 
87 
 
 
 Lanceta. 
 Algodão. 
25.2) TEMPO DE COAGULAÇÃO 
1) OBJETIVO: Determinação do tempo de coagulação. 
2) AMOSTRA: Sangue total sem anticoagulante. 
3) MÉTODO: Lee e White. 
4) FUNDAMENTO 
O tempo de coagulação mede o tempo necessário para uma amostra de sangue coagular 
fora do espaço vascular, a 37ºC. 
 
5) PROCEDIMENTO 
a) Colocar dois tubos de hemólise limpo e seco no banho maria à 37ºc antecipadamente ao teste. 
b) Colher aproximadamente 2 mL de sangue por punção venosa. 
c) Acionar o cronômetro, assim que o sangue aparecer na seringa. 
d) Colocar cerca de 1 mL de sangue em cada tubo de hemólise pré-aquecido à 37ºc. 
e) Recolocar os tubos no banho maria à 37ºc. 
f) Após 5 minutos examinar o primeiro tubo, inclinando-o para observar se já houve coagulação 
da amostra. 
g) Este procedimento deve ser repetido de 30 em 30 segundos até que o sangue coagule. 
h) Após coagulação do 1º tubo, marcar o tempo e fazer o mesmo procedimento para o segundo 
tubo, examinando a coagulação de 30 em 30 segundos. 
i) Marcar os tempos de coagulação e fazer uma média com os dois tubos. 
6) EXPRESSÃO DO RESULTADO 
Ex: 1º tubo: 6’30’’ e 2º tubo: 7’30” = 14’00”/2 = 7’00”. 
- Tempo de coagulação: 7’00”. 
 
7) VALOR DE REFERÊNCIA: 05 - 10 minutos. 
8) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
Este teste auxilia a avaliação da coagulação pela via intrínseca, a partir da ativação do fator 
XII, até a formação do coágulo de fibrina. O teste não é específico e é pouco sensível, podendo 
apresentar resultados normais mesmo com a presença de coagulopatias. O tempo de coagulação 
apresenta-se prolongado nas deficiências dos fatores que participam da via intrínseca da 
coagulação, nas síndromes por anticoagulantes e nos estados de desfribrinação. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Tubo de hemólise. 
 Cronômetro. 
 Banho Maria. 
 Álcool. 
 Algodão. 
25.3) PROVA DA RESISTÊNCIA CAPILAR 
1) OBJETIVO: Determinação a resistência da circulação capilar. 
2) AMOSTRA: Braço. 
3) MÉTODO: Rumpel-Leede. 
4) FUNDAMENTO 
88 
 
 
Consiste em determinar a resistência capilar sob condições de anóxia e pressão capilar 
aumentada artificialmente pelo manguito do aparelho de pressão arterial, mantido na pressão 
diastólica. 
5) PROCEDIMENTO 
a) Verificar se existem petéquias no braço do paciente; se presentes marcá-las com um pincel 
demográfico. 
b) Colocar o manguito do aparelho de pressão arterial no braço do paciente e determinar a 
pressão diastólica (120 mm). Manter o manguito insuflado nessa pressão, durante 5 (cinco) 
minutos. 
c) Após os cinco minutos disinsuflar o manguito e retirá-lo. 
d) Verificar o aparecimento de petéquias recém-formadas, abaixo do ponto em que o manguito foi 
colocado. 
e) Contar o número de petéquias presentes e medir o tamanho delas, em milímetros de diâmetro. 
f) Expressar o resultado do seguinte modo: 
 Negativo: quando aparecem raras petéquias, no máximo seis, de tamanho inferior a 1 mm de 
diâmetro. 
 Positivo (+): quando aparecem de 10 a 50 petéquias, de 1 a 2 mm de diâmetro, distribuídas 
na região da fossa cubital. 
 Positivo (++): quando aparecem mais de50 petéquias, de cerca de 2 mm de diâmetro, 
localizadas na região da fossa cubital, no antebraço e no dorso da mão. 
6) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
Normalmente a prova de resistência capilar apresenta-se negativa, só se formando raras 
petéquias, de tamanho inferior a 1 mm de diâmetro. A prova revela-se positiva, em graus 
variáveis, nas seguintes condições: 
 Nas trombocitopenias intensas. 
 Na trombastenia hemorrágica hereditária de Glanzmann. 
 Na trombopatia constitucional (doença de von Willebrand). 
 Nas púrpuras vasculares. 
 No escorbuto. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Manguito arterial. 
 Cronômetro. 
 Pincel demográfico. 
 Álcool; e 
 Algodão. 
25.4) RETRAÇÃO DO COÁGULO 
1) OBJETIVO: Determinara formação do coágulo. 
2) AMOSTRA: Sangue total sem anticoagulante. 
3) MÉTODO: Qualitativo. 
4) FUNDAMENTO 
Consiste na formação do coágulo firme e resistente no prazo máximo de 24 horas após a 
coleta. 
 
5) PROCEDIMENTO 
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a) Colher aproximadamente 2 mL de sangue por punção venosa e transferir para um tubo de 
hemólise pré-aquecido à 37ºc. 
b) Iniciar a marcação do tempo e observar a formação do coágulo de hora em hora, durante 4 
(quatro) horas e após 24 horas. 
c) Considera-se completa a retração do coágulo, quando o coágulo se desloca das paredes do 
tubo, com a separação do soro. O coágulo reduz-se aproximadamente à metade do volume 
original de sangue, separando-se 40 a 60% de soro. 
d) Expressar o resultado do seguinte modo: 
 Normal: quando a retração ocorre dentro de 4 (quatro) horas (NORMORETRÁTIL). 
 Reduzida ou deficiente: quando a retração ocorre depois de 4 (quatro) horas, mas dentro de 
24 horas (HIPORETRÁTIL). 
 Nula:quando não ocorre retração do coágulo após 24 horas (ARRETRÁTIL). 
6) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
Normalmente a retração do coágulo ocorre ao fim de quatro horas, com a separação de 40 
a 60% do soro. A retração do coágulo pode apresentar-se reduzida ou deficiente, em graus 
variáveis, ou mesmo nula, nas seguintes condições: 
 Nas trombocitopenias intensas (plaquetas em número inferior a 50.000/mm3). 
 Na trombastenia hemorrágica hereditária de Glanzmann. 
 Na trombopatia constitucional (doença de von Willebrand). 
 Na hiperfibrinogenemia. 
 Nas poliglobulias. 
9) MATERIAL UTILIZADO 
 Tubo de hemólise. 
 Cronômetro. 
 Seringa. 
 Álcool. 
 Algodão. 
25.5) CONTAGEM DE PLAQUETAS 
1) OBJETIVO: Conhecer o número de plaquetas por mm3 de sangue. 
2) AMOSTRA: Sangue total coletado com EDTA ou citrato de Sódio. 
3) MÉTODO: Automático e Manual. 
4) PROCEDIMENTO 
4.1) Automático: a contagem é totalmente feita pelo aparelho (impedância), bastando pressionar 
o botão existente no painel, para que o aparelho aspire o sangue total e faça a contagem de um 
modo geral. 
4.1.1) Causas de erros nas pseudotrombocitopenias 
 Demora no processamento do sangue(destruição das plaquetas). 
 Grandes aglomerados plaquetários, dificultando a contagem pelo aparelho. 
 Megatrombócitos que podem ser contados pelo aparelho como leucócitos. 
OBS: caso todas as situações anteriores não estão acontecendo, podemos agitar o sangue no 
vortex por 2 minutos e passar no aparelho com objetivo de reavaliar a contagem das plaquetas. 
4.2) Manual: método indireto (FÔNIO) 
a) Confeccionar o esfregaço, secar e corar pelas colorações panóticas e examinar em objetiva de 
imersão. 
90 
 
 
b) As plaquetas devem apresentar-se isoladas e mais ou menos uniformemente distribuídas. 
c) Contar 2.000 eritrócitos (em 10 campos microscópicos uniformes), anotando o número das 
plaquetas encontradas. 
d) Calcular o número das plaquetas por mm3 do seguinte modo: Nº das plaquetas x Nº dos 
eritrócitos por mm3/2.000. 
 Exemplo: para 2.000 eritrócitos foram contadas 130 plaquetas, o número de eritrócitos por 
mm3 de sangue é 5.000.000; portanto: 130 x 5.000.000/2.000 = 325.000/mm3. 
5) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
 Normal: 150.000 a 400.000/mm3. 
 Trombocitopenia: <150.000/mm3. 
 Trombocitose: >400.000/mm3. 
6) MATERIAL UTILIZADO 
 Tubo de coleta com EDTA ou citrato trissódico a 3,8 %. 
 Lâmina para microscopia. 
 Corantes hematológicos. 
 Analisador hematológico. 
 Reagentes para analisador hematológico. 
 Pipetas automáticas de 20 e 100 µL. 
 Seringa. 
 Álcool. 
 Algodão. 
25.6) TEMPO DE PROTROMBINA 
1) OBJETIVO: Determinação do tempo de protrombina. 
2) AMOSTRA: Sangue coletado com citrato trissódico a 3,8 % na proporção de 0,5 ml para 4,5 
mL de sangue. 
3) MÉTODO: Automatizado e Manual. 
4) FUNDAMENTO 
O tempo de protrombina é uma prova global para avaliação da coagulação extrínseca. Este 
ensaio baseia-se na medida do tempo que um plasma calcificado demora a coagular, colocado a 
37ºC e na presença de um excesso de tromboplastina tissular e cálcio. 
5) PROCEDIMENTO 
5.1) Automatizado 
a) Preparar os reativos. 
b) Deixar o kit na temperatura ambiente; 
c) Ligar o aparelho e deixar que este atinja a temperatura de 37ºC. 
d) Preparar as cubetas e coloca- las na cavidade do aparelho. 
e) Inserir nas cubetas 50 μL de plasma e em seguida apertar a tecla enter e depois apertar 
encubação (a encubação demorará 120 segundos). 
f) Ao termino desta encubação retirar a cubeta do banho maria e inserir no orifício do aparelho e 
apertar reset; no visor do aparelho aparecerá uma linha que depois aparecerá 100 μL de Plastin 
que foi encubado à 37ºC, retirar 100 μL do Plastin e colocar juntamente com o plasma da cubeta. 
g) Este então será ativado para determinar o tempo de protrombina. 
5.2) Manual 
a) Colocar o plasma em banhomaria à 37ºC durante 2 a 3 minutos. 
91 
 
 
b) Em um tubo de hemólise colocar 200 µL de Soluplastin reconstituído e pré-incubar à 37ºC 
durante 2 a 3 minutos. 
c) Pipetar 100 µL do plasma e adicionar rapidamente ao tubo contendo 200 µL de Soluplastin, 
disparando simultaneamente o cronômetro. 
d) Manter o tubo dentro do banho maria. Antes do tempo de coagulação estimado (12 
segundos), retirar o tubo do banho e inclinar suavemente 1 ou 2 vezes por segundo. 
e) Parar o cronômetro no momento exato da formação do coágulo. 
Cálculos do RNI (Relação Normatizada Internacional): para seu cálculo, utilizar a tabela de 
valores própria do Kit reagente. 
6) VALOR DE REFERÊNCIA 
O intervalo de valores obtido em pacientes normais varia de 10 a 14 segundos, com 
atividade de Protrombina entre 70 e 100%. 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
Sua determinação se aplica a estudos de rotina nas análises pré-cirúrgicas, detecção de 
alterações nos níveis de um ou mais fatores envolvidos na via extrínseca da coagulação e 
controle da terapêutica com anticoagulantes. Valores elevados de TP podem ocorrer nas 
deficiências congênitas ou adquiridas dos fatores de coagulação pertencentes à via extrínseca. 
8) MATERIAL UTILIZADO 
 Tubo de coleta com citrato trissódico a 3,8 %. 
 Tubo de hemólise. 
 Reativo de protrombina. 
 Coagulômetro. 
 Pipetas automáticas de 50; 100 e 200 µL. 
 Banho Maria. 
 Seringa. 
 Álcool. 
 Algodão. 
25.7) TEMPO DE TROMBOPLASTINA PARCIAL ATIVADO 
1) OBJETIVO: Determinação do tempo de cefalina ativada ou tempo de tromboplastina ativada. 
2) AMOSTRA: Sangue coletado com citrato trissódico a 3,8 % na proporção de 0,5 ml para 4,5 
mL de sangue. 
3) MÉTODO: Automatizado e Manual. 
4) FUNDAMENTO 
Este ensaio baseia-se na medida do tempo que um plasma descalcificado demora em 
coagular, colocado à 37ºC e na presença de um excesso de cefalina, ativador e cálcio. 
5) PROCEDIMENTO 
5.1) Automatizado 
a) Preparar os reativos. 
b) Deixar o kit na temperatura ambiente. 
c) Ligar o aparelho e deixar que este atinja a temperatura de 37ºC. 
d) Preparar as cubetas e coloca- las na cavidade do aparelho. 
e) Aquecer o cálcio previamente à 37ºC. 
f) Adicionar na cubeta do aparelho 100 μLde plasma e 100 μL de reagente de tromboplastina. 
g) Em seguida apertar a tecla enter e depois apertar encubação (a encubação demorará 180 
segundos). 
92 
 
 
h) Ao termino desta encubação adicionar 100 μL de cálcio aquecido à 37ºC. 
i) Este então será ativado para determinar o tempo de tromboplastina parcial ativado. 
5.2) Manual 
a) Pré-aquecer o cloreto de cálcio à 37ºC; 
b) Em um tubo de hemólise colocar 100 µL de plasma. 
c) Adicionar neste tubo 100 µL de reagente (ativador e cefalina). 
d) Misturar e incubar durante 3 minutos, à 37ºC. 
e) Logo após esse tempo, adicionar 100 µL de Cloreto de Cálcio, mantendo a amostra no banho 
maria. 
f) Disparar simultaneamente o cronômetro. Aguardar cerca de 25 segundos, retirar o tubo do 
banho maria, inclinar suavemente uma ou duas vezes por segundo. 
g) Parar o cronômetro no momento exato da formação do coágulo. 
 
6) VALOR DE REFERÊNCIA 
 Normal: 30 a 45 segundos. 
7) INTERPRETAÇÃO DO RESULTADO 
Sua determinação se aplica a estudos de rotina nas análises pré-cirúrgicas, detecção de 
alterações nos níveis de um ou mais fatores envolvidos na via intrínseca da coagulação e controle 
da terapêutica com anticoagulantes. Valores elevados de TTPA podem ocorrer nas deficiências 
congênitas ou adquiridas dos fatores de coagulação pertencentes à via intrínseca 
(HEMOFILIAS). 
 
8) MATERIAL UTILIZADO 
 Tubo de coleta com citrato trissódico a 3,8 %. 
 Tubo de hemólise. 
 Reativo de trombopastina. 
 Cloreto de cálcio. 
 Coagulômetro. 
 Pipetas automáticas de 50; 100 e 200 µL. 
 Banho Maria. 
 Seringa. 
 Álcool. 
 Algodão. 
26 - CONTROLE DE QUALIDADE PRÁTICO EM HEMATOLOGIA 
a) HEMATÓCRITO EM %: Ht mais ou menos 2 = Hb x 3. 
b) ERITRÓCITOS POR MM3: Ht X 110.000 ou Ht / 9. 
OBS: devemos sempre observar morfologia eritrocitária. 
c) LEUCÓCITOS OBSERVADOS NO ESFREGAÇO COM UM AUMENTO DE 400 VEZES 
 2 – 4 Leucócitos por campo: 4.000 a 7.000 por mm3. 
 4 – 6 Leucócitos por campo: 7.000 a 10.000 por mm3. 
 6 – 10 Leucócitos por campo: 10.000 a 13.000por mm3. 
 10 – 20 Leucócitos por campo: 13.000 a 18.000 por mm3. 
d) PLAQUETAS OBSERVADAS NO ESFREGAÇO COM UM AUMENTO DE 1000 VEZES 
 0 – 5 Plaquetas por campo: número de plaqueta diminuído. 
 6 – 25 Plaquetas por campo: número de plaqueta normal. 
93 
 
 
 Mais de 25 plaquetas p/campo: número de plaqueta aumentado. 
OBS1: Devemos considerar campos de mais ou menos 100 eritrócitos. 
OBS2: Devemos ter cuidado, pois a presença de esquizócitos e micrócitos podem ser 
contados pelo analisador hematológico como plaquetas. Já os macrotrombócitos e 
megatrombócitos podem ser contados como leucócitos. 
OBS3: Os aglomerados de plaquetas e satelitismoplaquetário normalmente não são 
contados pelo analisador hematológico ou quando são contados, como leucócitos (ação do 
EDTA). Solução: coletar novamente o sangue com o anticoagulante Citrato de Sódio ou 
Heparina. 
OBS4: VPM ALTO: medula óssea reativa na produção de novas plaquetas. VPM ALTO com 
TROMBOCITOPENIA indica destruição plaquetária no sangue periférico. 
 
e) HIPOCROMIA 
 CHCM maior ou igual a 31% não é aconselhável usar o termo hipocromia, a lâmina pode até 
apresentar alguns eritrócitos com hipocromia, porém pode ser artefato técnico, devemos 
observar o Ht e Hb. 
f) DEVEMOS SEMPRE CONFIRMAR O RESULTADO QUANDO 
 Hematócrito abaixo de 20% ou acima de 60%. 
 Hemoglobina abaixo de 6 g/dL. 
 Hematócrito mais ou menos 2 diferente de Hemoglobina X 3. 
 VCM maior que 100 fL. 
 Desvio à esquerda além de mielócitos. 
 Linfocitose típica além de 40% no adulto e 60% na criança. 
 Presença de células atípicas ou blastos. 
 Plaqueta diminuída (abaixo de 50.000/mm3), aumentada (acima de 1.000.000/mm3) ou 
anormal morfologicamente (macrotrombócitos e megatrombócitos). 
 Leucometria menor que 2.500/mm3. 
 Leucometria maior que 30.000/mm3. 
g) ERITROBLASTO ORTOCROMÁTICO no sangue periférico em casos infecciosos (SEPSE) 
indica mal prognóstico (hipóxia tecidual). 
h) LIPEMIA: interfere na dosagem de hemoglobina, causando aumento na dosagem. Solução: 
substituir o volume de plasma por soro fisiológico. 
i) PADRONIZAÇÃO DE QUANTIFICAÇÃO NAS OBSERVAÇÕES DO HEMOGRAMA: 
 Discreta: 1 – 5%. 
 Moderada: 5 – 25%. 
 Intensa: > 25%. 
LITERATURA CONSULTADA E MATERIAL BIBLIOGRÁFICO 
UTILIZADO 
1) BEUTLER, Ernest, Williams. Hematology. 6ª ed. São Paulo: McGraw-Hill, 2001. 
2) CARVALHO, William de Freitas. Técnicas médicas de hematologia e imuno-hematologia 
 7ª ed. Belo Horizonte: COOPMED. 
3) FLEMANS, R.J.; HAYHOE, F.G.J. Um Atlas colorido de citologia hematológica. 3ª ed. São 
 Paulo: Artes Médicas, 1995. 
4) JAMRA, Michel; LORENZI, Therezinha Ferreira. Leucócitos, leucemias, linfomas. Rio de 
 Janeiro: Guanabara Koogan, 1983. 
94 
 
 
5) LIMA, A. Oliveira; CANÇADO, J. Romeu. Métodos de laboratório aplicados a clinica: técnica e 
 interpretação. 7ª ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2012. 
6) OLIVEIRA, Halley Pacheco. Hematologia clínica. 3ª ed. São Paulo: Atheneu,1990. 
7) SILVEIRA JUNIOR, A.O. Índice de atividade leucocítica. São Paulo: Santos, 1998. 
8) VALLADA, Edgard Pinto. Manual de técnicas hematológicas. São Paulo: Atheneu, 2002. 
9) JANNINI, Pedro. Interpretação Clínica do Hemograma. 14ª ed. São Paulo: Sarvier, 2010. 
10) Manual de Técnicas Hematológicas. Professor José Olinto Miranda Vasconcelos – UFPA 
11) Ilustrações e Texto do Infoblood 2. 
12) HOFFBRAND, A.V. Fundamentos de Hematologia. 6ª ed. Porto Alegre: Editora Artmed, 
2013. 
13) LORENZI, Therezinha Ferreira. Manual de hematologia: propedêutica e clínica. 4. ed. Rio de 
 Janeiro: Guanabara Koogan, 2011. 
14) LORENZI, Therezinha Ferreira. Atlas de hematologia: clínica hematológica ilustrada. Rio de 
 Janeiro: MEDSI, 2006. 
15) RAPAPORT, Samuel I. Hematologia: introducão. 2. ed. São Paulo: Roca, 1990. 
16) ENGEL, Cassio (Ed.). Medcurso 2012: hematologia: anemias parte 1. Rio de Janeiro: 
 Medwriters, 2012.