Apostila animais silvestres Prof Rogerio Lange

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UNIVERSIDADE FEDERAL DO PARANÁ 
CURSO DE MEDICINA VETERINÁRIA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
CLÍNICA DE ANIMAIS SILVESTRES E DE ZOOLÓGICO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
2004 
 
INTRODUÇÃO À MEDICINA DE ANIMAIS SILVESTRES 
 
O Médico Veterinário de animais silvestres: 
 
Perfil: pesquisa, constantes novidades e desafios, inter-relacionamento com outras 
especialidades, forte associação com a zoologia e a biologia, visão 
conservacionista, capacidade de extrapolação e adaptação. Atuação e envolvimento 
em campos diversos como zootecnia, nutrição, manejo, contenção, anestesiologia, 
clínica, cirurgia, patologia, parasitologia, odontologia, planejamento, educação. 
 
Estreito envolvimento com as três grandes áreas de atuação do Médico 
Veterinário: 
 
• SAÚDE PÚBLICA 
• SAÚDE ANIMAL 
• PRODUÇÃO ANIMAL 
 
Áreas de atuação do Médico Veterinário de animais silvestres ou selvagens: 
 
Cativeiro: 
 # Exposição (zoológicos); 
# Produção (criadouros científicos; 
comerciais e conservacionistas); 
 # Animais de estimação (clínica); 
 # Circos. 
 
Vida livre: 
 # Unidades de conservação; 
 # Pesquisa; 
 # Reabilitação. 
 
 
Capacitação: 
• Disciplinas de graduação; 
• Cursos de aperfeiçoamento; 
• Estágio; 
• Residência; 
• Autodidatismo. 
 
Conceitos: 
Nomenclatura científica 
Conservação 
Preservação 
Distribuição geográfica 
Expansão de distribuição 
Nativo, indígena, natural 
Exótico, alienígena, estrangeiro 
Introduzido 
Relocação, repatriação, translocação 
Espécie rara (naturalmente rara) 
Espécie ameaçada de extinção 
Espécie sinantrópica 
Espécie especialista 
Espécie generalista 
Espécie cosmopolita 
Espécie endêmica 
Procedência 
Origem 
Plano de manejo 
CITES 
IATA
 
 
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ANIMAIS DOMESTICOS 
 
 Há mais de 10 mil anos os habitantes do sudeste asiático iniciaram a 
domesticação de animais e o plantio de vegetais. Isto proporcionou uma maior 
disponibilidade de alimento e o conseqüente crescimento da civilização humana. 
 Os primeiros animais domesticados foram os cães e depois os bois, as 
ovelhas e as cabras. Mais tarde o asno, o cavalo e os camelídeos. A seleção 
zootécnica promoveu a redução da ferocidade e o aumento da produtividade. 
 A atual relação de espécies domésticas está intimamente ligada à história da 
civilização humana e a sua cronologia. O homem, quando ocupava novos territórios, 
sempre levava consigo os animais domesticados, isto tornou as espécies 
domésticas cosmopolitas, muitas vezes perdendo-se no tempo a sua origem precisa. 
Com certeza, muitas espécies silvestres têm grande potencial zootécnico. 
Porém, o aprimoramento genético já alcançado nas espécies domésticas, e os 
avanços zootécnicos continuados tornam bastante difícil a competição entre 
espécies silvestres e as domésticas. A inclusão de novas espécies na relação de 
domésticas representa um grande desafio. Isto se justifica em função da existência 
de uma grande defasagem de tempo investido em pesquisa, decorrente 
principalmente da cronologia histórica e da ocupação dos continentes pela 
civilização humana. 
 
Conceitos 
A domesticação é diferente do amansamento, porém aí tem seu início. A 
domesticação se refere à espécie e o amansamento ao indivíduo. 
REQUERIMENTOS E MECANISMOS PARA A CONVERSÃO DE UMA ESPÉCIE SELVAGEM EM 
DOMÉSTICA: 
1. Alteração do ambiente natural para artificial. 
2. Seleção zootécnica de características econômicas (produtivas), estéticas 
ou esportivas em função do interesse humano. 
 
Estimular: Sociabilidade 
Adaptabilidade 
Conversão alimentar 
Produtividade 
Fertilidade 
Precocidade 
Resistência a doenças 
 
Reduzir: Territorialidade 
Dominância 
Mecanismos reprodutivos intrincados 
 
 
 
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RELAÇÃO DAS ESPÉCIES ANIMAIS CONSIDERADAS DOMÉSTICAS 
 
AVES (14) 
Nome comum Nome científico Origem Ordem Família 
Marreco Anas platyrhyncos Eurásia e África Anseriformes Anatidae 
Ganso Anser anser Ásia Anseriformes Anatidae 
Ganso-do-canadá Branta canadensis Canadá Anseriformes Anatidae 
Pato Cairina moschata América do Sul Anseriformes Anatidae 
Cisne-branco Cygnus olor Eurásia Anseriformes Anatidae 
Pombo Columba livia Eurásia Columbiformes Columbidae 
Codorna Coturnix coturnix Ásia Galliformes Phasianidae 
Galinha Gallus gallus Ásia Galliformes Phasianidae 
Peru Meleagris gallopavo América do 
Norte 
Galliformes Phasianidae 
Galinha-de-angola Numida meleagris África Galliformes Phasianidae 
Pavão Pavo cristatus Índia Galliformes Phasianidae 
Faisão-de-coleira Phasianus colchicus Eurásia Galliformes Phasianidae 
Canário-belga Serinus canarius Ilhas Canárias Passeriformes Fringelidae 
Periquito-
australiano 
Melopsittacus 
undulatus 
Oceania Psittaciformes Psittacidae 
 
MAMÍFEROS (28) 
Nome comum Nome científico Origem Ordem Família 
Gayal Bos gaurus Ásia Artiodactyla Bovidae 
Yak Bos grunniensis Ásia Artiodactyla Bovidae 
Banteng Bos javanicus Ásia Artiodactyla Bovidae 
Kouprey Bos sauveli Ásia Artiodactyla Bovidae 
Boi Bos taurus Eurásia e África Artiodactyla Bovidae 
Búfalo Bubalus bubalis Ásia Artiodactyla Bovidae 
Cabra Capra hircus Ásia Artiodactyla Bovidae 
Ovelha Ovis aries Ásia Artiodactyla Bovidae 
Dromedário Camelus 
dromedarius 
Ásia Artiodactyla Camelidae 
Camelo Camelus bactrianus Arábia Artiodactyla Camelidae 
Alpaca Lama pacos América do Sul Artiodactyla Camelidae 
Lhama Lhama glama América do Sul Artiodactyla Camelidae 
Rena Rengifer tarantus Eurásia Artiodactyla Cervidae 
Porco Sus scrofa Eurásia Artiodactyla Suidae 
Raposa Vulpes fulva América do 
Norte 
Carnívora Canidae 
Cão Canis familiaris Eurásia Carnívora Canidae 
Gato Felis catus África (Egito) Carnívora Felidae 
Ferret Mustela putorinus Europa Carnívora Mustelidae 
Mink Mustela vison América do 
Norte 
Carnívora Mustelidae 
 
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Elefante asiático Elephas maximus Síria, Índia e 
China 
Probocideat Elephantidae 
Coelho Oryctolagus 
cuniculus 
Europa Lagomorpha Leporidae 
Asno Equus asinus África Perissodactyla Equidae 
Cavalo Equus caballus Eurásia Perissodactyla Equidae 
Porquinho-da-
índia 
Cavia porcellus América do Sul Rodentia Caviidae 
Chinchila Chinchila laniger América do Sul Rodentia Chinchilidae 
Hamster Mesocricetus 
auratus 
Ásia Rodentia Muridae 
Camundongo Mus musculus Eurásia Rodentia Muridae 
Ratazana Rattus norvegicus Ásia (China) Rodentia Muridae 
 
INSETOS (2) 
 
Nome comum Nome científico Origem Ordem Família 
Abelha Apis mellifera Europa Hymenoptera Apidae 
Bicho-da-seda Bombix mori China Lepidoptera Bombicidae 
 
PEIXES (1) 
 
Nome comum Nome científico Origem Ordem Família 
Carpa Cyprinus carpio Eurásia e África Cypriniforme Cyprinidae 
 
 
Ungulados: nome genérico de qualquer mamífero cujas extremidades terminem em 
cascos. Incluem o cavalo, o rinoceronte, a anta (com número ímpar de dedos), o 
porco, o camelo, o cervo, o gado bovino, a ovelha (com número par de dedos), o 
elefante e o daimão (hiracoide). Na maioria, são herbívoros e se espalharam por 
todos os continentes, exceto a Austrália. 
Classificação científica: os ungulados com dedos ímpares são os Perissodáctilos e 
os que têm dedos pares, são os Artiodáctilos. 
Artiodáctilo: qualquer membro da Ordem de mamíferos com cascos e um número 
par de dedos em cada pé. Neste grupose incluem o gado bovino, os porcos, as 
cabras, as girafas, os camelos, os cervos, os antílopes e os hipopótamos. Compõe-
se de 09 famílias: 
 Suidae (porcos, javalis, potomoqueros, babirousa) 
 Tayassuidae (cateto, queixada e catagonus) 
 Hippopotamidae (hipopótamo e hipopótamo-anão) 
 Camelidae (camelo, dromedário, alpaca, lhama, guanaco e vicunha) 
 Tragulidae (chevrotan e veado-rato) 
 Cervidae (cervos, veados, alces e renas) 
 
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 Antilocapridae (pronghorn) 
 Bovidae (antílopes, bois, cabras, ovelhas, búfalos e bisões) 
Classificação científica: Ordem Artiodactyla. 
Perissodáctilo: termo que se aplica a qualquer membro dessas três famílias dos 
mamíferos: 
Equidae (cavalos, zebras, asnos) 
Tapiridae (antas) 
Rinocerontidae (rinocerontes). 
Têm um número ímpar de dedos: um em cada pata nos cavalos e três nos 
rinocerontes. Os membros da família da anta têm quatro dedos nas patas dianteiras 
e três dedos nas traseiras. 
Classificação científica: Ordem Perissodactyla 
DIVERSIDADE 
 
 São aproximadamente 47.668 as espécies de animais vertebrados atuais que 
habitam o Planeta Terra. 
 
Nome comum Grupo taxonômico Número de espécies 
PEIXES 
(24.587) 
Myxinoidea + Petromyzontoidea
(lampreia e peixe-bruxa) 
80 
 Chondricthyes
(tubarões, raias e quimeras) 
800 
 Actinopterygii 
(peixes de nadadeiras raiadas) 
2.3700 
 Acnistia + Dipnoi
(peixes de nadadeiras carnosas – celacanto) 
7 
ANFÍBIOS 
(4.310) 
Caudata
(salamandras) 
400 
 Anura
(sapos, rãs e pererecas) 
3.750 
 Gymnophiona
(cicília) 
160 
RÉPTEIS 
(5.971) 
Testudinomorpha
(tartarugas) 
250 
 Lepidosaura
(cobras, lagartos e tuatara) 
5.700 
 Crocodilia
(jacarés, crocodilos, gaviais e aligátor) 
21 
AVES 
(8.750) 
Aves 8.750 
MAMÍFEROS 
(4.050) 
Mammalia 4.050 
 
 
 
LEGISLAÇÃO REFERENTE À FAUNA SILVESTRE 
 
• DECRETO N. 24.645 DE 10 DE JULHO DE 1934 - Estabelece medidas de proteção 
aos animais. 
 
• LEI 5.197 DE 03 DE JANEIRO DE 1967 - Dispõe sobre a Proteção à Fauna e dá 
outras Providências. 
 
• LEI N.° 6638 DE 8 DE MAIO DE 1979 - Estabelece normas para a pratica didático 
cientifica da vivissecção de animais. 
 
• RESOLUÇÃO DO CONAMA N.° 017 DE 07 DE DEZEMBRO DE 1997 - Define a 
destinação de animais silvestres apreendidos pelo IBAMA. 
 
• LEI N.° 9.605 DE 12 DE FEVEREIRO DE 1998 - Lei de Crimes Ambientais - 
Capitulo IX – Fauna. 
 
• PORTARIA N.º 1.522 DE 19 DE DEZEMBRO DE 1989 – Estabelece Lista Oficial de 
Espécies da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. 
 
• PORTARIA N.º 45-N, DE 27 DE ABRIL DE 1992 - Complementa a Lista Oficial de 
Espécies da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. 
 
• PORTARIA N.º 062 DE 17 DE JUNHO DE 1997 - Complementa a Lista Oficial de 
Espécies da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção. 
 
• PORTARIA N.º 332 DE 13 DE MARÇO DE 1990 – Dispõe sobre a coleta de 
material zoológico, destinado a fins científicos ou didáticos. 
 
• INSTRUÇÃO NORMATIVA N°109/97, DE 12 DE SETEMBRO DE 1997 – Dispõe sobre 
a coleta de material zoológico, destinado a fins científicos ou didáticos em 
Unidades de Conservação Federal. 
 
• PORTARIA NORMATIVA N°113/97 DE 35 DE SETEMBRO DE 1997 – Dispõe sobre o 
registro do Cadastro Técnico Federal de Atividades Potencialmente 
Poluidoras e usuárias de Recursos Ambientais. 
 
• PORTARIA N.º 016 DE 04 DE MARÇO DE 1994 – Dispões sobre a manutenção e 
ou criação em cativeiro da fauna silvestre brasileira com finalidade de 
subsidiar pesquisas científicas em Universidades, Centros de Pesquisa e 
Instituições Oficiais ou Oficializadas pelo Poder Público. 
 
• PORTARIA Nº 108/94 DE 06 DE OUTUBRO DE 1994 - Normatiza o funcionamento 
de mantenedores de felídeos do gênero Panthera; família Ursidae; primatas 
das famílias Pongidae e Cercopithecidae; família Hippopotamidae e ordem 
Proboscidae. 
 
 
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• PORTARIA N.º 118-N DE 15 DE OUTUBRO DE 1997 - Normatiza o funcionamento 
de criadouros de animais da fauna silvestre brasileira com fins econômicos e 
industriais. 
 
• PORTARIA Nº 102/98 DE 15 DE JULHO DE 1998 - Normatiza o funcionamento de 
criadouros de animais da fauna silvestre exótica com fins econômicos e 
industriais. 
 
• PORTARIA N.º 142/92 DE 30 DE DEZEMBRO DE 1992 - Normatiza a criação em 
cativeiro da tartaruga-da-amazônia Podocnemis expansa, e do tracajá 
Podocnemis unifilis, em criadouros com finalidade comercial, nas áreas de 
sua distribuição geográfica. 
 
• PORTARIA N.º 2314 DE 26 DE NOVEMBRO DE 1990 - Institui os criadouros 
destinados à reprodução de insetos da Ordem Lepidóptera da fauna silvestre 
com finalidade econômica. 
 
• PORTARIA 324/87-P DE 22 DE JULHO DE 1987 - Proíbe a implantação de 
criadouros de jacaré-do-pantanal (Caiman crocodillus yacare) fora de sua 
área de ocorrência (Bacia do Rio Paraguai). 
 
• PORTARIA N.º 126 DE 13 DE FEVEREIRO DE 1990 – Dispõe sobre o registro de 
criadouro com finalidade comercial, destinado a recria em cativeiro de 
Caiman crocodylus yacare na Bacia do Rio Paraguai. 
 
• PORTARIA Nº 139-N DE 29 DE DEZEMBRO DE 1993 – Dispõe sobre a implantação 
de Criadouros Conservacionistas. 
 
• PORTARIA Nº 138 DE 14 DE NOVEMBRO DE 1997 – Estabelece que Criadouros 
Conservacionistas poderão receber visitas de caráter técnico, didático ou 
programas de educação ambiental da rede pública ou privada de ensino 
quando supervisionadas por monitores. 
 
• PORTARIA N.º 117 DE 15 DE OUTUBRO DE 1997 - Normatiza a comercialização 
de animais vivos, abatidos, partes e produtos da fauna silvestre brasileira 
provenientes de criadouros com finalidade econômica e jardins zoológicos. 
 
• PORTARIA N.º 119-N, DE 17 DE NOVEMBRO DE 1992 - Normatiza a 
comercialização de peles de crocodilianos brasileiros, das espécies Caiman 
crocodilus yacare e Caiman crocodilus crocodilus, produzidas pelos 
criadouros comercias. 
 
• PORTARIA N.º 70 DE 23 DE AGOSTO DE 1996 - Normatiza a comercialização de 
produtos e subprodutos das espécies de quelônios Podocnemis expansa, 
tartaruga-da-amazônia e Podocnemis unifilis, tracajá, provenientes de 
criadouros comerciais. 
 
 
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• LEI N° 7173 DE 14 DE DEZEMBRO DE 1983 - Institui jardins zoológicos e 
estabelece categorias. 
 
• PORTARIA N° 283/P DE 18 DE MAIO DE 1989 - Normatiza jardins zoológicos e 
define a documentação necessária. 
 
• INSTRUÇÃO NORMATIVA Nº 04 DE 04 DE MARÇO DE 2002 – Estabelece 
recomendações técnicas para recintos de jardins zoológicos (substitui a IN nº 
1 de 1989). 
 
• PORTARIA N.° 019 DE 17 DE JANEIRO DE 1990 – Proíbe a permuta de animais 
entre Zoológicos, criadouros científicos e comerciais que não estejam 
regularizados junto ao IBAMA. 
 
• PORTARIA N.° 2114 DE 24 DE OUTUBRO DE 1990 - Proíbe a compra, doação ou 
qualquer tipo de transação de animais nativos e exóticos entre circos e 
Zoológicos de nacionalidade brasileira e estrangeira. 
 
• PORTARIA 005/91-N DE 25 DE ABRIL DE 1991 - Obriga o acasalamento de 
animais solteiros, pertencentes à lista Oficial de Espécies Ameaçadas de 
Extinção da fauna nativa, mantidos em cativeiro. 
 
• PORTARIA Nº 057 DE 11 DE JULHO DE 1996 – Estabelece as atividades dos 
“Clubes Ornitófilos de PASSERIFORMES DA FAUNA SILVESTRE 
BRASILEIRA”. 
 
• PORTARIA N.º 99 DE 28 DE AGOSTO DE 1997 – Determina que os passeriformes 
da fauna brasileira, com anilhas abertas, somente poderão participar de 
torneios, exposições, bemcomo transitar fora do domicílio do mantenedor, até 
31 de Dezembro de 1997. Ficam desta maneira, a partir do ano de 1998, os 
torneios e exposições restritos a passeriformes portadores de anilhas 
fechadas e invioláveis. 
 
• PORTARIA Nº 93 DE 1998 - Normatiza a importação e exportação de Animais 
da Fauna Silvestre. 
 
• PORTARIA Nº 163 DE 08 DE DEZEMBRO DE 1998 - Autoriza a importação de 
espécimes de furão - Mustela putorius furo, para importação com finalidade 
comercial para a manutenção em cativeiro como animal de estimação. 
 
• INSTRUÇÃO NORMATIVA Nº 01 DE 15 DE ABRIL DE 1999 - Estabelece critérios 
para o Licenciamento Ambiental de empreendimentos e atividades que 
envolvam manejo de fauna silvestre exótica e nativa em cativeiro 
 
LEGISLAÇÃO REFERENTE À CAÇA AMADORISTA 
 
• PORTARIA N.° 108-P DE 02 DE ABRIL DE 1982 - Dispõe sobre a permissão de 
 
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caça amadorista. 
 
• PORTARIA N.° 310-P DE 26 DE MAIO DE 1989 - Dispõe sobre a concessão de 
clubes e sociedades amadoristas de caça e tiro ao vôo. 
 
• PORTARIA N.° 047 DE 22 DE MAIO DE 1997 - Dispõe sobre a autorização de 
caça amadorista no Rio Grande do Sul. 
 
• PORTARIA N.° 70 DE 4 DE JULHO DE 1997 - Autoriza o controle Populacional da 
caturrita (Myopsitta monachus) por abate direto ou captura. 
 
• PORTARIA N.° 142-N DE 21 DE OUTUBRO DE 1998 - Autoriza o controle 
Populacional de garibaldi (Agelaius ruficapillus) por abate direto ou captura. 
 
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LISTA OFICIAL DE FAUNA AMEAÇADA DE EXTINÇÃO 
Através da Portaria nº 1.522, de 19 de dezembro de 1.989 e da Portaria nº 45-N, de 
27 de abril de 1.992, o IBAMA tornou pública a lista oficial de espécies da fauna 
brasileira ameaçada de extinção. Espécies marcadas com asterisco (*) estão 
provavelmente extintas 
 
1.0. MAMMALIA - MAMÍFEROS 
1.1. Primates - Macacos 
• Alouatta belzebul belzebul (Linnaeus, 1766). Família Cebidae. Nome popular: 
guariba. 
• Alouatta fusca (E. Geoffroy, 1812). Família Cebidae. Nome popular: barbado, 
guariba. 
• Ateles belzebuth (E. Geoffroy, 1806). Família Cebidae. Nome popular: 
macaco-aranha. 
• Ateles paniscus (Linnaeus, 1758). Família Cebidae. Nome popular: macaco-
aranha. 
• Brachyteles arachnoides (E. Geoffroy, 1806). Família Cebidae. Nome popular: 
muriqui, mono-carvoeiro. 
• Cacajao calvus (I. Geoffroy, 1847). Família Cebidae. Nome popular: uacari. 
• Cacajao melanocephalus (Humbolt, 1812). Família Cebidae. Nome popular: 
uacari-preto. 
• Callicebus parsonatus (E. Geoffroy, 1812). Família Cebidae. Nome popular: 
guigó, sauá. 
• Callimico goeldii (Thomas, 1904). Família Callimiconidae. Nome popular: 
calimico. 
• Callithrix argentata leucippe (Thomas, 1922). Família Callitrichidae. Nome 
popular: sagui. 
• Callithrix aurita (Humbolt, 1812). Família Callitrichidae. Nome popular: sagui-
da-serra-escuro. 
• Callithrix flaviceps (Thomas, 1903). Família Callitrichidae. Nome popular: 
sagui-da-serra. 
• Callithrix humeralifer (E. Geoffroy, 1812). Família Callitrichidae. Nome 
popular: sagui. 
• Cebus apella xanthosternos (Wied, 1820). Família Cebidae. Nome popular: 
macaco-prego-do-peito-amarelo. 
• Chiropotes albinasus (I. Geoffroy & Deville, 1848). Família Cebidae. Nome 
popular: cuxiu-de-nariz-branco. 
• Chiropotes satanas utahicki (Hershkovitz, 1.985). Família Cebidae. Nome 
popular: cuxiu. 
• Chiropotes satanas satanas (Hoffmansegg, 1807). Família Cebidae. Nome 
popular: cuxiu. 
• Lagothrix lagotricha (Humbolt, 1812). Família Cebidae. Nome popular: 
barrigudo. 
• Leontopithecus chrysomelas (Kuhl, 1820). Familia Callitrichidae. Nome 
popular: mico-leão-de-cara-dourada. 
• Leontopithecus chrysopygus (Mikan, 1923). Família Callitrichidae. Nome 
popular: mico-leão-preto. 
 
 
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• Leontopithecus rosalia (Linnaeus, 1766). Família Callitrichidae. Nome popular: 
mico-leão-dourado. 
• Leontopithecus caissara (Persson, 1990) Família Callitrichidae. Nome 
popular: mico-leão-da-cara- preta. 
• Pithecia albicans (Gray, 1860). Família Cebidae. Nome popular: parauacu-
branco 
• Saguinus bicolor (Spix, 1823). Família Calliitrichidae. Nome popular: soim-de-
coleira. 
• Saguinus imperator (Goeldi, 1907). Família Callitrichidae. Nome popular: 
sagui-bigodeiro. 
• Saimiri vanzolinii (Ayres, 1985). Família Cebidae. Nome popular: mico-de-
cheiro 
 
1.2. Carnivora - Carnívoros 
• Atelocynus microtis (Scalter, 1883). Família Canidae. Nome popular: cachorro-do-
mato-de-orelha-curta. 
• Chrysocyon brachyurus (Illiger, 1815). Família Canidae. Nome popular: lobo-guará. 
guará, lobo-vermelho, 
• Felis colocolo (Molina, 1810). Família Felidae. Nome popular: gato-palheiro 
• Felis concolor (Linaeus, 1771). Família Felidae. Nome popular: sussuarana, onça-
parda. 
• Felis geoffroyi (d'Orbigny & Gervais, 1844). Família Felidae. Nome popular: gato-do-
mato. 
• Felis pardalis (Linaeus, 1758). Família Felidae. Nome popular: jaguatirica. 
• Felis tigrina (Scheber, 1775). Família Felidae. Nome popular: gato-do-mato. 
• Felis wiedii (Schinz, 1821). Família Felidae. Nome popular: gato-do-mato, maracajá. 
• Grammogale africana (Desmarest, 1818). Família Mustelidae. Nome popular: 
doninha amazônica. 
• Lutra longicaudis (Olfers, 1818). Família Mustelidae. Nome popular: lontra. 
• Panthera onca (Linnaeus, 1758). Família Felidae. Nome popular: onça-pintada, 
canguçu, onça-canguçu, jaguar-canguçu 
• Pteronura brasiliensis (Gmelin, 1788). Família Mustelidae. Nome popular: ariranha. 
• Speothos vinaticus (Lund, 1842). Família Canidae. Nome popular: cachorro-do-mato-
vinagre. 
 
1.3. Xenarthra - Desdentados 
• Bradypus torquatus (Desmarest, 1816). Família Bradypodidae. Nome popular: 
preguiça-de-coleira. 
• Mymercophaga tridactyla (Linnaeus, 1758). Família Mymercophagidae. Nome 
popular: tamanduá-bandeira. 
• Priodontes maximus (Kerr, 1792). Família Dasypodidae. Nome popular: tatu-
canastra, tatuaçu. 
• Tolypeutes tricinctus (Linnaeus, 1758). Família Dasypodidae. Nome popular: tatu-
bola, tatuapara. 
 
1.4. Sirenia - Peixes-boi 
 
 
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• Trichechus inunguis (Natterer, 1883). Família Trichechidae. Nome popular: peixe-boi, 
guarabá. 
• Trichechus manatus (Linnaeus, 1758). Família Trichechidae. Nome popular: peixe-
boi-marinho, manati. 
 
1.5 Cetacea - Baleias e Golfinhos 
• Eubalena australis (Desmoulins, 1822). Família Baleanidae. Nome popular: baleia-
franca, 
• baleia-franca-austral. 
• Megaptera novaeangliae (Borowsky, 1781). Família Balaenopteridae. Nome popular: 
jubarte. 
• Pontoporia blainvillei (Gervais & d'Orbigny). Família Pontoporiidae. Nome popular: 
toninha, boto-cachimbo. 
 
1.6 Rodentia - Roedores 
• Abrawayaomys ruschii (Cunha & Cruz, 1979). Família Cricetidae. 
• Chaetomis subspinosus (Olfers, 1818). Família Erethizontidae. Nome popular: ouriço-
preto. 
• *Juscelinomys candango (Moojen, 1965). Família Cricetidae. 
• Kunsia tomentosus (Lichtenstein, 1830). Família Cricetidae. 
• Phaenomys ferrugineus (Thomas, 1894). Família Cricetidae. Nome popular: rato-do-
mato-ferrugíneo. 
• Rhagomys rufescens (Thomas, 1886). Família Cricetidae. Nome popular: rato-do-
mato-laranja. 
• Wilfredomys oenax (Thomas, 1928). Família Cricetidae. Nome popular: rato-do-mato. 
 
1.7 Artiodactyla- Veados 
• Blastocerus dichotomus (Illiger, 1815). Família Cervidae. Nome popular: cervo-do-
pantanal. 
• Odocoileus viginianus (Zimmermann, 1780). Família Cervidae. Nome popular: 
cariacu. 
• Ozotocerus bezoarticus (Linnaeus, 1758). Família Cervidae. Nome popular: veado-
campeiro. 
 
2.0. AVES 
2.1. Tinamiformes - Codornas 
• Crypturellus noctivagus (Wied, 1820). Família Tinamidae. Nome popular: jaó-do-sul, 
zabelê, juó. 
• Nothura minor (Spix, 1825). Família Tinamidae. Nome popular: codorna-mineira, 
codorna-buraqueira, buraqueira. 
• Taoniscus nanus (Temmink, 1815). Família Tinamidae. Nome popular: codorna-
buraqueiira, perdigão, inhambu-carapé. 
• Tinamus solitarius (Vieillot, 1819). Família Tinamidae. Nome popular: macuco, 
macuca. 
 
2.2. Ciconiiformes 
• Eudocimus ruber (Linnaeus, 1758). Família Threskiornithidae. Nome popular: guará. 
 
 
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• Tigrisoma fasciatum fasciatum (Such, 1825). Família Ardeidae. Nome popular: socó-
boi. 
 
2.3 Phoenicopteriformes 
• Phoenicopterus ruber (Linnaeus, 1758). Família Phoenicopteridae. Nome popular: 
flamingo, ganso-do-norte, ganso-cor-de-rosa, maranhão. 
 
2.4 Anseriformes 
• Mergus octosetaceus (Vieillot, 1817). Família Anatidae. Nome popular: mergulhão, 
patão, pato-mergulhão. 
 
2.5 Falconiformes - Falcões e Águias 
• Accipiter poliogaster (Temminck, 1824). Família Accipitridae. Nome popular: tauató-
pintado,gavião-pombo-grande. 
• Falco deiroleucus (Temminck, 1825). Família Falconidae. Nome popular: falcão-de-
peito-vermenho. 
• Harpia harpyja (Linnaeus, 1758). Família Accipitridae. Nome popular: gavião-real, 
gavião-de-penacho, uiraçu-verdadeiro, cutucurim, harpia. 
• Harpyhaliaetus coronatus (Vieillot, 1817). Família Accipitridae. Nome popular: águia-
cinzenta. 
• Leucopternis lacernulata (Temminck, 1827). Família Accipitridae. Nome popular: 
gavião-pomba. 
• Leucopternis polionota (Kaup, 1847). Família Accipitridae. Nome popular: gavião-
pomba 
• Morphnus guianensis (Daudin, 1800). Família Accipitridae. Nome popular: gavião-de-
penacho, uiraçu-falso. 
• Spizastus melanoleucus (Vieillot, 1816). Família Accipitridae. Nome popular: gavião-
preto, gavião-pato. 
 
2.6. Galliformes - Mutuns 
• Crax blumembachii (Spix, 1825). Família Cracidae. Nome popular; mutum-do-
sudeste. 
• Crax fasciolata pinima (Pelzeln, 1870). Família Cracidae. Nome popular: mutum-de-
penacho, mutum-pinima. 
• Mitu mitu mitu (Linnaeus, 1766). Família Cracidae. Nome popular: mutum-cavalo, 
mutum-etê, mutum-da-várzea, mutum-piry, mutum-do-nordeste. 
• Penelope jacucaca (Spix, 1825). Família Cracidae. Nome popular: jacucaca. 
• Penelope obscura bronzina (Hellmayr, 1914). Família Cracidae. Nome popular: 
jacuguaçu, jacuaçu. 
• Penelope ochrogaster (Pelzeln, 1870). Família Cracidae. Nome popular: jacu-de-
barriga-castanha. 
• Pipile jacutinga (Spix, 1825). Família Cracidae. Nome popular: jacutinga. 
 
2.7. Charadriiformes - Maçaricos 
• Numenius borealis (Forster, 1772). Família Scolopacidae. Nome popular: maçarico-
esquimó. 
 
 
 
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2.8 Columbiformes - Pombos 
• Claravis godefrida (Temminck, 1811). Família Columbidae. Nome popular: pararu, 
pomba-de-espelho. 
• Columbina cyanopis (Pelzeln, 1870). Família Columbidae. Nome popular: rolinha-do-
planalto, rolinha-do-Brasil-central. 
 
2.9 Psittaciformes - Papagaios, periquitos e araras 
• Amazona brasiliensis (Linnaeus, 1758). Família Psittacidae. Nome popular: 
papagaio-da-cara-roxa, chauá. 
• Amazona petrei (Temminck, 1830). Família Psittacidae. Nome popular: chorão, 
charão, papagaio-da-serra, serrano. 
• Amazona rhodocorytha (Salvadori, 1890). Família Psittacidae. Nome popular: Chauá-
verdadeiro, jauá, acumatanga, camutanga. 
• Amazona vinacea (Huhl, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: papagaio-de-
peito-roxo, papagaio-caboclo, papagaio-curraleiro, jurueba. 
• *Anodorhynchus glaucus (Vieillot, 1816). Família Psittacidae. Nome popular: arara-
azul-pequena. 
• Anodorhynchus hyacinthinus (Latham, 1720). Família Psittacidae. Nome popular: 
arara-azul-grande, ararauna 
• Anodorhynchus leari (Bonaparte, 1857). Família Psittacidae. Nome popular: arara-
azul-de-Lear. 
• Aratinga guarouba (Gmlin, 1788). Família Psittacidae. Nome popular: guaruba, 
ararajuba. 
• Cyanopsitta spixii (Wagler, 1832). Família Psittacidae. Nome popular: ararinha-azul. 
• Pyrrhura cruentata (Wied, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: tiriba, fura-mato, 
cara-suja. 
• Pyrrhura leucotis (Kuhl, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: fura-mato, tiriba-
de-orelha-branca 
• Touit melanonota (Wied, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: apuim-de-cauda-
vermelha. 
• Touit surda (Kuhl, 1820). Família Psittacidae. Nome popular: apuim-de-cauda-
amarela. 
• Triclaria malachitacea (Spix, 1824). Família Psittacidae. Nome popular: sabiá-cica, 
araçu-aiava. 
 
2.10 Cuculiformes - Jacus 
• Neomorphus geoffroyi dulcis (Snethlage, 1927). Família Cuculidae. Nome popular: 
aracuão, jacu-molambo, jacu-porco, jacu-verde, jacu-taquara. 
• Neomorphus geoffroyi geoffroyi (Temminck, 1820). Família Cuculidae. Nome popular: 
jacu-estalo. 
 
2.11 Caprimulgiformes - Bacuraus 
• Caprimulgus candicans (Pelzeln, 1867). Família Caprimulgidae. Nome popular: 
bacurau, rabo-branco. 
• Eleothreptus anomalus (Gould, 1837). Família Caprimulgidae. Nome popular: 
curiango-do-banhado. 
 
 
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• Macropsalis creagra (Bonaparte, 1850). Família Caprimulgidae. Nome popular: 
bacurau, tesoura-gigante. 
• Nyctibius leucopterus (Wied, 1821). Família Nyctibiidae. Nome popular: mãe-da-lua. 
 
2.12. Apodiformes - Beija-flores 
• Phaethornis superciliosus margarettae (Ruschi, 1972). Família Trochilidae. Nome 
popular: besourão-de-rabo-branco. 
• Ramphodon dohrnii (Boucier & Mulsant, 1852). Família Trochilidae. Nome popular: 
balança-rabo-canela. 
 
2.13. Piciformes - Pica-paus e martins-pescadores 
• Campephilus robustus (Lichtenstein, 1819). Família Picidae. Nome popular: pica-
pau-rei. 
• Celeus torquatus tinnunculus (Wagler, 1829). Família Picidae. Nome popular: pica-
pau-de-coleira. 
• Dryocopus galeatus (Temminck, 1822). Família Picidae. Nome popular: pica-pau-de-
cara-amarela. 
• Jacamaralcyon tridactyla (Vieillot, 1817). Família Galbulidae. Nome popular: cuitelão, 
bicudo, violeiro. 
 
2.14. Passeriformes - Passarinhos 
• Amaurospiza moesta (Hartlaub, 1853). Família Emberizidae. Nome popular: 
negrinho-do-mato. 
• Alectrurus risoria (Vieillot, 1824). Família Tyrannidae. Nome popular: galito, tesoura-
do-campo, bandeira-do-campo. 
• Anthus nattereri (Sclater, 1878). Família Motacillidae. Nome popular: caminheiro-
grande. 
• *Calyptura cristata (Vieillot, 1818). Família Cotingidae. Nome popular: tietê-de-coroa. 
• Carduelis yarrellii (Audubon, 1839). Família Emberizidae. Nome popular: coroinha, 
pintassilgo-do-nordeste. 
• Carpornis malanocephalus (Wied, 1820). Família Cotingidae. Nome popular: sabiá-
pimenta. 
• Cercomacra carbonaria (Sclater & Salvin, 1873). Família Formicariidae. 
• Clibanornis dendrocolaptoides (Pelzeln, 1859). Família Furnariidae. 
• Conothraupis mesoleuca (Berlioz, 1939). Família Emberizidae. 
• Cotinga maculata (Müller, 1776). Família Cotingidae. Nome popular: crejoá, quiruá, 
catingá. 
• Culicivora caudacuta (Vieillot, 1818). Família Tyrannidae. Nome popular: papa-
moscas-do-campo. 
• Curaeus forbesi (Sclater, 1886). Família Icteridae Nome popular: anumará. 
• Dacnisnigripes (Pelzeln, 1856). Família Emberizidae. Nome popular: saí-de-pernas-
pretas. 
• Formicivora erythronotos (Hartlaub, 1852). Família Formicariidae. 
• Formicivora iheringi (Hellmayr, 1909). Família Formicariidae. Nome popular: papa-
formiga. 
• Gubernatrix cristata ( Vieillot, 1817). Família Emberizidae. Nome popular: cardeal-
amarelo. 
 
 
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• Hemitriccus aenigma (Zimmer, 1940). Família Tyrannidae. Hemitriccus furcatus 
(Lafresnaye, 1846). Família Tyrannidae. Nome popular: papa-moscas-estrela. 
• Hemitriccus kaempferi (Zimmer, 1953). Família Tyrannidae. 
• Herpsilochmus pectoralis (Sclater, 1857). Família Formicariidae. 
• Iodopleura pipra (Lesson, 1831). Família Cotingidae. Nome popular: anambezinho. 
• Lipaugus lanioides (Lesson, 1844). Família Cotingidae. Nome popular: sabiá-da-
mata-virgem, sabiá-do-mato-grosso, sabiá-da-serra, virussu, tropeiro-da-serra. 
• Megaxenops parnaguae (Reiser, 1905). Família Furnariidae. Nome popular: bico-
virão-da-caatinga. 
• Merulaxis stresemanni (Sick, 1960). Família Rhinocryptidae. 
• Myadestes leucogenys leucogenys (Cabanis, 1851). Família Turdidae. Nome 
popular: sabiá-castanho. 
• Myrmeciza ruficauda (Wied, 1831). Família Formicariidae. 
• Mymerciza stictothorax (Todd, 1927). Família Formicariidae. 
• Myrmotherula minor (Salvadori, 1867). Família Formicariidae. Nome popular: 
choquinha. 
• Nemosia roourei (Cabanis, 1870). Família Emberezidae. Nome popular: saíra-
apunhalada. 
• Oryzoborus maximiliani (Cabanis, 1851). Família Emberezidae. Nome popular: 
bicudo, bicudo-verdadeiro, bicudo-preto. 
• Phibalura flavirostris (Vieillot, 1816). Família Cotingidae. Nome popular: tesourinha. 
• Phylloscartes ceciliae (Teixeira, 1987). Família Tyrannidae. 
• Phylloscartes roquettei (Snethlage, 1928). Família Tyrannidae. 
• Philydor novaesi (Teixeira & Gonzaga, 1983). Família Furnariidae. 
• Pipitres pileatus (Temminck, 1822). Família Cotingidae. Nome popular: cameleirinho-
de-chapéu-preto. 
• Platyrinchus leucoryphus (Wied, 1831). Família Tyrannidae. Nome popular: patinho-
gigante. 
• Poecilurus kollari (Pelzeln, 1856). Família Furnariidae. 
• Poospiza cinerea (Bonaparte, 1850). Família Emberizidae. Nome popular: andorinha-
do-oco-do-pau. 
• Procnias averano averano (Hermann, 1783). Família Cotingidae. Nome popular: 
araponga-do-nordeste, guiraponga. 
• Pyriglena atra (Swainson, 1825). Família Formicariidae. Nome popular: papa-
formigas. 
• Pyroderus scutatus scutatus (Shaw, 1792). Família Cotingidae. Nome popular: 
pavoa, pavão, pavó, pavão-do-mato. 
• Rhopornis ardesiaca (Wied, 1831). Família Formicariidae. Nome popular: papa-
formigas-de-gravatá 
• Scytalopus novacapitalis (Sick, 1958). Família Rhinocryptidae. 
• Sporophila falcirostris (Temminck, 1820). Família Emberizidae. Nome popular: papa-
capim, cigarra-verdadeira. 
• Sporophila frontalis (Verreaus, 1869). Família Emberizidae. Nome popular: pichochó, 
papa-arroz. 
• Sporophila palustris (Barrows, 1883). Família Emberizidae. Nome popular: 
caboclinho-de-papo-branco. 
 
 
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• Sturnella defilippii (Bonaparte, 1851). Família Icteridae. Nome popular: peito-
vermelho-grande. 
• Synallaxis infuscata (Pinto, 1950). Família Furnariidae. 
• Tangara fastuosa (Lesson, 1831). Família Emberizidae. Nome popular: pintor-
verdadeiro. 
• Terenura sicki (Teixeira & Gonzaga, 1983). Família Formicariidae. 
• Thamnomanes plumbeus (Wied, 1831). Família Formicariidae. 
• Thripophafa macroura (Wied, 1821). Família Furnariidae. Nome popular: rabo-
amarelo. 
• Xanthopsar flavus (Gmelin, 1788). Família Icteridae. Nome popular: pássaro-preto-
de-veste-amarela 
• Xiphocolaptes falcirostris (Spix, 1824). Família Dedrocolaptidae. Nome popular: 
arapaçu-do-nordeste. 
• Xiphocolaptes franciscanus (Snethlage, 1927). Família Dendrocolaptidae. Nome 
popular: arapaçu. 
• Xipholena atropurpurea (Wied, 1820). Família Cotingidae. Nome popular: amambé-
de-asa-branca, cotinga, ferrugem. 
 
3.0. REPTILIA - RÉPTEIS 
3.1. Chelonia - Tartarugas 
• Caretta caretta (Linnaeus, 1758). Família Chelonidae. Nome popular: cabeçuda, 
tartaruga-meio-pente. 
• Chelonia mydas (Linnaeus, 1758). Família Chelonidae. Nome popular: tartaruga-
verde. 
• Dermochelys coriacea (Linnaeus, 1758). Família Chelonidae. Nome popular: 
tartaruga-de-couro, tartaruga-gigante, tartaruga-de-pele. 
• Eretmochelis imbricata (Linnaeus, 1766). Família Chelonidae. Nome popular: 
tartaruga-de-pente. 
• Lepidochelys olivacea (Escholtz, 1829). Família Chelonidae. 
• Phrynops hogei (Mertens, 1967). Família Chelidae. 
 
3.2 Squamata - Serpentes 
• Lachesis muta rhombeata (Wied, 1825). Família Viperidae. Nome popular: surucucu-
pico-de-jaca, surucucu. 
 
3.3 Crocodilia - Jacarés 
• Caiman latirostris (Daudin, 1802). Família Crocodilidae. Nome popular: jacaré-de-
papo-amarelo. 
• Melanosuchus niger (Spix, 1825). Familia Crocodilidae. Nome popular: jacaréaçu. 
 
4.0 AMPHIBIA - rãs 
• Paratelmatobius gaigeae (Cochran, 1938). Família Leptodactylidae. 
 
5.0 INSECTA - insetos 
5.1 Lepidoptera - borboletas 
• *Dasyophthalma vertebralis (Butler, 1869). Família Nymphalidae. 
• Eresia erysice (Geyer, 1832). Família Nymphalidae. 
 
 
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• *Eurytides iphitas (Hübner, 1821). Família Papilionidae. 
• Eurytides lysithous harrisinus (Swainson, 1822). Família Papilionidae. 
• Eutresis hypareia imeriensis (Brown, 1977). Família Nymphalidae. 
• Heliconius nattereri (Felder & Felder, 1865). Família Nymphalidae. 
• *Hyalyris fiammetta (Hewitson, 1852). Família Nymphalidae. 
• *Hyalyris leptalina leptalina (Felder & Felder, 1865). Família Nymphalidae. 
• Hypoleria fallens (Haensch, 1905). Família Nymphalidae. 
• Hypoleria mulviana (D'Almeida, 1945). Família Nymphalidae. 
• Joiceya praeclara (Talbot, 1928). Família Lyceanidae. 
• Mechanitis bipuncta (Forbes, 1948). Família Nymphalidae. 
• Melinaea mnaisas (Hewitson, 1855). Família Nymphalidae. 
• Moschoneura methymna (Godart, 1819). Família Pieridae. 
• Napeogenis cyrianassa xanthone (Bates, 1862). Família Nymphalidae. 
• Orobrassolis ornamentalis (Stichel, 1906). Família Nymphalidae. 
• Papilio himeros himeros (Höpffer, 1866). Famíla Papilionidae. 
• Papilio himeros baia (Hothschild & Jordan, 1906). Família Papilionidae. 
• Papilio zagreus zagreus (Doubleday, 1847). Família Papilionidae. 
• Papilio zagreus neyi (Niepelt, 1909). Família Papilionidae. 
• Papilio zagreus bedoci (Le Cerf, 1925). Família Papilionidae. 
• Parides ascanius (Cramer, 1775). Família Papilionidae. 
• Parides lysander mattogrossensis (Talbot, 1928). Família Papilionidae. 
• Perrhybris flava (Oberthür, 1895). Família Pieridae. 
• Scada karschina delicata (Talbot, 1932). Família Nymphalidae. 
 
5.2 Odonata - Libélulas 
• Leptagrion dardanoi (Santos, 1968). Família Coenagrionidae. 
• Leptagrion siqueirai (Santos, 1968). Família Coenagrionidae. 
• Mecistogaster asticta (Selys, 1860). Família Psedostigmatidae. 
• *Mecistogaster pronoti (Sjoestedt, 1918). Família Pseudostigmatidae. 
 
6.0 Onychophora 
• Peripatus acacioli (Marcus & Marcus, 1955). Família Peripatidae. 
 
7.0 Cnidaria - Corais 
• Millepora nitidae (Verreill, 1868). Família Milleporidae. Nome popular: coral-de-fogo.
 
 
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RELAÇÃO DAS PRINCIPAIS ESPÉCIES DE ANIMAIS DE INTERESSE PARA O 
MÉDICO VETERINÁRIO DE SILVESTRES (ÊNFASE NA FAUNA NATIVA 
BRASILEIRA)AVES 
Família Accipitridae (Gaviões) 
Buteo magnirostris gavião-carijó 
Elanus leucurus gavião-peneira 
Geranoaetus melanoleucus águia-chilena 
Harpia harpyja gavião-real 
Heterospizias meridionalis casaca-de-couro 
Spizaetus tyranus gavião-pega-macaco 
 
Família Anatidae (Patos, marrecos, cisnes.) 
Amazonetta brasiliensis marreca-ananaí 
Anas platyrhynchos marreco-mallard 
(exótico) 
Cairina moschata pato-do-mato 
Coscoroba coscoroba capororoca 
Cygnus atratus cisne-negro (exótico) 
Cygnus cygnus cisne-cantor (exótico) 
Cygnus melanocorryphus cisne-de-pescoço-
preto 
Cygnus olor cisne-branco (exótico) 
Dendrocygna autumnalis marreca-cabocla 
Dendrocygna bicolor marreca-caneleira 
Dendrocygna viduata marreca-irerê 
 
Família Anhimidae 
Anhima cornuta anhuma 
Chauna torquata tachã 
 
Família Ardeidae (Garças e socós) 
Ardea cocoi garça-moura 
Bubulcus ibis garça-vaqueira (exótico-
introduzido) 
Casmerodius albus garça-branca-grande 
Egretta thula garça-branca-pequena 
Nycticorax nycticorax socó-dorminhoco 
Syrigma sibilatrix garça-maria-faceira 
Tigrisoma lineatum socó-boi 
 
Família Cariamidae 
Cariama cristata seriema 
 
Família Cathartidae (Urubus) 
Cathartes aura urubu-de-cabeça-vermelha 
Cathartes burrovianus urubu-de-cabeça-
amarela 
Coragyps atratus urubu 
Sarcoramphus papa urubu-rei 
Vultur gryphus condor 
 
Família Charadriiae 
Vanellus chilensis quero-quero 
 
Família Ciconiidae 
Cyconia maguari maguari 
Jabiru mycteria jaburu, tuiuiú 
Mycteria americana cabeça-seca 
 
Família Columbidae 
Columba livia pombo-doméstico 
Columbina talpacoti pomba-paruru 
Columba picazuro pomba-asa-branca 
Leptotila rufaxila juriti 
Geotrygon montana pomba-caminheira 
Scardafella squamata pomba-cascavel 
 
Família Cracidae 
Crax fasciolata mutum-de-penacho 
Penelope obscura jacu-guaçu 
Pipile jacutinga jacutinga 
 
Família Falconidae (Falcões) 
Falco femoralis falcão-de-coleira 
Falco peregrinus falcão-peregrino 
Falco sparverius quiri-quiri 
Polyborus plancus Carancho 
 
Família Fringillidae 
Paroaria coronata cardeal 
Saltator similis trica-ferro 
Sicalis flaveola canário-da-terra 
Serinus canarius canário-belga 
Spinus magellanicus pintassilgo 
Sporophila caerulescens coleirinha 
Zonotrichia capensis tico-tico 
 
Oryzoborus angolensisI curió 
 
Família Jacanidae 
Jacana jacana jaçanã 
 
Família Laridae 
Larus dominicanus gaivota 
Sterna hirundinacea gaivota-trinta-reis 
 
Família Loridae 
Trichoglossus haematodus loris-arco-iris 
 
Família Phasianidae 
Odontophorus capueira uru 
Pavo cristatus pavão 
Phasianus colchicus faisão-coleira 
 
Família Phoenicopteridae 
Phoenicopterus ruber flamingo 
 
Família Picidae 
Colaptes campestris pica-pau-do-campo 
 
 
 
 
 
 
Família Psittacidae 
Agapornis personata agapornis (exótico) 
Amazona aestiva papagaio-verdadeiro 
Amazona amazonicaI papagaio-do-mangue 
Amazona farinosa papagaio-moleiro 
Amazona vinacea papagaio-de-peito-roxo 
Anodorynchus hyacinthinus arara-azul 
Ara ararauna arara-canindé 
Ara chloroptera arara-vermelha 
Ara macao arara-canga 
Aratinga aurea periquito-áurea 
Brotogeris tirica periquito-verde 
Melopsittachus undulatus periquito-
australiano (exótico) 
Myopsitta monachus caturrita 
Nymphicus hollandicus calopsita (exótico) 
Pionopsitta pileata cuiú-cuiú 
Pionus maximiliani baitaca 
Psittacus erithacus papagaio-africano 
(exótico) 
Pyrrhura frontalis tiriva 
 
Família Rallidae (Saracuras e frangos d’água) 
Aramides saracura saracura-do-mato 
Gallinula chloropus frango-d’água 
Rallus nigricans saracura-preta 
Rallus sanguinolentus saracura 
 
Família Rhanphastidae 
Rhamphastos toco tucano-toco 
Rhamphastos dicolorus tucano-de-bico-verde 
 
Família Rheidae (Emas e avestruzes) 
Rhea americana ema 
Struthio camelus avestruz (exótico) 
 
Família Scolopacidae (Maçaricos e narcejas) 
Gallinago gallinago narceja 
Tringa flavipes maçarico-perna-amarela 
 
Família Spheniscidae 
Spheniscus magellanicus pingüim-de-
magalhães 
 
Família Strigidae 
Otus choliba coruja-do-mato 
Rhinoptynx clamatur mocho-orelhudo 
Speotyto cunicularia coruja-buraqueira 
 
Família Tinamidae (Perdizes e codornas) 
Crypturellus obsoletus nambu-guaçu 
Crypturellus parvirostris nambu-xororó 
Crypturellus tataupa nambu-xintã 
Nothura maculosa codorna 
Rhynchotus rufescens perdiz 
Tinamus solitarius macuco 
 
 
 
 
Família Tyranidae 
Pitangus sulphuratus bem-te-vi 
 
 
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Família Tytonidae 
Tyto alba coruja-das-torres, suindara 
 
Família Trochilidae 
Colibri serrirostris beija-flor-do-campo 
Leucochloris albicollis beija-flor 
Thalurania glaucopis beija-flor-de-fronte-
violeta 
 
Família Turdiadae 
Turdus rufiventris sabiá-vermelha 
Turdus albicollis sabiá-coleira 
 
MAMÍFEROS 
Família Bovidae 
Amnotragus lervia aoudade 
Antilope cevicapra cervicapra 
Bison bison bisão-americano 
Bison bonasus bisão-europeu 
Connochaetes taurinus gnu 
Taurotragus oryx elande 
 
Famila Bradypodidae 
Bradypus variegatus preguiça 
 
Família Camelidae 
Camellus bactrianus camelo 
Camelus dromedarius dromedário 
Lama glama lhama 
Lama guanicoe guanaco 
Lama pacos alpaca 
Lama vicugna vicunha 
 
Família Canidae 
Canis lupus lobo-europeu 
Chrysocyon brachyurus lobo-guará 
Dusicyon gimnocercus cachorro-do-campo 
Dusiyion thous cachorro-do-mato 
Speothus venaticus cachorro-vinagre 
 
Família Capromydae 
Myocastor coypus ratão-do-banhado 
 
Família Caviidae 
Cavia aperea preá 
Cavia porcellus porquinho-da-índia 
Dolichotes patagonum mara ou lebre-da-
patagônia 
 
Família Chinchilidae 
Chinchila laniger chinchila 
 
Família Leporidae 
Oryctolagus cuniculus coelho-doméstico 
Sylvilagus brasiliensis tapiti 
 
 
Família Cricetidae 
Mesocricetus auratus hamster-dourado 
(exótico) 
Cricetulus griseus hamster-chines (exótico) 
Cricetulus cricetus hamster-europeu (exótico) 
Meriones unguiculatus gerbil ou merione 
(exótico) 
 
Família Muridae 
Rattus norvegicus rato ou ratazana (exótico-
introduzido) 
Rattus rattus rato-das-casas (exótico-introduzido) 
Mus musculus camundongo (exótico-introduzido) 
 
Família Cebidae 
Alouatta caraya bugiu-preto 
Alouatta fusca bugio-ruivo 
Ateles paniscus macaco-aranha 
Cebus apella macaco-prego 
Lagothrix lagothricha macaco-barrigudo 
Saimiri sciureus mico-de-cheiro 
 
Família Cervidae 
Blastocerus dichotomus cervo-do-pantanal 
Cervus elaphus cervo-nobre 
Cervus elaphus cervo-nobre (exótico) 
Dama dama cervo-dama (exótico) 
Mazama americana veado-mateiro 
Mazama gouazoubira veado-pardo 
Mazama rufina veado-cambuta 
Ozotocerus bezoarticus veado-campeiro 
 
Família Dasypodidae 
Dasypus novencinctus tatu-galinha 
Euphactus sexcintus tatu-peludo 
 
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Priodontes maximus tatu-canastra 
 
Família Dasyproctidae 
Dasyprocta azarae cutia 
Dasyprocta leporina cutia 
Dasyprocta punctata cutia 
Agouti paca paca 
 
Família Didelphidae 
Caluromys lanatus cuíca-lanosa 
Didelphis albiventris gambá-de-orelha-branca 
Didelphis marsupialis gambá-de-orelha-preta 
Philander opossum cuíca-de-quatro-olhos 
 
Família Elephantidae 
Elephas maximus elefante-indiano (exótico) 
Loxodonta africana elefante-africano 
(exótico) 
 
Família Equidae 
Equus grevyi zebra (exótico) 
 
Família Erethizontidae 
Coendu villosus ouriço 
 
 
Família Felidae 
Felis concolor puma 
Felis geoffroy gato-do-mato-grande 
Felis pardalis jaguaratirica 
Felis tigrina gato-do-mato-pequeno 
Felis wiedii gato-maracajá 
Felis yagouaroundigato-mourisco 
Panthera leo leão 
Panthera onca onça 
Panthera pardus leopardo 
Famillia Giraffidae 
Girafa camelopardalis girafa 
 
Família Hyaenidae 
Hyaena hyaena hiena-listrada 
 
Família Hydrochaeridae 
Hydrochaeris hydrochaeris capivara 
 
Família Leporidae 
Lepus capensis lebre 
Sylvilagus brasiliensis tapiti 
 
Família Mustelidae 
Conepatus chinga zorilho, cangambá 
Eira barbara irara 
Galictis cuja furão 
Lutra longicaudis lontra 
Pteronura brasiliensis ariranha 
Mustela putorinus ferret 
 
Família Myrmecophagidae 
Myrmecophaga tridactyla tamanduá-bandeira 
Tamandua tetradactyla tamanduá-mirim 
 
Família Calitrichydae 
Callithrix jacchus sagui 
Callithrix penicillata sagui 
Leontopithecus rosalia mico-leão-dourado 
Leontopithecus caiçara mico-leão-dourado 
 
Família Pongidae 
Pan troglodites chimpanzé 
Pongo pygmaeus orangotango 
 
Família Procyonidae 
Nasua nasua quati 
Procyon cancrivorus mão-pelada 
Potos flavus jupará 
 
Família Scuridae 
Sciurus ingrami serelepe 
 
 
 
 
 
 
 
Família Tapiridae 
Tapirus terrestris anta 
 
Família Tayassuidae 
Tayassu tajacu cateto 
Tayassu pecari queixada 
 
 
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RÉPTEIS 
Família Alligatoridae (Jacarés) 
Caiman crocodilus jacaré-tinga 
Caiman latirostris jacaré-de-papo-amarelo 
Crocodilus niloticus crocodilo (exótico) 
Melanosuchus niger jacaré-açu 
 
Família Amphisbaenidae 
Anphisbaena alba cobra-cega 
 
Família Anguidae 
Ophiodes striatus cobra-de-vidro 
 
Família Boidae 
Boa constrictor jibóia 
Corallus caninus cobra-papagaio 
Enectes murinus sucurí 
Epicrates cenchria salamanta 
Phyton regius píton-bola (exótico) 
Phyton reticulatus píton- (exótico) 
 
Família Chelidae 
Acanthochelys spixii cágado-preto 
Chelus fimbriatus matamatá 
Hydromedusa tectifera cágado-pescoço-de-
cobra 
Phrynops williansi cágado-de-barbicha 
 
Família Chelonidade 
Caretta caretta tartaruga-marinha 
Chelonia mydas tartaruga-do-mar 
 
Família Colubridae 
Chironius carinatus cobra-cipó 
Clelia clelia mussurana 
Hydrodinastes gigas boipevaçu 
Liophis miliaris cobra-d’água 
Oxyrhopus trigeminus falsa-coral 
Spilotes pullatus caninana 
Waglerophis merremii boipeva 
 
Família Elapidae 
Micrurus frontalis coral-verdadeira 
Micrurus corallinus coral-verdadeira 
 
Família Emydidae 
Trachemys dorbignyi tigre-d´água (nativo) 
Trachemys elegans tigre-d´água (exótico) 
 
 
 
 
Família Iguanidae 
Iguana iguana iguana ou sininbú 
Tropidurus torquatus lagarto 
 
Família Chelydridae 
Chelydra serpentina tartaruga-mordedora 
 
Família Trionychidae 
Trionyx sp. tartaruga tartaruga-de-casco-
mole 
 
Família Kinosternidae 
Kinosternom scorpioides muçuã 
 
Família Pelomedusidae 
Podocnemis expansa tartaruga-da-amazônia 
Podocnemis unifilis tracajá 
 
Família Scincidae 
Mabuya mabuya lagartixa 
 
Família Hemidactylidae 
Hemidatylus mabuya lagartixa-de-parede 
(exótico-introduzido) 
 
Família Teidae 
Ameiva ameiva bico-doce 
Tupinambis merianae teiú 
 
Família Testudinidae 
Geochelone denticulata jabuti-tinga 
Geochelone carbonaria jabuti-piranga 
 
Família Viperidae 
Bothrops alternatus urutu 
Bothrops cotiara cotiara 
Bothrops jaracussu jararacuçu 
Bothrops jararaca jararaca 
Crotalus durissus cascavel 
Lachesis muta surucucu 
 
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CONTENÇÃO DE ANIMAIS SILVESTRES 
 
Introdução 
Os preceitos e procedimentos básicos da clínica são universais (semiologia, 
propedêutica, terapêutica), e são comuns a animais selvagens e domésticos. 
Entretanto, o acesso aos animais silvestres, na maioria das vezes, é muito mais 
limitado se comparado com os domésticos. O conhecimento das técnicas de contenção 
física e química é portanto de grande importância para o Médico Veterinário de animais 
silvestres. Um sólido conceito de stress e o entendimento de sua fisiologia e patologia, 
são indispensáveis para a utilização das técnicas de contenção. 
 
STRESS OU ESTRESSE 
 Todo o ser vivo relaciona-se com o meio ambiente em que vive e luta 
permanentemente contra forças potencialmente fatais. A relação do ser vivo com o 
meio é mediada por receptores (estruturas ou órgãos dos sentidos ou sensitivos). Toda 
alteração ambiental é portanto um estímulo e atua sobre um organismo através de 
seus receptores. Os receptores estimulados encaminham mensagens que 
desencadeiam reações. Todas as respostas ou reações são primariamente orientadas 
para enfrentar a alteração ambiental, supera-la e retornar o ser vivo ao equilíbrio 
orgânico (homeostase). 
 
 Organismos primitivos podem reagir ao calor, ao frio, à dissecação, à umidade 
ou à falta de nutrientes entre outros estímulos. Os seres mais complexos 
desenvolveram sistemas de informação sobre as mais diversas variações ambientais 
que estimulam receptores e desencadeiam reações promovendo a adaptação orgânica 
ás novas condições. 
 
Conceitos: 
STRESS ou ESTRESSE é o conjunto de reações de um organismo frente a 
agressões de ordem física, psíquica, infecciosa e outras capazes de perturbar a 
homeostase. O stress é um fenômeno adaptativo, uma resposta cumulativa 
resultante da interação do animal com o ambiente, mediado por receptores. 
 Por princípio, todo o estímulo recebido por um ser vivo (através dos seus 
receptores) é um agente estressante. 
 Define-se homeostase como a normalidade orgânica, ou seja o estado de 
equilíbrio fisiológico. Denomina-se adaptação fisiológica à capacidade que um 
organismo tem de atingir a homeostase através de processos fisiológicos coordenados. 
Define-se exaustão como a falência destes processos e a incapacidade de atingir a 
homeostase. 
Os agentes estressantes podem ser classificados em somáticos, psicológicos, 
comportamentais ou diversos. O animal é estimulado por esses agentes ambientais 
através de receptores. O sistema nervoso analisa e processa os impulsos vindos dos 
receptores e envia mensagens aos órgãos efetores, produzindo reações específicas 
ou inespecíficas. 
 Agentes somáticos podem ser sons, imagens, odores, toques, mudanças de 
posição, calor, frio, pressão atmosférica, estiramento anormal de músculos ou tendões 
e também o efeito de drogas e agentes químicos. 
 
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 Agentes psicológicos exercem um importante papel na adaptação das espécies 
selvagens ao cativeiro e aos métodos usados na contenção. Um animal apreensivo 
pode ser considerado sob o efeito de um agente estressante suave, mas que se 
intensificado pode evoluir para a ansiedade, o medo ou, na sua forma mais severa, o 
terror e a fúria. Outro importante agente psicológico estressante é a frustração. Quando 
em ambiente natural e frente a uma situação estranha, o animal foge ou luta. A 
frustração é determinada pela impossibilidade ou impedimento do exercício destes 
comportamentos. 
 Intimamente ligado aos agentes psicológicos impostos pelo cativeiro estão os 
agentes estressantes comportamentais: São: a vizinhança não familiar, a 
superpopulação, as disputas territoriais e/ou hierárquicas, as alterações dos ritmos 
biológicos ou circadianos, a falta de contato social (ou ao contrário, a falta de 
privacidade), a falta de alimentos habituais à espécie ou cuja necessidade foi induzida 
pelo homem “imprinted”. 
 Os agentes diversos incluem má nutrição, toxinas, parasitoses, agentes 
infecciosos, queimaduras, cirurgias, imobilizações físicas ou químicas e confinamento. 
Quandoestes fatores atuam durante um longo período podem contribuir para a fase de 
exaustão na síndrome geral de adaptação. 
 
O stress ou seja, a resposta orgânica, decorrente da estimulação de receptores pode 
seguir as seguintes VIAS DE REAÇÃO: 
 
• Via Motora Voluntária – (neuromuscular) Reação imediata. Trata-se de resposta 
característica da espécie, são as chamadas defesas: morder, escoicear, unhar, 
bicar, vocalizar... 
 
• Via Sistema Nervoso Simpático – (endócrina: medular da adrenal) - Reação de 
alarme. Trata-se de preparação para a fuga ou luta. A liberação de catecolaminas, 
como a adrenalina e a noradrenalina, induz a uma série de alterações fisiológicas 
como: vasodilatação na musculatura esquelética e cardíaca, vasoconstrição na pele 
e nos intestinos, hipertensão arterial, hiperglicemia, broncodilatação, aumento da 
taxa metabólica, midríase, piloereção e fasciculação muscular. 
 
• Via Hipotálamo - Adenohipófise – (endócrina: cortical da adrenal) - Reação 
crônica. Hiperfunção adrenocortical (cortisol). Efeitos somáticos: fraqueza muscular, 
tremores, alopecia simétrica bilateral, aumento do volume abdominal, perda de peso, 
aumento da susceptibilidade a infecções, queda de resposta imunitária (falha 
vacinal), hipertensão arterial, má cicatrização, neutrofilia e redução da atividade de 
linfócitos e eosinófilos. Efeitos psicológicos/comportamentais: tendência anti-social, 
aumento da agressividade, anorexia/bulimia, adipsia/polidipsia, hipo/hiper 
sexualidade. 
 
CONTENÇÃO E ÓBITO POR STRESS 
A contenção é possivelmente o momento de maior stress na vida de um animal 
silvestre e pode levar o organismo a reações potencialmente fatais. O óbito decorrente 
da contenção, pode ser superagudo (durante a realização da contenção), agudo ou 
mediato (até 60 minutos após a contenção) e tardio (horas a dias após a contenção). 
 
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SUPERAGUDO 
 
• Fibrilação 
ventricular 
• Bradicardia 
colinérgica 
• Anóxia 
• Hipoglicemia 
• Trauma 
AGUDO 
 
• Insuficiência 
Adrenal 
• Timpanismo 
• Acidose 
• Hipo/hipertermia 
• Hipocalcemia 
• Fratura cervical 
 
TARDIO 
 
• Miopatia de captura 
• Pneumonia 
“aspirativa” 
• Choque 
 
ACIDOSE 
 A excessivo esforço muscular decorrente da resistência aos procedimentos de 
contenção leva a um grande consumo de glicose e produção de ácido lático. A acidose 
determina polipnéia, confusão mental, tremores, convulsão, coma e morte. O 
tratamento indicado é a manutenção das vias aéreas livres de obstruções (hiper-
ventilação compensatória), respiração assistida e aplicação endovenosa de 
bicarbonato de sódio (4 a 6 mEq/kg). 
 
FIBRILAÇÃO VENTRICULAR 
 A causa primária é a liberação de catecolaminas (adrenalina e noradrenalina) 
durante a reação de alarme levando a taquicardia que somada a acidose e hipóxia 
resulta em fibrilação. O animal debate-se e agoniza o que pode ser confundido com 
resistência à contenção. A fibrilação impossibilita o bombeamento sanguíneo 
determinando insuficiência circulatória, a inconsciência e morte. 
 
BRADICARDIA COLINÉRGICA (SÍNCOPE FATAL OU BRADICARDIA VAGAL) 
 Os centros hipotalâmicos quando estimulados desencadeiam reações 
principalmente do sistema nervoso simpático e, em menor grau, do sistema nervoso 
parassimpático. Desta forma resulta uma reação adrenérgica, a típica reação de 
alarme, com taquicardia e hipertensão arterial. Porém, se durante a contenção, houver 
excessiva pressão sobre os globos oculares, os seios carotídeos (região cervical) ou o 
abdômen ocorrerá estimulação hipotalâmica tão intensa que prevalecerá o “domínio” 
do sistema nervoso parassimpático. Desta forma, a ação colinérgica supera a 
adrenérgica, observa-se redução do pulso e da freqüência cardíaca, queda da pressão 
arterial, perda da consciência e óbito devido ao choque hipovolêmico. Como protocolo 
preventivo, indica-se a aplicação de sulfato de atropina (0,05 mg/Kg) que age 
bloqueando o impulso colinérgico (vagal). A ação do cloridrato de atropina é 
parassimpaticolítica ou simpaticomimética. 
 
MIOPATIA DE CAPTURA 
 Também conhecida como miopatia por stress ou esforço, é uma doença 
muscular degenerativa de prognóstico extremamente reservado. Pode apresentar-se 
sob a forma aguda (1 a 12 horas), subaguda (7 a 14 dias) ou crônica (semanas). É 
observada principalmente nos bovídeos (antílopes, bisões), cervídeos (cervos e 
veados) e eqüídeos (zebra, cavalo, asno e anta). A anóxia localizada, devido à 
contratura de massas musculares é o fator determinante. A patogenia da miopatia de 
 
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captura envolve a alteração do pH, hipóxia e morte de fibras musculares com liberação 
de potássio, mioglobina (necrose tubular aguda devido à toxicidade) e lactato. Os sinais 
clínicos incluem dificuldade na marcha, rigidez e dor à palpação dos membros 
(especialmente nas porções mais altas da região pélvica), paresia e decúbito. 
Observam-se ainda dispnéia e taquicardia. As principais alterações laboratoriais são 
acidose, elevação da creatinina fosfoquinase e de desidrogenase láctica, sendo menos 
freqüente a hiperpotassemia. 
 
PRINCÍPIOS DE CONTENÇÃO (MANEJO) DE ANIMAIS SILVESTRES 
A primeira dificuldade com que se depara um profissional de zoológico é o 
acesso ao animal. É a grande limitação identificada quando traçamos um paralelo entre 
o manejo de animais domésticos e o de silvestres. As práticas de contenção, ao longo 
dos tempos, levaram à domesticação diversos animais silvestres. É fácil justificar e 
todos concordam que há necessidade de se conter animais domésticos para os mais 
diversos fins (transporte, medicação, cirurgia. etc.) porém quando animais silvestres 
são mantidos em cativeiro estas mesmas necessidades são também observadas. 
Ao longo da história da ocupação humana, os ecossistemas tem sido 
modificados para garantir o máximo de produção a partir de poucas espécies animais 
ou vegetais, ou seja, ecossistemas em estágios imaturos, forçosamente instáveis e 
mantidos unicamente pela constante interferência humana. A redução da primitividade 
e da diversidade comprometem especialmente as espécies naturalmente vulneráveis 
(endêmicas, raras, especialistas, variedades regionais ou subespécies e aquelas 
associadas a ambientes extensos e primitivos). Na medida em que áreas naturais 
primitivas residuais configuram-se como ilhas ou bolsões, circundados pela alteração 
antrópica, o manejo ambiental surge como a ciência que procura adaptar as 
características das interações dos hábitats, das populações animais e do homem, com 
finalidades específicas. A fauna silvestre nestes ambientes restritos passa a comportar-
se de forma semelhante à de animais em cativeiro, carecendo portanto de manejo. No 
manejo de animais silvestres, o conceito de contenção é utilizado com uma variada 
gama de intensidades, pode significar desde confinamento até a total imobilização 
através de recursos químicos ou mecânicos. O manejo compreende na acepção mais 
restrita do conceito, a contenção animal.. 
 
CONTENÇÃO (“First you need to catch your tiger”) 
Conforme recomenda o Prof. Fowler: devemos refletir antes de praticar uma contenção 
e algumas questões básicas devem ser respondidas: 
 
• Por quê – qual a justificativa ou o motivo para o animal ser contido ? 
• Quando – em que horário (estação) será mais conveniente praticar a contenção 
? 
• Como – que procedimento (técnica) apresenta o melhor custo benefício ? 
• Quem – qual pessoa está mais qualificada/habilidata para praticar a contenção, 
no menor tempo e com o menor stress ? 
• Onde – qual o melhor local para o procedimento de contenção planejado ? 
 
Quanto à técnica quatro questõesdevem ser respondidas para a seleção do 
procedimento de contenção: 
 
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• É segura para o operador ? 
• É segura para o animal ? 
• Será possível realizar o procedimento planejado utilizando o método de 
contenção escolhido ? 
• Após a contenção será possível o acompanhamento até a recuperação plena ? 
 
Inúmeros equipamentos ou recursos podem ser empregados na contenção, seja ela 
química ou física. A diversidade dos animais silvestres em função do grupo ao qual 
pertençam (mamíferos, aves, répteis, peixes ou anfíbios – dentre os mais 
freqüentemente mantidos em cativeiro) ou quanto ao porte e grau de periculosidade 
determina uma grande variedade de métodos e técnicas. 
A correta e adequada contenção de um animal silvestre depende de vários fatores 
tais como o conhecimento do seu comportamento e hábitos, o seu grau de 
vulnerabilidade ao estresse, a capacidade de previsão das suas reações, o pleno 
domínio do uso das técnicas e equipamentos a serem empregados e um planejamento 
criterioso de todo o procedimento. 
Inicialmente devem ser identificadas as chamadas “defesas” dos animais, para 
reduzirem-se os riscos. Por exemplo, aves de rapina defendem-se e oferecem mais 
perigo com as garras, felinos primariamente com os membros anteriores 
secundariamente com a boca, os canídeos defendem-se com mordidas, as emas e, as 
avestruzes podem causar graves acidentes com seus fortes chutes armados pelas 
unhas que se assemelham a cascos, os primatas cebídeos mordem e tendo 
oportunidade puxam as mãos do operador com qualquer um dos seus quatro membros 
e também com a cauda. Os cervídeos, especialmente durante a época reprodutiva 
podem atacar com chifradas, animais sociais podem defender elementos do grupo (um 
macaco-prego que grite ao ser contido promove o ataque de outros indivíduos do 
grupo). Aves do grupo dos tinamídeos (macucos, codornas e perdizes) quando 
submetidas à contenção podem morrer por estresse em poucos minutos além de 
perderem penas com muita facilidade. 
 
CONTENÇÃO MECÂNICA 
 Diversos equipamentos são utilizados na contenção, desde redes, puçás, 
ganchos, laços, cordas, peias, cambões, caixas e jaulas de pressão (com parede móvel 
para apertar o animal contra uma lateral de tela), tubos plásticos (aves, répteis e alguns 
mamíferos como os ouriços), tubos transparentes para répteis, luvas de couro, vendas, 
sacos de pano, escudos, eletro-choque, extintor de incêndio, abre bocas, fitas adesivas 
e muitos outros em conformidade com o animal e o objetivo da contenção. 
 
CONTENÇÃO QUÍMICA 
 Para a contenção química, diferentes drogas e equipamentos de aplicação são 
utilizados, porém, alguns quesitos são especialmente importantes para animais 
silvestres. Uma boa droga deve permitir o uso intramuscular, deve ter uma grande 
margem de segurança (DL 50), deve ter o menor período de indução e apresentar um 
pequeno volume. Isto para permitir o uso de métodos de aplicação à distância (dardos), 
através de rifles, pistolas (pólvora ou ar comprimido) e zarabatanas, quando o peso real 
do paciente é desconhecido. 
 
 
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Armas de arremesso de dardos: 
 Atualmente existem diversos equipamentos disponíveis no mercado, com grande 
precisão e eficiência. Todos têm no entanto uma grande desvantagem, são importados 
e o processo de importação é difícil e custoso. Além da arma, os acessórios como 
dardos, agulhas, tufos, borrachas e especialmente as diferentes espoletas (de 
arremesso do dardo e de impulsão do êmbolo) são também importadas e necessitam 
de constante reposição. 
 As armas permitem tiros a longa distância (mais de 100 m) e volumes 
relativamente grandes de drogas a serem aplicadas (cerca de 20 ml). O operador do 
equipamento deve ser um atirador experimentado. Para diferentes distâncias são 
utilizados diferentes espoletas de arremesso dos dardos e para diferentes tamanhos de 
dardos são utilizados diferentes espoletas de impulsão do êmbolo. O erro na utilização 
das espoletas pode promover acidentes graves e até fatais. Outro inconveniente é o de 
fazerem muito barulho. 
 
Zarabatana 
 De confecção artesanal, as zarabatanas e os dardos (feitos a partir de seringas 
descartáveis), são práticas, baratas e de fácil reposição. O impacto do dardo da 
zarabatana sobre o animal é sensivelmente menor que o promovido pelo dardo da 
espingarda e os riscos de acidentes são reduzidos. O tiro da zarabatana é silencioso. 
Suas grandes limitações são o volume disponível do dardo (cerca de 5 ml) e a distância 
de alcance (cerca de 15 metros no máximo). O operador deve ser experiente e manter-
se continuamente em treinamento pois as variáveis de tiro são diversas (diferentes 
pesos dos dardos em conformidade com o volume da droga, interferência dos ventos, 
tamanho do animal-alvo, distâncias). 
 
 
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SÍNDROME DA MIOPATIA DE CAPTURA 
 
Introdução 
 Também conhecida como miopatia do stress ou do esforço, é uma doença 
muscular degenerativa de prognóstico extremamente reservado, associada ao stress 
de captura, contenção física e/ou química e transporte de animais selvagens. Além dos 
herbívoros silvestres, a miopatia de captura já foi descrita em diversas espécies de 
mamíferos e aves, incluindo primatas, pinípedes, marsupiais, bovinos, eqüinos, 
canídeos, ovinos e flamingos. Pode apresentar-se em forma aguda (1 a 12 horas), 
subaguda (7 a 14 dias) e crônica (semanas). 
O termo stress é descrito como: a reação adaptativa de um animal 
desencadeada por um estímulo interno (fisiológico ou psicogênico) ou ambiental que 
altera o estado de homeostasia. 
 
O stress pode ser classificado em três subtipos: 
• Eustress - estímulo benéfico para o animal 
• Stress neutro - envolve respostas que não afetam o bem estar, conforto ou 
reprodução 
• Distress - prejudica, causa respostas que interferem no bem estar e/ou na 
reprodução 
 
O distress prolongado pode causar diferentes graus de perturbações, 
consideram-se como fatores predisponentes o medo, a ansiedade, a hipertermia, o 
esforço muscular intenso e a tensão muscular constante (reação de alarme 
prolongada), manipulações repetidas e transporte prolongado. A anóxia localizada, 
devido à contratura de determinadas massas musculares em posições anormais, pela 
manutenção de animais em redes ou jaulas de contenção, é também é fator 
determinante da ocorrência dessa enfermidade. 
 
Sinais característicos: 
 Acidose grave 
 Choque e óbito 
 Necrose de músculos esqueléticos 
 Necrose cardíaca (devido à acidose) 
A patogenia da miopatia de captura envolve duas teorias inter relacionados: a 
alteração do pH e a hipóxia tecidual; levando fibras musculares à morte e liberando 
potássio, mioglobina e lactato, substâncias que desempenham importante papel na 
gênese da enfermidade. O potássio age na musculatura cardíaca produzindo fibrilação, 
e a hiperpotassemia explicaria a morte por insuficiência cardíaca. A 
hipermioglobinemia, devido à extrema toxicidade da mioglobina, leva a necrose tubular 
aguda que por sua vez induz a insuficiência renal aguda. A acidose devida a altos 
níveis de lactato reduz o pH ocasionando choque e falência geral. 
As principais alterações laboratoriais são acidose, elevação da creatinina 
fosfoquinase e de desidrogenase láctica, sendo menos freqüente a hiperpotassemia. 
 
Sinais clínicos: 
 
 
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 Insuficiência cardíaca e morte 
Enrijecimento do dorso, ancas e membros posteriores. 
 Paresia Æ paralisia Æ ataxiaÆ prostração 
 Trauma de membros 
 Dipnéia e taquicardia 
 Mioglobinúria 
Os sinais clínicos normalmente observados incluem dificuldade na manutenção 
da estação (postura em pé), rigidez e dor à palpação dos membros (especialmente nas 
porções mais altas da região pélvica), paresia e evolução para paralisia, prostração e 
decúbito. Observam-se ainda dispnéia e taquicardia. 
O prognóstico da Miopatia de Captura tende a ser desfavorável, de maneira que 
o veterinário deve atuar com presteza na sua prevenção, tendo em mente que tal 
enfermidade pode ocorrer com freqüência após procedimentos de contenção. Para 
tanto se deve minimizar o concurso de diversos fatores etiológicos, trabalhando de 
forma a evitar o stress, habituando o animal ao seu ambiente de cativeiro. A instituição 
de jejum previamente aos procedimentos de contenção permite a obtenção de menores 
taxas de glicogênio na musculatura, o que atua de maneira protetora contra a 
excessiva liberação de lactato no músculo. Na medida do possível devemos evitar 
trabalhar com indivíduos predispostos em ambientes ou recintos muito quentes, bem 
como evitar o uso de drogas que causam hipertermia como o cloridrato de xilazina. É 
muito importante o controle da temperatura retal e o resfriamento do paciente com 
banhos frios em caso de hipertermia. 
Alguns cuidados que devem ser tomados: 
• Quando do planejamento de uma captura/imobilização, constitua uma equipe 
composta por um grupo reduzido de pessoas bem treinadas e entrosadas. Evite 
ruído e movimentos bruscos. 
• Evite procedimentos de captura/imobilização durante os períodos mais quentes 
e úmidos do ano e/ou dia. Caso isso não seja possível, mantenha a cabeça, as 
patas e as orelhas do animal constantemente úmidas e providencie para que 
uma vez capturado, o animal seja prontamente transportado para um lugar 
arejado e sombreado. 
• Durante a contenção monitore continuamente a temperatura corpórea do animal 
e tenha equipe e equipamentos necessários para o pronto tratamento da 
hipertermia. 
• Escolha o método de captura, dando preferência a contenção em cambiamentos 
em vez das técnicas que requeiram perseguição. Caso esta seja necessária, 
limite-a ao menor tempo possível. 
• Se a captura do animal limita-se a translocação, providencie para que o meio de 
transporte tenha as condições necessárias, principalmente no que se refere à 
ventilação e espaço. Logo após a captura a maioria dos animais está 
desidratada, por isso um suprimento farto de água fresca deve ser fornecido. 
 
 
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• Uma vez liberado no recinto, alguns cuidados especiais devem ser tomados. 
Certifique-se que o animal não seja fustigado por animais residentes e evite 
nova contenção nos próximos 14 dias. 
O tratamento de processos agudos deve incluir a oxigenação adequada do paciente e 
a administração, por via intravenosa, de Bicarbonato de sódio, em doses de 4 a 6 
mEq/Kg (1g de bicarbonato = 12 mEq; 500ml de solução a 6% contêm 30g de 
bicarbonato; na solução de bicarbonato a 8,4% Æ 1ml = 1 mEq). 
 
A miopatia de captura pode ser classificada em subtipos: 
1. Síndrome do choque de captura 
2. Síndrome da ataxia mioglobinúrica 
3. Síndrome da ruptura muscular 
4. Síndrome da morte súbita 
 
1. Síndrome do choque de captura 
 Pode ser observada em animais capturados recentemente ou pode ocorrer 
durante a contenção. A morte advém de 1 a 6 horas após a captura. Os sinais clínicos 
incluem: depressão, taquicardia, hipertermia, hipotensão (pulso filiforme) e morte. Na 
necropsia observam-se congestão e edema dos pulmões e severa congestão do 
intestino delgado e do fígado. 
 
2. Síndrome da ataxia mioglobinúrica 
 É mais freqüente, pode ocorrer horas ou dias após a captura. Os sinais clínicos 
incluem: ataxia, torcicolo e mioglobinúria podendo ser severa ou mediana. Os casos 
medianos podem sobreviver. Na necropsia são observadas lesões renais e da 
musculatura esquelética. Bexiga urinária vazia ou com pequena quantidade de urina 
escura. Músculos lombares e cervicais e flexores e extensores dos membros com 
áreas multifocais pálidas, moles, linhas claras. As lesões são bilaterais mas não 
simétricas, são tênues em animais que sobrevivem 1 a 2 dias e pronunciadas em 
animais com leões mais antigas. 
 
3. Síndrome da ruptura muscular 
 Após a captura aparentam estar normais apresentando sintomas após 1 a 2 
dias. Os sinais geralmente são uma marcada linha nos quartos posteriores e hiper 
flexão dos cascos. Ocorre geralmente a ruptura uni ou bilateral do músculo 
gastrocnêmico. Podem sobreviver diversas semanas mas a maioria morre. Na 
necropsia observam-se extensos hematomas subcutâneos, e multifocais lesões pálidas 
e moles em porções dos membros, diafragma, músculos lombares e cervicais 
 
4. Síndrome da morte súbita 
 Geralmente ocorre em animais que foram submetidos à captura nas últimas 24 
horas. Estes animais parecem normais enquanto não são perturbados. Se perturbados, 
contidos ou repentinamente estressados eles tentam correr, escapar, porém param 
abruptamente e permanecem em postura ou deitam quietos alguns momentos, os 
olhos ficam dilatados e morrem após alguns minutos. Esta forma é rara. Morrem com 
fibrilação ventricular e na necropsia não são observadas lesões características. 
 
 
 
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CONCLUSÃO 
A miopatia de captura é uma síndrome para a qual mesmo a mais agressiva 
terapêutica costuma ser infrutífera. A compreensão apenas parcial da sua fisiopatologia 
aponta para a necessidade de estudos detalhados desse processo. Com as 
informações disponíveis até o momento, fica claro que o melhor tratamento é o 
profilático. A escolha certa dos métodos de captura, contenção e transporte, associada 
ao manejo executado por uma equipe treinada e entrosada pode reduzir 
significativamente a incidência da miopatia. 
 
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ANESTESIOLOGIA EM ANIMAIS SILVESTRES 
 
ANESTESIOLOGIA EM AVES SILVESTRES 
 
1. RESTRIÇÃO ALIMENTAR 
 Devido à alta taxa metabólica e pequena estocagem de glicogênio hepático, não 
é recomendado grande tempo de restrição alimentar para aves antes da anestesia. Por 
outro lado, é comum observar regurgitação em alguns animais após a indução 
anestésica. 
 Recomendam-se, os seguintes tempos de restrição alimentar para diferentes 
espécies: 
¾ Aves menores de 100g: sem restrição alimentar 
¾ Grandes aves carnívoras: 12 horas 
¾ Ratitas: 12 a 24 horas 
¾ Grandes psitacídeos: 1 a 2 horas 
¾ Aves em geral 2 a 3 horas 
Quando for necessário grande tempo de anestesia, o paciente não apresentar 
boas condições pré-operatórias ou não se alimentar adequadamente é recomendada a 
administração por via oral de 4 ml/kg de glicose 5% antes da indução anestésica. 
 
2. MEDICAÇÃO PRÉ-ANESTÉSICA 
 Não é indicada a utilização de sulfato de atropina na presença de secreções 
respiratórias, pois elas tornam os fluidos mais viscosos, o que pode provocar obstrução 
das vias aéreas. 
 Medicamentos pré-anestésicos são raramente indicados para aves, devido a 
fácil contenção física e rápida indução anestésica. Aves grandes podem requerer um 
pré-anestésico antes da contenção física, podendo ser utilizado diazepam, midazolam, 
alfa-2 agonistas, ou pequenas doses de tiletamina e zolazepam. 
 
3. ANESTÉSICOS INJETÁVEIS 
 Os anestésicos injetáveis são muito utilizados em aves devido ao seu baixo 
custo, facilidade de uso, rapidez da indução e por não ser necessária a aquisição de 
aparelhos caros. 
 Por outro lado, a variação das doses anestésicas entre indivíduos de uma 
mesma espécie e de diferentes espécies, a dificuldade em aferir um volume anestésicoseguro para pequenas aves, a facilidade de overdose, a dificuldade de manutenção da 
anestesia cirúrgica sem depressão cardiopulmonar e a recuperação prolongada e 
traumática são desvantagens desses anestésicos. 
 A anestesia injetável em aves é mais indicada para procedimentos curtos ou 
para indução anestésica e posterior manutenção inalatória. 
 A via preferencial de administração dos anestésicos é a intravenosa. Podem ser 
canuladas as veias ulnar, metatársica dorsal ou jugular. Quando o paciente é muito 
pequeno ou não há a possibilidade da administração intravenosa, opta-se pela 
administração intramuscular, utilizando-se o músculo peitoral. A anestesia por via 
intramuscular traduz em um tempo de recuperação anestésica maior. 
 
 
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Cetamina 
 A cetamina é uma droga anestésica dissociativa que provoca uma amnésia 
profunda, analgesia superficial e catalepsia. É o anestésico injetável mais utilizado em 
aves devido sua segurança e facilidade de uso. Outra característica é a manutenção 
dos reflexos oculares e de deglutição. Provoca um aumento da pressão intracranial e 
ocular. Há um aumento da freqüência cardíaca e estimulo da salivação e secreções do 
aparelho respiratório. 
 O relaxamento muscular proporcionado pela cetamina é pobre e normalmente é 
induzido um estado de catalepsia, onde há uma contração muscular excessiva, 
podendo proporcionar ainda convulsões. Por isso, a cetamina nunca deve ser utilizada 
sozinha, devendo ser associada com outra droga que produza bom relaxamento 
muscular. 
 Em aves a cetamina produz uma boa analgesia somática e pobre analgesia 
visceral. A recuperação anestésica é demorada e turbulenta. Pode ser associada com 
um benzodiazepínico para proporcionar bom relaxamento muscular mantendo a 
segurança, ou com a xilazina resultando em uma maior analgesia, porém com a 
possibilidade de bradicardia e bloqueio atrioventricular. 
 
Diazepam 
 É um benzodiazepínico que produz pequena depressão do sistema nervoso 
central, excelente relaxamento muscular e mínimos efeitos cardiopulmonares. 
 O diazepam não apresenta boa analgesia e é utilizado dentro da anestesia 
cirúrgica associado com a cetamina. Também pode ser utilizado como tranqüilizante 
antes da indução anestésica com um agente inalatório através de máscara facial. 
Devido ao seu efeito ansiolítico proporciona uma indução anestésica mais calma, 
diminuindo os efeitos do estresse. Apresenta uma duração e recuperação 
relativamente curta. 
 
Midazolam 
 Como o diazepam, também é um benzodiazepínico, porém com duração menor. 
Outra diferença em relação ao diazepam é ser solúvel em água (enquanto o solvente 
do diazepam é o propilenoglicol, que além dos efeitos hipotensores provoca dor 
muscular), sendo indicado então quando há necessidade de administrações por via 
intramuscular. Sua meia-vida, porém, pode ser menor que a da cetamina, por isso, 
dificilmente é usada esta associação. 
 
Tiletamina+zolazepam 
 A tiletamina, assim como a cetamina, é uma ciclohexamina, e produz anestesia 
dissociativa. Sua potência analgésica é maior que o da cetamina. Sempre está 
associado ao zolazepam, que é um benzodiazepínico. 
 Esta associação apresenta rápida indução anestésica, grande margem de 
segurança, boa analgesia somática e regular analgesia visceral. Seus efeitos são muito 
semelhantes aos efeitos da associação de cetamina e diazepam. 
 
 
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Xilazina 
 É um alfa-2 agonista adrenérgico que apresenta boa atividade sedativa e 
potente efeito analgésico, principalmente analgesia visceral. Pode ser utilizada para 
contenção química em procedimentos diagnósticos e para pequenas cirurgias. 
 Provoca bradicardia, arritmias, sensibilização à ação arrítmica da adrenalina e 
bloqueio atrioventricular. Também pode propiciar depressão respiratória, hipoxemia, 
hipercapnia, excitação e convulsão em algumas espécies. 
 A associação anestésica da xilazina com a cetamina é a mais utilizada dentro da 
anestesiologia de aves, devido a sua excelente a imobilização e profundo grau de 
analgesia. Suas desvantagens são os efeitos deletérios já relatados para a xilazina e o 
grande tempo necessário para a recuperação anestésica. 
 Uma vantagem da xilazina é a existência de antagonistas alfa-2 adrenérgicos 
como a yoimbina e mais especificamente o atipamezole. 
 
Opioides 
 Os opioides tem uma utilização pouco comprovada em aves. Em outros animais 
é caracterizado pelo grande potencial analgésico que provoca. O déficit motor 
provocado pelos opioides nas aves, pode ser confundido com analgesia e mascarar um 
efeito de dor. Existem estudos que demonstram que a morfina provoca analgesia e 
outros relatam hiperalgesia. Acredita-se que os opioides kappa-agonistas, como o 
butorfanol pode ter melhores efeitos analgésicos que os demais. 
 
Outros anestésicos 
 O propofol é um anestésico com poder de rápida indução e recuperação 
anestésica. Seu uso é estritamente intravenoso, mais em aves é relatada sua utilização 
por via intra-óssea com o mesmo poder de ação. Produz uma duração anestésica 
extremamente curta nestes animais, porém suficiente para uma entubação traqueal e 
manutenção com anestesia inalatória. Como sua administração é relativamente difícil, 
seu uso é extremamente limitado. Produz uma leve depressão respiratória e pode 
provocar uma apnéia. 
 Barbitúricos de longa ação, como o fenobarbital, podem ser utilizados para 
produzir anestesia de longa duração. O pico anestésico do fenobarbital ocorre em 15 a 
30 minutos, e seu efeito pode durar até 24 horas. Existe, porém, uma pequena margem 
de segurança entre a anestesia cirúrgica e uma severa depressão cardíaca e morte. 
 
Anestésicos Locais 
 Sua utilização em pequenos pássaros é restrita devido ao risco de intoxicação, 
mesmo com pequenos volumes. A droga deve ser muito diluída para uma aplicação 
segura. Outro problema de sua utilização é por não atenuar o estresse proporcionado 
pela contenção física se não for realizada uma restrição química. 
 
4. ANESTÉSICOS INALATÓRIOS 
 Os anestésicos inalatórios são mais indicados para a anestesia de aves em 
relação aos injetáveis devido à rápida indução e recuperação anestésica, facilidade de 
controle de planos profundos, uso concomitante de oxigênio, proporcionando um maior 
suporte respiratório e também por que não depende de vias metabólicas e excretórias 
para recuperação anestésica. A utilização de gases com menor solubilidade sangüínea, 
 
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como o isoflurano e o halotano, tornam a indução e a recuperação anestésica mais 
rápidas. 
 A desvantagem da anestesia inalatória é principalmente a necessidade de 
equipamentos anestésicos como vaporizadores, cilindros de oxigênio, válvulas, 
circuitos respiratórios. 
 
Equipamentos anestésicos 
 Os sistemas: fechado e semi-fechado normalmente utilizados para anestesia em 
mamíferos não são indicados no caso da maioria das aves (menores de 8 kg). Devido a 
existência de um circuito que permite a reinalação do gás expirado, há um aumento na 
resistência respiratória, o que pode ultrapassar o limite em aves. 
 Os chamados “nonrebreathing circuits”, ou seja, circuitos abertos ou semi-
abertos de anestesia inalatória, como o circuito de Bain, são os indicados, devido a 
mínima resistência à respiração do paciente. 
 
Métodos de Indução 
 “O número e a variedade de técnicas para indução da anestesia inalatóriaem 
aves é limitado apenas pela imaginação do anestesista”. 
Podem ser utilizadas as máscaras anestésicas convencionais, fabricadas para 
pequenos animais, ou máscaras produzidas de forma artesanal feitas com frascos 
plásticos, seringas ou mangueiras dos circuitos respiratórios. A utilização das máscaras 
é bem sucedida em uma grande variedade de aves. 
Outra forma bastante utilizada é com o uso de câmaras ou sacos plásticos, onde 
será introduzida a cabeça da ave. O gás anestésico e oxigênio são administrados 
diretamente no saco plástico. 
Outro método é a câmara anestésica, que consiste de uma cuba transparente 
onde será colocada a ave e serão vaporizados o gás anestésico e oxigênio. A 
desvantagem desse método é não poder reconhecer a profundidade anestésica 
durante a indução devido à falta de contato físico. 
 
Entubação endotraqueal 
 Algumas espécies podem apresentar dificuldade para entubação devido a 
diferenças anatômicas do aparelho respiratório, como a presença de um septo traqueal 
médio nos tucanos e flamingos. Na maioria das aves, porém, é fácil a visualização da 
glote e a entubação da traquéia. Aves com mais de 100 gramas podem ser entubados. 
 Podem ser utilizados pequenos tubos traqueais infantis, com 2 mm de diâmetro, 
para aves médias e grandes. Os tubos preferencialmente devem ser sem balonete, 
porque aves apresentam anéis traqueais completos que não podem se expandir se 
grandes quantidades de ar são utilizadas. Também podem ser adaptados tubos 
traqueais a partir de sondas uretrais ou cateteres endovenosos. 
 Vários são os agentes anestésicos já utilizados para aves. Devido as suas 
maiores recomendações e melhores resultados serão descritos apenas o halotano e o 
isoflurano. Existem outros agentes anestésicos inalatórios mais sofisticados, porém 
suas utilizações em aves ainda não são bem descritas. 
 
 
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Halotano 
 O halotano é um anestésico inalatório de fácil utilização, não explosivo, com um 
custo baixo e de odor agradável que proporciona um razoável relaxamento muscular e 
poucas mudanças no nível da anestesia, rápida recuperação da consciência e da 
temperatura corporal. 
 Suas desvantagens, principalmente nas aves, são a possibilidade de produção 
de arritmias cardíacas, toxicidade renal e hepática, ressaca prolongada, apresentar 
metabolização hepática (15%), monitorização extensiva, depressão respiratória, 
aumento de secreções mucosas, recomendação para entubação e curto espaço de 
tempo entre apnéia e parada cardíaca. 
 Para indução anestésica é necessária uma concentração de 3 a 5%, com um 
volume de oxigênio de 2 a 3 litros por minuto, e para a manutenção recomenda-se uma 
concentração anestésica de 1,5 a 2% em aproximadamente 0,5 a 1 litro de oxigênio por 
minuto. 
 
Isoflurano 
 É o anestésico mais recomendado para aves. É seguro para pacientes críticos, 
há um grande espaço entre apnéia e parada cardíaca, apenas 0,3% é metabolizado 
pelo corpo, não apresenta ressaca nem toxicidade, requer menor monitorização, 
excelente relaxamento muscular, pequena produção de secreções, rápida recuperação 
da temperatura corporal e da alimentação, baixa solubilidade e rápida recuperação 
anestésica. Além disso não é explosivo e não é afetado pela luz ultravioleta. 
 Suas desvantagens são o alto custo, odor desagradável, depressão respiratória, 
diminuição da pressão arterial devido ao relaxamento muscular e possibilidade de 
provocar vômito em alguns animais. 
 Para indução anestésica é necessária uma concentração maior que 5%, com um 
volume de oxigênio de 2 a 3 litros por minuto, e para a manutenção recomenda-se uma 
concentração anestésica de 2 a 3% em aproximadamente 0,5 a 1 litro de oxigênio por 
minuto. 
 
ANESTESIOLOGIA EM RÉPTEIS 
 
 Os procedimentos anestésicos realizados em répteis nem sempre se referem a 
uma cirurgia concomitante. Por vezes, é necessária a realização de uma contenção 
química para um exame físico ou exames complementares como radiografia, 
endoscopia e colheita de sangue. 
 
1. FISIOLOGIA E ANATOMIA 
 Os répteis são ectotérmicos, isto é, eles poderão apresentar variações de 
temperatura conforme a temperatura ambiente e, portanto apresentaram variações de 
sua taxa metabólica. Por isso, as respostas às drogas anestésicas, como o tempo de 
indução e recuperação, poderão apresentar grandes variações. É interessante manter 
o paciente durante o período anestésico e mesmo nos períodos pré e pós-anestésicos 
numa condição de temperatura ideal. 
 Em relação à anatomia, deve ser dada uma especial atenção ao aparelho 
respiratório, por não apresentarem diafragma e por terem uma área de troca gasosa 
menor que nos mamíferos. A ausência do diafragma é compensada pelos movimentos 
 
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da musculatura torácica e, no caso dos quelônios, pelos membros dianteiros e 
traseiros. 
 Existe em alguns répteis o sistema porta-renal e devido a este fato os 
anestésicos devem ser aplicados sempre no terço anterior do corpo do paciente. 
 
2. REQUERIMENTOS ANESTÉSICOS 
 
Contenção 
 Em alguns casos, como aquelas anestesias para auxiliarem um exame físico, 
será necessário um leve grau de contenção e em casos cirúrgicos será desejado um 
maior grau de contenção 
 
Relaxamento muscular 
 Para certas cirurgias, principalmente as tóraco-abdominais, será necessário um 
excelente grau de miorrelaxamento. Outros procedimentos como em exames físicos e 
cirurgias de pele não será necessário. 
 
Analgesia 
 É extremamente difícil observar um estado de completa analgesia em répteis. 
Eles nunca podem ser considerados incapazes de sentir dor. 
 
Recuperação tranqüila 
 Normalmente os répteis apresentam uma recuperação prolongada, podendo 
chegar a vários dias. Por isso, deve ser dada preferência àquelas drogas que 
proporcionam recuperação rápida e tranqüila. 
 
3. MEDICAÇÃO PRÉ-ANESTÉSICA 
 Atropina pode ser administrada para provocar diminuição da atividade secretória 
e prevenção de bradicardia. Esta droga, porém, não é indicada na rotina da anestesia 
de répteis, pois excessos de líquidos salivares são raros. O glicopirrolato, que 
apresenta ação anti-secretória mais seletiva pode ser uma boa opção nesses casos. 
 Medicação sedativa pode ser interessante para auxiliar a indução anestésica e 
diminuir a dose necessária. 
 
4. ANESTÉSICOS INJETÁVEIS 
 É a anestesia mais freqüentemente realizada em répteis devido ao seu baixo 
custo e facilidade de uso. Apresenta, porém, diversas desvantagens como a dificuldade 
de obtenção de um plano anestésico adequado, risco de overdose e recuperação 
anestésica prolongada, podendo chegar, em casos de cirurgias demoradas, a 3 ou 4 
dias. 
 
Pentobarbital 
 Apresenta um longo tempo de indução anestésica, variando de 40 a 60 minutos, 
recuperação muito prolongada, podendo ser superior a 3 dias com uma única dose, 
depressão respiratória severa e dificuldade de atingir um plano anestésico. Deve ser 
administrado por via intravenosa ou intraperitoneal. 
 
 
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Tiopental 
 Deve ser administrado intravenosamente, pois a injeção intraperitoneal pode 
causar peritonite. A indução ocorre em 30 a 45 minutos e é relatada alta mortalidade 
por depressão respiratória severa. A recuperação anestésica é superior a 6 horas. 
 
Metomidato 
 Muito utilizada para sedação, possibilitando exame físico e inclusive contenção 
suficiente para realizardebridação, limpeza e tratamento de estomatite. Depois de 
injeção intramuscular, o animal apresenta-se sedado em 15 a 20 minutos, porém não 
apresenta propriedades analgésicas. Também pode ser utilizado antes de indução 
intravenosa ou inalatória. 
 
Etorfina 
 A indução ocorre em 10 a 30 minutos e produz excelente analgesia com duração 
de 45 a 100 minutos. Deve ter extremo cuidado para os efeitos da droga em uma 
administração acidental em humanos. Recomenda-se trabalhar com antídotos da 
droga, que podem se a nalorfina ou a diprenorfina. 
 
MS222 
Produz uma analgesia de 30 a 60 minutos depois de 12 a 14 minutos de sua 
aplicação intrapleurperitoneal, provocando imobilização satisfatória. O tempo de 
recuperação pode chegar a 10 horas. 
 
Succinilcolina 
 É um bloqueador neuromuscular muito utilizado para contenção químicas e pré-
medicação antes da indução com anestesia inalatória. Deve-se ter a disposição um 
equipamento para ventilação controlada caso ocorra apnéia. Recuperação anestésica 
ocorre em aproximadamente 9 horas. Apesar desta droga proporcionar uma excelente 
imobilização, esta ocorre por paralisia muscular, isto é, não proporciona nenhuma 
analgesia, então não deve ser utilizada como único anestésico para cirurgias. 
 
Cetamina 
 É o agente anestésico mais utilizado, tanto isolado, como em associação a 
outras drogas devido apresentar extrema segurança. Pode ser administrada por via 
subcutânea, intramuscular ou intravenosa. Em doses baixas vai proporcionar 
tranqüilização ou sedação e em doses altas uma anestesia satisfatória para 
procedimentos cirúrgicos. Possui metabolização hepática e eliminação renal, então é 
contra-indicada para pacientes com problemas nesses órgãos. Produz um tempo de 
recuperação extremamente prolongado quando são utilizadas várias sobre-doses, 
podendo chegar a 3 dias. 
 
Tiletamina 
 Assim como a cetamina, é uma ciclohexamina, porém 2 a 3 vezes mais potente 
que aquela. Sua ação é similar a da cetamina, mas apresenta uma maior capacidade 
de provocar convulsões, por isso está sempre associada a um benzodiazepínico. 
 
 
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Xilazina 
 Promove imobilização e analgesia regular após 45 minutos a 12 horas. É 
utilizada associada à cetamina para melhorar os efeitos daquela. 
 
Alfaxalone/alfadolone 
 Produz boa e rápida anestesia depois de sua aplicação intravenosa, com uma 
duração de 15 a 35 minutos. Depois de sua aplicação intramuscular apresenta seus 
efeitos em 25 a 40 minutos. Recuperação completa ocorre em aproximadamente 2,5 
horas. 
 
Propofol 
É um anestésico de indução rápida e acúmulo mínimo depois de várias doses. 
Pode ser considerado o anestésico injetável de escolha para répteis, apresentando 
aproximadamente 20 minutos de anestesia e recuperação rápida. Sua desvantagem é 
a necessidade de ser administrado por via intravenosa, apesar de existir relatos de sua 
utilização por via intra-óssea. Uma pré-medicação com metomidato poderá auxiliar na 
canulação de uma veia para sua indução. 
 
5. ANESTÉSICOS INALATÓRIOS 
 Os anestésicos inalatórios apresentarão como vantagens sobre os injetáveis o 
poder de melhor controle da profundidade anestésica, além de uma indução e 
recuperação anestésicas mais rápidas. 
 Em animais menores de 10 kg, os circuitos aberto e semi-aberto são os mais 
indicados, porém, para animais grandes podem ser utilizados circuitos fechados de 
anestesia inalatória. Ventilação controlada é freqüentemente necessária em répteis. 
 A indução anestésica pode ser realizada por máscaras faciais fabricadas para 
mamíferos ou artesanais. Câmaras anestésicas também podem ser bem utilizadas, 
principalmente para cobras. 
 A entubação é facilmente realizada, normalmente sem a necessidade do uso de 
um laringoscópio. Devem ser utilizados tubos endotraqueais sem balonete, 
principalmente em quelônios e crocodilianos, que possuem anéis traqueais completos. 
Quelônios apresentam a traquéia mais curta, por isso deve-se ter cuidado para não 
atingir os brônquios. 
 
Óxido Nitroso 
 É incapaz de produzir anestesia completa quando utilizado isolado, mas em 
associação com outro anestésico inalatório produz excelente analgesia e relaxamento 
muscular. 
 
Halotano 
 Pode ser considerado um anestésico seguro para répteis, porém a indução em 
uma concentração de 3 a 5% pode levar de 20 a 30 minutos. A manutenção anestésica 
é fácil e pode ser realizada com uma concentração de 1,5 a 2,5%. Por apresentar 
metabolização corporal (15 a 20%), não devem ser administrados para hepatopatas e 
nefropatas. Provoca depressão respiratória e moderado relaxamento muscular, além 
da apnéia ser muito próxima à parada cardíaca. É recomendada uma oxigenação por 
algum tempo após o término da administração do anestésico. 
 
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Isoflurano 
 É considerado o anestésico inalatório de escolha para répteis. Apenas 0,3% do 
produto é metabolizado no organismo e apresenta baixa solubilidade sangüínea, isto é, 
promove uma indução e recuperação anestésica mais rápida. Também promove uma 
excelente analgesia e relaxamento muscular, apesar de provocar alguma depressão 
respiratória. A parada cardíaca em doses muita elevadas ocorrerá muito tempo depois 
da apnéia. 
 
6. PROTOCOLOS ANESTÉSICOS ESPECÍFICOS 
 Como relatado anteriormente, os anestésicos inalatórios, especialmente o 
isoflurano, apresentam um efeito mais adequado para répteis. A seguir serão relatados 
protocolos anestésicos para quelônios, crocodilianos, lagartos e serpentes. 
 
Quelônios 
 O anestésico injetável mais utilizado é a cetamina provocando sedação em 
doses de 22 a 44 mg/kg ou planos cirúrgicos com doses de 55 a 88 mg/kg. É 
recomendada a associação com 0,2 a 1 mg/kg de diazepam ou 2 mg/kg de midazolam. 
Sua associação com 0,5 a 1,5 mg/kg de butorfanol aumentará a analgesia para 
procedimentos cirúrgicos. No geral, a cetamina deve ser utilizada para procedimentos 
curtos ou indução anestésica, por causa de seu grande tempo de recuperação depois 
de várias doses. 
 A tiletamina associada com o diazepam na dose de 5 a 10 mg/kg, normalmente 
provoca planos superficiais de anestesia e prolongada recuperação. Etorfina, na dose 
de 0,22 mg/kg, proporciona analgesia e sedação adequada para pequenos 
procedimentos cirúrgicos. 
 Alfaxalone/alfadolone é recomendado como pré-medicação para anestesia 
inalatória. Depois de uma dose de 15 mg/kg provoca indução em 2 a 4 minutos. 
Injeções intramusculares devem ser realizadas em vários pontos, devido ao grande 
volume requerido. 
 Quando existe a possibilidade de canulação de um vaso, propofol, na dose de 5 
a 10 mg/kg, é o anestésico de eleição para répteis, podendo depois realizar a 
entubação e manutenção inalatória. Porém, na dose de 1 mg/kg/min, o propofol é bem 
utilizado na manutenção anestésica de procedimentos relativamente curtos. 
 
Crocodilianos 
 Bloqueadores neuromusculares, principalmente a succinilcolina (3 a 5 mg/kg) 
tem sido dado para induzir imobilização, sem nenhuma analgesia, em grandes 
crocodilos. Deve-se ter o cuidado de ter a disposição um equipamento para 
manutenção da ventilação se ocorrer uma paralisia prolongada dos músculos 
respiratórios. 12 a 15 mg/kg de cetamina ou 2 a 10 mg/kg de tiletamina e zolazepam 
podem ser dados posteriormente a succinilcolina para induzir anestesia e possibilitar 
entubação traqueal. Pequenos crocodilos podem ser induzidos à anestesia apenas 
com a Tiletamina e zolazepam ou com a cetamina isolada ou associada com diazepam. 
 Etorfina poderá induzir sedação e analgesia na dose de 0,5 a 1,5 mg/kg.Esta 
droga pode ser utilizada para realizar a captura e contenção de grandes crocodilos. 
 
 
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Sáurios 
 Os pequenos lagartos, como a iguana verde podem ser facilmente induzidos à 
anestesia através da inalação de gases anestésicos por meio de máscara ou câmaras 
anestésicas. Pode ser administrado 5 a 10 mg/kg de cetamina para a indução 
anestésica, ou então, 1 a 1,5 mg/kg de butorfanol 30 minutos antes da indução com 
isoflurano para aumentar a analgesia e diminuir o tempo de indução. 
 
Serpentes 
 Cetamina, na dose de 22 a 44 mg/kg para sedação, e na dose de 55 a 88 mg/kg 
para indução anestésica, isolada ou associada a 0,2 a 1 mg/kg de diazepam ou 1,5 
mg/kg de butorfanol pode ser utilizada para serpentes. Não é recomendada a 
manutenção com essas drogas por muito tempo por causa de sua prolongada 
recuperação. Indução por agentes inalatórios pode ser realizada através de câmara 
anestésica. 
 Metomidato pode ser utilizado por via intramuscular provocando sedação 
suficientes para realização de métodos diagnósticos não invasivos, sem provocar 
analgesia, e tendo uma duração de 10 a 20 minutos. 
 
ANESTESIOLOGIA EM MAMÍFEROS SILVESTRES 
 
 Este capítulo tem como intenção principal discutir a anestesiologia em 
mamíferos selvagens e não apenas métodos de captura e contenção química de 
animais selvagens. 
 
1. ANIMAIS DE LABORATÓRIO OU PETS 
 
Roedores 
 A restrição alimentar para os pequenos roedores não deve ultrapassar 2 horas 
devido a possibilidade de ser provocada uma hipoglicemia. Deve-se controlar a 
temperatura ambiente ou manter o paciente sobre uma fonte térmica para evitar uma 
hipotermia pós-operatória. 
 Pode ser realizada a administração de 0,05 a 0,1 mg/kg de sulfato de atropina 
para evitar bradicardia e excesso de fluidos respiratórios. 
 No geral, a anestesia inalatória é a mais indicada para esses animais, 
principalmente com a utilização de halotano, isoflurano e óxido nitroso. Suas vantagens 
principais são o maior controle da profundidade anestésica e a possibilidade de maior 
duração da anestesia com rápida recuperação. A indução anestésica pode ser 
realizada através de máscara facial, câmara anestésica ou uma câmara que cubra 
apenas a cabeça. Para manutenção anestésica pode ser utilizada a máscara facial, a 
câmara para cabeça ou então realizada a entubação traqueal por meio de cateteres 
endovenosos n.º 20 ou tubos pediátricos de 2 mm. Como substituição de laringoscópio, 
pode ser usado um otoscópio. 
 A anestesia injetável apresenta como desvantagens respostas variáveis a partir 
de uma mesma dose, por vezes não atingindo o plano anestésico desejado e a 
manutenção de uma longa anestesia, por conseqüência terá grande período para 
recuperação. 
 
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 O protocolo mais indicado para essas espécies é a associação de 40 mg/kg de 
cetamina, 2 mg/kg de diazepam e 0,5 a 2 mg/kg de butorfanol. Essa associação produz 
a partir de uma única dose intramuscular um plano cirúrgico em 5 a 10 minutos, com 
duração média de 45 minutos e recuperação anestésica relativamente rápida, 
caracterizada por excelente relaxamento muscular e analgesia. 
 Pentobarbital, na dose de 28 mg/kg, administrado por via intraperitoneal, 
provocará uma anestesia em 15 minutos, com duração de 1 a 2 horas. A recuperação 
anestésica ocorrerá em aproximadamente 12 horas. A dose letal do pentobarbital é 
muito próxima da dose para atingir um plano cirúrgico, portanto não pode ser 
considerado um anestésico seguro. 
 Anestesia através de dióxido de carbono, liberado por meio de um cilindro e 
diluído em oxigênio, ou por meio de gelo seco, provoca anestesia em cerca de 10 a 15 
segundos, com duração de 45 segundos e a recuperação ocorrerá em cerca de 1 a 2 
minutos. Este método mostra grande segurança e pequenas modificações 
hematológicas. 
 Neuroleptoanalgesia através da associação de fentanil e droperidol (Innovar) na 
dose de 0,88 ml/kg produz anestesia de excelente qualidade, porém a sua 
administração intramuscular provoca analgesia e insensibilidade no local de aplicação, 
o que poderá redundar em automutilação. 
 Administração de 40 a 150 mg/kg de cetamina associado a 5 a 10 mg/kg de 
xilazina, ou 0,5 mg/kg de detomidina provocarão resultados variados, não 
proporcionando, por vezes, imobilização e analgesia suficientes para determinadas 
cirurgias. A vantagem é a existência de drogas, como o atipamezole, que 
antagonizarão os alfa-2 agonistas adrenérgicos. 
 
Lagomorfos 
 Nos coelhos deve ter atenção especial para a contenção física antes da indução 
anestésica. Ao se debater, os lagomorfos poderão utilizar os chutes para sua defesa, o 
que poderá provocar fratura ou luxação dos membros e coluna vertebral, podendo ser 
traduzida em paralisia. 
 Coelhos possuem uma atropinase, que inativará rapidamente a atropina 
administrada. São recomendadas altas (1 a 2 mg/kg) e repetidas (a cada 15 minutos) 
doses. 0,01 a 0,02 mg/kg de glicopirrolato é uma alternativa como anticolinérgico. 
 Mais uma vez a anestesia inalatória é recomendada para poder atingir planos 
anestésicos profundos e com recuperação rápida. A entubação, porém é mais difícil 
que nas espécies domésticas, devido ao grande comprimento da orofaringe e largura 
da epiglote. O diâmetro da laringe é menor que o da traquéia e tubos pequenos serão 
mais facilmente inseridos. 
 Cetamina (44 mg/kg) isolada não produz analgesia e relaxamento muscular 
adequado nos coelhos, por isso deve ser associada com xilazina (5 mg/kg), 
medetomidina (0,5 mg/kg) ou acepromazina. 
 Pentobarbital na dose de 30 a 45 mg/kg pode ser administrado por via 
intravenosa produzindo boa anestesia. Muitas vezes doses complementares serão 
necessárias para que seja atingido um plano cirúrgico. 
 Propofol produzirá um leve plano anestésico na dose de 10 mg/kg, porém o 
incremento desta dose poderá resultar em depressão respiratória intensa antes de 
provocar um plano mais profundo. 
 
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 Anestésicos injetáveis são normalmente administrados como pré-medicação ou 
agentes de indução anestésica, para um posterior complemento da indução e 
manutenção com agentes inalatórios como halotano e isoflurano. 
 
 
2. ROEDORES SELVAGENS 
 Anestésicos injetáveis poderão ser bem utilizados para provocarem uma 
contenção química eficiente para a realização de procedimentos não invasivos como 
exame físico, colheita de sangue e ultra-sonografia. A contenção física para a 
administração de anestésicos poderá provocar, nestes animais, estresse e reação de 
alarme. Excitação excessiva normalmente provoca a liberação de catecolaminas 
endógenas atrapalhando a ação dos anestésicos. 
 A associação numa mesma seringa de 30 mg/kg de cetamina, 2 mg/kg de 
xilazina e 0,1 mg/kg de sulfato de atropina provocará uma anestesia em cerca de 5 
minutos, caracterizada por pequena analgesia e relaxamento muscular moderado, com 
duração de aproximadamente 40 minutos e recuperação anestésica em torno de 2 a 4 
horas, proporcionando extrema segurança. 
 A associação de cetamina e acepromazina também é bem utilizada, porém com 
uma menor analgesia e relaxamento muscular. A associação de fentanil (0,4 mg/ml) e 
droperidol (20 mg/ml - Innovar), num volume de 0,3 a 0,4 ml/kg promoverá uma leve 
anestesia com duração de 30 a 60 minutos. 
 Também a indução com anestésicos inalatórios poderá ser efetuada por meio de 
uma câmaraanestésica nos roedores menores. A entubação não é muito difícil e pode 
ser realizada com um tubo traqueal de 5 mm para roedores de 3 a 5 kg. Anestésicos 
inalatórios redundaram em melhores planos anestésicos e recuperação mais rápida. 
 
3. MUSTELÍDEOS 
 Sulfato de atropina deve ser administrado, na dose de 0,05 mg/kg, por via 
subcutânea ou intramuscular antes de qualquer procedimento anestésico. Anestesia 
injetável pode ser bem sucedida com a utilização de 26 mg/kg de cetamina associado a 
0,22 mg/kg de acepromazina, produzindo um leve plano cirúrgico. Cetamina (25 mg/kg) 
e xilazina (2 mg/kg) também produzem bons planos anestésicos com duração de 30 a 
40 minutos e analgesia suficiente para cirurgias abdominais. A associação de cetamina 
(5 mg/kg) e medetomidina (0,1 mg/kg) é bem utilizada para contenção química desses 
animais. 
 Também é utilizada uma mistura de Telazol (250 mg de tiletamina e 250 mg de 
zolazepam) solubilizado em 4 ml de cetamina (400 mg) e 1 ml de xilazina (100 mg) 
pode ser utilizado em ferretes num volume de 0,03 a 0,04 ml/kg. Essa associação 
produz imobilização e analgesia adequadas para a maioria dos procedimentos 
cirúrgicos. Neuroleptoanalgesia com 0,05 mg/kg de fentanil e 0,2 mg/kg de azaperone 
também é relatada. 
 Ferretes podem ser induzidos por meio de máscara ou câmara anestésica. O 
plano induzido pelo halotano e isoflurano é o mais interessante para a realização de 
cirurgias, com uma recuperação é rápida e tranqüila. A entubação é relativamente difícil 
e deve ser feita com tubos traqueais finos, porém, os tubos mais finos normalmente 
são muito curtos para os mustelídeos. Halotano pode ser utilizado com uma 
concentração de 5% para indução e 2% para a manutenção anestésica. 
 
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4. PROCIONÍDEOS 
 Recomenda-se a utilização de 0,05 mg/kg de sulfato de atropina antes de 
qualquer procedimento anestésico. 
 Cetamina isolada (20 a 30 mg/kg) promoverá uma indução em 3 a 7 minutos e 
duração de 45 a 90 minutos, caracterizando um pobre relaxamento muscular e riscos 
de convulsões. Quando utilizada uma dose de 10 mg/kg associada a 2 mg/kg de 
xilazina ou 0,1 mg/kg de medetomidina promoverá uma eficiente contenção química e 
analgesia por aproximadamente 20 minutos. Benzodiazepínicos, como o diazepam (1 
mg/kg), poderão ser utilizados para incrementar o relaxamento muscular. 
Tiletamina/zolazepam na dose de 10 mg/kg também promove boa contenção química. 
 Manutenção anestésica poderá ser realizada por meio de máscara facial ou tubo 
traqueal depois da indução com agentes injetáveis, com excelentes resultados. 
 
5. CANÍDEOS SELVAGENS 
 Contenção química de cães selvagens tem sido bem descrita na literatura 
moderna com utilização de ciclohexamínicos (cetamina e tiletamina), alfa-2 agonistas 
(xilazina e medetomidina), benzodiazepínicos (diazepam, midazolam e zolazepam). 
 Cetamina pode ser utilizada numa dose de 11 mg/kg, para provocar anestesia 
dissociativa. Esta droga promove efeitos catalépticos e por isso deve ser sempre 
associada com 2 mg/kg de xilazina ou 0,1 mg/kg de medetomidina, administrados por 
via intramuscular, normalmente por meio de um dardo. Diazepam (1 mg/kg) pode ser 
introduzido nesta associação. 
 Devido ao grande volume necessário da droga para animais de grande porte, 
normalmente é utilizada a associação de tiletamina e zolazepam, com o nome 
comercial de Telazol (500 mg) ou Zoletil (250 mg) que vem em formulação liofilizada. É 
recomendada a diluição do pó anestésico em 5 ml de água estéril, porém pode ser 
diluída em menores volumes, inclusive com outras soluções anestésicas, reduzindo 
assim o volume necessário, podendo então, ser administrado com um único dardo. 
 Utiliza-se uma diluição de 250 mg de tiletamina e zolazepam em 5 mg de 
medetomidina ou 100 mg de xilazina, podendo então, administrar toda essa solução 
anestésica em cães com peso de 50 kg. 
 Indica-se sempre a utilização de 0,05 mg/kg de sulfato de atropina em qualquer 
protocolo anestésico. 
 Para procedimentos cirúrgicos é recomendada, após a contenção química 
através das técnicas descritas acima, a entubação do animal e manutenção por meio 
de anestesia inalatória com halotano ou isoflurano, utilizando as mesmas técnicas e 
concentrações daquelas indicadas para cães domésticos. 
 
6. FELÍDEOS SELVAGENS 
 Como em todos os mamíferos selvagens, é recomendada a utilização de 0,05 
mg/kg de sulfato de atropina em qualquer procedimento anestésico para felídeos. 
 A contenção química por meio de cetamina isolada normalmente promove uma 
anestesia de má qualidade, sendo observada freqüentemente salivação excessiva, 
rigidez muscular e convulsões. Associação de 10 a 20 mg/kg de cetamina e 2 mg/kg de 
xilazina induz períodos curtos de analgesia, sendo necessário normalmente sobre-
doses anestésicas para a realização de procedimentos. Medetomidina (0,03 mg/kg) 
 
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também tem sido bem utilizada, associada a cetamina, para a imobilização de felídeos 
selvagens. Tiletamina e zolazepam (1,5 a 5 mg/kg) providenciam uma rápida indução 
anestésica com duração de 15 a 30 minutos, caracterizada por boa imobilização e 
analgesia. Esta última associação, porém, não deve ser utilizada para tigres e 
leopardos por manifestarem processos convulsivos com longa duração. 
 A mistura de Telazol (250 mg de tiletamina e 250 mg de zolazepam) solubilizado 
em 4 ml de cetamina (400 mg) e 1 ml de xilazina (100 mg) é relatada por produzir boa 
contenção química e analgesia, com recuperação anestésica mais suave. 
 Etorfina (M-99), na dose de 0,5 mg/kg, foi utilizada com sucesso para 
imobilização de grandes leões. Tremores musculares provocados pela etorfina são 
plenamente controlados com doses de 0,25 mg/kg de acepromazina. Succinilcolina, um 
bloqueador muscular, por muito tempo foi utilizado para provocar paralisia na dose de 
60 a 120 mg/kg, com duração de até 60 minutos. Sua utilização, porém, necessita de 
equipamento para manter uma ventilação controlada, além de não induzir nenhuma 
analgesia. 
 Para procedimentos cirúrgicos longos é recomendada a utilização de halotano 
ou isoflurano proporcionando um maior controle anestésico e sem a recuperação 
demorada característica dos anestésicos injetáveis. Entubação é preferida em relação 
à máscara facial principalmente para longas cirurgias. A inserção do tubo traqueal é 
relativamente fácil e por vezes dispensa o uso de um laringoscópio. 
 
7. SUÍNOS SELVAGENS 
 Contenção química pode ser realizada com anestésicos dissociativos (tiletamina, 
cetamina) associados a benzodiazepínicos (zolazepam, diazepam) e/ou alfa-2 
agonistas (xilazina, medetomidina). O padrão de imobilização e analgesia dificilmente 
atinge níveis adequados para cirurgias. Se for possível contenção física 10 mg/kg, por 
via intravenosa, de tiopental sódico produz rápida anestesia com curta duração, porém 
grande tempo de recuperação. 
 Cetamina, na dose de 15 a 20 mg/kg, isolada produz sedação e contenção 
química, com rápida diminuição da temperatura. Tiletamina e zolazepam (2,18 mg/kg) 
produzem boa e segura imobilização, com indução e recuperação suave e bom 
relaxamento muscular, porém com pobre analgesia. Se associado com xilazina, 
promoverá eficiente analgesia para a realização de procedimentos cirúrgicos curtos. 
 Depois de induzido, os suínos devem ser entubados e mantidos com halotano e 
isoflurano para procedimentos cirúrgicos. Manutenção anestésica com agentes 
injetáveis normalmente são ineficazes e traduzem num grande tempo de recuperação. 
As técnicas utilizadas para porcosdomésticos podem ser adaptadas aos selvagens. 
 
8. RUMINANTES SELVAGENS 
Bovídeos 
 Antigamente era extensamente utilizado 6 a 10 mg/45 kg de succinilcolina, 
provocando paralisia muscular associada com apnéia. Hoje, neuroleptoanalgesia é 
extensamente utilizada com bons resultados. 
 Carfentanil, um potente opioide, pode ser usado em doses de 11 a 13 µg/kg 
associado a 0,75 mg/kg de azaperone para a imobilização de antílopes, provocando 
excelente imobilização e analgesia. Etorfina (22 µg/kg), combinada com acepromazina 
(15 mg) para evitar tremores musculares e aumentar o tempo de contenção, é utilizada 
 
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para pequenos bovídeos para contenção química. Associação de fentanil e xilazina 
também apresentam bons resultados em vários estudos relatados. 
 Associação de cetamina (12 mg/kg) e xilazina (0,25 mg/kg) pode ser usada para 
promover contenção química. Salivação excessiva depois da cetamina é comumente 
observada, além de bradicardia após a xilazina. Sulfato de atropina (0,05 mg/kg) pode 
ser indicado, porém deve-se ter especial cuidado com timpanismos conseqüentes. 
Nestes casos, uma sonda oro-gástrica será necessária. 
 Em anestesias para longas cirurgias pode ser utilizado o halotano e o isoflurano 
através de entubação traqueal. Máscara facial não é indicada por causa do refluxo de 
conteúdo ruminal normalmente envolvido, já que dificilmente é possível a restrição 
alimentar de 48 horas recomendada. 
 
Cervídeos 
 Xilazina pode ser usada isoladamente com doses variando de 0,3 a 3 mg/kg 
para sedação em alguns animais. Em doses altas, promove boa sedação e analgesia, 
porém em doses consideradas seguras, a contenção e o relaxamento muscular são 
insuficientes. Depois da sedação, analgesia local pode ser realizada para 
procedimentos cirúrgicos. 
 Cetamina ou tiletamina/zolazepam associada com xilazina é extensamente 
usada para a contenção de cervídeos, apresentando excelentes resultados de 
imobilização e analgesia. Sulfato de atropina pode ser administrado para evitar 
salivação em excesso, raramente traduzindo em timpanismo. Medetomidina também é 
uma opção para relaxamento muscular e analgesia nessas associações. Alfa-2 
antagonistas, como o atipamezole, devem ser presença obrigatória na anestesia de 
animais selvagens e pode ser usada para diminuir o tempo de recuperação anestésica. 
 Neuroleptoanalgesia com etorfina (0,02 mg/kg) e xilazina (0,3 mg/kg) ou fentanil 
(0,3 a 0,66 mg/kg) e xilazina (0,5 a 1,3 mg/kg) também é muito utilizada em cervídeos. 
 Tranqüilização pode ser produzida através da mistura de benzodiazepínicos na 
alimentação, facilitando assim a contenção física. 125 a 250 g de diazepam misturado 
em 10 kg de comida. Os efeitos aparecem em 4 a 8 horas e podem persistir por vários 
dias, dependendo da quantidade de alimento ingerido. 
 
Camelídeos 
 Xilazina é facilmente utilizada provocando boa sedação para facilitar a 
manipulação de grandes camelídeos em doses variando de 0,4 a 0,9 mg/kg. 
Regurgitação é rara e a recuperação é livre de excitação. Cirurgias podem ser 
realizadas depois de analgesia local ou regional, como paralombar ou epidural. 
 Tiopental (4,4 mg/kg) também foi administrado por via intravenosa para indução 
de anestesia geral e posterior manutenção com gases anestésicos, depois de inserido 
um tubo traqueal. 
 
Girafas 
 Neuroleptoanalgesia associando etorfina, na dose total de 1,5 a 2,5 mg, 
associado a 0,3 a 0,4 mg/kg de xilazina promovem contenção química de alta 
qualidade e pode ser revertido posteriormente com um antagonista opioide (nalorfine, 
diprenorfine) e um antagonista alfa-2 adrenérgico (yoimbina, atipamezole). Decúbito 
pode ser provocado com a associação de etorfina, xilazina e acepromazina (30 mg) e 
 
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anestesia cirúrgica é completada com doses adicionais de etorfina. Carfentanil também 
já foi utilizado associado a xilazina. 
 
9. EQUÍDEOS SELVAGENS 
 Etorfina (0,017 mg/kg) isolada ou associada com 0,04 mg/kg de acepromazina é 
utilizada para contenção química. Carfentanil também pode ser utilizado na dose de 
0,015 a 0,033 mg/kg provocando imobilização em cerca de 10 minutos. Xilazina (0,6 
mg/kg) pode ser associada ao carfentanil para aumentar a sedação e diminuir a rigidez 
muscular. Como nos equídeos domésticos, opioides podem provocar excitação, 
aumento da taxa metabólica, rigidez muscular taquicardia e hipertermia. 
 Cetamina (1,5 a 2 mg/kg) e medetomidina (0,06 a 0,08 mg/kg) promovem boa 
imobilização e relaxamento muscular, podendo ser revertido rapidamente com 
atipamezole. Anestesia inalatória é a de escolha para procedimentos cirúrgicos. 
Técnicas e drogas empregadas para eqüinos domésticos podem ser utilizadqas nos 
animais selvagens depois de sedados. 
 
10. RINOCERONTES 
 Imobilização pode ser conseguida após 30 a 40 minutos da aplicação 
intramuscular de 1,5 g de morfina, 175 mg de escopolamina e 725 mg de 
clorpromazina. Associações de etorfina (2,0 mg), acepromazina (20 a 25 mg) e 
azaperone (200 a 250 mg) produzem imobilização, prontamente revertida com o uso de 
nalorfina. Carfentanil isolado na dose de 1,0 a 1,5 mg para jovens e 2,5 a 3,0 mg para 
adultos também promove excelente sedação, imediatamente reversível com a 
diprenorfina. 
 
11. TAPIRÍDEOS 
 Contenção química pode ser realizada com a utilização de 10 µg/kg de etorfina 
ou 20 µg/kg de carfentanil. Associação de 0,15 mg/kg de butorfanol e 0,3 mg/kg de 
xilazina ou 0,05 mg/kg de detomidina para sedação, seguida de administração 
intravenosa de 0,5 mg/kg de cetamina proporciona boa imobilização e relaxamento 
muscular prontamente revertidos com antagonistas opioides e alfa-2 adrenérgicos. 
 Xilazina (3,6 a 4,5 mg/kg) promove sedação suficiente para a administração 
intravenosa da mesma dose de cetamina, promovendo então plano suficiente para a 
realização de cirurgias. Pode ser associado a esse protocolo 0,5 mg/kg de midazolam 
para promover maior relaxamento muscular. 
 Detomidina (0.05 mg/Kg) e tiletamina/zolazepam (4 a 6 mg/Kg) proporcionam 
boa imobilização e grande relaxamento muscular. 
 Manutenção anestésica é melhor sucedida depois de entubação e utilização de 
anestésicos inalatórios. Depois da contenção química, pequenas doses de propofol, 
por via intravenosa promovem planos suficientes para a entubação. 
 
12. ELEFANTES 
 Várias drogas já foram estudadas para promoverem contenção química e 
anestesia em elefantes, porém a droga mais utilizada nos dias atuais é a etorfina, numa 
dose de 0,0017 a 0,0022 mg/kg. Também pode ser utilizada sua associação com a 
acepromazina, provocando sedação, decúbito e imobilização. Transporte pode ser 
 
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realizado com a administração de 100 a 175 mg de xilazina a cada 3 horas. Azaperone 
também pode ser utilizado para sedação de elefantes. 
 Foi relatada a indução anestésica por meio de etorfina intramuscular e 
posteriormente intravenosa e então a entubação com um tubo traqueal de 40 mm de 
diâmetro com balonete através de um tubo gástrico introduzido por meio de palpação 
digital. Foram utilizados 2 vaporizadores para proporcionar inicialmente uma 
concentração de 5% de isoflurano em 15 l/min de oxigênio e depois variações de 2 a 
3% de isoflurano em 5 l/min de oxigênio e redução gradativa do isoflurano. 
 
13. HIPOPÓTAMOS 
 Etorfina, na dose total de 4 a 8 mg, é a droga mais utilizada para imobilização e 
anestesiadesses animais. Pode ser associada com 0,1 mg/kg de xilazina. Deve-se 
tomar cuidado para impedir a entrada desses animais na água após realizada a 
administração das drogas. 
 
14. URSÍDEOS 
 A associação de cetamina e xilazina é a mais relatada para ursos. Cetamina na 
dose de 4,5 a 9 mg/kg e xilazina na dose de 2 a 4,5 mg/kg induzem anestesia tranqüila 
e com boa qualidade de analgesia e contenção. Esse protocolo pode ser usado para 
procedimentos cirúrgicos, porém com conseqüente grande tempo para recuperação. 
Medetomidina, na dose de 0,03 a 0,06 mg/kg, tem sido utilizada em substituição da 
xilazina com excelentes resultados, diminuindo inclusive a dose necessária de 
cetamina para 2,5 a 4 mg/kg. Sulfato de atropina é sempre recomendado para evitar 
excesso de salivação e bradicardia. 
 Etorfina (10 a 60 µg/kg) é muito utilizada por necessitar de menor volume, 
podendo ser administrada toda dose em um dardo. Carfentanil é mais potente que a 
etorfina e pode ser dado em dose de 12 a 28 µg/kg. 
 Pequenos ursos podem ser induzidos à anestesia com a utilização de drogas 
por via intravenosa, como barbitúricos e propofol, e posterior manutenção inalatória. 
 
15.PRIMATAS 
 A associação de cetamina e xilazina é a mais utilizada para a contenção química 
de primatas. Doses de 5 a 15 mg/kg de cetamina isolada promove uma contenção 
química de 10 a 15 minutos e ampla margem de segurança será promovida. A 
associação com 0,5 mg/kg de xilazina proporciona maior relaxamento muscular e 
analgesia. Se aumentarmos a dose de cetamina para 20 a 40 mg/kg e associarmos 
com 0,5 mg/kg de midazolam e/ou 0,5 mg/kg de xilazina um plano anestésico suficiente 
para a realização de curtos procedimentos cirúrgicos será obtida. Sulfato de atropina 
(0,01 a 0,05 mg/kg) reduz a salivação e o risco de vômito. 
 Tiletamina/zolazepam (1,5 a 10 mg/kg) produz contenção de alta qualidade e se 
associado com opioides, como a oximorfina (0,15 mg/kg), promove uma analgesia 
adequada para procedimentos cirúrgicos. 
 Neuroleptoanalgesia com fentanil (0,02 a 0,04 mg/kg) e droperidol (1 mg/kg) por 
via intramuscular ou por via oral (diluído no leite ou suco de frutas) produz excelente 
imobilização e analgesia suficientes para a realização de cirurgias por 30 a 60 minutos. 
 Anestesia intravenosa pode ser realizada em animais onde a contenção física é 
mais fácil, com o uso de barbitúricos ou propofol (2 a 4 mg/kg). Nestes animais, 
 
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principalmente filhotes e recém-nascidos, a indução pode também ser realizada por 
meio de máscara facial com halotano ou isoflurano. Devido ao seu odor agradável o 
halotano promove uma indução mais tranqüila. Por outro lado o isoflurano apresenta 
uma maior segurança e menores tempos de indução e recuperação anestésicas. 
 Cirurgias prolongadas requerem manutenção por meio de anestesia inalatória. 
Pode ser inserido um tubo traqueal, usada a máscara facial e também já foi relatada 
em chimpanzé a utilização de máscara laríngea com excelente resultado. 
 Técnicas de anestesia local e regional, utilizadas para humanos, como o 
bloqueio subclavicular e a anestesia epidural, podem ser copiadas com sucesso 
semelhante. 
 
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SISTEMA PORTA-RENAL (SPR) 
 
O SPR está presente na maior parte dos peixes, em todos os anfíbios, 
répteis e aves (é encontrado em embriões de mamíferos). 
Nos mamíferos a circulação esplâncnica ou sistema porta hepático determina 
que um certo volume de sangue procedente do estomago, intestino, pâncreas e baço 
seja transportado para o fígado onde as veias ramificam-se de maneira análoga ao 
que acontece com as arteríolas, deste modo, o sangue deste sistema passa por uma 
segunda série de capilares antes de ser transportado ao coração através da veia 
cava posterior. 
Nas aves, répteis, anfíbios e peixes a circulação, através do SPR, determina 
que o sangue venoso proveniente da cauda, pernas e região pélvica possa sofrer 
dois trajetos: 
1) Passar através dos rins (túbulos) e ir para a circulação sistêmica. 
2) Desviar dos rins indo diretamente para a circulação sistêmica. 
 
O SPR apresenta válvulas localizadas na junção das veias ilíacas externas e 
veias renais que, quando abertas (adrenalina), permite que o sangue flua diretamente 
para a veia cava caudal e ao coração ou quando fechadas (acetilcolina) determina que 
o sangue sofra percolação nos túbulos renais desaguando em seguida na veia cava 
caudal, indo ao coração. 
 
 A função do SPR: peixes, anfíbios e répteis não podem produzir urina 
hipertônica porque não apresentam “Alça de Henle”. Durante períodos de desidratação, 
para diminuir a perda d’água, a taxa de filtração glomerular precisa ser reduzida. Isto 
ocorre através da ação da vasopressina argenina que causa constrição das arteríolas 
aferentes aos glomérulos. O SPR continua com o suprimento de sangue para perfusão 
nas células dos túbulos renais, prevenindo-as da necrose isquêmica. Dependendo da 
necessidade momentânea (balanço hídrico do organismo) o sangue pode ser 
conduzido para os rins (túbulos) ou dele ser desviado. 
 
 Quase a totalidade dos autores de textos de medicina de animais silvestres vem 
historicamente recomendando que as aplicações de medicamentos injetáveis em aves 
e répteis sejam evitadas na região drenada pelo SPR (cauda, pernas e região pélvica), 
deduzindo que a droga hidrossolúvel aplicada irá sofrer ação da filtragem renal antes 
de cair na circulação sistêmica. Recentes experimentos farmacocinéticos descritos no 
Capítulo 32: “The Reptilian Renal-Portal System: Influence on Therapy” de Peter H. 
Holz, no livro Zoo & WIld Animal - Medicine Currente Therapy 4 - Fowler & Miller 
(1999), concluem que não foram observadas diferenças significativas entre aplicações 
efetuadas na região anterior e posterior de répteis (Tigre-d’água - Trachemys scripta) e 
aves (avestruz - Struthio camelus), não sendo necessário obedecer esta antiga regra, 
desta maneira facilitando-se o manejo. Cita ainda que a gentamicina (aminoglicosídeo) 
é filtrada no glomérulo renal e não no túbulo, logo uma aplicação efetuada na região 
posterior irá passar pela circulação sistêmica antes de sofrer a filtração glomerular. 
Experimentos farmacocinéticos não têm demonstrado diferenças significativas com 
 
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relação à nefro-toxicidade quando aplicadas na região anterior ou posterior de aves e 
répteis. 
 
 Entretanto, especialmente quando se utilizam drogas potencialmente 
nefrotóxicas como os antibióticos do grupo dos aminoglicosídos, entre eles a 
gentamicina que pela sua eficiência em germes Gran-negativos é amplamente utilizada 
em répteis, reitera-se a recomendação de fluidoterapia concomitante. 
 
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TÉCNICAS DE COLHEITA DE SANGUE EM ANIMAIS SILVESTRES 
 
 
Introdução 
A hematologia é um recurso de auxílio diagnóstico universalmente importante na 
clínica médica, e torna-se ainda mais relevante na medicina de animais silvestres onde 
a anamnese e a semiologia podem apresentar restrições e limitações (sinais clínicos 
nem sempre perceptíveis). 
A colheita de sangue pode ser praticada essencialmente sob duas condições, 
com o animal sob contenção física (mecânica) ou farmacológica (química). O domínio 
das técnicas de sedação/anestesia e contenção, portanto é imprescindível. A 
contenção química pode ser indispensável para ser preservada a integridade física do 
paciente e/ou do operador. 
 Oaquecimento ambiental (répteis), a irrigação da área a ser puncionada com 
água quente, ou a aplicação tópica de xilol podem facilitar o sucesso na colheita de 
sangue. 
 O estabelecimento de valores de referência para hematologia e bioquímica 
clínica é de grande importância na medicina de animais silvestres, pois ainda são 
poucas as espécies da fauna silvestre sul-americana que foram submetidas a trabalhos 
de pesquisa com definição do padrão hematológico. 
 
Volume de sangue a ser colhido 
 Um cálculo aproximado pode ser utilizado para a definição do volume máximo de 
sangue a ser colhido de um animal. Consideremos que o volume total de sangue de um 
vertebrado é da ordem de 10% do seu peso corporal (em répteis pode ser menor: 5% a 
8%) e que do total de sangue existente em um organismo, podemos retirar uma 
amostra de até 10% sem prejuízos importantes. Portanto podemos colher 
seguramente, sem prejuízo do paciente (saudável) uma amostra de até 1% do peso 
corporal. 
 
Alguns animais e seus volumes de sangue passíveis de serem colhidos: 
Beija-flor – 8g Æ 1% Æ 0,08ml de sangue. 
Curió – 15g Æ 1% Æ 0,15ml de sangue. 
Periquito-australiano – 30g Æ 1% 0,3ml de sangue. 
Papagaio – 400g Æ 1% Æ 4ml de sangue. 
Arara – 1500g Æ 1% Æ 15ml de sangue. 
Cisne-negro 5000g Æ 1% Æ 50ml de sangue. 
Mico-leão 700g Æ 1% Æ 7ml de sangue. 
Onça 90000g Æ 1% Æ 900ml de sangue. 
 
Diversidade de pacientes 
Decorrente da grande variedade de vertebrados (ver quadro abaixo) fica claro 
que as diferenças com relação ao tamanho, peso, anatomia, fisiologia, comportamento 
(stress), periculosidade e especificidades irão determinar o procedimento de colheita de 
sangue. As técnicas de colheita podem ser muito diversas e as dificuldades podem ser 
muito grandes. 
 
 
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Diversidade de vertebrados vivos (± 47.668 espécies) 
Peixes Æ24.587 spp 
Aves Æ 8.750 spp 
Répteis Æ 5.971 spp 
Anfíbios Æ 4.310 spp 
Mamíferos Æ 4.050 spp 
 
 
 
Locais de eleição para a colheita de sangue (punção venosa) 
 
Répteis 
 Geralmente podem ser submetidos à colheita de sangue apenas com contenção 
mecânica, mas em algumas espécies a sedação/anestesia é indispensável. 
 
Serpentes Æ jugulares, caudais, periorbitais, pterigo-palatinas 
Quelônios Æ jugulares, seios (sinusoides) pós-occipitais (supravertebrais), 
punção cardíaca. 
Lagartos Æ caudais 
Crocodilianos Æ seios (sinusoides) pós-occipitais (supravertebrais) 
 
Aves 
 Geralmente as aves podem ser submetidas à colheita de sangue através de 
contenção física, pois não apresentam tamanho muito avantajado. Também os vasos 
sanguíneos costumam ser facilmente acessíveis. 
 Locais para a colheita: 
 Jugular direita 
 Veias ulnares (asas) – braquiais 
 Tarso-mediais 
Mamíferos 
 Ë grande a variabilidade, a sedação/anestesia pode ser necessária, 
independentemente do porte do animal, em alguns casos é impossível a colheita sem 
anestesia profunda. 
 
Ordem Marsupialia: 
 Gambás e cuícas Æ veias femorais ou ventrais da cauda. 
 Cangurus Æ veias cefálicas e dorsolaterais da cauda. 
 
Ordem Edentata: 
 Tamanduá-bandeira Æ Veias femorais, jugulares, ventrais da cauda. 
 
Ordem Primates: 
 Veias jugulares, radiais e femorais. 
 
Ordem Carnivora 
 
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 Veias braquiais, safenas, femorais, jugulares, radiais, dorsolaterais da cauda 
(grandes felinos), sublinguais (ursos). 
 
Ordem Rodentia e Lagomorpha (coelhos) 
Veias safenas laterais, femorais, jugulares, caudais, marginais das orelhas. 
 
Ordem Artiodactyla 
 Hipopótamos Æ veias femorais e braquiais. 
 Suídeos e taiassuídeos Æ veias jugulares e femorais, marginais das orelhas, 
cava. 
Cervídeos, bovídeos e girafídeos Æ veias jugulares, safenas e femorais. 
Tapirídeos Æ veias femorais e braquiais. 
Rinocerontídeos Æ veias dorsolaterais da cauda e articulares. 
 
Peixes e anfíbios não serão abordados devido a falta de experiência do autor nesta 
prática. 
 
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TERMORREGULAÇÃO 
 
1) INTRODUÇÃO 
 Apenas poucos, dentre todos os seres vivos que habitam a Terra, são capazes 
de controlar sua temperatura interna, a grande maioria está sujeita às limitações 
impostas pelas condições térmicas ambientais. 
 Somente as aves e os mamíferos são capazes de produzir calor metabólico 
suficiente para controlar a temperatura corporal. Exceções são registradas entre alguns 
répteis, peixes, insetos e plantas que apresentam capacidade de produzir algum calor 
metabólico. 
 A temperatura corporal dos animais em atividade pode variar de -2ºC a +50ºC, 
contudo, alguns podem sobreviver a temperaturas mais baixas ou mais altas, em 
estado de inatividade (dormência). 
 A velocidade das reações químicas (celulares ou não), depende da temperatura, 
logo as reações mediadas por enzimas são também dependentes da temperatura. 
Entretanto, no caso das reações enzimáticas, deve ser considerado um outro fator 
relacionado à temperatura, a inativação térmica. As enzimas são muito susceptíveis à 
inativação térmica, quanto mais alta a temperatura, mais rapidamente uma enzima é 
deteriorada e perde suas propriedades catalíticas. A temperatura ótima de uma reação 
intermediada por enzimas é aquela na qual um máximo de alteração química é 
catalisado. Um aumento na temperatura embora aumente a velocidade de reação, 
também encurta a vida da enzima, de modo que a temperatura ótima deve ser 
expressa em relação ao tempo disponível para a reação. 
 Em geral, as enzimas envolvidas nos processos metabólicos dos mamíferos e 
das aves apresentam temperaturas ótimas na faixa dos 30º a 40ºC, na qual são 
relativamente estáveis, no entanto muitas enzimas de répteis, anfíbios e invertebrados 
apresentam temperaturas ótimas mais baixas, apropriadas às condições térmicas 
destes animais. 
 É provável que a adaptação das propriedades enzimáticas, para torná-las 
compatíveis com o ambiente térmico interno de um animal, seja resultante de 
processos evolutivos de longa duração (evolução). No entanto, algumas alterações 
metabólicas notáveis podem ocorrer em períodos curtos, durante o processo de 
adaptação chamado de aclimação ou aclimatação (experimentos com gaivotas 
mostraram que as aves que saem de um meio quente e são colocadas subitamente ao 
ar livre em temperaturas muito baixas, sofrem congelamento das extremidades, ao 
passo que as aves condicionadas ao frio nada sofrem). 
 Vertebrados conseguem viver em diferentes ambientes. Anfíbios podem viver 
em desertos (os sapos Scaphiopus couchi do deserto do Colorado, aonde a 
temperatura chega a 50ºC e a pluviosidade média anual é de 5 a 7 centímetros, 
permanecem enterrados durante as secas na areia úmida das poças potenciais, a 
desidratação é reduzida por elevadas concentrações osmóticas sanguíneas). 
 Alguns lagartos vivem em montanhas com altitudes superiores a 4000 metros e 
se movem, no início da manhã, em temperaturas ambientais abaixo do ponto de 
congelamento, eles elevam a temperatura corporal rapidamente orientando-se 
adequadamente em relação ao sol, deste modo absorvendo a radiação direta e 
também a refletida pelo substrato. 
 
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 Aves e mamíferos podem viver próximo aos pólos onde são registradas as 
temperaturas mais baixas da Terra. 
 Interessante é o fato de que são pequenas adaptações que permitem aos 
animais conviver com temperaturas ambientais que podem variar de -70ºC a +70ºC. A 
adaptabilidade dos vertebrados é suportada pela combinação de um grande número de 
modificaçõesde ordem ecológica, comportamental, morfológica e fisiológica. 
 
2) CONCEITOS 
 Os termos: “sangue quente” e “sangue frio”, “homeotérmico” ou “homeotermia” 
(homotermo: do grego, homos = igual) e “poiquilotérmico” ou “poiquilotermia” 
(poiquilotermo, do grego: poikilos = variado), são termos que foram utilizados na 
primeira metade do século XX, porém, os novos conhecimentos obtidos sobre 
termorregulação levaram ao uso novos vocábulos, surgindo os conceitos: endotermia 
e ectotermia. 
 Os animais são considerados endotérmicos quando há uma produção 
metabólica de calor relativamente alta, juntamente com uma baixa condutividade 
térmica, indicando que sua temperatura corporal depende amplamente de sua própria 
atividade oxidativa. 
 Os ectotérmicos apresentam baixa produção de calor e condutividade térmica 
relativamente alta. Assim, o calor metabólico é de menor importância do que o calor 
ambiental na determinação da temperatura interna. 
 Mecanismos de termorregulação ecto e endotérmica não são mutuamente 
excludentes, muitos animais usam-nos combinadamente. 
 
3) OS ANIMAIS E SEUS AMBIENTES TÉRMICOS 
 
ECTOTÉRMICOS 
 Os animais ectotérmicos são subordinados a seus ambientes, já que sua 
atividade e mesmo sua sobrevivência estão permanentemente sujeitas à temperatura 
ambiental prevalente. Existem, no entanto, várias maneiras pelas quais eles podem 
valer-se das propriedades térmicas de seus ambientes para promover modificações 
favoráveis em sua temperatura corporal. São principalmente atitudes comportamentais, 
ações fisiológicas e seleção de micro-ambientes. 
 
ECTOTÉRMICOS AQUÁTICOS 
 De várias maneiras o ambiente aquático simplifica o modo de vida ectotérmico (a 
água tem alta condutividade térmica). As grandes massas de água proporcionam um 
ambiente térmico particularmente estável. As variações térmicas entre o dia e a noite 
são reduzidas e as alterações sazonais da temperatura desenvolvem-se lentamente. 
 
ECTOTÉRMICOS TERRESTRES 
 O ambiente terrestre representa um difícil desafio para os ectotérmicos. O ar tem 
um calor específico baixo, e deixa passar sem dificuldade a energia radiante. Esta pode 
ser rapidamente absorvida do sol pelo animal e, por outro lado, perdida para o espaço 
com igual rapidez, desta forma aumentando muito o risco térmico. 
 
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 Embora a temperatura corporal dos ectotérmicos terrestres geralmente esteja 
relacionada intimamente com a do ambiente, esses animais, ao contrário das formas 
aquáticas, podem mais facilmente manter uma temperatura corporal ligeiramente 
diferente da ambiental. Dois fatores contribuem para isso: primeiro, a condutividade do 
ar (o ar tem baixa condutividade térmica) e, em segundo lugar, o efeito do resfriamento 
pela perda da água por evaporação. 
 
 ANFÍBIOS: Os anfíbios talvez sejam o caso extremo da importância da 
evaporação para a temperatura corporal. Na terra, ao ar livre não saturado, um anfíbio 
perde água de sua pele úmida por evaporação e a temperatura corporal cai abaixo da 
ambiental. O valor potencial da evaporação numa emergência durante stress por calor 
é ilustrado claramente em um experimento no qual uma rã manteve a temperatura de 
35º C por mais de 3 horas, em ar seco, a 50ºC. Os anfíbios não têm a capacidade de 
regular a evaporação através da pele por meios fisiológicos, o controle é realizado por 
mecanismos comportamentais, selecionando micro-climas favoráveis, com taxas de 
evaporação aceitáveis. A evaporação controlada nos anfíbios não é absolutamente 
comparável ao controle precisamente regulado dos mamíferos. 
 
 RÉPTEIS: Com exceção dos crocodilianos e alguns quelônios, os répteis 
desenvolveram uma vida completamente terrestre. Representam um estágio de 
transição em relação à evolução da termorregulação. São os primeiros grupos a 
apresentar os mecanismos fisiológicos encontrados nas aves e mamíferos. Os lagartos 
têm sido o grupo de répteis mais estudados neste aspecto. Em ambiente natural, em 
atividade, são capazes de manter suas temperaturas dentro de uma faixa notadamente 
estreita, modificando seu comportamento de forma a aproveitar as propriedades 
térmicas do ambiente. Espécies diferentes que vivem em um mesmo ambiente podem 
apresentar temperaturas ideais que diferem em vários graus. Para tal exercem um 
controle considerável sobre sua temperatura corporal. Esse resultado é obtido através 
de modificações comportamentais e alterações nos processos fisiológicos. 
 
 Termorregulação comportamental: Está relacionada principalmente com a 
otimização da captação da energia radiante do sol (são denominados “heliotérmicos”). 
Este mecanismo pode implicar em estratégias muitas vezes requintadas, na maioria 
dos casos relacionadas com a superfície e o horário de exposição solar. Muitos 
lagartos podem variar a área corporal exposta ao sol ou a superfícies aquecidas pelo 
sol (aquecimento solar indireto - pedras aquecidas - imersão na água), abrindo suas 
costelas e alterando a forma do corpo, como também assumindo diferentes atitudes 
posturais. Algumas espécies podem também mudar as cores do corpo. 
 
 Estratégias fisiológicas: mecanismos de alteração do fluxo sangüíneo da 
superfície e do pulso cardíaco, permitem o aumento da absorção térmica da radiação 
solar e a redução da perda por condução, convecção ou radiação. 
 
 Faixa de temperatura de atividade ou temperatura ótima (FTA) é a 
temperatura em que organismos ectotérmicos realizam seu repertório completo de 
atividades. 
 
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 As atividades termorreguladoras de um ectotérmico são orientadas para mantê-
los na FTA e dependem de variáveis internas e externas. Por exemplo, as serpentes 
em processo de digestão aumentam a temperatura corporal de forma a otimizar a 
atividade enzimática (temperaturas insuficientes, nos recintos de serpentes cativas 
levam-nas ao vômito: foi observado que a defecação em Boídeos é estimulada pela 
exposição solar, isto se deve provavelmente ao aumento da temperatura corporal que 
facilitaria a ação das enzimas digestivas permitindo que a digestão aconteça a 
contento, ao invés da putrefação que ocorre na insuficiência de temperatura corporal 
após a ingestão de alimento, levanto ao vômito). 
 
 Febre comportamental: ectotérmicos com infecções induzidas 
experimentalmente, apresentam febre comportamental, mantendo a temperatura 
corporal acima da normal, por meios comportamentais. A febre comportamental é um 
mecanismo utilizado por artrópodes, peixes, sapos, salamandras, tartarugas e lagartos. 
A liberação de prostaglandina E1 que atua sobre os centros de termorregulação do 
hipotálamo anterior parece ser a causa imediata tanto das febres comportamentais dos 
ectotérmicos como das febres fisiológicas dos endotérmicos. A sobrevivência é 
aumentada pela febre, aparentemente porque o crescimento bacteriano é limitado por 
uma redução de ferro a temperaturas altas. 
 Diferentes ectotérmicos têm diferentes sistemas de termorregulação, e nem 
todos têm um sistema tão estritamente preciso. O princípio fisiológico da ectotermia é 
baseado na capacidade do organismo captar calor do meio mais rapidamente do que 
perder. Aquecer rapidamente e esfriar lentamente, prolongando então o tempo que 
pode ser despendido em outras atividades, é a estratégia básica, a base deste 
comportamento reside em alterações da circulação periférica. 
 
 Dormência: muitos répteis, anfíbios e peixes passam os períodos em que as 
condições ambientais são desfavoráveis em estado de dormência, com a taxa 
metabólica reduzida e com a temperatura corporal próxima à ambiental. A dormência 
difere da hibernação, pois na dormência, o despertar depende de aquecimento passivo, 
nãoexistem “mecanismos de segurança”, como os observados nos mamíferos 
hibernantes, que aumentam seu metabolismo ou “acordam” quando a temperatura 
corporal se aproxima-se do ponto de congelamento. Nessas condições os ectotérmicos 
congelam e morrem enquanto que os endotérmicos despertam e regem. 
 
ENDOTÉRMICOS TERRESTRES 
 O intercâmbio energético animal/ambiente é complexo, compreende o uso da 
energia química contida nos alimentos e das trocas térmicas com o meio, determinadas 
por processos físicos de condução, convecção, radiação e evaporação. 
 
Superfície corporal 
 Em animais pequenos, a razão entre a área superficial e o peso é grande (taxa 
metabólica específica alta). Sabe-se que 5000 camundongos pesam tanto quanto um 
homem, mas apresentam uma área superficial dezessete vezes maior. A área 
superficial determina a perda de calor, de forma que os animais pequenos perdem mais 
calor por unidade de peso corporal do que os animais grandes e, conseqüentemente, 
 
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devem comer proporcionalmente mais para sustentar o aumento da produção de calor 
necessário para compensar a perda térmica. Deduz-se daí que, termodinamicamente, 
é vantajoso que o endotérmico seja grande, principalmente em ambientes frios e 
quando a comida é escassa. Há, em conseqüência, uma tendência para que os 
membros de uma determinada espécie sejam maiores nas regiões mais frias de sua 
área de ocorrência ou distribuição geográfica. Essa tendência é conhecida como Regra 
de Bermann. 
 
 
4) CONSIDERAÇÕES QUANTO A TERMORREGULAÇÃO EM DIFERENTES 
ANIMAIS 
 Endo e ectotérmicos apresentam stress diferenciado frente às variações 
ambientais Os endotérmicos podem regular suas temperaturas e as concentrações 
salinas de seus fluidos corpóreos com grande precisão face às extremas flutuações 
dos seus ambientes. Os ectotérmicos também são capazes de grande homeostase, 
mas, a característica geral destes é a baixa taxa de consumo energético. Em muitos 
casos os ectotérmicos guardam energia relaxando seus limites de homeostase, 
enquanto que os endotérmicos gastam energia para manter a homeostase. A atividade 
dos ectotérmicos é reduzida pôr longos períodos durante as estações desfavoráveis, 
porque eles não são capazes de manter a homeostase. As necessidades energéticas 
da endotermia são um fator substancial em muitos aspectos da ecologia e do 
comportamento de aves e mamíferos. A inabilidade em obter energia suficiente pode 
excluir os endotérmicos da atividade em certos hábitats durante algumas fases do ano: 
alguns endotérmicos migram ou hibernam sob condições nas quais não podem 
conseguir energia para manter a homeostase. 
 Aves e mamíferos desenvolveram independentemente padrões fisiológicos 
similares de regulação térmica, porém cada um deles apresenta consideráveis 
variações em suas temperaturas corporais nos diferentes grupos. Entre os mamíferos, 
os Monotremados (ornitorrinco e equidna) são o grupo que apresenta a menor 
temperatura corporal (28º a 32º C), seguidos pelos Xenartra (ou edentata: tamanduás, 
preguiças e tatus) (33º C), Marsupiais (gambás, cuícas e cangurus) e Insetívoros 
(toupeira) que apresentam temperaturas corporais entre 34º e 36º C. Membros de 
diversos grupos de mamíferos possuem temperaturas corporais entre 36º C 
(morcegos) e 38º C (primatas). Entre as aves, o grupo mais primitivo é o das ratitas 
(38º a 39º C). Existe uma variação considerável da temperatura corporal nos diferentes 
grupos de aves não passeriformes, que pode variar de menos de 40º C (pingüim) a 40º 
a 41º C (corujas), 41º a 42º C (psitacídeos), ou 42º C (pica-paus). Os passeriformes 
têm temperatura corporal ao redor de 42º C. A temperatura corporal dos endotérmicos 
é determinada essencialmente pela massa específica, pelo metabolismo e pela 
condutância térmica. As aves, especialmente as passeriformes, apresentam 
condutância térmica menor que a do que mamíferos. 
 Os répteis, de maneira geral, têm capacidade de aumentar a velocidade de 
reação em 3 X a cada aumento de 10ºC da temperatura corporal, o que pôr sua vez 
está estreitamente relacionado com a temperatura ambiental (a velocidade das reações 
químicas aumenta em 2 a 3 X a cada 10ºC). O aumento da temperatura corporal em 
1ºC, aumenta em 10 a 20 vezes a taxa metabólica basal. Observações com um 
 
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aligátor de 1,5 m mostraram que, em exposição ao sol, requer 7,5 minutos para 
aumentar sua temperatura em 2ºC. 
 Alguns poucos répteis como os Varanus sp., produzem calor metabólico 
afetando significativamente a temperatura corporal. No Varanus goldii da Austrália, o 
calor metabólico é o fator mais importante na produção da temperatura corporal, 
representando um elo de ligação entre os répteis típicos e os endotérmicos. 
 
5) AQUECIMENTO PARA RÉPTEIS EM CATIVEIRO: 
 O sistema de aquecimento utilizado em cada cativeiro para réptil deve estar 
adequado à espécie e ao terrário em questão. Será diferenciado em conformidade com 
estas duas variáveis; para terrários pequenos, o aquecimento do ambiente (sala), onde 
estejam instalados os terrários é o suficiente. É um bom sistema para coleções de 
pequenos espécimes em diferentes tamanhos de recipientes, facilitando o manejo, a 
alimentação de filhotes etc., porém para terrários grandes, o aquecimento interno é 
indispensável. 
 É importante que o sistema de aquecimento seja dimensionado, testado e 
aferido anteriormente à decoração completa e instalação do animal. Para isto deve-se 
colocar no interior do terrário um termômetro de máxima e mínima que deverá ser lido 
criteriosamente durante alguns dias identificando a oscilação térmica no micro-
ambiente criado para a manutenção do espécime. A fonte de calor deverá ser instalada 
em uma porção extrema do terrário com o intuito de propiciar a formação de um 
gradiente térmico que será freqüentado pelo réptil em conformidade com as suas 
diferentes necessidades fisiológicas. O sistema de aquecimento deve ser calibrado de 
forma a permitir uma oscilação térmica entre o dia e a noite. Nos grandes terrários 
mantidos em ambientes internos, a desativação do sistema de aquecimento interno 
durante a noite é suficiente para fornecer esta oscilação térmica necessária. Em 
grandes terrários externos há que se dispor de um sistema de aquecimento regulável 
para os períodos noturnos. Muitas espécies necessitam desta variabilidade térmica 
diária pois foi demonstrado que a manutenção da temperatura ótima continuadamente, 
leva à anorexia, perda de peso e danos na espermatogênese. 
 O uso de termostatos acoplados a um “timer” é indicado. A variabilidade sazonal 
de temperatura ambiental (micro-ambiente) pode ter maior ou menor influencia sobre 
os répteis, este é ainda um tema pouco explorado. O desenvolvimento de estudos e 
pesquisas correlacionando a biologia das espécies, seus ambientes e fisiologia, com a 
manutenção em cativeiro deverão ainda clarear muitas dúvidas e elucidar as 
necessidades dos répteis em cativeiro, particularmente a fauna sul-americana, tão 
pouco conhecida nos seus hábitos, biologia, comportamento e necessidades. 
 Lâmpadas incandescentes podem ser utilizadas como fontes de calor em 
terrários, diferentes watts e quantidades de lâmpadas se testadas adequadamente 
podem surtir bons resultados. Lâmpadas incandescentes instaladas no interior de 
vasos de cerâmica perfurados são um antigo e eficiente sistema, o uso de recipientes 
com água sobre estes dispositivos contrabalança a dissecação do ambiente. Lâmpadas 
azuis ou vermelhas podem ser utilizadas para o aquecimento noturno pois aquecem 
emitindo radiações pouco visíveis aos répteis. 
 Lâmpadas infravermelhas são muito utilizadas em grandes terrários; comrefletores produzem calor direcionado formando-se interessantes áreas de 
assoalhamento no interior dos recintos que podem ser freqüentadas conforme as 
 
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necessidades fisiológicas dos seus habitantes. As lâmpadas de luz branca também 
podem ser utilizadas com funções similares. Cuidados especiais com estas lâmpadas 
devem ser tomados pois respingos de água provocam estouros. Algumas serpentes e 
iguanas costumam aproximar-se, encostar-se ou até enrodilhar-se nestas lâmpadas e 
podem ter sérias queimaduras (a sensibilidade dos répteis ao contato com calor 
extremo parece ser pequena), A instalação destas lâmpadas fora dos terrários é a 
alternativa ideal, permite inclusive a regulagem do calor pela aproximação ou 
afastamento das mesmas. 
 Outras fontes de calor que podem facilmente ser utilizadas em terrários são os 
tradicionais aquecedores de aquários, disponíveis no comércio em diferentes watts e, 
quando de boa qualidade funcionam também fora d’água; devem ser colocados dentro 
de canos de proteção para evitar o contato direto do animal com o calor. Estes 
aquecedores dentro de recipientes com água no interior de aquários funcionam bem 
como fonte de calor úmido. O aquecimento de terrários para répteis de florestas 
tropicais pode ser apenas do ar, pois os seus ambientes naturais de origem não 
apresentam grandes variações térmicas por micro-ambientes ou variações dia/noite, 
porém para répteis de desertos e áreas abertas é importante a disponibilidade de 
substrato aquecido para contato direto permitindo maior eficiência nos mecanismos de 
termorregulação. 
 O processo de aclimatação é também importante na adaptação dos répteis ao 
cativeiro, às modificações fisiológicas promovidas pôr este processo podem permitir a 
sobrevivência de indivíduos em ambientes térmicos bastante diversos dos observados 
nos locais naturais da sua distribuição geográfica. Diferentes indivíduos da mesma 
espécie podem portanto viver ou sobreviver em diferentes ambientes térmicos, 
apresentarão no entanto variações no crescimento e no exercício do seu repertório 
completo de atividades biológicas muitas vezes não executando a totalidade delas 
(principalmente a reprodutiva). 
 Os répteis apresentam pouco isolamento externo: a gordura subcutânea é 
escassa e as escamas impedem muito pouco a transferência de calor,. A perda de 
calor, no entanto, pode ser diminuída tornando-se lenta a circulação do sangue dos 
tecidos profundos para os superficiais, Esse mecanismo é explorado com muita 
habilidade pelo iguana marinho (Anblyrhynchus sp.), que consegue manter a 
temperatura corporal em torno de 37º C quando se expõe ao sol das praias rochosas 
dos Galápagos ou mesmo quando realiza incursões periódicas às águas marítimas 
relativamente frias em busca de sua dieta de algas. A velocidade em que a temperatura 
corporal profunda do iguana se aproxima da temperatura do oceano (22 a 27º C) é 
bastante diminuída pôr uma queda na freqüência cardíaca, Esse atraso no resfriamento 
permite que o animal permaneça no mar pôr um período mais longo, antes que as 
reações se tornem perigosamente lentas, tornando-o presa fácil para os tubarões. 
Quando sai do oceano em direção à praia, um aumento na freqüência cardíaca facilita 
o processo de aquecimento. Quando o superaquecimento das rochas vulcânicas 
escuras coloca a iguana em risco de hipertermia, ele assume posturas de forma a 
reduzir sua área corporal de exposição ao sol e afasta o corpo da pedra quente 
apoiando-se sobre a ponta dos membros permitindo que o vento resfrie o seu corpo 
através da evaporação, também a sombra do seu próprio corpo sobre a rocha reduz a 
reflexão da radiação solar. 
 
 
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BIBLIOGRAFIA CONSULTADA 
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PRINCÍPIOS BÁSICOS DA EXTRAPOLAÇÃO ALOMÉTRICA PARA 
POSOLOGIA TERAPÊUTICA EM ANIMAIS SILVESTRES 
 
1. Introdução 
 A determinação das doses de fármacos na rotina da clínica médica de 
animais silvestres é um problema difícil de ser resolvido. A enorme diversidade de 
tamanhos corporais e de padrões fisiológicos com que se depara o clínico de 
silvestres, somada a falta de dados farmacodinâmicos e farmacocinéticos justifica 
esta dificuldade. 
 O clínico de animais de zoológico, na sua atividade diária atende animais 
tão diversos quanto os megamamíferos (elefantes, rinocerontes ou hipopótamos), 
roedores de porte médio (cutias, pacas ou nutrias); répteis (jacarés, iguanas, 
jibóias e jabutis); ou aves (mutuns, cisnes, araras, emas, avestruzes ou pequenos 
pássaros). As diferenças fisiológicas, conportamentais e de volume corporal entre 
os pacientes são enormes e não podem ser menosprezadas. 
 O cálculo das doses medicamentosas, extrapolado a partir do peso, 
utilizando a proporcionalidade direta tem provocado acidentes graves ou até fatais. 
É impróprio o uso dos mesmos padrões posológicos (de um determinado fármaco) 
para um pequeno mamífero e um grande réptil, por exemplo. As características 
intrínsecas de grupos e indivíduos devem ser levadas em consideração no cálculo 
das doses para ser praticada uma posologia correta, adequada e eficiente. 
 Se os pacientes são diferentes, e devemos adequar as doses 
medicamentosas ás características fisiológicas e volumétricas, a proposta de 
“extrapolação alométrica” parece ser a mais eficaz e que contempla as variáveis 
na medida das informações disponíveis à luz dos conhecimentos atuais. 
 O termo alometria é originário dos estudos de crescimento (biometria) e 
opõe-se a isometria. A isometria, isomorfia, isovolumetria ou isocoria é a 
transformação bionívoca que preserva distâncias, a alometria ou alomorfia é a 
passagem de uma forma para outra (metamorfose). 
As relações de crescimento são geralmente descritas como uma função 
exponencial da massa corpórea, uma vez que a relação entre um caracter e seu 
tamanho geralmente não é linear. Em estudos de biometria diz-se que o 
crescimento será isométrico quando apresentar em seu expoente valores da 
constante de crescimento próximos a 3 (cúbicos), com taxas iguais de incremento 
em diferentes partes do corpo. No incremento alométrico esta relação não é 
obedecida, apresentandooutros valores, quando inferior a 3 denomina-se 
alometria negativa e quando superior a 3, denomina-se alometria positiva. 
 O risco do uso empírico de medicamentos a partir de experimentos 
anteriores com outras espécies (utilizando-se a proporcionalidade direta – mg/kg), 
cresce enormemente na medida da disparidade de peso/tamanho entre os animais 
utilizados como modelo e o caso clínico em questão. 
 
 Um pequeno animal, se comparado com um grande apresenta um tempo 
total de circulação menor, uma maior densidade de capilares por área de tecido, 
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uma maior superfície de trocas gasosas, uma taxa de filtração glomerular mais 
alta, mais elementos hepáticos e um maior número de mitocôndrias e citocromos 
em uma área corporal. (Sabe-se que 5000 camundongos pesam tanto quanto um 
homem, mas apresentam uma área superficial dezessete vezes maior. A área 
superficial determina a perda de calor, de forma que os animais pequenos perdem 
mais calor por unidade de peso corporal do que os animais grandes e, 
consequentemente, devem comer proporcionalmente mais para sustentar o 
aumento da produção de calor necessário para compensar a perda térmica). 
Conforme citou Schmidt-Nielsen, “pequenos animais tem mais ferramentas 
metabólicas do que grandes animais”. 
 Convencionalmente, as doses de drogas são calculadas e expressas como 
quantidade por unidade de peso corporal (mg/kg). O método de extrapolação 
alométrica, entretanto, calcula e expressa doses utilizando a quantidade do 
fármaco (mg) por energia (kcal) consumida por um determinado animal em 
situação de metabolismo basal (mg/kcal). Uma vez que a absorção, a distribuição 
e a eliminação de todas as drogas ocorrem em função da taxa metabólica basal 
(SIDWICK & PORCAS, 1988), uma dose em mg/kg só poderá ser usada para 
animais de que absorvam, metabolizem e distribuam a droga da mesma maneira. 
A taxa metabólica basal (TMB) pode, portanto, ser utilizada para calcular a dose 
de determinada droga para um determinado animal, com base na dose 
estabelecida para outro, considerando e ajustando as diferenças metabólicas 
entre os dois animais. 
 Os princípios de extrapolação alométrica pressupõem que a variação dos 
parâmetros fisiológicos observada entre diferentes animais apresente a mesma 
proporcionalidade da variação dos parâmetros farmacocinéticos. Partindo desta 
premissa e utilizando dados disponíveis de uma determinada espécie em que 
tenham sido efetuados estudos farmacocinéticos e farmacodinâmicos ou em que 
existam doses medicamentosas estabelecidas empiricamente e compatibilizando-
se as diferenças através de formulas matemáticas, pode-se determinar doses para 
“animais alvo” a partir de doses utilizadas em “animais modelos”. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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A extrapolação alométrica de doses farmacológicas utiliza como base de 
cálculo a tabela de valores de constantes estabelecidas por HAINSWORTH 
(1981). 
Grupo animal Constante 
(K) 
Temperatura 
corporal 
média 
Aves Passeriformes 129 42ºC 
 Não passeriformes 78 40ºC 
Mamíferos Placentados 70 37ºC 
 Marsupiais* 49 35ºC 
Répteis 10 37ºC 
* Também para Xenarthra (edentata=tatus, tamanduás, preguiças) e Monotrêmata 
(ornitorrinco/equidna). 
 Com base em inúmeras investigações, em diferentes espécies animais, 
comparando a massa corporal com a taxa metabólica (curva “do rato ao elefante”) 
, observou-se que o valor 0,75 se repetia como inclinação da equação da reta em 
diferentes taxons. 
 
TMB = taxa metabólica basal 
K = constante teórica de proporcionalidade (eqüivale a quilocalorias utilizadas em 
um período de 24 horas por um espécime hipotético de 1 quilo em condições de 
metabolismo basal). 
M = massa corporal (quilos) 
 
Método de cálculo para a extrapolação alométrica interespecífica de doses 
de drogas: 
1. Calcula-se a TMB para o animal modelo e para o animal alvo (TMAmodelo e 
TMBalvo). 
2. Divide-se a dose total indicada para o modelo por sua TMB. 
3. Multiplica-se o resultado pela TMB do animal alvo. 
O resultado assim obtido é a dose total para o animal alvo. 
 
TME = K.M0,75 ÷ M 
TME = K.M-0,25
 
Método de cálculo da freqüência de aplicações: 
1. Calcula-se a TME para o animal modelo e para o animal alvo (TMEmodelo e 
TMEalvo) 
2. Multiplica-se a TME do animal modelo pelo intervalo de administração da droga 
no animal modelo (em horas) 
3. Divide-se o resultado pela TME do animal alvo 
O resultado obtido será o intervalo de administração (horas) para o animal alvo 
 
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MEDICINA DE RÉPTEIS 
 
Introdução 
Os répteis constituem um grupo animal com o qual a maioria das pessoas não 
esta habituada, isto dificulta sobremaneira a empatia. Nós, como mamíferos, 
conseguimos compreender com mais facilidade os “códigos” dos mamíferos mesmo 
quando estes são bastante diferentes dos nossos. Quanto às aves, apesar das 
barreiras, estas fazem parte do nosso cotidiano e nos acostumamos a observa-las, 
conhece-las e em parte compreende-las. Os répteis porém constituem um universo 
diferente com o qual não temos “afinidades” e não estamos envolvidos e habituados a 
entender e compreender. Os répteis, como muitos animais silvestres, não demonstram 
na fisionomia facial, de forma evidente, seu “estado de espírito”. Este pode ser 
percebido através da mímica ou ritualística corporal ou comportamental, menos 
evidente e mais sutil, que reflete o estado fisiológico e o conforto biológico. Para 
conseguirmos compreender estes aspectos, necessitamos conhecer a biologia os 
hábitos e o comportamento do grupo como um todo e das diferentes espécies em 
particular. Considerando que o diagnóstico e o tratamento de répteis enfermos é com 
freqüência difícil, devido à sua capacidade de mascarar os sinais manifestos da 
doença, o objetivo primário da medicina aplicada aos répteis consiste em evitar os 
problemas médicos. A detecção precoce da enfermidade requer um conhecimento 
mais aprofundado das atividades do réptil (individualmente) e o desenvolvimento e 
refinamento das técnicas diagnósticas. 
 Répteis e aves originaram-se do mesmo ramo os Sauropsida. Portanto aves e 
répteis apresentam uma série de características comuns. Os répteis, como os 
costumamos agrupar, não são um grupo único (monofilético). Os crocodilianos e as 
aves, segundo a luz dos novos conhecimentos científicos (filogenética) são grupos 
irmãos. 
 
• Características gerais 
Répteis (6.061 spp.) 
 São ectotérmicos, apresentam respiração pulmonar, corpo coberto por escamas, 
não apresentam pêlos ou penas nem glândulas mamarias e possuem poucas 
glândulas. Reproduzem-se através de ovos ou nascimento de filhotes, não têm 
brânquias nem formas larvais como os anfíbios. Ausência de diafragma, respiração 
promovida pela musculatura intercostal (em quelônios pelos movimentos dos membros 
e gular). O crescimento é rápido nos primeiros anos de vida e lento nos últimos, porém 
são capazes de crescer durante toda a vida. 
 
Ordem Testudinata/Chelonia (200 spp.): tartarugas, cágados e jabutis. 
 
Ordem Crocodilia (20 spp.): jacarés, crocodilos e caimãs. 
 
Ordem Squamata (5841 spp.) 
 Subordem Ophídia (2700 spp.): serpentes ou cobras. 
 Subordem Lacertilia (Sauria) (3000 spp.): lagartos e lagartixas. 
 Subordem Anphisbaenia (140 spp.): cobras-cegas. 
 Subordem Sphenodontia (1sp.): tuatara. 
 
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• Ectotermia em répteis 
 Os répteis com exceção dos crocodilianos e alguns quelônios, desenvolveram 
uma vida completamenteterrestre. Representam um estágio de transição com relação 
à evolução da termorregulação, no reino animal e neste sentido os lagartos têm sido o 
grupo de répteis mais estudados. Em ambiente natural, quando ativos, são capazes de 
manter suas temperaturas dentro de uma faixa notadamente estreita, modificando seu 
comportamento de forma a aproveitar as propriedades térmicas do ambiente. Espécies 
diferentes que vivem em um mesmo ambiente podem manter temperaturas ideais que 
diferem em vários graus. Para tal exercem um controle considerável sobre sua 
temperatura corporal. Esse resultado é atingido através de modificações 
comportamentais e por alterações nos processos fisiológicos. 
 
Termorregulação comportamental: está relacionada principalmente com a otimização 
da captação da energia radiante do sol (são denominados “heliotérmicos”). Pode 
implicar em estratégias requintadas, na maioria dos casos relacionadas com a 
superfície corporal exposta e o horário de exposição solar. Muitos lagartos podem 
variar o tamanho da área corporal exposta ao sol ou a superfícies aquecidas pelo sol 
(aquecimento solar indireto - pedras aquecidas pelo sol - condução), abrindo suas 
costelas e alterando a forma do corpo, como também assumindo diferentes atitudes 
posturais. Algumas espécies podem também mudar as cores do corpo, otimizando a 
captação calórica. 
 
Respostas fisiológicas: mecanismos de alteração do fluxo sangüíneo da superfície 
permitem o aumento da absorção térmica da radiação solar e/ou a redução da perda 
por condução, convecção ou radiação. 
 
Particularidades do grupo 
Anatômica: os répteis (assim como as aves) apresentam um único côndilo occipital 
(os mamíferos tem 2), isto implica em uma fragilidade articular, especialmente na 
região cervical e requer cuidados especiais durante as práticas de contenção (boídeos 
volumosos). 
 
Fisiológica: a ausência da enzima proteolítica lisozima determina a formação de 
exsudato caseoso e abscessos consistentes que dificilmente fistulam. Esta condição é 
comum a aves e répteis em geral. Os abscessos desenvolvem-se lentamente 
(geralmente tem origem traumática). Os abscessos freqüentemente apresentam 
camadas concêntricas (semelhante à cebola) - deve-se tomar cuidado para diferencia-
los de tumores (biópsia aspirativa). A retirada de abscessos fechados é cirúrgica (deve 
ser retirada toda a cápsula). Abscessos abertos devem ser curetados e tratados como 
ferida aberta. 
 Os répteis são acometidos por agentes infecciosos Gram-negativos, não são 
afetados por Clostridium sp. 
 A radiação ultravioleta (UV) é indispensável para tartarugas, lagartos e jacarés e 
é benéfica para serpentes. A presença simultânea de UV, provitaminas-D e cálcio é 
necessária para a boa formação óssea e prevenção de doenças ósseo-metabólicas. 
 
 
 
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A MAIORIA DOS ÓBITOS DE RÉPTEIS EM CATIVEIRO (75%) OCORRE EM 
DECORRÊNCIA DE MANEJO INADEQUADO LEVANDO A DOENÇAS 
INFECCIOSAS. 
 
Fatores predisponentes a doenças infecciosas em répteis: 
(Deficiências de higiene e manejo) 
 
# Temperatura ambiente (25º a 30º). A temperatura não deve ser constante, 
deve haver variação espacial e temporal que permita opção. 
# Fotoperíodo varia com as espécies, leva a alterações metabólicas. 
# Stress - fatores comportamentais. Adequar o ambiente às necessidades da 
espécie (conforto biológico). Condições sub ótimas de manutenção em cativeiro 
acarretam em depressão do sistema imunológico. 
# Poluição do recinto. Água, substrato, calor e umidade favorecem a proliferação 
de microorganismos. 
# Trauma. (tentativas de fuga, contenção, lacerações, hematomas). 
 
PRINCIPAIS AFECÇÕES QUE ACOMETEM OS RÉPTEIS 
• Quelônios 
Doenças respiratórias (pneumonia - desequilíbrio natatório) 
Hipovitaminose A (abscesso aural) 
Doença ulcerativa do casco Benekea chitinovora 
Doença cutânea ulcerativa septicêmica Citrobacter freudii 
 
• Squamata 
Ofídios (ausência de pálpebras) 
Nutrição - ingestão de organismos inteiros - “alimento completo” 
Estomatite 
Doença vesicular cutânea 
Abscessos 
Disecdise - lentes oculares 
Ecto e endo parasitoses 
 
Lagartos 
Abscessos 
Doença ósseo-metabólica – ortopedia 
Disecdise – mutilação de adornos 
Parasitoses 
 
Crocodilianos (presença da prega naso-faríngea – respiração com a boca 
aberta) 
 Lacerações 
 
Disecdise (anomalia na muda): Decorre principalmente da temperatura e umidade 
relativa do ar inadequadas. A muda ou ecdise ocorre periodicamente, apresenta 
controle endócrino (tiroxina), a capa superficial córnea dos répteis se esfolia. Nas 
serpentes a troca da pele é total e cerca de uma semana antes da ecdise os olhos 
 
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ficam opacos. Neste período a serpente dificilmente alimenta-se. A muda inicia-se na 
ponta do focinho, na linha labial (uma lesão nesta área compromete a ecdise). A 
serpente esfrega-se contra objetos para se desprender da pele. Antes da muda 
mostram-se apáticas e permanecem freqüentemente dentro d’água (fornecer recipiente 
capaz de permitir a total imersão). A muda reflete o estado de saúde. Cuidados 
especiais devem ser dados aos olhos e cauda. Geralmente a ecdise é associada à 
defecação sendo seguida de ingestão de alimento. A ecdise em quelônios e jacarés é 
alternada, ocorrendo independentemente em escudos ou placas. A ecdise em lagartos 
pode ser total ou parcial, muitas vezes estes comem a pele velha. Devem ser tomados 
cuidados especiais com relação a adornos como espinhos, prega gular, dedos e ponta 
da cauda. A umidade relativa do ar sendo insuficiente pode dificultar a ecdise, 
ocorrendo retenção de porções de pele que levam a necroses localizadas decorrentes 
de estrangulamento. 
 
Tratamento (disecdise): 
1. Corrigir as condições ambientais 
2. Remoção manual da pele após manter o réptil em imersão em água morna (no 
interior de um saco de pano por 12 horas) - cuidados para prevenir o afogamento. 
3. Observar os escudos oculares, não se desprendendo com a pele devem ser 
retirados com auxílio de uma pinça - irrigar com óleo mineral aquecido (Nujol - Parafina 
líquida). 
 
Estomatite: trata-se de afecção comum em ofídios. Ocorre inicialmente a parada 
alimentar e um discreto aumento de salivação. Geralmente é antecedida de 
traumatismo, corroboram todos os fatores predisponentes a infecção (Aeromona e 
Pseudomona). Processo inflamatório, hemorragia - petéquias, exsudação, ulceração 
esfoliação dentária e necrose. Propagação de lesões pelo esôfago e intestinos levando 
a septicemia e morte. Lesões semelhantes a queimaduras, produção de crostas. Pode 
ocorrer contaminação entre indivíduos do mesmo recinto ou próximos. 
 
Traumatismos → hematomas → lesões ulcerativas → gengivas → alvéolos dentários 
→ ossos adjacentes → osteomielite e esfoliação dentária → gastro enterite → 
septicemia → óbito 
 
Tratamento (estomatite): 
1. Limpeza com H2O2 a 3% e iodo orgânico (PVPI). 
2. Debridação e remoção de crostas 
3. Antibioticoterapia tópica e sistêmica em casos graves 
Prognóstico reservado (principalmente em casos avançados) 
 
Hipovitaminose A: É freqüente em quelônios especialmente jovens (findo o estoque 
de vit. A do vitelo ou gema - depósito hepático - 6 meses). Caracteriza-se por olhos 
fechados, e aumentados de volume - edema ocular, blefarite, conjuntivite, atresia 
ocular, crescimento córneo do bico, metaplasia escamosa das glândulas produtoras de 
mucina. Freqüentemente associada à doença respiratória e abscessos aurais. 
 
 
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Tratamento: Vitamina A hidrossolúvel injetável, IM na dose de até 50000 UI porquilo (5 
a 50 UI/g), a cada 72 horas por 02 semanas. Tratamento da infecção ocular - limpeza 
(água boricada) antibiótico tópico (cloranfenicol). Suplementação profilática: Aderogil 
D3® - 2 gotas/kg/semanal - oral. 
 
Doença ulcerativa do casco: o agente causal é a bactéria Beneckea chitinovora 
(Gram-negativo), contaminação secundária por Mucor sp. Enfermidade contagiosa de 
quelônios aquáticos, afecção das placas córneas da carapaça e do plastrão. 
Sinais clínicos: perda de placas córneas e ulcerações. 
 
Tratamento: debridação, higienização, aplicação diária de iodo orgânico (PVPI). Manter 
em ambiente seco até a recuperação plena. 
 
Doença cutânea ulcerativa sistêmica: Citrobacter freundii (Gram-negativo), 
enfermidade característica de quelônios de água doce, altamente contagiosa, freqüente 
em águas contaminadas e sujas. 
Sinais clínicos: hemorragias, ulcerações, perda de unhas e dígitos, anorexia, letargia. 
 
Tratamento: Antibioticoterapia parenteral com Cloranfenicol (40 mg/kg a cada 24 
horas), tratamento tópico com iodo orgânico (PVPI), melhoria na qualidade da água. 
Mortalidade de 100% dos animais não tratados. 
 
Conjuntivite 
Serpentes: As infecções oculares em cobras não são raras, podem ser uni ou 
bilaterais. O espaço córneo-palpebral pode tornar-se nublado (não confundir com a 
situação fisiológica que antecede a ecdise) e acumular restos celulares e pus (resíduos 
de parasitos podem se acumular na comissura ocular promovendo infecções), 
provocando a distensão da membrana palpebral transparente (escudo ocular). A 
oclusão do ducto lacrimal com restos celulares, agrava o processo. Ferimentos na 
membrana palpebral, penetração bacteriana ascendente (via ducto lacrimal) com 
origem em infecção bucal (estomatite) e massas periorbitais comprimindo o ducto 
lacrimal, são causas de infecção e de aumento de fluido no espaço córneo-palpebral. 
 As afecções oculares das cobras são inicialmente tratadas pela drenagem do 
espaço córneo-palpebral. Isto é normalmente feito através da punção e abertura de 
uma pequena janela no “escudo” ou “lente” ocular, que permite o extravasamento do 
material acumulado e o acesso do medicamento. O ducto lacrimal pode ser canulado 
pelo véu palatino e desimpedido por lavagem com solução oftálmica de gentamicina. 
 
Doença cutânea vesicular 
Ocorre principalmente em boídeos. É provocada pela umidade ambiental 
excessiva e proliferação bacteriana. Formam-se vesículas contendo líquido que se 
rompem abrindo portas de entrada para contaminações secundárias. 
 
Tratamento: drenagem, desinfecção, correção ambiental. 
 
 
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Salmonelose 
 Comum em répteis, especialmente em quelônios. A presença de salmonelas 
sem manifestação clínica é freqüente (sub-clínica) tendo importância em saúde 
pública. 
Pode causar enterite, septicemia, e necrose focal em vísceras. 
Sinais clínicos: diarréia, anorexia, letargia e morte súbita. 
 
Tratamento: Antibióticoterapia - tetraciclinas, cloranfenicol e ampicilina 
 
Tuberculose 
 Mycobacterium sp. acomete todos os répteis. Sinais clínicos: granulomas 
cutâneos, tumores, dermatite, ulcerações, letargia e debilidade progressiva. 
Diagnóstico: cultura. 
 
Tratamento: não recomendado, eliminação de animais portadores. 
 
Parasitoses 
 Répteis de vida livre ou em cativeiro, podem ser hospedeiros de uma grande 
variedade de parasitos. Como em outros grupos animais os répteis parasitados podem 
não apresentar sinais clínicos evidentes em condições normais, porém submetidos a 
stress expressam alterações. Existem muitos trabalhos publicados sobre parasitos em 
répteis, a maior parte deles pertinentes a taxonomia e poucos sobre terapia. 
 
 
Ectoparasitos: “piolhos” (Ophionyssus sp.) e carrapatos (Amblyoma sp.). A maior parte 
dos répteis terrestres de vida livre são portadores de “piolho”s. Os ““piolho”s” são 
freqüentes também em répteis em cativeiro, especialmente em serpentes. Ocorre 
proliferação e disseminação rapidamente (ciclo de 30 dias) a partir de um indivíduo 
parasitado, contaminando todo o plantel. Os ovos do parasito são depositados no 
ambiente (terrário). Cuidados profiláticos de quarentena e vistorias devem fazer parte 
do protocolo sanitário. Os pequenos “piolhos” são encontrados nos espaços entre as 
escamas e se acumulam na comissura ao redor dos olhos, onde podem ser 
encontrados (uma lente de 10 aumentos favorece o exame). Um terrário contaminado 
com “piolhos” pode ser identificado a partir da presença destes na superfície da água 
no bebedouro. Os “piolhos” causam anemia, e debilitação, complicações nas mudas. 
 Carrapatos são encontrados geralmente em serpentes vindas da natureza. 
Geralmente o ciclo reprodutivo do parasito não se completa em cativeiro. Quarentena e 
medidas profiláticas evitam complicações. 
 
Tratamento e profilaxia: Ivermectin 400 µg/kg SC, banhos por imersão em Neguvon 
0.5% e pulverização de terrários. O uso de Frontline spray (Fipronil) nos animais e nos 
terrários é bastante eficiente. 
 
 
 
 
 
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Endoparasitos: 
Coccidiose. Contaminação fecal do ambiente. Anorexia, apatia, enterorragia. 
Tratamento: sulfas orais. Sulfametazina + sulfaquinoxalina, 40 mg/kg PO por 7 dias. 
 
Helmintose (ascaris, ancilostomos, oxiúrus, strongilos – pentastomídeos). Debilidade, 
inapetência, anorexia regurgitação, obstrução intestinal. 
 
Terapia 
Ivermectin 200 a 400 µg/kg SC 
Mebendazole 20 a 25 mg/kg PO 
Febendazole 50 a 100 mg/kg PO 
Levamizole 5 a 10 mg/kg SC 
 
Hemoparasitos (Hemogregarina), são intraeritrocitários, benignos, freqüentes. 
 
DOENÇAS DO APARELHO REPRODUTOR: 
• Retenção de ovos 
Freqüente em quelônios 
Sinais clínicos: edema e paralisia dos membros posteriores. 
Confirmação do diagnóstico: radiologia 
 
Tratamento: inicial - aquecimento, aplicação de gluconato de cálcio e ocitocina (1 
a 10 UI/kg). Não havendo solução para o caso a alternativa é cirúrgica (obs. 
deve-se aguardar alguns dias, mantendo acompanhamento radiográfico – e 
repetindo a terapia). 
 
• Prolapso de pênis 
Freqüente em jabutis (estação reprodutiva), especialmente quando mantidos em 
grupos. 
Causa: traumatismo em pisos ásperos. 
Edema, eritema, laceração, necrose. 
 
 
Tratamento: 
Conservador (quando não há lesão importante ou necrose): 
Higienização (PVPI) 
Lubrificação (Furacin) 
Redução do prolapso (gelo, xilocaina, atadura elástica aplicada a partir da 
extremidade – redução do edema) 
Sutura em bolsa de tabaco 
 
Radical (quando há necrose ou lesão extensa) 
Amputação cirúrgica – sutura da pele da parede interna com a pele da 
parede externa (sulco urinário). 
 
 
 
 
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Sedação e anestesia 
O cloridrato de cetamina – anestésico dissociativo -, é freqüentemente utilizado 
como agente anestésico injetável. O seu efeito depende da dose e varia de espécie 
para espécie e mesmo de indivíduo para indivíduo. A dose recomendada para a 
sedação de répteis é de 22 a 44 mg/kg I.M. e para anestesia cirúrgica de 55 a 88 
mg/kg. Doses superiores a 110 mg/kg freqüentemente causam paradas respiratórias 
e/ou bradicardia. Tomando-se o cuidado de aquecimento prévio, a indução ocorre em 
10 a 30 minutos. A recuperação requer 24 a 96 horas (manter o aquecimento). Devido 
à variação na escala metabólica, os pequenos répteis necessitam das doses mais 
elevadas enquanto que os de grande porte as doses menores. A cetamina pode ser 
utilizada com melhor sucesso como agente de sedação ou indução para o uso 
subseqüente de anestésicos voláteis 
 
Alimentos utilizados para répteis em cativeiroGrupo de répteis Alimentos Intervalo entre 
refeições 
Crocodilianos Peixe ou carne crua, 
camundongos, baratas, 
tenébrios, grilos, pequenos 
peixes vivos, moluscos 
(caramujos), crustáceos, 
minhocas 
2 a 5 dias 
Lagartos e lagartixas Tenébrios, grilos, moscas, 
baratas, minhocas, frutas e 
verduras, peixe cru, pedaços 
de carne crua, ovo cru 
misturado em ração felina ou 
canina 
1 a 3 dias 
Serpentes Roedores, aves, baratas, 
tenébrios, grilos, peixes 
7 a 15 ou mais dias 
Quelônios Carne e peixe crus, 
crustáceos, moluscos, 
minhocas, tenébrios, grilos, 
baratas, roedores, ovo cru, 
ração felina ou canina, frutas 
e verduras 
2 a 3 dias 
 
 
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MEDICINA DE AVES 
 
Introdução 
 
São reconhecidas mundialmente cerca de 9730 espécies de aves. Algumas das 
principais ordens são: 
 
Rheiformes (10 spp.): Ratitas - emas, avestruzes, casuares e emus. 
Tinamiformes (47 spp.): perdizes, codornas, macucos e inambus. 
Craciformes (69 spp.): mutuns, jacus, jacutingas e aracuãs. 
Galiformes (215 spp.): pavões, perus, faisões e cracídeos. 
Anseriformes (163 spp.): patos, marrecos, cisnes e gansos. 
Piciformes (354 spp.): tucanos, araçaris e pica-paus. 
Psitaciformes (360 spp.): araras, papagaios, periquitos, cacatuas, tirivas... 
Strigiformes (299 spp.): corujas, mochos, caburés. 
Columbiformes (315 spp.): pombos. 
Passeriformes (5749 spp.): tiranídeos, cotingídeos, fringilídeos, formicarídeos, 
corvídeos, furnarídeos... 
 
Principais afecções das aves silvestres. 
 
1. Doenças causadas por traumas (traumatologia) 
Pele (carúncula, cera, crista, barbela, escamas), penas, unhas, esporas, bico 
e ossos. 
2. Doenças infecciosas 
 Psitacose, bouba, tuberculose, salmonelose, newcastle, butolismo, DCR. 
3. Doenças nutricionais 
 DOM, carências vitamínicas (vit. A). 
4. Doenças dermatológicas 
 Picacismo, sarnas (knemidocóptica), fungos. 
5. Doenças parasitárias 
 Aspergilose, candidíase 
 Endoparasitos: coccidiose, nematoides, capillaria. 
 Ectoparasitos: ornitonissus, dermanissus, miíases. 
6. Doenças do aparelho reprodutor 
 Retenção de ovos, prolapsos. 
 
1. TRAUMATOLOGIA 
 
1.1. Olhos 
Especialmente em rapinantes as afecções oftálmicas são freqüentes. A 
preservação funcional de ambos os olhos é indispensável para a visão binocular 
(profundidade), necessária na atividade da captura de presas. Isto deve ser 
considerado com atenção no caso de reabilitação. 
Deve-se verificar se a ave está enxergando. Em aves a avaliação da capacidade 
de visão pode ser procedida através de “ameaça” e avaliação da reação pois exames 
 
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com oftalmoscópios não são plenamente eficientes. Observar também a simetria, a 
posição e a mobilidade dos olhos. 
No diagnóstico e avaliação de uma úlcera de córnea utiliza-se uma solução do 
corante orgânico fluorceína a 2%. Uma gota de solução estéril é aplicada na córnea e 
imediatamente se lava bem o olho com soro fisiológico. As áreas lesadas apresentarão 
a cor verde brilhante. 
 
Doenças da córnea: 
• Arranhões de córnea – recentes (traumatismos, viagens) 
• Ceratites – tardias (posteriores a lesões de córnea) 
• Ceratoconjuntivite – crônica (ceratites sem recuperação) 
 
A exenteração ocular em aves necessita de técnicas próprias devido ao globo 
ocular ser proporcionalmente grande e cônico e a presença do anel ósseo (ossos 
esclerais). Em corujas a incisão cirúrgica atinge o orifício auditivo que fica lateralmente 
ao olho. 
 
1.2. Fâneros (penas, unhas, bico, esporas) 
 Acidentes envolvendo o bico, as unhas, as penas ou os membros de aves 
cativas são freqüentes provocando perturbações de ordem estética e/ou funcional. 
Fraturas ósseas das mandíbulas ou maxilas são de difícil reconstituição resultando em 
desgaste inadequado do bico promovendo deformações que podem comprometer 
seriamente a atividade alimentar. 
 Acidentes durante a captura de aves agarradas na tela do recinto, especialmente 
psitacídeos e rapinantes que possuem muita força nos pés, são comuns e determinam 
freqüentemente a perda de unhas, dígitos e deformações (também agressões de aves 
vizinhas através de tela divisória provocam acidentes semelhantes). 
 As fraturas em aves são comuns devido às características próprias da estrutura 
esquelética delicada (corticóide fina) e musculatura forte. 
 Os ossos pneumáticos no papagaio (variam entre as aves em conformidade a 
espécie) são: costelas, vértebras, úmero, coracóide, clavícula, esterno, íleo, ísquio, 
púbis e crânio. 
 Aves com deficiência nutricional são particularmente propensas a problemas 
ósseos (corujas, falcões, gaviões e outros alimentados exclusivamente com carne – 
equilíbrio Ca/P). 
 No processo de crescimento das penas, enquanto elas emergem dos folículos 
plumários, estão envolvidas por uma camada de proteção, a bainha e são repletas de 
vasos sangüíneos. Nesta situação, traumatismos podem provocar lacerações de vasos 
sangüíneos e determinar graves hemorragias que podem levar à morte por 
exanguinação. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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1.3. Ossos 
 
 
MEMBRO TORÁCICO 
CORACÓIDE 
CLAVÍCULA 
ÚMERO 
ULNA 
RÁDIO 
CARPOS RADIAIS 
CARPOS ULNARES 
 
 CARPOMETACARPO Álula 
Menor 
Maior 
 
 DÍGITOS Maior (2 falanges) 
Menor (1 falange) 
MEMBRO PÉLVICO FÊMUR 
PATELA 
TIBIOTARSO+FÍBULA 
TARSOMETATARSO (metatarsais fusionados) 
DÍGITOS (1 a 4 falanges) 
 
 
Protocolo de atendimento imediato em aves com fraturas: 
• Avaliação preliminar: stress X fratura. 
• Prevenir novos acidentes. 
• Acomodar em recinto escuro, aquecido, pequeno, com poleiros baixos. 
 
Diagnóstico 
• Avaliar postura da ave (conhecer seus hábitos e comportamento) 
• Avaliar a movimentação (deslocamento e vôo) 
• Palpação ⇔ simetria comparação (2 asas) 
• Molhar penas com álcool Æ visualização de estruturas (gordura) 
 
Tratamento Ortopédico – Princípios Básicos 
• Avalie o estado clínico geral - hidratação quando necessário 
• Preserve articulações evitando invadi-las 
• Evite imobilizações prolongadas 
• Em fraturas expostas a atuação deve ser a mais rápida possível 
• Imobilize a articulação acima e abaixo do osso fraturado (externa) 
 
Estado de choque: 
 Deve ser revertido o choque antes do tratamento ortopédico. O choque deve ser 
tratado com hidratação, glicose, aquecimento e corticóides. Deve ser efetuada uma 
imobilização provisória, providenciado o estancamento de hemorragia (quando houver), 
através de pressão, cauterização química, térmica ou adrenalina tópica e efetuar o 
atendimento ortopédico após 24 a 48 horas. 
Dexametazona (Azium®) Æ 2 a 4 mg/kg. EV, IM 
Soro glicosado 5% Æ10 ml/500g. EV, SC, IO, PO 
 
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Ortopedia Æ não cirúrgica (talas, bandagens, tipóias) 
 Æ cirúrgica (pinos, cerclagem) 
 
Aves de pequeno porte Æ é difícil intervenção cirúrgica. 
 
FRATURAS MAIS FREQÜÊNTES EM AVES: 
 
1. Asas 
 
1.1. Ombro (coracóide, escápula e fúrcula) 
A ave não levanta a asa acima do plano horizontal. 
Diagnóstico radiológico. 
Imobilização. 
Coracóide Æ pino intramedular. 
 
1.2. Úmero 
Proximal (tendem a ser estabilizadas pela musculatura Æ imobilização). 
Medial (tendem a ser expostas pela contração muscular) Æ pino intramedular e 
imobilização com bandagem em 8. 
Distal (tendem a ser transversas) pino intramedular e cerclagem.Expostas Æ mau prognóstico infecção, lesão de tecidos e fragmentos 
expostos. 
1.3. Radio e ulna 
Pode envolver apenas um osso ou ambos. 
Fratura única Æ imobilização externa. 
Fratura dupla Æ pino intramedular. 
 
1.4. Carpometacarpo 
Pouco tecido mole. 
Imobilização. 
Ferida aberta Æ prognóstico reservado (necrose). 
 
2. Membros pélvicos 
2.1. Fêmur 
Pequenas aves Æ repouso 
Médio e grande porte Æ pino intramedular e imobilização externa (tala de 
quadril). 
 
2.2. Tibiotarso 
Freqüente 
Aves pequenas Æ método de Altman. 
Aves grandes Æ pino intramedular e imobilização externa. 
 
2.3. Tarsometatarso 
Método de Altman. 
Tipóia de Ehmer. 
Tala de quadril. 
 
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2.4. Dígitos 
Imobilização externa. 
 
Tempo de imobilização*: 
• Pequenas aves 6 a 8 dias 
• Aves maiores 1 a 2 semanas 
• Formação do calo ósseo - 9 dias 
• União óssea 22 dias 
• Remodelação - 42 dias 
 
*Avaliar periodicamente através de palpação e radiologia. 
 
Obs.: A ossificação tardia é decorrente de mau posicionamento dos segmentos ósseos, 
infecção ou deslocamentos. 
 
2. DOENÇAS INFECCIOSAS 
 
2.1 Psitacose ou Ornitose – Chlamydia sp. 
 Trata-se de importante zoonose, em aves afeta principalmente o aparelho 
digestório (fígado, baço – também aeroscaulite) e nos humanos o respiratório (≈gripe). 
Tratamento prolongado (tetraciclina 25 mg/kg a cada 12 horas por 45 dias). Embora 
recentemente tenha sido identificada como freqüente, faltam maiores estudos sobre a 
sua importância e casuística no Brasil. 
 
2.2 Bouba aviária, varíola aviária - Pox vírus (DNA vírus) 
 É doença de aves comerciais ou de produção, está distribuída por todo o mundo. 
Ultimamente tem se tornado importante em aves silvestres da América do Sul e 
Central, identificada especialmente em psitacídeos transportados para os EUA. 
Geralmente a bouba é uma doença cutânea e auto limitante. Trata-se do maior vírus 
animal, não afetando mamíferos. Afeta psitacídeos, canários, rapinantes e pombos. A 
multiplicação viral ocorre no citoplasma e produz os característicos corpúsculos de 
Bollinger. Existem diversas cepas virais divididas em subgrupos: peru, galinha, canário 
e pombo. A variação entre as diferentes cepas pode causar uma doença grave 
(espécie específica) ou benigna (espécie inespecífica). Uma ave contaminada 
desenvolve forte imunidade. 
Não existem aves verdadeiramente portadoras porém podem ocorrer infecções 
latentes. O vírus pode ser encontrado na saliva, secreções nasais, lágrima e 
eventualmente nas fezes. A transmissão ocorre por contato direto e através de insetos 
hematófagos (pernilongos). 
 Duas formas de bouba em psitacídeos são conhecidas: a forma seca ou cutânea 
e a forma úmida ou diftérica. A forma cutânea é caracterizada por lesões proliferativas 
discretas que afetam as partes nuas como a cera, pele facial, margens dos olhos e pés. 
As lesões começam com vesículas e após 4 a 10 dias pápulas e escaras. 
 A forma diftérica é caracterizada por lesões fibrinolíticas extensas na orofaringe, 
olhos, trato respiratório superior e esôfago. Um diagnóstico diferencial deve ser feito 
com relação a hipovitaminose A e trichomoniase. Pode ocorrer a perda ocular devido a 
 
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perfuração da córnea e panoftalmia. Lesões da cera podem perturbar o tecido 
germinativo do bico causando despigmentações ou deformações. 
 Aves de todas as idades são vulneráveis, porém as jovens são mais sensíveis e 
severamente afetadas. Canários-belga (Serinus canarius) também são afetados pelas 
duas formas da doença. 
 
 2.3 Doenças respiratórias – Aerosaculite 
 
 Sinais clínicos: 
• Ave arrepiada/apática/prostrada 
• Dispnéia 
• Ruído respiratório (“click”) 
• Cauda com movimentos pendulares 
• Espirro/exsudato 
• Sinusite 
• Alteração na voz 
• Blefarite/conjuntivite 
 
Germes mais freqüentes: Pseudomona sp., E. coli, Pasterurela sp. 
 
3. ALIMENTAÇÃO E NUTRIÇÃO 
(doenças nutricionais) 
 
Introdução: 
 As doenças ósseo metabólicas em animais silvestres são freqüentes e 
decorrentes principalmente dos seguintes fatores: 
 
• Deficiência prolongada de cálcio ou vitamina D3. 
• Desequilíbrio cálcio/fósforo. 
• Manejo inadequado, falta de radiação UV. 
 
O METABOLISMO DO CÁLCIO 
 O esqueleto funciona como um estoque de elementos minerais (principalmente 
de cálcio), para o organismo tanto de aves como de mamíferos e répteis. 
 O metabolismo do cálcio é regulado pelos níveis de cálcio, fósforo e vitamina D 
na dieta alimentar como também por diversos hormônios. O principal controle hormonal 
é efetuado pela calcitonina, fabricada na paratireóide, e pela ativação metabólica da 
vitamina D. Quando o nível de cálcio do sangue começa a cair, o hormônio da 
paratireóide é ativado. A calcitonina aumenta a retenção de cálcio através da filtração 
renal, reduzindo a excreção e promove a retirada de cálcio dos ossos, liberando-o para 
o sangue. A calcitonina também estimula a liberação de vitamina D na forma 
metabólica ativa. A ativação da vitamina D aumenta a retirada de cálcio dos ossos e a 
absorção nos intestinos. Havendo excesso de cálcio sanguíneo a calcitonina ativa a 
deposição de cálcio nos ossos. 
 
* Para primatas sul americanos, aves e répteis, apenas a Vit D3 tem eficiência 
farmacológica. 
 
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DESORDENS DO ESQUELETO 
 Aves jovens são mais susceptíveis a desordens do esqueleto pois seus ossos 
ainda estão em formação. Trauma, stress ou nutrição inadequada podem resultar em 
deformações ósseas nas aves em crescimento. Findo o crescimento, com o 
desenvolvimento total do esqueleto, não ocorrem mais deformações e sim fraturas, 
deslocamentos ou luxações. 
 
DEFORMIDADES DO DESENVOLVIMENTO 
 
Raquitismo: O raquitismo é uma doença nutricional do crescimento, é causado pela 
deficiência de cálcio, de vitamina D ou do balanço de cálcio e fósforo. 
 Para o adequado desenvolvimento ósseo, os níveis de cálcio e fósforo devem 
obedecer à proporção de 2:1. 
Cereais (sementes) são pobres em cálcio e ricos em fósforo. 
 
 
Cereal Cálcio Fósforo 
Milho 1 37 
Painço 1 6 
Alpiste 1 14 
Aveia 1 8 
Girassol 1 7 
 
 Para ajustar o equilíbrio entre cálcio e fósforo, devem ser fornecidos 
suplementos com altos teores de cálcio e pobres em fósforo. 
 
 Osteomalacia: É doença ósseo-metabólica que afeta animais adultos. A 
deficiência de cálcio, fósforo ou vit. D, ou o desequilíbrio cálcio/fósforo resulta em 
excessiva reabsorção óssea na tentativa de manter os níveis sangüíneos de cálcio. Os 
ossos tornam-se finos e frágeis. Podem surgir fraturas espontâneas (fraturas em vara 
verde ou dobradura). 
 
 Osteomielite: É a infecção dos ossos. Usualmente é decorrente de 
contaminação em fraturas expostas ou de infecções dos tecidos moles adjacentes. 
 
 Artrite: É a inflamação da articulação. Pode ser séptica ou asséptica. Causada 
por bactérias, vírus ou depósitos de uratos, nos casos de gota, ou ainda pela irritação 
crônica decorrente do uso de uma articulação anormal (chamada de artrite 
degenerativa). 
 Em psitacídeos idosos, a artrite degenerativa pode ocorrer em articulações que 
foram deformadas ou sofreram injúrias. Os ossos componentes da articulação, 
remodelam-se e formam superfícies anormais e projeções em resposta a inflamação. 
Isto é mais comum em espécies grandes e pesadas onde as articulações estão mais 
sujeitas a pressões. 
 
 
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 Fraturas e deslocamentos: São resultantes detrauma. Deslocamentos são 
pouco freqüentes, decorrentes de traumatismos severos são difíceis de corrigir. 
 
 
4. DOENÇAS DERMATOLÓGICAS 
 
Problemas com muda de penas ou ecdise Æ disecdise 
Uma das principais causas de disecdise é a presença de ectoparasitos. Entre os 
principais ectoparasitos destacam-se: 
 
• Piolho vermelho (Dermanyssus sp.) 
• Carrapato das penas (Syringophilus sp. e Dermogliphidae sp.) 
• Sarna das patas (Knemidokoptes sp.) 
 
Também as deformações por sujidade ou recintos pequenos e inadequados 
freqüentemente perturbam o bom empenamento das aves. 
 
Síndrome da automutilação, picacismo ou apetite depravado 
 Trata-se de uma das formas mais comuns de perda de penas. Pode ser 
decorrente de prurido por dermatose, parasitos, muda patológica ou stress. 
Principalmente as aves do grupo dos psitacídeos, quando submetidas a diferentes tipos 
stress tais como: espaço reduzido, falta de atividade, alimentação monótona, pressão 
social, respondem com automutilação. Em casos extremos, todas as penas do corpo 
com exceção das da cabeça são eliminadas. Alterar o ambiente, eliminar os agentes 
estressantes, proporcionar atividade e ocupação auxiliam na recuperação. Em casos 
extremos é recomendável a aplicação de “colar isabelino” e uso de tranqüilizantes 
(Aldol® - aloperidol) 
 
Quistos/cistos de plumas: a pena forma-se no folículo porém não ocorre a erupção. 
Pode haver infecção, com a presença de exsudato caseoso. Pode ser decorrente de 
lesões no folículo plumário, perda de penas fora do período natural de muda (a falta de 
uma remige dificulta o crescimento da nova pena) ou estar associado a problemas 
genéticos. A localização dos cistos é principalmente nos folículos das penas de vôo das 
asas (rêmiges), o tratamento é cirúrgico. 
 
5. DOENÇAS PARASITÁRIAS 
 
 Um protocolo profilático de doenças parasitárias é indispensável para manter a 
sanidade de populações de aves mantidas em cativeiro. 
 
5.1. Todo indivíduo anexado ao plantel deve passar pelo seguinte procedimento: 
1.1 Avaliação clínica preliminar. 
1.2 Avaliação coproparasitológica. 
1.3 Aplicação de vermífugos de ação interna e externa (*ver protocolo 
terapêutico). 
1.4 Período de quarentena de no mínimo 1 semana. 
 
 
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5.2. Todo o plantel deve ser sistematicamente manejado no seguinte sentido: 
A cada 60 dias, individualmente, devem ser submetidos a exame 
coproparasitológico. Os resultados obtidos devem ser anotados em uma tabela 
anexada à ficha clínica do indivíduo. Havendo resultados positivos, deve se proceder à 
terapia. 
A cada 6 meses, todo o plantel deve ser medicado com ecto e endo 
parasiticidas, mesmo que os exames coproparsitológicos sejam negativos. Alguns 
grupos de aves são especialmente sensíveis a parasitismo, especialmente capillaria 
(tucanos e alguns psitacídeos) 
 
5.3. Manejo ambiental: 
 Devem ser evitados os riscos de contágio veiculados por aves de vida livre 
(pardais, pombos, urubus, garças etc) que visitem os viveiros. Este é um procedimento 
importante e muito difícil de ser praticado em determinadas localidades, porém a sua 
observação resulta em vantagens e maior sucesso na manutenção e reprodução em 
cativeiro. 
 Aspectos quanto ao ciclo reprodutivo de parasitos devem ser observados. Com 
relação a capilariose principalmente, a possibilidade de auto contaminação e 
reinfestação estão sempre presentes pois os ovos deste parasito permanecem viáveis 
por diversos anos no solo. O tratamento ambiental recomendado em áreas 
contaminadas consiste na remoção e substituição de pelo menos 40 cm do solo dos 
recintos. Dada a dificuldade prática disto, os cuidados profiláticos são especialmente 
importantes. 
 
5.4. Protocolo terapêutico: 
 
Os seguintes princípios ativos, vem dando bons resultados terapêuticos: 
• Endoparasiticidas: 
- Ivermectin (Ivomec® – Merck Sharp Dhome, 10 mg/ml). Injetável na dose de 200 a 
400 µg/kg. 
- Doramectin (Dectomax® - Pfizer, 10 mg/ml). Injetável na dose de 200 a 400 µg/kg. 
- Levamisol (Ripercol-L® – Cyanamid, 75 mg/ml). Injetável na dose de 8 mg/kg. 
 
• Ectoparasiticidas: 
- Fipronil (Frontline® Spray – Rhodia-Mérieux, 2,5 mg/ml). Uso tópico e aplicação em 
ninhos e recintos. 
 
6. AFECÇÕES DO APARELHO REPRODUTOR EM AVES SILVESTRES; 
 
Introdução 
 As afecções do aparelho reprodutor em aves silvestres ocorrem em machos e 
fêmeas. As aves acometidas por estes problemas são especialmente aquelas que 
estão em período reprodutivo. 
 Em machos podem ocorrer problemas decorrentes de lesões traumáticas no 
pênis. o fato se deve geralmente a agressões promovidas por outros machos durante 
as atividades de corte e disputa de fêmeas. O pênis exposto é agredido com o bico 
pela ave oponente, as soluções de continuidade, as agressões continuadas e a 
 
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contaminação podem levar a complicações graves, edema pronunciado, necrose, 
miíases, lacerações e até amputação. Naturalmente este problema é pertinente às 
aves que apresentam pênis tal como as ratitas (emas, avestruzes, emus e casuares), 
os anatídeos (patos marrecos e gansos), os tinamídeos (macuco, inambu e perdiz) e os 
cracídeos (mutuns, jacus, jacutingas, urumutuns e outros). E principalmente nos que 
são eminentemente sociais e que apresentam um pênis volumoso que quando exposto 
torna-se um alvo fácil e visado pelo oponente como os anatídeos e as ratitas. 
 O tratamento usual, dependendo do grau de comprometimento, vai do 
isolamento da ave afetada, limpeza e aplicação de pomadas umectantes com 
antibióticos, redução do edema, reposição do prolapso, sutura da abertura cloacal em 
bolsa-de-tabaco, até amputação cirúrgica. 
 Em fêmeas os problemas mais freqüentes são de postura de ovos embora 
possam ocorrer complicações de ordem infecciosa, de má formação ou quistos de 
ovário e oviduto. 
 
 
Retenção de ovo e prolapso de oviduto e cloaca. 
 Para o diagnóstico desta afecção deve-se avaliar precisamente o histórico da 
ave, o proprietário ou o tratador prestam informações preciosas. O quadro dos sinais é 
comum a muitas outras afecções. A ave apresenta-se arrepiada, apática, anoréxica, 
com a porção posterior do abdome dilatada e tenesmo. O histórico biológico e 
comportamental da ave, associado a uma cuidadosa palpação pode confirmar o 
diagnóstico (tomar cuidado na palpação para diferenciar o ovo da moela – a maioria 
dos ovos retidos estão na parte distal do oviduto ou da cloaca). O exame radiológico é 
definitivo. 
 Estabelecido o diagnóstico, deve-se optar ou não pela anestesia. Na maioria dos 
casos a solução pode se obtida através de compressas quentes, lubrificação do canal 
de postura com vaselina/parafina líquida ou Furacin® líquido e manipulação cuidadosa. 
O diagnóstico precoce é de extrema importância na solução do problema. Pode ser 
utilizado o hormônio ocitocina por via venosa (3 a 5 UI/kg). Para passeriformes de 
pequeno porte apenas manter a ave em ambiente aquecido e úmido pode ser o 
suficiente (estufa pediátrica). 
 Quando o diagnóstico e o tratamento não são precoces, pode ser encontrado o 
oviduto (membrana) prolapsado e necrosado, necessitando remoção cirúrgica. 
Havendo prolapso sem necrose, procede-se a redução reintroduzindo-se tão 
profundamente quanto possível, pode ser necessária a aplicação de sutura da borda da 
cloaca, em bolsa-de-tabaco, que deverá ser retirada 24 a 48 horas após. A recidiva de 
retenção de ovo após 1 ou 2 dias geralmente é fatal. Não sendo possível a extração 
do ovo íntegro, este deve ser puncionado em um pólo através da cloaca, esgotado com 
auxílio de uma seringa e cânula e então comprimido, sem romper a membrana, e 
retirado com auxílio de fórceps,protegendo-se as paredes do oviduto e cloaca até 
retira-lo inteiramente. Qualquer fragmento de casca ou gema deve ser retirado. Deve 
então ser introduzida na cloaca uma pomada antibiótica (oftálmica de terramicina). 
Recomenda-se o uso de antibiótico sistêmico por uma semana (gentamicina). 
 A laparotomia (“cesárea”) pode ser indicada nos casos em que a retirada através 
das manobras descritas não tenha sido possível (ovo estacionado em partes altas) e 
nos casos de prolapso pronunciado de oviduto. Nos casos de ovos muito grandes a 
 
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laparotomia pode ser complicada, necessitando de uma incisão muito grande. O 
extravasamento da gema na cavidade abdominal constitui um perigo pela ameaça de 
peritonite com prognóstico reservado. 
 
ADAPTAÇÕES DO ESQUELETO DAS AVES 
 
 Quando comparadas aos mamíferos, as aves apresentam muitas 
particularidades decorrentes principalmente das adaptações que as capacitam ao vôo. 
Também entre as diferentes famílias da Classe Aves, grandes variações são 
observadas. Muitas destas adaptações afetam o esqueleto. 
 O esqueleto nas aves serve para as mesmas funções que nos demais 
vertebrados: 
1) Proteger e suportar os órgãos internos 
2) Fornecer áreas de fixação para os músculos permitindo a estrutura e o 
movimento 
3) Prover o organismo de reservas minerais 
 
CARACTERÍSTICAS ÓSSEAS DAS AVES 
# Estrutura leve e delgada 
# Redução numérica quanto comparadas com os mamíferos 
# Alta densidade e pequena espessura 
# Quilha ou carena desenvolvida (aves voadoras) 
# Cauda sem ossos 
# Diâmetro da luz medular grande 
# Ossos longos e elásticos 
# Presença de ossos pneumáticos 
# Formação do esqueleto extremamente rápida 
 
ADAPTAÇÕES PARA O VÔO 
 A maior parte das aves voa. Entre as exceções está a família Rheidae ou ratitas 
(do latim rate=jangada), onde o esterno é achatado por ter perdido a quilha ou carena 
que dá sustentação aos músculos do peito. Os pingüins não voam, entretanto 
possuem carenas desenvolvidas e grandes massas musculares no peito, pois eles 
utilizam os mesmos movimentos do voar para nadar, eles na verdade “voam dentro 
d’água”. 
 Para permitir o vôo as aves apresentam ossos leves, esqueleto compacto e 
muito rígido em certos locais para sustentar as grandes pressões que sofrem durante o 
deslocamento aéreo. Necessitam também de grandes e resistentes áreas para a 
fixação dos músculos envolvidos nos movimentos do vôo assim como fortes suportes 
para as grandes penas de vôo. É necessária a visão acurada além de rapidez de 
reflexos e respostas para prevenir colisões em grandes velocidades de vôo. As aves 
necessitam ainda da capacidade de andar no solo. Para tornarem-se leves, muitos dos 
ossos das aves são pneumáticos. Desta forma os espaços dos ossos das aves são 
completados com ar e não com retículos ou trabéculas como nos ossos dos 
mamíferos. Os ossos do crânio, vértebras, costelas, tórax e pélvis além dos ossos 
longos como os das asas, são pneumáticos nos psitacídeos assim como na maioria 
das demais famílias. De forma geral, aves pequenas apresentam menor grau de 
pneumatização óssea do que as grandes. Aves mergulhadoras tendem a apresentar 
pouca, ou nenhuma pneumatização, aumentando a densidade necessária para o 
mergulho. 
 
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 Ao longo da evolução as aves ganharam leveza, porém necessitaram de 
conservar a força e a resistência óssea. Muitos ossos que nos mamíferos são 
separados, nas aves são fusionados, entre estes a coluna vertebral, a cintura pélvica, 
a cauda, as asas e as pernas. Na cintura pélvica, o sacro, as vértebras lombares e as 
caudais são fusionados com os ossos da bacia formando uma estrutura rígida 
denominada sinsacro. Quase todos os ossos da cauda são fusionados formando o 
pigostílio (pigostilo) que suporta todas as penas da cauda. 
Nas asas, os ossos do punho foram reduzidos a apenas dois e os ossos da mão 
reduziram-se a apenas três, dois destes são fusionados entre si. Nas pernas, os sete 
ossos do tornozelo dos mamíferos são fusionados formando o final da tíbia e os ossos 
dos pés formando o chamado tibiotarso. Isto essencialmente cria um super osso que 
alonga as pernas das aves, dotando-as de velocidade, agilidade e protegendo a 
articulação do tornozelo de injúrias. 
 Provavelmente a mais evidente e notável das adaptações seja a quilha ou 
carena no esterno. A quilha é o centro rígido do osso onde se inserem os grandes 
músculos peitorais. 
Aves mergulhadoras e rapinantes apresentam pronunciadas cristas em seus 
ossos das pernas para prove-los de áreas de inserção para os grandes e fortes 
músculos necessários para as poderosas pedaladas ou imobilização de prezas. 
As costelas das aves apresentam projeções, chamadas de processos 
uncinados, que se sobrepõem à costela lateral caudalmente. Estes protegem e dotam 
de força especialmente as aves mergulhadoras, provendo-as da estruturação que 
permite suportar a pressão d’água durante os mergulhos (esta estrutura óssea é uma 
característica única das aves). 
 Os ossos do pescoço e da cabeça também apresentam características únicas, 
que não auxiliam no vôo, mas que compensam, as conseqüências das adaptações 
úteis para o vôo (estrutura óssea rígida). A cabeça é fixada ao pescoço através de uma 
vértebra com um único côndilo articular o que permite muito mais mobilidade às aves 
do que aos mamíferos que apresentam dois côndilos articulares (esta característica é 
comum aos répteis que são um grupo irmão). As aves assim como os répteis 
apresentam mais ossos em suas mandíbulas e maxilas do que os mamíferos, isto lhes 
permite uma grande flexibilidade e mobilidade. Apresentam também maior número de 
vértebras cervicais, as quais possuem projeções que permitem a fixação de músculos 
e ligamentos muito fortes. Estas adaptações permitem às aves o uso da cabeça e do 
bico na construção de ninhos, manipulação de alimentos, cuidados com filhotes e 
outros. 
 Para possibilitar a locomoção no solo, o comprimento corporal das aves foi 
reduzido; os grandes músculos de vôo, assim como os grandes ossos (o esterno e o 
sinsacro), estão localizados próximo do centro de gravidade. Este centro de gravidade 
está posicionado acima das pernas nas aves. O fêmur e o joelho sofreram rotação 
para situarem os pés abaixo do centro de gravidade das aves. 
 
CARACTERÍSTICAS DAS AVES QUE PERMITEM O VÔO 
# Estrutura das asas pescoço e penas 
# Músculos peitorais e das coxas próximos à coluna (equilíbrio) 
# Músculos especializados, com pequeno volume, grande força e resistência 
 
 
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MEDICINA DE MAMÍFEROS SILVESTRES 
 
1. Introdução 
 Existem 4635 espécies de mamíferos divididos em 20 ordens, as características 
mais marcantes dos mamíferos são além das glândulas mamárias, a endotermia e a 
sociabilidade. 
 
Classe Mammalia 4635 espécies 
Classificação Exemplos Nº de 
espécies 
Localidades 
Prototheria 
(Monotremata*) 
Eqüidna e 
ornitorrinco. 
03 Austrália 
Nova Guiné 
Metatheria*** 
(Marsupialia) 
Gambás, 
cuícas, 
cangurus, 
coalas... 
272 Austrália 
Novo Mundo 
Theria** 
Eutheria**** 
(Placentata) 
Ver tabela das 
ordens 
4360 Todo mundo 
menos Austrália 
*Monotremados: Animais cordados, mamíferos, prototérios, da ordem Monotremata. Dentes presentes 
apenas nos jovens, tendo os adultos um bico córneo; cloaca; testículos abdominais; pênis, que conduz 
apenas esperma. Fêmeas ovíparas, desprovidas de útero ou vagina, com as glândulas mamárias sem 
tetas. Vivem na região australiana. 
**Térios: Subclasse de mamíferos atuais ou extintos,vivíparos, placentários ou aplacentários. São os 
marsupiais e mamíferos eutérios. Distinguem-se dos prototérios pelos dentes e pelas estruturas laterais 
do crânio, formadas, cada uma, por um alisfenóide e um escamoso (5). 
***Metatérios: Animais mamíferos, térios, da seção Metatheria, formada por aqueles cujos filhos nascem 
em condição muito rudimentar, alojando-se numa bolsa marsupial para completar o desenvolvimento. 
Atualmente este grupo é dividido em diversas ordens, a saber: Didelphimorphia, Paucituberculata, 
Microbiotheria, Dasyuromorphia, Peramelemorphia, Notoryctemorphia e Diprotodontia. 
****Eutérios: Animais mamíferos térios da seção Eutheria, que têm todos os caracteres gerais de sua 
classe, especialmente a placenta, o que exclui os marsupiais e os monotremados. 
 
EUTHERIA 
Ordem Espécies Região 
XENARTHRA (tamanduás, preguiças, 
tatus) 
29 Neártica e Neotropical 
PHOLIDOTA (pangolins) 07 Etiópica e Oriental 
LAGOMORPHA (coelhos, lebres, tapetis, 
pikas) 
80 Todo o mundo menos 
Antártida e Austrália 
(introduzido) 
RODENTIA (ratos, camundongos, pacas, 
cutias, capivara, esquilos...) 
2021 Todo o mundo menos 
Austrália (introduzido) 
MACROCELIDAE (mussaranhos-
elefante) 
15 Etiópica 
INSECTIVORA (toupeiras, mussaranhos) 428 Todo o mundo menos 
Antártida 
SCANDENTIA (mussaranhos arborícolas) 19 Oriental 
 
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PRIMATES (lêmures, macacos, homem, 
antropóides) 
233 Mundial 
DERMOPTERA (lêmures voadores) 02 Oriental 
CHIROPTERA (morcegos) 925 Todo o mundo menos 
Antártida 
CARNIVORA (cães, gatos, ursos, iraras, 
focas...) 
271 Todo mundo 
TUBULIDENTATA (Aardvark) 01 Etiópica 
ARTIODACTYLA (Porcos, hipopótamo, 
camelídeos, cervídeos, girafas...) 
220 Todo o mundo menos 
Austrália e Nova Zelândia 
(introduzido) 
CETACEA (baleias, golfinhos) 78 Todo o mundo 
PERISSODACTYLA (cavalos, zebras, 
asnos, antas, rinocerontes) 
18 África, Ásia, Américas 
HYRACOIDEA (hyrax) 06 Etiópica 
PROBOSCIDEA (elefantes) 02 Etiópica e Oriental 
SIRENIA (peixe-boi, manati) 05 Tropical menos o leste do 
Pacífico 
 
Clínica médica: 
Devido a grande diversidade dos mamíferos e a falta de conhecimento científico 
(médico) de muitas espécies, a utilização de informações pertinentes à medicina de 
mamíferos domésticos é amplamente utilizada na clínica de mamíferos silvestres. 
Seguem abaixo alguns exemplos da utilização de conhecimentos de diferentes 
especialidades clínicas de animais domésticos para a medicina de animais silvestres. 
 
Clínica de pequenos animais 
• Canídeos e felídeos ⇒ grande semelhança com cães e gatos domésticos. 
• Mustelídeos - procionídeos - marsupiais - são úteis muitos conceitos da 
medicina de pequenos animais (atentar para diferenças fisiológicas 
comportamentais e epidemiológicas). 
 
Clínica de Grandes animais 
• Bovídeos (antílopes) e girafídeos ⇒ grande semelhança com bovídeos 
domésticos. 
• Suídeos e taiassuídeos ⇒ semelhança com suínos domésticos. 
• Cervídeos ⇒ são úteis muitos conceitos da medicina de animais de fazenda. 
• Perissodáctila (antas) ⇒ especialmente úteis os conhecimentos de medicina 
de eqüinos domésticos. 
 
Grupos com grandes particularidades 
• Primatas ⇒ são úteis muitos conceitos da medicina de pequenos animais e da 
medicina humana 
 
• Megamamíferos ⇒ muitas particularidades (grupo diversificado) - são úteis os 
conhecimentos de medicina de animais de fazenda 
 
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Hipopótamo: Ordem Artiodactyla - Subordem Suiforme - Família 
Hipopotamidae São utilizáveis os conhecimentos da medicina de porcos 
domésticos. 
Rinoceronte: Ordem Perissodactila - Família Rinocerontidae. São 
utilizáveis os conhecimentos da medicina de cavalos domésticos. 
 Elefante: Ordem Probocidea - Família Elefantidae. 
 
• Xenarthra (Edentata) - (tamanduás, preguiças e tatus) ⇒ são úteis os 
conhecimentos de medicina de pequenos animais. 
 
• Roedores ⇒ são úteis os conhecimentos da clínica de pequenos animais e 
animais de laboratório, porém apresentam muitas particularidades. 
 
• Lagomorfa ⇒ assemelham-se a roedores (duplo par de dentes incisivos 
superiores) . 
 
• Camelídeos ⇒ são úteis os conhecimentos da clínica de animais de fazenda, 
porém apresentam muitas particularidades. 
 
• Chiropteros ⇒ apresentam características muito particulares. 
 
• Mamíferos marinhos ⇒ características e particularidades muito específicas. 
Dúvidas do clínico de animais silvestres: 
1) Quais bichos estudar? (conhecer biologia, fisiologia, alimentação, distribuição 
geográfica, características, hábitos, comportamento e doenças): 
• Os animais do acervo do Zôo ou criadouro sob sua responsabilidade. 
• Os bichos mais rotineiros como “pets” ou mascotes. 
 
2) O que estudar? Traumatologia é um tema importante, pois é responsável pela 
maioria dos casos clínicos de animais silvestres em cativeiro. 
 
TERMINOLOGIA & TAXONOMIA: 
 
UNGULADOS (animais com cascos). 
Ordem ARTIODACTYLA 
• Subordem Suiforme 
1. Família Suidae - javali, 
babirussa, potomochero 
2. Família Tayassuidae - cateto, 
queixada e catagonus 
3. Família Hipopotamidae - 
hipopótamo e hipopótamo-
anão 
• Suborden Tylopoda 
1. Família Camelidae – camelo, 
dromedário, lhama, alpaca, 
guanaco e vicunha 
• Subordem Ruminantia 
1. Família Bovidae - antílopes, 
bisões, carneiros, cabras 
2. Família Cervidae - cervos, 
alces e veados 
3. Família Girafidae girafa e 
okapi 
Ordem PERISSODACTYLA 
1. Família Equidae - zebra, asno, 
jegue, cavalo 
2. Família Tapiridae - antas (malaia, 
sul amerericana) 
 
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3. Família Rinocerontidae - 
rinoceronte-branco, rinoceronte-
negro 
 
 
 
 
 
 
 
 
Ordem Carnívora 
1. Família Canidae - lobos, graxains, raposas... 
2. Família Felidae - gatos, tigres, onças, leopardo, leão... 
3. Família Mustelidae - lontra, ariranha, irara, furão, arminho, vison... 
4. Família Procionidae - quati, mão-pelada, jupará. 
5. Família Ursidae - urso-de-óculos, urso-pardo, urso-himalaio, urso-polar... 
6. Família Hienidae - hiena-pintada, hiena. 
 
 
Ordem Primates 
 Subordem Catarrinos - Velho mundo (Eurásia e África) septo nasal estreito e 
narinas voltadas para baixo e 32 dentes. 
 Subordem Platirrinos - Novo mundo (América do Sul e Central) septo nasal 
largo, 36 dentes e freqüentemente cauda preênsil. 
1. Família Cebidae (unhas achatadas como as humanas) 
2. Família Callitricidae (unhas em forma de garras) 
 
CORNOS, GARRAS E CASCOS 
 São fâneros ou tegumentos, constituem-se em estruturas visíveis e persistentes, 
formadas por uma proteína insolúvel denominada queratina ou ceratina 
(escleroproteína - encontrada na epiderme, cabelo, unha e esmalte dentário). São 
fâneros, as penas, escamas, unhas, garras, cornos, pêlos, esporas, etc. 
 Os cornos consistem em estruturas ósseas pares e simétricas formadas por 
projeções dos ossos frontais (geralmente com um centro oco constituído pelos seios 
frontais) e uma capa córnea. 
 
Algumas espécies apresentam particularidades: 
 
• Rinocerontes: cornos nasais (ímpares) formados por aglutinação de pelos 
(tecido epidérmico). 
• Girafas: os cornos são projeções ósseas revestidas por pele e pêlos. 
• Pronghorn, Antilocapra americana (USA): único mamífero atual com cornos 
bifurcados, também é o único em que ocorre substituição periódica da capa 
córnea. 
 
CHIFRES 
 
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Trata-se da única estrutura óssea de crescimento,reposição e reconstituição 
periódica. Durante o crescimento é revestido por pele com grande vascularização (velo 
ou veludo), que após o término do crescimento se desprende sendo então a estrutura 
do chifre destituída de vascularização ou inervação. Os chifres podem atingir 
proporções em peso de cerca de 5% do peso corporal. Os chifres são estruturas pares, 
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simétricas, unidas a projeções dos ossos frontais, através de uma estrutura chamada 
pedicelo. 
 São característicos dos machos, sendo apresentado também por fêmeas 
apenas nas renas ou caribus sendo, no entanto maior nos machos. 
 
 
Susceptibilidade das principais famílias dos carnívoros às doenças infecciosas mais 
freqüentes. 
 
Família/doença Panleucopenia 
felina 
Parvovirose 
canina 
Cinomose Hepatite 
Infecciosa 
canina 
Canídeos -- + + + 
Felídeos + -- -- -- 
Procionídeos + + 
(vírus específico) 
+ ± 
Mustelídeos + -- + ± 
Ursídeos ± + + + 
 
 
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CLÍNICA MÉDICA DE ROEDORES E LAGOMORFOS SILVESTRES 
 
Roedores 
 
Os roedores sul-americanos são um grupo muito numeroso e diversificado (no 
Brasil representam quase 50% do total de mamíferos). É característica do grupo a 
presença de dois pares de dentes incisivos, de crescimento permanente, um grande 
diástema e a cavidade oral dividida em dois compartimentos separados por uma prega. O 
anterior associado ao comportamento de roer, onde o material triturado pode ser 
descartado ou transferido para o posterior onde é macerado e deglutido. 
Apresentam uma variação de peso de poucas gramas como os camundongos do 
gênero Akodon até os 70 ou mais quilos da capivara (Hydrochaeris hidrochaeris), maior 
roedor vivo. Apresentam também uma enorme variação de hábitos, comportamento e 
hábitos alimentares. 
 Apesar da grande variedade de espécies, apenas algumas são freqüentes em 
acervos de coleções zoológicas em cativeiro, entre elas destacam-se: 
 
1. Capivara (Hidrochaeris hidrochaeris) 
2. Paca (Agouti paca) 
3. Cutia (Dasyprocta sp.) 
4. Cutiara (Myoprocta sp.) 
5. Ratão-do-banhado ou nútria (Myocastor coypus) 
6. Ouriço (Sphygghurus sp. e Coendu sp.) 
7. Preá (Cavia aperea) 
8. Serelepe (Sciurus ingrami) 
9. Lebre-da-patagônia (Dolichotes patagonum) 
10. Chinchila (Chinchila laniger) 
11. Porquinho-da-índia (Cavia porcellus) 
12. Hamster-dourado (Mesocricetus auratus) 
13. Camundongo (Mus musculus) 
14. Gerbil (Meriones unguiculatus) 
15. Ratazana (Rattus norvegicus) 
 
Lagomorfos 
 
 Quando aos lagomorfos sul-americanos, existe apenas um gênero, provavelmente 
monoespecífico (falta uma revisão taxonômica atualizada), o tapeti (Sylvilagus sp.), a 
espécie que ocorre no Brasil é S. brasiliensis. Muito pouco se sabe quanto a sua 
taxonomia, biologia e menos ainda quando a dados médicos. Raramente tem sido 
mantido em cativeiro, não havendo registro de reprodução em cativeiro. Trata-se de 
espécie incomum na região sul do Brasil, sendo freqüente no norte e nordeste e centro. 
A lebre (Lepus sp.), espécie exótica, introduzida no Brasil é comum e até 
abundante em ambientes urbanos e rurais (praga agrícola), não sendo, no entanto 
freqüente em zoológicos. 
 
 
 
 
 
UFPR - Clínica de Animais Silvestres e de Zoológico 
Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MSc 
rrlange@ufpr.br 
Contenção 
 
Física - com exceção das capivaras adultas, as demais espécies são passíveis de 
serem contidas mecanicamente sem grandes dificuldades. Isto pode ser feito com puçás 
fundos feitos de pano reforçado. Cuidados especiais devem ser tomados principalmente 
no caso das pacas que freqüentemente são agressivas. 
Farmacológica - oferece dificuldades, porém, o cloridrato de cetamina na dose de 
60 mg/kg para serelepes, 50 mg/kg para pacas e cutias e 15 mg/kg para capivaras e 
nútrias é razoavelmente eficiente. Para a obtenção de miorrelaxamento e maior tempo de 
anestesia pode-se associar de 02 a 05 mg/kg de cloridrato de xylazina. Ocorrem quedas 
de temperatura corporal durante a anestesia (até abaixo de 30º C), porém sem maiores 
complicações mesmo que não seja procedido o aquecimento. Para coelhos, a dose de 40 
mg/kg de cloridrato de cetamina associada a 02 mg/kg de cloridrato de xylazina permite 
intervenções cirúrgicas rápidas, para as de maior duração é recomendável a manutenção 
com anestesia volátil (isoflurano). 
 
Manejo nutricional 
Cuidados criteriosos de nutrição são importantes para a manutenção, 
principalmente dos pequenos roedores. Ração industrializada para ratos de laboratório é 
uma boa alternativa como alimentação básica, complementada com frutas, legumes, 
verduras e sementes, em conformidade com o hábito alimentar da espécie. A deficiência 
dos aminoácidos metionina e lisina pode ocasionar alopecia e despigmentação da 
pelagem. A ração deve ser oferecida nas primeiras horas do dia e as frutas e verduras 
como complemento no período da tarde. Esta estratégia estimula o consumo da ração 
que tem maior importância nutricional. 
Devem ser oferecidos galhos e pedaços de madeira ou alimentos duros que 
permitam o indispensável desgaste dos incisivos, sem o qual graves complicações 
advêm, como a impossibilidade de oclusão dental e dificuldade de deglutição. A ração 
industrializada pelletizada favorece o desgaste dos dentes. 
 As capivaras, grandes consumidoras de capim, não costumam apresentar sinais de 
carências nutricionais. Quase todas as espécies de roedores dispõem de grandes cecos 
onde ocorre fermentação. O uso de antibióticos orais por longos períodos costuma levar a 
complicações devido ao desequilíbrio da flora digestiva (há um predomínio de germes 
Gram-positivos 
 na flora normal). O uso de antibióticos sistêmicos, não sendo por períodos extremamente 
dilatados, não costuma levar a complicações. 
 
Ambiente 
O ambiente a ser oferecido varia grandemente em conformidade com os hábitos da 
espécie, podendo ser: aquático (nútrias e capivaras), arborícola (serelepes e ouriços), ou 
de solo (cutias, preás e cutiaras). Abrigos (estresse) e proteção contra a exposição ao sol, 
evitando o excesso de calor (intermacão) devem ser oferecidos. 
 
Clinica médica 
Lesões podais decorrentes de pisos duros e/ou abrasivos são freqüentes e de 
difícil recuperação. Formam-se calos secos, queratinizados, na região da porção proximal 
dos metacarpianos que tendem aumentar com a idade. 
 
 
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Ectoparasitos 
Piolhos, pulgas, carrapatos, sarna e trombiculídeos. Podem localizar-se nas 
orelhas ou de forma generalizada. Especialmente em capivaras, os ectoparasitos são 
freqüentes e exigem tratamento bem direcionado e planejado. 
Tratamento: 
Ivermectin (200 a 400 µg/kg SC) 
Piretróides: aplicação diretamente no animal e tratamento ambiental-locais 
onde se coçam (uso de óleo). 
Fipronil (Frontline® spray): tópico 
 
Endoparasitos 
Cestódeos, nematódeos e coccídeos 
Tratamento: 
Levamizole 08 a 10 mg/kg 
Ivermectin 200 a 400 µg/kg SC 
Sulfas 
 
Sexagem 
A identificação do sexo dos roedores requer cuidados para prevenir erros. As 
fêmeas têm como característica própria do grupo, um orifício urinário independente do 
orifício genital. O orifício genital está aberto no período da cópula (cio) e do parto, 
permanecendo lacrado fora destes. Esta característica torna o aspecto externo da 
genitália feminina semelhante a dos machos sendo que a sexagem pode ser efetuada 
com correção através da exposição de pênis como caráter diferencial. 
 
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Prof. Rogério Ribas Lange, MV, MScrrlange@ufpr.br 
LITERATURA RECOMENDADA 
 
Fowler. ZOO & WILD ANIMAL MEDICINE, 2ª edição, 1986 – W.B. Sauders Company 
 
Fowler. ZOO & WILD ANIMAL MEDICINE, 3ª edição, 1993 - W.B. Sauders Company 
 
Fowler. ZOO & WILD ANIMAL MEDICINE, 4ª edição, 1999 - W.B. Sauders Company 
 
Fowler & Cubas Biology, MEDICINE, AND SURGERY OF SOUTH AMERICAN WILD 
ANIMALS 2001 – Iowa State University Prress/Ames 
 
Fry. REPTILE CARE (ATLAS OF DISEASES AND TREATMENTS) VOL 1 e 2, 1991 
Harrison & Harrison. CLINICAL AVIAN MEDICINE AND SURGERY, 1986 
 
Wiggs & Lobprise VETERINARY DENTISTRY PRINCIPLES AND PRACTICE, 1997 – 
Lippincott-Raven Publishers Philadelphia – New York 
 
Mader REPTILE MEDICINE AND SURGERY, 1996 
 
Wallach & Boever DISEASES OF EXOTIC ANIMALS, 1983 – W.B. Sauders Company 
 
Fowler, M. E. RESTRAINT AND HANDLING OF WILD AND DOMESTIC ANIMALS, 2º 
Ed. 1995 – Iowa State University Prress/Ames 
 
	Introducao def..pdf
	Introducao def..pdf
	Áreas de atuação do Médico Veterinário de animais silvestres
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	TERMORREGULAÇÃO
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	Conjuntivite
	Serpentes: As infecções oculares em cobras não são raras, po
	Doença cutânea vesicular
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	Tratamento Ortopédico – Princípios Básicos
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	Problemas com muda de penas ou ecdise ( disecdise
	Síndrome da automutilação, picacismo ou apetite depravado
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	ADAPTAÇÕES DO ESQUELETO DAS AVES
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