PRATICA DE BIOQUIMICA - AFC

Prévia do material em texto

PROPRIEDADES DOS AMINOÁCIDOS 
O que diferencia um aminoácido de outro? 
- Grupamento R 
1) REAÇÃO DE NINIDRINA: REAÇÃO GERAL 
Identifica se é aminoácido ou não 
Coloração: azul/arroxeada 
Caso especial – prolina – positiva amarelo 
O radical se liga ao agrupamento amino, deixando 
ser ser amido e se torna grupamento imino 
PROCEDIMENTO EM AULA: Pipetar 1,0 mL de 
prolina em um tubo de ensaio. Com outra pipeta, 
adicione 1,0 mL de glicina em outro tubo de ensaio. 
Em seguida, adicionar 10 gotas de solução 
alcoólica de ninidrina 0,2% em ambos os tubos 
separadamente. Fervê-los por 2 minutos em banho 
Maria. 
2) REAÇÃO DE FOLIN: CARACTERIZAÇÃO DE 
HIDROXILA FENÓLICA 
Indica qual aminoácido tem hidroxila fenólica 
Coloração: azul 
 
EX.: 
 
 
 
PROCEDIMENTO EM AULA: Pipetar 1,0 mL de 
tirosina em um tubo de ensaio. Com outra pipeta, 
adicione 1,0 mL de glicina em outro tubo de ensaio. 
Em seguida adicionar 20 gotas de hidróxido de 
sódio (NaOH) de concentração 10% e 5 gotas de 
Reagente de Folin em ambos os tubos 
separadamente. Não precisa levar ao banho Maria 
os tubos de ensaio. 
3) REAÇÃO DE ERLICH: CARACTERIZAÇÃO DE 
GRUPO INDÓLICO 
Indica qual grupo tem o agrupamento idólico 
Coloração: avermelhado 
 
EX.: 
 
PROCEDIMENTO EM AULA: - Pipetar 1,0 mL de 
triptofano em um tubo de ensaio. Com outra 
pipeta, adicione 1,0 mL de glicina em outro tubo de 
ensaio. Em seguida, adicionar 2,0 mL de reativo de 
Erlich em ambos os tubos separadamente. Levá-
los à ebulição em banho Maria por 5 minutos 
4) REAÇÃO XANTOPROTEICA: 
CARACTERIZAÇÃO DE GRUPO AROMÁTICO 
Indica qual grupo tem anel aromático 
Coloração: amarela 
 
EX.: 
 
 
 
PROCEDIMENTO EM AULA: Pipetar 1,0 mL de 
tirosina em um tubo de ensaio. Com outra pipeta, 
adicione 1,0 mL de glicina em outro tubo de ensaio. 
Em seguida, adicionar 5 gotas de ácido nítrico 
concentrado que está na capela em ambos os 
tubos separadamente. Levá-los ao banho Maria 
fervente por 5 minutos. Depois, adicionar 20 gotas 
de hidróxido de sódio (NaOH) de concentração 
10% em cada tubo separadamente. 
 
5) REAÇÃO DE SAKAGUCHI: CARACTERIZAÇÃO 
DE GRUPO GUANIDÍNICO 
Indica qual grupo tem o agrupamento guanidíco 
Coloração: vermelha 
EX.: 
 
 
 
PROCEDIMENTO EM AULA: Pipetar 1,0 mL de 
arginina em um tubo de ensaio. Com outra pipeta, 
adicione 1,0 mL de glicina em outro tubo de ensaio. 
Em seguida adicionar 1 gota de solução alcoólica 
de α-naftol de concentração 5 %, 5 gotas de 
hipoclorito de sódio e 10 gotas de hidróxido de 
sódio (NaOH) de concentração 10 % em ambos os 
tubos separadamente. Não precisa levar ao banho 
Maria os tubos de ensaio. 
 
 
6) CARACTERIZAÇÃO DE AMINOÁCIDOS 
SULFURADOS 
Indica a presença do enxofre 
Coloração: castanho escuro (negro) de sulfeto de 
chumbo 
Ex.: 
 
 
 
PROCEDIMENTO EM AULA: Pipetar 1,0 mL de 
cisteína em um tubo de ensaio. Com outra pipeta, 
adicione 1,0 mL de glicina em outro tubo de ensaio. 
Em seguida adicionar 20 gotas de hidróxido de 
sódio (NaOH) de concentração 10% em ambos os 
tubos separadamente. Aquecê-los em ebulição em 
banho Maria por 3 minutos. Depois, adicionar 10 
gotas de acetato de chumbo de concentração 0,5% 
em cada tubo separadamente. Mantê-los em 
banho Maria fervente por mais 3 minutos. 
PROPRIEDADES FÍSICO-QUÍMICAS DE 
PROTEÍNAS 
1) REAÇÃO DO BIURETO 
Identifica se é uma proteína 
Coloração: violeta 
PROCEDIMENTO EM AULA: 
 
 
REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DOS LIPÍDEOS 
1) PROPRIEDADES DOS ÁCIDOS GRAXOS 
PROCEDIMENTO EM AULA: 
a) Em 03 tubos de ensaios diferentes adicione: 
- Tubo 1 - 3 gotas de ácido acético 
- Tubo 2 - 3 gotas de ácido oléico 
- Tubo 3 - fragmentos de ácido esteárico 
VERIFICADO CHEIRO, ASPECTO FISICO E 
SOLUBILIDADE 
PH EM ÁGUA; VOLATILIDADE – ROSA 
b) Verificar o pH aproximado de cada tubo de 
ensaio acima usando a fita indicadora de pH. 
Aquecer por um minuto cada tubo de ensaio e 
verificar por meio de papel tornasol azuis aqueles 
que são voláteis ou fixos. 
SABONIFICAÇÃO - ESPUMA 
C) Adicionar a cada tubo de ensaio uma gota de 
fenolftaleína e completar o volume adicionando 4,0 
mL de água deionizada. Em seguida adicionar 
hidróxido de sódio (NaOH) de concentração 1N, 
gota a gota, sempre homogeneizando até o 
aparecimento de coloração rósea. Aquecer por um 
minuto e observar a formação dos sais de sódio 
dos respectivos ácidos graxos após agitação no 
Vortex. Consideram-se sabões aqueles que por 
agitação formam espuma. 
2) REAÇÃO DE HALOGENAÇÃO 
Identifica se é saturada ou insaturada. 
Bromo se liga na dupla ligação, quebrando-a 
PROCEDIMENTO EM AULA: Numerar 5 tubos de 
ensaio e colocar em cada um, respectivamente, 
uma gota das gorduras e óleos que se encontram 
em banho maria. Solubilizar as amostras dos tubos 
de ensaio com 4 mL de álcool etílico. Agitar e 
aquecer por 1 minuto em banho-maria. Adicionar 1 
gota de solução de bromo em todos os tubos. 
Agitar e observar a cor amarela. Nos tubos em que 
não houve coramento, continuar adicionando 
solução de bromo (1 gota de cada vez com 
agitação) até o aparecimento de uma coloração 
ligeiramente amarelada e persistente. Anotar o 
número de gotas que foi gasto em cada caso. 
REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DOS 
CARBOIDRATOS 
01) REAÇÃO DE MOLISCH 
Identifica se é carboidratos 
Coloração: violeta 
PROCEDIMENTO EM AULA: Colocar em um tubo 
de ensaio 2,0 mL de glicose e em outro tubo de 
ensaio 2 mL de maltose. Em ambos os tubos 
adicionar 3 gotas de solução alcoólica de a-naftol 
 
 
de concentração 10%, homogeneizar bem. Em 
seguida, adicionar 1 mL de ácido sulfúrico (H2SO4 
conc.) que está na capela, inclinando o tubo 
lentamente de modo que os dois líquidos não se 
misturem. Não agitar. Notar o aparecimento de um 
anel púrpuro ou violeta no limite de separação dos 
dois líquidos, resultante da condensação do 
furfural ou hidroximetilfurfural com o a-naftol. 
02) TESTE DE BENEDICT 
Identifica se é açúcares redutor 
Coloração: A solução de Benedict muda de azul 
para verde, amarelo, laranja ou vermelho tijolo, 
dependendo da quantidade de açúcar redutor 
presente. 
PROCEDIMENTO EM AULA: Colocar em um tubo 
de ensaio 0,5 mL de glicose e em outro tubo de 
ensaio 0,5 mL de sacarose. Colocar nos dois tubos 
de ensaio 1,0 mL do reativo de Benedict 
separadamente. Ferve-los durante 02 minutos em 
banho Maria e deixar esfriar espontaneamente. 
03) TESTE DE SELIWANOFF 
Identifica a presença de dupla O 
Diferencia aldose/cetose -> 1 carbono/ 2 carbono 
Coloração: Cetoses reagem rapidamente com o 
reagente de Seliwanoff, formando um complexo 
vermelho. 
PROCEDIMENTO EM AULA: Colocar em um tubo 
de ensaio 0,5 mL de glicose e em outro tubo de 
ensaio 0,5 mL de frutose. Adicionar 1,0 mL do 
reativo de Seliwanoff nos dois tubos de ensaio. 
Colocá-los no banho Maria fervente por 5 minutos. 
04) TESTE DE BARFÖED 
Identifica se é monossacarídeos ou dissacarídeos 
Coloração: Monossacarídeos reduzem o reagente 
de Barfoed em meio ácido, formando um 
precipitado vermelho. 
PROCEDIMENTO EM AULA: Colocar em um tubo 
de ensaio 1,0 mL de glicose e em outro tubo 1 mL 
de lactose. Colocar nos dois tubos de ensaio 1,0 
mL do reativo de Barföed separadamente. Colocá-
los em banho Maria fervente por 5 minutos 
05) TESTE DE BIAL 
Identifica se são pentoses 
Coloração: azul-esverdeado. 
PROCEDIMENTO EM AULA: Colocar em um tubo 
de ensaio 1,0 mL de glicose e em outro tubo de 
ensaio 1,0 mL de arabinose. Adicionar 0,5 mL do 
reativo de Bial e 1,0 mL de ácido clorídrico (HCl 
concentrado), que está na capela, nos dois tubos 
de ensaio. Homogeneizar e manter o tubo em 
banho Maria fervente por 10 minutos. 
 
06) TESTE DE IODO 
Identifica se é polissacarídeos 
Coloração: azul escuro 
PROCEDIMENTO EM AULA: Colocar em um tubo 
de ensaio 2,0 mL de glicose e em outro tubo de 
ensaio 2 mL de amido. Adicionar 2 gotas de 
solução de iodo (lugol) em ambos os tubos.