Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais

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Técnicas de coleta e preparação de amostras
vegetais
Prof.ª Regina Braga de Moura
Descrição
Classificação de vegetais e técnicas de coleta e preparação de amostras
para estudos.
Propósito
O conhecimento da diversidade da flora de interesse medicinal, de sua
nomenclatura científica e de seu sistema de classificação filogenético,
bem como o domínio das técnicas de coleta e preparação adequada de
amostras botânicas, é essencial para profissionais que estudam a flora.
Objetivos
Módulo 1
Principais grupos vegetais e suas
características
Identificar os principais grupos vegetais.
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Módulo 2
Coleta e preparação de amostras
botânicas macroscópicas
Descrever as técnicas de coleta e preparação de amostras
macroscópicas.
Módulo 3
Coleta e preparação de amostras
botânicas para microscopia
Descrever as técnicas de coleta e preparação de amostras para
microscopia.
O estudo da flora – seja para conhecimento de sua diversidade,
seja para propósitos terapêuticos – deve começar pela
identificação correta dos táxons estudados.
Atualmente, o sistema de classificação das plantas é o filogenético.
Esse sistema se baseia em vários caracteres, especialmente os
moleculares. Ainda assim, a morfologia e a anatomia continuam
sendo empregadas como ferramentas primordiais para descrição
de novas espécies, autenticação de drogas vegetais e plantas
medicinais.
De modo geral, podemos distinguir quatro grandes grupos vegetais
na natureza:
Briófitas;
Pteridófitas;
Gimnospermas;
Angiospermas.
Introdução
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A maioria das plantas medicinais está no grupo das Angiospermas,
por isso, vamos focar esse grupo em nossos estudos.
A morfologia e a anatomia são ferramentas importantes para
identificarmos os grupos taxonômicos e, dentro deles,
distinguirmos seus diversos representantes.
Em estudos morfológicos, anatômicos e mesmo moleculares, as
amostras de vegetais precisam estar adequadas, de modo a
permitir a identificação do táxon, bem como a descrição precisa
das suas características. Dominar as técnicas de coleta e
preparação de amostras para estudos morfológicos e anatômicos
faz parte, portanto, das habilidades do profissional que vai estudar
a flora, seja medicinal ou não.
Vamos começar nossos estudos conhecendo a organização dos
grupos vegetais atuais e as características que podem auxiliar na
sua identificação.
Orientação sobre unidade de medida
Em nosso material, unidades de medida e números são escritos
juntos (ex.: 25km) por questões de tecnologia e didáticas. No
entanto, o Inmetro estabelece que deve existir um espaço entre o
número e a unidade (ex.: 25 km). Logo, os relatórios técnicos e
demais materiais escritos por você devem seguir o padrão
internacional de separação dos números e das unidades.
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1 - Principais grupos vegetais e suas
características
Ao �nal deste módulo, você será capaz de identi�car os principais
grupos vegetais.
Conceitos em sistemática
vegetal
Em sistemática vegetal, precisamos dominar alguns conceitos
importantes para compreendermos a classificação das plantas. São
eles:
 Taxonomia
Identifica, descreve, nomeia e classifica um táxon.
 Classi�cação
Categorização hierárquica.
 Sistemática
Estudo das relações parentais entre os diferentes
grupos de plantas, considerando sua história
evolutiva.
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 Táxon
Nome de cada grupo de organismos. Por exemplo:
Cactaceae é o táxon que agrupa todos os gêneros e
espécies de cactos.
 Clado
Qualquer grupo monofilético.
 Grupo mono�lético
Grupo de organismos cujos membros
compartilham um ancestral comum e exclusivo.
 Categoria taxonômica
Nível hierárquico em que um táxon se encontra. Por
exemplo: família é a categoria taxonômica do táxon
Cactaceae.
 Grado
Grupo de organismos cujos membros estão no
mesmo nível de organização, mas não possuem
ancestral comum.
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Sistema de classi�cação
�logenético das plantas
Observe as imagens a seguir, que apresentam uma carqueja, um
girassol e um assa-peixe:
Carqueja
Girassol
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Assa-Peixe
As três plantas pertencem à mesma família botânica: a Asteraceae. Mas
como isso pode ser possível se elas são tão diferentes?
Embora tenham aparência diferente, a carqueja, o girassol e o assa-
peixe compartilham características semelhantes que, apesar de nem
sempre serem facilmente visíveis, fazem com que essas plantas se
tornem membros da mesma família.
Tais plantas são, contudo, de gêneros diferentes: a carqueja é do gênero
Baccharis, o girassol é do gênero Helianthus e o assa-peixe é do gênero
Vernonia. Esse é um agrupamento atual, com base em várias
características, inclusive morfológicas e, principalmente, moleculares.
Mas nem sempre foi assim.
O Species Plantarum, escrito em 1753, serviu de referência para a nomenclatura botânica.
A diversidade dos seres viventes sempre foi alvo de interesse de
filósofos, naturalistas e botânicos ao longo da existência da
humanidade. A busca pelo conhecimento dos organismos e pelo seu
fácil reconhecimento na natureza levou o homem a classificá-los e
nomeá-los.
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No caso das plantas, as primeiras tentativas de classificação foram
realizadas separando os grupos de vegetais de acordo com sua
utilidade – por exemplo: plantas comestíveis, plantas medicinais,
plantas para construção de moradias e plantas para construção de
transporte.
Mais tarde, esses vegetais passaram a ser classificados de acordo com
o seu porte – por exemplo: plantas arbóreas, plantas herbáceas, até que,
por fim, passaram a ser utilizadas características morfológicas para
realizar a sua classificação.
De qualquer forma, sempre se buscou uma forma de sistematizar a
classificação. Até bem pouco tempo, havia vários sistemas de
classificação.
E por que havia mais de uma classificação?
Essa variedade resultava do fato de os estudiosos entenderem de
formas diferentes o modo de agrupar os vegetais, priorizarem
determinado grupo de plantas ou empregarem critérios distintos para a
separação dos grupos.
A partir dos estudos de Darwin sobre evolução, uma nova visão sobre a
relação entre os organismos começou a emergir. Com base nas ideias
de evolução, ancestralidade e história evolutiva dos organismos, surgiu
o sistema de classificação filogenético.
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Manuscritos de Darwin e sua árvore como representação gráfica do relacionamento evolutivo
entre os organismos.
E como funciona esse sistema de classificação?
Esse novo sistema de classificação leva em consideração a história
evolutiva e as relações de parentesco entre os organismos,
considerando ainda o ancestral que os origina. Para isso, são utilizadas
todas as características possíveis de cada indivíduo ou grupo estudado:
morfologia;
anatomia;
fitoquímica;
fisiologia;
DNA e RNA especialmente.03/03/24, 06:03 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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O sistema de classificação filogenético atual das plantas é construído
de forma colaborativa, contando com especialistas em diferentes
grupos vegetais, e não mais de forma individualizada.
Saiba mais
O sistema de classificação usado atualmente para as plantas é o APG
IV (Angiosperm Phylogeny Group – IV). Assim como os sistemas de
classificação anteriores, o APG IV também é hierarquizado, isto é,
organizado dos grupos mais abrangentes para os mais restritos.
Classi�cação dos grupos vegetais
Para análise das plantas medicinais, vamos considerar o grupo de
vegetais que tem a maior representatividade: o das Angiospermas. Esse
é o grupo mais abrangente e representa o grande clado das plantas que
possuem flores e frutos.
Considerando uma classificação organizada da categoria taxonômica
mais abrangente para a mais restrita, temos:
Isso significa que uma ordem é formada por famílias, cada família é
composta de um ou vários gêneros, e cada gênero possui uma ou mais
espécies.
A espécie é a unidade básica da taxonomia. Quando
estudamos uma planta medicinal, estamos, na
verdade, estudando uma espécie medicinal.
Como vimos, para pertencer a determinado grupo ou táxon, uma planta
precisa compartilhar características com outras do mesmo grupo. É
assim que os estudos de sistemática vão agrupando as plantas nos
táxons.
Você deve ter percebido que os nomes das plantas e dos táxons foram
escritos de formas diferentes neste módulo. Vamos entender por que
isso acontece?
Nomenclatura popular e
nomenclatura cientí�ca
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botânica
No nosso exemplo de plantas da família Asteraceae, chamamos as
plantas apresentadas de carqueja, girassol e assa-peixe. Esses são
nomes populares, dados por pessoas comuns, muitas vezes com base
em alguma propriedade observada na planta ou por tradição de
determinada população.
Por exemplo, o girassol acompanha o Sol durante o dia, por isso o nome
dado pelas pessoas comuns para identificá-lo.
Esses nomes podem variar de lugar para lugar e de espécie para
espécie. Isso quer dizer que a mesma espécie pode apresentar nomes
populares diferentes, dependendo da região, assim como espécies
diferentes podem apresentar o mesmo nome, também dependendo da
localidade.
Quando se trata do estudo de plantas medicinais, essa variedade de
nomes pode causar uma enorme confusão, além de trazer riscos para
quem vai utilizar a planta. Vamos analisar alguns exemplos?
A espinheira-santa é uma planta muito conhecida pelos benefícios
proporcionados no tratamento, já cientificamente comprovado, de
gastrite e úlcera. No entanto, além da espécie verdadeira (Maytenus
ilicifolia), outras espécies também são chamadas de espinheira-santa,
como a Sorocea bonplandii. E sabe por que são confundidas? Porque as
duas espécies possuem folhas com espinhos nas suas margens. Veja
nas imagens a seguir:
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Maytenus ilicifolia
Sorocea bonplandii
E o capim-limão? Este é um bom exemplo de uma espécie que tem mais
de um nome popular ou nome vulgar. O capim-limão também é
chamado de capim-cidreira e erva-cidreira. Todos esses nomes fazem
referência à mesma espécie: a Cymbopogon citratus.
A Cymbopogon citratus é reconhecida com o mesmo nome em qualquer
lugar do mundo. Isso acontece porque a construção e a escrita do nome
científico são padronizadas e amplamente divulgadas.
Comentário
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Percebeu por que não podemos tratar as plantas medicinais pelo nome
vulgar?
Devemos sempre usar o nome científico das plantas ao estudá-las, pois
esses nomes são universais.
Código Internacional de
Nomenclatura para Algas, Fungos e
Plantas
Os nomes científicos dados aos táxons são estabelecidos com base em
regras cuja padronização pode ser observada no Código Internacional
de Nomenclatura para Algas, Fungos e Plantas.
Há regras específicas para elaboração dos nomes científicos de cada
categoria taxonômica. Vamos ver como se forma a base de cada nome
dado a um táxon:
Ordem
Deve ser escrita em latim, com a terminação ales. Por exemplo:
Asterales;
Solanales;
Fabales.
Podemos afirmar que esses táxons são da categoria taxonômica
ordem pela terminação ales em cada um deles.
Família
Deve ser escrita em latim, com a terminação aceae. Por exemplo:
Cactaceae;
Orchidaceae;
Bromeliaceae.
Podemos afirmar que todos esses táxons são famílias devido à
terminação aceae em cada um deles.
Gênero
Deve ser escrito em latim. Não há uma terminação específica
para gênero, mas ele deve ser escrito em itálico ou sublinhado,
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com a primeira letra maiúscula. Por exemplo:
Bromelia;
Solanum;
Helianthus;
Baccharis.
Podemos afirmar que esses nomes são gêneros porque estão
padronizados conforme a descrição realizada.
Espécie
Precisamos dar um pouco mais de atenção à espécie. Afinal, ela
é a responsável por conferir autenticidade a qualquer planta
medicinal que estudamos.
Os nomes de espécies também são escritos em latim, mas em
forma de binômio. Nesse caso, o primeiro nome corresponde ao
gênero ao qual a espécie pertence. Já o segundo nome, chamado
epíteto específico, geralmente, corresponde a uma característica
marcante da espécie.
O nome da espécie também deve ser escrito em itálico ou
sublinhado. Por exemplo:
Echinodorus grandiflorus;
Passiflora alata;
Maytenus ilicifolia.
Quando utilizamos o nome de espécies em um trabalho ou
estudo pela primeira vez, sempre devemos indicar o(s) nome(s)
dos(s) autor(es), ou seja, daquele que descreveu e nomeou a
espécie.
Saiba mais
Os nomes de espécies e autores, bem como os sinônimos de espécies,
podem ser confirmados em diferentes bases nomenclaturais, como a
Flora do Brasil e a Base Trópicos.
Conheça e identi�que os
grupos vegetais
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Sabemos que a diversidade da flora no planeta Terra é imensa. Neste
material, reconhecemos quatro grandes grupos de plantas:
Briófitas;
Pteridófitas;
Gimnospermas;
Angiospermas.
Esses grupos foram criados com base nas características
compartilhadas por seus representantes e no que se conhece do
processo evolutivo das plantas terrestres.
A seguir, vamos conhecer as características que os distinguem e, em
sequência, vamos conhecer as Angiospermas com mais detalhes.
Brió�tas
O grupo das Briófitas é formado por vegetais de pequeno porte, com
estrutura delicada, alcançando cerca de 10cm de altura. As plantas
desse grupo necessitam de água para reprodução sexuada, não
possuem sistema vascular, grão de pólen, flor nem fruto.
Os musgos são um exemplo de Briófita.
Briófitas sobre rocha. Sua altura não ultrapassa 7cm.
Pteridó�tas
As Pteridófitas foram os primeiros vegetais a elevarem a sua estatura.
Nesse grupo, surgiu a lignina, que confere rigidez à parede das células, e
também os tecidos vasculares rígidos e resistentes, que dão
sustentação ao corpo das plantas.
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As plantas desse grupo necessitam de água para reprodução sexuada,
não possuem grão de pólen, flores nem frutos.
As samambaias e avencas são exemplos de Pteridófitas.
Samambaias em floresta úmida.
Gimnospermas
No grupo das Gimnospermas,a presença de grãos de pólen e sementes
nuas permitiu a expansão da ocupação das plantas no ambiente
terrestre.
As plantas pertencentes a esse grupo não precisam estar próximas da
água para realizar reprodução sexuada, pois os seus grãos de pólen são
carregados pelo vento ou por animais.
Esse grupo é representado por plantas de grande porte, com sistema
vascular bem desenvolvido. Possuem grãos de pólen e sementes, mas
não possuem flores nem frutos. As suas sementes se desenvolvem em
estruturas denominadas estróbilos, característicos das Gimnospermas.
Os pinheiros e as araucárias são exemplos de gimnospermas.
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Várias araucárias vivendo no alto da serra.
Estróbilos caídos ao chão.
Angiospermas
Assim como as Gimnospermas, as Angiospermas não dependem de
água para reprodução sexuada, pois também possuem grãos de pólen.
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A semente também está presente nas Angiospermas, mas dentro de
frutos, que se originam de flores.
Flores do coqueiro, com alguns frutos em desenvolvimento.
O sistema vascular desse grupo de plantas é bem desenvolvido e
complexo, lignificado, permitindo que grandes árvores se desenvolvam.
Todos os seus representantes têm flores e frutos. A principal
característica diagnóstica desse grupo é a presença de flor. O coqueiro é
um exemplo de Angiosperma.
Ligni�cado
Formado por células cuja parede é impregnada de lignina. A lignificação é o
processo responsável pelo desenvolvimento de aparência lenhosa nas
plantas.
Como pudemos observar, os quatro grupos apresentados têm
características próprias, mas também compartilham alguns atributos.
Sendo assim, para diferenciá-los, temos de focar as características
exclusivas.
A ausência de sistema vascular e a ausência de lignina.
Você sabe quais características separam as briófitas dos
demais grupos? 
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Vamos analisar, agora, as Gimnospermas e as Angiospermas. Os grãos
de pólen e as sementes, por si, não são características que nos
permitem diferenciar um grupo do outro. No entanto, o fato de as
sementes serem nuas é característico das Gimnospermas. As sementes
abrigadas em frutos, por sua vez, são características das Angiospermas.
O grupo das Angiospermas possui muitas plantas medicinais que,
atualmente, são usadas na fitoterapia. Essas plantas se dividem em dois
grupos principais: Monocotiledôneas e Eudicotiledôneas.
Conhecer as características que distinguem esses dois grupos é
importante para garantir o estudo ou o uso da planta autêntica. São
características simples, que conseguimos observar a olho nu. Vamos
conhecê-las?
Características diagnósticas das
Monocotiledôneas
Dentro do grande clado das Monocotiledôneas estão as bromélias, as
orquídeas, as bananeiras, os coqueiros, o gengibre, a cana-do-brejo, a
cana-de-açúcar, o milho, o alho e a cebola, por exemplo.
As Monocotiledôneas possuem as seguintes características
diagnósticas:
Flores trímeras
As Monocotiledôneas possuem flores trímeras, ou seja, possuem peças
florais em número de três ou seis unidades. Observe a flor do lírio,
apresentada a seguir. Ela possui seis tépalas e, internamente, seis
estruturas com o ápice marrom, o que é bastante característico de uma
flor de Monocotiledônea.
Flor de lírio.
Folhas paralelinérveas
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As nervuras das folhas de Monocotiledôneas têm um padrão paralelo.
Observe as folhas do pé de milho abaixo.
Um só cotilédone
O embrião de Monocotiledôneas só desenvolve um cotilédone, como
podemos ver na semente do milho.
Embrião de semente de milho com um cotilédone.
Raízes adventícias, fasciculadas
Nas Monocotiledôneas, as raízes definitivas não se originam de uma
raiz primária do embrião, mas a partir da base do caule. Sendo assim,
todas têm quase o mesmo tamanho e espessura, nenhuma se destaca.
As raízes de capim, cebolinha e cebola são bons exemplos.
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Raiz adventícia de pé de cebola jovem.
Feixes vasculares dispersos no tecido fundamental do
caule
Essa característica que só pode ser observada no microscópio, a partir
do corte transversal do caule de Monocotiledôneas.
Corte transversal de caule de Monocotiledônea.
Além disso, as Monocotiledôneas ainda apresentam grãos de pólen
monoaperturados, característica que não conseguimos observar com
facilidade.
Monoaperturados
Grãos de pólen monoaperturados são aqueles que só possuem uma
abertura, podendo ela ser um sulco ou mesmo um poro.
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Características diagnósticas das
Eudicotiledôneas
As Eudicotiledôneas possuem as seguintes características
diagnósticas:
Flores tetrâmeras ou pentâmeras
As Eudicotiledôneas possuem flores tetrâmeras ou pentâmeras, ou seja,
possuem as peças florais em número de 4 ou 5 unidades (e seus
múltiplos). Observe a flor do hibisco. Ela tem cinco pétalas e, no alto da
estrutura central, possui cinco ápices vermelhos escuros.
Flor de hibisco, uma Eudicotiledônea.
Folhas reticuladas
As nervuras das folhas de Eudicotiledôneas distribuem-se na lâmina
foliar em um padrão de rede, bastante ramificado. Observe as folhas do
tabaco.
Folhas reticuladas de tabaco.
Dois cotilédones
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Os embriões de Eudicotiledôneas desenvolvem dois cotilédones com
material de reserva. Observe o embrião de feijão.
Embrião de feijão evidenciando os dois cotilédones.
Raízes pivotantes, axiais
As raízes definitivas originam-se do embrião, desenvolvendo um eixo
principal, de onde partem ramificações com tamanhos e espessuras
sucessivamente menores que a principal.
Observamos esse tipo de raiz no coentro, no tomateiro, no girassol, nos
pés de quiabo e de berinjela, na goiabeira e na laranjeira, por exemplo. O
limoeiro, cujas raízes podem ser observadas a seguir, também é um
exemplo.
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Raiz axial de limoeiro.
Feixes vasculares organizados no tecido fundamental do
caule jovem, formando um anel
Essa é uma característica que só pode ser observada no microscópio, a
partir do corte transversal do caule. Veja a seguir:
Corte transversal do caule jovem de uma Eudicotiledônea.
Além dessas características, as Eudicotiledôneas possuem grãos de
pólen triaperturados, característica que só observamos ao microscópio.
Para determinarmos se uma planta é Monocotiledônea ou
Eudicotiledônea, devemos observar o máximo de características
possível.
Triaperturados
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Um grão de pólen triaperturado é típico de eudicotiledôneas e deve possuir
três aberturas.
Observe esta imagem de uma espécie da família Crassulaceae. Ela é
uma Eudicotiledônea, porém suas flores possuem 6 pétalas. Ao
analisarmos melhor as outras partes desta planta, como as folhas e as
raízes, teremos certeza de que realmente não se trata de uma
Monocotiledônea.
Flores de Crassulaceae, uma suculenta, Eudicotiledônea.
Diagnose e identi�cação de
Monocotiledônea e de
EudicotiledôneaNeste vídeo, a especialista demonstra, em laboratório, o processo de
análise e diagnose de duas espécies, uma de Monocotiledônea e outra
de Eudicotiledônea, mostrando as características observadas para a
identificação.

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Falta pouco para atingir seus objetivos.
Vamos praticar alguns conceitos?
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Questão 1
Realize a correspondência correta entre o táxon e sua respectiva
categoria taxonômica e, em seguida, assinale a opção correta.
1. Espécie
2. Gênero
3. Família
4. Ordem
A. Bignoniaceae
B. Zingiberales
C. Zea mays
D. Peumus
Parabéns! A alternativa C está correta.
O nome da espécie é sempre um binômio, escrito em itálico ou
sublinhado. Já o nome do gênero é sempre escrito em itálico ou
sublinhado. Por fim, o nome da família sempre terminará em aceae,
e o nome da ordem sempre terminará em ales.
Questão 2
A lignina é uma característica que está presente nos tecidos
vasculares de Pteridófitas, Gimnospermas e Angiospermas. Sendo
assim, não é adequada para fazer a distinção entre os grupos de
A 1-A; 2-B; 3-C; 4-D.
B 1-D; 2-C; 3-A; 4-B.
C 1-C; 2-D; 3-A; 4-B.
D 1-C; 2-D; 3-B; 4-A.
E 1-A; 2-C; 3-D; 4-B.
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plantas vasculares. Outras características, exclusivas de cada
grupo, devem ser usadas para justificar a sua determinação. A
alternativa em que é apresentada uma característica exclusiva de
Gimnospermas é:
Parabéns! A alternativa C está correta.
O estróbilo é uma estrutura reprodutora que ocorre apenas em
Gimnospermas, por isso, é uma característica diagnóstica desse
grupo de plantas.
A Flor
B Fruto
C Estróbilo
D Semente
E Grão de pólen
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2 - Coleta e preparação de amostras botânicas
macroscópicas
Ao �nal deste módulo, você será capaz de descrever as técnicas de
coleta e preparação de amostras macroscópicas.
Características das coletas
de acordo com os objetivos
A coleta botânica de amostras é feita com diferentes objetivos:
levantamento das espécies botânicas existentes em uma região;
estudos fitoquímicos;
estudos farmacológicos;
estudos etnobotânicos e etnofarmacológicos;
estudos anatômicos.
De acordo com os objetivos de determinada coleta, as amostras
botânicas recebem preparações diferentes. Vamos conhecer essas
preparações a seguir, exceto as de estudos anatômicos, que serão
vistas separadamente, em módulo específico.
Coleta do material testemunho
Quando realizamos coletas para levantamento da flora de uma região
(estudo etnobotânico ou etnofarmacológico), as amostras coletadas
são utilizadas para identificação das espécies.
Essas amostras, chamadas de material testemunho, devem ser de
ramos férteis, isto é, ramos com flores, folhas e, se possível, frutos.
Devem ter o máximo possível de flores abertas e íntegras.
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As características das flores são altamente conservativas, por isso, por
meio delas, podemos determinar a espécie da planta com mais
facilidade. As folhas, por sua vez, são muito plásticas e suas
características se modificam de acordo com o ambiente, principalmente
devido a fatores como luminosidade e disponibilidade de água para a
planta.
Atenção!
A coleta do material testemunho é obrigatória mesmo em estudos
fitoquímicos, farmacológicos ou anatômicos, conferindo validade ao
processo.
Ferramentas para coleta e
herborização do material
testemunho
As ferramentas a serem utilizadas em campo para realizar a coleta de
material testemunho são as seguintes:
Caderno de coleta e lápis.
GPS.
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Tesoura de poda e podão.
Luvas, para coleta de plantas
com espinhos.
Sacos plásticos.
Borrifador com álcool 92%.
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Jornal e folhas de papelão.
Corrugado de alumínio.
Prensa de madeira.
Cordão ou cinto.
Câmera fotográfica.
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Durante os procedimentos de preparação, as amostras perdem muitas
características, como cor, odor, textura e pilosidade. Sendo assim, todos
os registros e anotações de características observáveis nas amostras
devem ser feitos em campo, com auxílio de caderno de coleta e lápis.
Cada amostra coletada deve receber um número sequencial com sua
respectiva descrição. Se coletarmos três ou quatro ramos férteis da
mesma planta, devemos considerar uma única coleta e registrá-la com
apenas um número.
Com o auxílio do GPS, devemos anotar a localização da planta. As
características do local e a posição em que a planta estava – em beira
de trilha ou estrada, no interior da mata, sobre árvore, sobre rocha –
também devem ser registradas, considerando todos os detalhes do
ambiente.
Coletor anotando as observações sobre a amostra.
A retirada do ramo fértil da planta pode ser realizada de diversas
maneiras. Caso a planta esteja ao alcance do coletor, uma tesoura de
poda afiada pode ser utilizada. Caso o ramo esteja no alto de uma
árvore de até 4m, o podão é a ferramenta ideal. Quando a altura da
árvore excede os 4m, pode ser necessário escalar a árvore.
Coleta de ramo com tesoura de poda.
Atenção!
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Independentemente da técnica usada, devemos tomar muito cuidado
para não danificar a amostra.
Quando coletamos várias amostras no mesmo local, usamos sacos
plásticos para guardá-las e levá-las para preparação. Devemos ter vários
sacos plásticos para não juntar muitas amostras em apenas um.
Após a coleta, devemos iniciar o processo de herborização. Por meio
desse processo, preparamos a amostra botânica para guardá-la por
muitos anos.
A técnica de herborização deve ser bem executada, de modo a permitir a
observação futura de todos os detalhes morfológicos que possibilitem a
determinação da amostra.
E você sabe como é realizada a herborização?
A herborização é realizada em uma prensa, aparelho que facilita o
processo de secagem das plantas. Para executá-la, devemos ter à
disposição folhas de jornal, borrifador com álcool 92%, corrugado de
alumínio, folhas de papelão, prensa, corda ou cinto e uma estufa.
Inicialmente, devemos abrir uma ou duas folhas de jornal, ou outro papel
absorvente, para acomodar o ramo fértil. Cada folha de jornal deve
conter apenas uma amostra de ramo fértil.
A colocação do ramo deve obedecer aos seguintes procedimentos:
Sempre acomodar as flores
abertas, de modo que todas as
estruturas possam ser
analisadas.
Colocar parte das folhas com a
face superior voltada para cima,
e outra parte com a face inferior
voltada para cima – geralmente,
essas faces apresentam
características diferentes.
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Preparação de amostra botânica para herborização.
Após acomodarmos a amostra, podemos borrifar álcool 92%, o que
ajuda a acelerar o processo de secagem e mata alguns organismos
indesejados, como fungos e insetos. Em seguida, fechamos ojornal,
fazendo uma espécie de envelope ou apenas o dobrando sobre a
amostra.
Cada jornal deve ser corretamente identificado com o número da coleta
correspondente. Isso evita que registros sejam perdidos, e conforme as
amostras ficam prontas, devemos colocá-las, uma sobre a outra, em um
dos lados da prensa.
Não há um número máximo possível de amostras a ser colocado na
prensa.
Dica
Colocar uma folha de papelão ou de corrugado entre as amostras ajuda
a obter uma secagem mais eficiente.
Dobrar, cuidadosamente, as
folhas muito longas uma vez,
sem danificar a amostra.
Se o ramo for maior que a folha
de jornal, dobrar o caule e dispor
em “V”, sem danificar a amostra.
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Prensa de herborização com amostras, papelão e corrugado, amarrada com corda.
Depois de colocarmos todas as amostras na prensa, posicionamos
sobre elas o outro lado da prensa e passamos a corda ou o cinto em
volta, amarrando-o fortemente, para que fique bem apertado.
Em seguida, levamos a prensa para a estufa a uma temperatura de
cerca de 54°C e deixamos o material ali até que fique totalmente seco.
Não podemos descuidar das amostras, pois, geralmente, elas possuem
consistências, espessuras e carnosidade diferentes, o que as faz secar
em mais ou menos tempo. Sendo assim, diariamente, devemos retirar a
prensa da estufa para analisar cada amostra. As que estiverem
totalmente secas, podem ser retiradas. As que ainda apresentarem
alguma umidade, precisam retornar à estufa para que o processo de
herborização seja finalizado.
Normalmente, as amostras saem de campo trazendo alguns
contaminantes, como insetos, ovos de insetos e fungos. Esses
organismos podem danificar as amostras com o passar do tempo: os
fungos deterioram e apodrecem as amostras, e os insetos, geralmente,
alimentam-se das amostras.
Amostra com pequenos ovos de inseto.
Recomendação
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Ainda que coloquemos álcool, muitos organismos permanecem vivos
nas amostras. Para protegê-las, podemos colocá-las em um freezer
após saírem da estufa. Podem ser necessárias de 72 horas a uma
semana para eliminar organismos que ainda estejam presentes.
Ao final do processo, as amostras estão prontas para serem guardadas.
Herborização de amostras
botânicas
Neste vídeo, a especialista demonstra o processo de preparação de
amostras botânicas para a herborização.
Guarda do material
testemunho em um herbário
Todo material testemunho que faça parte de um estudo ou pesquisa
precisa ser identificado, registrado e guardado em uma coleção
biológica de uma instituição chamada herbário. Só assim, o estudo ou a
pesquisa terá validade.
O herbário é uma instituição oficial, depositária do patrimônio genético
da flora. Nele, são desenvolvidas pesquisas de diferentes campos da
Botânica.
Os principais objetivos de um herbário são o registro, a guarda e a
manutenção de amostras botânicas para consulta, empréstimo e
permuta.
Em geral, os herbários possuem amostras de plantas herborizadas,
sementeca, carpoteca, banco de DNA e xiloteca.

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Sementeca
Coleção de sementes.
Carpoteca
Coleção de frutos.
Xiloteca
Coleção de lenho ou madeira.
Parte da sementeca municipal de Sororcaba, SP.
Xiloteca do Laboratório de Produtos Florestais do Serviço Florestal Brasileiro.
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Amostra de Catharanthus roseus em exsicata no Herbário da Unirio.
No herbário, as plantas herborizadas são depositadas em forma de
exsicata: forma padrão de montagem de amostra botânica para
incorporação em uma coleção de herbário.
A exsicata compreende uma folha de cartolina branca chamada camisa,
com as medidas padrão de 30cm de largura por 40cm de comprimento.
Na camisa, a amostra é presa firmemente, com pequenas tiras de fita
gomada comum ou própria para exsicata. Também pode ser costurada
com linha 10.
Após a herborização, as amostras podem seguir dois caminhos:

Serem levadas ao
herbário ainda
embaladas nas folhas
de jornal.

Serem montadas em
exsicatas para, em
seguida, serem levadas
ao herbário.

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No primeiro caso, a montagem das exsicatas é feita no próprio herbário,
com seu material padronizado. No segundo caso, devemos seguir a
técnica padrão para a montagem da exsicata. Para isso, o seguinte
material é necessário:
cartolina branca para prender as amostras;
papel manilha, pardo ou outro com essas características para
montar a proteção da amostra;
fita gomada ou linha 10 e agulha para linha 10;
etiqueta padronizada do herbário.
Depois de prendermos a amostra na camisa, devemos fazer uma saia
nas medidas padrão de 32cm de largura e 42cm de altura.
A saia é uma capa que protege a amostra. Depois de colocada dentro da
saia, a exsicata é guardada em armários especiais, em ambiente
climatizado, para evitar a proliferação de fungos e insetos que possam
danificar as amostras.
Exsicata de Aroeira (Schinus therebinthifolium) com camisa e dentro da saia.
Curiosidade
O Brasil hospeda o maior herbário da América Latina: o Herbário do
Jardim Botânico do Rio de Janeiro (RB), com mais de 700.000 amostras
de plantas registradas.
O primeiro herbário brasileiro foi o Herbário do Museu Nacional (R), mas,
atualmente, há muitas outras importantes instituições como essas,
responsáveis por guardar exemplares da nossa flora, bem como de
floras estrangeiras. As principais se encontram no Pará, em São Paulo,
em Santa Catarina e em Minas Gerais.
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Além disso, há uma rede por meio da qual se conectam diversos
herbários nacionais e estrangeiros: o Jabot, sob a curadoria do Herbário
do Jardim Botânico do Rio de Janeiro. Qualquer pessoa pode consultar
o Jabot, analisar as exsicatas nele existentes e usá-las em seus
estudos, pois a resolução das imagens digitalizadas é de excelente
qualidade.
Quando a exsicata é entregue em um herbário, a espécie é determinada
por um especialista – caso ainda não tenha sido identificada – recebe o
seu número de registro e é incluída na coleção. Lá, a espécie ficará
guardada por tempo indeterminado, disponível para consulta por
qualquer pesquisador, seja presencialmente, seja pelas imagens
digitalizadas, caso o herbário esteja na rede.
Coleta de amostras
botânicas para �toquímica e
farmacologia
Qualquer substância que entrar em contato com a amostra vai invalidá-
la, por alterar a sua composição química. Sendo assim, as amostras
para estudos fitoquímicos ou farmacológicos precisam de alguns
cuidados.
O que e como coletar
Quando vamos a campo coletar amostras para fitoquímica ou
farmacologia, devemos saber, com antecedência, que parte da planta
será usada. Dessa forma, podemos levar o material adequado.
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Se a coleta for de folhas, flores ou frutos, devemos levar:
sacos plásticos;
tesoura de poda.
Se a coleta for de cascas, devemos levar:
sacos plásticos;
facão.
Se a coleta for de caules e raízes, devemos levar:
sacos plásticos;
facão, machadinho;
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pá para cavar.A quantidade de amostra deve ser muito grande, medida em quilos. É
preciso saber exatamente o que vai ser feito, pois podem ser
necessários dois quilos, cinco quilos, 10 quilos ou uma quantidade
ainda maior de amostra.
Dica
O ideal é que a amostra seja retirada de apenas um indivíduo, para não
corrermos o risco de misturá-la com uma espécie diferente.
Todo o material coletado deve ser acondicionado em sacos plásticos e
logo levado ao laboratório. Desse modo, não damos tempo de
crescerem microrganismos ou fungos.
Amostras de raiz sem casca e de folhas de ginseng.
Em laboratório, devemos verificar o protocolo a ser usado para dar
sequência correta aos procedimentos. Dependendo da técnica padrão, o
material pode precisar passar por secagem em estufa ou secar em
temperatura ambiente.
É importante ter em mente que os estudos fitoquímicos e
farmacológicos trabalham com o extrato das plantas. Sendo assim,
devemos conhecer todos os protocolos a serem usados e ter todo o
cuidado para que as amostras não entrem em contato com substâncias
que não devem fazer parte dos extratos.
Atenção!
Para garantir que estamos trabalhando com a planta certa, além do
material para as análises fitoquímicas e farmacológicas, precisamos
coletar o material testemunho para depósito em herbário.
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Falta pouco para atingir seus objetivos.
Vamos praticar alguns conceitos?
Questão 1
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A herborização é um processo por meio do qual as amostras de
material testemunho precisam passar para serem preservadas por
um período bastante longo. Na etapa de secagem, as amostras vão
para a estufa
Parabéns! A alternativa D está correta.
As amostras são herborizadas dentro de folhas de jornal ou outro
papel absorvente e comprimidas em prensas de madeira, para que
fiquem bem achatadas. Dessa forma, ficarão preservadas por um
longo período.
Questão 2
Saímos a campo para coletar amostras para um novo estudo
fitoquímico das cascas do caule da espécie Sorocea bonplandii.
Precisamos de cinco quilos de amostras de casca para fazer as
extrações, além do material testemunho.
Assinale a opção que descreve corretamente o material testemunho
a ser coletado:
A
soltas, separadas umas das outras, dentro de
bandejas de aço.
B
soltas, separadas umas das outras, dentro de
suportes de papel.
C
colocadas diretamente sobre corrugados de
alumínio.
D
dentro de folhas de jornal, comprimidas em prensas
de madeira.
E
dentro de folhas de jornal soltas, dispostas em
bandejas de aço.
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Parabéns! A alternativa C está correta.
O material testemunho é aquele que permite a correta identificação
da espécie e deve ser depositado em um herbário. Por meio das
flores de um ramo fértil, é possível identificar a espécie com mais
facilidade.
3 - Coleta e preparação de amostras botânicas
para microscopia
Ao �nal deste módulo, você será capaz de descrever as técnicas de
coleta e preparação de amostras para microscopia.
A 50g das cascas mais externas.
B 50g das cascas mais internas.
C Um ramo fértil íntegro.
D Um ramo estéril com folhas.
E Um ramo estéril sem folhas.
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Como coletar e conservar
cada órgão vegetal para
estudo anatômico
Nos estudos anatômicos, as amostras podem ser frescas ou fixadas.
A coleta de amostras frescas deve ser feita pouco antes de as lâminas
serem preparadas, para não haver deterioração de células e tecidos.
Caso não possamos montar as lâminas logo após a coleta, devemos
usar técnicas que preparem e conservem as amostras por um maior
período.
Todos os órgãos vegetais podem ser coletados e conservados, desde
que aplicadas as técnicas corretas.
Recomendação
Todas as amostras vegetais para estudo anatômico devem ser fixadas
no local de coleta assim que retiradas da planta matriz. A fixação
imediata permite a paralização dos processos vitais da célula e evita a
autólise, mantendo a integridade de todas as estruturas.
Autólise
Processo de autodestruição da célula.
O material a ser levado a campo para coleta de amostras para estudo
anatômico é o seguinte:
frascos de vidro com tampa;
fixador;
canivete ou faca pequena e tesoura de poda;
papel;
lápis.
Dica
Geralmente, o fixador usado é o Formaldeído-Ácido acético-Álcool 50%
(FAA-50) ou Formaldeído-Ácido acético-Álcool 70% (FAA-70). O álcool
70% também pode ser usado como fixador, mas é menos efetivo que o
FAA.
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Devemos encher os frascos com fixador em campo, antes da coleta,
com quantidade suficiente para cobrir completamente as amostras.
Os órgãos das plantas possuem características diferentes de
desenvolvimento, textura e tamanho, exigindo técnicas específicas de
coleta.
Por exemplo, as raízes e os caules podem apresentar dois tipos de
crescimento: o primário e o secundário. Cada um deles exige uma
técnica própria de coleta. As folhas, as flores e os frutos também
demandam técnicas diferentes de coleta, conforme as suas
características.
Independentemente das suas particularidades, assim que for coletado, o
órgão deve ser mergulhado no fixador e ali ser mantido de 48 a 72
horas. O tempo de imersão deve ser suficiente para fixação de todos os
tecidos. Órgãos mais delicados, como folhas e flores, podem ficar
imersos por 48 horas no fixador. Já órgãos mais rígidos ou suculentos,
devem permanecer no líquido por 72 horas.
Após o tempo de fixação, as amostras devem ser mergulhadas no álcool
70%, para conservação por tempo indeterminado. Periodicamente, o
álcool 70% deve ser trocado.
É importante destacar que, durante a coleta, amostras da mesma
espécie – ainda que sejam órgãos diferentes – podem ficar juntas em
um mesmo frasco, desde que devidamente identificado. Para realizar a
identificação, devemos escrever a lápis o nome da espécie ou o número
da coleta em um papel branco. Em seguida, devemos colocar esse papel
dentro do frasco, junto com a amostra.
Curiosidade
Você sabe por que a escrita deve ser a lápis e o papel deve ficar
mergulhado dentro do frasco?
O grafite é resistente aos reagentes, não borra nem apaga. Colocando o
papel dentro do frasco, não corremos o risco de perdê-lo.
Coleta de folhas
As folhas adequadas para estudos anatômicos são as maduras e
plenamente expandidas, que encontramos entre o 4º e o 6º nó,
contando a partir da gema apical.
Observe o boldo miúdo (Plectranthus neochilus) ao lado. As folhas do 4º
ao 6º nó estão marcadas em vermelho.
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Folhas do 4º ao 6º nó do boldo, adequadas para coleta.
Se couberem no frasco sem serem dobradas ou amassadas, as folhas
devem ser fixadas inteiras.
Nunca dobre as folhas, pois isso irá danificá-las. Se as folhas da sua
coleta forem grandes ou maiores que o frasco, corte-as
transversalmente, em quantos fragmentos forem necessários, de forma
que caibam no frasco.
Folhas pequenas inteiras e folhas grandes cortadas, para fixação
Folhas muito grandes, como as de muitas bromélias ou as da taioba,
devem ser cortadas nas regiões usuais de corte anatômico para fixação
adequada.
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Regiões usuais de cortes anatômicos em folhas.
Coleta de raize caule
As raízes ficam, em geral, enterradas, presas aos grãos do solo. Quando
aéreas, ficam presas ao substrato, que pode ser o caule de outra planta,
uma rocha ou mesmo uma parede.
O corpo primário da raiz fica nas extremidades, sendo uma região de
difícil coleta. As regiões do corpo primário do caule, por sua vez, são
bem mais acessíveis, pois são aéreas.
Sejam de raiz ou caule, sempre que coletadas, as amostras devem ser
fixadas imediatamente em FAA.
Atenção!
Lembre-se de que os caules possuem folhas. Quando a amostra que
nos interessa é o caule, devemos dispensar as folhas antes de
mergulhá-lo no fixador.
As regiões de corpo secundário, seja de caule ou de raiz, precisam
passar por um processo de amolecimento antes de serem mantidas no
conservante.
Assim que coletadas, devem ser submersas em uma solução
amolecedora de glicerina: álcool etílico 70% - 1:1 (v:v), para degradação
de substâncias que tornam esses órgãos rígidos, o que dificulta e
prejudica os cortes.
O material deve ficar nessa solução o tempo necessário para o seu
amolecimento. Não há período determinado. No entanto, devemos
começar a verificar o grau de amolecimento uma semana após a
imersão na solução.
Quando estiverem bem macias, as amostras devem ser transferidas
para o conservante.
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Essa mesma técnica deve ser aplicada às cascas, que, em geral, ficam
menos tempo na solução amolecedora.
Coleta de �ores e frutos
Os estudos anatômicos das flores, para análise das peças florais, devem
ser feitos em botões florais jovens. Se o objetivo for analisar a
arquitetura de pétalas ou sépalas, devem ser obtidas flores abertas
íntegras.
Já os frutos devem ser coletados ainda em início de desenvolvimento.
Amostras tanto de flores quanto de frutos devem ser submetidas ao
fixador assim que coletadas e, em seguida, transferidas para o
conservante.
Execução de cortes
histológicos
Os cortes de amostras vegetais devem ser precisos e bem executados
quando da preparação de lâminas histológicas. Dessa forma, o material
adequado pode ser obtido para observação em microscópio.
Existem diferentes técnicas de preparação de amostras para corte,
como o emblocamento em resina ou em parafina e o corte à mão livre.
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Há também equipamentos que nos auxiliam a realizar o corte, como os
micrótomos.
Pela praticidade, pelo baixo custo e pela agilidade na obtenção das
lâminas, vamos estudar a técnica de corte à mão livre.
Preparação da amostra para corte à
mão livre
Para que o material seja adequado à observação em microscópio, os
cortes devem ser ultrafinos e retos. Desse modo, não há sobreposição
de camadas de células, o que prejudica a visualização.
Precisamos de bastante destreza quando usamos as ferramentas
adequadas para corte histológico. Além disso, devemos ser precisos na
execução dos cortes. Algumas pessoas possuem tamanha habilidade
que conseguem fazer cortes finos e precisos logo na primeira tentativa.
Outras, contudo, precisam praticar insistentemente até alcançar a
destreza necessária.
Quando as amostras são espessas ou muito robustas, como as de
folhas suculentas ou de raízes e caules, podemos segurá-las
diretamente na mão e cortá-las. No entanto, quando a amostra é
delicada, precisamos usar um suporte, de forma a dar firmeza à
execução do corte e prevenir acidentes com os dedos.
Para realizarmos os cortes de amostras botânicas e montarmos as
lâminas, precisamos do seguinte material na bancada de trabalho:
amostras em frascos com conservante;
lâmina de aço para barbear ou bisturi bem afiados;
placa de petri contendo água destilada;
pincel n° 2;
suporte para corte, que pode ser: cubo de isopor, medula de
pecíolo de embaúba ou de cenoura.
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Placa de petri.
Se o material for delicado, antes de iniciarmos os cortes, precisamos
preparar o suporte de acordo com a amostra. Os cubos de isopor ou
cilindros de embaúba não podem ultrapassar 3cm de comprimento. Eles
devem ser cortados ao meio, para que a amostra seja posicionada entre
eles.
Se a amostra for de uma folha ou pétala, basta posicionarmos a
amostra entre as partes do suporte e executar os cortes. Se for uma
amostra cilíndrica, como a de uma raiz, um caule, botões florais ou
frutos, devemos fazer uma canaleta em um dos lados do suporte para
encaixar a amostra, o que dará firmeza para execução dos cortes.
Etapas do preparo do suporte para corte à mão livre.
A placa de petri deve estar com água e o pincel deve estar disponível no
momento dos cortes. A água servirá para duas coisas: molhar o pincel
para manter o local de corte hidratado e receber os cortes obtidos para
não desidratarem.
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Com a amostra posicionada, devemos segurar firme o suporte e iniciar
os cortes em movimento único. O movimento de serrote pode danificar
os tecidos.
A lâmina de aço deve estar afiada, o que facilitará bastante a execução
do corte.
Atenção!
Cortes espessos e enviesados não permitem boa visualização ao
microscópio. Segurar o suporte que contém a amostra bem firmemente
ajuda a garantir a precisão dos cortes.
Tipos de corte
Se as amostras forem laminares, como as de folhas e pétalas, podem
ser feitos cortes:
paradérmicos;
longitudinais;
transversais.
O tipo de corte a ser usado dependerá do que queremos observar. No
entanto, geralmente, nesse tipo de material, só obteremos uma visão
completa das características anatômicas se fizermos todos os tipos de
corte.
Cortes paradérmico, longitudinal e transversal em folhas.
Saiba mais
No controle de qualidade de drogas vegetais à base de folhas, os cortes
mais empregados são os paradérmicos e os transversais.
Quando as amostras são cilíndricas, como as de raízes e caules, três
tipos de corte devem ser executados:
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transversal;
longitudinal tangencial;
longitudinal radial.
Em botões florais e frutos, são executados apenas os cortes transversal
e longitudinal.
Tipos de corte realizados em amostras cilíndricas.
Independentemente da amostra ou do tipo de corte, faça sucessivos
cortes, do modo mais fino e reto possível. Conforme for obtendo os
cortes na lâmina, coloque-os, com auxílio do pincel, na água da placa de
petri imediatamente.
Faça vários cortes e selecione os melhores para prosseguir. O próximo
passo envolve o preparo e a montagem das lâminas.
Preparação de lâminas
histológicas
Todos os cortes devem passar por processo de coloração. Os corantes
evidenciam as paredes celulares, revelando a forma e o tamanho das
células, bem como a organização dos tecidos dentro do órgão vegetal.
Técnica de coloração dos cortes
Para obtermos uma visualização clara dos contornos das células,
precisamos retirar seus conteúdos e pigmentos. Só depois disso,
podemos aplicar o corante.
A coloração dos cortes pode ser executada de duas formas:
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Esta técnica é ideal quando temos poucos cortes para corar.
Esta técnica é ideal quando temos muitos cortes para corar.
Soluções para coloração de amostras histológicas vegetais com corantes aquosos.
A seguir, apresentamos as etapas do processo de coloração de cortes:
Diafanização, despigmentação ou clareamento
Começamos o processo mergulhando os cortes em hipocloritoa
20% ou 30% durante o tempo necessário para que fiquem
totalmente transparentes.
A ação do hipoclorito consiste na retirada de todo o pigmento e
dos componentes celulares.
Diferenciação/desidratação
1. Usando apenas um vidro de relógio para executar todas
as etapas 
2. Usando diferentes recipientes para executar cada etapa 
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Na etapa seguinte, os cortes passam por três enxágues de um
minuto cada, para que todo o hipoclorito seja retirado.
Se o corante que vamos usar for aquoso, devemos mergulhar os
cortes durante dois minutos na etapa de diferenciação, em uma
solução de ácido acético 1%, seguido de dois enxágues de um
minuto cada, para preparar as células para a entrada do corante.
Caso o corante a ser usado seja alcoólico, os cortes não passam
pela diferenciação, mas devem ser submetidos a três minutos de
etanol 70%, seguido de três minutos em etanol 50%, na etapa
denominada desidratação.
Coloração
Os corantes geralmente usados em lâminas de histologia vegetal
são:
azul de toluidina a 0,03% (corante aquoso);
safrablau (alcoólico);
safranina hidroalcóolica (alcoólico).
O tempo de permanência no corante depende do tipo de corante
usado.
Se for o azul de toluidina, os cortes devem permanecer
mergulhados no corante de 30 a 40 segundos. Em seguida,
devem ser mergulhados em água abundante, até que o excesso
de corante pare de sair.
Se o corante for o safrablau, os cortes devem permanecer
mergulhados por um minuto e, logo em seguida, devem ser
enxaguados em álcool 70%, para retirar o excesso de corante. O
mesmo deve ser feito para a safranina.
Técnica de montagem das lâminas
Para montagem das lâminas, precisamos do seguinte material:
lâminas de vidro;
lamínulas de vidro;
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pincel ou pinça;
água glicerinada (glicerina 10%).
Com o material em mãos, após o enxágue dos cortes, siga as etapas a
seguir:
Depois de passarem pelo último
enxágue, os cortes devem ser
transferidos para uma lâmina de
vidro e dispostos lado a lado na
lâmina. Faça isso com ajuda de
pincel ou pinça. O ideal é que
sejam colocados de três a seis
cortes em cada lâmina,
dependendo do tamanho dos
cortes.
Os cortes devem ser
posicionados a partir do centro
da lâmina. Depois de acomodá-
los, devemos pingar uma gota de
água glicerinada sobre cada um
e depositar a lamínula,
encostando um dos seus lados
na gota de água glicerinada.
Em seguida, devemos aguardar
que o líquido se espalhe no
bordo da lamínula e, então,
deixá-la descer lentamente, para
que não haja formação de
bolhas.
Quando a lamínula estiver
completamente aderida à
lâmina, devemos lutá-la (vedá-la)
usando esmalte transparente.
I i á
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Técnica de corte à mão livre
e a preparação de lâminas
histológicas
Neste vídeo, a professora Regina Braga apresenta, utilizando um
laboratório de microscopia, as técnicas de corte à mão livre, coloração
das amostras e montagem das lâminas histológicas.
Isso proporcionará o
aproveitamento da lâmina por
mais tempo. A lâmina está
pronta! Agora, é só observar a
amostra no microscópio.

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Falta pouco para atingir seus objetivos.
Vamos praticar alguns conceitos?
Questão 1
No momento em que coletamos amostras do corpo secundário de
um caule ou de uma raiz, devemos mergulhá-las em uma solução
de glicerina-álcool 70% (1:1) para
A diafanização.
B hidratação.
C diferenciação.
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Parabéns! A alternativa E está correta.
O corpo secundário de caules e raízes é uma estrutura rígida e, por
isso, precisa ficar vários dias mergulhado em glicerina-álcool 70%
(1:1) para que amoleça.
Questão 2
Nas técnicas empregadas para coloração de cortes histológicos
vegetais, a etapa de diafanização corresponde a
Parabéns! A alternativa D está correta.
A diafanização é a primeira etapa de preparação das células para
recebimento dos corantes, o que possibilitará uma boa visualização
dos seus envoltórios. Essa etapa compreende a despigmentação,
com retirada total de pigmentos e outras estruturas celulares.
D desidratação.
E amolecimento.
A retirada do excesso de ácido acético.
B desidratação para entrada do corante.
C utilização de ácido acético 1%.
D despigmentação dos cortes.
E entrada de água nas células.
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Considerações �nais
Este conteúdo nos possibilitou conhecer um pouco mais sobre as
plantas. Nele, vimos que, desde a Antiguidade, esses vegetais vêm
sendo organizados em grupos, o que facilita o seu reconhecimento e a
sua identificação na natureza.
Vimos também que o atual sistema de classificação das plantas é o
filogenético. Esse sistema considera a história evolutiva e as relações
de parentesco entre as plantas.
Entendemos a necessidade de sempre usar os nomes científicos das
espécies, que são universais, e não os nomes vulgares ou populares,
que mudam de local para local e podem comprometer a garantia de
autenticidade do material que está sendo usado.
As plantas medicinais, por exemplo, estão representadas,
principalmente, por Monocotiledôneas e Eudicotiledôneas. Saber
identificá-las corretamente, por meio das suas características
diagnósticas, garante o estudo, o uso e a indicação da espécie
terapêutica correta.
Por fim, estudamos as técnicas corretas de coleta de plantas
medicinais. Vimos que, para conferir validade aos estudos e pesquisas
com plantas, é mandatória a existência de material testemunho
corretamente identificado, herborizado e depositado em um herbário.
Podcast
Neste podcast, a especialista abordará a importância de dominar as
técnicas de preparo do material para o controle de qualidade de drogas
vegetais.
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Explore +
Consulte o Manual de procedimentos para herbários, do Instituto
Nacional de Ciência e Tecnologia (INCT), para aprofundar seus
conhecimentos em herborização e montagem de exsicatas.
Assista ao vídeo Montanhas da Amazônia, disponível no YouTube, em
que pesquisadores do Jardim Botânico do Rio de Janeiro mostram
como se prepara e executa uma expedição para coleta em locais nunca
antes visitados.
Referências
AZEVEDO, A. A.; GOMIDE, C. J.; SILVA, E. A. M.; SILVA, H.; MARIA, J.;
MEIRA, R. M. S. A.; OTONI, W. C.; VALE, F. H. A.; GONÇALVES, L. A.
Anatomia das espermatófitas: material de aulas práticas. 2. ed. Viçosa:
Editora UFV, 2004.
CUTLER, D. F.; BOTHA, T.; STEVENSON, D. W. M. Plant anatomy: an
applied approach. Massachusetts, USA: Blackwell Publishing, 2007.
CUTTER, E. G. Anatomia vegetal. 2. ed. São Paulo: Roca, 2002. Parte 1.
JOHANSEN, D. A. Plant microtechnique. Nova York, USA: Mc-Graw-Hill,
1940.
JUDD, W. S.; CAMPBELL, C. S.; KELLOGG, E. A.; STEVENS, P. E.;
DONOGHUE, M. J. Plant systematics: a phylogenetic approach. 2. ed.
Massachusetts: Sinauer Associates, 2002.
KARAM, T. K. et al. Carqueja (Baccharis trimera): utilização terapêutica e
biossíntese. Revista Brasileira de Plantas Medicinais, v. 15, n. 2, p. 280-
286, 2013. Consultado na Internet em: 29 out. 2021.
PEIXOTO, A. L.; MAIA, L. C. (org.); GADELHA NETO, P. C.; LIMA, J. R.;
BARBOSA, M. R. V.; BARBOSA, M. A.; MENEZES, M.; PÔRTO,K. C.;
WARTCHOW, F.; GIBERTONI, T. B. Manual de procedimentos para
herbários. Recife: Editora Universitária UFPE, 2013. Consultado na
Internet em: 29 out. 2021.
03/03/24, 06:03 Técnicas de coleta e preparação de amostras vegetais
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RAVEN, P. H.; EICHHORN, S. E.; EVER, R. F. Biologia vegetal. 8. ed. Rio de
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SOUZA, P. V. R. et al. Vernonia polyanthes (Spreng.) Less.: uma visão
geral da sua utilização como planta medicinal, composição química e
atividades farmacológicas. Revista Fitos, v. 11, n. 1, p. 105-115, 2017 –
Suplemento. Consultado na Internet em: 29 out. 2021.
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