Cap 7 Neurulacao

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CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 253
* K. E. von Baer descobriu a notocorda, o ovo de mamífero e o ovo humano, além de contribuir
para o progresso conceitual aqui descrito. Seu trabalho será mais discutido no Capítulo 23.
E
253
Início do desenvolvimento vertebrado:
Neurulação e ectoderma 7
Porque a verdadeira maravilha, se você qui-
ser se maravilhar, é este processo. Você ini-
cia como uma única célula derivada da união
entre um espermatozóide e um óvulo; essa
se divide em duas, depois quatro, depois oito
e assim por diante e, em um certo estágio
aparece uma única célula, cuja descendên-
cia total é o cérebro humano. A mera exis-
tência de tal célula deveria ser uma das coi-
sas assombrosas da Terra. As pessoas deve-
riam vagar o dia inteiro, enquanto acorda-
das, chamando umas às outras, maravilha-
das, falando de nada exceto da célula.
LEWIS THOMAS (1979)
Ainda mais atraente do que a mata vir-
gem, era a floresta que se estendia a mi-
nha frente naquele momento: o sistema
nervoso central.
RITA LEVI-MONTALCINI (1988)
M 1828 KARL ERNST VON BAER, o mais eminente embriologista de sua
época*, anunciou: Eu tenho dois pequenos embriões preservados em álco-
ol, que esqueci de identificar. No momento, não consigo determinar o gêne-
ro ao qual pertencem. Eles podem ser lagartos, pequenas aves ou mesmo mamífe-
ros”. A Figura 7.1 permite-nos apreciar seu dilema e ilustra as quatro leis gerais da
embriologia propostas por von Baer. De seu estudo detalhado sobre o desenvolvi-
mento da galinha e da comparação de tais embriões com embriões de outros
vetebrados, von Baer estabeleceu quatro generalizações, ilustradas aqui com al-
guns exemplos de vertebrados.
1. As características gerais de um grande grupo de animais aparecem no em-
brião mais cedo do que os aspectos especializados. Todos os vertebrados em
desenvolvimento (peixes, répteis, anfíbios, aves e mamíferos) são muito seme-
lhantes logo após a gastrulação. Somente mais tarde no desenvolvimento que
as características especiais da classe, ordem e, finalmente, espécie aparecem
(veja Figura 7.1). Todos os embriões de vertebrados têm arcos de guelras,
notocordas, medulas espinhais e rins pronéfricos.
2. Caracteres menos gerais são desenvolvidos a partir dos mais gerais, até
finalmente aparecerem os caracteres mais especializados. Inicialmente todos
os vertebrados têm o mesmo tipo de pele. Somente mais tarde se desenvolvem
as escamas de peixes, as escamas de répteis, as penas das aves, ou o pêlo,
garras e unhas dos mamíferos. Da mesma maneira, o desenvolvimento precoce
de membros é essencialmente o mesmo em todos os vertebrados. Somente
mais tarde é que diferenças entre pernas, asas e braços se tornam evidentes.
3. Cada embrião de uma dada espécie, em lugar de passar através de todos os
estágios adultos de outros animais, se afasta mais e mais deles. As fendas
viscerais em embriões de aves e mamíferos não se parecem em detalhe às
fendas das guelras de peixes adultos. Ao contrário, elas se parecem às fendas
viscerais de peixes embrionários e outros vertebrados embrionários. Enquan-
to peixes preservam e elaboram essas fendas tornando-as verdadeiras guelras,
os mamíferos as convertem em estruturas tais como os tubos de Eustáquio
(entre o ouvido e a boca).
4. Assim, o embrião precoce de um animal superior nunca é como um animal infe-
rior, mas somente como seu embrião precoce. Von Baer verificou que diferentes
254 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
I
II
III
Peixe Salamandra Tartaruga Galinha Porco Boi Coelho Homem
grupos de animais compartilham aspectos comuns durante o desenvolvimento
embrionário precoce e que esses aspectos se tornam mais e mais característi-
cos da espécie à medida que progride o desenvolvimento. Embriões humanos
nunca passam por estágios equivalentes a um peixe ou uma ave adultos; real-
mente, embriões humanos inicialmente compartilham características comuns
com embriões de peixes e aves. Mais tarde, os embriões de mamíferos e outros
divergem, nenhum deles passando pelos estágios dos outros.
Von Baer também reconheceu que existe um modelo comum para todo o desenvol-
vimento de vertebrados: as três camadas germinativas originam diferentes órgãos, e
essa derivação dos órgãos é constante se o organismo é um peixe, uma rã ou uma
galinha. O ectoderma forma a pele e os nervos; o endoderma forma os sistemas respi-
ratórios e digestivos; e o mesoderma forma o tecido conjuntivo, as células do sangue,
o coração, o sistema urogenital e partes da maioria dos órgãos internos. Neste capítu-
lo acompanharemos o desenvolvimento precoce do ectoderma; este, e o capítulo
seguinte enfocam a formação do sistema nervoso nos vertebrados. O Capítulo 9 acom-
panhará o desenvolvimento precoce dos órgãos endodérmicos e mesodérmicos.
QFORMAÇÃO DO SISTEMA NERVOSO CENTRAL
Neurulação: aspectos gerais
“Talvez a mais intrigante de todas as perguntas é se o cérebro é suficientemente pode-
roso para resolver o problema da sua própria criação.” Assim Gregor Eichele (1992)
terminou, recentemente, uma revisão de pesquisa sobre desenvolvimento do cérebro de
mamíferos. A construção de um órgão que reconhece, pensa, ama, odeia, lembra, troca,
engana a si mesmo, e coordena nossos processos corporais conscientes ou inconscien-
tes é indubitavelmente o mais desafiante dos enigmas do desenvolvimento. Uma combi-
nação de abordagens genéticas, celulares e orgânicas está fornecendo uma compreen-
são preliminar de como a anatomia básica do cérebro se torna ordenada.
Figura 7.1Figura 7.1Figura 7.1Figura 7.1Figura 7.1
Ilustração das leis de von Baer. Embriões pre-
coces de vertebrados mostram aspectos co-
muns ao subfilo inteiro. Com o progresso do
desenvolvimento, os embriões se tornam re-
conhecíveis como membros de sua classe, sua
ordem, sua família e, finalmente, sua espécie.
(de acordo com Romanes, 1901).
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 255
Tubo neural
(B)
(C)
(A)
Placa neural Prega neural
Crista neural
Epiderme
O processo pelo qual o embrião forma o tubo neural, o rudimento do sistema
nervoso central, é chamado neurulação, e um embrião sofrendo essas transformações
é chamado nêurula. Existem dois caminhos principais para a formação do tubo neural.
Em neurulação primária, o cordomesoderma estimula o ectoderma, que o recobre, a
se proliferar, invaginar e a se destacar da superfície formando um tubo oco. Na
neurulação secundária, o tubo neural se origina de um sólido cordão de células que
se embebe no embrião e subseqüentemente se torna oco (forma uma cavidade) para
formar o tubo neural (veja Schoenwolf, 1991b). O quanto essas formas de construção
são usadas depende da classe de vertebrados. A neurulação em peixes é exclusiva-
mente secundária. Em aves, as porções anteriores do tubo neural são construídas por
neurulação primária, ao passo que o tubo neural, caudal ao par somito 27 (isto é, tudo
posterior aos membros posteriores), é construído por neurulação secundária (Pasteels,
1937; Catala et al., 1996). Em anfíbios, como o Xenopus, a maior parte do tubo neural do
girino é produzida por neurulação primária, mas o tubo neural caudal é derivado de
neurulação secundária (Gont et al., 1993). Em camundongo (provavelmente no ho-
mem, também), a neurulação secundária começa aproximadamente ao nível do somito
35 (Schoenwolf, 1984; Nievelstein et al., 1993).
Neurulação primária
Em vertebrados, a gastrulação cria um embrião com uma camada endodérmica interna,
uma camada mesodérmica intermediária e um ectoderma externo. A interação entre o
mesoderma dorsal e o ectoderma que a ele se sobrepõem é uma das interações mais
importantes em todo o desenvolvimento de tetrápodes, porque ela inicia a
organogênese, a criação de tecidos e órgãos específicos. Nessa interação, o cordo-
mesoderma estimula o ectoderma acima dele a formar o tubo neural oco, que se dife-
renciará em cérebro e medulaespinhal. Os eventos da neurulação primária estão no
Figura 7.2Figura 7.2Figura 7.2Figura 7.2Figura 7.2
Neurulação em anfíbios e amniotas. (A) Diagrama representativo da formação do tubo neural.
As células ectodérmicas estão representadas como precursoras da crista neural (preto) ou como
precursoras da epiderme (cor). O ectoderma se dobra no ponto mais dorsal, formando a epiderme
externa e um tubo neural interno conectados pelas células da crista neural. (B) Fotomicrografias
de neurulação em um embrião de galinha de 2 dias. (C) Formação do tubo neural vista em seções
transversais do embrião de galinha na região do futuro mesencéfalo (setas em B). Cada fotografia
em C corresponde à outra acima dela. (HF, prega cefálica; HP, processo cefálico; HN, nódulo de
Hensen; M, mesencéfalo; NP, placa neural.) (Fotomicrografias, cortesia de R. Nagele.)
256 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(D)
SIMULAÇÃO
COMPUTADORIZADA
DA DEFORMAÇÃO
DA LÂMINA DE
ECTODERMA (LINHA C)
(A)
SEÇÃO
TRANSVERSAL
Placa
neural
Placa neural Tubo neural
Prega neural Notocorda Mesoderma Notocorda
Notocorda
Cavidade
do intestino
Arquêntero Cavidade do intestino
Mesoderma
Endoderma Endoderma
Epiderme
Mesoderma
Epiderme
Endoderma Epiderme
(B)
SEÇÃO
SAGITAL
Notocorda Notocorda
Tubo neural
Prega neural
Placa neural
Prega neural Placa neural
Prega neural
Epiderme Blastóporo Blastóporo
Arquêntero
Mesoderma
Cavidade do
intestino
Mesoderma
Cavidade do
intestino
Mesoderma
Resto da
blastocele
Endoderma
Endoderma Endoderma
Epiderme
Epiderme
Divertículo
do fígado
(C)
VISTA DA
SUPERFÍCIE
DORSAL
Placa neural Prega neural Placa neural Prega neural
Tubo neural
Pregas
neurais
fundidas
Blastóporo Blastóporo
diagrama da Figura 7.2. Durante a neurulação primária, o ectoderma original é dividido
em três conjuntos de células: (1) o tubo neural posicionado internamente, que formará
o cérebro e a medula espinhal, (2) a epiderme da pele posicionada externamente, e (3)
as células da crista neural, as quais migram da região de conexão entre o tubo neural e
a epiderme, e irão gerar os neurônios periféricos e a glia, as células pigmentadas da
pele e vários outros tipos de células. O fenômeno de indução embrionária, que inicia a
neurulação na região dorsal do embrião, será detalhada no Capítulo 15. Neste capítulo
estamos considerando a resposta dos variados tecidos ectodérmicos.
Figura 7.3Figura 7.3Figura 7.3Figura 7.3Figura 7.3
Quatro vistas da neurulação em um embrião
de anfíbio, mostrando em cada caso nêurulas
precoce (esquerda), média (centro) e tardia
(direita). (A) Seção transversal no centro do
embrião. (B) A mesma seqüência olhando a
superfície dorsal do embrião inteiro, de cima
para baixo. (C) Seção sagital pelo plano medi-
ano do embrião. (D) Simulação computadori-
zada em três dimensões da constrição, exten-
são e levantamento da placa neural. (A-C de
acordo com Balinsky, 1975; D de acordo com
Jacobson e Gordon, 1976.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 257
(A) Formação das pregas neurais
Epiderme
presuntiva Notocorda
Placa neural
presuntiva
Zona de
transição
Placa neural
Epiderme
(B) Elevação das pregas neurais (C)
Notocorda
Ancoragem
Formação
de sulco
Formação
de cunha
O processo de neurulação primária em embriões de rã está descrito na Figura 7.3 e
parece ser similar em anfíbios, répteis, aves e mamíferos (Galera, 1971). A primeira
indicação que uma região do ectoderma está destinada a se tornar tecido neural é uma
mudança na forma celular (Figura 7.4). As células ectodérmicas da linha média tornam-
se alongadas, enquanto as células destinadas a formar a epiderme se tornam mais
achatadas. O alongamento das células ectodérmicas dorsais causa a elevação dessas
regiões neurais presuntivas acima do ectoderma circundante, criando assim, a placa
neural. Até 50% do ectoderma está incluído nessa placa. Logo após, as bordas da
placa neural se engrossam e se movem para cima formando as pregas neurais, en-
quanto um sulco neural, em forma de -U- aparece no centro da placa, dividindo os
futuros lados direito e esquerdo do embrião (veja Figuras 7.3 e 7.4). As pregas neurais
migram em direção à linha média do embrião, finalmente se fundindo para formar o
tubo neural abaixo do ectoderma sobreposto. As células da porção mais dorsal do
tubo neural se tornam as células da crista neural.
A mecânica da neurulação primáriaA mecânica da neurulação primáriaA mecânica da neurulação primáriaA mecânica da neurulação primáriaA mecânica da neurulação primária
A neurulação ocorre com algumas variações em diferentes regiões do corpo. A cabeça,
o tronco e a cauda formam, cada um, sua região do tubo neural de maneira a refletir a
relação da notocorda com o ectoderma que a ela se sobrepõe. Tanto as regiões da
cabeça como as do tronco, sofrem variantes da neurulação primária, e esse processo
pode ser dividido em cinco estágios distintos, mas espacialmente e temporalmente se
superpondo estágios (Schoenwolf, 1991a; Catala et al., 1996): (1) a formação da placa
neural, (2) a formação do assoalho da placa neural, (3) a modelagem da placa neural, (4)
o dobramento da placa neural para formar o sulco neural, e (5) o fechamento do sulco
neural para formar o tubo neural.
A formação da placa neuralA formação da placa neuralA formação da placa neuralA formação da placa neuralA formação da placa neural
A formação da placa neural como uma região distinta de outras células ectodérmicas
será discutida em detalhe nos Capítulos 8 e 15. Em geral, considera-se que o mesoder-
ma dorsal subjacente (em colaboração com outras regiões do embrião) sinaliza às
células ectodérmicas acima dela para se desenvolverem em células colunares da placa
neural (Smith e Schoenwolf, 1989; Keller et al., 1992; discussão posterior neste capítu-
lo). Como resultado dessa indução neural, as células da placa neural presuntiva se
distinguem do ectoderma circundante, a qual se transformará em epiderme. As células
da placa neural e as células da epiderme possuem seus próprios movimentos intrínse-
cos (Moury and Schoenwolf, 1995). Se a epiderme ao redor da placa neural é isolada,
Figura 7.4Figura 7.4Figura 7.4Figura 7.4Figura 7.4
Representação esquemática do dobramento do
epitélio durante a neurulação na galinha. (A)
Formação das pregas neurais ocorre quando as
células epidérmicas presuntivas se movem para
dentro, na direção da linha média do embrião.
Essa epiderme presuntiva empurra a placa
neural abaixo dela, enquanto se move. (B) En-
quanto as células da linha média da placa neural
(células da placa do assoalho) são ancoradas à
notocorda, as pregas neurais são elevadas. Es-
ses movimentos parecem continuar enquanto
a epiderme, se movendo para o meio, puxa
com ela a placa neural, resultando na justapo-
sição das pregas neurais. (C) Nas três regiões
de articulação (no ponto de articulação media-
no MHP e nos dois pontos de articulação
dorsolateral a -DLHP), as células da placa
neural mudam seu comprimento e sofrem uma
constrição nos seus ápices. (De acordo com
Moury e Schoenwolf, 1995.)
258 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Figura 7.5Figura 7.5Figura 7.5Figura 7.5Figura 7.5
Uma quimera galinha-codorna. (A) Duas quimeras galinha-codorna
e uma galinha controle 4 dias após a eclosão. Nas quimeras, o tubo
neural dorsal anterior da codorna substituiu uma região equivalente
da galinha no embrião de 12-somitos. Melanócitos de codorna,
originários da crista neural, migram para as penas da cabeça, ao
nível do enxerto. (B) Uma região do embrião contendo tanto células
de codorna (com sua cromatina altamente condensada) como célu-
las de galinha (com sua cromatina mais difusa). (de Le Douarin et
al., 1996; fotografias, cortesia de N. M. Le Douarin.)
(A)
(B)
Célula de
galinha
Célula
de codorna
as células se movem emdireção ao centro (ou seja, em direção à área onde estava a
placa neural). Se a placa neural é isolada, suas células convergem e se estendem para
formar uma placa mais delgada, mas não se fundem para formar um tubo neural. Esses
movimentos da placa neural e da epiderme originam as pregas neurais. Inicialmente, o
ectoderma é “torcido” e logo a epiderme presuntiva começa a recobrir a placa neural.
(Realmente, se a “região de transição” contendo os dois tecidos é isolada, ela formará
pequenas pregas neurais em cultura). Esses movimentos coordenados finalmente
causarão a elevação e o dobramento do tubo neural (veja Figura 7.4; Jacobson e
Moury, 1995; Moury e Schoenwolf, 1995).
Formação do assoalho da placa neuralFormação do assoalho da placa neuralFormação do assoalho da placa neuralFormação do assoalho da placa neuralFormação do assoalho da placa neural
Anteriormente, considerava-se que somente as células da linha média da placa neural
formavam a placa do assoalho do tubo neural. Ou seja, no fechamento da placa para
formar o tubo neural, suas células mais centrais se localizariam no fundo do tubo. As
partes mais periféricas, as pregas neurais, se tornariam as porções mais dorsais do tubo
neural. Provavelmente é assim que se forma a região da cabeça. Evidência recente,
entretanto, sugere que o assoalho do tubo neural do tronco tem uma outra origem - que
se origina em parte do nódulo de Hensen e é “inserido” no centro da placa neural.
Esse modelo foi proposto por Catala e colaboradores (1995) baseado nos seus
dados e em estudos anteriores de vários laboratórios. Para acompanhar as células
embrionárias individuais do nódulo eles usaram o sistema de quimera galinha-co-
dorna. Embriões de galinha e codorna se desenvolvem de maneira muito semelhante
(especialmente no desenvolvimento precoce), e quando porções do embrião de
codorna são enxertadas em uma região equivalente do embrião de galinha, as célu-
las se integram no embrião e participam da construção dos órgãos adequados. O
enxerto pode ser feito enquanto o embrião ainda está dentro do ovo, e o pinto que
eclode é uma “quimera”, tendo uma porção do seu corpo composta de células de
codorna (Figura 7.5; Le Douarin, 1969; Le Douarin e Teillet, 1973). As células de
galinha e codorna, entretanto, têm duas diferenças críticas. Primeiro, na codorna a
heterocromatina do núcleo está concentrada ao redor dos nucléolos. Isso cria uma
grande massa que se cora intensamente e é facilmente distinta da heterocromatina
difusa da galinha. Segundo, existem alguns antígenos que são específicos para a
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 259
Endoderma
dorsal
(A) (B)Somito 6
Nódulo
de
Hensen
Codorna Galinha
Tubo
neural
Somito
codorna e não são encontrados em células da galinha. Os dois fenômenos permitem
distinguir células individuais de codorna, mesmo quando a população celular é, na
sua maioria, de galinha.
Esses pesquisadores removeram o nódulo de Hensen e o término caudal da notocor-
da em alongação de embriões de galinha com 6-somitos (1.5 dias) e os substituiram com
seus equivalentes de codorna. Daquele nível até a cauda, tanto a notocorda como a
placa do assoalho foram compostas de células de codorna. As paredes do tubo neural
foram produzidas da placa neural da galinha (Figura 7.6). É interessante notar que (como
previsto pela regressão do nódulo, discutida no Capítulo 6) a placa do assoalho e as
células da notocorda, associadas com a placa neural, se localizavam mais em direção à
cauda do que o próprio nódulo. Portanto, o nódulo de Hensen contém as células neces-
sárias para a formação da placa do assoalho caudal e da notocorda.
As células da placa do assoalho se inserem na parte central do ectoderma dorsal e
somente mais tarde é que a notocorda se separa da placa do assoalho pela formação
de uma membrana basal entre elas (Figura 7.7).* O tubo neural tem duas fontes distin-
tas - uma ectodérmica e uma do nódulo de Hensen.
A modelagem e dobramento da placa neuralA modelagem e dobramento da placa neuralA modelagem e dobramento da placa neuralA modelagem e dobramento da placa neuralA modelagem e dobramento da placa neural
Forças intrínsecas à placa neural estão envolvidas na sua modelagem. Ao se tornarem
mais colunares, as células provocam um estreitamento da placa neural, mas a modela-
gem mais importante da placa é produzida pelas suas células da linha mediana que se
situam diretamente acima da notocorda. Em aves e mamíferos, essas células da linha
mediana da placa neural são chamadas células do ponto de articulação mediano (MHP)
e são derivadas da placa neural imediatamente anterior ao nódulo de Hensen e da sua
linha média anterior (do nódulo de Hensen) (Schoenwolf, 1991a,b; Catala et al., 1996).
Tanto em anfíbios como amniotas, as células da placa neural sofrem uma extensão
convergente pela intercalação de várias camadas de células no meio de poucas cama-
das (Jacobson e Sater, 1988; Schoenwolf e Alvarez, 1989). Dessa maneira, elas alon-
gam e estreitam a placa neural (veja Figura 7.3c).
O dobramento da placa neural é conseqüência de forças intrínsecas e extrínsecas
às suas células. Na galinha, a placa neural começa a dobrar-se mesmo quando ainda
está sendo modelada. As células MHP ficam ancoradas à notocorda, abaixo delas,
* A idéia de que a notocorda e a placa do assoalho são derivadas da mesma população de células é
de apreciação recente, mas esse fenômeno já havia sido documentado em um famoso livro de
embriologia. O livro Indução embrionária e desenvolvimento de Hans Spemann em 1938 tem uma
ilustração do famoso experimento de enxerto de Spemann e Mangold. Nas páginas 144 e 146 daquele
livro (e reproduzido aqui na Figura 15.12), o enxerto do lábio dorsal do blastóporo é mostrado como
dando origem ao mesoderma dorsal (notocorda e somitos) e à placa do assoalho do tubo neural.
Figura 7.6Figura 7.6Figura 7.6Figura 7.6Figura 7.6
A placa do assoalho do tubo neural do tronco
da galinha é derivado do nódulo de Hensen.
(A) Esquema da operação pela qual o nódulo
de um embrião de galinha de 6-somitos é subs-
tituído pelo seu correspondente de codorna.
(B) Análise do eixo quimérico (marcado com
antígeno específico para a codorna) mostran-
do células de codorna na notocorda (flecha) e
placa do assoalho (cabeças de flecha). (B de
Catala et al., 1996; fotografia, cortesia de N.
M. Le Douarin.)
260 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Articulação cordoneural
Placa neural
Poço do nódulo de
Hensen
originando uma articulação em forma de sulco na linha média dorsal. Essas células são
induzidas pela notocorda a diminuir sua altura e adquirir a forma de cunha (van Straaten
et al., 1988; Smith e Schoenwolf, 1989). As células laterais à MHP não sofrem essas
mudanças (Figuras 7.4 e 7.8). Logo após, duas outras regiões de articulações formam
sulcos próximos à conexão da placa neural ao restante do ectoderma. Essas regiões
são chamadas pontos de articulação dorsolateral (DLHPs), e estão ancoradas ao
ectoderma da superfície da prega neural. Essas células aumentam sua altura e adqui-
rem a forma de cunha. Essa transformação (modelagem como cunha) está intimamente
ligada às modificações da forma celular. Nos pontos de articulação dorsolateral, tanto
microtúbulos como microfilamentos estão envolvidos nessas transformações. A
colchicina, um inibidor de polimerização de microtúbulos, inibe o alongamento dessas
células, enquanto citocalasina B, um inibidor da formação de microfilamentos, impede
a constrição apical dessas células impedindo, assim, a formação de cunha (Burnside,
1971, 1973; Karfunkel, 1972; Nagele e Lee, 1980, 1987). Depois da formação inicial de
sulcos, a placa neural se dobra ao redor dessas regiões com articulações. Cada uma
delas age como um eixo que dirige a rotação das células ao seu redor (Smith e
Schoenwolf, 1991).
Enquanto isso, forças extrínsecas também estão em ação. O ectoderma superfícial
doembrião de galinha empurra na direção central do embrião, fornecendo mais uma
força motora para o dobramento da placa neural (veja Figura 7.4 B,C; Alvarez e
Schoenwolf, 1992). Esse movimento da epiderme presuntiva e a ancoragem da placa
neural ao mesoderma subjacente deve ser também importante para assegurar que o
tubo neural se dobre para dentro do embrião e não para fora. Se pequenos pedaços da
placa neural são isolados do resto do embrião (incluindo o mesoderma) eles tendem a
se enrolar para fora (Schoenwolf, 1991a).
Fechamento do tubo neuralFechamento do tubo neuralFechamento do tubo neuralFechamento do tubo neuralFechamento do tubo neural
O tubo neural se fecha ao se aproximarem os pares de dobras neurais na linha média
dorsal; as dobras aderem umas às outras e as células das duas partes se reúnem. Em
algumas espécies, as células nessa junção formam as células da crista neural. Mas em
aves, as células da crista neural não migram da região dorsal até que o tubo neural
tenha sido fechado naquele local. Em mamíferos, entretanto, as células da crista neural
cranial (que formam as estruturas da face e do pescoço) migram enquanto as dobras
neurais estão se elevando (ou seja, antes do fechamento do tubo), enquanto que na
região da medula espinhal, as células da crista esperam até que o fechamento ocorra
(Nichols, 1981; Erickson e Weston, 1983).
Figura 7.7Figura 7.7Figura 7.7Figura 7.7Figura 7.7
O nódulo de Hensen contribui tanto para a notocorda como para a placa do assoalho neural.
Seção através do nódulo de Hensen no estágio do somito-6, mostrando que esse contribui
para a camada superior das células embrionárias. (de Catala et al., 1996; fotografia, cortesia
de N. M. Le Douarin.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 261
(A)
(B)
(C)
A formação do tubo neural não ocorre simultaneamente ao longo do ectoderma.
Isso pode ser melhor observado naqueles vertebrados (como aves e mamíferos) cujo
eixo corporal se alonga antes da neurulação. A Figura 7.9 detalha a neurulação em um
embrião de galinha com 24 horas. A neurulação na região cefálica (cabeça) está bas-
tante adiantada, enquanto a região caudal (rabo) do embrião está ainda gastrulando. A
regionalização do tubo neural também ocorre como resultado de mudanças na forma
Figura 7.8Figura 7.8Figura 7.8Figura 7.8Figura 7.8
Micrografia eletrônica de varredura da formação do tubo neural no embrião de galinha. (A) Sulco
neural rodeado por células mesenquimatosas. (B) Células neuroepiteliais alongadas formam um
tubo, enquanto as células epidérmicas achatadas são trazidas à linha média do embrião. As
células MHP formam uma articulação no fundo do tubo, enquanto as células da placa neural,
ligadas à área basal do ectoderma da superfície formam as regiões de articulações dorsolaterais.
Essas três articulações podem ser vistas como sulcos. (C) A formação do tubo neural é comple-
tada. As células que eram a placa neural estão agora dentro do embrião. A epiderme presuntiva
se localiza acima do tubo, e o tubo neural é ladeado pelos somitos mesodérmicos e no fundo
limitado pela notocorda. (Fotografias, cortesia de K. W. Tosney.)
262 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Posterior
AnteriorEctoderma da cabeça Ectoderma do blastoderma
Mesênquima
Prega neural
Notocorda
Sulco neuralEspaço
subcefálico Intestino
Celoma extra-
embrionário
Mesoderma extra-
embrionário
Prega lateral
do corpo Prega neural
Região
pericárdica
do celoma
Placa neural
Vitelo
aderente ao
endoderma
Endoderma
Porta
intestinal
anterior
Sulco
neural
Somito
Prega
neural
Mesoderma
intermediário
Placa
neural
Mesoderma
somático
Endoderma do
intestino médio
Celoma
Mesoderma
esplâncnico
Somito
Divergência
das pregas
neurais
Nó de Hensen
Ilhota
sagüínea
Poço
primitivo
Mesoderma
Linha
primitiva
Sulco
primitivo
Margem
primitiva
Vitelo
do tubo. Na ponta cefálica (onde se formará o cérebro) a parede do tubo é larga e
grossa. Aqui, uma série de inchaços e constrições definirão os vários compartimentos
do cérebro. Na parte caudal à região da cabeça, entretanto, o tubo neural permanece
um simples tubo que se afina em direção à cauda. As duas pontas abertas do tubo
neural são chamadas neuróporo anterior e neuróporo posterior.
O fechamento do tubo neural nos mamíferos, diversamente da galinha, se inicia
em vários locais ao longo do eixo ântero-posterior (Golden e Chernoff, 1993; Van
Allen et al., 1993). Vários defeitos no tubo neural são causados pelo não fechamento
em alguns segmentos (Figura 7.10). Falha no fechamento na região posterior do
tubo neural humano aos 27 dias (ou a ruptura subseqüente do neuróporo posterior
logo em seguida) resulta na condição denominada espinha bífida, cuja severidade
depende de quanto da medula espinhal permanece aberta. Falha no fechamento do
Figura 7.9Figura 7.9Figura 7.9Figura 7.9Figura 7.9
Estereograma de um embrião de galinha de 24
horas. As porções cefálicas estão terminando
a neurulação enquanto as porções caudais es-
tão ainda gastrulando. (de Patten, 1971; de
acordo com Huettner, 1949.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 263
Intumescência
pericardíaca
(A) (B) (C) (D) (E)
Prega neural
Intumescência
pericardíaca
Ectoderma
da superfície
Crista
neural
Placódio
ótico
Tubo neural
Somitos
Borda
cortada do
âmnio
Somitos
22 dias
Sulco
neural
Neuróporo
anterior
23 dias
Neuróporo
posterior
Normal Anencefalia Espinha bífida
tubo neural anterior resulta em uma condição letal, anencefalia. Aqui, o cérebro
anterior permanece em contato com o líquido amniótico e em seguida degenera. O
desenvolvimento do cérebro anterior fetal cessa, e a abóboda do crânio não se
forma. Essas anormalidades não são raras em humanos, pois estão presentes em
aproximadamente um em cada quinhentos nascimentos viáveis. Defeitos de fecha-
mento do tubo neural podem freqüentemente ser identificados durante a gravidez
por vários testes físicos e químicos.
O fechamento do tubo neural humano envolve uma complexa interação entre fato-
res genéticos e ambientais. Certos genes, Pax3, sonic hedgehog e openbrain, são
essenciais para a formação do tubo neural de mamíferos, mas fatores da dieta como
colesterol e ácido fólico parecem ser críticos.* Foi estimado que aproximadamente
50% dos defeitos do tubo neural poderiam ser evitados se as mulheres grávidas
tomassem suplementos de ácido fólico (vitamina B12), e o Serviço de Saúde Pública
dos Estados Unidos da América recomendam que todas as mulheres em idade fértil
tomem 0.4mg diários de folato para reduzir o risco de defeitos do tubo neural durante
a gravidez (Milunsky et al., 1989; Czeizel e Dudas, 1992; CDC, 1992). [ecto1.html]
O tubo neural finalmente forma um cilindro fechado que se separa do ectoderma da
superfície. Considera-se que essa separação é mediada pela expressão de diferentes
moléculas de adesão celular. As células que se tornarão o tubo neural, originalmente
expressam E-caderina, mas elas param de expressar essa proteína ao se formar o tubo
e, em vez disso, sintetizam N-caderina e N-CAM (veja Figura 3.17). Como resultado,
os dois tecidos não aderem mais um ao outro. Se o ectoderma da superfície passar a
expressar N-caderina (injetando mRNA de N-caderina em uma das células do embrião
de Xenopus de duas cabeças), a separação do tubo neural da epiderme presuntiva é
dramaticamente impedida (Detrick et al., 1990; Fujimori et al., 1990).
*Colesterol parece ser necessário para a autoclivagem da proteína Sonic hedgehog. Mutações da
Sonic hedgehog podem impedir o fechamento do tubo neural em camundongos e no homem (Chiang
et al., 1996; Roessler et al., 1996); a porção ativa da Sonic hedgehog é sua região N-terminal. Essa
região é clivada da molécula precursora em uma reação que requer colesterol como um cofator
(Porter et al., 1996). No homem, certassíndromes envolvendo falhas no fechamento do tubo
neural foram relacionadas às mutações na síntese de colesterol (Kelley et al., 1996).
Figura 7.10Figura 7.10Figura 7.10Figura 7.10Figura 7.10
Neurulação em embriões humanos. (A) Seções dorsal e transversal de um embrião humano de 22
dias, iniciando a neurulação. Ambos neuróporos, anterior e posterior, estão abertos ao líquido
amniótico. (B) Vista dorsal de um embrião humano em neurulação, um dia depois. A região do
neuróporo anterior está se fechando, enquanto o neuróporo posterior permanece aberto. (C)
Regiões de fechamento do tubo neural postulado por evidência genética (superimposta ao corpo
do recém-nascido). (D) Anencefalia devido a falta de fusão da placa neural na região 2. (E)
Espinha bífida devida a falta de fusão na região 5 (ou pela falta de fechamento do neuróporo mais
posterior). (C-E de acordo com Van Allen et al., 1993.)
264 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(B)
(C)
(D)
(E)
(A) Conjunto secundário de
neurônios motores
Placa do assoalho
ventral doada
por outro embrião
Neurônios
motores
Placa do assoalho ventral
Sinais dorsais
Inibição dos sinais
dorsais por Sonic
hedgehog
Indução de neurônios
motores ventrolaterais
Figura 7.11Figura 7.11Figura 7.11Figura 7.11Figura 7.11
A modelagem dorsoventral do tubo neural.
(A) Diferenciação de neurônios motores é vis-
ta nos neurônios ventrolaterais; se as células
da placa do assoalho ou as células que ex-
pressam o Sonic hedgehog são transferidas
para uma posição lateral, neurônios motores
também serão formados. (B) BMP4 expres-
so na epiderme dorsal presuntiva durante a
formação do tubo neural. (C) Expressão de
BMP7 enquanto o tubo neural se fecha. (E)
Resumo das interações pela quais Sonic hed-
gehog promove o desenvolvimento de neurô-
nios motores e inibe sinais de dorsalização.
(de Yamada et al., 1993; Liem et al., 1995;
fotografias, cortesia de K.Liem.)
A modelagem dorsoventral do sistema nervoso
NQUANTO O TUBO NEURAL
está sendo formado, ele está rece-
bendo sinais de dois outros con-
Sonic hedgehog. O destino dorsal do
tubo neural é determinado pelas proteí-
nas morfogenéticas do osso, provavel-
mente BMP4 e BMP7. Essas proteínas são
expressas na epiderme dorsal presuntiva
(Figura 7.11B,C) e foi demonstrado que
elas contrariam o efeito da Sonic hedgehog
(permitindo a expressão de genes como
msx1 e Pax3 na porção dorsal do tubo
neural), além de promover a expressão de
outros genes dorsalmente específicos (Fi-
gura 7.11D). O papel dessas proteínas foi
confirmado por experiências in vitro nas
quais tubos neurais isolados foram expos-
tos a produtores desses sinais (Yamada et
al., 1993; Liem et al., 1995).
E
juntos de tecidos. Esses sinais são instru-
ções para que o tubo neural tenha uma de-
terminada polaridade dorsoventral. O tubo
neural ventral parece ser modelado pela
proteína Sonic hedgehog originária da no-
tocorda e das células da placa do assoalho
(veja Figura 7.7B; Ericson et al., 1996). Essa
proteína induz certas células do lado
ventrolateral do tubo neural a expressar
genes que as transformam em neurônios
motores (Figura 7.11A; Prancha 32). Sonic
hedgehog também funciona reprimindo a
expressão de genes como dorsalin, Pax3
e msx1 da porção ventral do embrião. Es-
ses genes seriam expressos normalmente
ao longo do tubo neural mas são inibidos
pelo sinal, ventralmente produzido pela
Neurulação secundária
A neurulação secundária envolve a formação do cordão medular e seu subseqüente
esvaziamento interno formando o tubo neural. Na rã e na galinha, esse tipo de neuru-
lação é geralmente identificado na formação das vértebras lombar e da cauda. Em
ambos os casos, a neurulação secundária pode ser vista como continuação da gastru-
lação. Entretanto, as células do lábio dorsal do blastóporo continuam a crescer
Informações adicionais Especulações&
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 265
Medula espinhal
Blastocele
Notocorda
Movimentos
involutivos
Placa neural
presuntiva
Movimentos de
extensão posterior
Ectoderma Lábio dorsal tardio
(articulação cordoneural)
Canal
ependimário
Canal neurentéricoÂnus
Parede
posterior
Articulação
cordoneural
Intestino
Notocorda
Teto Assoalho
(A) (B) (C)
ventralmente, em lugar de involuir para o embrião (Figura 7.12A,B). A região em cres-
cimento, na ponta do lábio, é chamada articulação cordoneural (Pasteels, 1937), e
contém precursores da porção mais posterior da placa neural e a porção posterior da
notocorda. O crescimento dessa região converte a gástrula aproximadamente esférica,
1.2mm de diâmetro, em um girino linear com 9mm de comprimento. A ponta da cauda é
um descendente direto do lábio dorsal do blastóporo, e as células que revestem o
blastóporo formam o canal neurentérico. A parte proximal do canal neurentérico,
funde com o ânus, enquanto que a porção distal se torna o canal ependimário (isto é,
o lúmen do tubo neural) (Figura 7.12C; Gont et al., 1993).
Na galinha, os tecidos localizados posteriomente ao neuróporo recentemente
fechado são chamados de broto da cauda. Como o broto da cauda da rã, essa
estrutura não é uma massa não diferenciada de células. Enxertando pequenas regi-
ões do broto da cauda da codorna no broto da cauda da galinha, Catala e colabora-
dores (1995) mostraram que o broto de cauda precoce, já tem células com um destino
determinado. Exatamente como no Xenopus, existe uma articulação cordoneural, e
essa região contém as células que dividem-se para formar ambas, a notocorda e a
corda medular. Como se dá na rã, essas células se movem posteriomente. O tubo
neural se forma à medida que a corda medular produz pequenas cavidades, que se
fundem umas às outras (Figura 7.13).
Diferenciação do tubo neural
A diferenciação do tubo neural nas várias regiões do sistema nervoso central ocorre
simultaneamente de três maneiras diferentes. Em nível anatômico macro, o tubo neural
e seu lúmen se expandem e se contraem para formar as câmaras do cérebro e a medula
espinhal. A nível de tecido, a população celular da parede do tubo neural se rearranja
para formar as regiões funcionalmente diferentes do cérebro e da medula espinhal.
Finalmente, no nível celular, as próprias células neuroepiteliais se diferenciam em
numerosos tipos de neurônios e células de suporte (gliais) presentes no corpo.
Formação das regiões do cérebroFormação das regiões do cérebroFormação das regiões do cérebroFormação das regiões do cérebroFormação das regiões do cérebro
O desenvolvimento precoce da maioria dos cérebros de vertebrados é parecido, mas
como o cérebro humano é provavelmente a matéria mais organizada do sistema solar e
o órgão mais interessante do reino animal, nos concentraremos no desenvolvimento
daquele que supostamente faz o Homo sábio.
Figura 7.12Figura 7.12Figura 7.12Figura 7.12Figura 7.12
Movimentos celulares durante a neurulação secundária em Xenopus. (A) Involuçào da mesoder-
ma no estágio de gástrula média.(B) Movimentos do lábio dorsal do blastóporo nos estágios de
gástrula tardia/ gástrula precoce. A involução cessou e ambos, o ectoderma e o mesoderma do
lábio tardio do blastóporo se movem posteriormente. (C) Estágio de girino precoce, onde as
células revestindo o blastóporo formam o canal neurentérico, parte do qual se torna o lúmen do
tubo neural secundário. (de Gont et al., 1993.)
266 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Lobos olfativos - Cheiro
3 vesículas primárias 5 vesículas primárias
Parede Cavidade
Telencéfalo
Cérebro anterior
(Prosencéfalo)
Diencéfalo
Cérebro médio
(Mesencéfalo)
Mesencéfalo
Cérebro posterior
(Rombencéfalo)
Metencéfalo
Mielencéfalo
Medula espinhal
Derivados Adultos
Medula - Centro reflexo de atividades
involuntárias
Ponte - Fibras nervosas entre o cérebro e o
cerebelo (somente mamíferos)
Cerebelo -Coordenação de movimentos
musculares complexos
Cérebro médio - Fibras nervosas entre os cérebro
anterior e posterior,
lobos ópticos e tectum.
Hipotálamo - Temperatura, sono e
regulação respiratória
Tálamo - Centro de retransmissão para neurônios
ópticos e auditivos
Epitálamo - Glândula pineal
Retina - Visão
Cérebro - Associação
Hipocampo - Armazenamento de memória
Notocorda
(A)
(B)
(C)
(D)
O tubo neural precoce de mamíferos é uma estrutura reta. Entretanto, mesmo antes
que a porção posterior do tubo se forme, a porção mais anterior está sofrendo mudan-
ças drásticas. Nessa região anterior, o tubo neural se expande em três vesículas primá-
rias (Figura 7.14): cérebro anterior (prosencéfalo), cérebro médio (mesencéfalo) e cére-
bro posterior (rombencéfalo). Quando se fecha a ponta posterior do tubo neural,
dilatações secundárias -as vesículas ópticas- se estendem lateralmente de cada lado
do cérebro anterior em desenvolvimento.
O cérebro anterior se subdivide no telencéfalo anterior e o diencéfalo mais cau-
dal. O telencéfalo formará os hemisférios cerebrais, e o diencéfalo formará o tálamo
e o hipotálamo e também a região que recebe os impulsos neurais da retina. Na
verdade, a própria retina é uma derivação do diencéfalo. O mesencéfalo não se
subdivide e seu lúmen se tornará o aqueduto cerebral. O rombencéfalo se subdividi-
rá em um mielencéfalo posterior e um metencéfalo mais anterior. O mielencéfalo vai
dar origem à medula oblongata (Bulbo), cujos neurônios dão origem aos nervos que
regulam os movimentos respiratórios, gastrointestinais e cardiovasculares. O
metencéfalo dá origem ao cerebelo, a parte do cérebro responsável pela coordena-
ção dos movimentos, postura e equilíbrio. O cérebro posterior (rombencéfalo) de-
senvolve um modelo segmentado que especifica os lugares de onde se originam
certos nervos. Alargamentos periódicos chamados rombômeros dividem o
Figura 7.13Figura 7.13Figura 7.13Figura 7.13Figura 7.13
Formação do tubo neural secundário no embrião de galinha de 25-somitos. (A) A formação do
cordão medular na ponta mais caudal do broto da cauda da galinha. (B) Cordão medular pouco
mais anterior no broto da cauda. (C) Formação de cavidades do tubo neural e formação da
notocorda. (D) Lumens coalescem para formar o canal central do tubo neural. (de Catala et al.,
1995; fotografias, cortesia de N. M. Le Douarin.)
Figura 7.14Figura 7.14Figura 7.14Figura 7.14Figura 7.14
Desenvolvimento precoce do cérebro humano. As três vesículas cerebrais primárias são subdi-
vididas enquanto o desenvolvimento continua. A direita estão os derivados em adultos, forma-
dos pelas paredes e cavidades do cérebro. (De acordo com Moore e Persaud, 1993.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 267
(A) (B) (D)
2
4
6
rombencéfalo em compartimentos menores. Os rombômeros representam “territóri-
os” separados de desenvolvimento onde células de cada rombômero podem se
misturar livremente dentro dele, mas não com células de rombômeros adjacentes
(Guthrie e Lumsden, 1991). Além disso, cada rombômero tem um destino de desen-
volvimento diferente. Isso foi extensivamente estudado na galinha, onde os primei-
ros neurônios aparecem nos rombômeros de número par, r2, r4 e r6 (Figura 7.15;
Lumsden e Keynes, 1989). Neurônios dos gânglios r2 formam o quinto nervo cranial
(trigêmeo); aqueles do r4 formam o sétimo nervo cranial (facial) e o oitavo
(vestibuloacústico); o nono nervo cranial (glossofaríngeo) nasce do r6. [ecto2.html]
A expansão do cérebro embrionário precoce é notável em sua velocidade, exten-
são e no fato de que isso resulta primariamente em um aumento de tamanho de cavida-
de e não de crescimento de tecido. Em embriões de galinha, o volume do cérebro
expande 30 vezes entre os dias 3 e 5 do desenvolvimento. Considera-se que essa
rápida expansão é causada por uma pressão fluida positiva, exercida contra as paredes
do tubo neural pelo fluido no seu interior. Seria de se esperar que essa pressão do
fluido fosse dissipada pela medula espinhal, mas isso parece não acontecer. Na verda-
de, enquanto as pregas neurais vão fechando a região entre o cérebro presuntivo e a
medula espinhal, o tecido dorsal circundante empurra para dentro, produzindo uma
constrição no tubo, na base do cérebro (Figura 7.16; Schoenwolf e Desmond, 1984;
Desmond e Schoenwolf, 1986; Desmond e Field, 1992). Essa oclusão (que também
ocorre no embrião humano) efetivamente separa a região cerebral presuntiva da futura
medula espinhal (Desmond, 1982). Se for removida a pressão do fluido na porção
anterior de um tubo neural assim ocluído, o cérebro da galinha aumenta a uma veloci-
dade muito menor e contém um número menor de células, quando comparado com
embriões controles, normais. A região ocluída do tubo neural abre novamente após a
expansão inicial, rápida, dos ventrículos cerebrais.
Figura 7.15Figura 7.15Figura 7.15Figura 7.15Figura 7.15
O cérebro posterior (Rombencéfalo) de um em-
brião de galinha de 2 dias, aberto para mostrar
as paredes laterais. Neurônios foram visuali-
zados pela marcação com anticorpo para pro-
teínas de neurofilamentos. Rombômeros 2, 4 e
6 podem ser identificados pela alta densidade
de axônios nesse estágio precoce do desenvol-
vimento. (de Lumsden e Keynes, 1989, corte-
sia de A. keynes.)
Figura 7.16Figura 7.16Figura 7.16Figura 7.16Figura 7.16
Oclusão do tubo neural para permitir a expan-
são da futura região do cérebro. (A) Corante
injetado na porção anterior do tubo neural de
galinha de 3 dias, enche a região do cérebro
mas não passa para a região espinhal. (B,C)
Seção do tubo neural da galinha na base do
cérebro (B) antes da oclusão e (C) durante a
oclusão. (D) A reabertura da oclusão, após au-
mento inicial do cérebro, permite a passagem
do corante da região do cérebro para a da me-
dula espinhal. (Cortesia de M. Desmond.)
268 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Prosencéfalo Mesencéfalo
Mes/Met
limite
Meten-
céfalo
Rombencéfalo
Medula espinhal
En (Engrailed)
Wnt1
Fgf8 (Fator de
crescimento do fibroblasto)
shh (Sonic
hedgehog)
Informações adicionais Especulações&
Determinando as regiões
do cérebro anterior e cérebro médio
pode ser crítica na modelagem da região
do cérebro anterior. Essa interface
corresponde a uma zona limitans e é tam-
bém a fonte de Sonic hedgehog, uma pro-
teína difusível considerada indutora de
modelagem durante a gastrulação e for-
mação de membros (Figura 7.18; Rubens-
tein e Puelles, 1994).
Uma das regiões críticas para o de-
senvolvimento do cérebro médio é a bor-
da entre o metencéfalo/mesencéfalo que
normalmente dará origem aos tecidos do
istmo. Aqui não se verifica uma fronteira
morfológica, mas ela é marcada pela por-
ção mais posterior, onde se expressa o
gene Otx2. Quando tecido da junção
mesencéfalo médio e anterior é transplan-
tado ao diencéfalo ou rombencéfalo, ele
induz as células que o rodeiam a desen-
volver destinos mesencefálicos (no
diencéfalo) ou cerebelares (no rombencé-
falo) (Figura 7.19A; Bally-Cuif e Wassef,
1994; Marin e Puelles, 1994). Se a junção
for girada pode se dar uma “triplicação”,
pois tecidos em ambos os lados do enxer-
to são induzidos (Figura 7.19B).
Essa região indutora mes/met parece
ser controlada pelo fator de crescimento
de fibroblasto 8 (FGF8). Crossley e cole-
gas (1996) verificaram que esse tecido for-
mador de istmo secreta FGF8. Mais ainda,
quando transplantaram partículas conten-
do FGF8 para o diencéfalo ou o romben-
céfalo, eles obtiveram duplicadas as mes-
mas estruturas do cérebro médio. Partícu-
las controle embebidas em salina não
mostraram essa duplicação. As partículas
identidade ântero-posterior de
cada vesícula do cérebro de ma-
míferos é especificada durante aA
gastrulação pelo mesoderma precordal e
pela notocorda. Essa especificação pare-
ce ser estabilizada no estágio de placaneural, por interações a nível do ectoder-
ma. Somente as moléculas principais en-
volvidas na especificação dos cérebros
anterior e médio serão aqui discutidas; os
detalhes da especificação do cérebro pos-
terior e da medula espinhal pelo gene Hox
serão discutidos no Capítulo 16.
As regiões dos cérebros anterior e
médio são definidas pelo mesoderma
subjacente e pela notocorda anterior. Os
genes Lim1 e Otx2 são expressos por
esses tecidos mesodérmicos anteriores.
Se um deles não está presente, o embrião
não forma o cérebro anterior ou o médio.
Na parte caudal, em relação ao rombô-
mero 2, os embriões parecem normais (Fi-
gura 7.17; Acampora et al., 1995; Shawlot
e Behringer, 1995).
Rubenstein e Puelles (1994) propu-
seram que o cérebro anterior é composto
por seis regiões neuroméricas chamadas
prosômeros. Os prosômeros p1-p3 cor-
respondem ao diencéfalo e os prosôme-
ros p4-p6 ao hipotálamo (ventralmente)
e ao telencéfalo (dorsalmente). Os limi-
tes prosoméricos coincidem com os limi-
tes de expressão de vários genes que são
considerados importantes na especifica-
ção neural. Eles também são considera-
dos como limitantes de respostas a cer-
tos estímulos externos. A interface p2/p3
Figura 7.17Figura 7.17Figura 7.17Figura 7.17Figura 7.17
Fenótipo sem cabeça de camundongo defici-
ente em Lim1. Dois camundongos com
“knockout” de Lim1 estão na parte de baixo
da figura; um filhote do tipo selvagem está na
parte de cima. A maioria dos mutantes Lim1
morrem antes do nascimento. As pinas do ou-
vido (flechas) são as estruturas mais anterio-
res nesses mutantes. (de Shawlot e Behringer,
1995; cortesia dos autores.)
Figura 7.18Figura 7.18Figura 7.18Figura 7.18Figura 7.18
Estrutura neuromérica do cérebro com super-
posição dos hipotéticos eventos indutivos. A
área limite mesencéfalo/metencéfalo é positi-
va para a expressão dos genes Fgf8 e Wnt1. A
borda p2/p3 é considerada a fonte da proteína
Sonic hedgehog. (de acordo com Bally-Cuif e
Wassef, 1995.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 269
Mesencéfalo
(A)
Cérebro médio e cerebelo
Diencéfalo TectumMes/Met
limite
Telencéfalo Metencéfalo
Região expressando En
Cérebro médio
Rombencéfalo
Cerebelo
En (Engrailed)
Wnt1
Fgf8 (Fator de
crescimento do fibroblasto)
Cérebro posterior
Diencéfalo
(B)
Mesencéfalo
Peça
invertida
ist/cb
istmo/
cerebelo
Rombencéfalo
RombencéfaloRombencéfalo
Eixo longo
Diencéfalo
Diencéfalo
MesencéfaloMesencéfalo
Indução
da estrutura
mesencefálica
Duplicação e polarização
relativa ao tecido cerebelar
En mais próximo
com FGF8 também induziram a expressão
de três genes nos tecidos circundantes -
Wnt1, Engrailed-2 e o próprio Fgf8. Es-
ses três genes são normalmente expres-
sos na região do istmo. Wnt1 e Engrailed
são considerados importantes na forma-
ção do cerebelo. Mesmo que o cerebelo
não expresse genes Wnt1, camundongos
deficientes em Wnt1 não possuem a re-
gião do cérebro médio e nem o cerebelo
(McMahon e Bradley, 1990; Thomas e
Cappecchi, 1990). Wnt1 parece manter a
expressão do gene Engrailed nas células
precursoras cerebelares, permitindo a sua
proliferação (Dickinson et al., 1994;
Danielian e McMahon, 1996). [ecto3.html]
Figura 7.19Figura 7.19Figura 7.19Figura 7.19Figura 7.19
A região da junção mesencéfalo/metencéfalo
(“mes/met”) pode agir como um indutor do
desenvolvimento do cérebro médio e da ex-
pressão “engrailed” quando rodada ou trans-
plantada a outras regiões do cérebro. (A) O
transplante da junção mes/met induz a expres-
são do gene engrailed e das estruturas do cére-
bro médio e cerebelo em posições ectópicas.
(B) Rotação da junção mes/met causa “tripli-
cação” de certas estruturas, como o tectum
óptico. Abreviações: gt, griseum tectale; TS,
torus semicircularis: P1, segmento pre-tectal;
P2, segmento talâmico dorsal; cb, cerebelo; ot,
tectum óptico; ist, istmo; III, terceiro nervo
cranial ou oculomotor; IV, quarto nervo cranial
ou troclear. A polaridade postulada é repre-
sentada por flechas. (B de acordo com Ru-
benstein e Puelles, 1994.)
270 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Arquitetura de TArquitetura de TArquitetura de TArquitetura de TArquitetura de Tecido no Sistema Nervoso Centralecido no Sistema Nervoso Centralecido no Sistema Nervoso Centralecido no Sistema Nervoso Centralecido no Sistema Nervoso Central
Os neurônios do córtex cerebral estão organizados em camadas, cada uma tendo dife-
rentes funções e conexões. O tubo neural original é composto de um neuroepitélio
embrionário, formado por uma única camada de células. Essa população de células
divide-se rapidamente. Sauer (1935) e outros mostraram que essas células estão presen-
tes na parede do tubo neural continuamente, da borda luminal até a borda externa, mas
como seus núcleos estão em diferentes alturas, tem-se a impressão que a parede do tubo
neural é composta por diversas camadas de células. A síntese de DNA (fase S) ocorre
quando o núcleo está na borda externa do tubo, e o núcleo migra luminalmente enquanto
a mitose continua (Figura 7.20). A mitose ocorre no lado luminal da camada celular.
Durante o desenvolvimento precoce de mamíferos, 100% das células do tubo neural
incorporam timidina radioativa ao DNA (Fujita, 1964). Logo em seguida, certas células
não mais incorporam esses precursores de DNA, indicando que não estão mais partici-
pando da síntese de DNA e da mitose. Essas células neurônicas e da glia podem, agora,
se diferenciar na periferia do tubo neural (Fujita, 1966; Jacobson, 1968).
Se células em divisão são marcadas com timidina radioativa em um único estágio
de seu desenvolvimento e seus descendentes são identificados no córtex externo
do cérebro adulto, isso significa que os neurônios tiveram que migrar para sua
posição cortical a partir do neuroepitélio embrionário. Isso acontece quando a célu-
la se divide “verticalmente” em lugar de “horizontalmente”. Nesses casos, a célula
adjacente ao lúmen fica ligada à superfície ventricular, enquanto a outra célula filha
se afasta (Chenn McConnell, 1995). Essa divisão é a ultima do neurônio e é chamada
de “aniversário” do neurônio. Diferentes neurônios e células gliais têm seus aniver-
sários em tempos diferentes. Marcação em diferentes pontos do desenvolvimento
mostra que células com aniversários mais precoces migram distâncias mais curtas.
Células com aniversários mais tardios, migram através dessas camadas para formar
as regiões superficiais do córtex. A diferenciação que se segue depende da posição
que esses neurônios ocupam uma vez fora da região de células em divisão
(Letourneau, 1977; Jacbson, 1991).
Figura 7.20Figura 7.20Figura 7.20Figura 7.20Figura 7.20
Seção esquemática do tubo neural de um embrião de galinha, mostrando a posição do núcleo de
uma célula neuroepitelial como função do ciclo celular. Células mitóticas são encontradas próxi-
mo ao centro do tubo neural, adjacente ao lúmen. (B) Micrografia eletrônica de varredura de um
tubo neural de galinha, recém-formado, mostrando células em diferentes estágios do ciclo celular.
(A de acordo com Sauer, 1935; B, cortesia de K. Tosney.)
Lúmen do tubo neural
(A) Estágio do ciclo celular
(B)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 271
Placa cortical (CP) Lâmina dissecans (L)
Zona intermediária (I) Zona marginal (M)
Camada ependimária (E) Camada granular (GL)
Zona ventricular Zona
germinal (V) subventricular (S)
Camada granular Camada das células
externa (EG) de Purkinje (P)
Medula espinhal
Cerebelo
“Camada molecular”
de axônios das
células granulares
Tubo neural
Camada molecular
Córtex cerebral
Neocórtex
Massa branca
Enquanto as células adjacentes ao lúmen continuam a se dividirem, as células
migratórias formam uma segunda camada ao redor do tubo neural original. Essa
camada se torna progressivamente mais espessa à medida que mais células doneuroepitélio embrionário são adicionadas. Essa nova camada é chamada zona do
manto (ou intermediária) e o epitélio embrionário é agora chamado de zona
ventricular (e, mais tarde, epêndima) (Figura 7.21). As células da zona do manto se
diferenciam em neurônios e células gliais. Os neurônios fazem conexões entre si e
emitem axônios se afastando do lúmen, criando portanto uma zona marginal pobre
em células. Células gliais cobrem muitos desses axônios da zona marginal com bai-
nhas de mielina, dando-lhes uma aparência esbranquiçada. Assim, a zona do manto,
contendo os corpos celulares, é freqüentemente referida como massa cinzenta, e a
camada marginal, axonal, como massa branca.
O esquema básico de três camadas: a ependimária, a do manto e a marginal é
mantido durante todo o desenvolvimento, tanto na medula espinhal como no bulbo. A
massa cinzenta (manto) gradualmente adquire uma estrutura com forma de borboleta
rodeada pela massa branca; ambas são envolvidas por tecido conjuntivo. À medida
que o tubo neural amadurece, um sulco longitudinal -sulcus limitans- aparece para
dividi-lo em duas partes, dorsal e ventral. A porção dorsal recebe estímulos dos
Figura 7.21Figura 7.21Figura 7.21Figura 7.21Figura 7.21
Diferenciação das paredes do tubo neural. Se-
ção de um tubo neural humano de 5 semanas,
contendo 3 zonas: ependimária, manto e mar-
ginal. Na medula espinhal e no bulbo (linha
superior), o epêndima é a única fonte de neu-
rônios e células gliais. No cerebelo (linha do
meio) uma segunda camada mitótica, a cama-
da granular externa, se forma na região mais
remota do epêndima. Neuroblastos dessa ca-
mada migram de volta para a zona intermediá-
ria para formar as células do grânulo. No córtex
cerebral (linha inferior), os neuroblastos ou
glioblastos em migração formam uma placa
cortical contendo seis camadas. (De acordo com
Jacobson, 1991.)
272 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Camada ependimária
(ventricular)
(A) (B) (C) (D)
Região
presuntiva basal
Região
presuntiva alar
Sulcus
limitans
Epiderme
(E)
Neurônio de associação
Gânglio da
raiz dorsal
Raiz dorsal
Nervo
espinhal
Neurônio
sensorial
Neurônio
somático motor
Camada marginal Camada
do manto
Figura 7.22Figura 7.22Figura 7.22Figura 7.22Figura 7.22
Desenvolvimento da medula espinhal huma-
na. (A-D) O tubo neural é funcionalmente di-
vidido nas regiões dorsal (alar, A) e ventral
(basal, B), separadas pelo sulcus limitans.
Enquanto os condroblastos da região escleró-
toma do somito formam as vértebras espinhais,
o tubo neural se diferencia nas zonas ependi-
mária, do manto e marginal, e o teto e o
assoalho se tornam distintos. (E) Um segmen-
to da medula espinhal com suas raízes senso-
riais (alar) e motoras (basal). (De acordo com
Larsen, 1993.)
neurônios sensoriais, enquanto a porção ventral está envolvida na realização de vári-
as funções motoras (Figura 7.22).
Organização do cerebeloOrganização do cerebeloOrganização do cerebeloOrganização do cerebeloOrganização do cerebelo
No encéfalo, a migração celular, o crescimento diferencial e a morte celular seletiva
produzem modificações no modelo de três camadas, especialmente no cerebelo e no
cérebro. Alguns neurônios penetram a massa branca para diferenciarem-se em aglo-
merados de neurônios chamados núcleos. Cada núcleo desempenha o papel de uma
unidade funcional, servindo como uma estação de retransmissão entre as camadas
externas do cerebelo e outras partes do encéfalo. Além disso, as células neurônicas
precursoras, em divisão, neuroblastos, migram para a superfície externa do cerebelo
em desenvolvimento, formando uma nova zona embrionária, camada embrionária
externa, próxima ao limite externo do tubo neural. No limite externo da camada embri-
onária externa (na espessura de uma ou duas células), os neuroblastos proliferam. Na
parte interna da camada estão os neuroblastos pós-mitóticos que são os precursores
dos neurônios mais importantes do córtex do cerebelo, as células granulares. Essas
células neuronais pré-granulares migram de volta para a massa branca do cerebelo em
desenvolvimento para produzir células neurônicas granulares em uma região chamada
camada granular interna. Enquanto isso, a camada ependimária original do cerebelo
origina uma grande variedade de neurônios e células gliais, incluindo os notáveis e
grandes neurônios de Purkinje. Cada um deles tem um enorme aparelho dendrítico,
que se espalha como um leque sobre o corpo celular em forma de bulbo. Uma célula
de Purkinje típica pode formar até 100.000 sinapses com outros neurônios, mais do que
qualquer outro neurônio estudado. Cada neurônio de Purkinje também emite um axônio
delgado que se comunica com outras células nos núcleos cerebelares profundos.
O desenvolvimento de uma organização espacial é crítico para o funcionamento
correto do cerebelo. Todos os impulsos regularão a atividade da células de Purkinje,
que são os únicos neurônios que liberam impulsos para fora do córtex cerebelar. Para
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 273
Processo condutor
do neurônio
Neurônio em
migração
Processo da
célula glial
(C)
(A)
(B)
que isso aconteça, as células adequadas devem se diferenciar no tempo e local ade-
quados. Como isso acontece?
Um mecanismo considerado importante para posicionar neurônios jovens dentro
de encéfalo de mamíferos em desenvolvimento é o direcionamento glial (Rakic, 1972;
Hatten, 1990). Através do córtex, os neurônios parecem caminhar no “monotrilho da
glia” para seu respectivo destino. No cerebelo, os precursores das células granulares
caminham nos longos prolongamentos da glia de Bergmann (Figura 7.23; Rakic e
Sidman, 1973; Rakic, 1975). A interação neuroglial consiste em uma complexa e fasci-
nante série de eventos, envolvendo reconhecimento recíproco entre a glia e o
neuroblasto (Hatten, 1990; Komuro e Rakic, 1992). O neurônio mantém sua adesão à
célula da glia através de várias proteínas, a mais importante sendo uma proteína de
adesão chamada astrotactina. Se a astrotactina na célula nervosa é mascarada pelo
seu respectivo anticorpo, a célula nervosa não adere ao prolongamento da glia
(Edmondson et al., 1988; Fishell e Hatten, 1991).
A análise de mutações neurológicas no camundongo poderá, em breve, fornecer
conhecimentos novos sobre os mecanismos de ordenação espacial. Mais de 30 muta-
ções conhecidas afetam o arranjo de neurônios cerebelares. Muitos dos mutantes
cerebelares foram encontrados porque o fenótipo de tais mutantes - principalmente a
inabilidade de manter o equilíbrio ao andar - pode ser facilmente reconhecido. Por
razões óbvias essas mutações são identificadas na língua inglesa com nomes como
weaver, reeler, staggerer e waltzer. [ecto4.html], [ecto5.html]
Figura 7.23Figura 7.23Figura 7.23Figura 7.23Figura 7.23
Migração neurônica em prolongamentos gliais.
(A) Diagrama com um neurônio cortical mi-
grando em um prolongamento da célula glial.
(B) Micrografia eletrônica da região onde a
soma do neurônio adere ao prolongamento glial.
(C) Fotografias seqüenciais de um neurônio
migrando em um prolongamento de glia
cerebelar. A extremidade anterior do neurônio
apresenta várias extensões filopódicas. Ela
atinge velocidades de 60 µm/hora em sua mi-
gração nos prolongamentos gliais. (A de acor-
do com Rakic, 1975; B de Gregory et al., 1988;
C de Hatten, 1990, cortesia de M. Hatten.)
274 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Injeções de [3H] - timidina
Camadas
corticais
Massa
branca
Camada
ventricular
Dias de gestação Nascimento
Organização cerebralOrganização cerebralOrganização cerebralOrganização cerebralOrganização cerebral
A disposição em três zonas é também modificada no cérebro, que é organizado de
duas maneiras distintas. Primeiro, de maneira análoga ao cerebelo, a organização ver-
tical é feita em camadas que interagem entre si (veja Figura 7.21).Certos neuroblastos
da zona do manto migram na glia através da massa branca para dar origem a uma
segunda zona de neurônios. Essa nova zona de manto é chamada córtex do neopáleo.
Esse córtex se estratifica em seis camadas de corpos celulares e a forma adulta desses
neurônios do neopáleo só se completa na metade da infância. Cada camada do córtex
cerebral é diferente da outra em relação às suas propriedades funcionais, os seus tipos
de neurônios e os conjuntos de conexões que produzem. Por exemplo, neurônios da
camada 4 recebem seu principal estímulo do tálamo (a região que se forma do
diencéfalo), enquanto os neurônios na camada 6 enviam sua maior produção de volta
para o tálamo. Segundo, horizontalmente o córtex cerebral está organizado em mais de
40 regiões que regulam, anatomica e funcionalmente, processos distintos. Por exem-
plo, neurônios da camada cortical 6 do córtex visual projetam axônios para o núcleo
lateral geniculado do tálamo, enquanto neurônios da camada 6 do córtex auditivo
(localizado mais anteriormente que o córtex visual) projetam axônios ao núcleo médio
geniculado do tálamo.
Nem a organização vertical e nem a horizontal são especificamente clonadas. Na
verdade, existe um grande número de movimentos celulares que misturam a descen-
dência de várias células precursoras. Após sua mitose final, a maioria dos neurônios
recém- gerados migram radialmente, ao longo dos prolongamentos da glia, para fora
da zona ventricular (ependimária) e formam a placa cortical abaixo da pia-mater do
cérebro. Assim como no córtex cerebelar, os neurônios com os “aniversários” mais
cedo formam a camada mais próxima do ventrículo. Os neurônios subseqüentes cami-
nham distâncias maiores para formar as camadas mais superficiais do córtex. Isso
forma um gradiente de desenvolvimento “ao avesso” (ou “invertido”) (Figura 7.24;
Rakic, 1974). Uma única célula germinativa pode produzir neurônios (e células gliais)
Figura 7.24Figura 7.24Figura 7.24Figura 7.24Figura 7.24
“Gradiente invertido” na formação do córtex
cerebral no macaco rhesus. Os “aniversários”
dos neurônios corticais foram determinados
injetando [3H]-timidina endovenosamente nos
animais em determinados tempos de gestação.
Após o nascimento dos animais, verificou-se
que as células mais fortemente marcadas eram
aquelas que estavam na fase S do seu último
ciclo de divisão. Essas células migraram para
várias regiões e foram detectadas por auto-
radiografia de cortes microscópicos. A figura
representa a posição desses neurônios indica-
dos no córtex visual. O tempo de gestação no
macaco rhesus é de 165 dias. Os neurônios
mais jovens estão na periferia do tubo neural
(De acordo com Rakic, 1974.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 275
Migração
neural do
hospedeiro
[3H]-timidina no dia embrionário 29(A) (C) (D)
Massa
branca
C
am
ad
as
 c
or
ti
ca
is
[3H]-timidina no dia pós-natal 1
Massa
branca
Camadas corticais
P
or
ce
nt
ag
em
 d
e 
ne
ur
ôn
io
s 
m
ar
ca
do
s 
co
m
 [
3 H
]-
ti
m
id
in
a
Migração neural
do hospedeiro
Camadas corticais
Camada
intermediária
Camada
ventricular Célula glial
Destino independente da
célula quando transplantada
após última fase S.
Destino condicionado ao
hospedeiro quando
transplantado na fase S.
em qualquer das camadas corticais (Walsh e Cepko, 1988). Mas, como é que a célula
reconhece a camada na qual deve entrar? McConnell e Kaznowski (1991) mostraram
que a determinação da identidade laminar (isto é, para qual camada a célula migrará) é
feita durante a divisão celular final. Células transplantadas de cérebros jovens (onde
elas formariam a camada 6) para cérebros mais velhos, cujos neurônios migratórios
estão formando a camada 2 após sua última divisão, mantêm seu destino e migram
somente para a camada 6. Entretanto, se as células são transplantadas antes de sua
divisão final (na metade da fase S), elas não têm destino fixo e podem migrar para a
camada 2 (Figura 7.25). Os destinos de células progenitoras mais velhas são mais
determinados. As células cerebrais corticais progenitoras precoces têm o potencial
para transformarem-se em qualquer neurônio (nas camada 2 ou 6, por exemplo), mas as
células corticais progenitoras tardias dão origem somente a neurônios da camada
superior (camada 2) (Frantz e McConnell, 1996). Ainda não conhecemos a natureza da
informação transmitida à célula ao ser fixado o seu destino.
Nem todos os neurônios migram radialmente. O’Rourke e seus colegas (1992)
marcaram neurônios jovens com corante fluorescente e seguiram sua migração atra-
vés do cérebro. Enquanto mais ou menos 80% dos jovens neurônios migraram radial-
mente em processos gliais, da zona ventricular para a placa cortical, aproximadamente
12% deles migraram lateralmente de uma região funcional do córtex para outra. Essas
observações estão de acordo com aquelas de Walsh e Cepko (1992), que infectaram
células ventriculares com um retrovírus e conseguiram corar essas células e seus
descendentes após o nascimento. Eles descobriram que os descendentes neurais de
Figura 7.25Figura 7.25Figura 7.25Figura 7.25Figura 7.25
Determinação de identidade laminar em cérebro de doninha. (A) Precursores neuronais “pre-
coces” (aniversários no dia embrionário 29) migram para a camada 6. (B) Precursores neuronais
“tardios” (aniversários no dia pós-natal 1) migram mais adiante para as camadas 2 e 3. (C)
Quando os precursores precoces (vermelho) são transplantados em zonas ventriculares mais
velhas, após sua última fase S mitótica, os neurônios que eles formam migram para a camada
6. (D) Se esses precursores são transplantados antes ou durante sua última fase S, seus
neurônios migram (com os neurônios do hospedeiro) para a camada 2. (De acordo com
McConnell e Kaznowski,1991.)
276 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
uma única célula ventricular estavam dispersos através das regiões funcionais do
córtex. Quando neurônios do córtex do cérebro anterior foram transplantados para a
região que formaria o corpo estriado, essas células adquiriram a morfologia do estriado
(Fishell, 1995). Portanto, a especificação de funções determinadas pelas áreas corticais
ocorre após a neurogênese. Considera-se que chegando a seu destino final, as células
produzem moléculas adesivas específicas que as organizam e as agrupam como núcle-
os cerebrais (Matsunami e Takeichi, 1995).
O cérebro é bastante plástico e o desenvolvimento do córtex neopáleo humano é
particularmente notável a esse respeito. O cérebro humano continua a se desenvolver
na velocidade do desenvolvimento fetal, mesmo após o nascimento (Holt et al., 1975).
Baseado em critérios morfológicos e de comportamento, Portmann (1941, 1945) suge-
riu que, comparada com outros primatas, a gestação humana deveria durar 21 meses
em lugar de 9. Entretanto, nenhuma mulher poderia dar à luz um feto de 21 meses, pois
sua cabeça não passaria pelo canal do parto; assim a espécie humana dá à luz após 9
meses. Montagu (1962) e Gould (1977) sugeriram que durante o primeiro ano de vida,
somos essencialmente fetos extra-uterinos, e eles especulam que a inteligência huma-
na vem da estimulação do sistema nervoso que está se formando durante aquele
primeiro ano.*
Tipos de neurônios
O cérebro humano consiste de mais de 1011 células nervosas (neurônios) associadas
com mais de 1012 células gliais. Aquelas células que permanecem como componentes
integrais do revestimento do tubo neural se transformam em células ependimárias.
Essas células podem dar origem a precursores de neurônios e células gliais. Conside-
ra-se que a diferenciação dessas células precursoras é principalmente determinada
pelo ambiente no qual elas entram (Rakic e Goldman, 1982) e que, em pelo menos
alguns casos, uma determinada célula precursora pode formar ambos, neurônios e
células gliais (Turner e Cepko, 1987). Existeuma grande variedade de tipos de neurô-
nios e células gliais (como fica evidente pela comparação entre uma célula granular
relativamente pequena e o enorme neurônio de Purkinje). As delgadas extensões das
células, usadas para captar impulsos elétricos são chamadas dendritos (Figura 7.26).
Alguns neurônios desenvolvem somente alguns dendritos, enquanto outras células
(como os neurônios de Purkinje) desenvolvem extensas áreas para interações celula-
res. Muito poucos dendritos são encontrados em neurônios corticais no nascimento,
mas uma das coisas maravilhosas, a respeito do primeiro ano de vida do ser humano,
é o aumento do número dessas regiões receptivas nos neurônios corticais. Durante
esse ano, cada neurônio cortical desenvolve um número suficiente de dendritos (ou
superfície dendrítica) para acomodar até 100.000 conexões com outros neurônios. O
neurônio cortical, em média, se conecta com 10.000 outros neurônios. Esse padrão de
conexões neurais (sinapses) permite ao córtex humano funcionar como o centro para
o aprendizado, raciocínio e memória, e a desenvolver a capacidade de expressão sim-
bólica, bem como a produção de respostas a estímulos interpretados.
Outra característica importante de um neurônio em desenvolvimento é seu axônio
(às vezes chamado um neurito). Enquanto os dendritos são freqüentemente numero-
sos e não se extendem muito além do corpo da célula nervosa, ou soma, os axônios
podem se alongar por vários centímetros. Os receptores da dor no dedo grande (hálux)
do pé, por exemplo, precisam transmitir suas mensagens por um longo caminho até a
* Ao contrário do que afirma um filme antiaborto, amplamente divulgado, o córtex cerebral
humano não tem conexões neurônicas na 12a semana de gestação (e, portanto, não pode se mover
em resposta a um pensamento, nem mostrar consciência ou medo). A atividade elétrica mensurável,
característica de células neurais (o padrão do eletroencefalograma, ou EEG) é verificada inicialmen-
te aos 7 meses de gestação. Morowitz e Trefil (1992) sugeriram provocativamente que tendo a
sociedade, nos Estados Unidos, aceito que a definição de morte é a perda do padrão de EEG, talvez
ela devesse aceitar a aquisição do padrão de EEG como o começo da vida humana.
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 277
Dendritos
RECEPTOR
Cone do
axônio
Segmento
inicial
do axônio Chegada de impulsos
via axônios de outros
neurônios
CONDUTOR Nó de
Ranvier
Impulso
nervoso
Célula de
Schwann
Bainha de mielina
EFETOR
Músculo esquelético
medula espinhal. Um dos conceitos fundamentais da neurobiologia é que o axônio é
uma extensão contínua do corpo da célula nervosa. Na virada do século vinte, várias
teorias competiam para explicar a formação de axônios. Schwann, um dos fundadores
da teoria celular, acreditava que numerosas células neurais se ligavam umas às outras,
em forma de cadeia, para formar um axônio. Hensen, o descobridor do nódulo embrio-
nário, admitia que o axônio se formava ao redor de fibras citoplasmáticas pré-existen-
tes entre as células. Wilhelm His (1886) e Santiago Ramón y Cajal (1890) postularam
que o axônio era, na verdade, uma projeção (apesar de extremamente grande) do corpo
celular (soma). Em 1907, Ross Harrison demonstrou a validade da teoria da projeção
com um elegante experimento que foi a pedra fundamental tanto da ciência do desen-
volvimento neurobiológico como da técnica de cultura de tecidos. Harrison isolou
uma porção de um tubo neural de um girino de rã de 3mm; nesse estágio, logo após o
fechamento do tubo neural, não há uma diferenciação visível dos axônios. Ele colocou
esses neuroblastos em uma gota de linfa de rã sobre uma lamínula e a inverteu sobre
outra lâmina com depressão, de modo a poder observar o que se passava nessa “gota
pendente”. O que Harrison viu foi a emergência de axônios como projeções dos neu-
roblastos, alongando a 56 µm/hora.
Esse prolongamento do nervo é liderado pela ponta do axônio, chamada de cone
de crescimento (Figura 7.27). Esse cone não progride em linha reta, mas vai “abrindo
caminho” ao longo do substrato. O cone de crescimento se move por elongação e
contração de filopódios afilados, chamados microespículas. Essas microespículas
contêm microfilamentos, orientados paralelamente ao eixo longo do axônio (essa é
uma situação similar àquela dos microfilamentos filopódicos das células mesenquima-
tosas secundárias em equinodermos). Tratando os neurônios com citocalasina B, as
microespículas de actina são destruídas, inibindo seu avanço ulterior (Yamada et al.,
1971; Forscher e Smith, 1988). Dentro do próprio axônio, o suporte estrutural é
Figura 7.26Figura 7.26Figura 7.26Figura 7.26Figura 7.26
Diagrama de um neurônio motor. Impulsos recebidos pelos dendritos e o neurônio estimula-
do podem transmitir impulsos elétricos através do axônio (que podem ter 60 a 90 cm de
comprimento) para o tecido alvo. A bainha de mielina que promove o isolamento do axônio
é formada pelas células de Schwann adjacentes. (De acordo com Bloom e Fawcett, 1975.)
278 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Microespículas
C
on
e 
de
 c
re
sc
im
en
to
(B)(A) (C)
fornecido por microtúbulos, e o axônio se retrairá se for colocado em uma solução de
colchicina. Assim, o neurônio em desenvolvimento retém as mesmas cartacterísticas
que foram observadas nas regiões de articulação dorsolateral do tubo neural, a saber,
alongamento por microtúbulos e modificações da forma apical pelos microfilamentos.
Como na maioria das células migratórias, os filopódios exploratórios do axônio aderem
ao substrato e exercem uma força que puxa o resto da célula para frente. Os axônios
não crescerão se o cone de crescimento não conseguir avançar (Lamoureux et al.,
1989). Além da função estrutural na migração de axônios, os filopódios têm também
uma função sensorial. Explorando o ambiente à frente do cone de crescimento, cada
filopódio faz a amostragem dos microambientes e manda sinais de volta para o corpo
da célula (Davenport et al., 1993). Como veremos no Capítulo 8, os filopódios são as
organelas fundamentais envolvidas na determinação do caminho do neurônio.
Neurônios transmitem impulsos elétricos de uma região a outra. Usualmente esses
impulsos vão dos dendritos à soma do nervo, de onde são focalizados nos axônios.
Para impedir a dispersão do sinal elétrico e facilitar a sua condução, o axônio, no
sistema nervoso central é isolado em intervalos por processos que se originam de um
tipo de célula glial chamada oligodendrócito. Um oligodendrócito se enrola ao redor
do axônio em desenvolvimento; produz, então, uma membrana especializada que é rica
em proteína básica mielina e se espirala ao redor do axônio central (Figura 7.28). Essa
membrana especializada é chamada bainha de mielina. (No sistema nervoso periférico,
uma célula glia chamada célula de Schwann realiza essa mielinização.) A bainha de
mielina é essencial para uma adequada função neural, e a desmielinização das fibras
nervosas está associada à convulsões, paralisia e vários outros problemas de saúde,
debilitantes ou mortais. No mutante trembler do camundongo, as células de Schwann
não conseguem produzir um determinado componente protéico da bainha de mielina,
fazendo com que a mielinização do sistema nervoso periférico seja deficiente, mas
normal no sistema nervoso central. Ao contrário, em outro mutante de camundongo,
jimpy, o sistema nervoso central é deficiente em mielina, enquanto o periférico não é
afetado (Sidman et al., 1964; Henry e Sidman, 1988).
O axônio também precisa ser especializado na secreção de neurotransmissores
específicos nos pequenos espaços (fendas sinápticas) que separam o axônio da su-
perfície da célula alvo (soma, dendritos, ou o axônio de um neurônio receptor ou um
Figura 7.27Figura 7.27Figura 7.27Figura 7.27Figura 7.27
Microespículas de actina em cones de crescimento de axônios como vistos por (A) microscopiaeletrônica de transmissão, (B) microscopia de contraste da interface diferencial e (C) microscopia
de fluorescência com anticorpos fluorescentes à actina. (A de Letourneau,1979; B e C de
Forscher e Smith, 1988. Todas fotografias, cortesia dos autores.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 279
Célula oligodendroglial
Axônio MIELINIZAÇÃO
NO SISTEMA
NERVOSO CENTRAL
Nó de Ranvier
MIELINIZAÇÃO NO
SISTEMA NERVOSO PERIFËRICO
Axônio
Célula de Schwann
Axônio
Célula de Schwann(A)
(B)
(C)
sítio receptor em um órgão periférico). Alguns neurônios são capazes de sintetizar e
secretar acetilcolina, enquanto outros desenvolvem vias enzimáticas para sintetizar e
secretar epinefrina, norepinefrina, octopamina, serotonina, ácido γ−aminobutírico,
dopamina, ou algum outro neurotransmissor. Cada neurônio precisa ativar aqueles
genes responsáveis pela produção de enzimas capazes de sintetizar seus
neurotransmissores. Portanto, o desenvolvimento neurônico envolve diferenciação
tanto estrutural como molecular.
Desenvolvimento do olho em vertebrados
O indivíduo conhece seu ambiente pelos seus órgãos sensoriais. Os principais órgãos
do sentido da cabeça se desenvolvem a partir das interações do tubo neural com uma
série de espessamentos epidérmicos chamados de placódios ectodérmicos cranianos.
Os placódios mais anteriores são os dois placódios olfativos que formam os gânglios
dos nervos olfativos, responsáveis pelo sentido do olfato. Os placódios auditivos, da
mesma maneira, se invaginam para formar o labirinto do ouvido interno, cujos neurô-
nios formam o gânglio acústico que nos permite ouvir. Nessa parte, focalizaremos o
olho porque esse órgão, mais que qualquer outro do corpo, precisa se desenvolver
com uma coordenação exata.
Dinâmica do desenvolvimento óticoDinâmica do desenvolvimento óticoDinâmica do desenvolvimento óticoDinâmica do desenvolvimento óticoDinâmica do desenvolvimento ótico
A história do desenvolvimento ótico começa na gastrulação, quando o endoderma
involutivo e o mesoderma interagem com o adjacente, prospectivo ectoderma da cabe-
ça. Essa interação induz o ectoderma da cabeça à formação de lentes (cristalino) (Saha
et al., 1989). *Mas, nem todas as partes do ectoderma da cabeça formam os cristalinos,
e o cristalino deve ter uma relação precisa com a retina. A ativação dessa habilidade
Figura 7.28Figura 7.28Figura 7.28Figura 7.28Figura 7.28
Mielinação nos sistemas nervosos central e periférico. (A) No
sistema nervoso periférico, as células de Schwann se enrolam ao
redor do axônio; no sistema nervoso central, a mielinaçào é reali-
zada por prolongamentos de oligodendrócitos. (B) O mecanismo
desse enrolamento leva à produção de um enorme complexo de
membrana. (C) Micrografia de um axônio envolvido pela mem-
brana de mielina de uma célula de Schwann. (Fotografia cortesia
de C. S. Raine.)
* As induções que permitem a formação do olho serão detalhadas no Capítulo 17.
280 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
(A) Embrião de 4-mm
Ectoderma
da cabeça
Parede do
cérebro anterior Camada
pigmentada
Vesícula
óptica
primária
Camada
neural
Vesícula
óptica Cristalino
Vesícula
do
cristalinoPlacódio
do
cristalino
(D) Embrião de 7-mm(C) Embrião de 5-mm(B) Embrião de 4.5-mm
latente na formação do cristalino e o posicionamento do cristalino em relação à retina
é realizado pela vesícula óptica. No homem, as vesículas ópticas têm início como duas
protuberâncias nas paredes laterais do diencéfalo em embriões de 22 dias (Figura
7.29). Essas protuberâncias continuam a crescer lateralmente ao tubo neural e estão
ligadas ao diencéfalo por pedúnculos ópticos. Subseqüentemente, quando essas
vesículas atingem o ectoderma da cabeça, essa se espessa formando o placódio do
cristalino. A necessidade de um contato íntimo entre as vesículas ópticas e o ectoder-
ma superficial é comprovada experimentalmente e em certos mutantes. Por exemplo, no
mutante de camundongo, eyeless, as vesículas ópticas não fazem contato com a su-
perfície e a formação do olho cessa (Webster et al., 1984).
Uma vez formado, o placódio do cristalino causa, de maneira recíproca, modifica-
ções na vesícula óptica que sofre uma invaginação formando um cálice óptico de
parede dupla (veja Figura 7.29C). À medida que a invaginação continua, a conexão
entre o cálice óptico e o cérebro é reduzida, tornando-se alongada e estreita. Ao
mesmo tempo, as duas camadas do cálice óptico começam a se diferenciar em direções
diferentes. As células da camada externa produzem pigmentos e finalmente se trans-
formam na retina pigmentada (um dos poucos tecidos, além das células da crista
neural, que podem sintetizar sua própria melanina). As células da camada interna
proliferam rapidamente e dão origem a uma variedade de glia, neurônios ganglionários,
interneurônios e neurônios fotorreceptores sensíveis à luz. Coletivamente, essas cons-
tituem a retina neural. Os axônios das células ganglionares da retina neural se encon-
tram na base do olho e se dirigem para baixo, pelo pedúnculo óptico. O pedúnculo é
então chamado nervo óptico.
Diferenciação da retina neuralDiferenciação da retina neuralDiferenciação da retina neuralDiferenciação da retina neuralDiferenciação da retina neural
Como os córtices cerebral e cerebelar, a retina neural se desenvolve em uma sucessão
de camadas com diferentes tipos de neurônios (Figura 7.30). Essas camadas incluem
as células fotorreceptoras sensíveis à luz e à cor (bastonetes e cones), os corpos
celulares das células ganglionárias e os interneurônios bipolares que transmitem o
Figura 7.29Figura 7.29Figura 7.29Figura 7.29Figura 7.29
Desenvolvimento do olho de vertebrado. (A)
A vesícula óptica evagina do cérebro e contata
o ectoderma sobreposto. (B,C) O ectoderma
sobreposto diferencia-se em células do crista-
lino enquanto as vesículas ópticas se dobram
sobre si mesmas e os placódios do cristalino
se tornam vesículas do cristalino. (C) A vesícula
óptica se torna a retina neural e pigmentada,
enquanto o cristalino é internalizado. (D) A
vesícula do cristalino induz o ectoderma so-
breposto a se tornar córnea. (Ilustrações su-
periores de acordo com Mann, 1964; micro-
grafias A-C de Hilfer e Yang, 1980, cortesia de
S. R. Hilfer; D, cortesia de K. Tosney.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 281
Epitélio
pigmentado
(A)
(B)
Remova a
retina, fixe
e core e
analise os
clones
Cristalino
4-6 semanas
Retina
Bastonetes e cones
dos fotorreceptores
Corpos celulares
dos fotorreceptoresCamada
neuroblástica
externa Camada
plexiforme externa
Camada dos
nervos bipolares
Camada
neuroblástica
interna
Camada
plexiforme interna
Camada de células ganglionares
Fibras do nervo óptico
Células ganglionares Luz
(A) (B) (C) (D)
estímulo elétrico dos bastonetes e cones às células ganglionárias. Além disso, existem
numerosas células gliais de Müller que mantêm a integridade da retina, bem como
neurônios amácrinos (sem grandes axônios) e neurônios horizontais que transmitem
impulsos elétricos no plano da retina.
Nos estágios iniciais do desenvolvimento da retina, a divisão celular de uma cama-
da embrionária e a migração e morte diferencial das células resultantes formam o
padrão laminar, estriado, da retina neural. A formação desse tecido altamente estruturado
é um dos problemas mais intensamente estudado em neurobiologia do desenvolvi-
mento. Mostrou-se que (Turner e Cepko, 1987) uma única célula precursora do
neuroblasto retinal pode dar origem a pelo menos três tipos de neurônios ou dois
tipos de neurônios e uma célula glia. Essa análise foi feita usando uma técnica enge-
nhosa para marcar as células geradas por uma célula precursora específica. Ratos
recém-nascidos (cujas retinas ainda estão se desenvolvendo) foram injetados, no
fundo do olho, com um vírus que se integra ao seu DNA. Esse vírus continha um geneda β-galactosidase (não presente na retina do rato) que seria expresso somente nas
células infectadas. Um mês após a infecção dos ratos, as retinas foram removidas e
coradas para detectar a presença de β-galactosidase. Somente os descendentes das
células infectadas deveriam ser coradas de azul. A Figura 7.31 mostra uma fita de
células derivadas de uma célula precursora infectada. A coloração pode ser vista em
cinco bastonetes, um neurônio bipolar e uma célula glia (Müller).
Figura 7.30Figura 7.30Figura 7.30Figura 7.30Figura 7.30
Desenvolvimento da retina humana. Neurô-
nios da retina se distribuem em camadas fun-
cionais durante o desenvolvimento. (A,B)
Separação inicial de neuroblastos dentro da
retina. (C) As três camadas de neurônios na
retina adulta e as camadas sinápticas entre
elas. (D) Uma apresentação funcional dos
principais caminhos dos neurônios na retina.
A luz atravessa as camadas até ser recebida
pelos fotorreceptores. Os axônios dos fotorre-
ceptores fazem sinapse com neurônios bipo-
lares que transmitem a despolarização para
os neurônios ganglionares. Os axônios das
células ganglionares se reúnem para formar o
nervo óptico que entra no cérebro. (A e B
segundo Mann, 1964; fotografia cortesia de
G. Grunwald.)
Figura 7.31Figura 7.31Figura 7.31Figura 7.31Figura 7.31
Determinação da linhagem de uma célula pre-
cursora na retina do rato. (A) Técnica pela
qual um vírus contendo um gene de β-
galactosidase funcional é injetado na parte dor-
sal do olho para infectar algumas das células
precursoras da retina. Após um mês ou 6 se-
manas, o olho é removido e a retina é corada
para β-galactosidase. (B) Células coradas for-
mando uma banda através da retina neural, in-
cluindo 5 bastonetes (r), um neurônio bipolar
(bp), um neurônio terminal (t) e células gliais
de Müller (mg). As identidades dessas células
foram confirmadas por microscopia de con-
traste Nomarski. (Barra de escala, 20 µm). (de
Turner e Cepko, 1987, fotografia cortesia de
D. Turner.)
282 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Muitas células do cérebro anterior expressam um fator de transcricão chamado
Pax6. Essa proteína parece ser especialmente importante para o desenvolvimento da
retina. Na verdade, pode ser um denominador comum para células fotorreceptoras em
todos os filos. O gene Pax6 tem provavelmente muitos papéis, e um deles é determinar
tecidos a se tornarem olhos. Se o gene Pax6 do camundongo é inserido no genoma da
Drosophila e ativado casualmente, olhos se formam nas células onde o Pax6 do
camundongo está sendo expresso (Halder et al., 1995)! Apesar do gene ser também
expresso no cérebro anterior e posterior e em placódios nasais murinos, os olhos
parecem ser os mais sensíveis à sua falta. No homem e no camundongo, heterozigotos
Pax6 têm olhos pequenos, enquanto homozigotos nas mesmas espécies (e na Droso-
phila) não têm olhos (Jordan et al., 1992; Glaser et al., 1994; Quiring et al., 1994). Esse
gene será mais discutido no Capítulo 23.
Porque os bebês não enxergam bem
ecém-nascidos humanos não
têm boa visão. Devem existir vá-
rias razões para isso, mas a que
basais. A Figura 7.32 destaca as diferen-
ças entre os fotorreceptores em retinas
neonatal e adulta. A retina neonatal tem
receptores fracamente diferenciados, e
aqueles que existem são tão largos que
poucos cabem em uma dada área. Banks e
Bennett calcularam que isso causa um
decréscimo de absorção de luz na região
central da retina do recém-nascido que é
350 vezes pior do que a absorção de uma
mesma área no adulto. Esse pequeno nú-
mero de fotorreceptores por área da reti-
na também impede bebês de discriminar
dois pontos à distância. Essa pode ser a
razão pela qual os bebês apenas respon-
dem a estímulos visuais quando esses são
trazidos próximo às suas faces. O desen-
volvimento dos fotorreceptores da retina
no homem é um excelente exemplo de di-
ferenciação que começa cedo no desen-
volvimento, mas que não se completa até
anos após o nascimento.
R
mais chama a atenção é a imaturidade dos
fotorreceptores da retina. Estudos anatô-
micos realizados por Yuodelis e Hendrick-
son (1986) e estudos físicos por Banks e
Bennett (1988) mostraram que os cones
fotorreceptores da retina central do recém-
nascido têm mais de 7.5µm de diâmetro,
que diminui até o valor adulto normal de
2µm em cerca de 3 anos. Durante esse tem-
po, a densidade em cones nessa região
aumenta de 18 fotorreceptores para 42 por
100 µm, e os fotorreceptores desenvol-
vem tanto seus segmentos externos (que
captam a luz) quanto os seus axonais
Figura 7.32Figura 7.32Figura 7.32Figura 7.32Figura 7.32
Desenvolvimento de cones fotorreceptores na
região central da retina humana. Seções de
microscopia de luz foram fotografadas e um
cone em cada retina delineado para clareza. O
epitélio pigmentado (PE), a camada plexiforme
externa (OPL), a glia de Müller (M), e os seg-
mentos externos do fotorreceptor (OS) foram
marcados. (A) Feto de gestação de 22 semanas.
(B) Neonato 5 dias após o nascimento. (C) Pes-
soa de 72 anos. A flecha aponta para a membra-
na limitante externa, que originalmente serviu
como borda para os axônios da retina. O axônio
delineado em (C) é na realidade mais curto que
o normal, permitindo que a sinapse com o
neurônio bipolar possa ser mostrada na figura.
A sinapse é formada no pedículo sináptico do
cone (CP). (de Yuodelis e Hendrickson, 1986,
cortesia de A. Hendrickson.)
(A)
(B)
(C)
Informações adicionais Especulações&
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 283
Cápsula
posterior do cristalino
Fibras primárias
do cristalino
Cavidade
oca da
vesícula do
cristalino
Epitélio
do cristalino
Fibras primárias
se alongando
Cápsula anterior
do cristalino
Epitélio
anterior
do cristalino
Região
equatorial
Fibras
primárias
do cristalino Fibras
secundárias do cristalino
Fibras secundárias
do cristalino
(A) (B)
(C) (D) (E)
Diferenciação do cristalino e da córneaDiferenciação do cristalino e da córneaDiferenciação do cristalino e da córneaDiferenciação do cristalino e da córneaDiferenciação do cristalino e da córnea
Durante o seu desenvolvimento progressivo em cristalino, o placódio do cristalino se
arredonda e contata o novo ectoderma que o recobre (veja Figura 7.29D). O ectoderma
é então induzido pela vesícula do cristalino a formar a córnea transparente. Aqui,
parâmetros físicos têm um papel importante no desenvolvimento do olho. Pressão de
fluido intraocular é necessária para uma correta curvatura da córnea, de modo que a
luz possa ser focalizada na retina. A importância dessa pressão ocular pode ser de-
monstrada experimentalmente; a córnea não desenvolverá sua curvatura característi-
ca quando um pequeno tubo de vidro for inserido através da parede do olho da
galinha em desenvolvimento, para drenar os fluidos intraoculares (Coulombre, 1956,
1965). A pressão intraocular é sustentada por um anel de ossos esclerais (provavel-
mente derivados da crista neural), que funciona como uma restrição sem elasticidade.
A diferenciação do tecido do cristalino em uma membrana transparente capaz de
dirigir a luz na retina envolve modificações na estrutura e forma celulares, assim como
a síntese de proteínas específicas do cristalino chamadas cristalinas (Figura 7.33). As
cristalinas são sintetizadas enquanto a célula muda de forma, assim, fazendo com que
a vesícula do cristalino se torne o cristalino definitivo. As células da porção interna da
vesícula do cristalino se alongam, e sob a influência da retina neural, produzem as
fibras do cristalino (Piatigorski, 1981). Enquanto as fibras continuam a crescer, elas
sintetizam cristalinas, as quais acabam enchendo a célula, causando a extrusão do
núcleo. As fibras sintetizadoras de cristalinas continuando a crescer e preenchem o
espaço entre as duas camadas da vesícula do cristalino. As células anteriores da
vesículado cristalino constituem um epitélio embrionário que continua a se dividir.
Essas células em divisão se movem em direção ao equador da vesícula, e ao passar
pela região equatorial elas também começam a se alongar (Figura 7.33D). Assim, o
cristalino contém três regiões: uma zona anterior com células epiteliais em divisão,
uma zona equatorial de elongação celular e uma zona posterior e central de células
fibrosas contendo cristalinas. Esse arranjo persiste ao longo da vida do animal, pois
as fibras são continuamente depositadas. Na galinha adulta, a diferenciação de uma
célula epitelial em uma fibra do cristalino leva 2 anos (Papaconstantinou, 1967).
Figura 7.33Figura 7.33Figura 7.33Figura 7.33Figura 7.33
Diferenciação das células do cristalino. (A)
Vesícula do cristalino conforme mostrada na
Figura 7.29. (B) Alongamento das células in-
teriores, produzindo fibras do cristalino. (C)
Cristalino cheio de células sintetizando o cris-
talino. (D) Novas células do cristalino deriva-
das do epitélio anterior do cristalino. (E) À
medida que o cristalino cresce, novas fibras
se diferenciam e os núcleos degeneram. (Se-
gundo Paton e Craig, 1974.)
284 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Diretamente à frente do cristalino, está um tecido muscular pigmentado chamado
íris. Esses músculos controlam o tamanho da pupila (e dá ao indivíduo a cor caracte-
rística de seus olhos). Parte da íris é derivada da camada ectodérmica, o que é diferente
de outros músculos do corpo (que são derivados do mesoderma). Especificamente,
essa região da íris se desenvolve de uma porção do cálice óptico que é contínua com
a retina neural, mas não produz fotorreceptores.
Q A CRISTA NEURAL
A crista neural e seus derivados
Embora derivada do ectoderma, a crista neural é algumas vezes considerada a quarta
camada germinativa devido à sua importância. Tem sido dito, talvez hiperbolicamente,
que “a única coisa interessante a respeito dos vertebrados é a crista neural” (citado
em Thorogood, 1989). As células da crista neural se originam na região mais dorsal do
tubo neural. Experimentos com transplantes, onde uma placa neural de codorna é
enxertada no ectoderma não-neural de galinha, mostram que justapondo esses teci-
dos se induz a formação de células da crista neural e que ambas, as prospectivas placa
neural e a epiderme, contribuem para a crista neural (Selleck e Bronner-Fraser, 1995;
Mancilla e Mayor, 1996). As células da crista migram extensivamente dando origem a
um incrível número de tipos de células diferenciadas. Esses incluem (1) os neurônios
e células gliais dos sistemas nervosos sensorial, simpático e parassimpático, (2) as
células produtoras de epinefrina (medula) da glândula supra-renal, (3) as células
pigmentares da epiderme, e (4) muitos dos componentes dos tecidos esqueléticos e
conjuntivos da cabeça. O destino das células da crista neural depende, na sua maioria,
do lugar para onde elas migram e onde se instalam. A crista neural pode ser dividida em
quatro principais (mas parcialmente sobrepostos) domínios:
• A crista neural cefálica (cabeça), cujas células migram dorsolateralmente para
produzir o mesênquima craniofacial que se diferencia em cartilagem, osso, neu-
rônios cranianos, glia e tecidos conjuntivos da face. Essas células também
entram nas bolsas faríngeas para originar as células do timo, odontoblastos
dos primórdios dos dentes e a cartilagem do ouvido interno e o queixo.
• A crista neural do tronco, cujas células tomam um de dois caminhos princi-
pais. Células da crista neural, que se tornam os melanócitos sintetizadores de
pigmentos, migram dorsolateralmente para o ectoderma, e continuam em seu
caminho em direção à linha média ventral do abdômen. Entretanto, a maioria da
células da crista neural do tronco passa ventrolateralmente através da metade
anterior de cada esclerótomo. (Esclerótomos são blocos de células mesodérmi-
cas que cercam o tubo neural e diferenciam-se na cartilagem vertebral da espi-
nha.) Essas células da crista neural do tronco que permanecem nos esclerótomos
formam os gânglios dorsais da raiz. As células que continuam mais ventral-
mente formam os gânglios simpáticos, a medula da supra-renal e o agrupa-
mento de nervos circundando a aorta.
• A crista neural cervical e sacral, cujas células dão origem aos gânglios
parassimpáticos (entéricos) do intestino (Le Douarin e Teillet, 1973; Pomeranz
et al., 1991). A crista cervical tem posição oposta aos somitos 1-7 da galinha,
enquanto que a crista neural sacral é posterior ao somito 28. A ausência de
migração da célula da crista neural para o cólon resulta na falta de gânglios
entéricos e, portanto, a ausência de movimento peristáltico nessa região.
Isso resulta na obstrução funcional, dilatação e aumento da região acima do
cólon (“megacólon”).
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 285
• A crista neural cardíaca pode estar localizada entre as cristas cefálica e do
tronco. Existem evidências de que essas células da crista neural estão situadas
desde o primeiro até o terceiro somito de embriões de galinha, sobrepondo-se
à porção vagal anterior da crista neural que se estende do primeiro ao sétimo
somito (Kirby, 1987; Kirby e Waldo, 1990). Essas células da crista neural podem
se desenvolver em melanócitos, neurônios, cartilagem e tecido conjuntivo (do
terceiro, quarto e sexto arcos faríngeos). Além disso, essa região da crista
neural produz a parede total do tecido muscular conjuntivo das grandes artéri-
as ao se originarem do coração, como também contribui para o septo que
separa a circulação pulmonar da aorta (Le Lièvre e Le Douarin, 1975).
A Tabela 7.1 sumariza alguns tipos de células derivadas da crista neural.
A crista neural do tronco
Vias de migração das células da crista neural do troncoVias de migração das células da crista neural do troncoVias de migração das células da crista neural do troncoVias de migração das células da crista neural do troncoVias de migração das células da crista neural do tronco
Como mostra a Figura 7.2, a crista neural do tronco é uma estrutura transitória, pois
suas células se dispersam logo após o fechamento do tubo neural. Existem duas vias
principais seguidas pelas células migratórias da crista neural (Figura 7.34).
A VIA DORSOLATERAL. Uma via possível para migração das células da crista neural
do tronco é a via dorsolateral, pela qual os precursores dos melanócitos se movem
pela periferia do embrião através do mesoderma subjacente à derme. Elas penetram no
ectoderma através de minúsculos orifícios na membrana basal (as quais elas podem
produzir) e colonizam a pele e os folículos, onde elas se diferenciam em melanócitos
TTTTTabela 7.1abela 7.1abela 7.1abela 7.1abela 7.1 Alguns derivados da crista neural
Derivado Tipo de célula ou estrutura derivados
Sistema nervoso periférico Neurônios, incluindo gânglios sensoriais
(PNS) gânglios simpáticos e parassimpáticos,
e plexos
Células neurogliais
Células de Schwann
Derivados endócrinos e Medula supra-renal
paraendócrinos Células secretoras de calcitonina
Células do tipo I do corpo carotídeo
Células pigmentadas Células epidérmicas pigmentadas
Cartilagem facial e ossos Cartilagem facial e ventral anterior do crânio e ossos
Tecido conjuntivo Endotélio e estroma corneano
Papilas dentais
Derme, músculo liso e tecido adiposo da
pele da cabeça e do pescoço
Tecido conjuntivo das glândulas salivares,
lacrimais, do timo, tireóide e pituitária
Tecido conjuntivo e músculo liso nas
artérias originadas do arco aórtico
Fonte: Segundo Jacobson, 1991, baseado em múltiplas fontes.
286 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Epiderme
Tubo neural Caudal
Dermomiótomo
Esclerótomo
Células da Via 1
viajam ventralmente através
do miótomo anterior
Células da Via 2 tomam um
rota dorsolateral entre a epiderme
e o dermomiótomo
Notocorda
Ant.
Post.
Somito
Aorta
Rostral(Mayer, 1973; Erickson et al., 1992). Essa via foi demonstrada em uma série de experi-
mentos clássicos por Mary Rawles e outros (1948), que transplantaram o tubo neural
e a crista de uma linhagem pigmentada de galinha para o tubo neural de um embrião de
galinha albina. O resultado foi uma galinha branca com penas coloridas em uma região
específica (Figura 7.35A). A crista neural é responsável pela produção de todas as
células contendo melanina no organismo (com exceção de certos derivados neurais
como a retina pigmentada).
A VIA VENTRAL. Enxertando uma parte do tubo neural e a crista associada de embri-
ões de galinha, radioativos ou geneticamente marcados, em outros embriões, foi pos-
sível identificar outra rota principal de migração das células da crista neural do tronco
(Weston, 1963; Le Douarin e Teillet, 1974), investigadores foram capazes de traçar uma
outra rota maior de migração das células da crista neural (Figura 7.35B,C). Estudos
mais recentes estenderam essas pesquisas usando anticorpos fluorescentes, corantes
vitais, ou células transformadas por vírus para marcar e seguir células individuais da
crista neural até seu destino. As células saindo pela via ventral se tornam neurônios
sensoriais (raiz dorsal) e simpáticos, células adrenomedulares e células de Schwann.
Como pode ser visto na Figura 7.36 e Prancha 19, essas células da crista neural do
tronco migram ventralmente através da porção anterior, mas não da porção posterior
dos esclerótomos (Rickmann et al., 1985; Bronner-Fraser, 1986; Loring e Erickson,
1987; Teillet et al. 1987). Teillet e colaboradores associaram o procedimento com
anticorpos a um transplante de células da crista neural de codornas geneticamente
marcadas, a embriões de galinha. O anticorpo marcador reconhece e marca as células
da crista neural de ambas espécies; o marcador genético permite aos pesquisadores
Figura 7.34Figura 7.34Figura 7.34Figura 7.34Figura 7.34
Migração das células da crista neural no tron-
co do embrião do pinto. Via 1: As células via-
jam ventralmente através do esclerótomo an-
terior (aquela porção do somito que gera a car-
tilagem vertebral). Aquelas células inicialmen-
te opostas às porções posteriores dos
esclerótomos migram ao longo do tubo neural
até alcançar uma região anterior. Essas células
contribuem para os gânglios simpáticos e
parassimpáticos assim como para as células
da medula supra-renal e os gânglios da raiz
dorsal. Via 2: Algum tempo depois, células pe-
netram na rota dorsolateral abaixo do ectoder-
ma. Essas células se tornam melanócitos pro-
dutores de pigmento.
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 287
(A) (B)
(C)
Doador marcado
radioativamente
Hospedeiro
distinguir entre células de codorna e galinha. Esses estudos mostram que células da
crista neural, antes opostas à região posterior dos somitos, migram anteriormente ou
posteriormente ao longo do tubo neural penetrando, assim, na região anterior de seus
somitos ou de outros adjacentes. Essas células da crista neural se juntam com outras
que inicialmente estavam opostas à porção anterior dos somitos, e formam a mesma
estrutura. Dessa maneira, cada gânglio da raiz dorsal é composto de três populações
de crista neural: uma da crista neural oposta à porção anterior do somito e uma de cada
lado das regiões de crista neural adjacentes, opostas às porções posteriores dos
somitos. Em regiões específicas do tronco, células da crista migrando pela mesma via,
se agregam para formar gânglios simpáticos e as células secretoras de epinefrina da
medula da supra-renal. A divisão parassimpática do sistema nervoso periférico é tam-
bém formada pelas células da crista neural migrando por essa via, mas somente nas
regiões sacral e cervical do embrião.
A matriz extracelular e a migração da crista neural do troncoA matriz extracelular e a migração da crista neural do troncoA matriz extracelular e a migração da crista neural do troncoA matriz extracelular e a migração da crista neural do troncoA matriz extracelular e a migração da crista neural do tronco
Em qualquer análise de migração (seja de pássaros, borboletas ou células da crista
neural) deve-se fazer três perguntas: Como se inicia a migração? Como os agentes
migratórios conhecem a via a ser percorrida? Quais sinais indicam que o destino foi
alcançado e que a migração deve terminar? Mais ainda, deve -se perguntar se o agente
é competente para responder a esses sinais. Células da crista neural, pré-migratórias,
expressam a proteína Slug, um fator de transcrição. Oligonucleotídeos “antisense”
contra o mRNA do slug impedirão a migração da crista neural, sugerindo que a proteína
Figura 7.35Figura 7.35Figura 7.35Figura 7.35Figura 7.35
Migração das células da crista neural. (A) Pinto resultante do transplante de uma região da crista
neural do tronco de uma linhagem pigmentada de galinhas para uma região da crista neural do
tronco de uma linhagem não-pigmentada. As células da crista que deram origem ao pigmento
foram capazes de migrar para a pele da asa. (B) Técnica de enxerto para o mapeamento de células
da crista neural. Um pedaço de eixo dorsal é excisado de um embrião doador; o tubo neural e a
crista associada são isolados e implantados no embrião hospedeiro, cujo tubo neural e crista
haviam sido excisados. Quando as células da crista do doador são marcadas radioativamente
(com timidina tritiada) ou marcadas geneticamente (de uma espécie ou variedade diferentes),
seus descendentes podem ser detectados no embrião hospedeiro durante o processo do desen-
volvimento. (C) Auto-radiografia mostrando localizações de células da crista neural que migra-
ram da crista neural radioativa doadora para formar melanoblastos (M), gânglios simpáticos
(SG), gânglios da raiz dorsal (DRG) e células gliais (G). (A, fotografia original dos arquivos de
B. Willier; B segundo Weston, 1963; C cortesia de J. Weston.)
288 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Esclerótomo
do somito
Tubo
neural
Anterior
Posterior
Anterior
Anterior
Posterior
Posterior
Slug deve ser necessária para que a célula epitelial imóvel se torne um migrante (Nieto
et al., 1994). Outro fator em potencial na iniciação da migração da célula da crista neural
é a molécula de adesão N-caderina. Originalmente na superfície da célula da crista
neural, ela é regulada para decrescer na época da migração celular. Células da crista em
migração não têm N-caderina em sua superfície, mas começam a expressá-la nova-
mente enquanto se agregam para formar a raiz dorsal e os gânglios simpáticos (Takeichi,
1988; Akitaya e Bronner-Fraser, 1992). Ao mesmo tempo que as células da crista neural
perdem sua N-caderina e se tornam aptas a migrar como células individuais, a superfí-
cie extracelular que as rodeia se torna mais adesiva (Perris et al., 1990). Parece haver
vias específicas que devem ser seguidas pelas células da crista neural e quando as
células, ou seus derivados, são colocadas (por transplante ou por injeção) em sua via
normal de migração em um embrião hospedeiro, elas migram ao longo dessa (Bronner-
Fraser e Cohen, 1980; Erickson et al., 1980).
O caminho das células da crista neural é controlado pela matriz extracelular do
embrião (Newgreen e Gooday, 1985; Newgreen et al., 1986). Pesquisas sobre o desen-
volvimento de salamandra indicaram que a direção de migração das células da crista
neural é determinada pela matriz extracelular sobre a qual elas migram. Em salamandras
axolotle existe uma mutação onde há formação da crista neural mas suas células não
migram pela via dorsolateral. Isso pode ser visto facilmente pela falta de células
pigmentadas em todos os lugares, com exceção do topo do tubo neural desses ani-
mais (Figura 7.37), e essas células finalmente degeneram. Quando cristas neurais do
tipo selvagem são transplantadas para embriões mutantes, as células da crista são
incapazes de migrar. Entretanto, quando cristas de embriões mutantessão transplan-
tadas em embriões selvagens, suas células migram normalmente (Spieth e keller, 1984).
Assim, o defeito nesse mutante está no ambiente em que as células encontram e não
nas próprias células. (A estrada é deficiente mas não o veículo.) Löfberg e colaborado-
res (1989) usaram essa informação para mostrar que a matriz extracelular contém com-
postos que são críticos na regulação da migração das células da crista neural. Eles
adsorveram, em microtransportadores da membrana, a matriz extracelular da região
subepidérmica da pele (através da qual migrariam as células da crista neural formado-
ras de pigmentos). Os microtransportadores foram então colocados junto às cristas
neurais de embriões mutantes e do tipo selvagem, pouco antes do momento quando
ocorreria a migração. Os microtransportadores sozinhos não estimularam a migração
em nenhum dos dois embriões. Os microtransportadores contendo matriz extracelular
de mutantes também não estimularam migração primativa de células da crista neural
em nenhum dos embriões. Entretanto, aqueles transportadores contendo a matriz
extracelular do tipo selvagem estimularam a migração de células da crista neural tanto
no embrião mutante como no selvagem, demonstrando assim a importância da matriz
extracelular na migração de células da crista neural.
Uma situação semelhante se dá em embriões de galinha, pois o transplante de
diferentes regiões do mesoderma para a área adjacente à crista neural pode produzir
diferentes modelos de migração (Goldstein et al., 1990; Bronner-Fraser e Stern, 1991).
As regiões que permitem migração de células da crista neural são determinadas no
mesoderma antes que ocorra a migração.
Mas quais são as moléculas que permitem ou impedem a migração de células da
crista neural? A matriz extracelular que suporta essa migração é uma mistura rica em
moléculas como fibronectina, laminina, tenascina, várias moléculas de colágeno e
proteoglicanos. Experimentos programados para estudar esse aspecto devem ser
cuidadosamente planejados, pois as células da crista neural podem ter necessidades
de migração diferentes em diferentes espécies e mesmo em diferentes partes do mes-
mo embrião. Uma solução é preparar anticorpos contra moléculas das regiões da
matriz extracelular às quais as células se ligam. Quando esses anticorpos são injetados
no embrião, bloqueando as regiões da matriz, verifica-se alguma perturbação na migra-
ção das células da crista neural? A migração das células da crista neural craniana de
galinha pode ser severamente alterada quando são injetados, no embrião em desen-
Figura 7.36Figura 7.36Figura 7.36Figura 7.36Figura 7.36
Migração de células da crista neural. Fotomi-
crografias de fluorescência de seções longitu-
dinais de um embrião de pinto de dois dias,
marcadas com anticorpo HNK-1, que reco-
nhece seletivamente as células da crista neural.
Extensa marcação é vista na metade anterior,
porém, não na posterior do esclerótomo. (de
Bronner-Fraser, 1986, cortesia de M.
Bronner-Fraser.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 289
(A) (B)
(C) (D)
volvimento, anticorpos à fibronectina, a receptores de fibronectina, tenascina, ou ao
proteoglicano laminina-heparan sulfato (Poole e Thiery, 1986; Perris e Bronner-Fraser,
1989). Entretanto, esses anticorpos não alteram significativamente a migração de célu-
las da crista neural do tronco na galinha.
No momento, existem dois candidatos principais para o papel de moléculas
modeladoras das células da crista neural do tronco. Uma delas é o receptor de aglutinina
do amendoim, um composto que liga resíduos específicos de carboidratos de glicopro-
teínas. Quando troncos de embrião de galinha são tratados com aglutinina de amendo-
im, as células da crista neural migram na mesma velocidade, tanto para a metade caudal
como para a ventral dos somitos (Krull et al., 1995). A outra molécula é uma tirosina
quinase receptora relacionada à Eph. Essas moléculas são capazes de guiar os axônios
(veja Capítulo 8) e sua expressão está ligada aos rombômeros do cérebro posterior que
excluem as células da crista neural (Irving et al., 1996; Weinstein et al., 1996).
Em 1963, Weston sugeriu que não eram necessárias moléculas específicas para
sinalizar a via de migração das células da crista neural do tronco; na verdade, essas
células seriam capazes de usar qualquer espaço livre para sua migração, desde que
essa não fosse ativamente inibida. Ele girou a crista neural, de modo a colocá-la na
parte de baixo do tubo neural e notou que quando as células emergiam da região
ventral do tubo, elas migravam na direção ventro-dorsal (o inverso da migração normal)
através da metade anterior do esclerótomo. Assim, parece não haver um direcionamento
inerente à migração de células da crista. As células vão para onde há lugar para elas.
Tanto barreiras químicas como físicas podem criar os modelos de migração das células
da crista neural.
Figura 7.37Figura 7.37Figura 7.37Figura 7.37Figura 7.37
Deficiência na migração das células da crista neural no mutante d/d do axolotle. (A) As
larvas de axolotles do tipo selvagem são caracterizadas por células pigmentadas por todo o
corpo exceto nas porções mais ventrais. (B) No mutante d/d, as células pigmentadas deri-
vadas da crista neural formam uma estria ao longo da linha mediana dorsal da larva. (C,D)
Micrografias eletrônicas de varredura da crista neural embrionária mostram que (C) as
células da crista dos embriões de tipo selvagem migram sobre o tubo neural para o interior
dos somitos, enquanto (D) aquelas do mutante permanecem sobre o tubo neural. (de Löfberg
et al., 1989, cortesia dos autores.)
290 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Análise das mutações que afetam o
desenvolvimento das células da crista neural
Lethal-spotting e Piebald-lethal.
Nessas mutações, a deficiência é de
endotelina-3 e seu receptor, o receptor de
endotelina-B. Endotelina-3 é um fator de
crescimento que estimula a proliferação
de células como as da crista neural, e é
critico para o desenvolvimento de mela-
nócitos e neurônios entéricos que cau-
sam o peristaltismo no trato digestivo. A
ausência homozigótica de genes para o
receptor de endotelina-B produz o mega-
cólon, a distensão do intestino grosso
devido a impossibilidade de evacuar. No
homem, essa condição é chamada doen-
ça de Hirschsprung. A ausência de
endotelina-3 dá origem ao padrão de man-
chas dos melanócitos e, também, a falta
de gânglios no intestino (Baynish et al.,
1994; Hosoda et al., 1994; Puffenberger et
al., 1994; Lahav et al., 1996).
Ret e GDNF. Como o receptor de
endotelina-B, o receptor tirosina quinase Ret
é necessário para a diferenciação dos neu-
rônios entéricos. Os camundongos que não
apresentam o receptor não têm neurônios
entéricos nem rins (a importância de Ret para
o desenvolvimento do rim será discutida no
Capítulo 17). No homem, a perda de um dos
genes ret pode produzir outra forma de do-
ença de Hirschsprung- um megacólon
gangliônico (Edery, 1994; Romeo et al., 1994).
O ligante para a proteína Ret parece ser o
fator de crescimento derivado da glia, GDNF
(Pichel et al., 1996). Camundongos sem as
proteínas GDNF também não têm rins nem
neurônios entéricos.
Microphthalmia. Esses camundongos
não têm um fator de transcrição determina-
do, levando à surdez e deficiências melano-
cíticas. A condição heterozigótica humana
induz a síndrome de Waardenburg (tipo II)
(Hemesath et al., 1994; Steingrimsson et al.,
1994; Tassbehji et al., 1994).
Silky. Essa mutação na galinha envol-
ve a via da pigmentação. Em adição a um
fenótipo onde o adulto retém as penas
macias de sua juventude, os órgãos inter-
nos são pigmentados pela migração e pro-
liferação de melanócitos. Em contraste, as
penas permanecem brancas. Estudos com
transplantes (Hallet e Ferrand, 1984) mos-
traram que esse defeito não é devido aos
precursores dos melanócitos, mas sim de-
vido ao ambientepara onde migram as
células da crista neural. [ecto6.html]
S PROPRIEDADES MIGRATÓ-
RIAS e a diferenciação das célu-
las da crista neural também estãoA
sendo estudadas levando em considera-
ção mutações que prejudicam uma ou mais
linhagens de células da crista neural. As
mutações incluem as seguintes:
White-spotting. As células da crista
neural desses camundongos não têm c-
kit tirosina quinase receptor funcional. A
condicão homozigótica é geralmente letal
mas os heterozigotos sobrevivem e po-
dem ser reconhecidos pelas manchas sem
pigmentos em seu pêlo. No homem, os
heterozigotos têm um fenótipo com man-
chas brancas e escuras. onde regiões do
cabelo e da pele são brancas, por não te-
rem melanócitos (Spritz et al., 1992).
Steel. Esses camundongos não têm o
fator da célula germinativa, o ligante para
a proteína quinase c-kit. Esse fator é
secretado por tecidos ao longo da rota de
migração e é usado pelas células migrató-
rias da crista neural, além de estimular a
divisão celular. A condição do homozigo-
to é letal na maioria dos casos, e o hetero-
zigoto tem uma pelagem de cor cinza
esmaecida (veja White, 1990).
Splotch. Os camundongos não têm o
fator de transcrição Pax3. Como já men-
cionado, essa proteína é expressa na re-
gião dorsal do tubo neural. Camundon-
gos homozigotos para esse gene têm de-
feitos no fechamento do tubo neural e
nas estruturas derivadas das células da
crista neural, especialmente gânglios
cranianos e nervos (Figura 7.38). O
heterozigoto tem regiões de pigmenta-
ção e outras sem pigmento. No homem, a
condição heterozigótica é conhecida
como síndrome de Waardenburg (tipo I)
(Tremblay et al., 1995).
Figura 7.38Figura 7.38Figura 7.38Figura 7.38Figura 7.38
Superfície ventral de um camundongo heterozi-
gótico para a mutação White. O camundongo
tem números reduzidos de células sangüíneas,
células germinativas e melanócitos. A mancha
branca no ventre é característica de heterozigo-
tos, pois esses não têm melanócitos suficientes
para circundar o camundongo. Animais White
viáveis não têm pigmento no tronco.
Informações adicionais Especulações&
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 291
A potência de desenvolvimento das células da crista neural do troncoA potência de desenvolvimento das células da crista neural do troncoA potência de desenvolvimento das células da crista neural do troncoA potência de desenvolvimento das células da crista neural do troncoA potência de desenvolvimento das células da crista neural do tronco
EVIDÊNCIA INDICANDO PLURIPOTÊNCIA DAS CÉLULAS DA CRISTA NEURAL
DO TRONCO. Uma das características mais notáveis das células da crista neural é
sua pluripotencialidade. Uma única célula da crista neural pode se diferenciar em
vários tipos diferentes de células, dependendo de sua localização no embrião. Por
exemplo, os neurônios parassimpáticos, formados pelas células da crista neural cervical
(pescoço) (opostas aos somitos 1-7) produzem tanto a acetilcolina como seu neuro-
transmissor; são portanto neurônios colinérgicos. Os neurônios simpáticos forma-
dos pelas células da crista neural torácica produzem norepinefrina; esses são os neu-
rônios adrenérgicos. Mas, quando cristas neurais cervicais e torácicas da galinha são
reciprocamente transplantadas, a crista torácica original produz os neurônios
colinérgicos dos gânglios parassimpáticos, e a crista cervical original forma neurônios
adrenérgicos nos gânglios simpáticos (Le Douarin et al., 1975). Kahn e colaboradores
(1980) mostraram que células da crista neural do tronco, pré-migratórias, tanto da
região cervical como da torácica, têm enzimas para sintetizar tanto acetilcolina como
norepinefrina. Dessa maneira, células da crista torácica são capazes de desenvolve-
rem-se em neurônios colinérgicos quando são colocadas no pescoço, e as células da
crista cervical podem se tornar neurônios adrenérgicos se colocadas no tronco.
A pluripotência de algumas células da crista neural é de tal ordem, que regiões da
crista que nunca produzem nervos em embriões normais podem fazê-lo em certas
condições. Células da crista neural mesencefálica normalmente migram para o olho e
interagem com a retina pigmentada, se diferenciando nas células da esclerótica (Noden,
1978). Entretanto, se essa região da crista neural é transplantada para a região do
tronco, pode formar neurônios dos gânglios sensoriais, células adrenomedulares,
gliais e células de Schwann (Schweizer et al., 1983).
As pesquisas citadas estudaram o potencial de populações de células. Ainda não
está claro se a maioria das células que deixam a crista neural são pluripotentes ou se a
maioria já teve seu destino restrito a certas funções. Bronner- Fraser e Fraser (1988,
1989) mostraram que algumas, se não a maioria das células individuais da crista neural,
são pluripotentes ao deixar a crista. Eles injetaram moléculas de dextrano fluorescente
em células individuais da crista neural, enquanto as células ainda estavam acima do
tubo neural e verificaram em que tipos de células elas se diferenciaram, após a migra-
ção. A progênie de uma única célula da crista neural podia se transformar em neurôni-
os sensoriais, células pigmentares, células adrenomedulares e gliais (Figura 7.39).
Além disso, verificaram que marcando células individuais da crista do tronco enquan-
to migravam ventralmente pelo embrião, a marcação podia ser encontrada mais tarde
em vários tipos de células, incluindo neurônios sensoriais, neurônios simpáticos e
células de Schawnn. Em mamíferos, a célula da crista neural é também vista como uma
célula germinativa que pode dar origem a outras células multipotentes da crista neural.
Entretanto, se algumas das células migratórias da crista neural são pluripotentes ou-
tras têm destinos mais restritos (Stemple e Anderson, 1992).
EVIDÊNCIAS INDICANDO POTÊNCIA RESTRITA DE CÉLULAS DA CRISTA
NEURAL DO TRONCO. Até na época de emigração, algumas células da crista neural
podem estar mais determinadas do que outras. Também, a potência se torna mais
restrita à medida que a célula envelhece. Células da crista neural do tronco na galinha
que migram mais cedo podem formar uma ampla variedade de derivados, incluindo
células pigmentares, neurônios e células adrenérgicas. Células migrando mais tarde,
na sua maioria, se tornam melanócitos (Serbedzija et al., 1989; Artinger e Bronner-
fraser, 1992). Realmente, as emigrantes tardias da crista neural parecem já estar desti-
nadas a se tornarem melanócitos antes de entrarem na via dorsolateral (Erickson e
Goins, 1995). Existe evidência de que alguma restrição de potência pode ser identificada
mesmo em algumas células emigrantes precoces. Vários pesquisadores (veja Sieber-
Blum e Sieber, 1984; Stocker et al., 1991; Weston, 1991) verificaram que um número
292 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Células de Schwann
da raiz ventral
Resultados
Caso 2
Injeção
Caso 1
Injeção
Caso 2
Resultados
Caso 1
Dextrano
fluorescente
Melanócitos
Crista neural
Gânglios da
raiz dorsal
Aorta
Medula supra-renal
Gânglios
simpáticos
(A) (B)
significante de células da crista neural formam clones contendo relativamente poucos
tipos de células. Além disso, estudos com transplantes por Le Douarin e Smith (1988)
sugerem que muitas células derivadas da crista neural que formam os neurônios sen-
soriais dos gânglios da raiz dorsal, são incapazes de formar os neurônios autonômicos
dos gânglios sensoriais, e vice-versa. Esses estudos sugerem que algumas das célu-
las da crista neural já têm uma potencialidade restrita ao iniciar a migração. Dois tipos
de células da crista neural que teriam papéis pré-determinados seriam o precursor do
melanócito-célula de Schwann (Nichols e Weston, 1977; Ciment, 1990), e um precursor
simpatoadrenal que pode originar somente gânglios simpáticos e células
adrenomedulares (Landis e Patterson, 1981; Anderson e Axel, 1986).O mecanismo para o sucesso diferencial dessas células pré-determinadas pode
envolver diferentes fatores de crescimento. Os precursores determinados dos neurô-
nios ganglionares da raiz dorsal parecem necessitar de um fator neurotrófico derivado
do cérebro (BDNF), um fator de crescimento produzido pelo próprio tubo neural. Se
uma membrana fina impermeável for colocada entre o tubo neural e a futura região do
gânglio da raiz dorsal, os gânglios não se formarão. Aquelas células da crista neural
que continuaram sua migração ventral para as regiões dos gânglios do simpático,
conseguiram sobreviver. A inibição na produção de gânglios da raiz dorsal pode ser
revertida revestindo a barreira com um extrato de tubo neural ou com BDNF (Kalcheim
et al., 1987; Sieber-Blum, 1991). Essa conclusão é fortalecida pela observação de que o
gene BDNF enfraquecido em embriões de camundongo provoca o desaparecimento
dos gânglios da raiz dorsal e dos neurônios sensoriais dos placódios, mas não afeta
os neurônios motores (Ernfors et al., 1994; Jones et al., 1994). As células da crista
neural determinadas a formar gânglios simpáticos não necessitam do fator de cresci-
mento para sobreviver. Na verdade, sua diferenciação parece ser estimulada pelo fator
de crescimento básico dos fibroblastos e o fator neurotrófico derivado da glia (Kalcheim
e Neufeld, 1990; Maxwell et al., 1996).
Diferenciação final das células da crista neuralDiferenciação final das células da crista neuralDiferenciação final das células da crista neuralDiferenciação final das células da crista neuralDiferenciação final das células da crista neural
A diferenciação final das células autonômicas da crista neural é principalmente deter-
minada pelo ambiente no qual as células se desenvolvem. A diferenciação não envol-
ve a morte seletiva daquelas células já determinadas a secretar outro tipo de neuro-
transmissor (Coulombe e Bronner-Fraser, 1987). As células do coração, por exemplo,
secretam uma proteína, fator de inibição da leucemia (LIF), que pode converter neurô-
nios adrenérgicos do simpático em neurônios colinérgicos, sem mudar sua sobrevi-
vência ou crescimento (Chun e Patterson, 1977; Fukada, 1980; Yamamori et al., 1989).
Figura 7.39Figura 7.39Figura 7.39Figura 7.39Figura 7.39
Pluripotência das células da crista neural do
tronco. Uma única célula da crista neural é in-
jetada com uma molécula de dextrano altamen-
te fluorescente. A descendência dessa célula
irá, cada uma, receber algumas dessas molécu-
las fluorescentes. (A) Injeção de dextrano flu-
orescente pouco antes da migração das células
da crista neural ser iniciada. (B) Após dois
dias, tecidos derivados da crista contêm célu-
las marcadas, descendentes do precursor que
foi injetado. A figura resume dados de dois
experimentos diferentes (caso 1 e caso 2). (Se-
gundo Lumsden, 1988).
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 293
Célula cromafim
(adrenomedular)
bFG
F
NGF
Incapacidade de
responder a
glicocorticóides
Célula NGF
competente
Neurônio
simpático
Célula
pluripotente
da crista
neural
Célula
precursora
bipotente
Glicocorticóides
GlicocorticóidesInibição da
diferenciação
neural
Célula
precursora
cromafim
Promoção
de enzimas
cromafim
especificas
Analogamente, a proteína morfogenética do osso 2 (BMP2), uma proteína secretada
pelo coração, pulmão e aorta dorsal, influencia células da crista neural do rato a dife-
renciarem-se em neurônios colinérgicos. Esses neurônios formam os gânglios simpá-
ticos na região desses órgãos (Shah et al., 1996). Enquanto BMP2 pode induzir essas
células da crista neural a se tornarem neurônios, o fator de crescimento da glia (GGF;
neuregulina) suprime a diferenciação neurônica e dirige o desenvolvimento para des-
tinos gliais (Shah et al., 1994). É possível que outro fator parácrino, endotelina-3,
estimule a produção de melanócitos (Lahav et al., 1996).
Assim, parece que o destino de uma célula determinada da crista neural pode ser
dirigido pelo ambiente tissular no qual ela se estabelece. As células da crista neural do
tronco da galinha que migram para a região destinada a se tornar a medula da supra-
renal podem se diferenciar em duas direções. A presença da proteína morfogenética
do osso 7 (BMP7) pode induzir essas células a se tornarem produtoras de epinefrina
(Varley et al., 1995). Essas células usualmente se diferenciam em neurônios
noradrenérgicos do simpático. Entretanto, se essas células da crista neural recebem
glicocorticóides, como aqueles produzidos pelas células corticais da glândula supra-
renal, elas se diferenciam em células adrenomedulares (Figura 7.40; Anderson e Axel,
1986; Vogel e Weston, 1990). O tipo de matriz é importante na diferenciação das células
da crista neural da salamandra. Se células da crista de axolotle são cultivadas em
matrizes de regiões subepidérmicas (onde estão as células pigmentares), elas se tor-
nam melanócitos. Entretanto, se as mesmas células da crista são cultivadas em matri-
zes da região dos gânglios da raiz dorsal, elas desenvolvem um fenótipo neuronal
(Perris et al., 1988).
A crista neural cefálica
Vias migratórias das células da crista neural cefálicaVias migratórias das células da crista neural cefálicaVias migratórias das células da crista neural cefálicaVias migratórias das células da crista neural cefálicaVias migratórias das células da crista neural cefálica
O “rosto” é principalmente o produto da crista neural cefálica (cranial), e a evolução
dos maxilares, dentes, cartilagem facial resulta de mudanças na colocação dessas
células (veja Capítulo 23). Como já mencionado, o cérebro posterior é segmentado
ao longo do eixo ântero-posterior em rombômeros. As células da crista neural cefálica
da galinha migram de acordo com sua origem rombomérica e existem três vias princi-
pais usadas por essas células migratórias (Figura 7.41; Lumsden e Guthrie, 1991). Na
Figura 7.40Figura 7.40Figura 7.40Figura 7.40Figura 7.40
Diferenciação final de uma célula da crista
neural destinada a ser uma célula adrenome-
dular (cromafim) ou um neurônio simpático.
Glicocorticóides parecem agir em dois luga-
res. Primeiro, inibindo as ações daqueles fa-
tores que promovem a diferenciação neural;
segundo, induzindo as enzimas característi-
cas das células adrenais. As células expostas
seqüencialmente ao fator de crescimento fi-
broblástico básico (bFGF) e ao fator de cres-
cimento nervoso (NGF) se diferenciam em
neurônios simpáticos.
294 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Anéis traqueais
(A) Pregas
neurais
Células migratórias
da crista neural
Ro
mb
ôm
ero
s
Tubo
neural
Gânglios IX, X
Bolsa faríngea III
Células migratórias
da crista neural
Bolsa faríngea II
Primeiro arco faríngeo
Gânglios
VII e VIII
Células migratórias
da crista neuralBolsa faríngea
Cartilagem
facial e
Tubo neural
Martelo Bigorna Tronco arterial
Cartilagem
de Meckel
Estribo
Processo
estilóide
Bulbus cordis
Aorta descendente
Osso hióide
Artéria vitelínica
Cartilagem tireóide
Artéria
umbilical
Cartilagem cricóide
(B)
(D)(C)
Figura 7.41Figura 7.41Figura 7.41Figura 7.41Figura 7.41
Migração de células da crista neural na cabeça de mamíferos. (A) Micrografia de varredura
eletrônica de um embrião de rato com parte de seu ectoderma lateral removido da superfície.
A migração da crista neural pode ser vista sobre o mesencéfalo, e a migração da coluna de
células da crista neural migrando para o futuro arco faríngeo é evidente. (B) A análise da
migração de células cranianas da crista neural de rombômeros 4-6 no camundongo sugere que
há uma migração maior para os arcos faríngeos e uma migração menor para formação de
gânglios dos nervos cranianos. (C) Estruturas formadoras na face humana pelas células ecto-
mesenquimatosas da crista neural. Os elementos cartilaginosos das bolsas faríngeas estão
indicadospor cores, e a região pontilhada indica o esqueleto facial produzido pelas regiões
anteriores da crista cefálica. (D) Formação do septo tronco-conal (entre a aorta e a veia
pulmonar) das células da crista neural cardíaca. Células da crista do cérebro posterior humano
migram para os arcos faríngeos 4 e 6 durante a quinta semana da gestação e entram no tronco
arterial para gerar os septos. (A de Tan e Morriss-Kay, 1985, cortesia de S.-S. Tan; B, segundo
Sechrist et al. 1993; D segundo Kirby e Waldo, 1990.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 295
primeira, células do rombômero 2 migram para a primeira bolsa faríngea (mandibular) e
também geram o gânglio do nervo trigêmeo. Elas também são levadas pela epiderme
em expansão a formar o processo naso-frontal (anterior). Na segunda via, células do
rombômero 4 populam a segunda bolsa faríngea (formando a cartilagem hióide do
pescoço) e também produzem os gânglios para os nervos geniculado e o vestíbulo-
acústico. Na terceira via, células do rombômero 6 migram para a terceira e quarta
bolsas faríngeas para formar as glândulas timo, paratireóide e tireóide, como também
os gânglios dos nervos vago e glossofaríngeo. Se a crista neural é removida dessas
regiões incluindo o rombômero 6, o timo, as glândulas paratiróide e a tireóide não se
formam (Bockman e Kirby, 1984). As células da crista neural dos rombômeros 3 e 5 não
migram através do mesoderma que os envolve, mas sofrem morte celular apoptótica
ou entram nas correntes de células da crista em cada um de seus lados (Graham et al.,
1993; Sechrist et al., 1993; Graham et al., 1994).
Em embriões de mamíferos, células da crista neural cranial migram antes que o
tubo neural se feche (Tan e Morriss-Kay, 1985) e dão origem ao mesênquima facial
(Johnston et al., 1985). As células da crista que se originam nos cérebros anterior e
médio contribuem para o processo nasal, palato e o mesênquima da primeira bolsa
faríngea. Essa estrutura se torna parte do aparelho da guelra dos peixes; no homem
origina os ossos da mandíbula e os ossos martelo e bigorna do ouvido médio. As
células da crista neural, originando na região anterior do cérebro posterior, dão
origem ao mesênquima do segundo arco faríngeo, que produz o osso estribo no
homem, como também a maior parte da cartilagem facial (veja Figura 7.41 C; Tabela
7.2). As células da crista neural cervical dão origem ao mesênquima do terceiro,
quarto e sexto arcos faríngeos (no homem, o quinto degenera) os quais produzem os
ossos do pescoço e os músculos.
Como discutido no Capítulo 2, uma série de genes parecem especificar os destinos
das células da crista neural e suas vias migratórias. Chisaka e Capecchi (1991) elimina-
ram o gene Hoxa-3 de camundongos intracruzados encontrando que esses animais
mutantes tinham as glândulas do timo, paratireóide e tireóide fortemente deficientes
ou ausentes, vértebras do pescoço encurtadas, e os principais vasos do coração mal
formados. É possível que os genes Hoxa-3 sejam responsáveis pela especificação das
células da crista neural cranial que dão origem à cartilagem do pescoço e aos deriva-
dos do arco faríngeo. Entretanto, esse gene não controla a migração menor das células
da crista neural que formam os gânglios neurais cranianos. Essa via migratória é
afetada quando os genes Hoxb-1 são eliminados. Nesse mutante, existem defeitos na
produção do nervo facial* (Goddard et al., 1996; Studer et al., 1996).
Potência de desenvolvimento das células da crista neural cefálicaPotência de desenvolvimento das células da crista neural cefálicaPotência de desenvolvimento das células da crista neural cefálicaPotência de desenvolvimento das células da crista neural cefálicaPotência de desenvolvimento das células da crista neural cefálica
Pela discussão anterior, pode parecer que todas as células da crista neural são
idênticas na sua potência original. Entretanto, este não é o caso. Aqui, novamente
as células da crista neural cranial são diferentes das células do tronco porque so-
mente as primeiras são capazes de formar a cartilagem da cabeça. Quando a crista
neural craniana é transplantada para a região do tronco, ela participa da formação da
cartilagem do tronco, que normalmente não é produzida a partir de componentes da
crista neural. Em alguns casos, essas células da crista neural craniana são instruídas
precocemente a respeito de quais tecidos estarão aptas a formar. Noden (1983)
removeu regiões da crista neural da galinha, que normalmente deveria gerar o se-
gundo arco faríngeo, e as substituiu por células que migrariam para o primeiro arco
faríngeo. Os embriões hospedeiros desenvolveram dois conjuntos de estruturas
* O fenótipo dos camundongos mutantes, Hoxb-1, se assemelha ao de certas condições huma-
nas como a Paralisia de Bell e a Síndrome de Moebius (paralisia facial congênita) e pode fornecer
possíveis esclarecimentos para essa condição.
296 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
mandibulares, pois as células derivadas do enxerto também produziram uma mandíbu-
la. A base para essa instrução será discutida no Capítulo 16.
Quando células da crista neural cefálica da galinha ou codorna são cultivadas, se
obtém uma população heterogênea de células (Baroffio et al., 1991). Algumas das
células são pluripotentes, e seus clones contêm células de vários tipos. Outras células
da crista dão derivados mais restritos. É interessante notar que nem todas as combina-
ções de cartilagem, glia, neurônios colinérgicos, melanócitos e neurônios adrenérgicos
são observadas. A Figura 7.42 mostra os tipos de clones que emergem e traça vias
hipotéticas para os tipos restritos de célula
A crista neural cardíaca
Como será detalhado no Capítulo 9, o coração é formado inicialmente na região do
pescoço, diretamente abaixo dos arcos faríngeos, e não é surpreendente que adquira
células da crista neural. Entretanto, as contribuições da crista neural ao coração só
foram consideradas recentemente. A região caudal da crista céfalica é algumas vezes
chamada de crista neural cardíaca, porque essas células da crista neural (e somente
essas células determinadas da crista) podem dar origem ao endotélio das artérias do
arco aórtico e o septo entre a aorta e a artéria pulmonar (veja Figura 7.41D). Na galinha,
a crista neural cardíaca se localiza acima da região do tubo neural a partir do rombôme-
ro 7 até a medula espinhal, oposta ao terceiro somito, e essas células da crista migram
para os arcos faríngeos 3, 4 e 6. Se a crista neural cardíaca for removida e substituída
TTTTTabela 7.2abela 7.2abela 7.2abela 7.2abela 7.2 Alguns derivados dos arcos faríngeos
Arco faríngeo Elementos Arcos, artérias Músculos Nervos cranianos
esqueléticos (mesoderma) (mesoderma) (tubo neural)
(crista neural mais
mesoderma)
1 Bigorna e martelo Ramo maxilar da Músculos do Divisões maxilares
(da crista neural); artéria carótida queixo, soalho e mandibulares do
mandíbula, maxila (para ouvido, bucal; músculos nervo trigêmeo
e regiões do osso nariz e queixo) do ouvido e do
temporal (da crista palato mole
do mesênquima
dérmico)
2 Osso estribo do Artérias para a Músculos da Nervo facial (VII)
ouvido médio região do ouvido: expressão facial;
apófise estilóide artéria córtico- músculos do
do osso temporal; timpânica (adulto); queixo e pescoço
parte do osso hióide artéria estribal superior
do pescoço (todos (embrião)
da cartilagem da
crista neural)
3 Borda inferior e Artéria carótida Estilofaríngeo Glossofaríngeo
cornos maiores do comum; raiz da (para elevar a (IX)
osso hióide (da carótida interna faringe)
crista neural)
4 Cartilagens laringeanas Arco da aorta; Constritores Ramo superior
(do mesoderma da artéria subclávia da faringe e laringeano do
placa lateral) direita; bicos artérias cordas vocais nervo vago
originais de pulmonares
6 Cartilagens laringeanas Duto arterioso; Músculos Ramo recorrente
(do mesoderma da raízes das artérias intrínsecos laringeanodo nervo vago
placa lateral) pulmonares definitivas da laringe
Fonte: Baseado em Larsen, 1992
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 297
Células semelhantes
às germinativas
Células
germinativas de
linhagem restrita
Melanócitos
Neurônios
colinérgicos
Cartilagem Células adrenérgicas
Melanócitos Células gliais
Progenitores
unipotentes
Tipos celulares
derivados da
crista neural
Cartilagem Neurônios
colinérgicos
Células gliais Células
adrenérgicas
pela crista neural do tronco ou pela crista cefálica anterior, ocorrem anormalidades
cardíacas (especialmente a falta da separação aórtica-pulmonar). Fica evidente, que a
crista cardíaca já está determinada para gerar células cardíacas, e outras regiões da
crista neural não podem substituí-la (Kirby, 1989; Kuratani e Kirby, 1991). Defeitos
cardíacos congênitos no homem com freqüência ocorrem com defeitos nas glândulas
paratireóide, tireóide e timo. Não seria surpresa se esses estivessem ligados a defeitos
na migração de células da crista neural. [ecto7.html]
Q A EPIDERME E A ORIGEM DAS ESTRUTURAS CUTÂNEAS
A origem das células epidérmicas
As células que cobrem o embrião após a neurulação formam a epiderme presuntiva.
Inicialmente, esse tecido tem a espessura de uma camada de células, mas na maioria
dos vertebrados, logo em seguida se transforma em uma estrutura de duas camadas. A
camada externa dá origem à periderme, uma cobertura temporária que é descartada tão
logo se diferencia a camada inferior para formar a verdadeira epiderme. A camada
interna, chamada camada basal (ou estrato germinativo), é um epitélio germinativo
que dá origem a todas as células da epiderme (Figura 7.43). A camada basal se divide
dando origem a uma outra, composta de uma população de células externas chamada
camada espinhosa. Essas duas camadas epidérmicas são conhecidas como a camada
de Malpighi. As células da camada de Malpighi se dividem para produzir a camada
granular da epiderme, assim chamada porque as células são caracterizadas por grânu-
los da proteína queratina. De maneira diferente das células que permanecem na cama-
da de Malpighi, as células da camada granular não se dividem, mas começam a se
diferenciar em células da pele, ou queratinócitos. Os grânulos de queratina se tornam
mais proeminentes à medida que as células da camada granular envelhecem e migram
para fora. Aqui, elas formam a camada córnea (estrato córneo), na qual as células se
Figura 7.42Figura 7.42Figura 7.42Figura 7.42Figura 7.42
Restrição hipotética de linhagem nas cé-
lulas da crista neural cefálica da codor-
na. Um total de 533 clones, cada um
derivado de uma única célula, foram ob-
servados para os tipos celulares deriva-
dos de cada célula. Os resultados são
consistentes com a restrição progressi-
va do destino celular de célula germina-
tiva pluripotente, através de células ger-
minativas mais restritas, até uma célula
progenitora “unipotente”. (A, neurônio
adrenérgico; C, cartilagem; G, células da
glia; M, melanócitos; N, neurônios
colinérgicos.) (Segundo Le Douarin et
al., 1994.)
298 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Melanócito
Membrana
plasmática engrossada Queratina
Camada córnea
Grânulos de queratina
Célula de transição
Melanossomos
Camada granular
Camada
espinhosa
Camada
basal
Camada
de Malpighi
Lâmina basal
transformaram em sacos achatados da proteína queratina. A profundidade da camada
córnea varia de lugar a lugar, mas usualmente tem a espessura de 10 a 30 células. Os
núcleos dessas células são deslocados para uma de suas margens. Logo após o
nascimento, as células da camada córnea são descartadas e substituídas por células
novas da camada granular. Por toda a vida, as células mortas queratinizadas da cama-
da córnea são eliminadas (os seres humanos perdem 1.5 gramas dessas células cada
dia)* e são substituídas por células novas, originárias das células mitóticas da camada
de Malpighi. As células pigmentadas da crista neural também se situam na camada de
Malpighi, onde transferem seus grânulos de pigmentos (melanossomos) aos
queratinócitos em desenvolvimento.
As células germinativas epidérmicas da camada de Malpighi estão ligadas à mem-
brana basal por suas proteínas, integrinas. Entretanto, ao se tornarem determinadas
para diferenciar elas suprimem suas integrinas e as perdem enquanto migram para a
camada espinhosa (Jones e Watt, 1993).
Existem dois fatores de crescimento estimulando o desenvolvimento da epiderme.
O primeiro é o fator de crescimento transformador-ααααα (TGF-ααααα). O TGF-α é produzido
pelas células basais e estimula sua própria divisão. Quando um fator de crescimento é
produzido pela mesma célula que o recebe ele é chamado fator de crescimento
autócrino. Esses fatores precisam ser cuidadosamente regulados porque se tiverem
seus níveis aumentados, mais células são rapidamente produzidas. Na pele adulta,
uma célula nascida na camada de Malpighi leva aproximadamente 8 semanas para
* A maior parte dessa pele se transforma em “poeira de casa” em cima de móveis e no assoalho.
Se você tem alguma dúvida, queime uma porção dessa poeira; o cheiro será de pele chamuscada.
Figura 7.43Figura 7.43Figura 7.43Figura 7.43Figura 7.43
Diagrama das camadas da epiderme humana.
As células basais são mitoticamente ativas,
enquanto as células totalmente queratinizadas,
características da pela externa, estão mortas
e são descartadas. Os queratinócitos obtêm
esse pigmento pela transferência de melanos-
somos dos processos de melanócitos que res-
tam na camada basal. (Segundo Montagna e
Parakkal, 1974.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 299
alcançar o estrato córneo e permanece na camada córnea mais ou menos duas sema-
nas. Em indivíduos com psoríase, uma doença caracterizada por esfoliação de uma
enorme quantidade de células epidérmicas, o tempo de permanência na camada córnea
é de somente dois dias (Weinstein e van Scott, 1965; Halprin, 1972). Essa condição
está ligada a uma super expressão de TGF-α (a qual ocorre secundariamente a uma
inflamação imune) (Elder et al., 1989). Analogamente, se o gene TGF-α for ligado a um
promotor para queratina 14 (uma das principais proteínas da pele), e inserido no pro-
núcleo do camundongo, os animais transgênicos ativam o gene TGF-α em suas célu-
las da pele e não podem suprimi-lo. O resultado é um camundongo com pele escamosa,
pouco pêlo e um enorme excesso de epiderme queratinizada sobre uma única camada
de células basais (Figura 7.44C; Vassar e Fuchs, 1991).
O outro fator de crescimento necessário para a produção de epiderme é o fator de
crescimento do queranócito (KGF; também chamado fator de crescimento fibroblásti-
co 7) um fator parácrino que é produzido pelos fibroblastos da derme subjacente
(derivada do mesoderma). O KGF é recebido pelas células basais que estão acima dos
fibroblastos da derme e se considera que ele regula a proliferação dessas células
basais. Se o gene KGF é fundido com o promotor de queratina 14 e são produzidos
camundongos transgênicos, o KGF se torna autócrino. Os animais resultantes (Figura
7.44A) têm uma epiderme espessada, pele solta, muitas células basais e não têm folículos
de pêlo, nem mesmo folículos do bigode (Guo et al., 1993). Essas células basais são
“forçadas” a entrar na via de diferenciação da epiderme. A alternativa para a célula
basal é ajudar a gerar o folículo do pêlo.
Apêndices cutâneos
A epiderme e a derme também interagem em sítios específicos para criar as glândulas
sudoríparas e os apêndices cutâneos: pêlos, escamas ou penas (dependendo da espé-
cie). A primeira indicação de que um folículo do pêlo se formará em um local específico
é uma agregação de células na camada basal da epiderme. Essa agregação é dirigida
pelas células dermais subjacentes e ocorre em diferentes tempos e locais no embrião.
As células basais se alongam, se dividem e penetram na derme. As células dermaisFigura 7.44Figura 7.44Figura 7.44Figura 7.44Figura 7.44
Fatores de crescimento e proliferação epidér-
mica. (A) Um camundongo transgênico ex-
pressando baixos níveis de KGF em seus que-
ratinócitos. Notar a rarefação do pêlo ao re-
dor das patas, olhos e focinho. (B) Um ca-
mundongo de tipo selvagem. (C) Um compa-
nheiro de ninhada de (B) que está expressan-
do altos níveis de TGF-α em seus queratinó-
citos. Tem pele descamada e muito pouco
pêlo. Abaixo de cada camundongo está um
corte através de sua pele. O animal expres-
sando KGF em excesso não tem folículos
pilosos e um número aumentado de células
epidérmicas basais. O camundongo expres-
sando TGF-α tem camadas muito extensas
de epitélio queratinizado, o qual ele descarta.
(de Vassar e Fuchs, 1991, e Guo et al., 1993.
Fotografias cortesia de E. Fuchs.)KGF Tipo selvagem TGF-α
(A)
(B) (C)
300 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Bulbo contendo
células germinativas
pluripotentes do
folículo piloso
Ectoderma
epidérmico
Canal piloso em
desenvolvimento
Pêlo
Mesoderma
condensado
Mesoderma
dérmico
Ponta do pêlo
Glândula
sebáceaPapila dérmica
(A) (B) (C) (D)
respondem a esse ingresso de células epidérmicas basais formando um pequeno nó-
dulo (a papila dermal) abaixo do tampão epidérmico. A papila dérmica, em um movi-
mento ascendente, estimula as células basais germinativas a dividirem-se mais rapida-
mente e produzir células pós-mitóticas que se diferenciarão na haste queratinizada do
pêlo (veja Hardy, 1992; Miller et al., 1993). Melanoblastos, que estavam presentes
entre as células epidérmicas enquanto ingressavam, diferenciam-se em melanócitos e
transferiam seu pigmento à haste (Figura 7.45). Enquanto isso ocorre, duas intumes-
cências epiteliais começam a crescer nos lados do folículo. As células da intumescên-
cia inferior podem reter uma população de células germinativas que regenerarão a
haste do pêlo periodicamente, quando ela for descartada (Pinkus e Mehregan, 1981;
Cotsarelis et al., 1990). As células da intumescência superior formarão as glândulas
sebáceas que produzem uma secreção oleosa, o sebo. Em muitos mamíferos, incluindo
o homem, o sebo se mistura com células peridérmicas escamadas para formar a vernix
caseosa, esbranquiçada, que envolve o feto no nascimento. [ecto8.html]
Os primeiros pêlos do embrião humano são finos, localizados muito próximos, e
formam o chamado lanugo. Esse tipo de pêlo é geralmente descartado antes do nasci-
mento e substituído (pelo menos em parte, por novos folículos) por pêlos curtos e
sedosos, o velo. Velo permanece em muitas partes do corpo humano, usualmente
consideradas sem pêlos como a testa e as pálpebras. Em outras partes do corpo, o velo
dá lugar para o pêlo “definitivo”. Durante a vida de uma pessoa, alguns dos folículos
que produziram velo podem, mais tarde, formar pêlos definitivos, depois reverter para
a produção de velo. As axilas das crianças, por exemplo, têm folículos que produzem
velo até a adolescência. Nessa fase, as hastes definitivas são produzidas. Inversa-
mente, em calvície normal masculina, os folículos do couro cabeludo voltam a produzir
pêlos velos muito finos e não pigmentados (Montagna e Parakkal, 1974). A localização
e o padrão de pêlos, penas, escamas e glândulas sudoríparas envolve interações da
epiderme e da derme, e essas serão discutidas em detalhe no Capítulo 17. Da mesma
forma que existe uma célula germinativa neural, cuja descendência se torna células
neurais e células gliais, também parece existir uma célula germinativa epidérmica
pluripotente, cujos descendentes podem se tornar epiderme, glândulas sebáceas e
hastes de pêlo.
Conclusões
Neste capítulo acompanhamos a diferenciação do ectoderma embrionário em uma
ampla variedade de tecidos. Vimos que o ectoderma produz três conjuntos de células
durante a neurulação: (1) O tubo neural que dá origem aos neurônios, às células gliais
Figura 7.45Figura 7.45Figura 7.45Figura 7.45Figura 7.45
Desenvolvimento de folículos pilosos na pele
fetal humana. (A) Células epidérmicas basais
tornam-se colunares e se abaulam ligeiramente
para dentro da derme. (B) Células epidérmicas
continuam a proliferar, e células mesenquima-
tosas da derme se agregam na base do germe
primário do pêlo. (C) Começa a diferenciação
da haste do pêlo no germe piloso alongado.
(D) A haste pilosa queratinizada se estende da
raiz do pêlo, o broto secundário forma a glân-
dula sebácea, e por baixo existe uma região que
pode conter as células germinativas pilosas
para o próximo ciclo produtor de pêlo. (E)
Fotografia de um germe piloso alongado. (Se-
gundo Hardy, 1992, e Miller et al., 1993. Fo-
tografia cortesia de W. Montagna.)
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 301
e às células ependimárias do sistema nervoso central; (2) as células da crista neural,
que dão origem ao sistema nervoso periférico, células pigmentadas, medula da supra-
renal e certas áreas da cartilagem da cabeça; e (3) a epiderme da pele, que contribui
para a formação das estruturas cutâneas como o pêlo, penas, escamas e glândulas
sudoríparas e sebáceas, como também a cobertura protetora externa dos nossos cor-
pos. Também observamos como as interações das células epidérmicas estão envolvi-
das na origem dos vários tecidos do olho.
Os Capítulos posteriores (16 e 17) discutem com mais detalhe a indução do tubo
neural e o desenvolvimento coordenado do olho. No próximo capítulo discutiremos
os mecanismos pelos quais os neurônios são dirigidos para locais específicos, assim,
permitindo o desenvolvimento de reflexos e comportamentos.
Acampora, D., Mazan, S., Lallemand, Y.,
Avantaggiato, V., Maury, M., Simeone, A. and
Brulet, P. 1995. Forebrain and midbrain regions
are deleted in Otx2 -/- mutants due to a defective
anterior neuroectoderm specification during
gastrulation. Development 121: 3279-3290.
Akitaya, T. and Bronner-Fraser, M. 1992. Ex-
pression of cell adhesion molecules during
initiation and cessation of neural crest cell mi-
gration. Dev. Dyn. 194: 12-20.
Alvarez, I. S. and Schoenwolf, G. C. 1992.
Expansion of surface epithelium provides the
major extrinsic force for bending of the neural
plate. J. Exp. Zool. 261: 340-348.
Anderson, D. J. and Axel, R. 1986. A bipotential
neuroendocrine precursor whose choice of cell
fate is determined by NGF and glucocorticoids.
Cell 47: 1079-1090.
Artinger, K. B. and Bronner-Fraser, M. 1992.
Partial restriction in the developmental potential
of late emigrating avian neural crest cells. Dev.
Biol. 149: 149-157.
Balinsky, B. I. 1975. Introduction to Embryolo-
gy, 4th Ed. Saunders, Philadelphia.
Bally-Cuif, L. and Wassef, M. 1994. Ectopic
induction and reorganization of Wnt-1 expres-
sion in quail/chick chimeras. Development 120:
3379-3394.
Bally-Cuif, L. and Wassef, M. 1995. Determi-
nation events in the nervous system of the
vertebrate embryo. Curr. Opin. Genet. Dev. 5:
450-458.
Banks, M. S. and Bennett, P. J. 1988. Optical
and photoreceptor immaturities limit the spatial
and chromatic vision of human neonates. J. Opt.
Soc. Am. 5: 2059-2079.
Baroffio, A., Dupin, E. and Le Douarin, N. M.
1991. Common precursors for neural and
mesectodermal derivatives in the cephalic neural
crest. Development 112: 301-305.
Baynish, A. G., Hosoda, K., Giaid, A., Richard-
son, J. A., Emoto, N., Hammer, R. E. and
Yanagisawa, M. 1994. Interaction of endothelin-
3 with endothelin-B receptor is essential for
development of epidermal melanocytes and
enteric neurons. Cell 79: 1277-1285.
Bloom, W. and Fawcett. D. W. 1975. Textbook
of Histology, 10th Ed. Saunders, Philadelphia.
Bockman, D. E. and Kirby, M. L. 1984.
Dependence of thymus development on de-
rivatives of the neural crest. Science 223:
498-500.
Bronner-Fraser, M. 1986. Analysis of the early
stages of trunk neural crest migration in avian
embryos using monoclonal antibody HNK-1.
Dev. Biol.115: 44-55.
Bronner-Fraser, M. and Cohen, A. M. 1980.
Analysis of the neural crest ventral pathway using
injected tracer cells. Dev. Biol. 77: 130-141.
Bronner-Fraser, M. and Fraser, S. E. 1988. Cell
lineage analysis reveals multipotentency of some
avian neural crest cells. Nature 335: 161-164.
Bronner-Fraser, M. and Fraser, S. 1989. Deve-
lopmental potential of avian trunk neural crest
cells in situ. Neuron 3: 755-766.
Bronner-Fraser, M. and Stern, C. 1991. Effects
of mesodermal tissues on avian neural crest cell
migration. Dev. Biol. 143: 213-217.
Burnside, B. 1971. Microtubules and microfi-
laments in newt neurulation. Dev. Biol. 26:
416-441.
Burnside, B. 1973. Microtubules and microfila-
ments in amphibian neurulation. Am. Zool. 13:
989-1006.
Catala, M., Teillet, M.-A. and Le Douarin, N.
M. 1995. Organization and development of the
tail bud analyzed with the quailchick chimaera
system. Mech. Dev. 51: 51-65.
Catala, M., Teillet, M.-A., De Robertis, E. M.
and Le Douarin, N. M. 1996. A spinal cord fate
map in the avian embryo: while regressing,
Hensen’s node lays down the notochord and floor
plate thus joining the spinal cord lateral walls.
Development 122: 2599-2610.
Centers for Disease Control. 1992. Recom-
mendations for the use of folic acid to reduce
the number of cases of spina bifida and other
neural tube defects. Morb. Mortal. Wkly. Rep.
41: 1-7.
Chenn, A. and McConnell, S. K. 1995. Cleavage
orientation and the asymmetric inheritance of
Notch1 immunoreactivity in mammalian
neurogenesis. Cell 82: 631-641.
Chiang, C., Litingung, Y., Lee, E.,Young, K. K.,
Corden, J. E., Westphal, H. and Beachy, P. A.
1996. Cyclopia and defective axial patterning
in mice lacking Sonic hedgehog gene function.
Nature 383: 407-413.
Chisaka, 0. and Capecchi, M. 1991. Regionally
restricted developmental defects resulting from
targeted disruption of the mouse homeobox gene
Hox1.5. Nature 350: 473-479.
Chun, L. L. Y. and Patterson, P. H. 1977. Role
of nerve growth factor in development of rat
sympathetic neurons in vitro. Survival, growth,
and differentiation of catecholamine producti-
on. J. Cell Biol. 75: 694-704.
Ciment, G. 1990. The melanocyte/Schwann cell
progenitor: A bipotent intermediate in the
neural crest lineage. Commun. Dev. Neurobiol.
1: 207-223.
Cotsarelis, G., Sun, T.-T. and Lavker, R. M. 1990.
Label-retaining cells reside in the bulge area of
pilosebaceous unit: Implications for follicular
stem cells, hair cycle and skin carcinogenesis.
Cell 61: 1329-1337.
Coulombe, J. N. and Bronner-Fraser, M. 1987.
Cholinergic neurones acquire adrenergic
neurotransmitters when transplanted into an
embryo. Nature 324: 569-572.
Coulombre, A. J. 1956. The role of intraocular
pressure in the development of the chick eye. I.
Control of eye size. J. Exp. Zool. 133: 211-225.
Coulombre, A. J. 1965. The eye. In R. DeHaan
and H. Ursprung (eds.), Organogenesis. Holt,
Rinehart & Winston, New York, pp. 217-251.
LITERATURA CITADA
302 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Crossin, K. L., Chuong, C.-M. and Edelman, G.
M. 1985. Expression sequences of cell adhesion
molecules. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 82: 6942-
6946.
Crossley, P. H., Martinez, S. and Martin, G. R.
1996. Midbrain development induced by FGF8
in the chick embryo. Nature 380: 66-68.
Czeizel, A. and Dudas, I. 1992. Prevention of
first occurence of neural tube defects by
periconceptional vitamin supplementation. N.
Engl. J. Med. 327: 1832-1835.
Danielian, P. S. and McMahon, A. P. 1996. En-
grailed-1 as a target of the Wnt-1 signaling
pathway in vertebrate midbrain development.
Nature 383: 332-334.
Davenport, R. W., Dou, P., Rehder, V. and Kater,
S. B. 1993. A sensory role for neuronal growth
cone filopodia. Nature 361: 721-724.
Desmond, M. E. 1982. A description of the
occlusion of the lumen of the spinal cord in
early human embryos. Anat. Rec. 204: 89-93.
Desmond, M. E. and Field, M. C. 1992.
Evaluation of neural fold fusion and coincident
initiation of spinal cord occlusion in the chick
embryo. J. Comp. Neurol. 319: 246-260.
Desmond, M. E. and Schoenwolf, G. C. 1986.
Evaluation of the roles of intrinsic and
extrinsic factors in occlusion of the spinal
neurocoel during rapid brain enlargement in
the chick embryo. J. Embryol. Exp. Morphol.
97: 25-46.
Detrick, R. J., Dickey, D. and Kintner, C. R.
1990. The effects of N-cadherin misexpression
on morphogenesis in Xenopus embryos. Neuron
4: 493-506.
Dickinson, M. E., Krumlauf, R. and McMa-
hon, A. P. 1994. Evidence for a mitogenic
effect of Wnt-1 in the developing mammalian
central nervous system. Development 120:
1453-1471.
Edery, P. and nine others. 1994. Mutations of
the RET proto-oncogene in Hirschsprung’s
disease. Nature 367: 378-380.
Edmondson, J. C. Liem, R. K. H., Kuster, J. C.
and Hatten, M. E. 1988. Astrotactin: A novel
neuronal cell surface antigen that mediates
neuronal-astroglial interactions in cerebellar
microcultures. J. Cell Biol. 106: 509-517.
Eichele, G. 1992. Budding thoughts. The Sciences
(Jan., 1992): 30-36.
Elder, J. T. and eight others. 1989. Overexpres-
sion of transforming growth factor in psoriatic
epidermis. Science 243: 811-814.
Ericson, J., Morton, S., Kawakami, A., Roelinck,
H. and Jessell, T. M. 1996. Two critical periods
of Sonic hedgehog signaling required for the
specification of motor neuron identity. Cell 87:
661-673.
Erickson, C. A. and Weston, J. A. 1983. An SEM
analysis of neural crest migration in the mouse.
J. Embryol. Exp. Morphol. 74: 97-118.
Erickson, C. A. and Goins, T. L. 1995. Avian
neural crest cells can migrate in the dorsolateral
path only if they are specified as melanocytes.
Development 121: 915-924.
Erickson, C. A., Tosney, K. W. and Weston, J.
A. 1980. Analysis of migrating behaviour of
neural crest and fibroblastic cells in embryonic
tissues. Dev. Biol. 77: 142-156.
Erickson, C. A., Duong, T. D. and Tosney, K. W.
1992. Descriptive and experimenta analysis of
the dispersion of neural crest cells along the
dorsolateral pathway and their entry into
ectoderm in the chick embryo. Dev. Biol. 151:
251-272.
Ernfors, P., Lee, K. F. and Jaenisch, R. 1994.
Mice lacking brain-derived neurotrophic factor
develop with sensory deficits. Nature 368: 147-
150.
Fishell, G. 1995. Striatal precursors adopt cortical
identities in response to local cues. Develop-
ment 121: 803-812.
Fishell, G. and Hatten, M. E. 1991. Astrotactin
provides a receptor system for gliaguided neuronal
migration. Development 113: 755-765.
Forscher, P. and Smith, S. J. 1988. Actions of
cytochalasins on the organization of actin
filaments and microtubules in a neural growth
cone. J. Cell Biol. 107: 1505-1516.
Frantz, G. D. and McConnell, S. K. 1996.
Restriction of late cerebral cortical progenitors
to an upper-layer fate. Neuron 17: 55-61.
Fujimori, T., Miyatani, S. and Takeichi, M.
1990. Ectopic expression of N-cadherin perturbs
histogenesis in Xenopus embryos. Development
110: 97-104.
Fujita, S. 1964. Analysis of neuron differentiati-
on in the central nervous system by tritiated
thymidine autoradiography. J.Comp. Neurol.
122: 311-328.
Fujita, S. 1966. Application of light and electron
microscopy to the study of the cytogenesis of
the forebrain. In R. Hassler and H. Stephen (eds.),
Evolution of the Forebrain. Plenum, New York,
pp. 180-196.
Fukada, K. 1980. Hormonal control of neuro-
transmitter choice in sympathetic neuron
cultures. Nature 287: 553-555.
Gallera, J. 1971. Primary induction in birds. Adv.
Morphogenet. 9: 149-180.
Glaser, T., Jepeal, L., Edwards, J. G., Young, S.
R., Favor, J. and Maas, R. L. 1994. PAX6 gene
dosage effect in a family with congenital
cataracts, aniridia, anophthalmia and central
nervous system defects. Nat. Genet. 7: 463-471.
Goddard, J. M., Rossel, M., Manley, N. R. and
Capecchi, M. R.1996. Mice with targeted
disruption of Hoxb-1 fail to form the motor
nucleus of the VIIth nerve. Development 122:
3217-3228.
Golden, J. A. and Chernoff, G. F. 1993.
Intermittent pattern of neural tube closure in
two strains of mice. Teratology 47: 73-80.
Goldstein, R. S., Teillet, M.-A. and Kalcheim, C.
1990. The microenvironment created by
grafting rostral half-somites is mitogenic for
neural crest cells. Proc. Natl. Acad. Sci. USA
87: 4476-4480.
Gont, L. K., Steinbeisser, H., Blumberg, B. and
De Robertis, E. M. 1993. Tail formation as a
continuation of gastrulation: The multiple cell
populations of the Xenopus tailbud derive from
the late blastopore lip. Development 119: 991-
1004.
Gould, S. J. 1977. Ontogeny and Phylogeny.
Harvard University Press, Cambridge, MA.
Graham, A., Heyman, I. and Lumsden, A. 1993.
Even-numbered rhombomeres control the
apoptotic elimination of neural crest cells from
odd-numbered rhombomeres of the chick
hindbrain. Development119: 233-245.
Graham, A, Francis-West, P., Brickell, P. and
Lumsden, A. 1994. The signalling molecule
BMP-4 mediates apoptosis in the rhombence-
phalic neural crest. Nature 372: 684-686.
Guo, L., Yu, Q.-C. and Fuchs, E. 1993. Targetting
expression of keratinocyte growth factor to
keratinocytes elicits striking changes in epithelial
differeentiation in transgenic mice. EMBO J.
12: 973-986.
Guthrie, S. and Lumsden, A. 1991. Formation
and regeneration of rhombomere boundaries in
the developing chick hindbrain. Development
112: 221-229.
Gregory, W. A., Edmondson, J. C., Hatten, M.
E. and Mason, C. A. 1988. Cytology and neural-
glial apposition of migrating cerebellar granule
cells in vitro. J. Neurosci. 8: 1728-1738.
Halder, G., Callaerts, P. and Gehring, W. J. 1995.
Induction of ectopic eyes by targeted expressi-
on of the eyeless gene in Drosophila. Science
267: 1788-1792.
Hallet, M. M. and Ferrand, R. 1984. Quail
melanoblast migration in two breeds of fowl and
their hybrids: Evidence for a dominant genic
control of the mesodermal pigment pattern
through tissue environment. J. Exp. Zool. 230:
229-238.
Halprin, K. M. 1972. Epidermal “turnover
time”-a reexamination. J. Invest. Dermatol. 86:
14-19.
Hardy, M. H. 1992. The secret life of the hair
follicle. Trends Genet. 8: 55-61.
Harrison, R. G. 1907. Observations on the living
developing nerve fiber. Anat. Rec. 1: 116-118.
Hatten, M. E. 1990. Riding the glial monorail: A
common mechanism for glialguided neuronal
migration in different regions of the mammalian
brain. Trends Neurosci. 13: 179-184.
Hemesath, T. J. and nine others. 1994. micro-
phthalmia, a critical factor in melanocyte de-
velopment defines a discrete transcription factor
family. Genes Dev. 8: 2770-2780.
Henry, E. W. and Sidman, R. L. 1988. Long
lives for homozygous trembler mutant mic-e
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 303
despite virtual absence of peripheral nerve
myelin. Science 241: 344-346.
Hilfer, S. R. and Yang, J.-J. W. 1980. Accumula-
tion of CPC-precipitable material at apical cell
surfaces during formation of the optic cup. Anat.
Rec. 197: 423-433.
His, W, 1886. Zur Geschichte des menschlichen
Rückenmarks und der Nervenwurzeln. Ges. Wiss.
BD 13, S. 477.
Holt, A. B., Cheek, D. B., Mellitz, E. D. and
Hill, D. E. 1975. Brain size and the relation of
the primate to the non-primate. In D. B.
Cheek (ed.), Fetal and Postnatal Cellular
Growth: Hormones and Nutrition. Wiley, New
York, pp. 23-44.
Hosoda, K., Hammer, R. E., Richardson, J. A.,
Baynish, A. G., Cheung, J. C., Gialid, A. and
Yanagisawa, M. 1994. Targeted and natural
(Piebald-lethal) mutations of endothelin-B re-
ceptor gene produce megacolon associate with
spotted coat color in mice. Cell 79: 1267-1276.
Huettner, A. F. 1949. Fundamentals of Compa-
rative Embryology of the Vertebrates, 2nd Ed.
Macmillan, New York.
Irving, C., Flenniken, A., AlIdus, G. and
Wilkinson, D. G. 1996. Cell-cell interactions
and segmentation in the developing vertebrate
hindbrain. Biochem. Soc. Symp. 1996: 85-95.
Jacobson, A. G. 1981. Morphogenesis of the
neural plate and tube. In I. G. Connely et al.
(eds.), Morphogenesis and Pattern Formation.
Raven Press, New York, pp. 233-263.
Jacobson, A. G. and Moury, J. G. 1995. Tissue
boundaries and cell behavior during neurulation.
Dev. Biol. 171: 98-110.
Jacobson, A. G. and Sater, A. K. 1988. Features
of embryonic induction. Development 104:
341-359.
Jacobson, M. 1968. Cessation of DNA synthesis
in retinal ganglion cells correlated with the time
of specification of their central connections.
Dev. Biol. 17: 219-232.
Jacobson, M. 1991. Developmental Neurobio-
logy, 2nd Ed. Plenum, New York.
Johnston, M. C., Sulik, K. K., Webster, W. S.
and Jarvis, B. L. 1985. Isotretinoin embryopa-
thy in a mouse model: Cranial neural crest in-
volvement. Teratology 31: 26A.
Jones, K. R., Farinas, I., Backus, C. and Reichart,
L. F. 1994. Targeted disruption of the BDNF
gene perturbs brain and sensory neuron develo-
pment, but not motor neuron development. Cell
76: 989-999.
Jones, P. H. and Watt, F. M. 1993. Separation
of human epidermal stem cells from transit
amplifying cells of the basis of differences in
integrin function and expression. Cell 73:
713-724.
Jordan, T. and seven others. 1992. The human
PAX6 gene is mutated in two patients with
aniridia. Nat. Genet. 1: 328-332.
Kahn, C. R., Coyle, J. T. and Cohen, A. M. 1980.
Head and trunk neural crest in vitro: Autonomic
neuron differentiation. Dev. Biol. 77: 340-348.
Kalcheim, C. R. and Neufeld, G. 1990. Expressi-
on of basic fibroblast growth factor in the
nervous system of early avian embryos. Deve-
lopment 109: 203-215.
Kalcheim, C., Barde, Y.-A., Thoenen, H. and Le
Dourain, N. M. 1987. In vivo effect of brain-
derived neurotrophic factor on the survival of
neural crest precursor cells of the dorsal root
ganglia. EMBO J. 6: 2871-2873.
Karfunkel, P. 1972. The activity of microtubu-
les and microfilaments in neurulation in the
chick. J. Exp. Zool. 181: 289-302.
Keller, R., Shih, J., Sater, A. K. and Moreno, C.
1992. Planar induction of convergence and
extension of the neural plate by the organizer
of Xenopus. Dev. Dyn. 193: 218-234.
Kelley, R. I. and seven others. 1996 Holopro-
sencephaly in RSH/Smith-Lemli-Opitz syndro-
me: Does abnormal cholesterol metabolism
affect the function of Sonic hedgehog? Am. J.
Med. Genet. 66: 478-484.
Kirby, M. L. 1987. Cardiac morphogenesis: Recent
research advances. Pediatr. Res. 21: 219-224.
Kirby, M. L. 1989. Plasticity and predetermina-
tion of mesencephalic and trunk neural crest
transplanted into the region of the cardiac neural
crest. Dev. Biol. 134: 401-412.
Kirby, M. L. and Waldo, K. L. 1990. Role of
neural crest in congenital heart disease.
Circulation 82: 332-340.
Komuro, H. and Rakic, P. 1992. Selective role
of N-type calcium channels in neuronal migra-
tion. Science 157: 806-809.
Krull, C. E, Collazo, A., Fraser, S. E. and
Bronner-Fraser, M. 1995. Segmental migration
of trunk neural crest. Time lapse analysis reveals
a role for PNA binding molecules. Development
121: 3733-3743.
Kuratani, S. C. and Kirby, M. L. 1991. Initial
migration and distribution of the cardiac neural
crest in the avian embryo: An introduction to
the concept of the circumpharyngeal crest. Am.
J. Anat. 191: 215-227.
Lamoureux, P., Buxbaum, R. E. and Heidemann,
S. R. 1989. Direct evidence that growth cones
pull. Nature 340: 159-162.
Lahav, R., Ziller, C., Dupin, E. and Le Douarin,
N. M. 1996. Endothelin 3 promotes neural crest
cell proliferation and mediates a vast increase
in melanocyte number in culture. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA. 93:.3892-3897.
Landis, S. C. and Patterson, P. H. 1981. Neural
crest cell lineages. Trends Neurosci. 4: 172-175.
Larsen, W. J. 1993. Human Embryology.
Churchill Livingstone, New York.
LeDouarin, N. and Smith, J. 1988. Development
of the peripheral nervous system from the neural
crest. Annu. Rev. Cell Biol. 4: 375-404.
Le Douarin, N. M. 1969. Particularités du noyau
interphasique chez la Caille japonaise (Coturnix
coturnix japonica). Utilisation de ces particulari-
tés comme “marquage biologique” dans les
recherches sur les interactions tissulaires et les
migrations cellulaires au cours de l’ontogenèse.
Bull. Biol. Fr. Belg. 103: 435-452.
Le Douarin, N. M., and Teillet, M.-A. 1973. The
migration of neural crest cells to the wall of the
digestive tract in avian embryo. J. Embryol. Exp.
Morphol. 30: 31-48.
Le Douarin, N. M. and Teillet, M.-A. 1974. Ex-
perimental analysis of the migration and diffe-
rentiation of neuroblasts of the autonomic
nervous system and of neuroectodermal mesen-
chyme derivatives, using a biological cell marking
technique. Dev. Biol. 41:162-184.
Le Douarin, N. M., Dupin, E. and Ziller, C. 1994.
Genetic and epigenetic control in neural crest
development. Curr. Opin. Genet. Dev. 4: 685-
695.
Le Douarin, N. M., Dieterlen-Lièvre, F. and
Teillet, M.-A. 1996. Quail-chick transplantati-
ons. Methods Cell Biol. 51: 23-61.
Le Douarin, N. M., Renaud, D., Teillet, M.-A.
and Le Douarin, G. H. 1975. Cholinergic diffe-
rentiation of presumptive adrenergic neuro-
blasts in interspecific chimeras after heteroto-
pic transplantation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA
72: 728-732.
Le Lièvre, C. S. and Le Douarin, N. M. 1975.
Mesenchymal derivatives of the neural crest:
Analysis of chimaeric quail and chick embryos.
J. Embryol. Exp. Morphol. 34: 125-154.
Letourneau, P. C. 1977. Regulation of neuronal
morphogenesis by cell-substratum adhesion. Soc.
Neurosci. Symp. 2: 67-81.
Letourneau, R C. 1979. Cell substratum adhesion
of neurite growth cones, and its role in neurite
elongation. Exp. Cell Res. 124: 127-138.
Liem, K., Tremmi, G., Roelink, H. and Jessell,
T. M. 1995. Dorsal differentiation of neural plate
cells induced by BMP-mediated signals from
epidermal ectoderm. Cell 82: 969-979.
Löfberg, J., Perris, R. and Epperlin, H. H. 1989.
Timing in the regulation of neural crest cell mi-
gration: Retarded maturation of regional extra-
cellular matrix inhibits pigment cell migration
in embryos of the white axolotl mutant. Dev.
Biol 131: 168-181.
Loring, J. F. and Erickson, C. A. 1987. Neural
crest cell migratory pathways in the trunk of
the chick embryo. Dev. Biol. 121: 220-236.
Lumsden, A. 1988. Multipotent cells in the avian
neural crest. Trends Neurosci. 12: 81-83.
Lumsden, A. and Guthrie, S. 1991. Alternating
patterns of cell surface properties and neural
crest cell migration during segmentation of the
chick embryo. Development [Suppl.] 2: 9-15.
Lumsden, A. and Keynes, R. 1989. Segmental
patterns of neuronal development in the chick
hindbrain. Nature 337: 424-428.
304 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
Mancilla, A. and Mayor, R. 1996. Neural crest
formation in Xenopus laevis: Mechanisms of
Xslug induction. Dev. Biol. 177: 580-589.
Mann, I. 1964. The Development of the Human
Eye. Grune and Stratton, New York.
Marin, F. and Puelles, L. 1994. Patterning of
embryonic avian midbrain after experimental
inversion: a polarizing activity for the isthmus.
Dev. Biol. 163: 19-28.
Matsunami, H. and Takeichi, M. 1995. Fetal
brain subdivisions defined by T- and Ecadherins
expressions: evidence for the role of cadherin
activity in region-specific, cell-cell adhesion.
Dev. Biol. 172: 466-478.
Mayer, T. C. 1973. The migratory pathway of
neural crest cells into the skin of mouse embryos.
Dev. Biol. 34: 39-46.
Maxwell, G. D., Reid, K., Elefanty, A., Bartlett,
P. F. and Murphy, M. 1996. Glial cell line-
derived neurotrophic factor promotes the de-
velopment of adrenergic neurons in mouse
neural crest cultures. Proc. Natl. Acad. Sci.
USA 93: 13274-13279.
McConnell, S. K. and Kaznowski, C. E. 1991.
Cell cycle dependence of laminar determinati-
on in developing cerebral cortex. Science 254:
282-285.
McMahon, A. P. and Bradley, A. 1990. The Wnt-
1 (int-1) proto-oncogene is required for the de-
velopment of a large region of the mouse brain.
Cell 62: 1073-1085.
Milunsky, A., Jick, H., Jick, S. S., Bruell, C. L.,
Maclaughlen, D. S., Rothman, K. J. and Willett,
W. 1989. Multivitamin folic acid supplementa-
tion in early pregnancy reduces the prevalence
of neural tube defects. JAMA 262: 2847-2852.
Miller, S. J., Lavker, R. M. and Sun, T.-T. 1993.
Keratinocyte stem cells of corneal, skin, and
hair follicle. Semin. Dev. Biol. 4: 217-240.
Montagna, W. and Parakkal, P. F. 1974. The
piliary apparatus. In W. Montagna (ed.), The
Structure and Formation of Skin. Academic
Press, New York, pp. 172-258.
Montagu, M. F. A. 1962. Time, morphology,
and neoteny in the evolution of man. In M. F.
A. Montagu (ed.), Culture and Evolution of Man.
Oxford University Press, New York.
Moore K. L. and Persaud, T. V. N. 1993. Before
We Are Born: Essentials of Embryology and Birth
Defects. W. B. Saunders, Philadelphia.
Morowitz, H. J. and Trefil, J. S. 1992. The Facts
of Life: Science and the Abortion Controversy.
Oxford University Press, New York.
Moury, J. D. and Schoenwolf, G. C. 1995.
Cooperative model of epithelial shaping and
bending during avian neurulation: Autonomous
movements of the neural plate, autonomous
movements of the epidermis, and interactions
in the neural plate/epidermis transition zone.
Dev. Dyn. 204: 323-337.
Nagele, R. G. and Lee, H. Y. 1980. Studies on
the mechanism of neurulation in the chick:
Microfilament-mediated changes in cell shape
during uplifting of neural folds. J. Exp. Zool.
213: 391-398.
Nagele, R. G. and Lee, H. Y. 1987. Studies in the
mechanism of neurulation in the chick.
Morphometric analysis of the relationship
between regional variations in cell shape and
sites of motive force generation. J. Exp. Biol.
24: 197-205.
Newgreen, D. F. and Gooday, D. 1985. Control
of onset of migration of neural crest cells in
avian embryos: Role of Ca++-dependent cell
adhesions. Cell Tiss. Res. 239: 329-336.
Newgreen, D. F., Scheel, M. and Kaster, V. 1986.
Morphogenesis of sclerotome and neural crest
cells in avian embryos. In vivo and in vitro studies
on the role of notochordal extracellular materi-
al. Cell Tiss. Res, 244: 299-313.
Nichols, D. H. 1981. Neural crest formation in
the head of the mouse embryo as observed using
a new histological technique. J. Embryol. Exp.
Morphol. 64: 105-120.
Nichols, D. H. and Weston, J. A, 1977.
Melanogenesis in cultures of peripheral nervous
tissue. I. The origin and prospective fates of
cells giving rise to melanocytes. Dev. Biol. 60:
217-225.
Nieto, M. A., Sargent, M. G., Wilkinson, D. G.
and Cooke, J. 1994. Control of cell behavior
during vertebrate development by slug, a zinc
finger gene. Science 264: 835-839.
Nievelstein, R. A. J., Hartwig, N. G., Vermeij-
Keers, C. and Valk, J. 1993. Embryonic deve-
lopment of the mammalian caudal neural tube.
Teratology 48: 21-31.
Noden, D. M. 1978. The control of avian
cephalic neural crest cytodifferentiation. I.
Skeletal and connective tissue. Dev. Biol. 69:
296-312.
Noden, D. M. 1983. The role of the neural crest
in patterning of avian cranial skeletal, connec-
tive, and muscle tissues. Dev. Biol. 96: 144-165.
O’Rourke, N. A., Dailey, M. E., Smith, S. J. and
McConnell, S. K. 1992. Diverse migratory
pathways in the developing cerebral cortex.
Science 258: 299-302.
Papaconstantinou, J. 1967. Molecular aspects of
lens cell differentiation. Science 156: 338-346.
Pasteels, J. 1937. Etudes sur la gastrulation des
vertébrés méroblastiques. III. Oiseaux. IV.
Conclusions générales. Arch. Biol. 48:: 381-488.
Paton, D. and Craig, J. A. 1974. Cataracts: De-
velopment, diagnosis, and management. Ciba
Clin. Symp. 26(3): 2-32.
Patten, B. M. 1971. Early Embryology of theChick, 5th Ed. McGraw-Hill, New York.
Perris, R. and Bronner-Fraser, M. 1989. Recent
advances in defining the role of the extracellu-
lar matrix in neural crest development.
Commun. Dev. Neurobiol. 1: 61-83.
Perris, R., von Boxburg, Y. and Löfberg, J. 1988.
Local embryonic matrices determine region-
specific phenotypes in neural crest cells. Science
241: 86-89.
Perris, R., Löfberg, J. Fällström, C., von Boxburg,
Y, Olsson, L. and Newgreen, D. F. 1990. Structural
and compositional divergencies in the extrace-
llular matrix encountered by neural crest cells in
the white mutant axlotl embryo. Development
109: 533-551.
Piatigorsky, J. 1981. Lens differentiation in
vertebrates: A review of cellular and molecular
features. Differentiation 19: 134-153.
Pichel. J. G. and eleven others. 1996. Defects in
enteric innervation and kidney development in
mice lacking GDNF. Nature 382: 73-76.
Pinkus, H. and Mehregan, A. H. H. 1981. A Guide
to Dermohistopathology. Appleton Century
Crofts, New York.
Pomeranz, H. D., Rothman, T. P. and Gershon,
M. D. 1991. Colonization of the postumbilical
bowel by cells derived from the sacral neural
crest: Direct tracing of cell migration using an
intercalating probe and a replication-deficient
retrovirus. Development 111: 647-655.
Poole, T. J. and Thiery, J. P. 1986. In H. C.
Slavkin (ed.), Progress in Clinical and Biologi-
cal Research, Vol 217. Alan R. Liss, New York,
pp. 235-238.
Porter, J. A., Young, K. E. and Beachy, P. A.
1996. Cholesterol modification of Hedgehog
signaling proteins in animal development.
Science 274: 255-259.
Portmann, A. 1941. Die Tragzeiten der Primaten
und die Dauer der Schwangerschaft beim
Menschen: Ein Problem der vergleichen
Biologie. Rev. Suisse Zool. 48: 511-518.
Portmann, A. 1945. Die Ontogenese des
Menschen als Problem der Evolutionsforschung.
Verh. Schweiz. Naturf. Ges. 125: 44-53.
Puffenberger, E. G., Hosoda, K., Washington, S.
S., Nakao, K., deWilt, D., Yanagisawa, M. and
Chakvarti, A. 1994. A missense mutation of the
endothelin-B receptor gene in multigenic
Hirschsprung’s disease. Cell 79: 1257-1266.
Quiring, R., Walldorf, U., Kloter, U., and
Gehring, W. J. 1994. Homology of the eyeless
gene of Drosophila to the Small eye gene in
mice and Aniridia in humans. Science 265:
785-789.
Rakic, P. 1972. Mode of cell migration to su-
perficial layers of fetal monkey neocortex. J.
Comp. Neurol. 145: 61-84.
Rakic, P. 1974. Neurons in rhesus visual cortex:
Systematic relation between time of origin and
eventual disposition. Science 183: 425-427.
Rakic, P. 1975. Cell migration and neuronal
ectopias in the brain. In D. Bergsma (ed.), Mor-
phogenesis and Malformations of Face and
Brain. Birth Defects Original Article Series 11(7):
95-129.
Rakic P. and Goldman, P. S. 1982. Develop-
ment and modifiability of the cerebral cortex.
Neurosci. Rev. 20: 429-611.
CAPÍTULO 7 Neurulação e o Ectoderma 305
Rakic, P. and Sidman, R. L. 1973. Organization
of cerebellar cortex secondary to deficit of gra-
nule cells in weaver mutant mice. J. Comp.
Neurol. 152: 133-162.
Ramón y Cajal, S. 1890. Sur l’origene et les
ramifications des fibres neuveuses de la moelle
embryonnaire. Anat. Anz. 5: 111-119.
Rawles, M. E. 1948. Origin of melanophores
and their role in development of color patterns
in vertebrates. Physiol. Rev. 28: 383-408.
Rickmann, M., Fawcett, J. W. and Keynes, R. J.
1985. The migration of neural crest cells and
the growth of motor neurons through the rostral
half of the chick somite. J. Embryol. Exp.
Morphol. 90: 437-455.
Roessler, E. and seven others. 1996. Mutations
in the human Sonic hedgehog gene cause
holoprosencephaly. Nat. Genet. 14: 357-360.
Romanes, G. J. 1901. Darwin and After Darwin.
Open Court Publishing, London.
Romeo, G. and ten others. 1994. Point mutations
affecting the tyrosine kinase domain of the RET
proto-oncogene in Hirschsprung’s disease. Nature
367: 377-378.
Rubenstein, J. L. R. and Puelles, L. 1994.
Homeobox gene expression during development
of the vertebrate brain. Curr. Top. Dev. Biol.
29: 1-63.
Saha, M., Spann, C. L. and Grainger, R. M.
1989. Embryonic lens induction: More than
meets the optic vesicle. Cell Differ. Dev. 28:
153-172.
Sauer, F. C. 1935. Mitosis in the neural tube. J.
Comp. Neurol. 62: 377-405.
Schoenwolf, G. C. 1984. Histological and
ultrastructural studies of secondary neurulation
in mouse embryos. Am. J. Anat. 169: 361-374.
Schoenwolf, G. C. 1991a. Cell movements driving
neurulation in avian embryos. Development 2
[Suppl.]: 157-168.
Schoenwolf, G. C. 1991b. Cell movements in
the epiblast during gastrulation and neurulation
in avian embryos. In R. Keller et al. (eds)., Gas-
trulation. Plenum, New York, pp. 1-28.
Schoenwolf, G. C. and Alvarez, I. S. 1989. Roles
of neuroepithelial cell rearrangement and
division in shaping of the avian neural plate.
Development 106: 427-439.
Schoenwolf, G. C. and Desmond, N. E. 1984.
Descriptive studies of the occlusion and
reopening of the spinal canal of the early chick
embryo. Anat. Rec. 209: 251-263.
Schweizer, G., Ayer-LeLièvre, C. and Le
Douarin, N. M. 1983. Restrictions in develop-
mental capacities in the dorsal root ganglia du-
ring the course of development. Cell Differ.
13:191-200.
Sechrist, J., Serbedzija, G. N., Scherson T., Fraser,
S. E. and Bronner-Fraser, M. 1993. Segmental
migration of the hindbrain neural crest does not
arise from its segmental origin. Development
118: 691-703.
Selleck, M. A. and Bronner-Fraser, M. 1995.
Origins of the avian neural crest: the role of
neural plate-epidermal interactions. Develop-
ment 121: 525-538.
Serbedzija, G. N., Bronner-Fraser, M. and Fraser,
S. E. 1989. A vital dye analysis of the timing and
pathways of avian trunk neural crest cell
migration. Development 106: 809-816.
Shah, N. M. Groves, A. K. and Anderson, D. J.
1996. Alternative neural crest cell fates are
instructively promoted by TGF-bð superfamily
memebers. Cell 85: 331-343.
Shah, N. M., Marchionni, M. A., Isaacs, I,
Stroobant, P. and Anderson, D. J. 1994. Glial
growth factor restricts mammalian neural crest
stem cells to a glial fate. Cell 77: 349-360.
Shawlot, W. and Behringer, R. R. 1995. Require-
ment for Lim1 in head-organizer function. Nature
374: 425-430.
Sidman, R. L., Dickie, M. M. and Appel, S. H.
1964. Mutant mice (quaking and jimpy) with
deficient myelination in the central nervous
system. Science 144: 309-311.
Sieber-Blum, M. 1991. Role of neurotrophic
factors BDNF and NGF in the commitment of
pluripotent neural crest cells. Neuron 6: 949-955
Sieber-Blum, M. and Sieber, F. 1984. Heteroge-
neity among early quail neural crest cells. Dev.
Brain Res. 14: 241-246.
Smith, J. L. and Schoenwolf, G. C. 1989.
Notochordal induction of cell wedging in the
chick neural plate and its role in neural tube
formation. J. Exp. Zool. 250: 49-62.
Smith, J. L. and Schoenwolf, G. C. 1991. Further
evidence of extrinsic forces in bending of the
neural plate. J. Comp. Neurol. 307: 225-236.
Spemann, H. 1938. Embryonic Development
and Induction. Yale University Press, New
Haven.
Spieth, J. and Keller, R. E. 1984. Neural crest
cell behavior in white and dark larvae of
Ambystoma mexicanum: Differences in cell
morphology, arrangement, and extracellular
matrix as related to migration. J. Exp. Zool.
229: 91-107.
Spritz, R. A., Gielbel, L. B. and Holmes, S. A.
1992. Dominant negative and loss of function
mutations of the c-kit (mast/Stem cell growth
factor) proto-oncogene in human piebaldism.
Am. J. Hum. Genet. 50: 261-269.
Stemple, D. L. and Anderson, D. J. 1992.
Isolation of a stem cell for neurons and glia
from the mammalian neural crest. Cell 71:
973-985.
Steingrimsson, E. and ten others. 1994.
Molecular basis of mouse microphthalmia (mi)
mutations helps explain their developmental
and phenotypic consequences.Nat. Genet. 8:
256-261.
Stocker, K. M., Sherman, L., Rees, S. and Ciment,
G. 1991. Basic FGF and TGF-bð1 influence
commitment to melanogenesis in neural crest-
derived. cells of avian embryos. Development
111: 635-645.
Studer, M., Lumsden, A., Ariza-McNaughton, L.,
Bradley, A. and Krumlauf, R. 1996. Altered
segmental identity and abnormal migration of
motor neurons in mice lacking Hoxb-1. Nature
384: 630-634.
Takeichi, M. 1988. The cadherins: Cell-cell
adhesion molecules controlling animal morpho-
genesis. Development 102: 639-656.
Tan, S.-S. and Morriss-Kay, G. 1985. The de-
velopment and distribution of the cranial
neural crest in the rat embryo. Cell Tiss. Res.
240:403-416.
Tassabehji, M., Newton, V. E. and Read, A. P.
1994. Waardenburg syndrome type 2 caused by
mutations in the human microplithalmia (MITF)
gene. Nat, Genet. 8: 251-255.
Teillet, M.-A., Kalcheim, C. and Le Douarin,
N.M. 1987. Formation of the dorsal root ganglia
in the avian embryo: Segmental origin and
migratory behavior of neural crest progenitor
cells. Dev. Biol. 120: 329-347.
Thomas, K. R. and Cappecchi, M. R. 1990.
Targeted disruption of the murine int-1 proto-
oncogene resulting in severe abnormalities in
midbrain and cerebellar development. Nature
346: 847-850.
Thorogood, P. 1989. Review of Developmental
and Evolutionary Aspects of the Neural Crest.
Trends Neurosci. 12: 38-39.
Tremblay, P., Kessel, M. and Gruss, P. 1995.
A transgenic neuroantornical marker identi-
fies cranial neural crest deficiencies associated
with the Pax3 mutant Splotch. Dev. Biol. 171:
317-329.
Turner, D. L. and Cepko, C. L. 1987. A common
progenitor for neurons and glia persists in rat
retina late in development. Nature 328: 131-136.
Vogel, K. S. and Weston, J. A. 1990. The
sympathoadrenal lineage in avian embryos. II.
Effects of glucocorticoids on cultured neural crest
cells. Dev. Biol. 139: 13-23.
Van Allen, M. I. and fifteen others. 1993.
Evidence for multi-site closure of the neural tube
in humans. Am. J. Med. Genet. 47: 723-743.
van Straaten, H. W. M., Hekking, J. W. M.,
Wiertz-Hoessels, E. J. L. M., Thors, F. and
Drukker, J. 1988. Effect of the notochord on
the differentiation of a floor plate area in the
neural tube of the chick embryo. Anat. Embryol.
177: 317-324.
Varley, J. E., Wehby, R. G., Rueger, D. C. and
Maxwell, G. D. 1995. Number of adrenergic and
islet-1 immunoreactive cells is increased in avian
trunk neural crest cultures in the presence of
human recombinant osteogenic protein-1. Dev.
Dyn. 203: 434-447.
Vassar, R. and Fuchs, E. 1991. Transgenic mice
provide new insights into the role of TGF-a
during epidermal development and differentia-
tion. Genes Dev. 5: 714-727.
306 PARTE II Padrões de Desenvolvimento
von Baer, K. E. 1828. Entwicklungsgeschichte
der Thiere: Beobachtung und Reflexion.
Bornträger, Konigsberg.
Walsh, C. and Cepko, C. L. 1988. Clonally
related cortical cells show several migration
patterns. Science 241: 1342-1345.
Walsh, C. and Cepko, C. L. 1992. Widespread
dispersion of neuronal clones across functional
regions of the cerebral cortex. Science 255:
434-440.
Webster, E. H., Silver, A. F. and Gonsalves, N. I.
1984. The extracellular matrix between the
optic vesicle and the presumptive lens during
lens morphogenesis in an anophthalmic strain
of mice. Dev. Biol. 103: 142-150.
Weinstein, D. C., Rahman, S. M., Ruiz, J. C. and
Hemmati-Brivanlou, A. 1996. Embryonic
expression of EPH signaling factors in Xenopus.
Mech. Dev. 57: 133-144.
Weinstein, G. D. and van Scott, E. J. 1965.
Turnover times of normal and psoriatic epider-
mis. J. Invest. Dermatol. 45: 257-262.
Weston, J. 1963. A radiographic analysis of the
migration and localization of trunk neural crest
cells in the chick. Dev. Biol. 6: 274-310.
Weston, J. A. 1991. Sequential segregation and
fate of developmentally restricted intermediate
cell populations in the neural crest lineage. Curr.
Top. Dev. Biol. 25: 133-153.
Witte, 0. N. 1990. Steel locus defines new
multipotent growth factor. Cell 63: 5-6.
Yamada, K. M., Spooner, B. S. and Wessells, N.
K. 1971. Ultrastructure and function of growth
cones and axons of cultured nerve cells. J. Cell
Biol. 49: 614-635.
Yamada, T., Pfaff, S. L., Edlund, T. and Jessell,
T. M. 1993. Control of cell pattern in the neural
tube: Motor neuron induction by diffusible
factors from notochord and floor plate. Cell 73:
673-686.
Yamamori, T., Fukada, K., Aebersold, R.,
Korsching, S., Fann, M.-J. and Patterson, P.
H. 1989. The cholinergic neuronal differen-
tiation factor from heart cells is identical to
leukemia inhibitory factor. Science 246:
1412-1416.
Yuodelis, C. and Hendrickson, A. 1986. A
qualitative and quantitative analysis of the
human fovea during development. Vision Res.
26: 847-855.