Protocolo de la práctica de laboratorio de Biología

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UNIVERSIDAD NACIONAL ABIERTA Y A DISTANCIA 
ESCUELA DE CIENCIAS BASICAS TECNOLOGIA E INGENIERIA 
 
 
 
 
 
GUÍA COMPONENTE PRÁCTICO 
 
 
201101– BIOLOGIA 
 
 
 
 
 
 
BOGOTA 
2020 
 
 
 
 
2. ASPECTOS DE PROPIEDAD INTELECTUAL Y VERSIONAMIENTO 
La presente guía fue diseñada en el año 2005 por Carmen Eugenia Piña López, Ed.D. Tecnología 
Instruccional y Educación a Distancia, MSc. Ciencias Biológicas; MSc. Docencia Universitaria; Especialista 
en Nutrición Animal Sostenible; Especialista en Informática y Multimedia. Docente de la UNAD desde 1986 
La presente guía ha tenido siete actualizaciones, con la participación de las tutoras M.Ed.Yurby Salazar, 
M.Ed.Bibiana Ávila, la Dra. Angélica Yara, la tutora Angela Cárdenas, el tutor William Suarez, el Dr Leonardo 
Bonilla y la MSc en gestión ambiental y ciencias biológicas Claudia Lorena Betancur actual directora de 
curso; en las diferentes actualizaciones se han realizado mejoramientos académico-pedagógicos y 
didácticos con la incorporación de Objetos Virtuales de Aprendizaje. 
 
Con el fin de que el estudiante tenga una preparación previa del material a utilizar y de los procedimientos 
a seguir se incorporaron links a videos demostrativos donde se muestra paso a paso cada uno de los 
procedimientos que el estudiante debe realizar en la práctica presencial. 
Se diseñó una simulación de microscopía en donde el estudiante puede manipular el microscopio de manera 
virtual y de esta manera realizar un entrenamiento previo al desarrollo de los laboratorios. 
Piña, C (2009). Simulador de microscopia. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. 
Recuperado de http://canal.unad.edu.co/laboratorio/index/main.html 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
http://canal.unad.edu.co/laboratorio/index/main.html
http://canal.unad.edu.co/laboratorio/index/main.html
 
 
3. ÍNDICE DE CONTENIDO 
 
 Pág. 
INTRODUCCIÓN 4 
CARACTERÍSTICAS GENERALES 4 
PRACTICA No. 01 NORMAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO 6 
PRÁCTICA No. 02 MICROSCOPÍA 8 
PRACTICA No. 03 LA CÈLULA 13 
PRACTICA No. 04 TEJIDOS VEGETALES 21 
PRACTICA No. 05 DIVERSIDAD MICROBIANA 25 
PRACTICA No. 06 MITOSIS Y MEIOSIS 30 
PRACTICA No. 07 FENÓMENOS DE TRANSPORTE CELULAR 33 
PRÁCTICA No. 08. MUTACIONES DE Drosophila melanogaster ASOCIADAS A LAS LEYES 
DE MENDEL 
37 
 
 
 
 
4. CARACTERÍSTICAS GENERALES 
Introducción 
Las guías para las prácticas de biología, son un importante dispositivo de ayuda 
pedagógica y didáctica en el proceso de formación profesional que inician los 
estudiantes de los programas de pregrado de Ingeniería de Alimentos, 
Zootecnia, Agronomía, Ingeniería Agroforestal, Psicología, Ingeniería Industrial, 
ingeniería de sistemas e ingeniería electrónica. Estas guías están descritas de 
manera clara y sencilla con el fin de que la ejecución práctica pueda hacerse 
completamente. 
 
Antes de realizar la parte práctica y con el fin de hacerse una idea del material 
a utilizar y el procedimiento a seguir en el desarrollo de la misma, se 
recomienda ver cada uno de los videos presentados al inicio de cada práctica e 
interactuar con el simulador de microscopía. 
 
Justificación 
Un aspecto importante de la formación profesional en los campos de Ciencias 
Agrarias, Psicología e Ingenierías, corresponde al saber hacer, evidenciado en 
competencias psicomotoras que facilitan el ejercicio profesional, por representar 
un dominio de procesos complejos necesarios para la realización cotidiana de 
actividades sistémicas y la resolución de problemas, en las cuales se integran la 
aplicación de procedimientos y estrategias (saber hacer) con la comprensión del 
contexto (saber conocer) y con el despliegue de iniciativa y creatividad (saber 
ser). Un ejemplo específico de este tipo de competencia es el aprendizaje 
procedimental del manejo del microscopio, ya que en todo lo relacionado con la 
observación de componentes o muestras microbiológicas como base para 
diagnósticos y toma de decisiones, es fundamental poseer la competencia de 
manipulación del microscopio en un nivel de automatización o de experticia. 
Una manera efectiva de alcanzar esta experticia en el manejo del microscopio 
es el desarrollo de laboratorios para una ejercitación personal. 
Intencionalidades 
formativas 
Propósitos 
Integrar al perfil de formación profesional del estudiante la capacidad de 
desempeñarse con seguridad y con experticia en los procedimientos propios de 
un laboratorio de biología. 
Objetivos 
Identificar y aplicar las normas de bioseguridad, identificar los componentes del 
microscopio óptico y los procedimientos correctos de manipulación del 
microscopio para observación de muestras biológicas, así como la identificación 
de componentes celulares y microorganismos. 
Metas 
Que cada estudiante al terminar la práctica pueda desarrollar el cuestionario 
evaluativo y presentar un informe correcto de los procedimientos aplicados. 
 
Competencias 
● Comportamiento bioseguro en el laboratorio 
● Manipulación correcta del microscopio óptico 
 
 
● Identificación correcta de componentes celulares y de microrganismos 
● Comprensión de la importancia y funciones de los dos tipos de división 
celular, mitosis y meiosis, como parte del ciclo vital de un organismo 
● Reconocimiento de las leyes de mendel aplicadas a especies animales 
● Reconocimiento de los diferentes fenómenos de transporte celular 
 
Denominación de prácticas 
Práctica 1: Normas de seguridad en el laboratorio 
Practica 2: Microscopía 
Practica 3: La célula 
Práctica 4 : Tejidos vegetales 
Práctica 5: Diversidad Microbiana 
Práctica 6. Mitosis y Meiosis 
Práctica 7. Fenómenos de transporte celular 
Practica 8. Mutaciones de Drosophila melanogaster asociadas a las leyes de 
Mendel 
Número de horas 12 
Valor 120 Puntos 
Bioseguridad y Manejo de 
Residuos 
La primera práctica hace referencia a las Normas de seguridad en el laboratorio 
y al manejo de los residuos generados en las prácticas. La bioseguridad debe 
ser transversal para el desarrollo de todas las prácticas y se exige en todos los 
informes, como requisito antes de iniciar el laboratorio. Igualmente se evaluará 
el comportamiento de aplicación de las normas de bioseguridad y manejo de 
residuos. 
 
 
 
DESCRIPCIÓN DE PRÁCTICAS 
 
PRACTICA NO. 01 NORMAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO 
 
 
Tipo de practica 
 
 
Presencial Autodirigida X Remota 
 
 
Temáticas de la práctica 
 
Bioseguridad e higiene en el laboratorio, manejo de residuos 
 
Intencionalidades formativas 
Propósito(s) 
Desarrollar en el estudiante la competencia de comportamiento bioseguro en 
el laboratorio de biología. 
Objetivo(s) 
Conocer y cumplir las principales normas de seguridad e higiene que se 
deben seguir en el laboratorio, con el fin de evitar posibles riesgos, tanto para 
las personas como para el medio ambiente. 
Competencia(s) 
Se basan en el dominio la relación cognitivo-procedimental orientada a: 
1. Argumentar el concepto de bioseguridad aplicado al uso del laboratorio 
de biología. 
2 .Transferir a situaciones concretas las normas básicas de bioseguridad en 
el laboratorio de biología 
3. Aplicar la capacidad de evitar en el laboratorio daños a su salud 
 
 
Descripción de la práctica 
La práctica Normas de Seguridad en el laboratorio, se basa en la observación del video sobre este tema, y el 
análisis del folleto de bioseguridad y de manejo de residuos. 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
Observación del video 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). Normas de bioseguridad en el laboratorio. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y 
a Distancia. Recuperado de https://youtu.be/g9cmQXjpRAI 
Software a utilizar en la práctica u otro tipo de requerimiento para el desarrollo de la práctica. 
Computador y observación del video.Metodología 
Conocimiento previo para el desarrollo de la práctica de la fundamentación teórica sobre normas de bioseguridad. 
 
https://youtu.be/g9cmQXjpRAI
 
 
Forma de trabajo: El estudiante puede observar sólo o en grupo el video desde su computador personal o desde 
un computador institucional bajo la guía de tutores regionales si tiene esa facilidad. 
 
Procedimiento: 
Para el desarrollo de esta práctica el estudiante debe observar el video normas de seguridad en el laboratorio y 
responder las preguntas del cuestionario del informe para la práctica 1: Normas de seguridad en el laboratorio. 
Sistema de Evaluación 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
1. Evaluación parcial presencial al iniciar la práctica 
2 .Asistencia, participación acorde con las normas de bioseguridad y manejo de residuos durante todas las 
prácticas y presentación del informe de la práctica realizada durante el laboratorio. 
 
Informe o productos a entregar 
 
INFORME (AL FINAL DE LA PRACTICA) 
 
Debe contener los siguientes puntos: 
● Respuesta a cuestionario del informe 
● Conclusiones 
● Referencias bibliográficas 
Cuestionario del informe 
1. Defina: 
a. Riesgo biológico 
b. Barrera protectora 
c. Agente infeccioso 
d. Nivel de bioseguridad 1,2 y 3 
2. Qué procedimiento debe seguir si se produce un derrame de material biológico contaminado. Describa paso a 
paso. 
 
 
 
PRACTICA NO. 02 MICROSCOPÍA 
 
 
 
Tipo de práctica 
 
Presencial x Autodirigida Remota 
 
 
Temáticas de la práctica 
Identificación de componentes y manipulación del microscopio para 
observación de muestras previamente preparadas. 
 
Intencionalidades formativas 
Propósito: 
Comprender el funcionamiento del microscopio y el procedimiento para su 
manipulación correcta. 
Objetivos 
● Señalar los componentes mecánicos y ópticos que constituyen el 
microscopio. 
● Realizar montajes húmedos 
● Comprobar las propiedades que posee el microscopio. 
● Realizar correctamente el manejo del microscopio óptico 
● Calcular el diámetro del campo de visión 
● Comprobar los principios en que se basa la microscopía óptica. 
● Desarrollar en trabajo colaborativo el informe de laboratorio 
 
Metas 
 
El estudiante debe identificar los diferentes tipos de microscopio, los 
componentes del microscopio óptico, sus poderes y los principios 
generales de la microscopía. 
 
Competencias 
 
Son competencias con énfasis procedimental, referidas a: 
● Capacidad de identificar y manipular los componentes del microscopio. 
● Realizar montajes húmedos 
● Preparar y observar muestras biológicas 
● Comprobar las propiedades que posee el microscopio 
 
 
 
 
Fundamentación Teórica 
Sánchez, G. D. J., & Trejo, B. N. I. (2006). Capítulo 9. Microscopia. Editorial Alfil, S. A. de C. V. Biología celular y 
molecular (193 – 204). México, D.F., MX. Recuperado de 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=223&docID=10638495&tm=14712
33436407 
Descripción de la práctica 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=223&docID=10638495&tm=1471233436407
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=223&docID=10638495&tm=1471233436407
 
 
En esta práctica el estudiante realizará ejercicios que le permitirán identificar las partes del microscopio, 
manipulará el microscopio óptico y comprenderá finalmente los principios de microscopía. 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
 
 
MATERIALES QUE DEBE LLEVAR EL ESTUDIANTE 
Bata Blanca, Guantes. 
Papel absorbente 
Jabón 
Tapabocas. 
Papel y lápiz para tomar apuntes 
Agua estancada 
Papel milimetrado 
Hilos de colores 
Tela de cuadros 2 centímetros 
Recorte de periódico con la letra asimétrica: Pude ser la letra e o la letra a 
Láminas portaobjetos, Laminillas 
MATERIALES QUE LE SERÁN SUMINISTRADOS EN EL LABORATORIO 
Lamina con extendido coloreada, 
Microscopio, 
Aceite de inmersión, 
Papel de Arroz o de óptica, 
Alcohol isopropílico. 
 
Software a utilizar en la práctica 
 
Simulador de Microscopía para preparación previa. 
Piña, C (2009). Simulador de microscopia. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. Recuperado de 
http://canal.unad.edu.co/laboratorio/index/main.html 
 
Observación del videos sobre microscopía 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). El microscopio. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. Recuperado 
de https://youtu.be/URF70E9t-e8 
Metodología 
 
Procedimiento 
Antes de la práctica, cada estudiante debe: 
● Haber leído la información relacionada y que se encuentra en el syllabus del curso: 
http://canal.unad.edu.co/laboratorio/index/main.html
http://canal.unad.edu.co/laboratorio/index/main.html
https://youtu.be/URF70E9t-e8
 
 
 
Sánchez, G. D. J., & Trejo, B. N. I. (2006). Capítulo 9. Microscopia. Editorial Alfil, S. A. de C. V. Biología celular 
y molecular(193 – 204). México, D.F., MX. Recuperado de 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=223&docID=10638495&tm=14712334
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Uso del microscopio 
Organización del proceso paso a paso 
 
1. Realización de Montaje húmedo 
 
1.1. Tome con un gotero una muestra de agua estancada. 
1.2. Coloque la gota de agua estancada sobre una lámina porta-objeto 
1.3. Tome una laminilla cubreobjetos, en posición oblicua, (45 grados) y apoyando una arista sobre la lámina al 
lado de la gota, déjela caer suavemente. 
1.4. Retire el exceso de agua por los bordes usando papel absorbente 
 
2. Manejo del microscopio 
2.1. Encienda el microscopio 
2.2. Coloque el objetivo de menor aumento 4X 
2.3. Baje la platina completamente girando el tornillo macrométrico. 
2.4. Tome la lámina con la preparación fíjese que esté completamente seca en la parte inferior 
2.5. Coloque la lámina con la preparación de agua estancada sobre la platina sujetándola con las pinzas. 
2.6. Procure que la preparación quede centrada, girando el tornillo para desplazamiento del carro móvil 
2.7. Gire el tornillo macrométrico en sentido contrario a las agujas del reloj para subir la platina hasta el tope. 
2.8. Debe hacerlo mirando directamente y no a través del ocular, ya que se corre el riesgo de incrustar el 
objetivo en la preparación. 
2.9. Cierre o abra el diafragma hasta una posición intermedia, accionando su perilla en sentido contrario a las 
agujas del reloj para que la luz no sea ni muy brillante ni demasiado tenue. 
2.10. Inicie la observación con el objetivo de 4X. 
2.11. Mirando a través de los oculares, separe lentamente el objetivo de la preparación con el tornillo 
macrométrico en sentido de las agujas del reloj hasta lograr observar la imagen 
 
 
Colóquela sobre una 
lámina 
portaobjetos, y 
cúbrala con una 
laminilla 
 
Retire el exceso de 
agua por los 
bordes, usando 
papel absorbente. 
 
Observe el montaje 
realizado al 
microscopio en 4x, 
10x y 40x 
 
Dibuje o tome fotos 
de sus 
observaciones 
anotando el 
aumento utilizado 
 
Tome una gota de 
la muestra de agua 
estancada 
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2.12. Cuando se observe algo nítida la muestra, gire el tornillo micrométrico hasta obtener un enfoque fino 
2.13. Gire el revolver 
2.14. Coloque el objetivo de 10X 
2.15. Visualice con el objetivo de 10X y detalle las estructuras 
2.16. Gire el revólver y visualice con el objetivo de 40X enfoque con el tornillo micrométrico y detalle las 
estructuras 
2.17. Detalle como el campo se reduce y el alga y el protozoo se observan mejor. 
 
3. Observación con el objetivo de inmersión 100X – Frotis sanguíneo 
3.1. Se utiliza para la observación de muestras fijadas, no para muestras frescas 
3.2. Coloque el objetivo de inmersión de maneraque el orificio de la platina quede entre el objetivo de 100X y el 
de 40X 
3.3. Suba totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la zona que se va a 
visualizar y donde habrá que aplicar el aceite 
3.4. Coloque una gota de aceite de inmersión sobre la preparación en el círculo de luz 
3.5. Coloque una lámina coloreada sobre la platina 
3.6. Ubique el objetivo de 100x 
3.7. Suba la platina lentamente hasta que la lente toque la gota de aceite 
3.8. Observe la imagen con aumento de 100X 
3.9. En esta preparación se muestran los glóbulos blancos, glóbulos rojos y plaquetas coloreados con colorante 
de Wright 
3.10. Limpie el objetivo de inmersión con un papel especial para óptica y alcohol isopropílico 
3.11. Deje el objetivo de menor aumento en posición de trabajo 
 
4. Comprobación de los poderes o capacidades del microscopio óptico 
 4.1 Realice un montaje húmedo con la letra asimétrica y obsérvela al microscopio siguiendo los pasos 
anteriores. 
4.2 Calcule el aumento del tamaño del objeto observado para cada objetivo del microscopio con el cual le 
correspondió trabajar. 
4.3 Realice un montaje húmedo con una hebra de hilo y obsérvela al microscopio siguiendo los pasos anteriores. 
 
5. Cálculo del diámetro del campo de visión 
5.1 Realice un montaje húmedo con un centímetro cuadrado de papel milimetrado y obsérvelo al microscopio 
5.2 Calcule el diámetro del campo de visión para un aumento de 4x en un cuadrado de 1 cm de lado de papel 
milimetrado. 
 
6. Cuidados del microscopio 
6.1 Al transportar el microscopio siempre tómelo con ambas manos. Nunca lleve objetos adicionales en sus 
manos. 
6.2 Al disponer el microscopio sobre el mesón, ubíquelo a unos 10 o 15 cm del borde. 
6.3 En Caso de ser necesario limpiar los lentes, debes utilizar sólo el papel y solución destinada para tal fin. No 
utilice ningún otro tipo de papel. 
6.4 Al terminar de trabajar, debes dejar el microscopio en el lente objetivo de 4X. 
Sistema de Evaluación 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
 
 
1. Evaluación parcial presencial al iniciar la práctica 
3. Presentación de informe de la práctica realizada durante el laboratorio. 
 
Informe o productos a entregar 
INFORME 
Debe contener los siguientes puntos: 
● Respuesta a cuestionario del informe final 
● Resultados + Discusión + Conclusiones 
● Referencias bibliográficas 
En el informe debe incluirse el siguiente cuadro y las respuestas a las preguntas del informe final. 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO o FOTO ANÁLISIS Y CONCLUSIONES 
Agua Estancada 4X 
 
 
 
 
10X 
 
 
40X 
 
 
LA TABLA ANTERIOR LA DEBE DILIGENCIAR PARA CADA UNA DE LAS MUESTRAS OBSERVADAS 
DURANTE PRÁCTICA. 
 
 
Preguntas para el informe final 
 
1. ¿Qué organismos pueden observarse en la gota de agua estancada? 
 
2. ¿Son todos de igual tamaño y forma? 
 
3. ¿Se observan organismos móviles o estáticos? 
 
4. Para las muestras de la letra, la hebra de hilo observadas determine: 
a. ¿Cómo se manifiesta el poder de resolución? 
b. ¿Cómo se manifiesta el poder de aumento? 
c. ¿Cómo se manifiesta el poder de definición? 
d. ¿Cómo se manifiesta el poder de penetración o profundidad? 
e. 
5. ¿Cuál es la utilidad del microscopio? 
 
6. Calcule el diámetro del campo de visión para aumentos de 4X, 10X, 40X del mismo cuadrado de 1 cm de lado 
de papel milimetrado. 
 
7. ¿Con cuál objetivo el campo de visión es mayor, con el de mayor o menor aumento? 
 
 
 
8. ¿Al observar la letra asimétrica: ¿Se ve invertida, o en la misma posición en que estaría si se viera a simple 
vista? 
 
9. Al mover la preparación hacia la derecha. ¿Hacia dónde se mueve la imagen? 
 
10. ¿Al alejar el portaobjeto o la muestra de usted hacia donde se nueve la imagen? 
 
11. Observe e indique cuál es el valor de los oculares_________________ 
 
12. Observe e indique cuál es el valor de cada uno de los 
objetivos_____, ______, ________, ______ 
 
13. Calcule el aumento logrado para cada objeto observado en su práctica de Laboratorio. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRACTICA No. 03 – LA CÉLULA 
 
 
Tipo de practica 
 
 
Presencial X Autodirigida Remota 
Otra ¿Cuál 
 
 
Temáticas de la práctica 
 
Célula vegetal y animal. 
 
Intencionalidades formativas 
Propósitos 
Al terminar el laboratorio sobre la célula, el estudiante estará 
capacitado para: 
● Elaborar montajes de células 
● Diferenciar células vegetales de células animales a través 
del microscopio 
● Identificar orgánulos celulares con base en la capacidad de 
ampliación del microscopio. 
● Describir las diferentes formas y tamaños de las células 
● Determinar la relación que existe entre estructura y función 
● Observar la ciclosis o movimiento del citoplasma 
 
 
 
Objetivos 
● Describir las diferentes formas y tamaños de las células 
● Identificar las diferentes estructuras y organelos que posee 
una célula, con base en la capacidad de ampliación del 
microscopio óptico. 
● Describir las diferentes formas y tamaños de una célula 
● Señalar las diferencias fundamentales entre una célula 
animal y una vegetal 
● Reconocer que una célula puede constituir un organismo. 
● Describir la ciclosis o movimiento del citoplasma 
 
Metas 
Dominio del procedimiento para observación celular al microscopio 
e identificación precisa de organelos celulares. 
 
Competencias 
● Capacidad de manejo procedimental del microscopio para 
la observación celular 
● Capacidad de identificar, dibujar y explicar el rol de los 
organelos celulares observados al microscopio 
 
 
 
Fundamentación Teórica 
Observar los siguientes videos: 
 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). La Célula parte I. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. 
Recuperado de http://hdl.handle.net/10596/7221 
 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). La Célula parte II. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. 
Recuperado de http://hdl.handle.net/10596/7812 
Leer 
 
Granillo, V. M. D. P. (2014). Unidad 1. Diversidad Biológica y Taxonomía. Larousse - Grupo Editorial 
Patria. Biología general: los sistemas vivientes. (pp. 85-132) México, D.F., Recuperado de 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=92&docID=11046867&tm=14679878
55988 
 
Granillo, V. M. D. P. (2014). Capítulo 5.3. Los Reinos del mundo vivo. Larousse - Grupo Editorial Patria. 
Biología general: los sistemas vivientes. (pp. 318-367). México, D.F. 
Recuperado de 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=325&docID=11046867&tm=1466033
661112 
 
 
Descripción de la práctica 
En ésta práctica el estudiante aprenderá las similitudes y diferencias entre las células animales y vegetales. 
 
http://hdl.handle.net/10596/7221
http://hdl.handle.net/10596/7812
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=92&docID=11046867&tm=1467987855988
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=92&docID=11046867&tm=1467987855988
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=325&docID=11046867&tm=1466033661112
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=325&docID=11046867&tm=1466033661112
 
 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
 
MATERIALES QUE DEBE LLEVAR EL ESTUDIANTE 
Bata Blanca, Guantes. Papel absorbente, Jabón, Láminas y laminillas Tapabocas. Papel y lápiz para tomar 
apuntes 
Bulbo de cebolla Allium cepa, Papa, Tomate, Hojas de Elodea, tallo de geranio, Láminas portaobjetos y 
Laminillas, Cuchilla o bisturí, Pinza, Tijeras pequeñas, hisopos 
MATERIALES QUE LE SERÁN SUMINISTRADOS EN EL LABORATORIO: 
1 Caja de Petri, Aguja o asa recta, Algodón, Alcohol, Lancetas, Lugol, Solución salina, Acetocarmín, Azul de 
metileno, Fucsina, Colorante de Wright. Microscopio 
 
Software a utilizar en la práctica u otro tipo de requerimiento para el desarrollo de la práctica. 
Observaciónde los videos sobre Célula parte 1 y 2. 
Metodología 
 
PROCEDIMIENTO 
Observación de tipos de papel 
1. Remojar por 15 minutos pequeños trozos de papel, manteniéndoles separados uno de otro. 
2. Separe grupos de células, con ayuda de una aguja, raspando cada trozo obteniendo grupos de células. 
3. En un portaobjetos, coloque las células con una gota de agua. 
4. Para observar mejor las estructuras tiña por unos segundos con un colorante, después lávelo y coloque 
un cubreobjetos, observar la preparación a 4x, 10X y 40X. 
5. Escriba sus observaciones, Observe al microscopio, forma, tamaño, grosor de pared celular, punteaduras 
y ornamentaciones. 
 Observación de algodón 
1. Remojar el algodón por 15 minutos. 
2. Con ayuda de una aguja, separe unas células y colóquelos en un portaobjetos con una gota de agua 
3. Si es necesario, estire el trozo de epidermis. 
4. Para observar mejor las estructuras tiña por unos segundos con un colorante, después lávelo y coloque 
un cubreobjetos Colocar sobre la preparación un cubreobjetos evitando que se formen burbujas y 
llevarla al microscopio. 
5. Observe al microscopio, forma, tamaño, grosor de pared celular, punteaduras y ornamentaciones. 
Observar la preparación a 4x, 10X y 40X. 
6. Escriba sus observaciones. 
 Observación de tejido epidermal de cebolla 
1. Separar con el bisturí una de las capas internas de la cebolla y desprender la tenue membrana que 
está adherida por su cara interior cóncava. 
2. Deposite el fragmento de membrana en un portaobjetos con unas gotas de agua. 
3. Si es necesario, estire el trozo de epidermis. 
4. Realice otro montaje pero coloque el tejido en unas gotas de lugol 
 
 
5. Colocar sobre la preparación un cubreobjetos evitando que se formen burbujas y llevarla al microscopio. 
6. Observa la preparación a 4x, 10X y 40X. 
7. Escriba sus observaciones. 
Observación de tejido parenquimatoso en un corte transversal de papa 
Elabore un montaje para observación del tejido parenquimatoso en un corte transversal de papa: 
 
1. Tome el bisturí y realice un corte transversal de la papa , obtenga una porción pequeña y delgada casi 
transparente, 
2. Colóquelo en un portaobjetos limpio con unas gotas de agua 
3. Colocar sobre la preparación un cubreobjetos evitando que se formen burbujas y llevarla al microscopio. 
4. Observe esta preparación en el microscopio con el objetivo de 4 X, 10X y 40X. 
5. Localice las células algo hexagonales y en su interior los amiloplastos. 
6. Realice un montaje de la forma descrita anteriormente pero coloque lugol en el portaobjetos 
7. Examine ahora y compare lo observado antes y después de haber teñido con lugol. 
8. Escriba sus observaciones. 
 
Observación de tejido epidermal y parénquima clorofílico en hoja de Elodea 
Para observación de tejido epidermal y parénquima clorofílico utilice una hoja de Elodea , planta acuática 
común en lagos y acuarios 
 
1. Con la ayuda de las pinzas tome de una ramita de Elodea una de sus hojas jóvenes y colóquela sobre un 
portaobjetos. 
2. Adicione una gota de agua encima y coloque un cubreobjetos (dejándolo caer de forma inclinada para 
evitar la formación de burbujas). 
3. Observe la preparación con los objetivos de 4X, 10X y 40X. 
4. Identifique la pared celular y los cloroplastos ovalados o esféricos de color verde por la presencia de la 
clorofila. 
5. Al cabo de 10 minutos de exposición a la luz del microscopio observar la ciclosis, movimiento circular del 
citoplasma y sus componentes. 
6. Escriba sus observaciones 
 
Observación de cromoplastos en pulpa de tomate 
Para continuar realice un montaje con pulpa de tomate e identifique los cromoplastos: 
1. Con el bisturí corte una porción de la pulpa el tomate. 
2. Con ayuda de unas pinzas tome el corte de pulpa de tomate de unos 2mm de grosor. 
3. Deposite el corte en el centro de un portaobjetos sin poner agua. 
4. Coloque encima un cubreobjetos y comprima suavemente con los dedos hasta obtener un completo 
aplastamiento del fragmento de pulpa de tomate. 
5. Lleva la preparación a la platina del microscopio y realiza una observación con los objetivos de 4X, 10X y 
40X. 
6. Identifique los cromoplastos. 
7. Escriba sus observaciones. 
 
Detección de Suberina: 
 
1. Hacer cortes transversales muy finos del tallo de geranio y rosa 
2. Poner los cortes en una caja Petri 
3. Sumergir los cortes en alcohol al 70% durante 3 minutos. 
4. Pasar los cortes a una caja petri con Sudán III y dejarlos durante 3 a 4 minutos en la solución. 
5. Proceder a lavar los cortes en agua destilada varias veces. 
6. Colocar los cortes en un portaobjetos. 
 
 
7. Tapar la muestra con un cubreobjetos y proceder a observar en el microscopio. 
8. Observar las estructuras que se tiñen de naranja: son los tejidos que tienen suberina. Dibujar lo que 
observa con los diferentes objetivos del microscopio. 
9. Identifique y nombre cada uno de los tipos de tejido que tienen color naranja. Compárelos con los demás 
tejidos del tallo. 
10. Intentar identificar los tejidos vasculares floema y xilema 
 
 
Observación de células escamosas epiteliales 
1. Con un palillo de dientes frote con suavidad la cara interna de la mejilla. 
2. Deposite la sustancia extraída en el centro de un portaobjetos. Adicione una gota de solución salina y una 
gota de azul de metileno, mezcle cuidadosamente. 
3. Coloque el cubreobjetos procurando que no queden burbujas de aire. 
4. Observe la preparación al microscopio moviéndola para visualizarla correctamente utilizando los 
aumentos de 4X, 10X y 40X. 
5. Escriba sus observaciones. 
 
Observación de células sanguíneas 
A continuación realice un extendido para observación de células sanguíneas: 
1. Desinfecte con un algodón humedecido en alcohol la punta del dedo anular o índice, deje secar el alcohol; 
y con la lanceta realice una punción en la yema del dedo. 
2. Coloque una pequeña gota en una lámina portaobjetos. 
3. Coloque otra lámina en ángulo de 45 grados sobre la primera, acérquela a la sangre luego deslice 
suavemente en forma continua hasta formar una capa o frotis delgado. 
4. Deje secar la preparación en posición horizontal al medio ambiente. 
5. Una vez seca la lámina aplique sobre el frotis el colorante de Wright y déjelo actuar durante tres minutos. 
6. Luego adicione sobre la lámina sin retirar el colorante tres gotas de Buffer Giordano durante tres minutos. 
Con este procedimiento el colorante fijará la preparación. 
7. Luego lave la lámina con agua y deje secar la lámina verticalmente. 
8. Observe al microscopio con el objetivo de pequeño y mediano aumento e identifique los glóbulos rojos, 
leucocitos y plaquetas. 
9. Posteriormente observe la preparación con el objetivo de 100X y describa la forma de los glóbulos rojos 
o eritrocitos; de los glóbulos blancos o leucocitos y sus clases: neutrófilos, eosinófilos, basófilos, monocitos 
y linfocitos; y de las plaquetas. 
10. Escriba sus observaciones. 
 
Sistema de Evaluación 
 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
1. Evaluación parcial presencial al iniciar la práctica 
2. Asistencia, participación y presentación del informe de la práctica realizada durante el laboratorio. 
 
Informe o productos a entregar 
 
INFORME 
 
 
 
Debe contener los siguientes puntos: 
 
● Formato de observaciones y datos importantes y Respuesta a cuestionario del informe 
● Resultados + Discusión + Conclusiones 
● Referencias bibliográficas 
 
Formato de observaciones y datos importantes. 
Para cada una de las muestras observadas utilice el siguiente formato donde indique objeto o muestra 
observada, realice el dibujo de las observaciones con cada uno de los aumentos y describa cómo 
son las células y registre el análisis y conclusiones. 
 
 
 
 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO O FOTO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
Papel 10X 
Algodón 10 X 
Reconozca las partes de las células de la muestra de papel y algodón,señálelas mediante flechas con 
nombres, conteste las siguientes preguntas: 
 
 
a. ¿Qué forma tiene las células de este tejido? 
 
b. ¿Qué conclusiones puede sacar de la utilización de diferentes aumentos? 
 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO O FOTO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
Cebolla con lugol 10X 
Cebolla sin lugol 10 X 
 
Reconozca las partes de las células del tejido epidermal de cebolla y señálelas mediante flechas con 
nombres, conteste las siguientes preguntas: 
 
c. ¿Qué forma tiene las células de este tejido? 
 
d. ¿Qué conclusiones puede sacar de la utilización de diferentes aumentos? 
 
e. ¿Al hacer el montaje con tinción (lugol), qué sucede? 
 
f. ¿Qué función cumple el tejido epidermal? 
 
 
 
Parénquima de papa. 
Dibuje las observaciones con cada uno de los aumentos y describa cómo son las células 
 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO O FOTO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
Papa con lugol 10X 
 
 
Papa sin lugol 10 X 
 
Reconozca las partes del tejido parenquimatoso de la papa y conteste las siguientes preguntas 
 
a. ¿Qué estructuras se observan en el montaje húmedo (agua) con el objetivo de 10x? 
 
b. ¿Al aplicar el colorante lugol qué sucede? 
 
c. ¿Qué forma tienen las células de este tejido? 
 
d. ¿Qué función cumplen? 
 
Epidermis y parénquima de Elodea. 
Dibuje las observaciones con cada uno de los aumentos y describa cómo son las células 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO O FOTO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
Elodea 10X 
 
 
Elodea 40 X 
 
Reconozca las partes de las células que forman el tejido epidermal de la elodea, conteste las siguientes 
preguntas 
a. ¿Qué forma tienen las células? 
 
b. ¿Qué estructuras celulares se observan? 
 
c. ¿Qué función cumplen los cloroplastos? 
 
d. ¿Qué es ciclosis? ¿Por qué se realiza? 
 
Cromoplastos en pulpa de tomate. 
Dibuje las observaciones con cada uno de los aumentos y describa cómo son las células 
 
 
 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO O FOTO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
Pulpa de tomate 4X 
 
 
Pulpa de tomate 10 X 
 
Células escamosas epiteliales. 
Dibuje las observaciones con cada uno de los aumentos y describa cómo son las células 
 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO O FOTO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
Pulpa de tomate 4X 
 
 
Pulpa de tomate 10 X 
 
Reconozca las partes que tienen las células que forman el tejido escamoso epitelial humano y conteste las 
siguientes preguntas 
 
a. ¿Qué forma tienen las células que forman el tejido escamoso epitelial humano? 
 
b. ¿Qué organelos se observan a mayor aumento 40X en el montaje húmedo (solución salina)? 
 
c. ¿Al aplicar el colorante qué sucede? 
 
d. ¿Cuál es la función del tejido epitelial? 
 
Células sanguíneas 
Dibuje las observaciones con cada uno de los aumentos y describa cómo son las células 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO O FOTO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
Células sanguíneas 100X 
 
 
 
Reconozca las células que forman el tejido sanguíneo y conteste las siguientes preguntas 
 
a. Identifique las células sanguíneas teniendo en cuenta la forma, ausencia o presencia de 
gránulos en el citoplasma, coloración que toman los gránulos y forma del núcleo. 
 
 
 
b. ¿Qué tipos diferentes de células aparecen? Esquematice dichas formas 
 
c. ¿En cuáles de estas formas celulares no encuentra núcleo? 
 
d. ¿Cuáles observa en mayor cantidad? 
 
e. ¿Qué función cumplen estas células? 
 
Conclusiones: 
Deben estar relacionadas con la diferencia entre las células vegetales y animales y vegetales, (forma tamaño, 
distribución, entre otros). 
 
PRACTICA No. 04 – TEJIDOS VEGETALES 
 
 
 
 
Tipo de practica 
 
 
Presencial x Autodirigida Remota 
Otra ¿Cuál 
 
 
Temáticas de la práctica 
 
Tejidos vegetales: protector, parenquimático, conductor y de sostén. 
 
Intencionalidades formativas 
Propósitos 
Esta práctica permite a los estudiantes comprobar la diversidad y 
especialización de los tejidos vegetales , además de adquirir la 
habilidad para realizar cortes a mano alzada 
Objetivos 
● Comprobar la diversidad y especialización de las células 
vegetales y sus agrupaciones en tejidos. 
● Agudizar el sentido de la observación de las estructuras 
vegetales, aspecto importante para comprender la morfología 
vegetal. 
 
Meta 
Diferenciar los tipos de tejido vegetal 
Competencias 
Adquirir habilidad en la elaboración de cortes a mano alzada y en 
coloración 
 
Fundamentación Teórica 
Revisar el siguiente video: 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). Tejidos vegetales. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. 
Recuperado de https://youtu.be/OM-LamKEu6s 
https://youtu.be/OM-LamKEu6s
 
 
Descripción de la practica 
En la presente práctica los estudiantes distinguirán las diferentes clases de tejidos vegetales y sus 
respectivas funciones. 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
 
MATERIALES QUE DEBEN LLEVAR LOS ESTUDIANTES 
Hojas de Lirio, Pera, Hojas de pringamosa o drosera, tallos de rosa. Láminas portaobjetos y laminillas 
cubreobjetos. Bisturí o cuchilla, Pinza. 
MATERIALES QUE SERÁN SUMINITRADOS EN EL LABORATORO 
Microscopio. 
Software a utilizar en la práctica u otro tipo de requerimiento para el desarrollo de la práctica. 
Computador para la observación de los videos de Tejidos vegetales 
Metodología 
En esta práctica observe a través del microscopio la morfología de los distintos tejidos vegetales. 
TEJIDO PROTECTOR 
 
Observación hojas de Lirio 
 
 
Desarrolle el siguiente diagrama de flujo antes de su ingreso al laboratorio; 
 
1. Tome una hoja de lirio y con un bisturí haga una pequeña incisión en el limbo 
2. Con ayuda de una pinza levante la capa externa para obtener una lámina fina. 
3. Coloque la lámina fina obtenida en el portaobjetos y agregue una gota agua. 
4. Enfoque al microscopio con objetivo de 10x y 40x. Identifique las células oclusivas, los ostiolos y los 
cloroplastos. 
5. Escriba sus observaciones. 
 
 
Observación de tejidos epidérmicos modificados 
 
1. Hacer cortes transversales muy finos de la hoja de pringamoza o drosera. 
2. Colocar los cortes en un portaobjetos y adicione dos gotas de agua. 
3. Tapar la muestra con un cubreobjetos y proceder a observar en el microscopio. 
4. Visualizar y registrar las estructuras que se observan en la muestra 
 
 
TEJIDOS MECÁNICOS O DE SOSTÉN 
Observación de células de Pera 
Desarrolle el siguiente diagrama de flujo antes de su ingreso al laboratorio 
 
1. Raspe con un cuchillo o bisturí una parte pequeña de mesocarpio de pera y colóquela en un 
portaobjetos. 
 
 
2. Coloque el corte en una lámina portaobjetos y adicione unas gotas de agua. 
3. Cubra con una laminilla cubreobjetos evitando que se formen burbujas. 
4. Elimine el exceso de agua con papel absorbente 
5. Observe el microscopio con objetivo de 10 X y 40x. Identifique las esclereidas. 
6. Escriba sus observaciones. 
 
Observación de tejidos de sostén en tallos de rosa y pasto 
 
1. Hacer cortes transversales muy finos del tallo. 
2. Poner los cortes en una caja Petri 
3. Sumergir los cortes en safranina durante 5 minutos. 
4. Proceder a lavar los cortes en agua destilada varias veces. 
5. Colocar los cortes en un portaobjetos. 
6. Tapar la muestra con un cubreobjetos y proceder a observar en el microscopio. 
7. Observe las estructuras que se tiñen de rojo-rosado. Dibujar lo que observa con los objetivos de 10X y 
40X. 
 
Observación de sustancias Ergásticas de desecho: Cristales de carbonato y oxalato de Calcio 
 
Cistolitos 
1. Tome una hoja de caucho y realice un fino corte transversal. 
2. Colocar los cortes en un portaobjetos adicione dos gotas de agua. 
3. Cubra con un cubreobjetos y observe a 10 y 40x 
4. Registre sus observaciones 
 
Drusas 
1. Realice un corte de una hoja de peciolo de begonia y realice un fino corte transversal. 
2. Colocar los cortes en un portaobjetosadicione dos gotas de agua. 
3. Cubra con un cubreobjetos y observe a 10 y 40x 
4. Registre sus observaciones 
 
Rafideos 
1. Realice un corte de una hoja de peciolo de panameña (Zebrina pendula) y realice un fino corte 
transversal. 
2. Colocar los cortes en un portaobjetos adicione dos gotas de agua. 
3. Cubra con un cubreobjetos y observe a 10 y 40x 
4. Registre sus observaciones 
 
 
 Sistema de Evaluación 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
 
 
 
1. Evaluación parcial presencial al iniciar la práctica 
2. Asistencia , participación y presentación del informe de la práctica realizada durante el laboratorio 
Informe o productos a entregar 
INFORME 
 
Debe contener los siguientes puntos: 
 
 
● Respuesta a cuestionario del informe 
● Resultados + Discusión + Conclusiones 
● Referencias bibliográficas 
El informe debe incluir el siguiente formato donde se registra 
 
MATERIAL 
BIOLÓGICO 
TIPO DE TEJIDO Y ESTRUCTURAS 
OBSERVADAS 
DIBUJO 
ANÁLISIS Y CONCLUSIONES 
(adicionalmente incluya forma 
de las células y función del 
tejido) 
LIRIO 
 
 
Pringamoza o 
Drosera 
 
 
 
 
PERA 
 
 
 
 
 
ROSA 
PASTO 
CAUCHO 
BEGONIA 
PANAMEÑA 
 
Además en el informe se deben responder las siguientes preguntas: 
1. ¿Qué forma tiene las células observadas? 
 
2. Señale las partes de cada una de las células observadas e identifíquelas su nombre. 
 
3. ¿Defina claramente la función de cada tejido? 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
PRACTICA No. 05 – DIVERSIDAD MICROBIANA 
 
 
Tipo de practica 
 
 
Presencial X Autodirigida Remota 
Otra ¿Cuál 
 
 
Temáticas de la práctica 
 
Diferenciación de bacterias, 
 
Intencionalidades formativas 
Propósito 
Aplicar técnicas de tinción para clasificación de bacterias como gram 
positivas o gram negativas 
Objetivo 
● Diferenciar estructuras bacterianas. 
● Identificar bacterias Gram positivas, Gram negativas y hongos 
● Observar e identificar la forma de los microorganismos 
 
Meta 
Identificación correcta de los microorganismos observados al seguir 
las instrucciones de la guía de laboratorio. 
Competencias 
● Elaborar montajes de microorganismos para observarlas al 
microscopio 
● Reconocer en diferentes hábitats y sustratos la diversidad 
biológica de microorganismos 
● Realizar frotis fijo con tinción de Gram 
 
 
 
Fundamentación Teórica 
Observar los videos: 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). Diversidad de Microorganismos. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a 
Distancia. Recuperado de http://hdl.handle.net/10596/7232 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). Diversidad de Microorganismos II. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a 
Distancia. Recuperado de http://hdl.handle.net/10596/7810 
Leer 
http://hdl.handle.net/10596/7232
http://hdl.handle.net/10596/7810
 
 
Granillo, V. M. D. P. (2014). Capítulo 5.3. Los Reinos del mundo vivo. Larousse - Grupo Editorial Patria. 
Biología general: los sistemas vivientes. (pp. 318-367). México, D.F. 
 
Recuperado de 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=325&docID=11046867&tm=1466033
661112 
Descripción de la practica 
A través de esta práctica el estudiante podrá reconocer las estructuras microscópicas de los diferentes 
grupos de microorganismos, además de adquirir destrezas en técnicas de tinción. 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
 
MATERIALES QUE DEBE LLEVAR EL ESTUDIANTE 
 Láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos. Asas microbiológicas: recta y de argolla. Fósforos, tinta 
china, Guantes, tapabocas y gorro. 
MATERIALES QUE SERÁN SUMINITRADOS EN EL LABORATORO 
Probeta, vaso de precipitado, Parrilla de calentamiento, agua destilada, Cristal violeta, Safranina, Lugol, 
Solución alcohol – acetona, Verde de malaquita, Fenol, 2%, Aceite de inmersión, Mechero, 
Microscopio.Cultivos líquidos y sólidos de Echerichia coli, Streptococcus sp, Bacillus sp. 
Software a utilizar en la práctica u otro tipo de requerimiento para el desarrollo de la práctica. 
Computador para la observación de los videos 
Metodología 
Procedimiento 
 
OBSERVACIÓN DE BACTERIAS 
Procedimiento: 
REALIZACIÓN DE FROTIS E coli, Streptococcus sp y Bacillus sp. 
1. Colocar una gota de agua en el centro del portaobjetos limpio 
2. Flamear el asa de siembra y tomar una pequeña cantidad de cultivo bacteriano en medio sólido y 
transferirlo a la gota de agua y mezclar hasta que se homogenice y extenderla por la placa. 
3. Dejar secar la placa. 
(Realizar el mismo procedimiento en una placa diferente por cada microorganismo a observar). 
 
FIJACIÓN DE BACTERIAS AL PORTAOBJETOS 
 4. Pasar 4 veces la placa por la llama del mechero (dejar enfriar entre cada paso) 
 
TINCIÓN DIFERENCIAL DE GRAM 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=325&docID=11046867&tm=1466033661112
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=325&docID=11046867&tm=1466033661112
 
 
5. Cubrir el frotis de E coli con 2 gotas de cristal violeta durante 40 a 60 seg. 
6. Lavar el frotis con agua de la llave para eliminar el exceso de colorante. 
7. Dejar secar y cubrir con 2 gotas de lugol por 30 seg. 
8. Lavar cuidadosamente con agua. 
9. Inclinar el portaobjetos y aplicar gota a gota el decolorante dejando que escurra hasta que no fluya más 
tintura. 
10. Lavar con abundante agua 
11. Aplicar 2 gotas de safranina durante 30 seg 
12. Lavar y eliminar el exceso de agua con una toalla de papel, dejar secar a temperatura ambiente. 
13. Ubique la lámina en el microscopio, localice las bacterias con el objetivo de menor aumento y observe 
en con el objetivo de 100 X, no olvide colocar una pequeña gota de aceite de inmersión. 
14. Según sus observaciones clasifique las bacterias observadas según su forma, agrupación y tinción. 
 
15. Escriba sus observaciones. 
 
TINCIÓN SELECTIVA DE ENDOSPORAS 
 
1. Colocar un trozo de papel filtro sobre el frotis de Bacillus sp. 
2. Agregar verde de malaquita sobre el papel filtro de manera que se cubra toda la preparación 
3. Colocar el portaobjetos sobre un vaso de precipitado con agua en ebullición 
4. Dejar por 5 min (tener en cuenta no dejar secar el colorante- agregar un poco más de colorante si 
es necesario ) 
5. Eliminar el exceso de colorante con agua destilada 
6. Cubrir con safranina por 30 seg. 
7. Lavar y dejar secar a temperatura ambiente. 
8. Ubique la lámina en el microscopio, observar a 10x 40x y 100x. 
9. Escriba sus observaciones y comparar con lo reportado en la literatura. 
 
BACTERIAS DE LA CAVIDAD BUCAL desarrolle el siguiente diagrama de flujo antes de su ingreso al 
laboratorio 
1. Prepare una lámina portaobjetos limpia y sin grasa. 
2. Tome un escobillón desechable, páselo por el borde de la encía en la parte que hace contacto con los 
dientes. 
3. La muestra extraída con el escobillón colóquela sobre una lámina portaobjetos. 
4. Deje secar por sí sola la lámina durante unos minutos con el fin de definir el frotis. 
5. Pase lentamente el portaobjetos a través de la llama del mechero, con esto se fija el frotis. 
6. Deje enfriar y coloree con la tinción de Gram como se indicó previamente. 
7. Deje secar la lámina y ubique las células con el objetivo de menor aumento y luego observe con el 
objetivo de inmersión. 
8. Escriba todas sus observaciones. 
 
 
 
 
 
OBSERVACIÓN DE HONGOS 
 
Observación de mohos: Desarrolle el siguiente procedimiento en casa 8 días antes del laboratorio 
1. Prepare una solución de agua azucarada y agregue 20 gotas de esta a una tajada de pan, déjela por 
espacio de media hora al aire libre. 
2. Almacénela en una bolsa plástica y ciérrela. Guárdela en un lugar oscuro a 30°C y obsérvela 
diariamente. 
3. Cuando el pan esté enmohecido, coloque en un portaobjetos una pequeña gota de solución de Azul de 
lactofenol. 
4. Luegocon un trozo de cinta adhesiva transparente de aproximadamente 2 cm toque la superficie del 
pan enmohecido. 
5. Pegue la cinta adhesiva sobre la gota del portaobjetos. 
Elimine el colorante sobrante con un papel de filtro. 
6. Observe al microscopio con objetivo de 10X y 40X e identifique el micelio y las hifas. 
El procedimiento anterior también puede hacerlo con frutas u hortalizas dañadas que presenten en su 
superficie mohos. Escriba sus observaciones. 
 
 
 
 
 
Sistema de Evaluación 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
1. Evaluación parcial presencial al iniciar la práctica 
2 .Asistencia, participación y presentación del informe de la práctica realizada durante el laboratorio. 
Informe o productos a entregar 
Cuestionario INFORME 
 
 
Almacene en una bolsa 
plástica cerrada. Guárdela 
en un lugar oscuro a 25°C y 
obsérvela diariamente. 
 
Selle herméticamente y 
transporte al laboratorio el 
día de la práctica. 
 
Prepare una solución de agua 
azucarada y agregue 20 gotas 
de esta a una tajada de pan, 
déjela por espacio de media 
hora al aire libre. 
 
 
 
1. Defina los principales linajes los organismos. 
 
2. Investigue el fundamento de la Coloración de Gram 
 
INFORME 
 
Debe contener los siguientes puntos: 
● Respuesta a cuestionario del informe 
● Conclusiones 
● Referencias bibliográficas 
 
En el informe debe incluirse el siguiente cuadro que debe registrar todas las observaciones realizadas. 
 
 
TINCIÓN DE GRAM E. coli Streptococcus sp 
Descripción del cultivo 
Forma (cocos, bacilos) 
Agrupamiento de las células 
Reacción de gram 
Imagen 
 
 
 
Microorganismo 
Observado 
Tinción Dibujo Observaciones 
Bacterias cavidad bucal 
 
HONGOS 
 
 
 
OBSERVACIÓN DE MOHOS 
 
1. Dibuje en el formato anterior las células observadas y complemente con la siguiente información. 
 
 
 
a. ¿Qué tipo de microrganismos se observan? 
b. ¿Cómo se denominan los tejidos de los hongos? 
c. Establezca diferencias puntuales entre hongos 
d. Establezca diferencias puntuales entre bacterias y hongos 
 
 
 
 
 
PRACTICA No. 06 – MITOSIS Y MEIOSIS 
 
 
Tipo de practica 
 
 
Presencial X Autodirigida Remota 
Otra ¿Cuál 
 
 
Temáticas de la práctica 
 
Ciclo celular, Mitosis y Meiosis 
 
Intencionalidades formativas 
Propósito 
Aprender a diferenciar los periodos del ciclo celular 
Objetivos 
● Identificar cada uno de los periodos que comprende el ciclo celular 
● Relacionar cada cambio presente en las células meristemáticas, 
con las diferentes fases de la mitosis. 
● Reconocer los procesos de la meiosis con base en el material 
suministrado. 
 
Meta 
Poder explicar el ciclo celular con ilustraciones de observaciones 
reales al microscopio 
Competencia 
Dominio de la observación celular en sus diferentes ciclos de mitosis 
y meiosis. 
 
 
 
 
Fundamentación Teórica 
Observar los siguiente videos: 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). Mitosis y Meiosis I parte. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. 
Recuperado de https://youtu.be/BhxFoL_e5Us 
Salazar, Y & Piña, C. (2005). Mitosis y Meiosis II parte. Bogotá: Universidad Nacional Abierta y a Distancia. 
Recuperado de https://youtu.be/tAOOVMZMzP0 
https://youtu.be/BhxFoL_e5Us
https://youtu.be/tAOOVMZMzP0
 
 
Leer : 
Curtis, H., Barnes, N., Schnek, A., & Massarini, A. (2008). Capítulo 7. La Reproducción celular. (7ª ed.). 
Editorial Médica Panamericana. Curtis Biología. (127-146). Madrid. Recuperado de 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2055/VisorEbookV2/Ebook/9789500605502#{"Pagina":"127","Vista":"Indi
ce","Busqueda":""} 
Descripción de la practica 
El estudiante observará las fases la división celular en montajes al microscopio. 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
 
LABORATORIOS QUE POSEEN MICROPREPARADOS 
Materiales que debe llevar el estudiante: 
Bata Blanca, Guantes. Papel absorbente, Jabón, Láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos. Papel y 
lápiz para tomar apuntes 
Materiales que le serán suministrados en el laboratorio: 
Micropreparados de raíces de cebolla y de Corte transversal de Testículo de ratón. Aceite de inmersión. 
Microscopio 
LABORATORIOS QUE NO POSEEN MICROPREPARADOS 
Materiales que debe llevar el estudiante: 
Bulbo de cebolla Allium cepa, Bata Blanca, Guantes. Papel absorbente, Jabón, Láminas portaobjetos y 
laminillas cubreobjetos. Bisturí, Papel y lápiz para tomar apuntes. 
Materiales que le serán suministrados en el laboratorio: 
Microscopio , aceite de inmersión, Acetocarmín 
Metanol, Bisturí, micropreparados que ilustran los procesos de mitosis y meiosis 
Software a utilizar en la práctica u otro tipo de requerimiento para el desarrollo de la práctica. 
Computador para la observación de los Videos de Mitosis y Meiosis parte 1 y 2. 
Metodología 
 
LABORATORIOS QUE POSEEN MICROPREPARADOS 
 
Desarrolle el siguiente diagrama de flujo antes de su ingreso al laboratorio; 
 
1. Coloque el micropreparado al microscopio e inicie la observación con el objetivo de 10x e identifique las 
células, 
2. Cambie al objetivo de 40X para detallar las células. Observe los núcleos y cromosomas en color azulado. 
3. Ubique el objetivo de 100 x y escriba sus observaciones diferenciando cada uno de los aumentos 
mencionados. 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2055/VisorEbookV2/Ebook/9789500605502#%7B%22Pagina%22:%22127%22,%22Vista%22:%22Indice%22,%22Busqueda%22:%22%22%7D
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2055/VisorEbookV2/Ebook/9789500605502#%7B%22Pagina%22:%22127%22,%22Vista%22:%22Indice%22,%22Busqueda%22:%22%22%7D
 
 
4. Detenidamente y distinga células en interfase, en división celular, las diferentes etapas de la mitosis y 
meiosis, no olvide hacer dibujos de lo observado. 
LABORATORIOS QUE NO POSEEN MICROPREPARADOS 
Para el desarrollo de esta práctica utilice bulbos de cebolla, Allium cepa y realice preparaciones con la 
raíz de material fijado y teñido, una vez obtenidos los extendidos de células obsérvelos al microscopio 
óptico. 
1. Con ayuda de una pinza retire la capa externa marronacea o rosácea y lave con abundante agua, esto 
se realiza para eliminar restos de sustancias con las que frecuentemente han sido tratadas para inhibir o 
retardar la germinación de las raicillas. 
2. Llene un vaso de precipitados con agua y coloque un bulbo de cebolla sujeto con dos o tres palillos de 
manera que la parte inferior quede inmersa en el agua. 
3. Póngalo a germinar a 25°C o a temperatura ambiente durante 3 días, al cabo de estos aparecerán 
numerosas raicillas en crecimiento de unos 3 o 4 cm. de longitud. 
4. Revise diariamente y procure que la corona no se deseque para lo cual es necesario rellenar con agua 
cada 24 horas. 
5. Cuando las raíces tengan entre 0.5 y 1 cm de longitud, realice cortes de raíz de aproximadamente 2 – 3 
mm a partir del ápice. 
6. Colóquelas en una lámina portaobjetos. Adiciona una gota del colorante acetocarmín. 
7. Coloque el cubreobjetos con mucho cuidado sobre la raíz. Con ayuda de la punta de una lanceta, de 
unos golpecitos sobre el cubre objetos sin romperlo, de modo que la raíz quede extendida. 
8. Use papel absorbente para retirar el exceso de colorante realice una suave presión, evitando que él 
cubre objetos resbale. Si la preparación está bien asentada no hay peligro de rotura por mucha presión que 
se realice. 
9. Selle todos los bordes del cubre objetos con esmalte transparente, para evitar que se seque y de esta 
manera conservar la preparación durante varios días. 
10. Coloque la preparación al microscopio e inicie la observación con el objetivo de 10x e identifique las 
células. 
11. Cambie al objetivo de 40X para detallar las células. Observe los núcleos y cromosomas en color 
rosáceo – morado. 
12. Ubique el objetivo de 100 x y escriba sus observaciones anotando las diferencias en cada unode los 
aumentos mencionados. 
13. Trate de observar detenidamente las preparaciones y distinga células en interfase y células en división 
y dentro de estas, las diferentes etapas de la mitosis 
 
Realice dibujos de todas las fases observadas. 
 
Sistema de Evaluación 
 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
 
 
 
1. Evaluación parcial presencial al iniciar la práctica 
2. Asistencia, participación y presentación del informe de la práctica realizada durante el laboratorio. 
Informe o productos a entregar 
 
 
 
INFORME 
 
Debe contener los siguientes puntos: 
● Respuesta a cuestionario del informe 
● Conclusiones 
● Referencias bibliográficas 
El informe debe incluir el siguiente formato donde se registra cada una de las fases de la división celular 
observadas 
MITOSIS: Células de Cebolla 
FASE DIBUJO DESCRIPCIÓN Y CARACTERÍSTICAS 
INTERFASE 
PROFASE 
METAFASE 
ANAFASE 
TELOFASE 
 
Además se deben resolver las siguientes preguntas: 
a. ¿Qué etapas de la meiosis y mitosis observo? 
b. ¿Qué proceso se está desarrollando en las etapas observadas? 
c. ¿Qué tipo de células se están observando? 
d. ¿Cuántos cromosomas poseen las células en mitosis? 
e. ¿Cuántos cromosomas poseen las células en meiosis? 
 
 
 
 
 
PRACTICA No 7. FENÓMENOS DE TRANSPORTE CELULAR 
 
 
Tipo de práctica 
 
Presencial x Autodirigida Remota 
 
 
Temáticas de la práctica 
Fenómenos de transporté celular, transporte pasivo, difusión simple, 
difusión facilitada, diálisis, y osmosis 
 
Intencionalidades formativas Propósito 
 
 
Afianzar y aplicar los conocimientos teóricos de los fenómenos de 
transporte a través de la membrana celular. 
Objetivo 
Analizar y aplicar los modelos experimentales para observar los fenómenos 
de transporte celular, osmosis, plasmólisis y difusión 
Competencias 
Se basan en el dominio la relación cognitivo-procedimental orientada a: 
1. Capacidad para reconocer los diferentes fenómenos de transporte 
celular 
2. Fortalecer los conocimientos teóricos de la célula 
3. Aplicar las diferentes técnicas experimentales 
 
 
Fundamentación Teórica 
En todos los sistemas vivos, desde los procariotas hasta los eucariotas multicelulares más complejos, la 
regulación del intercambio de sustancias con el mundo inanimado ocurre a nivel de la célula individual y se realiza 
a través de la membrana celular. El transporte a través de la membrana ocurre por dos mecanismos transporte 
activo y transporte pasivo. 
Granillo, V. M. D. P. (2014). Unidad 1. Diversidad Biológica y Taxonomía. Larousse - Grupo Editorial Patria. 
Biología general: los sistemas vivientes. (pp. 85-132) México, D.F., Recuperado de 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=92&docID=11046867&tm=14679878559
88 
Descripción de la práctica 
Mediante la práctica se comprenderá que el transporte de moléculas a través de membranas biológicas es de 
vital importancia para que se cumplan la mayor parte de los procesos celulares 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
MATERIALES QUE DEBE LLEVAR EL ESTUDIANTE 
Bata Blanca, Guantes. 
Papel absorbente 
Jabón 
Tapabocas. 
Papel y lápiz para tomar apuntes 
Cebolla 
Elodea 
Reloj 
Lancetas 
Láminas portaobjetos, Laminillas 
 
MATERIALES QUE LE SERÁN SUMINISTRADOS EN EL LABORATORIO 
Microscopio, 
 Agar Agar 
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=92&docID=11046867&tm=1467987855988
http://bibliotecavirtual.unad.edu.co:2077/lib/unadsp/reader.action?ppg=92&docID=11046867&tm=1467987855988
 
 
Caja de petri 
Colorantes 
Papel de Arroz o de óptica, 
Pipeta de 1 ml 
Lugol 
Solución de sacarosa al 10% 
Cloruro de sodio al 10%, 2%, 0.9% 0.4% 
Alcohol antiséptico 
 
Metodología 
Experimental 
 
Procedimiento 
 
1. Osmosis en células de Elodea 
 
1.1. Tome con pinzas una hoja de Elodea y adicione una gota de agua de acuario, teniendo en cuenta que el haz 
esté dirigido hacia arriba. 
1.2. Enfoque el borde del ápice de la hoja con objetivos de menor y mayor aumento; observe el arreglo general 
de las estructuras celulares y observe detalladamente la relación existente entre la membrana plasmática y la 
pared celular. Como la célula está en su medio ambiente natural, la cantidad de agua que entra y sale a la célula 
es aproximadamente igual, el volumen celular permanece constante. 
1.3. Tome la placa anterior como control para las futuras observaciones 
1.4. Prepare un nuevo montaje reemplazando el agua de acuario por una solución de sacarosa al 10%. 
Inmediatamente después de haber agregado la sacarosa, anote el tiempo en el que se inicia la observación. A 
partir de este momento haga observaciones permanentes sobre una misma célula, hasta que note la aparición 
de espacios entre la pared celular y la membrana plasmática. 
1.5. Que fenómenos ocurren?, ¿Cuánto tiempo demoró en presentarse el fenómeno? 
 
2. Osmosis en células de cebolla 
2.1. Prepare una placa con una muestra de epidermis de cebolla 
2.2. Agregue una gota de cloruro de sodio (NaCl) al 10% y deje actuar por unos segundos 
2.3. Adicione una gota de Lugol. 
2.4. Tome la lámina con la preparación fíjese que esté completamente seca en la parte inferior 
2.5. Inicie la observación con el objetivo de 4X seguido del 10X y 40X 
2.6. Observe los cambios que ocurren en las células. 
2.7. Que fenómenos se presentan? La solución salina al 10% es, con respecto al citoplasma de las células, 
hipotónica, hipertónica o isotónica? 
 
3. Osmosis y diálisis en Células Sanguíneas 
3.1. Limpie con un algodón empapado en alcohol la yema del dedo, pinche utilizando una lanceta estéril. 
3.2. Sobre tres portaobjetos limpios y marcados con los números 1, 2 y 3 coloque una gota de sangre. 
 
 
3.3. Sobre la lámina número 1, agregue 1 gota de NaCl al 0.9%, cubra con laminillas y observe con aumentó de 
40X. Haga un esquema de los eritrocitos y describa la forma de las células, Conserve esta lámina como 
control.(en condiciones normales, el suero salino normal 0.9% de NaCl es isotónico para los glóbulos rojos) 
3.4. Al portaobjeto número 2, agregue 1 gota de NaCl al 0.4%, cubra con una laminilla, observe y haga el esquema 
de los eritrocitos y describa la forma de las células. 
3.5. A la lámina número 3, agregue 1 gota de NaCl al 2% cubra con una laminilla, observe y haga el esquema de 
los eritrocitos y describa la forma de las células. 
3.6. Explique la razón del cambio morfológico en las células con cada una de las soluciones y cuál es la dirección 
del flujo del agua en la célula con cada una de las soluciones 
4. Difusión de solutos 
4.1. Prepare 10ml de agar agar al 2% en un erlemmeyer, caliente para que se disuelva y sirva en una caja de 
Petri, deje enfriar y solidificar. 
4.2. Una vez esté sólido, con un tubo de ensayo pequeño, haga 3 pozos en la superficie de la matriz. 
4.3. Agregue una gota de uno de los colorantes disponible a uno de los pozos (evite la formación de burbujas. 
haga registro del tiempo. (Tome el tiempo de adición como tiempo cero). Repita el procedimiento para cada 
colorante (un colorante para cada pozo). 
4.4. Transfiera cuidadosamente la caja de petri sobre una hoja blanca, sin temblar o correr el colorante. 
4.5. Cada 10 min, haga medidas de la distancia (diámetro) recorrida por el colorante. 
4.6. Realiza una gráfica donde represente la distancia recorrida por cada colorante en función del tiempo 
transcurrido. 
 
 
Sistema de Evaluación 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
1. Evaluación parcial presencial al iniciar la práctica 
3. Presentación de informe de la práctica realizada durante el laboratorio. 
Informe o productos a entregar 
 
 
INFORME 
Debe contener los siguientes puntos: 
● Respuesta a las preguntas planteadas al final de las experiencias realizadas● Explique las diferencias entre transporte activo y transporte pasivo 
● Explique los mecanismos moleculares del transporte activo a través de la membranas biológicas 
● Conclusiones 
● Referencias bibliográficas 
En el informe debe incluirse los siguientes cuadros y las respuestas a las preguntas del informe final. 
OBJETO OBSERVADO AUMENTO DIBUJO ANÁLISIS Y CONCLUSIONES 
Osmosis en la célula de 
la Elodea 
40X 
 
Osmosis en la célula de 
la cebolla 
40X 
 
Osmosis y diálisis en 
células sanguíneas 
0.9% 
0.4% 
2% 
40X 
 
 
 
COLORANTE TIEMPO DIÁMETRO 
ANÁLISIS Y 
CONCLUSIONES 
 
 Nota: Realice un cuadro por cada colorante utilizado 
 
 
 
 
 
 
PRACTICA No. 8 MUTACIONES DE Drosophila melanogaster ASOCIADAS A LAS LEYES DE 
MENDEL 
 
 
 
Tipo de práctica 
 
Presencial x Autodirigida Remota 
 
 
 
 
Temáticas de la práctica 
Conceptos básicos de genética, genética Mendeliana. 
 
Intencionalidades formativas 
Propósito 
En el laboratorio se estudiarán algunas mutaciones de Drosophila 
melanogaster, para demostrar la herencia Mendelina. 
Objetivo 
● Determinar caracteres heredables en una población. 
 
Competencia 
1. Investigar la herencia de características en Drosophila 
2. Fortalecer los conocimientos teóricos de la Unidad 2 
 
 
 
Fundamentación Teórica 
 
Uno de los organismos más estudiados en el campo de la genética para el tema de las mutaciones es la mosca 
de las frutas Drosophila melanogaster. Es un díptero de aproximadamente 3 mm, su aspecto es de un color ocre 
y sus ojos son generalmente de color rojo. Su ciclo de desarrollo depende en mayor medida de la temperatura, 
siendo la media de 15-16 días, acortándose en verano y alargándose a temperaturas bajas; el período de vida 
del adulto viene a ser de 1 a 3 meses, dependiendo de las condiciones ambientales. 
 
 
Ciclo reproductivo Drosophila. Tomado de: Medical, biologist and science pots 
 
 
 
El ciclo comienza cuando las hembras ponen los huevos, que miden en promedio 0.3 mm, en la papilla 
alimenticia. En este estadio duran aproximadamente 1 día. 
De los huevecillos salen unas pequeñas larvas que viven en la papilla alimentándose rápidamente y nadando en 
el medio de cultivo, estadio en el que duran 1 día en promedio. Luego pasan al estadio de larva 2 cuya duración 
es 1 día. 
Posteriormente, estas larvas comienzan a reptar por las paredes del recipiente y a un tercio de su altura, se fijan 
por dos días (estadio de larva 3). 
Aquí se transforman en pupas (estadio en el que duran 4 días promedio), tienen forma de pequeñas cápsulas. 
De las pupas nacen los ejemplares adultos, que emergen a los 4 días y que volarán para aparearse y comenzar 
de nuevo el ciclo. En el caso del macho al momento de eclosión de la pupa, está listo para aparearse. 
Debido a la variación de mutaciones que presenta Drosophila melanogaster se ha escogido como material 
biológico preferido para estudiar el fenómeno de la herencia. Existen varios factores que contribuyen a su elección 
como organismo adecuado para la demostración de muchos principios genéticos en eucariotas, como son: su 
bajo número de cromosomas (4 pares), la disponibilidad de una gran variedad de mutaciones, su fácil 
mantenimiento en el laboratorio y su corto periodo generacional. De otra parte la facilidad de cultivo, el pequeño 
tamaño del organismo adulto, un tiempo de generación muy rápido (10 días a 25ºC y 20 días a 18ºC); es sencillo 
el cartografiado de sus genes en mapas citológicos en cromosomas politénicos de las glándulas salivares; 
incluso, existen cromosomas balanceadores letales homocigóticos con múltiples puntos de ruptura que impiden 
la recombinación con los que se mantienen poblaciones en heterocigosis de letales recesivos. Y hay mutantes 
para casi todo proceso biológico reconocible. 
Por tales motivos, Drosophila melanogaster es un organismo ideal para la demostración de muchos principios 
biológicos y el análisis de ciencia descriptiva, bioquímica y molecular, se utiliza para estudiar problemas de 
desarrollo, nutrición fisiológica, comportamiento, reacciones en el apareamiento y respuestas a la luz de diversos 
colores. 
 
Curtis, H., Barnes, N., Schnek, A., & Massarini, A. (2008). Capítulo 7. La reproducción celular. (7ª ed.). Curtis 
Biología (pp.158 -165). Madrid, España: Editorial Médica Panamericana. Recuperado de 
http://www.medicapanamericana.com.bibliotecavirtual.unad.edu.co/VisorEbookV2/Ebook/9789500605502#{%2
2Pagina%22:%22158%22,%22Vista%22:%22Indice%22,%22Busqueda%22:%22%22} 
 
Descripción de la práctica 
http://www.medicapanamericana.com.bibliotecavirtual.unad.edu.co/VisorEbookV2/Ebook/9789500605502#%7B%22Pagina%22:%22158%22,%22Vista%22:%22Indice%22,%22Busqueda%22:%22%22%7D
http://www.medicapanamericana.com.bibliotecavirtual.unad.edu.co/VisorEbookV2/Ebook/9789500605502#%7B%22Pagina%22:%22158%22,%22Vista%22:%22Indice%22,%22Busqueda%22:%22%22%7D
 
 
Con la práctica se pretende interpretar las Leyes de Mendel y cómo las características de un organismo proceden 
de la herencia y de la interacción de los genes 
Recursos a utilizar en la práctica (Equipos / instrumentos) 
 
 
MATERIALES QUE DEBE LLEVAR EL ESTUDIANTE 
Bata Blanca, Guantes. 
Papel y lápiz para tomar apuntes 
Pincel delgado 
Lupa 
 
MATERIALES QUE LE SERÁN SUMINISTRADOS EN EL LABORATORIO 
Éter, cajas de Petri, microscopio 
Cepas de Drosophila Silvestre, ojos Brown, White, vermillion; alas Vestigial, miniatura; cuerpo ebony, yellow. 
 
Metodología Experimental 
 
Procedimiento 
 
 Paso 1: Observación de los diferentes estadios del ciclo biológico de Drosophila 
a. Retire del cultivo varios huevos, larvas en diferentes estadios. Observe las características valiéndose de 
una lupa 
 
 Paso 2: Esterilización de las moscas silvestres 
a. Impregnar un algodón con éter, verter las moscas pasándolas por un embudo a un frasco y taparlo con 
el algodón impregnado de éter 
b. Una vez las moscas se duerman ponerlas en una caja de Petri y manipularlas con un pincel delgado 
c. Observar las características morfológicas que distinguen la cepa silvestre 
 
 Paso 3: Diferenciación entre machos y hembras de Drosophila 
a. Separar los machos de las hembras silvestres teniendo en cuenta las siguientes características: 
1. Oscurecimiento de los últimos segmentos abdominales en los machos 
2. Los machos poseen peine sexual formado por cerdas oscuras, localizadas en las patas anteriores 
3. Los machos son de menor tamaño que las hembras 
 
 
 
Modificado de: http://m.animal.memozee.com/m.view.php?q=drosophila&p=21 
 
 
 Paso 4: Esterilización de las moscas mutadas 
a. Impregnar un algodón con éter, verter las moscas mutadas pasándolas por un embudo a un frasco 
y taparlo con el algodón impregnado de éter 
b. Poner las moscas en una caja de Petri y manipularlas con un pincel delgado 
c. Identificar el tipo de mutación de cada individuo de acuerdo a la siguiente información 
 
Posibles mutaciones: 
 
Ojos Brown 
 
Ojos White 
 
Ojos vermillion 
 
Alas vestigial 
 
Cuerpo ebony 
 
 
Cuerpo yellow 
 
http://m.animal.memozee.com/m.view.php?q=drosophila&p=21
 
 
Tomada de: Universidad de Guanajuato Facultad de Ciencias Naturales y Exactas. 
https://es.slideshare.net/5554382/mutaciones-morfolgicas-en-drosophila-melanogaster 
 
 
 
Sistema de Evaluación 
La evaluación se llevará a cabo por medio de las siguientes actividades 
1. Presentación de informe de la práctica realizada durante el laboratorio. 
 
Informe o productos a entregar 
INFORME 
 
 
Drosophila melanogaster macho Drosophila melanogaster hembra 
Características: 
 
 
 
 
 
Características: 
Imagen: 
 
 
 
 
 
Imagen: 
Drosophila melanogaster silvestre Drosophila melanogaster mutado 
Características: 
 
 
 
 
 
Características: 
Imagen: 
 
 
 
 
 
 
Imagen: 
 
https://es.slideshare.net/5554382/mutaciones-morfolgicas-en-drosophila-melanogasterMutación Observada Imagen Número de individuos Explicación 
 
 
 
 
 
 
 
 Cromosoma: 
Tipo de mutación: 
Función: 
 
 
 
 
 
 
 
 Cromosoma: 
Tipo de mutación: 
Función: 
 
 
 
 
 
 
 Cromosoma: 
Tipo de mutación: 
Función: 
 
 
 
 
 
 
 Cromosoma: 
Tipo de mutación: 
Función: 
 
 
 
 
 
 
 Cromosoma: 
Tipo de mutación: 
Función: 
 
 
 
 
 
LABORATORIOS QUE NO POSEEN CEPAS DE Drosophila 
OBJETIVO 
Identificar líneas mutantes y silvestres de Drosophila melanogaster para identificar diferencias en fenotipo y 
genotipo 
DIFERENCIAS SEXUALES: Se utilizan varios criterios para distinguir las moscas machos de las hembras 
1. Tamaño del adulto. La hembra es generalmente más grande que el macho. 
 
 
2. Marcas en el abdomen. En la parte dorsal del abdomen de la hembra se observan más bandas claras y 
obscuras, ya que los últimos segmentos del macho están fusionados. 
3. Forma del abdomen. La curva del abdomen de la hembra termina en punta; el del macho es romo y más 
corto. 
4. Peines sexuales. En los machos, existe un pequeño penacho de cerdas en el segmento basal tarsal de 
cada pata delantera. Este es el método más seguro para distinguir moscas machos y hembras jóvenes 
(menos de dos horas de edad), ya que los otros rasgos adultos no siempre se pueden reconocer a temprana 
edad. 
5. Genitales externos en el abdomen. Localizados en la punta del abdomen, el ovipositor de la hembra es 
puntiagudo, los claspers del macho son oscuros de forma circular. 
6. Órganos sexuales durante la etapa larval. Durante la últimas etapa larvaria los machos pueden 
distinguirse por la presencia de una gran masa blanca de tejido testicular, este se localiza en el tercio 
posterior de la larva, en los cuerpos grasos laterales, y pueden verse a través del tegumento. El tejido ovárico 
de la hembra forma una masa mucho más pequeña. 
Principales características del tipo silvestre Antes de observar los mutantes es necesario familiarizarse 
con las características del tipo silvestre (o más común) de Drosophila. Se conocen cientos de mutaciones 
pero solo se mencionan algunas de las más relevantes, las cuales se comparan con el tipo silvestre. 
 
 
Principales características del tipo silvestre 
Ojos 
Silvestre Color rojo brillante, forma oval y multifacetados 
Mutante color blanco, negro, durazno, rojo escarlata, rosa o café; 
cambios en la forma y número de facetas 
Alas 
Silvestre Superficie lisa, venación uniforme, extendidas hasta afuera del 
abdomen. 
Mutante Cambios en tamaño y forma; ausencia de venas especificas; 
cambios en la posición en la que se colocan las alas cuando la 
mosca está en reposo. 
Cerdas 
Silvestre Rectas, largas y lisas (distribución especifica en cabeza y tórax). 
 
Color del 
cuerpo 
Silvestre Básicamente gris o café claro, con patrones de áreas claras y 
oscuras. 
Mutante Negro en grados variables, amarillo. El color se puede 
determinar más claramente en las venas de las alas, en las 
patas y en el tórax (en posición dorsal). 
 
Las características mutantes son recesivas respecto al tipo silvestre, a menos que se indique lo contrario. 
Mutantes de Drosophila melanogaster de uso común en el laboratorio. A continuación se enlistan algunos 
de los mutantes de Drosophila con las características que los distinguen 
 
 
 
 
 
Barra: B 
Ojos barra. El número de facetas en el ojo se reduce a 68 en el 
homocigoto (BB), en el heterocigoto (B+B) es de 358, comparado 
con el promedio de 779 en el tipo silvestre (B+B´). Se considera una 
mutación semidominante. La visibilidad es buena. 
 
 
Curly: cy 
Alas completamente curvas hacia arriba. Generalmente es letal la 
condición homocigótica. 
 
 
Dumpy: dp 
Alas recortadas y reducidas en su longitud a dos terceras partes de 
la del tipo normal; los vellos y setas torácicas también resultan 
afectadas por este gen. Buena viabilidad. 
 
 
Ebony: e Color del cuerpo, trazos y venas de las alas son de color negro. 
 
 
Sepia: se 
El color de los ojos al emerger es café rojizo transparente y se 
oscurecen hasta el sepia, posteriormente se torna café en los 
adultos. Los ocelos son de tipo normal. 
 
 
Scarlet: st 
Ojos color amarillo – rojizo muy brillante y se oscurecen un poco con 
la edad. Ausencia de color en los ocelos. La combinación st/st, 
bw/bw produce ojos blancos. 
 
Vestigial:vg 
Alas atrofiadas en diferentes grados, alterios muy reducidos. Hay 
varios alelos, viabilidad reducida 
 
White: w 
 
Ojo casi blanco nieve, ocelos y tubo de malpighi sin color. Aparece 
con una frecuencia de 1/30000 moscas normales. Tiene numerosos 
alelos entre el blanco y el normal. 
 
Complementa el cuadro que se le presenta con un esquema y el símbolo que le corresponde a cada 
mutante. Reporte por escrito sus observaciones, el cuadro de los esquemas y el cuestionario. 
Identifique y dibuje las características fenotípicas de los caracteres silvestres o mutantes que se indican a 
continuación: 
 
 
 
 
Color de los ojos 
 
 
 
 
Color del cuerpo 
 
 
 
 
Forma de las alas 
 
 
 
 
 
Parte B: Cruce Drosophila melanogaster Silvestre +/+ y Mutante White w/y 
1. Generación parental: 
Genero 
Número de 
individuos 
Fenotipo 
Genotipo 
Machos 8 ojos rojos 
Xw y 
Hembras 4 ojos blancos 
X+ X+ 
 
2. Estudio de la primera generación filial (F1) 
 
 
 
 
 
(F1) 
 
GENERO 
# DE 
INDIVIDUOS 
FENOTIPO GENOTIPO 
HEMBRAS 13 
OJOS 
ROJOS 
 
 
 
MACHOS 11 
OJOS 
BLANCOS 
 
 
 
3. Estudio de la segunda generación filial (F2) 
 
 
 
 
 
 
GENERO 
NUMERO DE 
INDIVIDUOS 
FENOTIPO GENOTIPO 
HEMBRAS 
13 OJOS ROJOS 
15 OJOS BLANCOS 
MACHOS 
15 OJOS BLANCOS 
12 OJOS ROJOS