Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais

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Técnicas de coleta e preparação de
amostras vegetais
Classificação de vegetais e técnicas de coleta e preparação de amostras para estudos.
Prof.ª Regina Braga de Moura
1. Itens iniciais
Propósito
O conhecimento da diversidade da flora de interesse medicinal, de sua nomenclatura científica e de seu
sistema de classificação filogenético, bem como o domínio das técnicas de coleta e preparação adequada de
amostras botânicas, é essencial para profissionais que estudam a flora.
Objetivos
Identificar os principais grupos vegetais.
Descrever as técnicas de coleta e preparação de amostras macroscópicas.
Descrever as técnicas de coleta e preparação de amostras para microscopia.
Introdução
O estudo da flora – seja para conhecimento de sua diversidade, seja para propósitos terapêuticos – deve
começar pela identificação correta dos táxons estudados. 
Atualmente, o sistema de classificação das plantas é o filogenético. Esse sistema se baseia em vários
caracteres, especialmente os moleculares. Ainda assim, a morfologia e a anatomia continuam sendo
empregadas como ferramentas primordiais para descrição de novas espécies, autenticação de drogas
vegetais e plantas medicinais. 
De modo geral, podemos distinguir quatro grandes grupos vegetais na natureza:
Briófitas;
Pteridófitas;
Gimnospermas;
Angiospermas.
A maioria das plantas medicinais está no grupo das Angiospermas, por isso, vamos focar esse grupo em
nossos estudos. 
A morfologia e a anatomia são ferramentas importantes para identificarmos os grupos taxonômicos e, dentro
deles, distinguirmos seus diversos representantes. 
Em estudos morfológicos, anatômicos e mesmo moleculares, as amostras de vegetais precisam estar
adequadas, de modo a permitir a identificação do táxon, bem como a descrição precisa das suas
características. Dominar as técnicas de coleta e preparação de amostras para estudos morfológicos e
anatômicos faz parte, portanto, das habilidades do profissional que vai estudar a flora, seja medicinal ou não. 
Vamos começar nossos estudos conhecendo a organização dos grupos vegetais atuais e as características
que podem auxiliar na sua identificação. 
Orientação sobre unidade de medida
Em nosso material, unidades de medida e números são escritos juntos (ex.: 25km) por questões de tecnologia
e didáticas. No entanto, o Inmetro estabelece que deve existir um espaço entre o número e a unidade (ex.: 25
km). Logo, os relatórios técnicos e demais materiais escritos por você devem seguir o padrão internacional de
separação dos números e das unidades. 
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1. Principais grupos vegetais e suas características 
Conceitos em sistemática vegetal
Em sistemática vegetal, precisamos dominar alguns conceitos importantes para compreendermos a
classificação das plantas. São eles: 
Taxonomia
Identifica, descreve, nomeia e classifica um táxon.
Classificação
Categorização hierárquica.
Sistemática
Estudo das relações parentais entre os diferentes grupos de plantas, considerando sua história
evolutiva.
Táxon
Nome de cada grupo de organismos. Por exemplo: Cactaceae é o táxon que agrupa todos os gêneros
e espécies de cactos.
Clado
Qualquer grupo monofilético.
Grupo monofilético
Grupo de organismos cujos membros compartilham um ancestral comum e exclusivo.
Categoria taxonômica
Nível hierárquico em que um táxon se encontra. Por exemplo: família é a categoria taxonômica do
táxon Cactaceae.
Grado
Grupo de organismos cujos membros estão no mesmo nível de organização, mas não possuem
ancestral comum.
Sistema de classificação filogenético das plantas
Observe as imagens a seguir, que apresentam uma carqueja, um girassol e um assa-peixe: 
Carqueja Girassol
Girassol
Assa-Peixe
Assa-Peixe
As três plantas pertencem à mesma família botânica: a Asteraceae. Mas como isso pode ser possível se elas
são tão diferentes? 
Embora tenham aparência diferente, a carqueja, o girassol e o assa-peixe compartilham características
semelhantes que, apesar de nem sempre serem facilmente visíveis, fazem com que essas plantas se tornem
membros da mesma família. 
Tais plantas são, contudo, de gêneros diferentes: a carqueja é do gênero Baccharis, o girassol é do gênero 
Helianthus e o assa-peixe é do gênero Vernonia. Esse é um agrupamento atual, com base em várias
características, inclusive morfológicas e, principalmente, moleculares. Mas nem sempre foi assim. 
O Species Plantarum, escrito em 1753, serviu de
referência para a nomenclatura botânica.
Manuscritos de Darwin e sua árvore como
representação gráfica do relacionamento evolutivo
entre os organismos.
A diversidade dos seres viventes sempre foi alvo de
interesse de filósofos, naturalistas e botânicos ao longo da
existência da humanidade. A busca pelo conhecimento dos
organismos e pelo seu fácil reconhecimento na natureza
levou o homem a classificá-los e nomeá-los.
No caso das plantas, as primeiras tentativas de
classificação foram realizadas separando os grupos de
vegetais de acordo com sua utilidade – por exemplo: plantas
comestíveis, plantas medicinais, plantas para construção de
moradias e plantas para construção de transporte.
Mais tarde, esses vegetais passaram a ser classificados de
acordo com o seu porte – por exemplo: plantas arbóreas, plantas herbáceas, até que, por fim, passaram a ser
utilizadas características morfológicas para realizar a sua classificação.
De qualquer forma, sempre se buscou uma
forma de sistematizar a classificação. Até bem
pouco tempo, havia vários sistemas de
classificação.
 
E por que havia mais de uma classificação?
 
Essa variedade resultava do fato de os
estudiosos entenderem de formas diferentes o
modo de agrupar os vegetais, priorizarem
determinado grupo de plantas ou empregarem
critérios distintos para a separação dos grupos.
 
A partir dos estudos de Darwin sobre evolução,
uma nova visão sobre a relação entre os
organismos começou a emergir. Com base nas ideias de evolução, ancestralidade e história evolutiva dos
organismos, surgiu o sistema de classificação filogenético.
E como funciona esse sistema de classificação?
Esse novo sistema de classificação leva em consideração a história evolutiva e as relações de parentesco
entre os organismos, considerando ainda o ancestral que os origina. Para isso, são utilizadas todas as
características possíveis de cada indivíduo ou grupo estudado: 
morfologia;
anatomia;
fitoquímica;
fisiologia;
DNA e RNA especialmente.
O sistema de classificação filogenético atual das plantas é construído de forma colaborativa, contando com
especialistas em diferentes grupos vegetais, e não mais de forma individualizada. 
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Saiba mais
O sistema de classificação usado atualmente para as plantas é o APG IV (Angiosperm Phylogeny Group –
IV). Assim como os sistemas de classificação anteriores, o APG IV também é hierarquizado, isto é,
organizado dos grupos mais abrangentes para os mais restritos. 
Classificação dos grupos vegetais
Para análise das plantas medicinais, vamos considerar o grupo de vegetais que tem a maior
representatividade: o das Angiospermas. Esse é o grupo mais abrangente e representa o grande clado das
plantas que possuem flores e frutos. 
Considerando uma classificação organizada da categoria taxonômica mais abrangente para a mais restrita,
temos: 
Isso significa que uma ordem é formada por famílias, cada família é composta de um ou vários gêneros, e cada
gênero possui uma ou mais espécies. 
A espécie é a unidade básica da taxonomia. Quando estudamos uma planta medicinal, estamos, na
verdade, estudando uma espécie medicinal. 
Como vimos, para pertencer a determinado grupo ou táxon, uma planta precisa compartilhar características
com outras do mesmo grupo. É assim que os estudos de sistemática vão agrupando as plantas nos táxons. 
Você deve ter percebido que os nomes das plantas e dos táxons foram escritos de formas diferentes neste
módulo. Vamos entender por que isso acontece? 
Nomenclatura popular e nomenclatura científica botânica
No nosso exemplo de plantas da famíliaAsteraceae, chamamos as plantas
apresentadas de carqueja, girassol e assa-
peixe. Esses são nomes populares, dados por
pessoas comuns, muitas vezes com base em
alguma propriedade observada na planta ou por
tradição de determinada população.
 
Por exemplo, o girassol acompanha o Sol
durante o dia, por isso o nome dado pelas
pessoas comuns para identificá-lo.
Esses nomes podem variar de lugar para lugar e
de espécie para espécie. Isso quer dizer que a
mesma espécie pode apresentar nomes populares diferentes, dependendo da região, assim como espécies
diferentes podem apresentar o mesmo nome, também dependendo da localidade. 
Quando se trata do estudo de plantas medicinais, essa variedade de nomes pode causar uma enorme
confusão, além de trazer riscos para quem vai utilizar a planta. Vamos analisar alguns exemplos? 
A espinheira-santa é uma planta muito conhecida pelos benefícios proporcionados no tratamento, já
cientificamente comprovado, de gastrite e úlcera. No entanto, além da espécie verdadeira (Maytenus ilicifolia),
outras espécies também são chamadas de espinheira-santa, como a Sorocea bonplandii. E sabe por que são
confundidas? Porque as duas espécies possuem folhas com espinhos nas suas margens. Veja nas imagens a
seguir:
Maytenus ilicifolia Sorocea bonplandii
E o capim-limão? Este é um bom exemplo de uma espécie que tem mais de um nome popular ou nome vulgar.
O capim-limão também é chamado de capim-cidreira e erva-cidreira. Todos esses nomes fazem referência à
mesma espécie: a Cymbopogon citratus. 
A Cymbopogon citratus é reconhecida com o
mesmo nome em qualquer lugar do mundo. Isso
acontece porque a construção e a escrita do
nome científico são padronizadas e
amplamente divulgadas.
Comentário
Percebeu por que não podemos tratar as plantas medicinais pelo nome vulgar? Devemos sempre usar o
nome científico das plantas ao estudá-las, pois esses nomes são universais. 
Código Internacional de Nomenclatura para Algas, Fungos e Plantas
Os nomes científicos dados aos táxons são estabelecidos com base em regras cuja padronização pode ser
observada no Código Internacional de Nomenclatura para Algas, Fungos e Plantas. 
Há regras específicas para elaboração dos nomes científicos de cada categoria taxonômica. Vamos ver como
se forma a base de cada nome dado a um táxon: 
Ordem
Deve ser escrita em latim, com a terminação ales. Por exemplo:
Asterales;
Solanales;
Fabales.
Podemos afirmar que esses táxons são da categoria taxonômica ordem pela terminação ales em cada
um deles.
Família
Deve ser escrita em latim, com a terminação aceae. Por exemplo:
Cactaceae;
Orchidaceae;
Bromeliaceae.
Podemos afirmar que todos esses táxons são famílias devido à terminação aceae em cada um deles.
Gênero 
Deve ser escrito em latim. Não há uma terminação específica para gênero, mas ele deve ser escrito
em itálico ou sublinhado, com a primeira letra maiúscula. Por exemplo:
Bromelia; 
Solanum; 
Helianthus; 
Baccharis. 
Podemos afirmar que esses nomes são gêneros porque estão padronizados conforme a descrição
realizada.
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Espécie 
Precisamos dar um pouco mais de atenção à espécie. Afinal, ela é a responsável por conferir
autenticidade a qualquer planta medicinal que estudamos.
Os nomes de espécies também são escritos em latim, mas em forma de binômio. Nesse caso, o
primeiro nome corresponde ao gênero ao qual a espécie pertence. Já o segundo nome, chamado
epíteto específico, geralmente, corresponde a uma característica marcante da espécie.
O nome da espécie também deve ser escrito em itálico ou sublinhado. Por exemplo:
Echinodorus grandiflorus; 
Passiflora alata; 
Maytenus ilicifolia. 
Quando utilizamos o nome de espécies em um trabalho ou estudo pela primeira vez, sempre devemos
indicar o(s) nome(s) dos(s) autor(es), ou seja, daquele que descreveu e nomeou a espécie.
Saiba mais
Os nomes de espécies e autores, bem como os sinônimos de espécies, podem ser confirmados em
diferentes bases nomenclaturais, como a Flora do Brasil e a Base Trópicos. 
Conheça e identifique os grupos vegetais
Sabemos que a diversidade da flora no planeta Terra é imensa. Neste material, reconhecemos quatro grandes
grupos de plantas: 
Briófitas;
Pteridófitas;
Gimnospermas;
Angiospermas.
Esses grupos foram criados com base nas características compartilhadas por seus representantes e no que se
conhece do processo evolutivo das plantas terrestres. 
A seguir, vamos conhecer as características que os distinguem e, em sequência, vamos conhecer as
Angiospermas com mais detalhes. 
Briófitas
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Briófitas sobre rocha. Sua altura não ultrapassa 7cm.
O grupo das Briófitas é formado por vegetais de
pequeno porte, com estrutura delicada,
alcançando cerca de 10cm de altura. As plantas
desse grupo necessitam de água para
reprodução sexuada, não possuem sistema
vascular, grão de pólen, flor nem fruto.
 
Os musgos são um exemplo de Briófita.
Pteridófitas
As Pteridófitas foram os primeiros vegetais a
elevarem a sua estatura. Nesse grupo, surgiu a
lignina, que confere rigidez à parede das células, e também os tecidos vasculares rígidos e resistentes, que
dão sustentação ao corpo das plantas. 
As plantas desse grupo necessitam de água para reprodução sexuada, não possuem grão de pólen, flores
nem frutos. 
As samambaias e avencas são exemplos de Pteridófitas. 
Samambaias em floresta úmida.
Gimnospermas
No grupo das Gimnospermas, a presença de grãos de pólen e sementes nuas permitiu a expansão da
ocupação das plantas no ambiente terrestre. 
As plantas pertencentes a esse grupo não precisam estar próximas da água para realizar reprodução sexuada,
pois os seus grãos de pólen são carregados pelo vento ou por animais. 
Esse grupo é representado por plantas de grande porte, com sistema vascular bem desenvolvido. Possuem
grãos de pólen e sementes, mas não possuem flores nem frutos. As suas sementes se desenvolvem em
estruturas denominadas estróbilos, característicos das Gimnospermas. 
Os pinheiros e as araucárias são exemplos de gimnospermas. 
Várias araucárias vivendo no alto da serra.
Estróbilos caídos ao chão.
Angiospermas
Assim como as Gimnospermas, as Angiospermas não dependem de água para reprodução sexuada, pois
também possuem grãos de pólen. 
A semente também está presente nas Angiospermas, mas dentro de frutos, que se originam de flores. 
Flores do coqueiro, com alguns frutos em
desenvolvimento.
O sistema vascular desse grupo de plantas é bem
desenvolvido e complexo, lignificado, permitindo que
grandes árvores se desenvolvam.
Todos os seus representantes têm flores e frutos. A
principal característica diagnóstica desse grupo é a
presença de flor. O coqueiro é um exemplo de Angiosperma.
Saiba mais
O lignificado é formado por células cuja parede é impregnada de lignina. A lignificação é o processo
responsável pelo desenvolvimento de aparência lenhosa nas plantas. 
Como pudemos observar, os quatro grupos apresentados têm características próprias, mas também
compartilham alguns atributos. Sendo assim, para diferenciá-los, temos de focar as características exclusivas. 
Você sabe quais características separam as briófitas dos demais grupos?
A ausência de sistema vascular e a ausência de lignina.
Vamos analisar, agora, as Gimnospermas e as Angiospermas. Os grãos de pólen e as sementes, por si, não
são características que nos permitem diferenciar um grupo do outro. No entanto, o fato de as sementes serem
nuas é característico das Gimnospermas. As sementes abrigadas em frutos, por sua vez, são características
das Angiospermas. 
O grupo das Angiospermas possui muitas plantas medicinais que, atualmente, são usadas na fitoterapia. Essas
plantas se dividem em dois grupos principais: Monocotiledôneas e Eudicotiledôneas. 
Conhecer as características que distinguem esses dois grupos é importante para garantir o estudo ou o uso
da planta autêntica. São características simples, que conseguimos observar a olho nu. Vamos conhecê-las? 
Característicasdiagnósticas das Monocotiledôneas
Dentro do grande clado das Monocotiledôneas estão as bromélias, as orquídeas, as bananeiras, os coqueiros,
o gengibre, a cana-do-brejo, a cana-de-açúcar, o milho, o alho e a cebola, por exemplo.
As Monocotiledôneas possuem as seguintes características diagnósticas: 
Flores trímeras
Flor de lírio.
Raiz adventícia de pé de cebola jovem.
As Monocotiledôneas possuem flores trímeras,
ou seja, possuem peças florais em número de
três ou seis unidades. Observe a flor do lírio,
apresentada a seguir. Ela possui seis tépalas e,
internamente, seis estruturas com o ápice
marrom, o que é bastante característico de uma
flor de Monocotiledônea.
Folhas paralelinérveas
As nervuras das folhas de Monocotiledôneas
têm um padrão paralelo. Observe as folhas do
pé de milho abaixo.
Um só cotilédone
O embrião de Monocotiledôneas só desenvolve
um cotilédone, como podemos ver na semente
do milho. 
Embrião de semente de milho com um cotilédone.
Raízes adventícias, fasciculadas
Nas Monocotiledôneas, as raízes definitivas
não se originam de uma raiz primária do
embrião, mas a partir da base do caule. Sendo
assim, todas têm quase o mesmo tamanho e
espessura, nenhuma se destaca. As raízes de
capim, cebolinha e cebola são bons exemplos.
Feixes vasculares dispersos
no tecido fundamental do
caule
Essa característica que só pode ser observada
no microscópio, a partir do corte transversal do
caule de Monocotiledôneas. 
Flor de hibisco, uma Eudicotiledônea.
Corte transversal de caule de Monocotiledônea.
Além disso, as Monocotiledôneas ainda apresentam grãos de pólen monoaperturados, característica que não
conseguimos observar com facilidade.
Monoaperturados
Grãos de pólen monoaperturados são aqueles que só possuem uma abertura, podendo ela ser um sulco
ou mesmo um poro.
Características diagnósticas das Eudicotiledôneas
As Eudicotiledôneas possuem as seguintes características diagnósticas: 
Flores tetrâmeras ou pentâmeras
As Eudicotiledôneas possuem flores tetrâmeras
ou pentâmeras, ou seja, possuem as peças
florais em número de 4 ou 5 unidades (e seus
múltiplos). Observe a flor do hibisco. Ela tem
cinco pétalas e, no alto da estrutura central,
possui cinco ápices vermelhos escuros.
Folhas reticuladas
As nervuras das folhas de Eudicotiledôneas
distribuem-se na lâmina foliar em um padrão de
rede, bastante ramificado. Observe as folhas do
tabaco. 
Folhas reticuladas de tabaco.
Raiz axial de limoeiro.
Dois cotilédones
Os embriões de Eudicotiledôneas desenvolvem dois cotilédones com material de reserva. Observe o embrião
de feijão. 
Embrião de feijão evidenciando os dois cotilédones.
Raízes pivotantes, axiais
As raízes definitivas originam-se do embrião,
desenvolvendo um eixo principal, de onde
partem ramificações com tamanhos e
espessuras sucessivamente menores que a
principal.
 
Observamos esse tipo de raiz no coentro, no
tomateiro, no girassol, nos pés de quiabo e de
berinjela, na goiabeira e na laranjeira, por
exemplo. O limoeiro, cujas raízes podem ser
observadas a seguir, também é um exemplo.
Feixes vasculares
organizados no tecido
fundamental do caule jovem,
formando um anel
Essa é uma característica que só pode ser observada no microscópio, a partir do corte transversal do caule.
Veja a seguir: 
Flores de Crassulaceae, uma suculenta,
Eudicotiledônea.
Corte transversal do caule jovem de uma Eudicotiledônea.
Além dessas características, as Eudicotiledôneas possuem grãos de pólen triaperturados, característica que
só observamos ao microscópio.
Triaperturados
Um grão de pólen triaperturado é típico de eudicotiledôneas e deve possuir três aberturas.
Para determinarmos se uma planta é Monocotiledônea ou Eudicotiledônea, devemos observar o máximo de
características possível. 
Observe esta imagem de uma espécie da
família Crassulaceae. Ela é uma
Eudicotiledônea, porém suas flores possuem 6
pétalas. Ao analisarmos melhor as outras partes
desta planta, como as folhas e as raízes,
teremos certeza de que realmente não se trata
de uma Monocotiledônea.
Diagnose e identificação de
Monocotiledônea e de
Eudicotiledônea
Neste vídeo, a especialista demonstra, em
laboratório, o processo de análise e diagnose
de duas espécies, uma de Monocotiledônea e
outra de Eudicotiledônea, mostrando as
características observadas para a identificação. 
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Vem que eu te explico!
Os vídeos a seguir abordam os assuntos mais relevantes do conteúdo que você acabou de estudar.
Nomenclatura popular e nomenclatura científica botânica
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Conheça e identifique os grupos vegetais
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Verificando o aprendizado
Questão 1
Realize a correspondência correta entre o táxon e sua respectiva categoria taxonômica e, em seguida,
assinale a opção correta.
 
Espécie
Gênero
Família
Ordem
Bignoniaceae
Zingiberales
Zea mays 
Peumus 
A
1-A; 2-B; 3-C; 4-D.
B
1-D; 2-C; 3-A; 4-B.
C
1-C; 2-D; 3-A; 4-B.
D
1-C; 2-D; 3-B; 4-A.
E
1-A; 2-C; 3-D; 4-B.
1. 
2. 
3. 
4. 
5. 
6. 
7. 
8. 
A alternativa C está correta.
O nome da espécie é sempre um binômio, escrito em itálico ou sublinhado. Já o nome do gênero é sempre
escrito em itálico ou sublinhado. Por fim, o nome da família sempre terminará em aceae, e o nome da ordem
sempre terminará em ales.
Questão 2
A lignina é uma característica que está presente nos tecidos vasculares de Pteridófitas, Gimnospermas e
Angiospermas. Sendo assim, não é adequada para fazer a distinção entre os grupos de plantas vasculares.
Outras características, exclusivas de cada grupo, devem ser usadas para justificar a sua determinação. A
alternativa em que é apresentada uma característica exclusiva de Gimnospermas é:
A
Flor
B
Fruto
C
Estróbilo
D
Semente
E
Grão de pólen
A alternativa C está correta.
O estróbilo é uma estrutura reprodutora que ocorre apenas em Gimnospermas, por isso, é uma
característica diagnóstica desse grupo de plantas.
2. Coleta e preparação de amostras botânicas macroscópicas 
Características das coletas de acordo com os objetivos
A coleta botânica de amostras é feita com diferentes objetivos: 
levantamento das espécies botânicas existentes em uma região;
estudos fitoquímicos;
estudos farmacológicos;
estudos etnobotânicos e etnofarmacológicos;
estudos anatômicos.
De acordo com os objetivos de determinada coleta, as amostras botânicas recebem preparações diferentes.
Vamos conhecer essas preparações a seguir, exceto as de estudos anatômicos, que serão vistas
separadamente, em módulo específico.
Coleta do material testemunho
Quando realizamos coletas para levantamento da flora de uma região (estudo etnobotânico ou
etnofarmacológico), as amostras coletadas são utilizadas para identificação das espécies. 
Essas amostras, chamadas de material testemunho, devem ser de ramos férteis, isto é, ramos com flores,
folhas e, se possível, frutos. Devem ter o máximo possível de flores abertas e íntegras. 
As características das flores são altamente conservativas, por isso, por meio delas, podemos determinar a
espécie da planta com mais facilidade. As folhas, por sua vez, são muito plásticas e suas características se
modificam de acordo com o ambiente, principalmente devido a fatores como luminosidade e disponibilidade
de água para a planta. 
Atenção
A coleta do material testemunho é obrigatória mesmo em estudos fitoquímicos, farmacológicos ou
anatômicos, conferindo validade ao processo. 
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Ferramentas para coleta e herborização do material testemunho
As ferramentas a serem utilizadas em campo para realizar a coleta de material testemunho são as seguintes: 
Caderno de coleta e lápis GPS
Tesoura de poda e podão Luvas para plantas com espinhos
Sacos plásticos Borrifador com álcool 92%
Jornal e folhas de papelão Corrugado de alumínio
Prensa de madeira Cordão ou cinto
Câmera fotográfica
Durante os procedimentosde preparação, as amostras perdem muitas características, como cor, odor, textura
e pilosidade. Sendo assim, todos os registros e anotações de características observáveis nas amostras devem
ser feitos em campo, com auxílio de caderno de coleta e lápis. 
Cada amostra coletada deve receber um número sequencial com sua respectiva descrição. Se coletarmos três
ou quatro ramos férteis da mesma planta, devemos considerar uma única coleta e registrá-la com apenas um
número. 
Com o auxílio do GPS, devemos anotar a localização da planta. As características do local e a posição em que
a planta estava – em beira de trilha ou estrada, no interior da mata, sobre árvore, sobre rocha – também
devem ser registradas, considerando todos os detalhes do ambiente. 
Coleta de ramo com tesoura de poda.
Coletor anotando as observações sobre a amostra.
A retirada do ramo fértil da planta pode ser
realizada de diversas maneiras. Caso a planta
esteja ao alcance do coletor, uma tesoura de
poda afiada pode ser utilizada. Caso o ramo
esteja no alto de uma árvore de até 4m, o 
podão é a ferramenta ideal. Quando a altura da
árvore excede os 4m, pode ser necessário
escalar a árvore.
Atenção
Independentemente da técnica usada, devemos tomar muito cuidado para não danificar a amostra. 
Quando coletamos várias amostras no mesmo local, usamos sacos plásticos para guardá-las e levá-las para
preparação. Devemos ter vários sacos plásticos para não juntar muitas amostras em apenas um. 
Após a coleta, devemos iniciar o processo de herborização. Por meio desse processo, preparamos a amostra
botânica para guardá-la por muitos anos. 
A técnica de herborização deve ser bem executada, de modo a permitir a observação futura de todos os
detalhes morfológicos que possibilitem a determinação da amostra. 
E você sabe como é realizada a herborização?
A herborização é realizada em uma prensa, aparelho que facilita o processo de secagem das plantas. Para
executá-la, devemos ter à disposição folhas de jornal, borrifador com álcool 92%, corrugado de alumínio,
folhas de papelão, prensa, corda ou cinto e uma estufa. 
Inicialmente, devemos abrir uma ou duas folhas de jornal, ou outro papel absorvente, para acomodar o ramo
fértil. Cada folha de jornal deve conter apenas uma amostra de ramo fértil. 
A colocação do ramo deve obedecer aos seguintes procedimentos: 
Sempre acomodar as flores abertas, de modo que todas as estruturas possam ser analisadas.• 
Prensa de herborização com amostras, papelão e
corrugado, amarrada com corda.
Colocar parte das folhas com a face superior voltada para cima, e outra parte com a face inferior
voltada para cima – geralmente, essas faces apresentam características diferentes.
Dobrar, cuidadosamente, as folhas muito longas uma vez, sem danificar a amostra.
Se o ramo for maior que a folha de jornal, dobrar o caule e dispor em “V”, sem danificar a amostra.
Preparação de amostra botânica para herborização.
Após acomodarmos a amostra, podemos borrifar álcool 92%, o que ajuda a acelerar o processo de secagem e
mata alguns organismos indesejados, como fungos e insetos. Em seguida, fechamos o jornal, fazendo uma
espécie de envelope ou apenas o dobrando sobre a amostra. 
Cada jornal deve ser corretamente identificado com o número da coleta correspondente. Isso evita que
registros sejam perdidos, e conforme as amostras ficam prontas, devemos colocá-las, uma sobre a outra, em
um dos lados da prensa. 
Não há um número máximo possível de amostras a ser colocado na prensa. 
Dica
Colocar uma folha de papelão ou de corrugado entre as amostras ajuda a obter uma secagem mais
eficiente. 
Depois de colocarmos todas as amostras na prensa,
posicionamos sobre elas o outro lado da prensa e passamos
a corda ou o cinto em volta, amarrando-o fortemente, para
que fique bem apertado.
Em seguida, levamos a prensa para a estufa a uma
temperatura de cerca de 54°C e deixamos o material ali até
que fique totalmente seco.
Não podemos descuidar das amostras, pois, geralmente,
elas possuem consistências, espessuras e carnosidade
diferentes, o que as faz secar em mais ou menos tempo.
Sendo assim, diariamente, devemos retirar a prensa da estufa para analisar cada amostra. As que estiverem
totalmente secas, podem ser retiradas. As que ainda apresentarem alguma umidade, precisam retornar à
estufa para que o processo de herborização seja finalizado. 
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Amostra com pequenos ovos de inseto.
Normalmente, as amostras saem de campo
trazendo alguns contaminantes, como insetos,
ovos de insetos e fungos. Esses organismos
podem danificar as amostras com o passar do
tempo: os fungos deterioram e apodrecem as
amostras, e os insetos, geralmente, alimentam-
se das amostras.
Recomendação
Ainda que coloquemos álcool, muitos organismos permanecem vivos nas amostras. Para protegê-las,
podemos colocá-las em um freezer após saírem da estufa. Podem ser necessárias de 72 horas a uma
semana para eliminar organismos que ainda estejam presentes. 
Ao final do processo, as amostras estão prontas para serem guardadas. 
Herborização de amostras botânicas
Neste vídeo, a especialista demonstra o processo de preparação de amostras botânicas para a herborização. 
Conteúdo interativo
Acesse a versão digital para assistir ao vídeo.
Guarda do material testemunho em um herbário
Todo material testemunho que faça parte de um estudo ou pesquisa precisa ser identificado, registrado e
guardado em uma coleção biológica de uma instituição chamada herbário. Só assim, o estudo ou a pesquisa
terá validade. 
O herbário é uma instituição oficial, depositária do patrimônio genético da flora. Nele, são desenvolvidas
pesquisas de diferentes campos da Botânica. 
Os principais objetivos de um herbário são o registro, a guarda e a manutenção de amostras botânicas para
consulta, empréstimo e permuta. 
Em geral, os herbários possuem amostras de plantas herborizadas, sementeca (coleção de sementes),
carpoteca (coleção de frutos), banco de DNA e xiloteca (coleção de lenho ou madeira).
Amostra de Catharanthus roseus em exsicata no
Herbário da Unirio.
Parte da sementeca municipal de Sororcaba, SP.
Xiloteca do Laboratório de Produtos Florestais do Serviço Florestal Brasileiro.
No herbário, as plantas herborizadas são depositadas em
forma de exsicata: forma padrão de montagem de amostra
botânica para incorporação em uma coleção de herbário.
A exsicata compreende uma folha de cartolina branca
chamada camisa, com as medidas padrão de 30cm de
largura por 40cm de comprimento. Na camisa, a amostra é
presa firmemente, com pequenas tiras de fita gomada
comum ou própria para exsicata. Também pode ser
costurada com linha 10.
Após a herborização, as amostras podem seguir dois
caminhos: 
Primeiro 
Serem levadas ao herbário ainda
embaladas nas folhas de jornal.
Segundo 
Serem montadas em exsicatas para,
em seguida, serem levadas ao
herbário.
No primeiro caso, a montagem das exsicatas é feita no próprio herbário, com seu material padronizado. No
segundo caso, devemos seguir a técnica padrão para a montagem da exsicata. Para isso, o seguinte material
é necessário: 
cartolina branca para prender as amostras;
papel manilha, pardo ou outro com essas características para montar a proteção da amostra;
fita gomada ou linha 10 e agulha para linha 10;
etiqueta padronizada do herbário.
Depois de prendermos a amostra na camisa, devemos fazer uma saia nas medidas padrão de 32cm de largura
e 42cm de altura. 
A saia é uma capa que protege a amostra. Depois de colocada dentro da saia, a exsicata é guardada em
armários especiais, em ambiente climatizado, para evitar a proliferação de fungos e insetos que possam
danificar as amostras. 
Exsicata de Aroeira (Schinus therebinthifolium) com camisa e dentro da saia.
Curiosidade
O Brasil hospeda o maior herbário da América Latina: o Herbário do Jardim Botânico do Rio de Janeiro
(RB), com mais de 700.000 amostras de plantas registradas. O primeiro herbário brasileiro foi o Herbário
do Museu Nacional (R), mas, atualmente, há muitasoutras importantes instituições como essas,
responsáveis por guardar exemplares da nossa flora, bem como de floras estrangeiras. As principais se
encontram no Pará, em São Paulo, em Santa Catarina e em Minas Gerais. Além disso, há uma rede por
meio da qual se conectam diversos herbários nacionais e estrangeiros: o Jabot, sob a curadoria do
Herbário do Jardim Botânico do Rio de Janeiro. Qualquer pessoa pode consultar o Jabot, analisar as
exsicatas nele existentes e usá-las em seus estudos, pois a resolução das imagens digitalizadas é de
excelente qualidade. 
Quando a exsicata é entregue em um herbário, a espécie é determinada por um especialista – caso ainda não
tenha sido identificada – recebe o seu número de registro e é incluída na coleção. Lá, a espécie ficará
guardada por tempo indeterminado, disponível para consulta por qualquer pesquisador, seja presencialmente,
seja pelas imagens digitalizadas, caso o herbário esteja na rede. 
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Coleta de amostras botânicas para fitoquímica e
farmacologia
Qualquer substância que entrar em contato com a amostra vai invalidá-la, por alterar a sua composição
química. Sendo assim, as amostras para estudos fitoquímicos ou farmacológicos precisam de alguns
cuidados. 
O que e como coletar
Quando vamos a campo coletar amostras para fitoquímica ou farmacologia, devemos saber, com
antecedência, que parte da planta será usada. Dessa forma, podemos levar o material adequado. 
Folhas, flores ou frutos
Se a coleta for de folhas, flores ou frutos,
devemos levar:
sacos plásticos;
tesoura de poda.
Cascas
Se a coleta for de cascas, devemos levar:
 
sacos plásticos;
facão.
Caules e raízes
Se a coleta for de caules e raízes, devemos
levar:
sacos plásticos;
facão, machadinho;
pá para cavar.
A quantidade de amostra deve ser muito grande, medida em quilos. É preciso saber exatamente o que vai ser
feito, pois podem ser necessários dois quilos, cinco quilos, 10 quilos ou uma quantidade ainda maior de
amostra. 
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Dica
O ideal é que a amostra seja retirada de apenas um indivíduo, para não corrermos o risco de misturá-la
com uma espécie diferente. 
Todo o material coletado deve ser acondicionado em sacos plásticos e logo levado ao laboratório. Desse
modo, não damos tempo de crescerem microrganismos ou fungos. 
Amostras de raiz sem casca e de folhas de ginseng.
Em laboratório, devemos verificar o protocolo a ser usado para dar sequência correta aos procedimentos.
Dependendo da técnica padrão, o material pode precisar passar por secagem em estufa ou secar em
temperatura ambiente. 
É importante ter em mente que os estudos fitoquímicos e farmacológicos trabalham com o extrato das
plantas. Sendo assim, devemos conhecer todos os protocolos a serem usados e ter todo o cuidado para que
as amostras não entrem em contato com substâncias que não devem fazer parte dos extratos. 
Atenção
Para garantir que estamos trabalhando com a planta certa, além do material para as análises
fitoquímicas e farmacológicas, precisamos coletar o material testemunho para depósito em herbário. 
Vem que eu te explico!
Os vídeos a seguir abordam os assuntos mais relevantes do conteúdo que você acabou de estudar.
Coleta do material testemunho
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Coleta de amostras botânicas para fitoquímica e farmacologia
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Verificando o aprendizado
Questão 1
A herborização é um processo por meio do qual as amostras de material testemunho precisam passar para
serem preservadas por um período bastante longo. Na etapa de secagem, as amostras vão para a estufa
A
soltas, separadas umas das outras, dentro de bandejas de aço.
B
soltas, separadas umas das outras, dentro de suportes de papel.
C
colocadas diretamente sobre corrugados de alumínio.
D
dentro de folhas de jornal, comprimidas em prensas de madeira.
E
dentro de folhas de jornal soltas, dispostas em bandejas de aço.
A alternativa D está correta.
As amostras são herborizadas dentro de folhas de jornal ou outro papel absorvente e comprimidas em
prensas de madeira, para que fiquem bem achatadas. Dessa forma, ficarão preservadas por um longo
período.
Questão 2
Saímos a campo para coletar amostras para um novo estudo fitoquímico das cascas do caule da espécie 
Sorocea bonplandii. Precisamos de cinco quilos de amostras de casca para fazer as extrações, além do
material testemunho.
 
Assinale a opção que descreve corretamente o material testemunho a ser coletado:
A
50g das cascas mais externas.
B
50g das cascas mais internas.
C
Um ramo fértil íntegro.
D
Um ramo estéril com folhas.
E
Um ramo estéril sem folhas.
A alternativa C está correta.
O material testemunho é aquele que permite a correta identificação da espécie e deve ser depositado em
um herbário. Por meio das flores de um ramo fértil, é possível identificar a espécie com mais facilidade.
3. Coleta e preparação de amostras botânicas para microscopia 
Como coletar e conservar cada órgão vegetal para estudo
anatômico
Nos estudos anatômicos, as amostras podem ser frescas ou fixadas. 
A coleta de amostras frescas deve ser feita pouco antes de as lâminas serem preparadas, para não haver
deterioração de células e tecidos. Caso não possamos montar as lâminas logo após a coleta, devemos usar
técnicas que preparem e conservem as amostras por um maior período. 
Todos os órgãos vegetais podem ser coletados e conservados, desde que aplicadas as técnicas corretas. 
Recomendação
Todas as amostras vegetais para estudo anatômico devem ser fixadas no local de coleta assim que
retiradas da planta matriz. A fixação imediata permite a paralização dos processos vitais da célula e evita
a autólise (processo de autodestruição da célula), mantendo a integridade de todas as estruturas. 
O material a ser levado a campo para coleta de amostras para estudo anatômico é o seguinte: 
frascos de vidro com tampa;
fixador;
canivete ou faca pequena e tesoura de poda;
papel;
lápis.
Dica
Geralmente, o fixador usado é o Formaldeído-Ácido acético-Álcool 50% (FAA-50) ou Formaldeído-Ácido
acético-Álcool 70% (FAA-70). O álcool 70% também pode ser usado como fixador, mas é menos efetivo
que o FAA. 
Devemos encher os frascos com fixador em campo, antes da coleta, com quantidade suficiente para cobrir
completamente as amostras. 
Os órgãos das plantas possuem características diferentes de desenvolvimento, textura e tamanho, exigindo
técnicas específicas de coleta. 
Por exemplo, as raízes e os caules podem apresentar dois tipos de crescimento: o primário e o secundário.
Cada um deles exige uma técnica própria de coleta. As folhas, as flores e os frutos também demandam
técnicas diferentes de coleta, conforme as suas características. 
Independentemente das suas particularidades, assim que for coletado, o órgão deve ser mergulhado no
fixador e ali ser mantido de 48 a 72 horas. O tempo de imersão deve ser suficiente para fixação de todos os
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Folhas do 4º ao 6º nó do boldo, adequadas para coleta.
tecidos. Órgãos mais delicados, como folhas e flores, podem ficar imersos por 48 horas no fixador. Já órgãos
mais rígidos ou suculentos, devem permanecer no líquido por 72 horas. 
Após o tempo de fixação, as amostras devem ser mergulhadas no álcool 70%, para conservação por tempo
indeterminado. Periodicamente, o álcool 70% deve ser trocado. 
É importante destacar que, durante a coleta, amostras da mesma espécie – ainda que sejam órgãos diferentes
– podem ficar juntas em um mesmo frasco, desde que devidamente identificado. Para realizar a identificação,
devemos escrever a lápis o nome da espécie ou o número da coleta em um papel branco. Em seguida,
devemos colocar esse papel dentro do frasco, junto com a amostra. 
Curiosidade
Você sabe por que a escrita deve ser a lápis e o papel deve ficar mergulhado dentro do frasco? O grafite
é resistente aos reagentes, não borra nem apaga. Colocando o papel dentrodo frasco, não corremos o
risco de perdê-lo. 
Coleta de folhas
As folhas adequadas para estudos anatômicos
são as maduras e plenamente expandidas, que
encontramos entre o 4º e o 6º nó, contando a
partir da gema apical.
 
Observe o boldo miúdo (Plectranthus
neochilus) ao lado. As folhas do 4º ao 6º nó
estão marcadas em vermelho.
Se couberem no frasco sem serem dobradas ou
amassadas, as folhas devem ser fixadas
inteiras. 
Nunca dobre as folhas, pois isso irá danificá-
las. Se as folhas da sua coleta forem grandes ou maiores que o frasco, corte-as transversalmente, em quantos
fragmentos forem necessários, de forma que caibam no frasco. 
Folhas pequenas inteiras e folhas grandes cortadas, para fixação.
Folhas muito grandes, como as de muitas bromélias ou as da taioba, devem ser cortadas nas regiões usuais
de corte anatômico para fixação adequada. 
Regiões usuais de cortes anatômicos em folhas.
Coleta de raiz e caule
As raízes ficam, em geral, enterradas, presas aos grãos do solo. Quando aéreas, ficam presas ao substrato,
que pode ser o caule de outra planta, uma rocha ou mesmo uma parede. 
O corpo primário da raiz fica nas extremidades, sendo uma região de difícil coleta. As regiões do corpo
primário do caule, por sua vez, são bem mais acessíveis, pois são aéreas. 
Sejam de raiz ou caule, sempre que coletadas, as amostras devem ser fixadas imediatamente em FAA. 
Atenção
Lembre-se de que os caules possuem folhas. Quando a amostra que nos interessa é o caule, devemos
dispensar as folhas antes de mergulhá-lo no fixador. 
As regiões de corpo secundário, seja de caule ou de raiz, precisam passar por um processo de amolecimento
antes de serem mantidas no conservante. 
Assim que coletadas, devem ser submersas em uma solução amolecedora de glicerina: álcool etílico 70% - 1:1
(v:v), para degradação de substâncias que tornam esses órgãos rígidos, o que dificulta e prejudica os cortes. 
O material deve ficar nessa solução o tempo necessário para o seu amolecimento. Não há período
determinado. No entanto, devemos começar a verificar o grau de amolecimento uma semana após a imersão
na solução.
Quando estiverem bem macias, as amostras devem ser transferidas para o conservante. 
Essa mesma técnica deve ser aplicada às cascas, que, em geral, ficam menos tempo na solução amolecedora.
Coleta de flores e frutos
Placa de petri.
Os estudos anatômicos das flores, para análise das peças
florais, devem ser feitos em botões florais jovens. Se o
objetivo for analisar a arquitetura de pétalas ou sépalas,
devem ser obtidas flores abertas íntegras.
Já os frutos devem ser coletados ainda em início de
desenvolvimento.
Amostras tanto de flores quanto de frutos devem ser
submetidas ao fixador assim que coletadas e, em seguida,
transferidas para o conservante.
Execução de cortes histológicos
Os cortes de amostras vegetais devem ser precisos e bem executados quando da preparação de lâminas
histológicas. Dessa forma, o material adequado pode ser obtido para observação em microscópio. 
Existem diferentes técnicas de preparação de amostras para corte, como o emblocamento em resina ou em
parafina e o corte à mão livre. Há também equipamentos que nos auxiliam a realizar o corte, como os
micrótomos. 
Pela praticidade, pelo baixo custo e pela agilidade na obtenção das lâminas, vamos estudar a técnica de corte
à mão livre. 
Preparação da amostra para corte à mão livre
Para que o material seja adequado à observação em microscópio, os cortes devem ser ultrafinos e retos.
Desse modo, não há sobreposição de camadas de células, o que prejudica a visualização. 
Precisamos de bastante destreza quando usamos as ferramentas adequadas para corte histológico. Além
disso, devemos ser precisos na execução dos cortes. Algumas pessoas possuem tamanha habilidade que
conseguem fazer cortes finos e precisos logo na primeira tentativa. Outras, contudo, precisam praticar
insistentemente até alcançar a destreza necessária. 
Quando as amostras são espessas ou muito robustas, como as de folhas suculentas ou de raízes e caules,
podemos segurá-las diretamente na mão e cortá-las. No entanto, quando a amostra é delicada, precisamos
usar um suporte, de forma a dar firmeza à execução do corte e prevenir acidentes com os dedos. 
Para realizarmos os cortes de amostras
botânicas e montarmos as lâminas, precisamos
do seguinte material na bancada de trabalho:
 
amostras em frascos com conservante;
lâmina de aço para barbear ou bisturi
bem afiados;
placa de petri contendo água destilada;
pincel n° 2;
suporte para corte, que pode ser: cubo
de isopor, medula de pecíolo de
embaúba ou de cenoura.
Se o material for delicado, antes de iniciarmos
os cortes, precisamos preparar o suporte de acordo com a amostra. Os cubos de isopor ou cilindros de
embaúba não podem ultrapassar 3cm de comprimento. Eles devem ser cortados ao meio, para que a amostra
seja posicionada entre eles. 
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Se a amostra for de uma folha ou pétala, basta posicionarmos a amostra entre as partes do suporte e executar
os cortes. Se for uma amostra cilíndrica, como a de uma raiz, um caule, botões florais ou frutos, devemos
fazer uma canaleta em um dos lados do suporte para encaixar a amostra, o que dará firmeza para execução
dos cortes. 
Etapas do preparo do suporte para corte à mão livre.
A placa de petri deve estar com água e o pincel deve estar disponível no momento dos cortes. A água servirá
para duas coisas: molhar o pincel para manter o local de corte hidratado e receber os cortes obtidos para não
desidratarem. 
Com a amostra posicionada, devemos segurar firme o suporte e iniciar os cortes em movimento único. O
movimento de serrote pode danificar os tecidos. 
A lâmina de aço deve estar afiada, o que facilitará bastante a execução do corte. 
Atenção
Cortes espessos e enviesados não permitem boa visualização ao microscópio. Segurar o suporte que
contém a amostra bem firmemente ajuda a garantir a precisão dos cortes. 
Tipos de corte
Se as amostras forem laminares, como as de folhas e pétalas, podem ser feitos cortes: 
paradérmicos;
longitudinais;
transversais.
O tipo de corte a ser usado dependerá do que queremos observar. No entanto, geralmente, nesse tipo de
material, só obteremos uma visão completa das características anatômicas se fizermos todos os tipos de
corte. 
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Cortes paradérmico, longitudinal e transversal em folhas.
Saiba mais
No controle de qualidade de drogas vegetais à base de folhas, os cortes mais empregados são os
paradérmicos e os transversais. 
Quando as amostras são cilíndricas, como as de raízes e caules, três tipos de corte devem ser executados: 
transversal;
longitudinal tangencial;
longitudinal radial.
Em botões florais e frutos, são executados apenas os cortes transversal e longitudinal. 
Tipos de corte realizados em amostras cilíndricas.
Independentemente da amostra ou do tipo de corte, faça sucessivos cortes, do modo mais fino e reto
possível. Conforme for obtendo os cortes na lâmina, coloque-os, com auxílio do pincel, na água da placa de
petri imediatamente. 
Faça vários cortes e selecione os melhores para prosseguir. O próximo passo envolve o preparo e a montagem
das lâminas. 
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Preparação de lâminas histológicas
Todos os cortes devem passar por processo de coloração. Os corantes evidenciam as paredes celulares,
revelando a forma e o tamanho das células, bem como a organização dos tecidos dentro do órgão vegetal. 
Técnica de coloração dos cortes
Para obtermos uma visualização clara dos contornos das células, precisamos retirar seus conteúdos e
pigmentos. Só depois disso, podemos aplicar o corante. 
A coloração dos cortes pode ser executada de duas formas: 
1. Usando apenas um vidro de relógio para executar todas as etapas
Esta técnica é ideal quando temos poucos cortes para corar.
2. Usando diferentes recipientes para executar cada etapa
Esta técnica é ideal quando temos muitos cortes para corar.
A seguir, apresentamos as etapas do processo de coloração de cortes:Diafanização, despigmentação ou clareamento
Começamos o processo mergulhando os cortes em hipoclorito a 20% ou 30% durante o tempo
necessário para que fiquem totalmente transparentes.
A ação do hipoclorito consiste na retirada de todo o pigmento e dos componentes celulares.
Diferenciação/desidratação
Na etapa seguinte, os cortes passam por três enxágues de um minuto cada, para que todo o
hipoclorito seja retirado.
Se o corante que vamos usar for aquoso, devemos mergulhar os cortes durante dois minutos na etapa
de diferenciação, em uma solução de ácido acético 1%, seguido de dois enxágues de um minuto cada,
para preparar as células para a entrada do corante.
Caso o corante a ser usado seja alcoólico, os cortes não passam pela diferenciação, mas devem ser
submetidos a três minutos de etanol 70%, seguido de três minutos em etanol 50%, na etapa
denominada desidratação.
Coloração
Os corantes geralmente usados em lâminas de histologia vegetal são:
azul de toluidina a 0,03% (corante aquoso);
safrablau (alcoólico);
safranina hidroalcóolica (alcoólico).
O tempo de permanência no corante depende do tipo de corante usado.
Se for o azul de toluidina, os cortes devem permanecer mergulhados no corante de 30 a 40
segundos. Em seguida, devem ser mergulhados em água abundante, até que o excesso de corante
pare de sair.
Se o corante for o safrablau, os cortes devem permanecer mergulhados por um minuto e, logo em
seguida, devem ser enxaguados em álcool 70%, para retirar o excesso de corante. O mesmo deve ser
feito para a safranina.
Técnica de montagem das lâminas
Para montagem das lâminas, precisamos do seguinte material: 
lâminas de vidro;
lamínulas de vidro;
pincel ou pinça;
água glicerinada (glicerina 10%).
Com o material em mãos, após o enxágue dos cortes, siga as etapas a seguir: 
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Primeira etapa
Depois de passarem pelo último enxágue, os cortes devem ser transferidos para uma lâmina de vidro
e dispostos lado a lado na lâmina. Faça isso com ajuda de pincel ou pinça. O ideal é que sejam
colocados de três a seis cortes em cada lâmina, dependendo do tamanho dos cortes.
Segunda etapa
Os cortes devem ser posicionados a partir do centro da lâmina. Depois de acomodá-los, devemos
pingar uma gota de água glicerinada sobre cada um e depositar a lamínula, encostando um dos seus
lados na gota de água glicerinada.
Terceira etapa
Em seguida, devemos aguardar que o líquido se espalhe no bordo da lamínula e, então, deixá-la
descer lentamente, para que não haja formação de bolhas.
Quarta etapa
Quando a lamínula estiver completamente aderida à lâmina, devemos lutá-la (vedá-la) usando esmalte
transparente. Isso proporcionará o aproveitamento da lâmina por mais tempo. A lâmina está pronta!
Agora, é só observar a amostra no microscópio.
Técnica de corte à mão livre e a preparação de lâminas histológicas
Neste vídeo, a professora Regina Braga apresenta, utilizando um laboratório de microscopia, as técnicas de
corte à mão livre, coloração das amostras e montagem das lâminas histológicas. 
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Vem que eu te explico!
Os vídeos a seguir abordam os assuntos mais relevantes do conteúdo que você acabou de estudar.
Coleta de raiz e caule
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Técnica de coloração dos cortes
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Verificando o aprendizado
Questão 1
No momento em que coletamos amostras do corpo secundário de um caule ou de uma raiz, devemos
mergulhá-las em uma solução de glicerina-álcool 70% (1:1) para
A
diafanização.
B
hidratação.
C
diferenciação.
D
desidratação.
E
amolecimento.
A alternativa E está correta.
O corpo secundário de caules e raízes é uma estrutura rígida e, por isso, precisa ficar vários dias
mergulhado em glicerina-álcool 70% (1:1) para que amoleça.
Questão 2
Nas técnicas empregadas para coloração de cortes histológicos vegetais, a etapa de diafanização
corresponde a
A
retirada do excesso de ácido acético.
B
desidratação para entrada do corante.
C
utilização de ácido acético 1%.
D
despigmentação dos cortes.
E
entrada de água nas células.
A alternativa D está correta.
A diafanização é a primeira etapa de preparação das células para recebimento dos corantes, o que
possibilitará uma boa visualização dos seus envoltórios. Essa etapa compreende a despigmentação, com
retirada total de pigmentos e outras estruturas celulares.
4. Conclusão
Considerações finais
Este conteúdo nos possibilitou conhecer um pouco mais sobre as plantas. Nele, vimos que, desde a
Antiguidade, esses vegetais vêm sendo organizados em grupos, o que facilita o seu reconhecimento e a sua
identificação na natureza. 
Vimos também que o atual sistema de classificação das plantas é o filogenético. Esse sistema considera a
história evolutiva e as relações de parentesco entre as plantas. 
Entendemos a necessidade de sempre usar os nomes científicos das espécies, que são universais, e não os
nomes vulgares ou populares, que mudam de local para local e podem comprometer a garantia de
autenticidade do material que está sendo usado. 
As plantas medicinais, por exemplo, estão representadas, principalmente, por Monocotiledôneas e
Eudicotiledôneas. Saber identificá-las corretamente, por meio das suas características diagnósticas, garante o
estudo, o uso e a indicação da espécie terapêutica correta. 
Por fim, estudamos as técnicas corretas de coleta de plantas medicinais. Vimos que, para conferir validade
aos estudos e pesquisas com plantas, é mandatória a existência de material testemunho corretamente
identificado, herborizado e depositado em um herbário. 
Podcast
Neste podcast, a especialista abordará a importância de dominar as técnicas de preparo do material
para o controle de qualidade de drogas vegetais.
Conteúdo interativo
Acesse a versão digital para ouvir o áudio.
Explore +
Consulte o Manual de procedimentos para herbários, do Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia (INCT),
para aprofundar seus conhecimentos em herborização e montagem de exsicatas.
 
Assista ao vídeo Montanhas da Amazônia, disponível no YouTube, em que pesquisadores do Jardim Botânico
do Rio de Janeiro mostram como se prepara e executa uma expedição para coleta em locais nunca antes
visitados.
Referências
AZEVEDO, A. A.; GOMIDE, C. J.; SILVA, E. A. M.; SILVA, H.; MARIA, J.; MEIRA, R. M. S. A.; OTONI, W. C.; VALE, F.
H. A.; GONÇALVES, L. A. Anatomia das espermatófitas: material de aulas práticas. 2. ed. Viçosa: Editora UFV,
2004.
 
CUTLER, D. F.; BOTHA, T.; STEVENSON, D. W. M. Plant anatomy: an applied approach. Massachusetts, USA:
Blackwell Publishing, 2007.
 
CUTTER, E. G. Anatomia vegetal. 2. ed. São Paulo: Roca, 2002. Parte 1.
 
JOHANSEN, D. A. Plant microtechnique. Nova York, USA: Mc-Graw-Hill, 1940.
 
JUDD, W. S.; CAMPBELL, C. S.; KELLOGG, E. A.; STEVENS, P. E.; DONOGHUE, M. J. Plant systematics: a
phylogenetic approach. 2. ed. Massachusetts: Sinauer Associates, 2002.
 
KARAM, T. K. et al. Carqueja (Baccharis trimera): utilização terapêutica e biossíntese. Revista Brasileira de
Plantas Medicinais, v. 15, n. 2, p. 280-286, 2013. Consultado na Internet em: 29 out. 2021.
 
PEIXOTO, A. L.; MAIA, L. C. (org.); GADELHA NETO, P. C.; LIMA, J. R.; BARBOSA, M. R. V.; BARBOSA, M. A.;
MENEZES, M.; PÔRTO, K. C.; WARTCHOW, F.; GIBERTONI, T. B. Manual de procedimentos para herbários.
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RAVEN, P. H.; EICHHORN, S. E.; EVER, R. F. Biologia vegetal. 8. ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2014.
 
SOUZA, P. V. R. et al. Vernonia polyanthes (Spreng.) Less.: uma visão geral da sua utilização como planta
medicinal, composição química e atividades farmacológicas. Revista Fitos, v. 11, n. 1, p. 105-115, 2017 –
Suplemento. Consultado na Internet em: 29 out. 2021.
	Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
	1. Itens iniciais
	Propósito
	ObjetivosIntrodução
	Orientação sobre unidade de medida
	1. Principais grupos vegetais e suas características
	Conceitos em sistemática vegetal
	Taxonomia
	Classificação
	Sistemática
	Táxon
	Clado
	Grupo monofilético
	Categoria taxonômica
	Grado
	Sistema de classificação filogenético das plantas
	Carqueja
	Girassol
	Assa-Peixe
	E como funciona esse sistema de classificação?
	Saiba mais
	Classificação dos grupos vegetais
	Nomenclatura popular e nomenclatura científica botânica
	Maytenus ilicifolia
	Sorocea bonplandii
	Comentário
	Código Internacional de Nomenclatura para Algas, Fungos e Plantas
	Ordem
	Família
	Gênero
	Espécie
	Saiba mais
	Conheça e identifique os grupos vegetais
	Briófitas
	Pteridófitas
	Gimnospermas
	Angiospermas
	Saiba mais
	Você sabe quais características separam as briófitas dos demais grupos?
	Características diagnósticas das Monocotiledôneas
	Flores trímeras
	Folhas paralelinérveas
	Um só cotilédone
	Raízes adventícias, fasciculadas
	Feixes vasculares dispersos no tecido fundamental do caule
	Características diagnósticas das Eudicotiledôneas
	Flores tetrâmeras ou pentâmeras
	Folhas reticuladas
	Dois cotilédones
	Raízes pivotantes, axiais
	Feixes vasculares organizados no tecido fundamental do caule jovem, formando um anel
	Diagnose e identificação de Monocotiledônea e de Eudicotiledônea
	Conteúdo interativo
	Vem que eu te explico!
	Nomenclatura popular e nomenclatura científica botânica
	Conteúdo interativo
	Conheça e identifique os grupos vegetais
	Conteúdo interativo
	Verificando o aprendizado
	2. Coleta e preparação de amostras botânicas macroscópicas
	Características das coletas de acordo com os objetivos
	Coleta do material testemunho
	Atenção
	Ferramentas para coleta e herborização do material testemunho
	Caderno de coleta e lápis
	GPS
	Tesoura de poda e podão
	Luvas para plantas com espinhos
	Sacos plásticos
	Borrifador com álcool 92%
	Jornal e folhas de papelão
	Corrugado de alumínio
	Prensa de madeira
	Cordão ou cinto
	Câmera fotográfica
	Atenção
	E você sabe como é realizada a herborização?
	Dica
	Recomendação
	Herborização de amostras botânicas
	Conteúdo interativo
	Guarda do material testemunho em um herbário
	Curiosidade
	Coleta de amostras botânicas para fitoquímica e farmacologia
	O que e como coletar
	Folhas, flores ou frutos
	Cascas
	Caules e raízes
	Dica
	Atenção
	Vem que eu te explico!
	Coleta do material testemunho
	Conteúdo interativo
	Coleta de amostras botânicas para fitoquímica e farmacologia
	Conteúdo interativo
	Verificando o aprendizado
	3. Coleta e preparação de amostras botânicas para microscopia
	Como coletar e conservar cada órgão vegetal para estudo anatômico
	Recomendação
	Dica
	Curiosidade
	Coleta de folhas
	Coleta de raiz e caule
	Atenção
	Coleta de flores e frutos
	Execução de cortes histológicos
	Preparação da amostra para corte à mão livre
	Atenção
	Tipos de corte
	Saiba mais
	Preparação de lâminas histológicas
	Técnica de coloração dos cortes
	1. Usando apenas um vidro de relógio para executar todas as etapas
	2. Usando diferentes recipientes para executar cada etapa
	Diafanização, despigmentação ou clareamento
	Diferenciação/desidratação
	Coloração
	Técnica de montagem das lâminas
	Primeira etapa
	Segunda etapa
	Terceira etapa
	Quarta etapa
	Técnica de corte à mão livre e a preparação de lâminas histológicas
	Conteúdo interativo
	Vem que eu te explico!
	Coleta de raiz e caule
	Conteúdo interativo
	Técnica de coloração dos cortes
	Conteúdo interativo
	Verificando o aprendizado
	4. Conclusão
	Considerações finais
	Podcast
	Conteúdo interativo
	Explore +
	Referências