Fisiologia vegetal (Exercicios Praticos) - Moacir Maestri (1)

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Ciettcias ‘Bit logicas
Fisiolegia Vegetal
(Exerticios Prathas)r
Moacir Maestri
Paulo de Tarso Alvim
Marco Aurelio Pedron e Silva
Paulo Roberto Mosquim
Rolf Puschmann
Marco Antonio Oliva Cano
Raimundo Santos Barros EdiTORA
UFV
Fisiologia Vegetal
[EHercicias Praticos]
Universidade Federal de Vi^osa
Reitor
Vice-Reitora
Pro-Reitor de Extensao e Cultura
Luiz Claudio Costa
Nilda de Fatima Ferreira Soares
Gumercindo Souza Lima
Jose Gouveia da Silva
Paula Dias Bevilacqua (Presidente),
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Eduardo Seiti Gomide Mizubuti, Jose
Gouveia da Silva, Ketia Soares
Moreira, Luiz Antonio dos Santos
Dias, Paulo Henrique Alves da Silva,
Ronan Eustaquio Borges e Rosimar
de Fatima Oliveira
Diretor da Editora UFV
Conselho Editorial
A Editora UFV e filiada a
V
Asociacion de Editoriales Universitarias
de America Latina y e! Caribe
Associagao Brasileira das Editoras
Universitarias
1
UNIVERSIDADE FEDERAL DE VICOSA
CENTRO DE CIENCIAS BIOLOGICAS E DA SAUDE
DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA VEGETAL
Fisiologia Vegetal
[Exera'cios Praticos)
12a reimpressao
Moacir Maestri
Professor Titular Aposentado da UFV
Paulo de Tarso Alvim
Pesquisador da CEPLAC
Marco Aurelio Pedron e Silva
Professor Adjunto da UFV
Paulo Roberto Mosquim
Professor Adjunto da UFV
Rolf Puschmann
Professor Adjunto da UFV
Marco Antonio Oliva Cano
Professor Titular da UFV
Raimundo Santos Barros
Professor Titular Aposentado da UFV
EdiTORA
UFV
Universidade Federal de Vigosa
2019
2
© 1995 by Moacir Maestri, Paulo de Tarso Alvim, Marco Aurelio Pedron e Silva,
Paulo Roberto Mosquim, Rolf Puschmann, Marco Antonio Oliva Cano e Raimundo
Santos Barros.
Pedigo: 1995
1" reimpressao: 1996
2" reimpressao: 1998-Sdrie Cademos Did&ticos
3“ reimpressao: 2001; 4“ reimpressao: 2003; 5a reimpressao: 2005
6“ reimpressao: 2006; 7“ reimpressao: 2007; 8a reimpressao: 2009
9" reimpressao: 2010; 10“ reimpressao: 2011; 1 la reimpressao: 2012
12a reimpressao: 2019
Os Cademos Didaticos visam publicar textos elaborados pelos docentes ou por eles e
outros autores para uso em sala de aula. Os textos, de responsabilidade dos autores.
poderao ser aperfei9oados para, em futuras edi<?oes, serem publicados na forma de livro.
Impresso no Brasil
Ficha catalografica preparada pela Segao de Catalogagao e
Classificagao da Biblioteca Central da UFV
Fisiologia Vegetal; exercicios praticos [por] Moacir Maestri [e
outros].-Vi90sa : UFV, 1998.
91p. (Cademos didaticos, 20)
ISBN: 85-7269-069-7
F537
1998
1. Fisiologia vegetal - estudo e ensino. 2. Fisiologia vegetal -
Problemas, exercicios etc. I. Maestri, Moacir. II. Alvim, Paulo de Tarso.
III. Silva, Marco Aurelio Pedron e. IV. Mosquim, Paulo Roberto. V.
Puschmann, Rolf. VI. Cano, Marco Antonio Oliva. VTI. Banos,
Raimundo Santos. VIII. Universidade Federal de Vi9osa. IX. Serie.
CDD 19.ed. 581.107
CDD 20.ed. 581.107
Capa: Fabio Abreu Barbosa
Revisao lingiiistica: Ana Maria de Gouveia Almeida
Editora9ao eletronica: Jose Afonso de Freitas
Impressao e acabamento: Divisao de Grafica Universitaria da UFV
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3
SUMARIO
RECOMENDA^OES PARA AS AULAS PRATICASREDACAO DO RELATORIO 56
SE^AOI - FOTOSSINTESEPigmentos Hidrossoluveis e Lipossoluveis em
Tecidos Vegetais
Separate) de Pigmentos Cloroplastidicos por
Cromatografia em Papel
Determinate do Espectro de Absorto dos
Pigmentos dos Cloroplastos
Formato de Poder Redutor por Cloroplastos
Isolados (Reato de Hill)
Determinate da Irradiancia de Compensato..
Sintese de Amido: Efeito da Clorofila e da Luz
Fatores que Afetam a Fotossintese em Elodea
canadensis
7
8
10
1?
14
17
19
22
SE£AOII - RESPIRA£AO
Determinate Colorimetrica da Atividade da
Peroxidase
Atividade Desidrogenativa em Sementes
Atividade de Catalase em Tuberculos de Batatinha ....30
Demonstrate da Respirato pelo Metodo Indicador .31
25
26
28
SE£AO III - PERMEABILIDADE E TRANSPORTE
Efeito da Temperatura sobre a Permeabilidade das
Membranas Celulares
Permeabilidade das Membranas Celulares a
Moleculas e Ions
35
36
38
SECAOIV - NUTRICAO MINERAL
Nutrito Mineral das Plantas
41
41
4
SEgAOV - AGUA EM CELULAS E TECIDOS
Demonstrate) da Osmose na Celula de Traube
Intensidade da Osmose
Relapoes Energeticas da Embebipao
Plasmolise e Efeito de Substancias Toxicas sobre
a Permeabilidade das Membranas Celulares
Determinate do Potencial Osmotico de Tecidos
Vegetais pelo Metodo Plasmolitico
Determinate do Potencial Hidrico de Tecidos
Vegetais pelo Metodo Densimetrico ou de
Schardakow
48
50
51
53
55
57
60
SEgAO VI - ABSORgAO E PERDA DE AGUA PELA PLANTA ..62
Avaliapao da Abertura dos Estomatos com o
Porometro de Alvim
Avaliapao da Abertura Relativa dos Estomatos
pelo Metodo de Infiltrapao
SEgAOVII - TRANSLOCAgAO
Sudato ou Gutapao
Translocato de Solutos Organicos
Exsudato da Seiva do Floema
Construto do Modelo do Fluxo por Pressao -
Modelo de Munch
Recuperapao de Turgescencia em Ramos Cortados
Desenvolvimento de Tensoes Intemas de Agua
em Tecidos Vegetais
63
65
67
67
69
70
72
74
76
SEgAO VIII - CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO
Efeito da Qualidade da Luz na Germinapao de
Sementes Fotoblasticas
Efeito da Auxina sobre o Crescimento Direcional
de Plantas
Efeito do 2,4-D no Alongamento de Raizes
Indupao de Raizes Adventicias em Estacas
Polaridade
Atividade Herbicida do 2,4-D
Dominancia Apical
78
79
81
82
84
86
88
89
5
RECOMENDA^OES PARA AS AULASPRATICAS
Para melhor aproveitamento das aulas praticas, os seguintes
procedimentos sao recomendados:
1. Comparecer a aula pontualmente, munido de avental (jaleco) branco,
do material relacionado na lista abaixo e deste manual, obrigatoriamente.
2. Ler cuidadosamente o exerdcio antes de iniciar sua execugao.
3. Dividir os trabalhos equitativamente com o(s) companheiro(s) do grupo.
4. Tomar notas das observagdes e dos resultados, levando em conta todos
os pormenores relevantes a preparagao do Relatorio.
5. Discutir com o instrutor todos os pontos duvidosos.
6. Usar apenas o material estritamente necessario, evitando desperdicios
e danos.
7. Limpar, no final da aula, o balcao de trabalho, lavar a vidraria e
colocar todo o material utilizado (drogas, solugoes e aparelhagem) em
seu devido lugar.
Material de Uso Pessoal, Indispensavel ao Acompanhamento das
Praticas
1 estilete de ponta reta
Pinga reta de ponta fina
3 laminas para microscopia
6 laminulas para microscopia
1 regua de plastico, de 15 cm ou mais
3 laminas de barbear, novas
1 rolo de fita adesiva
1 lapis de desenho
1 borracha
1 lapis de cera ou caneta hidrocor
6
REDAgAO DO RELATORIO
O relatorio de cada exercicio, que sera feito em modelo
padronizado, devera conter:
a - Ti'tulo
b - Objetivos
c - Resultados
d - Discussao
e - QuestSes
O item Resultados deve trazer apenas dados obtidos,
preferencialmente expressos em quadros ou figuras (graficos, desenhos
esquemas). As possiveis explicaqoes devem ser colocadas apenas no item
Discussao, que pode abranger ainda algumas conclu§oes no seu final.
Quanto as Questoes, nao e necessario reescreve-las, bastando apenas
apresentar as suas respostas.
O Cademo de Relatorios sera recolhido periodicamente pelos
professores, em datas definidas no programa de aulas praticas e tambem
no final do curso para uma avaliaqao global.
7
SECAO I
FOTOSSINTESE
Na fotossmtese, a luz (radiagao eletromagnetica) e utilizada para
transferir eletrons para a redugao de NADP+ a NADPH, com a oxidagao
de H20, e gerar energia para a formagao de ATP. Esse “poder
assimilador” (eletrons e energia) e, entao, usado para reduzir C02 a
carboidratos, com ganho liquido de energia (energia quimica). O processo
como um todo pode ser representado pela equagao geral:
luz
> C(H20) + H20 + 02C02 + 2 H20
cloroplastos
A fotossmtese compoe-se de tres processosparciais, a saber:
1) Processo fotoquimico, que resulta na conversao da energia luminosa
em energia quimica, pela formagao de NADPH e ATP. O processo
envolve pigmentos para a absorgao da luz (reagoes biofisicas) e co-
fatores e enzimas diversas (reagoes quimicas). Os pigmentos
responsaveis pela absorgao da luz sao as clorofilas e os carotenoides.
2) Processo fisico de transporte, por difusao do C02, do ar extemo ate o
local de reagao na matriz dos cloroplastos.
3) Processos bioquimicos relacionados com a redugao do C02,
envoivendo varias reagoes enzimaticas.
P
Os fatores extemos que afetam diretamente a fotossmtese, como
luz, concentragao de C02 e temperatura, tern efeito seletivo sobre cada
um desses processos parciais. O processo fotoquimico e afetado apenas
pela luz, enquanto o de difusao do C02 e influenciado pela diferenga de
concentragao desse gas no ar extemo (ou turbulento) e na matriz dos
cloroplastos, sendo levemente alterado pela temperatura. Ja os processos
bioquimicos sao afetados principalmente pela temperatura.
O estado hidrico da folha (determinado por seu potencial hidrico)
tern, principalmente, efeito indireto sobre o transporte de C02, via abertura
dos estomatos, que opoem maior ou menor resistencia ao fluxo de gases e
vapor d'agua entre o interior da folha e o meio extemo. Os estomatos sao,
portanto, reguladores tanto da fotossmtese quanto da transpiragao.
8
PRATICA N° 1
PIGMENTOS HIDROSSOLUVEIS E
LI POSSOLUVEIS EM TECIDOS VEGETAIS
1NTRODUCAO
Aldm das clorofilas e dos carotenoides, que sao lipossoluveis, as
plantas contem outros pigmentos, como os flavonoides, que constituem
uma serie de compostos relacionados, soluveis em agua, tendo como
estrutura basica um esqueleto Ci5 de flavona. Os flavonoides ocorrem
universalmente nas plantas superiores, mas sao incomuns entre as
criptogamas. Encontram-se dissolvidos em agua, no suco celular (no
interior do vacuolo) tanto de folhas como de frutos e de raizes, mas se
acumulam especialmente nas flores, conferindo-lhes as cores
caracteristicas. Desses pigmentos, os mais conhecidos sao as antocianinas,
cada qual com uma cor distinta, que varia, conforme o pH, do azul ao
vermelho, embora algumas sejam incolores. Alem de sua importancia
como atrativo para insetos polinizadores, parecem ter a fun^ao deinibidores de bacterias e tern sido utilizadas como marcadores, por
taxonomistas, na classificapao de plantas.
As antocianinas ocorrem na forma de glicosideos, ligados
comumente a uma ou duas unidades de glicose ou de galactose. A parte
molecular sem o acpucar ainda mantem a coloraqao e e denominada
antocianidina. O acumulo de antocianinas em caules, folhas ou frutos e
estimulado por altos niveis de luz, por deficiencias de certos nutrientes
(nitrogenio, fosforo, enxofre e outros) e por temperaturas baixas.
OBJETIVOS
Observar a separa9ao de pigmentos lipossoluveis e hidrossoluveis,
por meio de sua partiipao em solventes nao misciveis.
Acompanhar as varia9oes das propriedades de alguns destes
pigmentos, em fun9ao das varia9oes do pH do meio ou de sua hidrolise
parcial.
9
MATERIAL
• Folhas variegadas
• Homogenizador
• Proveta de 50 ml
• Tubos de ensaio
• Funil separador
• Funil de vidro
• Acetona 80%
• Eter etilico
• Papel-filtro
• Musselina
• Pipetas de 15 ml
• NaOH 0,1 N
• HC1 0,1 N
• KOH 3 N
PROCEDIMENTO
Homogenize 10 a 20 g de folhas coloridas (Coleus, p. ex.) em 50
a 100 ml de acetona 50%. Filtre o homogenato atraves de oito camadas de
musselina e, em seguida, filtre-o novamente atraves de duas camadas de
papel-filtro.
Coloque 10 ml do filtrado num funil separador e adicione,
escorrendo pelas paredes, igual quantidade de eter etilico e igual quantidade
de agua destilada. Execute movimentos leves de rota^o no funil separador.Observe a separafao das camadas.
Recolha, em um tubo de ensaio, cerca de 5 ml da camada inferior
e dilua com igual volume de agua destilada.
Proceda da mesma forma com a camada superior, observando as
diferen^as.Acrescente a mistura proveniente da camada inferior algumas
gotas de NaOH 0,1 N e anote o resultado. Em seguida, adicione a mesma
quantidade de HC1 0,1 N e observe o que acontece.
A mistura proveniente da camada superior acrescente algumas
gotas de KOH 3 N e observe o que ocorre.
Explique os resultados obtidos.
10
QUESTOES
1. Represente esquematicamente a partiqao dos pigmentos lipo e
hidrossoluveis nas fases da mistura de solventes.
2. Onde se localizam, na cdlula, os pigmentos lipossoluveis das plantas
verdes? Quais sao estes pigmentos?
3. Quais s3o os pigmentos hidrossoluveis e em que partes das celulas eles
se encontram?
4. Fa<?a o esquema de uma celula vegetal, indicando os seus principais
constituintes.
5. Por que podemos afirmar, com certeza, que as antocianinas nao
participam da fotossintese?
6. Por que certos frutos ficam mais vermelhos quando expostos a luz
solar?
7. Se voce fizesse um extrato de petalas de uma flor vermelha, que tipo
de pigmento seria encontrado ao fazer sua separa9ao por parti^ao emsolventes? O que aconteceria se voce alterasse o pH da sohupao?
PRATICA N° 2
SEPARACAO DE PIGMENTOS
CLOROPLASTIDICOS POR CROMATOGRAFIA
EM PAPEL
INTRODUCAO
Os pigmentos dos cloroplastos localizam-se nos tilacoides,
associados as membranas lipoproteicas. Suas principais finises sao a
absor9ao da energia radiante e a transferencia dessa energia a uma serie
de compostos oxirredutiveis, os quais permitem a forma9ao de O2, ATP e
NADPH + H+. O pigmento que participa diretamente da transferencia de
eletrons e apenas a clorofila a enquanto a clorofila b e os carotenoides
tern uma atua9§o indireta, transferindo a energia luminosa a clorofila a.
1 1
Cada tipo de pigmento tem uma estrutura qui'mica definida, com um
padrao caracteristico de duplas ligaQoes conjugadas que determina a abso^aoseletiva de certos comprimentos de onda, fazendo com que cada pigmento
apresente Colorado especifica. Assim, a clorofila a 6 verde-azulada, a
clorofila b e verde-amarelada, as xantofilas sao amarelas e os carotenos sao
alaranjados. Alem das cores, esses pigmentos apresentam diferentes
afinidades pelos diversos solventes organicos e pela agua, em fun^ao dapropor9ao dos radicais hidrofilicos ou hidrofobicos que cada um deles possui.
Uma tecnica extremamente simples que permite a separa^ao destespigmentos e a cromatografia em papel. Esta tecnica revolucionou, em 1944,
a separacpao e detec9ao de produtos de rea95es, permitindo a determina9ao e
a identifica9ao de compostos. No caso, ela consiste no uso de tiras de
papel-filtro como suporte de uma fase aquosa, no qual uma fase movel
organica se dirige para o apice. As substancias a serem separadas sao
colocadas proximo a base da tira e se movem verticalmente, dependendo de
sua afinidade por uma das fases (a aquosa e a organica). A separa9ao e,
portanto, baseada na parti9ao liquido-liquido dos compostos.
OBJETIVOS
Separar e identificar alguns pigmentos dos cloroplastos, por meio
da tecnica de cromatografia em papel.
MATERIAL
• Folhas de plantas sugeridas pelo instrutor
• Tira de papel-filtro (20 x 4 cm)
• Cuba de vidro para cromatografia
• Tetracloreto de carbono
•Tubo de ensaio
• Funil de vidro
• Placa de Petri
• Areia lavada
• Almofariz
• Tesoura
• Algodao
• Acetona
• Pipeta Pasteur
’ Secador de cabelo
12
PROCEDIMENTO
Pegue tres folhas da planta indicada pelo instrutor, picote-as com
uma tesoura e junte os peda<?os com um pouco de areia num almofariz.
Coloque um pouco de acetona e homogenize. Filtre o homogenato em
algodao, num funil de vidro, e recolha o filtrado num tubo de ensaio.
Corte uma tira de papel-filtro de aproximadamente 20 x 4 cm,
tomando o cuidado de manusea-la o minimo possivel (a gordura da mao
atrapalha).
Com uma pipeta Pasteur, passe 5 a 10 camadas do extrato dos
pigmentos foliares sobre a origem do cromatograma, as quais deverao ser
estreitas e concentradas, devendo-se ventilar levemente o papel apos a
aplicaqao de cada camada.
Em seguida, coloque 5 a 10 ml de tetracloreto de carbono
(solvente) em uma cuba. Fixea tira de papel-filtro numa placa de Petri
invertida e introduza-a no interior da cuba, de modo que sua extremidade
encoste no solvente, mas sem mergulhar a origem (mancha).
Apos 1 a 2 horas, identifique os pigmentos, considerando a
coloraqao que cada faixa formada apresentou.
QUESTOES
1. Transcreva a estrutura molecular dos pigmentos dos cloroplastos.
2. Como se pode explicar a separasao de pigmentos pela cromatografia
de papel, com base na estrutura molecular de cada composto?
3. Por que as clorofilas a e b nao se separam bem por cromatografia em
papel?
4. Identifique as fases estacionaria e movel do sistema e explique como
elas estao atuando na separatpao dos pigmentos.
5. Caracterize: “frente”, “origem” e “valor Rf \
13
PRATICA N" 3
DETERMINACAO DO ESPECTRO DE ABSOR^AODOS PIGMENTOS DOS CLOROPLASTOS
INTRODUCAO
As folhas absorvem mais fortemente as radioes das faixas do azul-
violeta e do amarelo-vermelho, mas transmitem ou refletem quase toda a
radial da faixa do verde. Os pigmentos dos cloroplastos sao os
responsaveis por essa absorgao. Cada foton da radiagao absorvida ira excitar
uma molecula de clorofila ou carotenoide nos tilacoides dos cloroplastos.
Podem-se purificar um tipo de pigmento e determinar, com o
auxllio de um colorimetro ou espectrofotometro, sua absorbancia relativa
nos diferentes comprimentos de onda e, assim, construir um “espectro de
absor9ao”.
Quando se estuda o efeito da luz de diferentes comprimentos de
onda (usando quantidades nao saturantes) num processo, como a
fotossintese, obtem-se um “espectro de a9ao”. O espectro de a9ao,
comparado com o espectro de absor9ao do pigmento, ajuda a elucidar a
possivel participa9ao de um pigmento no processo.
OBJETIVO
Determinar o espectro de absor9ao dos pigmentos dos
cloroplastidios.
MATERIAL
• Extrato cetonico de pigmentos de cloroplastos
• Extrato de carotenoides
• Acetonapura
• Colorimetro ou espectrofotometro
PROCEDIMENTO
Utilizando extrato cetonico de pigmentos foliares, determine
absorbancia nos comprimentos de onda disponiveis no colorimetro ou
a
14
cspcctrofotomctro. Caso o cxtrato esteja muito concentrado, dilua-o com
acetona. Use a acctona pura para ajustar o zero de absorbancia (ou 100%
dc transmitancia).
Construa um grafico e coloque na abscissa os comprimentos de
onda c, na ordenada, as respectivas absorbancias.
Da mesma forma, determine o espectro de absorgao de uma
preparagSo de carotenoides e compare com o espectro anterior.
QUESTOES
1. Quais sao as faixas de comprimentos de onda em que os extratos de
pigmentos dos cloroplastos mais absorvem?
2. Por que a absorbancia e menor na regiao da luz verde?
3. Os carotenoides apresentam espectro de absorgao semelhante ao das
clorofilas?
4. Quais sao os comprimentos de onda mais absorvidos pelos carotenoides?
5. Para quantificar as clorofilas a e b de um extrato cetonico ou de pigmentos
por meio de um fotocolorimetro, podem-se utilizar comprimentos de onda
na faixa da luz azul? E da luz vermelha?
6. Qual e o principio basico do funcionamento de um colorimetro (ou
espectrofotometro)?
PRATICA N° 4
FORMAOAO DE PODER REDUTOR POR
CLOROPLASTOS ISOLADOS (REA0AO DE HILL)
INTRODUCAO
Sabe-se que em presenga de luz os cloroplastos, nas plantas,
formam um “poder redutor” (o NADPH) pela redugao do NADP+, e pela
oxidagao da agua, com liberagao de O2. Para cada molecula de O2
liberada, e necessaria a transferencia de 4 eletrons (provenientes da
oxidagao de 2 moleculas de H20), o que permite a formagao de
2 NADPH + 2 H+.
15
Quando submetidos a condi?5es adequadas, cloroplastos isolados
tamb6m sao capazes de realizar essa rea^o. Isso foi descoberto por Hill,em 1937, ao observar quc cloroplastos isolados produziam oxigenio,
quando iluminados, em presen9a de oxalato fdrrico. Mais tarde foram
descobertos outros compostos, como as quinonas e certos corantes, que
tamb6m podiam atuar como “oxidantes de Hill”, conforme passaram a ser
chamados. A reafao tambem ficou conhecida como “rea9ao de Hill”.
Um desses compostos e o 2,6-diclorofenol-indofenol (DCPIP),
capaz de detectar baixos niveis da atividade de Hill e mudar da cor azul
para incolor ao ser reduzido.
OBJETIVO
Demonstrar o poder redutor de cloroplastos isolados e iluminados
pelo emprego de um corante de oxirredu9ao.
MATERIAL
• Solu9ao de DCPIP (2,5 x lo-4 M)
• Cristais de acido ascorbico
• Tampao fosfato, pH 6,8
• Centrifuga refrigerada
• Tubos de centrifuga
• Bequer de 200 ml
• Tubos de ensaio
• Pipetas de 2 ml
• Folhas de fumo
• Sacarose 0,4 M
• Fund de vidro
• Homogenizador
• Banho de gelo
• Fonte de luz
• Musselina
• Pin9a
• Papel-aluminio
PROCEDIMENTO
Homogenize 20 g de folhas de fumo em 100 ml de uma solu9ao
de sacarose 0,4 M, em tampao fosfato pH 6,8, durante meio minuto. Filtre o
16
homogenato atrav^s de quatro camadas de musselina, recolhendo ofiltrado em urn copo mantido em banho de gelo.
Centrifugue o filtrado a 200 rpm, por 10 minutos. Colete o
sobrenadante e centrifugue-o novamente por 10 minutos, a 1.000 rpm.
Despreze o sobrenadante e ressuspenda o precipitado na mesma solu9ao
anteriormente utilizada.
Observa^ao:
Todo o material a ser utilizado (vidraria e solu9oes) deve ser
previamente resfriado em congelador e mantido em banho de gelo durante
sua utilizaipao.
Separe 4 tubos de ensaio pequenos e numere-os de
Coloque 0,5 ml da suspensao de cloroplastos nos tubos 1, 2 e 3; adicione
1,5 ml da solufao de DCPIP aos tubos 2, 3 e 4 e 1,5 ml de H20 ao tubo 1;
e envolva o tubo 3 em papel aluminio.
Exponha o conjunto a uma fonte de luz por um periodo
aproximado de 10 minutos e, findo esse tempo, anote os resultados.
Acrescente um cristal de acido ascorbico aos tubos 3 e 4, anote
os resultados e interprete-os. Considere que o potencial redox do DCPIP
esta em tomo de 0,2 V e o do acido ascorbico equivale a 0,0 V.
a 4.
QUESTOES
1. O que e “rea^ao de Hill”?
2. Qual e o oxidante natural de Hill?
3. Qual e o papel da luz e dos cloroplastos na descolora9ao de DCPIP?
4. Por que a solu9ao de DCPIP se descolore com a adi9ao de acido
ascorbico?
5. Por que e necessario o uso de temperaturas baixas (banho de gelo)
durante o prepare da suspensao dos cloroplastos?
6. A utiliza9ao de oxidantes artificiais de Hill permite detectar a
ocorrencia das “rea9oes fotoquimicas”, mas impede que ocorram as
rea9oes de “fixa9ao de C02”. Explique por que isso acontece.
17
PRATICA NH 5
DETERMINACAO DA IRRADIANCIA DE
COMPENSACAO
INTRODUQAO
A taxa fotossintetica de folhas isoladas expostas ao ar
atmosferico normal (320 ppm de CO2) varia de acordo com a intensidade
luminosa. A irradiancia em que a taxa fotossintetica real e igual a taxa
respiratoria (a troca de CO2 entre a folha e o meio ambiente e zero) e
chamada de “irradiancia de compensa9ao” ou “ponto de compensa9ao
luminoso”. Esse ponto varia com as especies, com as cond^oes deluminosidade durante o crescimento, com a idade e a posi9ao da folha,
com a temperatura e com a concentra9ao de CO2. Somente acima desse
ponto se observa fotossintese liquida, podendo ocorrer aumento no peso
da materia seca das plantas.
Um metodo simples para determinar a irradiancia de
compensa9ao utiliza uma solu9ao de vermelho de cresol, que e indicador
de pH. Essa solu9ao tern uma cor purpura em meio alcalino, podendo ser
utilizada para indicar o teor de CO2 no ar. Quando o CO2 aumenta, a
solu9ao toma-se mais acida e sua cor passa para amarelo. Tal situa9ao
indica que a atividade fotossintetica e menor que a respiratoria. Quando a
fotossintese e mais intensa que a respira9ao, a concentra9ao de CO2
diminui e a solu9ao se toma mais alcalina e passa a apresentar uma cor
purpura mais intensa. A manuten9ao da cor original da solu9ao indica que
a concentra9ao-de C02 do ar permaneceu constante e a taxa fotossintetica
foi igual a respiratoria, ou seja, a fotossintese liquida foi igual a zero.
OBJETIVOS
Determinar a irradiancia de compensa9ao em folhas isoladas de
plantas.
Verificar o efeito do defice hidrico sobre a taxa fotossintetica de
folhas isoladas.
18
MATERIAL
• S0I119S0indicadora de vermelho de cresol
• Folhas de plantas indicadas pelo instrutor
• Rolhas de corti9a ou borracha, com suporte para as folhas
• Tubos de ensaio grandes (9), preferentemente com tampas rosqueaveis
• Suporte para tubos de ensaio
• Papel-aluminio
• Pipeta de 10 ml
• Lampada refletora
• Luximetro
• Fita metrica
PROCEDIMENTO
Adicione 2 ml da sokupao indicadora (*) a 8 tubos de ensaio.
Deixe um tubo como testemunha e fixe um segmento de folha turgida (ou
a propria folha, dependendo de seu tamanho) a 6 dos demais, fechando-os
bem com tampa de corthpa ou de borracha ou rosqueando-os. Enrole
completamente um destes tubos em papel-aluminio e prenda um
segmento de folha murcha da mesma especie a um outro tubo, fechando-o
como os anteriores.
Coloque cada tubo contendo folha turgida a distancias aproximadas
de 0,40; 0,60; 1,0; e 1,70 m de uma lampada forte. Nessas distancias, obtem-
se irradiancias aproximadas de 115, 55, 22 e 10 pmol m'V1, respectivamente.
A ffente da fonte luminosa, coloque uma Cuba de vidro com agua para
atenuar os efeitos do calor. Os tubos que content o segmento de folha
murcha e 0 coberto com papel-aluminio devem ser deixados a 0,10m da
fonte de luz.
Pegue 0 ultimo tubo de ensaio (que content apenas a solu9ao
indicadora) e sopre-o com uma pipeta, observando a mudan9a de
colora9ao.
Apos 2 horas, observe a colora9ao da solu9ao indicadora nos
diversos tubos e determine a irradiancia de compensa9ao para a especie
em estudo.
* A solufSo indicadora contem NaC03 (84 mg. L'1), KC1 (7,45 g. L‘‘ ) e vermelho de cresol
(10 mg. L'1 ); pH ajustado para 8, 1 .
19
QUESTOES
1. 0 que e irradiancia de compensagao?
2. Por que “plantas de sol” geralmente morrem se colocadas a sombra?
3. Por que pedals de folha mantidos no escuro tornam a solugao de
vermelho de cresol amarelada?
4. Sob um dossel florestal, a intensidade media de luz incidente e de
50 p mol m'2 s’1. Considere duas especies arboreas, cujas irradiancias
de compensagao sejam:
A- 75 pmol m'V1
B- 25 pmol m'V1
Qual das duas teria condigoes de se estabelecer sob a floresta?
Justifique.
5. Determinou-se a irradiancia de compensagao de uma folha a 20 °C;
posteriormente, a irradiancia de compensagao da mesma folha foi
determinada a 40 °C. Houve alguma diferenga nos valores obtidos?
Justifique.
6. No presente exercicio, voce observou que a solugao do tubo contendo a
folha a 500 nmol m'V1 adquiriu coloragao purpura bastante intensa;
50 pmol m s 1, a solugao ficou amarelada. Que fazer para determinar
a irradiancia de compensagao aproximada?
a
PRATICA N° 6
SINTESE DE AMIDO: EFEITO DA CLOROFILA E
DA LUZ
INTRODUQAO
Os principals produtos que se acumulam como resultado da
atividade fotossintetica sao a sacarose e o amido. Hexoses livres, como
glicose e frutose, sao menos abundantes. Poucas especies acumulam
frutosanas ou, em menor quantidade, polissacarideos semelhantes.
A sacarose e o principal agucar transportado no floema e pode ser
20
acumulado cm grandes quantidades cm certos tecidos de algumas plantas,
como a cana-de-a<?ucar. Entretanto, a reserva mais importante, na grande
maioria das plantas, 6 o amido.
O amido forma-se sempre em plastidios, em que aparece como
graos de estrutura caracteristica. Nas folhas, ele e sintetizado nos
cloroplastos, mas, em tecidos nao clorofilados, os graos de amido s5o
formados nos amiloplastos (leucoplastos). Nas folhas, o teor de amido
aumenta durante o dia, em virtude de a translocagao nao acompanhar a
taxa de acumulo promovido pela fotossintese, e a noite, ja que
transloca^o continua e a espira<?ao consome amido, decresce.O amido apresenta-se constituido por amilose (cadeias nao-
ramificadas) e amilopectina (cadeias ramificadas). Ambos os constituintes
colorem-se pelo “lugol” (uma solufao de iodo-iodeto de potassio), o que
permite a utilizafao dessa solu^ao para testar a presen9a de amido nascelulas.
a
OBJETIVOS
Relacionar a presen9a de amido com a de clorofila em folhas
variegadas.
Demonstrar a importancia da luz para que o amido se acumule
nas folhas.
MATERIAL
• Folha variegada (Coleus, p. ex.) e folha totalmente verde
• Sohupao de lugol (I2 + KI)
• Azulejo branco ou vidro de relogio ou placa de Petri
• Alcool etilico comercial
• Fogareiro eletrico
• Bequeres de 250 ml
PROCEDIMENTO
1 Efeito da clorofila
Observe uma folha de planta variegada (Coleus, p. ex.). Fa9a um
desenho desta folha, mostrando os limites das manchas brancas e verdes.
Se a folha apresentar cuticula espessa, fa9a varios furos (com um estilete)
em toda a sua extensao. Mergulhe a folha, pelo periodo de meio a um
21
minuto, em agua fervente e transfira-a para um copo contendo alcool
etilico deixando-a ate a sua despigmenta9ao completa.
Coloque a folha despigmentada, com a face abaxial para cima,
sobre um azulejo branco (ou vidro de relogio ou placa de Petri) e trate-a
com algumas gotas de lugol. Uma Colorado azulada intensa (quase preta)
indica a presen9a de amido.
2 Efeito da luz
Pegue uma folha de Coleus, de um ramo hidratado, que tenha
permanecido por uns tres dias no escuro (tambem podem ser utilizadas
folhas de plantas de milho ou de feijao mantidas no escuro pelo mesmo
periodo).
Pegue outra folha da mesma especie, mas que tenha sido mantida
sob luz intensa, e proceda da forma descrita no item anterior, no intuito de
determinar a presen9a ou nao de amido. Compare os resultados.
Observa^o:A solu9ao de lugol e preparada, dissolvendo-se 15 g de KI em
1 litro de agua, na qual se dissolvem, em seguida, 3 g de 12.
QUESTOES
1. Em que parte de uma folha variegada se verifica a presen9a de amido?
2. Qual o papel da luz e dos cloroplastos na sintese de amido?
3. Uma folha verde e branca apresentou rea9ao positiva ao lugol nas
partes claras. Como voce explica isso?
4. Tecidos intemos de um caule nao apresentam cloroplastos
desenvolvidos, no entanto o teste com lugol acusa a presen9a de amido
nesses tecidos. Explique.
5. Quais sao as organelas celulares que acumulam amido?
22
PRATICA N° 7
FATORES QUE AFETAM A FOTOSSINTESE EM
Elodea canadensis
INTRODUCAO
Muitas informa9oes acerca da influencia de fatores como luz,
CO2 e temperatura sobre a fotossintese podem ser obtidas com facilidade,
contando-se o numero de bolhas produzidas pela planta aquatica Elodea
canadensis, submetida a varias cond^oes do meio.Algumas experiences serao feitas, usando-se um pequeno ramo de
Elodea submerso em agua (freqiientemente uma solu9ao de KHCO3 a
0,1%), com o apice para baixo, dentro de um tubo de ensaio; deve-se
escolher, de preferencia, a ponta de um ramo novo. As bolhas a serem
contadas sairao do caule pela parte seccionada. Deve-se compreender que,
em experimentos dessa natureza, os resultados nem sempre sao perfeitos,
pois o numero de bolhas pode variar durante a experiencia, em fun9ao de
fatores tao diversos como tamanho do ramo, altera9oes mecanicas na regiao
cortada e varia9oes na solubilidade do oxigenio provocadas por mudan9as
de temperatura etc. De qualquer modo, o “metodo das bolhas” e utilissimo
nas aulas praticas, em virtude de sua extrema simplicidade.
OBJETIVOS
Verificar 0 efeito dos fatores extemos luz e temperatura sobre a
fotossintese.
Comprovar a utiliza9ao do gas carbonico na fotossintese.
MATERIAL
• Tubos de ensaio de 2 x 17 cm (4)
• Copos de 600 ml, forma alta (4), com tampas de isopor
• Suporte para tubos de ensaio
• Refletor, com lampada de 200 W
• Cronometro
• Termometro
• Lamina de barbear
23
• Pinga de ponta fina
• Ramos de Elodea recentemente colhidos
PROCEDIMENTO
1 Efeito da intcnsidade de luz
Coloque um ramo de Elodea em um tubo de ensaio, que deve ser
preso a um suporte e colocado dentro de um copo com agua a 30 °C, para
atenuar as variagoes de temperatura.
Com o frasco situado a 1,0 m de uma lampada de 200 W
(30 jimol m'V1), determine o numero de bolhas produzidas por minuto
ate obter um numero constante de bolhas uniformes.
Em seguida, aproxime a lampada (deve-se evitar mexer no tubo)
para 0,30 m da planta (de modo a obter uma densidade de fluxo fotonico
de 170 pmolm'V1). Espere 5 minutos ate a estabilizagao da nova
condigao e faga a mesma contagem de bolhas por 3 minutos.
Finalmente, apos aproximar a lampada para 0,10 m da planta e
um intervalo de 5 minutos, faga a contagem das bolhas, a semelhanga das
anteriores.
Normalize os dados, considerando 100 o numero maximo de
bolhas e os outros em relagao a ele.
Faga um grafico dos resultados do experimento, colocando na
ordenada a intensidade da fotossintese (expressa pelo numero medio de
bolhas por minuto) e, na abscissa, o fluxo fotonico.
2 Efeito da temperatura
Coloque o mesmo tubo utilizado no experimento anterior a
0,30 m da lampada de 200 W.
Primeiramente mergulhe o tubo em um copo contendo agua a 20 °C.
Apos 5 minutos de estabilizagao, determine o numero de bolhas
produzidas por minuto, durante 5 minutos consecutivos.
Em seguida, substitua a agua do copo (sem mexer no tubo) por
agua a 30°, 40° e 50 °C, fazendo as mesmas contagens de bolhas, por 5
minutos, em cada temperatura. Espere 5 minutos, antes de iniciar nova
contagem, cada vez que a agua for mudada.
Normalizando o numero maximo de bolhas para 100, faga um
grafico com os resultados de seu experimento, colocando na ordenada o
numero medio de bolhas e, na abscissa, a temperatura.
24
3 LJtiliza^ao do C02Enumere 3 tubos de ensaio e encha-os com uma solugao de
KHCO3 0,1%
Coloque um ramo de Elodea nos tubos 1 e 2 e envolva o ultimo
com papel aluminio ou plastico preto.
Mantenha todos os tubos a 0,30 m de uma fonte de luz.
Apos um periodo de 2 horas, adicione uma ou duas gotas de
fenolftaleina em cada tubo e observe se ha alguma diferen9a na
intensidade de Colorado dos dois.
QUESTOES
1. Por que o aumento da intensidade luminosa faz tambem aumentar a
fotossintese em Elodea?
2. Por que ao medir a taxa de fotossintese em resposta a variagoes na
intensidade de luz se deve sempre colocar o tubo contendo Elodea em
um copo com agua?
3. Por que, ao aumentar a temperatura, a fotossintese da Elodea tambem
aumenta ate certa temperatura?
4. Por que ocorre queda na fotossintese em temperaturas mais elevadas?
5. Por que as aguas contendo plantas aquaticas sao, em geral, mais acidas
a noite do que durante o dia?
6. Nesses experimentos com Elodea voce esta determinando a taxa de
fotossintese real (total) ou aparente liquida)? Explique.
7. Que gas forma as bolhas que se desprendem do ramo de Elodea
iluminado? Que evidencias indiretas voce obteve como suporte para
sua afirmativa?
25
SECAO II
RESPIRACAO
A respirafao promove a libera9ao controlada da energia
annazenada em moleculas organicas para a manuten9ao e o crescimento
do sistema vivente. Importantes moleculas de reserva nos organismos
vegetais que sao utilizadas na respira9§o pertencem ao grupo dos
carboidratos, especialmente o amido, a sacarose e a hemicelulose, e ao
grupo dos lipideos, particularmente os triglicerideos. Eventualmente,
outras substancias, como acidos organicos e aminoacidos, sao tambem
utilizadas. Primariamente, todas as moleculas organicas tern origem na
fotossintese, e a respira9ao apenas libera a energia quimica previamente
armazenada pela transforma9ao da energia eletromagnetica da luz.
Normalmente, as rea9oes da respira9ao iniciam-se com glicose.
Numa primeira etapa, a glicose, por meio de uma seqtiencia de rea9oes, e
transformada em acido piruvico. Essa fase denomina-se glicolise e ocorre
sem redu9ao liquida de oxigenio, em cond^oes anaerobicas. Numasegunda etapa, por meio do chamado ciclo dos acidos tricarboxilicos
(ciclo de Krebs), o acido piruvico e oxidado, em cond^oes aerobicas,com utiliza9ao de oxigenio, dando como produtos finais C02 e H20
(respira9ao aerobica). A degrada9ao incompleta de glicose nos
organismos anaerobicos gera pequena quantidade de energia, enquanto o
seu catabolismo completo, nos organismos aerobicos, fomece muito mais
energia. Em ambos os casos, essa energia e armazenda na forma de ATP.
A degrada9ao enzimatica da molecula de glicose na respira9ao e
fundamentalmente um processo de oxirredu9ao, em que carbono e
oxidado do nivel de (CH20) a C02, e oxigenio e reduzido de 02 a H20.
Portanto, enzimas do grupo das oxirredutases, incluindo principalmente
desidrogenases e oxigenases, atuam em diversos passos da sequencia
degradativa. Alem de oxirredutases, outras enzimas participant do
processo.
As rea9oes bioquimicas da respira9ao sao influenciadas pela
temperatura. Como sao reguladas por enzimas, os seus limites de
temperatura sao relativamente pequenos. A respira9ao entre 0 °C e 35 °C
segue bem de perto a lei de Vant’Hoff. O Qi0 para tecidos vegetais
submetidos a temperaturas entre 5 e 25 °C e de 2,0 a 2,5. Quando se estuda
o efeito da temperatura sobre a respira9ao, deve-se levar em conta o tempo
26
do durapSo do experimento, pois a intensidade do processo pode
modificar-sc com o coirer do tempo, indcpendentcmente de outros fatores.
A rcspirapSo implica pcrda de materia seca e trocas gasosas
(absorpSo de oxigcnio e produp&o de C02). Os metodos utilizados para
rnedir a respirapSo baseiam-se na determinapao de algum desses
parSmetros. A medida da variapao do peso da materia seca requer grande
quantidade dc material, aldm da sua destruipao. Os metodos baseados em
trocas gasosas sao mais sensfveis, requerem menos material e nao sao
destrutivos. Podem consistir na medipao manometrica do 02 consumido
( respirdmetro de Warburg, por exemplo); no eletrodo de Clark,
(potenciometria); ou na medipao de C02 liberado (metodos fisicos), como
a utilizapao do analisador de gas infravermelho (AGIV), ou fisico-
quimicos, que se baseiam na retenpao de C02 em uma base e em sua
determinapao por titulometria, colorimetria ou condutivimetria.
PRATICA N° 8
DETERMINAPAO COLORIMETRICA DA
ATIVIDADE DA PEROXIDASE
INTRODUCAO
As peroxidases sao oxirredutases largamente distribuidas em
plantas e animais. Oxidam diidrofenois em presenpa de H202, formando
quinona e H20:
peroxidase
H20
(benzoquinona)(hidroquinona)
27
Outros substratos sSo a tirosina, o triptofano, o dcido ascorbico
ou as formas incolores de certos corantes de oxirredu9ao. As peroxidases
estao aparentemente envolvidas na sintese de ligninas, degrada9ao de
A1A e biossintese de etileno.
OBJETIVO
Determinar espectrofotometricamente a atividade da peroxidase.
MATERIAL
• Extrato enzimatico cru
• Sohupao de peroxido de hidrogenio 20 v a 40%
• Solu9ao de guaiacol a 0,5%
• Pipetas de 10 ml (1)
• Espectrofotometro
PROCEDIMENTO
Homogenize 100 g de peda9os cortados de nabo forrageiro
(nabo, rabanete ou couve-flor) por 3 minutos, com 200 ml de agua
resfriada em banho de gelo.
Filtre o homogenado atraves de 4-8 camadas de musselina,
coletando o filtrado em copo mantido em banho de gelo. Esse extrato
pode ser empregado como extrato cru para o experimento.
Coloque 5 ml de agua destilada numa Cuba de espectrofotometro
e adicione 1 ml da solu9ao de guaiacol e 1 ml da solu9ao de peroxido de
hidrogenio. Leve a cuba ao espectrofotometro e ajuste a absorbancia para
zero, a 420 nm.
Imediatamente, adicione 1 ml enzimatica (de concentra9ao
conveniente, previamente determinada pelo instrutor) e proceda a leituras
da absorbancia, em intervalos de 10 segundos, ate que a rea9ao pare
(ponto em que nao mais se observa a deflexao do ponteiro do aparelho).
Construa um grafico das leituras de absorbancia (ordenada)
contra o tempo (abscissa).
QUESTOES
l .De a equa?ao de oxidafao do guaiacol pela peroxidase (com formulas
estruturais).
28
2. Por que 6 necess&rio um espectrofotometro para determinar a atividade
de peroxidase neste exercicio?
3. Se a temperature fosse mantida constante e voce quisesse aumentar a
velocidade inicial da reatpao, o que voce faria?
4. Sabe-se que a velocidade das reafoes enzimaticas e diretamente
proporcional a concentrafao das enzimas. Num experimento em que
todas as outras condifdes foram mantidas constantes, a velocidade da
rea9ao aumentou ate determinada concentra^ao de enzima. A partirdesse ponto, a adi9ao de mais extrato enzimatico nao fazia aumentar a
velocidade da rea9ao. Por que?5. Nos testes com enzimas, o extrato enzimatico deve ser sempre
conservado em baixa temperature. Por que?
6. Que propriedades devem possuir os componentes de uma rea9ao
enzimatica para que sua velocidade seja estudada espectrofotome-
tricamente?
7. A velocidade de uma rea9ao enzimatica, medida espectro-
fotometricamente, foi alta no inicio do ensaio, permanecendo constante
algum tempo depois. Como fazer para aumenta-la novamente?
PRATICA N° 9
ATIVIDADE DESIDROGENATIV A EM SEMENTES
I M R O D l f A O
Alguns corantes podem agir como aceptores de hidrogenio,
mudando de cor com a sua redu9ao. Por exemplo: sais de tetrazolio sao
incolores e soluveis quando oxidados e produzem sais de formazana
insoluveis e coloridos quando reduzidos.
Com o uso de sais de tetrazolio, e possivel verificar a presen9a
“in situ” da atividade de desidrogenases, uma vez que as formazanas
precipitam-se onde esta ocorre. A presen9a de desidrogenases ativas e
considerada sinal de vitalidade do tecido vegetal.
29
As desidrogenases catalisam rea9oes do tipo:
BH2 + A -
(substrato (acceptor
reduzido) oxidado)
> B + AH2
(produto (aceptor
oxidado) reduzido)
Sais de tetrazolio tem sido recomendados para testes rapidos de
vitalidade e germinabilidade de sementes.
OBJETIVO
Determinar a ocorrencia e a localiza9ao da atividade de
desidrogenases em sementes.
MATERIAL
• Graos de milho embebidos, por 12 a 24 horas
• Solu9ao de TTC a 1% (cloreto de trifeniltetrazolio)
• Banho-maria fervente
• Tubos de ensaio
• Lamina de barbear
PROCEDIMENTO
Separe 10 graos de milho, embebidos de vespera, e deixe-os em
agua fervente por 5 minutos. Com uma lamina de barbear, corte cada grao
longitudinalmente, num piano perpendicular as faces chatas, expondo o
eixo maior do embriao.
Fa9a o mesmo tipo de corte em outro lote de graos embebidos,
mas que nao foram fervidos; conserve os dois grupos separados.
Imeija os graos cortados em solu9ao de cloreto de triteniltetrazolio
(TTC) a 1%, utilizando solu9ao suficiente para cobrir os graos.
Observe as mudan9as de cor que ocorrem com o tempo. Fa9a um
esquema da distribu^ao da colora9ao vermelha nos graos vivos (considerecasos tipicos se houver diferen9as entre os graos de um mesmo grupo).
QUESTOES
1. O teste de TTC e especifico para determinar a atividade de que tipo de
enzima?
30
2. Por que o teste de TTC pode ser usado para indicar a vitalidade de
sementes?
3. Em que regioes da semente aparece a Colorado vermelha?
4. Descreva a rea9§o que conduz ao aparecimento da cor vermelha.
5. Zonas meristematicas de raizes vivas apresentam rea^ao positiva aoteste do TTC e partes suberosas de raizes velhas dao resultado negativo
ao mesmo tipo de teste. Explique.
6. Cite o nome de pelo menos tres desidrogenases que voce conhece.
7. Escreva a equa<?ao geral para a a9ao de uma desidrogenase.
PRATICA N° 10
ATIVIDADE DE CATALASE EM TUBERCULOS DE
BATATINHA
INTRODUCAO
Durante a respira9ao, pode haver forma9ao de peroxido de
hidrogenio (H2O2), que e toxico para as celulas. Sabe-se que essa
substantia e um potente inibidor de muitas enzimas, devendo existir,
portanto, um mecanismo enzimatico nos tecidos que promova sua
destrui9ao. Ha evidencias de que as celulas geralmente contem enzimas
denominadas catalases, que utilizam H202:
Catalase
2 H202 > 2 H20 + 02
Outras fim9oes de catalases nas plantas ainda nao estao
determinadas.
OBJETIVO
Observar a atividade de catalases em tuberculo de batatinha.
31
MATERIAL
• Agua oxigenada 20 volumes
• Placa de Petri (1)
• Tuberculo de batatinha
PROCEDIMENTO
Coloque uma fatia fina de tuberculo de batatinha em uma placa de
Petri e cubra-a com uma solu9ao diluida (30:1) de peroxido de hidrogenio. A
evolu9ao de bolhas de oxigenio indica a presen9a de catalase.
Repita a opera9ao com uma fatia de batatinha que tenha sido
anteriormente fervida por 5 minutos.
Interprete os resultados.
QUESTOES
1. De a rea9ao das catalases, indicando o substrato e os produtos.
2. Cobrindo fatias de batatinha com agua oxigenada, observa-se maior
evolu9ao de bolhas de oxigenio nos tecidos da periferia do que nos
tecidos intemos. Por que?
3. Que diferen9as existem entre catalases, peroxidases e desidrogenases
quanto as rea9oes que catalisam?
4. Explique a principal diferen9a entre enzimas “preexistentes” e as
sintetizadas “de novo”.
PRATICA N° 11
DEMONSTRA^AO DA RESPIRACAO PELOMETODO INDICADOR
INTRODUCAO
Nos processos fotossintetico e respiratorio ocorrem trocas gasosas
com o meio ambiente. Na respira9ao aerobica, ha consumo de oxigenio
32
e liberate* de gas carbonico, enquanto na fermentaqao nao ha consumo de
oxigenio, mas pode haver libera^ao de gas carbonico (apenas no caso dafermentaijao alcoblica). O CO2 em presen9a de agua forma acido
carbonico. Portanto, num sistema fechado, a respiraqao acidifica a fase
aquosa, ja que se estabelece um equilibrio entre as fases aquosa e liquida
(com deslocamento para a direita):
C02 <=> C02 <=> H2CO3 <^> H+ + HCO3-(ar) (agua) (agua)
Se a fase aquosa contiver um indicador de pH, as varia9oes na
quantidade de C02 no ar podem ser detectadas pelas mudanqas de colora9ao.
O azul de bromotimol e um indicador, que se apresenta verde em meio
neutro, azul em meio basico e amarelo em meio acido e pode, portanto, ser
usado para se observar a acidifica9ao de uma fase aquosa por C02
proveniente da respira9ao.
(agua)
OBJETIVO
Demonstrar a ocorrencia de atividade respiratoria em diversos
materiais biologicos.
MATERIAL
• Suspensao de levedo, em solu9ao de sacarose a 10%
• Suspensao de levedo, em agua destilada
• Suspensao de levedo fervido
• Folha
• Malhas de plastico ou suportes metalicos (5)
• Agua contendo C02 (agua mineral gasosa)
• Sementes de milho em germinaqao
• Canudos de refresco ou pipetas
• Solu9ao de azul de bromotimol
• Tubos de ensaio grandes (9)
• Tubos de ensaio pequenos (4)
• Estante para tubos de ensaio
• Plastico preto (ou papel-aluminio)
• Rolhas de borracha
• Conta-gotas
• HC1 0,1 N
• NaOH 0,1 N
33
PROCEDIMENTO
Enumere 6 tubos de ensaio de tamanho medio e adicione neles 5
gotas de azul de bromotimol. Coloque no fundo dos tubos de n° 2 a 6 uma
malha de plastico (ou um pequeno suporte metalico), para manter uma
plataforma cerca de 1 cm acima do nivel do indicador. Este arranjo
servira de apoio para um tubo menor, que contera o material a investigar
e que nao deve tocar a sohupao indicadora. Com esses tubos, proceda aos
seguintes ensaios:
Tubo 1 - Testemunha, para referencia da Colorado inicial do indicador.
Tubo 2 - Coloque suspensao de levedo preparada em soluipao de sacarose
a 10% ate a metade de um tubo de ensaio pequeno, que sera
introduzido no tubo com o indicador ate tocar o suporte.
Tubo 3 - Proceda da mesma forma anterior, mas usando suspensao de levedo
preparada em agua.
Tubo 4 - Proceda da mesma maneira que a anterior, porem usando suspensao
de levedo previamente fervida.
Tubo 5 - Proceda de forma semelhante a anterior, colocando sementes
recem-germinadas de milho no tubo pequeno ou sobre uma
mecha de algodao umedecido, mas que nao esteja em contato
com a solu9ao indicadora.
Tubo 6 - Coloque uma tira de folha no suporte, acima do indicador. Enrole o
tubo de ensaio em papel-aluminio para evitar a entrada de luz.
Arrolhe bem todos os tubos imediatamente apos a montagem e
aguarde cerca de 1 hora. Observe as mudan9as na cor do indicador e
anote suas observa9oes, adotando um sistema de conven9ao para as
varia95es de cor da solu9ao indicadora.
Enquanto espera, execute os seguintes ensaios:
Teste 1
Coloque 3 ou 4 gotas do indicador em um tubo de ensaio e
acrescente uma gota de HC1 0,1 N. Observe o que ocorre. Em seguida,
adicione NaOH 0,1 N, gota a gota, ate que haja nova mudan9a de cor.
Anote esta mudan9a e explique os resultados.
Teste 2
Coloque 3 ou 4 gotas do indicador em outro tubo de ensaio.
34
Acrescente algumas gotas de dgua contendo g&s carbonico atd que mude a
colora9So. Anote o resultado.
Teste 3
Coloque 10 a 12 gotas do indicador em um tubo de ensaio. Sopre
devagar, atrav^s de um canudo de refresco(ou uma pipeta), de modo queo ar borbulhe na solu9ao. Anote a mudan9a de cor.
QUESTOES
1. Comparando os resultados dos testes 1 e 2, o que acontece ao C02
quando dissolvido em agua?
2. Explique o resultado do teste 3.
3. O que havia em comum nos tubos onde houve mudan9a de cor?
4. Compare e justifique os resultados obtidos nos tubos 2, 3 e 4.
5. Para demonstrar a respira9ao em folhas, foi necessario cobrir o tubo
com papel-aluminio. Por que?
35
SECAO III
PERMEABILIDADE E TRANSPORTE
As celulas das plantas superiores sao circundadas por membranas
que limitam o protoplasto (plasmalema), o vacuolo (tonoplasto) e as
organelas, tais como cloroplastos, mitocondrias, peroxissomos e glioxissomos.
Os cloroplastos e as mitocondrias apresentam dupla membrana.
Investigates a respeito da compos^ao quimica, da ultra-estrutura e das fim9oes das membranas indicam que todas possuem
caracteristicas comuns. A composito quimica mostra que praticamente
todas elas apresentam cerca de 60% de proteinas e 40% de lipidios.
Quanto a ultra-estrutura, nao se conhecem ainda, ao certo, sua arquitetura
e os tipos de for5a que causam a coesao dos constituintes proteicos e
lipidicos. Com rela^o as suas fw^oes, sabe-se que estas apresentampermeabilidade diferencial em rela9ao as particulas (moleculas ou ions).
Essa seletividade esta provavelmente associada a natureza da particula, a
ultra-estrutura da propria membrana e a disponibilidade de energia
metabolica.
Segundo a hipotese da “peneira molecular”, existiriam poros na
membrana, atraves dos quais a taxa de penetra9ao de moleculas
hidrofilicas seria inversamente proporcional ao tamanho da molecula. A
penetra9ao de particulas hidrofobicas, de acordo com o “modelo lipidico”
da membrana, estaria associada a sua solubilidade em lipideos. Esses
modelos funcionam ate certo ponto, mas algumas substancias ionizadas e
muitas moleculas atravessam as membranas celulares contra um gradiente
de potencial eletroquimico, ou seja, via um transporte ativo, o que se
ajusta ao modelo do “mosaico fluido” da ultra-estrutura da membrana.
Existem varios processos pelos quais as moleculas podem
atravessar as membranas. Dentre eles:
(1) DIFUSAO LIVRE - As particulas seguem um gradiente de potencial
eletroquimico. Neste caso, elas se movem livremente do interior para
o exterior celular ou vice-versa, alcan9ando o equilibrio. O processo
de difusao livre e afetado pela solubilidade das particulas em lipideos
(quanto mais lipofilicas, maior a sua penetra9ao na membrana) ou
pelo grau de ioniza9ao da particula (quanto menos ionizada, maior a
sua penetra9ao).
36
(2) DIFUSAO FACILITADA - Admite-se que a subst&ncia combina com
urna motecula transportadora, dentro da membrana celular, atravessa-
a e d liberada no meio interno, voltando o transportador a recarregar-
se no meio extemo. Nesse caso, a taxa de transporte da substancia, ao
longo de seu gradiente de potencial eletroquimico, 6 mais rapida que a
prevista pelo seu tamanho molecular e pela lipossolubilidade.
Acredita-se que os compostos sejam transportados por proteinas.
(3) TRANSPORTE ATIVO - Opera principalmente com ions minerais e
metabdlitos insoluveis em lipideos, tais como afucares, aminoacidos e
acidos organicos, que entram e saem da celula ou de seus
compartimentos, por meio de processos envolvendo uma combina^aoreversivel com proteinas ou enzimas (ATPases) das membranas. 0
movimento passa-se contra um gradiente de potencial eletroquimico,
com gasto de energia metabolica (ATP), levando ao acumulo da
substancia no meio intemo. Todavia, o acumulo nao significa
necessariamente que houve transporte ativo.
(4) PINOCITOSE - Neste caso, as membranas formam vesiculas, que
englobam as particulas, liberando-as no interior ou exterior celular.
PRATICA N° 1 2
EFEITO DA TEMPERATURA SOBRE A
PERMEABILIDADE DAS MEMBRANAS
CELULARES
INTRODU^AO
A beterraba contem um pigmento vermelho hidrossoluvel, a
betanina, do grupo das betacianinas, que, juntamente com as betaxantinas
forma uma classe de pigmentos vermelhos e amarelos denominados
betalainas. Esses pigmentos sao encontrados apenas em 10 familias
pertencentes todas a uma so ordem.
37
A estrutura molecular das betalainas, que contem nitrogenio, nao
guarda nenhuma rela^ao com a das antocianinas, mas elas, como osflavonoides em geral, possuem um a^ucar em sua molecula. A parte damolecula de betanina sem o acpucar e a betanidina, que conserva a cor.
Ao contrario das antocianinas, as betalainas nao mudam de cor
com a varia<?ao do pH.
O tonoplasto e a plasmalema sao essencialmente impermeaveis as
antocianinas e betalainas. Entretanto, com tratamentos adequados, a
penneabilidade pode aumentar, fazendo com que estes pigmentos saiam das
celulas. Varios fatores ambientais podem afetar, ou mesmo desorganizar, a
penneabilidade diferencial das membranas, como a temperatura.
OBJETIVO
Observar o efeito de temperaturas diversas sobre a penneabilidade
de membranas de celulas de raizes de beterraba.
MATERIAL
• Raizes de beterraba
• Tubos de ensaio (6)
• Pipeta de 20 ml (1)
• Perfurador de rolha
• Banho-maria
• Suporte para tubo de ensaio
PROCEDIMENTO
Retire, com um furador de rolhas de cerca de 10 mm de
diametro, cilindros de uma raiz de beterraba vermelha. Corte 7 pedafos
de Colorado homogenea, com 20 mm de comprimento, e lave-os por
cerca de 5 minutos, em agua corrente, ate que nao saiam mais pigmentos
pelas superficies de corte.
Deixe um cilindro no congelador (-15 °C), por mais ou menos
uma hora e coloque os cilindros restantes em tubos de ensaio contendo
13 ml de agua destilada.
Leve os tubos de ensaio para banhos as temperaturas de 0, 10,
20, 40 e 60 °C, mantendo-os nessas cond^oes por cerca de uma hora.Retire o cilindro do congelador e coloque-o em um tubo de
ensaio contendo 13 ml de agua destilada, agitando-o.
38
Transfira o conteudo de cada tubo para uma cubeta de
espectrofotometro e leia as respectivas absorbancias, a 425 nm.
Construa um grafico em que apare9am as temperaturas nas
abscissas e as absorbancias nas ordenadas.
QUESTOES
1. Por que a absorbancia e bastante baixa entre 10 e 30 °C e aumenta em
temperaturas mais elevadas?
2. Por que a absorbancia e alta quando se congela o cilindro de beterraba?
3. Que outro tratamento provocaria o mesmo efeito?
4. Cilindros de batatinha poderiam ser utilizados para estudar a
permeabilidade pelo metodo colorimetrico? Justifique.
5. Por que os fruticultores geralmente armazenam seus frutos em
temperaturas baixas, mas nunca inferiores a zero?
6. Desenhe um modelo de membrana, indicando sua constituiipao quimica.
7. Qual e a importancia da lavagem dos cilindros de beterraba durante 5
minutos em agua corrente?
PRATICA N° 13
PERMEABILIDADE DAS MEMBRANAS
CELULARES A MOLECULAS E IONS
INTRODUQAO
O vermelho-neutro e um corante vital, que penetra rapidamente
no interior da celula, acumulando-se no vacuolo. Em meio acido, o corante
apresenta-se rosado ou avermelhado e, em meio alcalino, amarelado, com o
ponto de viragem a um pH proximo de 7,2. Como o conteudo vacuolar do
levedo e de carater acido, ao penetrar m celula o vermelho-neutro apresenta
Colorado rosada. Se uma base penetra no interior da celula, alterando
conseqiientemente o pH do meio celular, o vermelho-neutro muda de
Colorado, passando a amarelo. Assim, esse corante pode dar uma
39
indicasao da velocidade de penetra^o de urna substancia pelo temponecessario para modificar sua Colorado.
OBJETIVO
Avaliar a permeabilidade diferencial de celulas de levedo a
moleculas e ions.
MATERIAL
• Levedo (fermento de padaria)
• Solu<?ao de carbonato de sodio a 0,5%
• Solu9ao de vermelho-neutro a 0,02%
• Solu9ao de acido cloridrico 0,02 N
• Solu9ao de acido acetico 0,02 N
• Solu9ao de hidroxido de sodio 0,02 N
• Solu9ao de hidroxido de amonio 0,02 N
• Tubos de ensaio (6)
• Estante para tubo de ensaio
• Funil de vidro
• Papel-filtro de porosidade fma
PROCEDIMENTO
Prepare uma suspensao de levedo a 20% em carbonato de sodio a
0,5% e coloque 2 ml desta suspensao em 5 tubos de ensaio.
A cada umdos tubos adicione igual quantidade de sokuiao de
vermelho-neutro em agua a 0,02%.
Prepare um sexto tubo contendo apenas vermelho-neutro e
carbonato de sodio em quantidades iguais.
Anote a colora9ao da solu9ao de carbonato de sodio mais
vermelho-neutro (tubo 6) e das suspensoes do levedo com o carbonato de
sodio e vermelho-neutro (tubos 1 a 5) e interprete as diferen9as.
Fa9a agora os seguintes testes:
1) Filtre o conteudo do primeiro tubo e observe a cor do material retido
no papel-filtro. Adicione ao filtrado 1 ml de solu9ao de vermelho-
neutro e registre o ocorrido.
2) Ferva em banho-maria o tubo 2, com o respectivo conteudo, e observe
o que acontece. Explique o resultado.
40
3) Adicione 3 ml da solufao de hidroxido de sodio 0,02 N ao tubo 3.
4) Acrescente 4 ml da solusao de hidroxido de amonio 0,02 N aos tubos
4 e 5.
5) Aos tubos 4 e 5, ja com hidroxido de amonio, acrescente, respectivamente,
2 ml de acido cloridrico 0,02 N e 2 ml de acido acetico 0,02 N. Fa9a uma
observa9ao bem rapida das possiveis mudan9as de cor da solu9§o
indicadora.
Na interpreta9§o dos resultados, tenha em mente que, em solu9ao
aquosa, o carbonato de sodio, o acido cloridrico e o hidroxido de sodio
estao em estado predominantemente ionizado; o acido acetico
hidroxido de amonio encontram-se, principalmente, na forma molecular.
Leve tambem em considera9ao a estrutura das membranas celulares.
e o
QUESTOES
1. Por que o vermelho-neutro adquire a colora9ao de rea9ao acida ao ser
adicionado a supensao de levedo em carbonato de sodio, que tem
rea9ao basica? Qual o tempo para a mudan9a de colora9ao?
i . Sabendo que todos os ions utilizados durante o experimento sao
monovalentes, como voce explica a penetra9ao mais rapida de ion
potassio em rela9ao ao sodio?
3. Por que moleculas de peso relativamente baixo atravessam mais
rapidamente as membranas celulares do que ions de peso semelhante?
4. A uma suspensao de levedo em Na2CC>3 a 0,5% foi adicionada uma
solu9ao de vermelho-neutro; a mistura foi fervida. Por que ela
apresentou cor amarela apos a fervura?
5. Uma suspensao de levedura foi misturada com uma solu9ao de
vermelho-neutro, adquirindo uma colora9ao avermelhada. Com a
adi9ao de NH4OH (0,02 N), tomou-se amarelada imediatamente. O
que voce conclui quanto ao pH do suco celular e a permeabilidade das
membranas ao NH4OH? Explique.
6. Por que, para a execu9ao deste experimento, e imprescindivel a
utiliza9ao do vermelho-neutro?
7. Supondo que haja quatro tipos de particulas, AB, C+, D++, E+++, e
que a penetra9ao dessas particulas numa membrana celular se de por
difusao simples, qual a ordem decrescente de penetra9§o e por que?
41
SE£AO IV
NUTRICAO MINERAL
Alem de C, H e 0, a planta necessita de 13 outros elementos
minerals essenciais, que se dividem em duas categorias:
Macronutrientes: N, P, K, Ca, S e Mg
Micronutrientes: B, Cl, Fe, Mo, Zn e Cu
A classificaipao em macronutrientes e micronutrientes obedece a
razoes apenas quantitativas, isto e, os primeiros sao exigidos em
quantidades maiores que os ultimos.
Os sintomas de deficiencia mineral das plantas dependem de dois
fatores principals: da fun9ao ou fin^oes dos elementos minerals e de oelemento ser ou nao facilmente translocado das folhas mais velhas para as
mais novas. Os sintomas de deficiencia do magnesio podem perfazer os
dois fatores, pois, na ausencia deste elemento, a planta apresenta clorose
nas folhas mais velhas (amarelecimento causado pela sintese restrita de
clorofila) por causa de sua facil transloca?ao via floema.
Dentre os elementos minerais, quanto a sua mobilidade nas
plantas, pode-se classifica-los em tres grupos, a saber:
a) Moveis: N, P, K, Mg e Cl
b) Intermediaries: Mn, Zn, Cu, Mo e S
c) Imoveis: Fe, Ca e B
PRATICA N° 14
NUTRICAO MINERAL DAS PLANTAS
INTRODUCAO
No estudo da nutriijao mineral das plantas, nao se faz indica9ao
do solo, pois, alem de sua heterogeneidade e complexidade, e dificil de
42
conhecer a sua exata composite) Para contomar tal obstdculo, v&rias
tdcnicas foram desenvolvidas.
A cultura em solu9ao - cultura hidroponica - 6 uma tecnica que
consiste em cultivai* plantas com suas raizes submersas em uma solufao de
agua e sais minerals de compos^ao quimica conhecida. Com esse tipo detecnica, podem-se controlar todos os elementos minerals disponiveis para
as plantas, estudar os micronutrientes e macronutrientes e verificar os
sintomas de toxidez ou deficiencia dos elementos minerals no crescimento
e desenvolvimento das plantas. Embora essa tecnica seja uma das mais
utilizadas, apresenta algumas desvantagens. Em geral, ha necessidade de
aera^ao artificial das solu?oes nutritivas e de trocas constantes destas, poissuas composi9oes quimicas mudam constantemente a medida que as raizes
absorvem ions. Algumas raizes apresentam absorfao diferencial de ions, o
que pode levar a varia9oes do pH nas sohupoes nutritivas. Essas varia9oes,
por sua vez, podem influenciar o equilibrio de oxirredu9ao e a forma ionica
de varios elementos minerais nessas soloes.
Para evitar as desvantagens da cultura hidroponica, tem-se usado
meios solidos, podendo ser areia lavada ou vermiculita. Tais meios sao
irrigados periodicamente com soloes nutritivas, fomecendo-lhes,
portanto, os elementos minerais necessarios. Contudo, esse metodo nao
pode ser empregado no estudo de micronutrientes, pois aqueles meios
podem apresentar quantidades variaveis destes elementos. Alem desse
fato, toma-se dificil a obten9ao de raizes intactas para analise, pois parte
do sistema radicular e, em geral, perdida quando removido do suporte.
Existem outros metodos, como o uso de resinas trocadoras de ions,
mas essa tecnica pode introduzir, de novo, um pouco da complexidade
encontrada no solo.
OBJETIVO
Observar os sintomas de deficiencia dos macronutrientes e de
alguns micronutrientes (Fe e B), bem como o efeito da aera9ao em plantas
cultivadas em solu9§o nutritiva.
MATERIAL
• Frasco(s) de 1.000 ml, de boca larga (10)
• Papel-aluminio
• Copo ou bandeja de plastico (1)
• Chapas de isopor
43
• Espuma ou algodao cm
• Tubos de plastico de 2 mm de diametro
• Solu9oes-estoques, preparadas segundo HOAGLAND e ARNON (1950)
• Plantulas de milho, feijao ou pepino, com cerca de 5 dias de idade
PROCEDIMENTO
As solu9oes-estoques para prepara9§o das diferentes solu9oes
nutritivas sao as seguintes (ja preparadas):
Solu9ao-
estoque Composto (puro para analise) Concentra9ao
Ca(N03)2.4H20
KN03
MgS04.7H20
KH2P04
Ca(H2P04)2.H20
K2S04
CaS04.2H20
Mg(N03)2.6H20
Microelementos (*)
Fe - EDTA
Microelementos sem boro
1,0 molar (236 g/1)
1,0 molar (101 g/1)
1,0 molar (246,5 g/1)
1,0 molar (136 g/1)
0,01 molar (2,52 g/1)
0,05 molar (8,61 g/1)
0,01 molar (1,72 g/1)
1,0 molar (256,43 g/1)
A
B
C
D
E
F
G
H
I
J 0,5%
K *
(*) A solu9ao de "microelementos" (Mn, B, Zn, Cu e Mo) tern a compos^ao mostra-da a seguir (para demonstrar a deficiencia de boro, o elemento devera ser omitido):
B303 2,86 g
1,81 g
0,22 g
MnCl2
ZnS04.7H20
H2MO04.H20 (85% M0O3) 0,09 g
CuS04.5H20
Agua destilada
0,08 g
1 litro
Cuidadosamente, lave 10 frascos de 1.000 ml, enxague-os com
agua destilada e os seque em estufa ele ventila9ao for9ada, a 75 °C. Apos
a secagem dos frascos, revista-os extemamente com papel-aluminio.
Identifique os frascos da seguinte maneira: Completa, - Ca, - S, -
M g, - K, - N, - P, - F e, - B.
44
Coloque &gua destilada (500 ml) dentro de cada frasco e adicione
as quantidades das solugoes-estoques indicadas para cada tratamento,
seguindo a tabela seguinte:
Solugdes
nutritivas
Quantidades (em ml) de solugoes-estoques a serem tomadas para
preparar um litro da solugao nutritiva com H2O destilada
G H I JA B C D E F K
Completa
Sem K
Sem P
5 1 15 2 1
5 1 12 10
4 6 1 12
Sem Ca 1 15 2 1
Sem N
Sem Mg
Sem S
200 1 110 5
4 6 1 11 3
4 6 2 1 11
Sem Fe 1 15 5 2 1
Sem boro 5 5 2 1 1 1
Misture bem a solugao apos cada adigao de sais para evitar a sua
precipitagao. Quando todos os sais estiverem dissolvidos, complete 0
volume para 1.000 ml.
Obtenha tampas de isopor perfuradas, quese adaptem bem a
boca de cada frasco.
Remova 30 plantulas uniformes de feijao, milho ou pepino que
estao sendo cultivadas em areia. Durante a remogao dessas plantulas, todo
o cuidado deve ser tornado para evitar danificagao do sistema radicular. A
medida que elas sao separadas, devem ser colocadas dentro de um copo
ou bandeja contendo agua. Substitua a agua do copo por agua destilada 2
vezes, para melhor lavagem do sistema radicular.
Fixe as plantulas (2 por tampa), com o auxilio de espuma ou
algodao, entre a tampa e 0 caule; e importante que a espuma nao entre em
contato com a solugao. Deixe um orificio aberto em cada tampa para
facilitar a troca gasosa.
Com 0 objetivo de observar o efeito do arejamento sobre 0
crescimento das plantas, prepare um frasco com solugao “complete”,
conforme se descreveu anteriormente. O arejamento desta solugao sera
feito com o auxilio de um compressor.
45
Ap6s duas semanas, anote os sintomas de deficiencia e mesa o
comprimento maximo das raizes e dos caules. Para medisao do sistema
radicular, as plantas podem ser removidas rapidamente dos frascos. Essas
medi^oes devem ser feitas com aproximasao de mm.
Importante: Durante o experimento, mantenha o nivel da solusao dos
frascos com a adigao de agua destilada, sempre que necessario.
QUESTOES
1. Por que os sintomas de deficiencia de nitrogenio, fosforo e potassio
aparecem primeiro nas folhas mais velhas das plantas?
2. Por que os sintomas de deficiencia de calcio, boro e ferro aparecem
primeiro nas zonas meristematicas?
3. Quais sao as principais vantagens e desvantagens do estudo de plantas
em soluqao nutritiva?
4. Por meio dos sintomas de deficiencia poderia estabelecer as possiveis
fiinsoes dos elementos minerais?
5. Descreva, sucintamente, os sintomas de deficiencia de cada elemento
mineral vistos na demonstrate de classe. Ha alguma diferentpa dos
sintomas entre as mono e as dicotiledoneas?
6. Por que as plantas cultivadas em sokupoes nutritivas arejadas crescem
mais?
ANEXO
PRINCIPAIS SINTOMAS DAS DEFICIENCIAS DE MINERAIS
I Sintomas Generalizados por Toda a Planta ou Localizados nas
Folhas Inferiores
1 Sintomas generalizados por toda a planta (as vezes
amarelecimento e morte das folhas inferiores)
A. Folhagem verde-clara: Plantas anas com o caule lenhoso e pouco
ramificado; folhas pequenas, as inferiores mais claras do que as
superiores; amarelecimento, seguido de dessecato e
aparecimento de uma cor marrom-clara; normalmente, queda
reduzida de folhas NITROGENIO
46
B. Folhagem verde-escura: Crescimento retardado; folhas inferiores
amarelas, as vezes entre as nervuras, mas comumente com
tendencia a desenvolver colora<?ao purpura, em particular, no
peciolo; queda prematura das folhas FOSFORO
2 Sintomas localizados (clorose com ou sem manchas necroticas nas
folhas inferiores, podendo apresentar dessecamento)
A. Folhas cloroticas, que geralmente apresentam necrose mais tarde:
Clorose entre as nervuras, permanencendo estas geralmente verdes;
margens das folhas reviradas para cima ou para baixo, podendo
apresentar manchas necroticas MAGNESIO
B. Folhas cloroticas com manchas grandes ou pequenas de tecido
morto:
Manchas necroticas pequenas, normalmente no apice e nas
intemervuras, mais intensas nas margens das folhas, podendo
ocorrer queda de folhas
Manchas generalizadas de rapido crescimento, geralmente nas areas
entre as nervuras, podendo envolver nervuras primarias e
secundarias; folhas espessas; caules com entrenos curtos
POTASSIO
ZINCO
II Sintomas Localizados nas Folhas Novas
1) Gema terminal permanentemente viva (folhas cloroticas entre as
nervuras, que permanecem verdes)
A. Folhas jovens, que permanecem murchas, sem manchas ou
clorose profunda; apice incapaz de permanecer ereto.
COBRE
B. Folhas jovens nao-murchas e aparecimento de clorose,
acompanhada ou nao de tecido morto:
Pontua^oes necroticas, geralmente presentes e espalhadassobre a superficie da folha; todas as nervuras, mesmo as
mais finas, permanecem verdes, dando um aspecto de
rede MANGANES
47
Manchas necroticas geralmente ausentes, clorose podendo ou
nao envolver as nervuras das folhas, que podem apresentar
cores claras
Pontua9oes necroticas geralmente ausentes. Em casos
extremos, aparece necrose das margens para dentro, tomando
conta de grandes areas; somente as nervuras maiores
permanecem verdes ou esverdeadas
ENXOFRE
FERRO
2) Gema terminal geralmente morta
A. Deteriora^o nas pontas e nas margens das folhas. Muitasvezes, as folhas novas apresentam a ponta distintamente
recurvada; morte das raizes precedendo os referidos sintomas
CALCIO
B. Deteriorate nas bases das folhas novas; caule e peciolos
quebradi90s; morte das raizes, particularmente nas pontas
meristematicas. BORO
48
SECAO V
AGUA EM CELULAS E TECIDOS
Na maioria dos processos fisiologicos das plantas e importante o
grau de saturacao hidrica das celulas, mas estas nem sempre se encontram
inteiramente saturadas, o que acarreta a formaqao de forqas motoras para
o tluxo de agua atrav^s de tecidos ou 6rgaos da planta.
Diversas relaqoes tern sido feitas entre o estado hidrico de uma
celula ou tecido e a energia livre da agua. Esta energia e afetada por
diversos fatores, fisico-quimicos ou meramente mecanicos, como a
rigidez da parede celular. A concentraqao de solutos no vacuolo
detemiina o potencial de soluto (%), enquanto a pressao hidrostatica,
condicionada pela parede celular, determina o potencial de pressao (%).
O potencial matrico ou matricial ('Em) e afetado pela quantidade de
coloides ou de estruturas micelares da parede celular. Todos esses
elementos compoem o potencial hidrico total (VFW) da celula ou tecido,
que, em ultima instancia, significa a sua capacidade de ganhar ou perder
agua. Assim:
+ ¥s + 'Em
Os metodos conhecidos para determinaqao de cada um desses
parametros sao imprecisos ou inadequados, pois, em sua maioria,
utilizam-se mediqdes indiretas.
O 'Ew pode ser obtido por meio de tres tipos de metodos:
= (1)
1) Metodos de compensaqao na fase liquida - compreendem, dentre
outros, os metodos densimetrico (Schardakow), refratometrico,
volumetrico e de varia9ao de peso ou comprimento de celulas ou
segmentos vegetais. Todos eles implicam uma transferencia de agua
entre a amostra e uma solu9ao-teste.
2) Metodos de compensa9ao na fase gasosa - baseiam-se na transferencia
de vapor de agua entre as amostras de tecidos e solu9oes com Ts
conhecido, encerradas num recipiente hermeticamente fechado. O Ts
pode ser determinado gravimetricamente ou por mudan9as de volume
nas solu9oes (metodo capilar).
49
3) Mdtodo psicromdtrico - consiste em medir a depressao da temperatura
de um bulbo umido num sistema gasoso fechado que se encontra em
condisoes isometricas e em equilfbrio com a amostra. A partir deste
principio, diversos tipos de psicrometros tern sido desenvolvidos.
O potencial de soluto pode ser determinado na propria celula,
mediante o emprego do microscopio (m&odo da plasmolise-limite ou
incipiente) ou pela medigao direta da concentra9ao osmotica do suco
celular (metodos psicometrico, refratometrico e criometrico).
O potencial de pressao ou de parede (%) pode ser calculado
quando conhecidos 'Fw e 'Fg.
O potencial matrico 0Fm) implica a determinado pelo menos da
“agua presa”, “agua livre” e “agua movel”. Os metodos para essas
determina9des sao muito refinados, nao sendo comumente utilizados no
estudo das redoes hidricas.
Os potenciais que representam a varia9ao de energia livre da
agua num sistema, em rela9ao a energia livre da agua num sistema de
referenda (agua pura, 25 °C, pressao normal), tern a dimensao de energia
por volume equivalente a pressao. Assim, eles sao medidos em unidades
de pressao, ou seja, em MPa (megapascal). A agua nos sistemas
biologicos tern comumente sua energia livre diminuida, portanto o
potencial hidrico tern valor negativo. Isso resulta do fato de o potencial
de pressao ter valor geralmente positivo (so tern valor negativo em celulas
sob tensao).
Uma terminologia equivalente a de potenciais e tambem usadafreqiientemente no estudo de redoes hidricas nas plantas, em que
'Fs = - n (pressao osmotica);
'Pm = - 3 (pressao matrica); e
P (pressao de parede).
Assim: 4^ = P - n - 3
que e equivalente a equa9ao (1).
50
PRATICA N° 15
DEMONSTRA^AO DA OSMOSE NA CELULA DETRAUBE
INTRODUCAO
As membranas de permeabilidade diferencial sao de diversas
naturezas. Nos primeiros estudos dos fenomenos osmoticos empregavam-
se membranas inorganicas aderidas a parte interior de capsulas de argila
ou porcelana, que sao permeaveis a agua e impermeaveis a solutos de
peso molecular elevado, conseguindo-se, dessa maneira, um osmometro
perfeito. A membrana de Traube, formada pela combina9ao quimica do
CuS04 com o ICtFe (CN)6, e facilmente construida em laboratorio,
quando esses dois compostos reagem em meio aquoso. Quando um cristal
de ferrocianeto e adicionado a uma solugao de sulfato de cobre, nota-se
facilmente a formagao continua de membranas por meio do rompimento
(absor9ao de agua alem do limite da resistencia da membrana) e do
aumento de tamanho, ocorrendo a combina9ao quimica dos dois solutos,
quando entram em contato.
OBJETIVO
Observar o processo de osmose e o crescimento osmotico da
celula de Traube.
MATERIAL
• Solu9ao de CuS04 2%
• Cristal de K^Fe (CN)6
•Tubo de ensaio (1)
PROCEDIMENTO
Coloque no tubo de ensaio cerca de 10 ml de solu9ao de sulfato
de cobre e adicione um cristal de ferrocianeto de potassio. Ponha o tubo
em lugar firme e, sem tocar nele ou move-lo, observe o que acontece no
periodo de 1 hora.
51
QUESTOES
1. Escreva a rea9ao qui'mica envolvida na da celula de Traube. Qual e a
constitu^ao quimica da membrana?2. Que substancias existem dentro e fora da cdlula de Traube?
3. Qual e a substancia que atravessa a membrana? Qual 6 a evidencia de
sua resposta?
4. Que aconteceria se a membrana de Traube fosse permeavel aos ions
cobre?
5. Durante a forma9ao da celula de Traube, as membranas rompem-se e
refazem-se continuamente ate que o processo se interrompa. Qual e a
causa da paralisa9ao do processo?
6. Por que a celula artificial de Traube e usada para demonstrar o
fenomeno da osmose?
7. Por que as celulas vegetais nao se rompem quando colocadas em agua
destilada, mesmo sabendo que sua concentra9ao de solutos no meio
intemo e maior do que no meio extemo?
PRATICA N° 16
INTENSIDADE DA OSMOSE
INTRODUQAO
Quanto mais concentrada uma solu9ao, menor o seu potencial de
soluto. Quando separada da agua pura por membrana semipermeavel, o
resultado final e a movimenta9ao da agua para a solu9ao, demonstrando a
maior capacidade da agua pura na realiza9ao de trabalho.
OBJETIVO
Comparar os efeitos de solu9oes com diferentes pressoes
osmoticas na intensidade da osmose.
52
MATERIAL
• Solu<?5es de sacarose de 0,5 e 1 ,0 M
• Sacos de diAlise (3)
• Varas de vidro (3), de diametro conhecido
• R^gua milimetrada
PROCEDIMENTO
Encha cada um dos tres sacos de dialise com soli^des desacarose na concentra9ao de 0,5 e 1,0 M e agua pura. Na outra
extremidade de cada saco, enfie uma vara de vidro de diametro
conhecido, amarrando o saco firmemente a vara, de forma que o nivel da
soliupao apare9a acima da parte amarrada.
Suspenda entao os saquinhos em tres copos com agua, prendendo
as varas de vidro a um suporte. Marque o tempo e, depois de duas horas,
me9a a altura da coluna d'agua absorvida.
QUESTOES
1. Defina osmose como um processo fisico-quimico.
2. Explique as diferen9as encontradas nos tres sistemas. Por que, quanto
maior a concentra9ao de sacarose, maior e a subida da coluna liquida
na vara de vidro?
3. Que outro fator, alem da concentra9ao de sacarose, pode ter afetado a
intensidade da osmose?
4. A medida que ocorre a entrada de agua no osmometro, o que acontece
com a sua pressao osmotica?
5. O que voce faria para medir a pressao osmotica do sistema?
6. O que aconteceria com o sistema se voce usasse acido acetico em vez
de sacarose?
7. Ate que altura maxima, na vara de vidro, subiria a coluna liquida,
supondo que a vara fosse infinitamente comprida?
53
PRATICA N° 17
RELACOES ENERGETICAS DA EMBEBICAO
1NTRODUCAO
A adsoi^ao de agua por coloides, estejam estes participando desistemas fisicos (por exemplo, papel, amido ou solo), ou de sistemas
biologicos (celulas vivas), chama-se comumente embeb^ao. A embebi9aoe resultante da intera9ao entre as moleculas d'agua e as superficies solidas.
Parte da energia livre (ou atividade) da agua e reduzida pela presen9a de
superficies de intera9ao, aparecendo no sistema na forma de calor.
A redu9ao da energia livre d'agua, em razao de fenomenos de
superficie (embebi9ao, adsor9ao, capilaridade), e medida pelo que se
chama potencial matrico (Tm).
OBJETIVOS
Observar a varia9ao da temperatura quando o amido se hidrata e
estimar o potencial matrico aproximado correspondente.
MATERIAL
• Amido hidratado (deixado ao ar)
• Amido desidratado (seco em estufa, por 2 h, a 105°C)
• Agua quente e ffia
• Tubo de ensaio grande (2)
• Proveta de 5 ml ou pipeta graduada de 5 ml
• Termometro
• Dessecador
PROCEDIMENTO
Num tubo de ensaio comum, coloque uma camada de amido de
milho de 20 a 30 mm de altura. Mergulhe o bulbo de um termometro na
massa de amido e anote a temperatura.
Em um copo a parte, misture agua quente e ffia ate obter a mesma
temperatura do amido. Adicione, entao, ao tubo cerca de 3 ml dessa agua e
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observe imediatamente a variapSo de temperatura. Continue observando
ate que a temperatura atinja o maximo
Repita o procedimento, utilizando amido previamente desidratado
em estufa e guardado em dessecador.
QUESTOES
1. Por que, ao se adicionar agua ao amido desidratado, ocorre aumento da
temperatura? Qual e a fonte da energia calorifica desprendida?
2. O resultado desse exercicio permite estimar a pressao matrica do
amido. E sabido que, durante a embebifao, um aumento da
temperatura de 0,03 °C corresponde a uma pressao de 3,4 MPa. Qual
seria a pressao que se deveria aplicar a amostra de amido para evitar
sua expansao durante o fenomeno da embebi9ao?
3. Por que, quando se coloca agua em amido desidratado, a temperatura
do sistema aumenta muito mais do que quando se adiciona agua em
amido hidratado?
4. Qual o processo envoivido na abso^ao de agua pelas sementes nasprimeiras horas de germina9ao?
5. Qual e a origem das for9as que fazem com que as sementes consigam
germinar em estradas, rompendo inclusive a camada de asfalto?
6. Como voce explica que sementes muito desidratadas consigam
remover agua da atmosfera (em forma de vapor)?
7. Por que as sementes nao se dessecam completamente se expostas as
condi9oes atmosfericas normais?
8. Como fazer para determinar o potencial matrico da celulose
pulverizada?
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PRATICA N° 18
PLASMOLISE E EFEITO DE SUBSTANCIAS
TOXICAS SOBRE A PERMEABILIDADE DAS
MEMBRANAS CELULARES
INTRODU^AO
Quando se coloca uma celula vegetal numa solufao, ela ganha ou
perde agua, conforme seu potencial hidrico seja menor ou maior do que o
potencial hidrico da solufao externa. Se o potencial hidrico da celula for
maior (positivamente) do que o da solu^ao externa, a celula perdera agua e oprotoplasma, com o vacuolo, vai-se retraindo ate separar-se da parede celular.
Esse fenomeno e denominado plasmolise e o inverso, desplasmolise. Ambos
so ocorrem porque o protoplasma e envolvido por uma membrana celular, ou
plasmalema, dotada de permeabilidade diferencial (permeabilidade seletiva
ou semipermeabilidade). Essa permeabilidade mantem as duas fases -
solugao externa e sokupao interna - separadas. A membrana celular deixa a
agua passar livremente, mas impede, em maior ou menor grau, a passagem
de solutos, e isso faz com que as fases externa e interna se conservem
individualizadas. E certo que o vacuolo possui sua propria membrana
tambem com caracteristicas semipermeaveis, mas em serie com a
membrana celular, e, assim, o protoplasma e o vacuolo funcionam como
um todo, em suas redoes hidricas.
Se as membranas plasmicas, cuja integridade fisica e essencial
para a manuten9ao da permeabilidade, forem danificadas por agentes
quimicosou fisicos, os solutos terao livre transito e se distribuirao no
meio aquoso (extemo e intemo) por difusao. As celulas e organelas
perderao, portanto, a capacidade de reter solutos contra o gradiente de
concentra9ao (potencial eletroquimico, mais precisamente).
A parede celular das celulas vegetais, por outro lado, nao oferece
restriqao a passagem de agua e solutos (exceto moleculas muito grandes).
Como os microporos e microcapilares de sua estrutura estao cheios de
agua, retida com grandes for9as matricas, moleculas gasosas nao a
atravessam. No tecido que perde agua por evapora9ao (transpira9ao), as
paredes celulares estarao sempre hidratadas, ja que o fluxo de agua se da do
vacuolo para a parede celular. As celulas perdem agua, tendendo a retra9ao,
4
56
sem que o protoplasma se separe da parede celular. Grandes tensoes
desenvolvem-se, assim, nas celulas, podendo, levar a ruptura e
desorganizagao da estrutura protoplasmatica e, conseqiientemente, a morte.
OBJETIVOS
Observar os processos de plasmolise e desplasmolise em celulas
de tecido foliar.
Verificar o efeito do alcool etilico sobre a permeabilidade das
membranas celulares.
MATERIAL
• Solu?ao de sacarose a 0,25 M
• Alcool etilico
• Microscopio
• Laminas e laminulas de vidro, para microscopia
• Lamina de barbear
• Tiras de papel-filtro
• Estilete e bastao de vidro
• Pinfa de ponta fina
• Folha de zebrina ou de outra especie indicada
PROCEDIMENTO
Com o auxilio de uma lamina de barbear e uma pin9a, remova
alguns fragmentos da epiderme inferior de uma folha de zebrina (de
preferencia sobre a nervura principal) ou de outra folha conveniente.
Coloque-os em uma lamina com uma gota de agua destilada,
cubra com a laminula e observe ao microscopio.
Seque a agua com papel-filtro e coloque a sokupao de sacarose
0,25 M. Observe como o protoplasma se desloca da parede celular em
conseqiiencia de sua diminuiipao de volume, fenomeno que se chama
plasmolise.
Substitua a solu9ao de a9ucar por agua destilada. Se nao houver
mudan9a alguma, repita o procedimento com celulas plasmolisadas
recentemente.
Depois de provocar plasmolise num fragmento de epiderme de
zebrina, segundo a tecnica usada anteriormente, trate-o com uma ou duas
gotas de alcool. Observe o que acontece com o pigmento vermelho do
vacuolo (antocianina).
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QUESTOES
1. Defina plasmolise e desplasmolise.
2. Desenhe uma celula nonnal e uma plasmolisada.
3. Qual e o pigmento vermelho das celulas de zebrina e onde se localiza?
4. 0 que sai da celula durante a plasmolise, agua ou suco celular? Qual a
evidencia para a sua conclusao?
5. Por que a sacarose, e nao outro soluto qualquer, 6 utilizada para
provocar o fenomeno da plasmolise?
6. Por que o pigmento nao saiu das celulas quando houve plasmolise? E
por que saiu quando as celulas plasmolisadas foram tratadas com alcool?
7. Por que, quando se quer determinar plasmolise em celulas, se utilizam
solugoes de sacarose ou de carbonato de calcio e nunca substancias
como eter ou acetona?
8. Por que as celulas de uma folha nao se plasmolisam quando ela murcha?
PRATICA N° 19
DETERMINACAO DO POTENCIAL OSMOTICO DE
TECIDOS VEGETAIS PELO METODO
PLASMOLITICO
INTRODUCAO
Esse metodo baseia-se no fato de, numa celula em “plasmolise
incipiente”, a solugao plasmolisante externa e o suco celular terem a
mesma pressao osmotica. Sendo a pressao de parede, nesse ponto, igual a
zero (e desprezando o valor da pressao matrica), os valores dos potenciais
hidricos da solugao externa e do suco celular sao tambem iguais.
O problema, para o caso de uma unica celula, resume-se, entao,
em encontrar uma solugao que provoque a plasmolise incipiente (estado a
pressao da parede comega a equivaler a zero). Para o caso de tecidos,
considera-se que a plasmolise incipiente manifesta-se quando 50% das
celulas estao plasmolisadas.
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OBJETIVO
Determinar a pressao osm6tica de um tecido foliar, empregando
o mdtodo plasmolitico.
MATERIAL
0,26 M• Soloes de sacarose 0,08-0,10
• Laminas e laminulas para microscopia
• Papel absorvente
• Lamina de barbear
• Microscopio
• Placade toque
• Folha de zebrina
PROCEDIMENTO
Coloque algumas gotas de cada uma das solu9oes de sacarose,
separadamente, em cada escava9ao das placas de toque, colocando
tambem em cada uma, dois ou tres ffagmentos de epiderme de zebrina.
Apos 20 a 30 minutos, examine ao microscopio os peda9os de
epiderme correspondentes a cada sokupao que contenham, no mlnimo, 50
celulas vermelhas. Conte o numero de celulas vermelhas turgidas e
celulas vermelhas plasmolisadas em cada solu9ao de sacarose e determine
a porcentagem de celulas plasmolisadas em cada uma das sohnpoes.
Construa um grafico em que, na abscissa, estejam as concentra9oes
das solu9oes e, nas ordenadas, a porcentagem de celulas plasmolisadas.
Identifique a solu9ao equivalente a plasmolise incipiente.
QUESTOES
1. Defina plasmolise incipiente.
2. Por que a plasmolise incipiente pode ser utilizada para determinar a
pressao osmotica TC de um tecido? Por que um grau de plasmolise
qualquer nao poderia ser utilizado para medir esse parametro?
3. Qual e a pressao osmotica das celulas do material usado em MPa a 20 °C?
4. Por que em plasmolise incipiente a pressao osmotica da celula e igual a
pressao osmotica da solu9ao externa?
5. Na determina9ao da pressao osmotica das celulas de zebrina pelo
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m&odo plasmolitico, voce chegou a um valor equivalente a uma solu^o0,12 M de sacarose. Entao:
a) Qual e o valor da pressao de parede das c&ulas em plasmolise
incipiente?
b) Qual e o potencial hldrico das celulas nessa mesma condifao?
6. A pressao osmotica da celula em plasmdlise incipiente tem o
mesmo valor que a pressao osmotica da celula em sua condisao
inicial? Explique.
7. Quais sao as principais vantagens e desvantagens deste metodo para
determinar a pressao osmotica do tecido?
8. Qual e o valor do potencial de parede de uma celula bastante
plasmolisada? Explique.
ANEXO
Pressoes Osmoticas de Solufoes Molares de Sacarose a 200, em MPa (0, IMPa = 1 bar = 0,987 atm)
MOLA-
RIDA-
SEGUNDAS DECIMAIS
0,00 0,01 0,02 0,03 0,04 0,05 0,06 0;07 0,08 0,09DE
0,000 0,026 0,054 0,080 0,107 0,134 0,161 0,187 0,214 0,241
0,267 0,295 0,321 0,347 0,375 0,4ot 0,427 0,454 0,481 0,508
0,536 0,564 0,594 0,622 0,650 0,679 0,707 0,736 0,765 0,794
0,823 0,852 0,882 0,912 0,941 0,970 1,000 1,033 1,064 1,094
1,124 1,155 1,185 1,226 1,256 1,287 1,317 1,347 1,388 1,418
1,449 1,479 1,520 1,550 1,580 1,621 1,661 1,692 1,732 1,763
1,803 1,834 1,874 1,915 1,945 1,985 2,026 2,067 2,097 2,137
2,178 2,218 2,259 2,300 2,340 2,411 2,462 2,462 2,502 2,543
2,583 2,634 2,674 2,715 2,755 2,796 2,836 2,877 2,917 2,968
3,009 3,059 3,110 3,150 3,201 3,252 3,302 3,353 3,404 3,454
3,505 3,556 3,616 3,667 3,718 3,768 3,819 3,870 3,930 3,981
0,0
0,1
0,2
0,3
0,4
0,5
0,6
0,7
0,8
0,9
1,0
60
PRATICA N" 20
DETERMINACAO DO POTENCIAL HIDRICO DE
TECIDOS VEGETAIS PELO METODO
DENSIMETRICO OU DE SCHARDAKOW
INTRODUCAO
Esse metodo baseia-se na transferencia liquida de agua entre
amostras de tecido vegetal e solu9oes-testes de pressoes osmoticas
conhecidas. A transferencia e determinada pela mudan9a de densidade
das solu9oes-testes. A densidade das solu9oes aumenta, diminui ou
permanece invariavel, conforme o tecido tenha potencial hidrico menor,
maior ou igual ao da solu9ao externa, respectivamente.
OBJETIVO
Determinar o potencial hidrico de um tecido foliar pelo metodo
densimetrico.
MATERIAL
• Soloes de sacarose de 0,10; 0,15; 0,20;
• Tubos de ensaio grandes (9)
• Tubos de ensaio pequenos (9)
• Azul-de-metileno (cristais)
• Pipetas de ponta capilar (pipeta Pasteur)
• Tesoura ou lamina de barbear
0,50 M
PROCEDIMENTO
Coloque 2 ml de cada uma das soloes de sacarose 0,10; 0,15;
...0,50 M, em tubos de ensaio grandes e a mesma serie paralela0,20;
de solu9oes em tubos de ensaio pequenos.
Do material indicado pelo instrutor, tome pequenos ffagmentos
(cortados com lamina de barbear ou tesoura) e coloque-os em cada um
dos tubos de ensaio grandes ate nivelar os 2 ml dassolu9oes de sacarose.
61
Apos 2 horas, coloque um pequeno cristal de azul-de-metileno
em cada tubo grande e agite, a fim de colorir as solu95es que estiveram
em contato com os fragmentos.
Com uma pipeta de ponta capilar, recolha um pouco de cada
solu<?ao colorida e solte, lentamente, uma gota no meio da solu^ao deigual concentra9ao que permaneceu sem fragmentos nos tubos de ensaio
pequenos.
Observe, contra uma fonte de ilumina9ao, se a gota se desloca
para cima, para baixo ou permanece mais ou menos estacionada (se o
potencial hidrico do material estudado for superior, inferior ou igual ao da
solu9ao em que esteve submerso). Caso a gota colorida nao fique
estacionada em qualquer das solu95es, pode-se repetir o ensaio, utilizando
uma serie de solu9oes, cujas concentra9oes sejam intermediarias entre as
concentra9oes em que a gota desceu e subiu, respectivamente.
Determine o potencial hidrico do tecido em MPa, consultando a
tabela apropriada, que relaciona as molaridades das solu9oes de sacarose
as suas pressdes osmoticas.
QUESTOES
1. Qual e o fundamento do metodo de Schardakow, de determina9ao do
potencial hidrico de tecidos vegetais?
2. Por que o metodo de Schardakow, de determina9ao do potencial
hidrico, e tambem denominado metodo densimetrico?
3. Em folhas de zebrina encontrou-se, pelo metodo densimetrico, um
potencial hidrico de -0,3 MPa. Em plasmolise incipiente, o mesmo
tecido apresentou uma pressao osmotica de +0,2 MPa. Considerando
que nao tenha havido altera9ao no volume celular, pergunta-se:
a) Qual a pressao de turgescencia (P) do tecido (potencial de pressao)?
b) Esse tecido absorveria agua se fosse colocado em agua pura? Por
que?
4. Voce pode, com esse metodo, determinar o valor da pressao osmotica
das celulas? Explique.
5. Quais sao as vantagens e desvantagens do metodo densimetrico na
determina9ao do potencial hidrico de tecidos vegetais?
6. Qual e a fun9ao do azul-de-metileno nesse exercicio? Se o tecido
usado fosse de beterraba, haveria necessidade desse corante?
62
SECAO vi
ABSORCAO E PERDA DE AGUA PELA
PLANTA
O fluxo de vapor d'agua no continuo solo-planta-atmosfera
ocorre na forma liquida, no solo e na planta, e na forma de vapor, da
planta para a atmosfera. Se o ar nao esta normalmente saturado, o fluxo
da-se na dire9ao solo-atmosfera. Na verdade, os potenciais hidricos na
atmosfera sao muito baixos, o que gera a for9a motora do transporte de
agua no sistema, ja que as partes vegetais umidas expostas,
particularmente as folhas, ao perderem agua tern o seu potencial hldrico
reduzido. Forma-se assim um gradiente de potencial hidrico decrescente,
do solo para a atmosfera, com um fluxo de agua na mesma dire9ao.
Todavia, o fluxo nao depende unicamente das diferenpas de potenciais
(gradientes), mas tambem das resistencias encontradas no percurso. Em
qualquer se9ao do percurso, do solo a superficie da raiz, desta ao xilema,
deste a folha, dos espa90s intercelulares ate a superficie foliar e no ar na
camada limitrofe, o fluxo (Jw) e proporcional a diferen9a de potenciais
(AT) e inversamente proporcional as resistencias (R):
- AT
Jw = SR
Na fase gasosa, o fluxo de agua, na realidade, e diretamente
proporcional a diferen9a de concentra9oes (pressoes do vapor) e nao a
diferen9a de potenciais, visto que os potenciais nao sao linearmente
relacionados com as concentra9oes. No estado estacionario, isto e,
quando a absor9ao for igual a perda d'agua, o fluxo sera igual em
qualquer das se9oes do sistema catenario. Se as resistencias sao diferentes
nas varias partes da cadeia, as quedas de potenciais necessarias para
mover a agua, em cada se9ao, devem ser tambem diferentes.
A resistencia no solo e medida geralmente por sua reciproca, a
condutancia hidraulica. Na planta, a resistencia total e a soma de diversas
resistencias (fluxos em serie) e condutancias (fluxos paralelos), algumas
na fase liquida, outras na fase gasosa (mesofilo, epiderme). A resistencia
do ar corresponde aquela na camada de ar estacionario, ou camada
limitrofe, entre a superficie foliar e o ar turbulento.
63
Os fatores que afetam a absorQao e a perda de agua pela planta
atuam modificando os potenciais ou fazendo variar as resistencias.
Ordinariamente, as resistencias suscetiveis a varia9des s§o a resistencia
estomatica e a resistencia do ar (camada limitrofe). A resistencia principal
e a estomatica, por ser a unica regulavel pela planta e que pode exercer
certo grau de controle sobre a transpira^ao.A resistencia estomatica age em paralelo com a resistencia
cuticular (soma de condutancias), constituindo, as duas, a resistencia
epidermica. Como a resistencia cuticular e muito alta (baixa condutancia),
sua contribu^ao e negligenciavel no controle do fluxo paralelo de vapord’agua (transpira9ao). Dai o fato de a transpira9ao estomatica representar
a maior parte da transpira9ao total.
Alem da perda d'agua por evapora9ao (transpira9ao), a planta
tambem pode perder agua na forma liquida, a chamada guta9ao ou
suda9ao. Embora nao ocorra em todas as plantas, esse fenomeno e mais
facilmente observavel em certas plantas herbaceas de pequeno porte, em
cond^des de abundante suprimento de agua e de transpira9ao.
PRATICA N° 21
AVALIACAO DA ABERTURA DOS ESTOMATOS
COM O POROMETRO DE ALVIM
INTRODUCAO
A medi9ao direta das aberturas dos estomatos ao microscopio,
seja pelo exame da propria epiderme, seja pela observa9ao de “impressoes"
(replicas) feitas com filmes plasticos, e um trabalho tedioso, por envolver
grande numero de repeti9oes. Mesmo assim, nao existe rela9ao direta
entre as aberturas e a porosidade da folha.
Visando facilitar as medi9oes de porosidade, foram desenvolvidos
porometros. Estes instrumentos pertencem a dois tipos: (a) Porometros de
fluxo viscoso, em que o are for9ado atraves dos estomatos e do tecido
foliar. O fluxo de ar mede a porosidade da folha, que varia conforme o
64
comportamento estomatico; e (b) Porometros de difusao, que medem a
tendencia de perda de agua pela superficie foliar. O metodo simples do
papel impregnado de cloreto de cobalto pertence a esse tipo. Os
porometros modemos sao construidos com sistemas de sensores
eletronicos de umidade e podem medir nao so a capacidade difusiva,
conio tambem a transpirasao, apos estarem devidamente calibrados.
OBJETIVO
Avaliar o grau de abertura estomatica em folhas submetidas a
condi9oes diversas.
MATERIAL
• Porometro de Alvim
• Cronometro
• Plantas irrigadas e nao-irrigadas, ao sol ou a sombra
PROCEDIMENTO
O porometro de Alvim, que e um porometm de fluxo viscoso,
consta essencialmente de: (1) uma pin9a, que se prende a folha no
momento da determina9ao; (2) uma bomba injetora de ar; (3) um deposito
de ar; e (4) um manometro, que mede as varia9oes de pressao. Para se
fazer a determina9ao da porosidade, a pin9a e presa a folha e o registro
que a liga ao deposito de ar comprimido e aberto. O ar flui, entao, atraves
dos estomatos. O tempo necessario para que se verifique determinada
varia9ao na pressao e anotado. Quanto maior a velocidade do fluxo, maior
a abertura dos estomatos e tanto menor sera o tempo requerido para a
pressao variar entre os valores preestabelecidos. Pode-se considerar
tambem a queda de pressao no manometro por tempo fixado.
Proceda a diversas mensura9oes da abertura dos estomatos
(porosidade) de folhas em diferentes condi9oes.
QUESTOES
1. Que tipo de folha nao se presta para o estudo com o porometro de fluxo
viscoso e por que?
2. Cite algumas vantagens do porometro de Alvim.
3. Como poderia o porometro ser empregado para indicar a necessidade
de irriga9ao?
65
PRATICA N° 22
AVALIACAO DA ABERTURA RELATIVA DOS
ESTOMATOS PELO METODO DE INFILTRA^AO
INTRODU^AO
O metodo de infiltra^ao da uma estimativa qualitativa daporosidade da folha. Esse metodo consiste em aplicar uma gota de um
liquido de facil penetra9ao, como xilol, vaselina liquida, alcool absoluto e
outros, numa face da folha, e observar se ha penetra9ao ou nao do liquido
nos tecidos. A velocidade e a intensidade da infiltra9ao dao uma ideia
aproximadada abertura relativa dos estomatos.
Numa tecnica semiquantitativa, desenvolvida por Alvim e Havis,
usa-se uma serie de solu9oes preparadas com dois liquidos de diferentes
tensoes superficiais, como oleo mineral neutro, leve, tipo nujol com xilol
ou n-propanol com agua.
OBJETIVO
Familiarizar-se com uma tecnica simples de estimativa da
abertura relativa dos estomatos, pela velocidade de penetra9ao de
soloes de densidades diferentes.
MATERIAL
• Mistura nujol e xilol, em diferentes proposes (ver tabela)
• Frascos conta-gotas
• Plantas irrigadas, a luz ou a sombra
PROCEDIMENTO
No presente exercicio sera utilizada a mistura xilol e nujol, nas
diversas proposes, conforme indicado no quadro seguinte:
3 4 5 6 7 8 9 1 0 1 12N° de mistura
1 0 0 9 0 8 0 7 0 6 0 5 0 4 0 3 0 2 0 1 0 0Xilol (proporfSo)
1 0 2 0 3 0 4 0 5 0 6 0 7 0 8 0 9 0 1 0 00Nujol (propor^ao)
66
Uma gota de cada solufao 6 aplicada na superficie da folha,
sendo anotado como abertura relativa o numero da solu9ao mais densa
que penetrar visivelmente nos tecidos, dentro de um minuto no maximo.
A penetrafao da solufao e observada por desenvolvimento de mancha
opalescente ao se expor a folha a uma fonte luminosa.
Compare a abertura dos estomatos de folhas ao sol ou a sombra,
murchas e turgidas, velhas e novas, sadias e doentes ou conforme
sugerido pelo instrutor. Verifique tambem se as folhas utilizadas tem
estomatos em ambas as faces.
Sugira uma aplica9ao pratica que pode sei“ realizada com o
auxilio deste metodo.
QUESTOES
1. De algumas vantagens e desvantagens do metodo de infiltra9ao.
2. Em que face da folha deve ser feito o teste de infiltra9ao? Pode haver
diferen9as entre especies?
3. Por que a agua destilada nao pode ser utilizada como liquido infiltrante?
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SE^AO VII
TRANSLOCACAO
A divisao de fun9des nos organismos multicelulares requer um
sistema eficiente de transporte a longa distancia, tanto para os produtos
fotossinteticos como para as materias-primas necessarias a manuten9ao e
ao crescimento da planta. Dois sao os mais importantes sistemas de
transporte a longa distancia: o floema, que transporta solutos organicos,
tanto na dire9ao basipeta como na acropeta, e o xilema, no qual se
movimentam agua e solutos inorganicos na dire9ao da corrente
transpiratoria. Solutos inorganicos podem, contudo, mover-se no floema,
assim como os organicos podem ser transportados no xilema. Alem disso,
pode ocorrer transference lateral de agua e solutos entre os dois sistemas.
No xilema, o fluxo da-se em resposta a um gradiente de potencial
hidrico, gerado especialmente pela transpira9ao, dai a designa9ao
“corrente transpiratoria”. No floema, o fluxo teria como for9a motora um
gradiente de pressao hidraulica (pressao de turgescencia). Esse gradiente
seria originado pela deposi9ao de solutos (carregamento) dos terminals do
floema nas fontes (especialmente folhas), com a consequente atra9ao de
agua, e pela saida dos solutos (descarregamento) dos terminals do floema
nos drenos, com a consequente perda de agua para os tecidos adjacentes.
Nessas condi9oes, a seiva do floema estaria normalmente sob pressao
(pressao positiva), enquanto a do xilema estaria sob tensao (pressao
negativa).
PRATICA N° 23
SUDACAO OU GUTACAO
INTRODUCAO
Alem da perda d'agua em forma de vapor (transpira9ao), plantas
herbaceas, em certas situa9oes, podem perder agua na forma liquida
(suda9ao ou guta9ao). Ao longo das margens das folhas destas plantas
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existem poros de abertura fixa, denominados hidatddios, associados a um
tecido parenquimatoso modificado. A absorfao radicular pode resultar
nunia pressao nos vasos do xilema (a chamada pressao radicular), quando
a agua 6 for9ada a sair atravds dos hidatodios, na forma de gotas.
OBJETIVO
Avaliar as condi95es necessarias para a ocorrencia do fenomeno
de suda9ao.
MATERIAL
• Vasos com plantinhas de milho ou de tomate
• Solu9ao de NaCl a 5%
• Campanula ou cuba de vidro
PROCEDIMENTO
Obtenha dois vasos pequenos, com 2 ou 3 plantinhas de milho ou
de tomate. Regue um dos vasos com sokupao de sal de cozinha a 5% e o
outro com agua.
Cubra ambos com uma campanula ou cuba de vidro.
Aguarde cerca de 2 horas e observe as margens das folhas.
QUESTOES
1. Por que nao houve suda9ao no vaso irrigado com solu9ao salina?
2. Qual e a for9a responsavel pela suda9ao, e como se origina?
3. Por que ha necessidade de cobrir as plantas com uma campanula?
4. Descreva a estrutura tipica de um hidatodio, fazendo um desenho e
nomeando os tecidos.
69
PRATICA N° 24
TRANSLOCA^AO DE SOLUTOS ORGANICOS
INTRODUCAO
Os solutos organicos sao translocados no floema, no sentido da
fonte para os drenos. O movimento ocorre num fluxo em massa,
requerendo energia metabolica para o carregamento na fonte e o
descarregamento no dreno.
Diversas tecnicas permitem detectar o transporte de solutos
organicos no floema. Por exemplo, o anelamento e seguido de acumulo
de a9ucares na regiao de corte. A9ucares tambem sao excretados por
afideos, cujos aparelhos bucais atingem os elementos crivados que
compSem os tubos do floema. A aplica9ao de 14C02 a folhas maduras
iluminadas permite detectar compostos radioativos no floema e, em
seguida, nos tecidos dos drenos. Alguns hormonios (como as auxinas)
podem ser translocados via floema, e assim seus efeitos tambem podem
ser observados longe do local de aplica9ao em uma planta.
OBJETIVO
Verificar a rela9ao entre transloca9ao de fotoassimilados e
exporta9ao de substancias da folha.
MATERIAL
• Vasos (2) com 2 plantas de feijao
• Sohapao aquosa de 2,4-D (0,1%)
• Banco de ilumina9ao
• Camara escura
PROCEDIMENTO
Tome 2 vasos que contenham cada um 2 plantas de feijao com o
primeiro par de folhas simples ja desenvolvido a primeira folha composta
(trifolio) em inicio de desenvolvimento (as plantas para este exercicio
devem ter permanecido no escuro durante dois dias).
Na base de uma das folhas primarias, aplique 3 a 4 gotas de solu9ao
70
de 2,4-D, deixando que cada uma seque completamente. Trate apenas uma
planta em cada vaso.
Deixe um dos vasos no escuro e o outro sob forte iluminafao. Ao
cabo de 1 a 2 dias e ao final de uma semana, observe os resultados,
especialmente os efeitos a distancia (diferentes dos efeitos no local de
aplica9ao do 2,4-D).
QUESTOES
1. Por que se observa maior deforma9ao das folhas apicais na planta
gotejada com 2,4-D e deixada a luz do que na planta mantida no
escuro? Caracterize a “fonte” e o “dreno” de assimilados nesse sistema.
2. No caso do item anterior, o transporte de auxinas da-se pelos vasos do
xilema ou pelos elementos dos tubos crivados do floema? Quais sao as
evidencias de sua resposta?
3. Como os seus resultados suportam a teoria do fluxo em massa por pressao?
4. Por que, no presente exercicio, se utilizam as folhas maduras e nao as
folhas novas?
5. Neste tipo de exercicio, pode-se afirmar que o carregamento do floema
e seletivo? Explique.
6. O transporte via floema, demonstrado neste exercicio, e mais basipeto
ou acropeto? Qual e a evidencia para sua resposta?
7. Qual e a mobilidade relativa do 2,4-D nas plantas e de que depende
essa mobilidade? Como o 2,4-D se compara ao AIA neste particular?
PRATICA N° 25
EXSUDACAO DA SEIVA DO FLOEMA
INTRODUQAO
Quando se corta um caule sadio de aboboreira o floema exsuda
rapidamcnte. A exsuda9ao come9a com grande velocidade, mas, dentro
de dois minutos, diminui e para. Cortando-se uma fatia de um milimetro da
71
base do caule, o processo se renova. Pode-se repetir a opera^o por horas,e o volume total de exsudato coletado e muitas vezes maior do que o
volume do floema do caule que foi removido, nos cortes sucessivos.
O fato descrito comprova a existencia de pressao (positiva) no
conteudo do floema e constitui uma evidencia a favor da hipotese do
fluxo em massa. A existencia de pressao na seiva do floema e um
requisito fundamental para a hipotese de Munch (fluxo por pressao).
OBJETIVO
Verificar a existencia da pressao (positiva) na seiva do floema.
MATERIAL
• Folha de aboboreira, com peciolo
• Alcool etilico comercial• Tubo de ensaio grande
• Lamina de barbear
PROCEDMENTO
Pegue um tubo de ensaio contendo alcool ate cerca da metade da
altura. Corte a base do peciolo de uma folha de aboboreira, usando uma
lamina de barbear, e introduza rapidamente o peciolo no tubo com alcool.
Observe.
Quando a exsudato parar, remova o peciolo do alcool, corte
uma pequena fatia de sua base e introduza-a novamente no alcool. Repita
a operaipao por mais algumas vezes.
Agora, tome uma folha murcha da mesma especie e proceda da
mesma forma. A observa9ao de fios do exsudato e mais facil quando se
coloca o tubo contra a luz.
(
QUESTOES
1. De que regioes do peciolo sai o exsudato?
2. Por que a exsuda^ao paralisa apos alguns minutos?
3. Qual e o estado normal da seiva do floema, sob pressao ou sob tensao?
Justifique sua resposta.
4. Na folha murcha. observa-se exsudagao da seiva do floema? Por que a
intensidade da exsudato e menor que na folha turgida?
72
5. Qual a composi9ao da seiva do floema?
6. Por que se utiliza alcool (e nao agua destilada) para visualizar a saida
do exsudato?
7. De que modo os afideos (pulgoes) se alimentam e que relacpao tem
isso com o estado da seiva do floema?
8. Os vasos laticiferos da seringueira estao sob pressao ou sob tensao?
Justifique.
9. Como voce poderia correlacionar a saida do exsudato com o modelo da
teoria do fluxo em massa, por pressao, de Munch?
PRATICA N° 26
CONSTRU^AO DO MODELO DO FLUXO PORPRESSAO - MODELO DE MUNCH
INTRODUCAO
A hipotese do fluxo por pressao levantada por Munch, em 1926,
e a mais difundida para explicar a transloca^o no floema. Ela implicamecanismo passivo de transporte no floema sem, no entanto, desprezar o
concurso de energia metabolica. O sistema para comprovar o modelo de
Miinch e de facil constru9ao e envolve dois osmometros interligados por
um tubo.
OBJETIVOS
Construir o modelo indicativo do fluxo em massa, por pressao
(hipotese de Miinch), e observar seu funcionamento.
MATERIAL
• S0IU9S0 de bicromato de potassio
• Solu9ao de sacarose a 25%
• Peda90s de barbante
73
• Sacos de dialise
• Vara de vidro em forma de “U”
• Bequeres de 1L(2)
PROCEDIMENTO
Coloque em agua, por uma hora, duas tiras, de 0,15 m de
comprimento cada uma, de tubos de membrana de dialise. Amarre
cuidadosamente uma das extremidades das tiras, de maneira a nao deixar
qualquer vazamento.
Encha um dos sacos com solu9ao de sacarose concentrada e
amarre vigorosamente a outra extremidade na parte terminal da vara de
vidro em forma de “U”. O outro saco de dialise, contendo agua pura,
devera ser amarrado na outra extremidade da vara de vidro.
Fa?a a imersao do saco com sacarose em um bequer com agua
contendo a soluqao de bicromato de potassio. O saco de dialise com agua
deve ser imerso em outro copo contendo agua de tomeira.
Disponha o conjunto de tal maneira que o copo contendo o saco
com sacarose fique num nivel inferior (cerca de 0,10 a 0,15 m) em
rela9ao ao copo do saco contendo apenas agua.
Observe o sistema em opera9ao, durante cerca de 2 horas.
QUESTOES
1. Como as tres partes deste modelo podem ser correlacionadas com as
partes de uma planta viva?
2. Qual e o papel do bicromato de potassio colocado no copo com o saco
contendo sacarose?
3. Na hipotese do fluxo em massa, modelo de Munch, qual e a for9a
motriz do movimento?
4. Qual e a evidencia, nesse modelo artificial, de que a transloca9ao de
solutos organicos se da sob pressao e nao sob tensao?
5. No modelo artificial de Munch, o transporte da solu9ao de sacarose
paralisa-se apos algum tempo. Como se explica que, numa planta viva,
o fluxo se mantenha sustentado, sempre no sentido da fonte para o dreno?
74
PRATICA N° 27
RECUPERACAO DE TURGESCENCIA EM RAMOS
CORTADOS
INTRODUCAO
0 transporte de agua no xilema, das raizes para a parte aerea,
requer que a coluna de agua permane9a continua; se a coluna se romper
(cavita^ao), o fluxo de agua cessara no vaso particular em que ocorrer aruptura. Nesse caso, a agua deve, de algum modo, contomar a bolha para
haver movimento. Na maioria dos casos, a coesao da agua e suficiente
para nao haver ruptura e manter a continua^o da coluna liquida.A coluna de agua, no entanto, pode separar-se se, porventura,
entrar ar nos vasos do xilema (embolia). Normalmente, isso nao ocorre
em funfao da impermeabilidade dos vasos lenhosos, mesmo sob as altas
tensoes a que podem estar submetidos. Todavia, nos ramos cortados, o ar
penetra rapidamente nos vasos, interrompendo a continua^o da colunaliquida e interpondo uma grande resistencia ao fluxo.
OBJETIVO
Verificar o efeito da presen9a de ar nos vasos sobre a
transloca9ao de agua pelo xilema.
MATERIAL
• Ramos de plantas (tomateiro, feijoeiro, caruru-de-porco etc.)
• Trompa de vacuo (ou bomba de vacuo)
• Massa plastica de modelar
• Lamina de barbear
• Quitazato
PROCEDIMENTO
Retire quatro sec9oes de ramos, de mais ou menos 0,10-0,15 m,
de uma das plantas recomendadas pelo instrutor. Deixe-os murchar,
durante uma ou duas horas, sobre a mesa do laboratorio. Quando as sec9des
75
estiverem “tombando”, por falta de turgescencia, submeta esses ramos
aos seguintes tratamentos:
1. Mergulhe a base do primeiro ramo num copo de agua.
2. Corte cerca de 50 mm da base do segundo ramo e mergulhe a
extremidade cortada em agua, como no caso anterior.
3. Mergulhe em agua a base do terceiro ramo, corte cerca de 50 mm dessa
base (debaixo d'agua) e deixe-o absorvendo agua no copo.
4. Coloque a base do quarto ramo num fiasco para vacuo (quitazato)
contendo agua ate a metade. Tampe bem a boca do frasco com massa
plastica (com cuidado para nao quebrar ou amassar o caule) e aplique
vacuo durante uns 5 minutos. Desligue o vacuo e deixe o ramo
absorvendo agua do proprio frasco.
Observe os quatro tratamentos continuamente, durante cerca de
30 minutos, anotando os sinais de recupera^ao. Explique as diferenfasobservadas.
QUESTOES
1. Dentre os tratamentos aplicados, que ramos recuperaram a
turgescencia mais rapidamente?
2. Como voce explica as diferen9as na rapidez de recupera9ao da
turgescencia?
3. Como voce poderia correlacionar esse fenomeno com a teoria coeso-
tenso-transpiratoria?
4. Tendo em vista suas observafoes, que recomenda9oes voce faria a um
floricultor, quanto ao periodo do dia mais indicado para cortar ramos
de flor? Que explica9ao voce daria para justificar sua recomenda9ao?
5. Como voce trataria um ramo de flor para conserva-lo turgido por mais
tempo?
76
PRATICA N" 28
DESENVOLVIMENTO DE TENSOES INTERNAS DE
AGUA EM TECIDOS VEGETAIS
1NTRODUCAO
Durante o dia, a absorgao de agua pelo sistema radicular nao
compensa a perda d'agua pela transpiragao das folhas, o que provoca
diminuigao do potencial hidrico de suas celulas. Como a agua deve manter-
se coesa (teoria de Dixon) nos elementos dos vasos do xilema, a queda do
potencial hidrico nas folhas e transmitida para os elementos dos vasos,
originando tensoes intemas. A contragao dos troncos de muitas especies,
durante o dia, e uma prova de que se encontram sob tensao. Qualquer fator
que promova mais rapida perda d'agua do que absorgao (falta de agua no
solo, por exemplo) leva ao desenvolvimento de tensoes intemas de
diferentes magnitudes. Essas tensoes podem alcangar magnitudes do
potencial hidrico muito altas (valor negativo), o que pressupoe alta
resistencia mecanica dos vasos, impedindo seu colabamento.
OBJETIVO
Demonstrar a existencia de tensoes intemas nas plantas.
MATERIAL
• Vasos com plantinhas de girassol, com cerca de 0,30 m de altura
• Solugao de azul-de-metileno a 1%
• Lamina de barbear
• Placa de Petri
PROCEDIMENTO
Pegue dois vasos com plantinhas de girassol, devendo um deles
ter sido submetido a deficit hidrico. Coloque a planta turgida em posigao
horizontal, imergindo a porgao mediana na solugao de azul-de-metileno
contida numa placa de Petri.
Com uma lamina de barbear, corte a haste da planta, mergulhando
as secgoes na solugao por um minuto.
77
Retire a parte terminal seccionada e, ap6s a remo^o das folhas,lave-a rapidamente em agua de torneira, enxugando-a com papelabsorvente.
Fa?a cortes transversais, de 5 mm de comprimento, ao longo de
toda a parte terminal, a partir da regiao de contato com o corante.
Examine as superficies seccionadas e determine a presen9a de
azul-de-metileno nos feixes vasculares. Registre a distancia maxima, a
partir do seccionamento original, em que o menor indicio de corante 6
observado em qualquer feixe, em dire9ao ao apice.
Repita o processo com a planta submetida a deficit hidrico.
Desenhe uma sec9ao transversal da haste, indicando,
principalmente, os tecidos em que o corante e observado.
QUESTOES
1. Em que tecido a sohnpao de corante se movimenta?
2. Caso o sistema fosse puramente fisico (sem celulas vivas), as
observa9oes seriam diferentes?
3. O que ocorreria se a experiencia fosse realizada com plantas
submetidas a diferentes graus de deficiencia hidrica?
4. Dentre os tratamentos utilizados, em qual deles o corante atingiu maior
distancia? Como voce explica sua resposta?
5. Quando se faz um corte num caule sob tensao interna de agua, espera-
se que o corante se desloque mais em dire9ao ao apice ou a base?
Explique.
6. Por que se desenvolvem maiores tensoes intemas de agua na planta
durante o dia do que durante a noite?
7. Tem-se observado que os diametros dos troncos de certas arvores
contraem-se durante o dia. Como se explica esse fato?
8. Que outro metodo experimental voce poderia usar para provar que a
perda de agua na planta induz ao desenvolvimento de tensoes intemas
de agua?
9. Por que folhas de aboboreiras apresentam murcha durante o periodo da
tarde, em dias claros de verao, mesmo havendo boa disponibilidade de
agua no solo?
10. Comente um criterio fisiologico que poderia ser utilizado para
diagnosticar deficiencia de agua no solo.
78
SE^AO VIII
CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO
As plantas superiores crescem e se desenvolvem como resultado
da atividade continua de meristemas apicais, que adicionam novos tecidos
as partes velhas do corpo vegetal. A atividade meristematica nao esta,
todavia, confinada aos apices de caules e raizes; zonas potencialmente
meristematicas permanecem nas partes velhas (cambio vascular, gemas
axilares, flores e frutos em desenvolvimento). A coordena9ao e integra9ao
do crescimento nessas varias regioes requerem um sistema de controle no
espa9o. So assim podera haver harmonia e equilibrio das partes no todo do
individuo. Ademais, durante o seu ciclo vital, a planta atravessa uma serie
de fases, incluindo a germina9ao, o crescimento vegetativo, a flora9ao e
frutifica9ao, a matura9ao e senescencia e a dormencia. Essa seqiiencia
ordenada de transforma9oes ontogeneticas, basicamente qualitativas,
constitui o desenvolvimento, sujeito tambem a um sistema de controle que
assegure integra9ao e coordena9ao no tempo.
Os controles que levam a integra9ao espacial ou temporal do
crescimento e desenvolvimento da planta podem ser determinados
autonoma ou mesologicamente, isto e, podem ter origem intrinseca ou
extrinseca. Desde que as condi9oes ambientes (mesologicas) nao variem
apreciavelmente ao longo do organismo vegetal, a coordena9ao espacial e
exercida, normalmente, por sistemas de controle autonomo. Os fatores
ambientes podem, contudo, modificar a maneira (forma, intensidade) da
integra9ao, como o efeito da luz e de nutrientes minerais na expressao da
dominancia apical. A coordena9ao temporal pode ser efetuada tanto por
fatores autonomos como mesologicos. Como exemplo, cita-se a indu9§o
floral em plantas indiferentes e em plantas fotoperiodicamente sensiveis
(controle mesologico). Dentrj os controles mesologicos sao citados a
temperatura, a luz (quantidade, qualidade e dura9ao), a agua, os gases
C02 e 02, os nutrientes minerais, os ventos e os poluentes.
79
PRATICA N° 29
EFEITO DA QUALIDADE DA LUZ NA
GERMINACAO DE SEMENTES FOTOBLASTICAS
INTRODUQAO
Muitas sementes, quando recem-colhidas, estao dormentes e
germinam apenas em presensa de luz. A medida que envelhecem, o
requerimento da luz para a germina9ao vai desaparecendo. Determinadas
faixas de espectro da radiaqao visivel sao mais eficientes do que outras na
indu9ao da germina9ao e devem, naturalmente, ser captadas por um
pigmento fotorreceptor. Um desses pigmentos, o fitocromo, e constituido
de um grupo cromoforo tetrapirrolico de cadeia aberta associado a uma
proteina, e apresenta-se sob duas formas fotoconversiveis: Fv (fitocromo
com o maximo de absor9ao no vermelho) e Fyo (fitocromo cum o
maximo de absorqao no vermelho distante). Quando o Fy absorve luz
vermelha (660 nm), transforma-se em FVD. As interconversoes sao
produtos de rea9oes luminosas de baixa energia, diferentemente de outros
fenomenos fisiologicos que requerem alta energia. A forma FVD e
considerada fisiologicamente ativa. Apos a percep9ao e a absorqao da
radia9ao pelo fitocromo, uma serie de rea9oes e desencadeada, afetando o
crescimento e o desenvolvimento das plantas.
Alem da germina9ao de sementes, varios outros fenomenos
fotomorfogenicos sao controlados pelo sistema de fitocromo, como
flora9ao, crescimento de entrenos, desenvolvimento normal da plantula,
sintese de pigmentos e outros.
OBJETIVO
Determinar as faixas do espectro luminoso eficazes na quebra de
dormencia de sementes.
MATERIAL
• Sementes sugeridas pelo instrutor
• Placas de Petri (6)
• Papel-filtro
80
• Bancos de luz incandescente e fluorescente
• Papel-celofane, nas cores vermelha, vcrde e azul intensas, ou placas de
acrilico ou vidro nessas cores.
PROCEDIMENTO
Tome seis placas de Petri, forrando o seu fundo com duas folhas
de papel-filtro. Em cada placa, coloque sobre o papel-filtro 100 sementes
da especie sugerida pelo instrutor. Adicione entao 15 ml de agua destilada
a cada placa.
Cuidadosamente, para nao entomar a agua, embrulhe uma placa
com quatro camadas de papel-celofane azul-intenso (que grosseiramente
transmite entre 390 e 590 nm - violeta e azul), outra placa com quatro
camadas de papel-celofane verde-intenso (que transmite grosseiramente entre
480 e 630 nm, pico no verde), outra com quatro camadas de papel vermelho-
intenso (que transmite entre 580 e 680 nm, com pico no vermelho) e ainda
outra com duas camadas de papel-celofane azul-intenso e duas camadas de
papel-celofane vermelho-intenso (que transmitem luz acima de 670 nm -
vermelho-distante). Embrulhe uma placa de Petri em papel-aluminio ou
coloque-a numa caixa escura (tratamento no escuro). Deixe uma placa sem
cobertura (luz branca). Altemativamente, as placas podem ser colocadas em
caixas com tampas de vidro ou acrilico, nas cores mencionadas.
Exponha as seis placas a um banco de luz fluorescente-
incandescente. Ao cabo de uma a duas semanas, examine a protrusao das
radiculas das sementes nos diversos tratamentos e determine a percentagem
de germina9ao.
QUESTOES
1. Qual e o pigmento envolvido no processo de germina9ao e quais sao os
comprimentos de onda efetivos?
2. Por que as sementes da especie estudada, praticamente, nao germinam
no escuro?
3. Explique de que maneira a luz pode desencadear a germina9ao de
sementes fotoblasticas positivas.
4. Algum fito-hormonio pode substituir a luz na germina9ao de sementes
fotoblasticas positivas?
5. Se sementes fossem colocadas para germinar em total obscuridade e se
esse periodo fosse interrompido com lampejo de luz vermelha, o que
81
aconteceria com a taxa de germina9ao destas sementes? E se o lampejo
fosse com luz vermelho-distante?
6. Cite algumas especies de interesse comercial, cujas sementes requerem
luz para germinar.
7. Como o preparo do solo poderia aumentar a quantidade de ervas
daninhas, tendo-se em conta os resultados do presente exerclcio?
8. Como se explica a germinafao de algumas sementes apos a abertura de
clareira em uma floresta?
PRATICA N° 30
EFEITO DA AUXINA SOBRE O CRESCIMENTO
DIRECIONAL DE PLANTAS
INTRODUCAO
Nos caules das plantas, a maior taxa de crescimento ocorre nos
tecidos, logo abaixo do meristema apical. Estudos feitos com caules de
plantulas (ervilha) mostraram que nessa regiao ha forte correla9ao entre a
taxa de crescimento eas quantidades de auxinas difiisiveis. Foi tambem
observado que auxinas difundidas do coleoptilo de aveia estavam
intimamente relacionadas com a taxa de crescimento desse orgao. Tais
observa9oes indicam que a concentra9ao de auxina no tecido pode regular
sua taxa de crescimento.
A distribu^ao desigual de auxinas no caule e um dos fatores quepodem ocasionar o crescimento diferencial (curvatura) das plantas.
OBJETIVO
Observar os efeitos de auxina no crescimento diferencial do
caule das plantas.
82
MATERIAL
• Vaso contendo duas plantas de feijao com 21 dias de idade (2)
• Pasta de lanolina com auxina (AIA) a 0,1%
• Lanolina pura
PROCEDIMENTO
Aplique pasta de lanolina contendo auxina (AIA) lateralmente no
caule de uma das plantas de feijao, no entreno situado logo abaixo do
trifoliolo mais novo. Trate a outra planta de maneira identica, mas utilize
apenas lanolina pura.
Em uma planta do outro vaso, passe lanolina com auxina abaixo
da inserfao cotiledonar; na segunda planta do mesmo vaso, passe lanolina
pura em regiao identica.
Observe os resultados apos uma semana.
QUESTOES
1. Explique as diferen9as encontradas.
2. Poderia voce correlacionar os resultados encontrados com os tropismos
de caules?
PRATICA N° 31
EFEITO DO 2,4-D NO ALONGAMENTO DE RAIZES
INTRODUCAO
As raizes sao extremamente sensiveis a auxinas quando
comparadas com coleoptilos e caules (cerca de 2.000 vezes para AIA
exogeno). Como as auxinas aparentemente nao sao sintetizadas na ponta
da raiz, mas vem da parte aerea, por transporte polar acropeto (nas
raizes), o seu papel regulador no alongamento e duvidoso.
83
As raizes sintetizam etileno. Sabe-se que o etileno inibe o
alongamento radicular com a mesma eficiencia com que inibe o alongamento
do caule (exceto em plantas aquaticas, como airoz). E possivel que a inibi9ao
do alongamento das raizes por auxina, em concentra9oes supra-otimas, seja
devida ao aumento na produ9ao de etileno pelo tecido radicular.
OBJETIVO
Avaliar o efeito da auxina sintetica (2,4-D), em concentra9oes
crescentes, sobre o alongamento de raizes.
MATERIAL
• Placas de Petri ou material semelhante (6)
• Tampao-fosfato pH 6,0 (10 mM)
• Solu9ao-mae de 2,4-D, a 1.000 mg.L'1, preparada em tampao-fosfato
• Pipetas de 5 e 10 ml
• Regua graduada
• Sementes de pepino
PROCEDIMENTO
A partir da solu9ao-mae de 2,4-D (1.000 mg.L’1), prepare, em
tampao, as seguintes soloes:
A - tampao (controle)
B - 10’3 mg.L’1 de 2,4-D
C - 10’2 mg.L’1 de 2,4-D
D - 10'1 mg.L’1 de 2,4-D
E - 1 mg.L’1 de 2,4-D
F - 10 mg.L’1 de 2,4-D
Coloque, no fundo das placas de Petri, um ou dois discos de
papel-filtro: Marque as placas com as letras correspondentes ao
tratamento e coloque 25 sementes de pepino em cada uma. Adicione, a
cada uma, 10 ml da respectiva sohapao.
Coloque o conjunto em lugar escuro e, ao final de uma semana, -
remova as sementes.
Me9a o comprimento da raiz primaria de cada plantula, com
aproxima9ao de milimetros. Determine as medias dos comprimentos das
f
84
raizes de cada tratamento e construa um grafico em papel milimetrado,
usando-se o comprimento m£dio das raizes no eixo das ordenadas contra
o logaritmo das concetra9oes de 2,4-D no eixo das abscissas.
QUESTOES
1. Por que, no correr deste exercicio, utilizaram-se soloes de 2,4-D em
meio tamponado (tampao fosfato)?
2. Que conclui voce a respeito do efeito da auxina sintetica 2,4-D sobre o
alongamento das raizes?
3. Como voce poderia explicar, pelo menos em parte, que altas
concentra9oes de 2,4-D provocam o engrossamento das raizes?
4. Pelas suas observa9oes, raizes e caules apresentaram a mesma resposta
a aplica9ao exogena de 2,4-D? Como voce explica as diferen9as
encontradas?
5. Altas concentra9oes de 2,4-D podem ser consideradas inibidoras da
germina9ao. Por que?
6. Por que a aplica9ao de 2,4-D em solos com sementes em germina9ao
geralmente acarreta a morte de todas as plantulas, sejam estas mono ou
dicotiledoneas?
PRATICA N° 32
INDUCAO DE RAIZES ADVENTICIAS EM
ESTACAS
INTRODUQAO
A propaga9ao vegetativa por estacas de caule e uma pratica
comum em muitas plantas de interesse economico. Dependendo do grau
de lignifica9ao, as estacas podem ser “herbaceas” ou “lenhosas”.
Algumas especies possuem regioes de inicia9ao radicular pre-formadas
no periciclo, e suas estacas enraizam facilmente. Na maioria das especies,
o enraizamento pode ser estimulado pela aplica9ao de auxinas, havendo
outras que nao enraizam mesmo com a aplica9ao deste hormonio.
85
As auxinas comumente usadas para induzir o enraizamento sao o
&cido indolil-butirico (AIB) e o acido naftaleno-acdtico (ANA), ambas
sint^ticas e, por isso, com a vantagem de serem mais estaveis na planta.Sua aplicasao faz-se de tres maneiras:
a) Metodo de imersao lenta: as estacas sSo deixadas durante longo
tempo (geralmente 24 h) com suas bases numa solu^ao aquosa diluida(20-200 mg.L’1.)
b) Metodo de imersao rapida: as bases das estacas sao imersas
brevemente numa solu9ao mais concentrada (1.500-2.000 mg.L’1 ) de
auxina em alcool 50%.
c) Metodo de po: as bases das estacas sao umedecidas e introduzidas num
po inerte, comumente talco, contendo a auxina na concentra^o de 1%,em geral.
O bom sucesso do enraizamento nao depende apenas da auxina.
Devem ser levados em conta outros fatores, como tipo de estaca (juvenil,
madura), presen9a de folhas, epoca do ano, composi9ao do meio de
enraizamento e grau de umidade, bem como a concentra9ao de auxina
para a estaca em estudo. O uso de altas concentra9oes de auxinas pode
induzir a uma forma9ao abundante de raizes, mas pode tambem inibir o
crescimento posterior tanto das raizes como do proprio caule.
OBJETIVO
Verificar o efeito da auxina na forma9ao de primordios
radiculares em estacas e no crescimento posterior das raizes.
MATERIAL
• Soloes aquosas de AIB a 100, 50, 20, 10 e 0 mg.L’1
• Estacas (Coleus, feijao) (25)
• Copos (de vidro ou plastico) (5)
PROCEDIMENTO
Tome copos contendo solu9oes de AIB nas concentra9oes de
100, 50, 20, 10 e 0 mg.L’1 em cada copo e mergulhe 30 mm da base de 5
estacas com folhas de Coleus ou de feijao.
Depois de 24 horas substitua as solu9oes do regulador por agua
pura e deixe as estacas a luz difusa do laboratorio.
86
Proceda da mesma maneira, mas, agora, usando estacas com folhas.
Apos 2 semanas, conte o numero de primordios radiculares por
tratamento e verifique, comparativamente, o comprimento das raizes. Se
o intervalo de 2 semanas for insuficiente, aguarde mais tempo.
QUESTOES
1. Em quais tratamentos ocorreu maior enraizamento das estacas? Houve
diferen(?as entre os tratamentos quanto ao tamanho das raizes?
2. Qual e a origem anatomica das raizes adventicias em estacas?
3. Por que estacas de determinadas especies so se enraizam se estiverem
enfolhadas, enquanto estacas de outras especies enraizam mesmo
desfolhadas?
4. Explique os possiveis modos de a<?ao de auxinas sobre o enraizamento
de estacas.
5. Por que nao se empregam solutes de auxinas de concentragao elevada
no enraizamento de estacas?
6. Poderia um outro tipo de hormonio que nao a auxina provocar o
enraizamento de estacas?
PRATICA N° 33
POLARIDADE
INTRODUCAO
Os fenomenos de regenerafao em plantas fomecem evidencias
basicas de polaridade. Estacas de plantas formam raizes nos terminals
basais e gemas nas extremidades apicais, qualquer que seja o seu tamanho
ou a posi9ao em que a estaca for colocada. Aparentemente, a inicia9ao de
raizes e controlada por auxinas, cujo movimento polar, do apice para a
base morfologica, pode explicar, pelo menos em parte, o fenomeno da
polaridade morfologica. A brota9ao das gemas deve estar correlacionada
com o movimento acropeto de um agente estimulante, mas este fato ainda
nao esta bem estabelecido.
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OBJETIVO
Observar o fenomeno da polaridade pela emissao de raizes
adventicias e de gemas, em estacas de plantas superiores.
MATERIAL
• Estacas de Coleus, mimo-de-venus ou outra especie sugerida pelo
instrutor
• Copos (2)
• Saco plastico ou cuba de vidro
PROCEDIMENTO
Tome 10-12 estacas de 0,15-0,20 m de comprimentoda planta
sugerida pelo instrutor. Coloque metade das estacas em copo com agua,
com o apice morfologico para cima, e a outra metade, no outro copo, com
o apice para baixo. Se possivel, fa9a o anelamento de algumas estacas dos
dois tratamentos.
Para evitar o dessecamento, cubra o copo com saco plastico ou
coloque-o numa cuba tampada, que tenha um pouco d'agua no fundo e
uma de suas paredes laterais revestida com papel absorvente.
Observe os resultados apos algumas semanas.
QUESTOES
1. Somente os caules apresentam o fenomeno da polaridade? Caso sua
resposta seja negativa, exemplifique.
2. Por que, mesmo que se coloquem as estacas invertidas, nao ocorre
mudan9a na polaridade?
3. Qual o possivel estimulo envolvido no desenvolvimento das gemas no
apice morfologico?
4. Qual seria o provavel papel das auxinas no fenomeno da polaridade?
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PRATICA N° 34
ATIVIDADE HERBICIDA DO 2,4-D
INTRODU^AO
O 2,4-D (acido 2,4-D - diclorofenoxiacetico) possui atividade
auxinica consideravel, em alguns casos superando o efeito do acido
indolacetico, provavelmente por nao ser tao facilmente inativado, na
planta, como a auxina natural. Em muitas especies, o 2,4-D estimula a
produ9ao de etileno, e os efeitos que aparecem na planta sao devidos a
esse hormonio gasoso. Parece que o 2,4-D promove ativa9ao de genes
que estariam inativos, alterando os tipos de RNA sintetizados,
aumentando a atividade das polimerases de RNA e DNA e afetando a
atividade das varias enzimas respiratorias. O 2,4-D e um potente
herbicida, injuriando ou matando muitas dicotiledoneas; seus efeitos
sobre o crescimento das monocotiledoneas nao sao acentuados. Por isso,
e empregado como herbicida seletivo de plantas de folhas largas em
campos de cereais e nas formula9oes de amina e ester. Acredita-se que
seja prejudicial a peixes e possa poluir cursos d'agua.
OBJETIVO
Observar a a9ao seletiva do 2,4-D sobre plantas mono e
dicotiledoneas.
MATERIAL
• Sokupao de 2,4-D a 1.000 mg.L"1, contendo um agente espalhante
• Agua contendo agente espalhante
• Plantas jovens de milho e feijao cultivadas no mesmo vaso (2)
• Atomizador (2)
PROCEDIMENTO
Tome 2 vasos contendo, cada um, uma plantinha de milho e outra de
feijao. Com o atomizador, pulverize as plantas de um vaso com a solu9ao de
2,4-D, tomando cuidado para nao contaminar o ambiente de trabalho.
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Pulverize as plantas do outro vaso apenas com a solu9ao do agente
espalhante. Deixe secar e transfira os vasos para local convenientemente
iluminado.
Observe as plantas diariamente durante uma semana, registrando
as diferen9as encontradas.
QUESTOES
1. Relacione, em ordem de aparecimento, 3 sintomas de toxidez de 2,4-D
na planta utilizada no experimento.
2. Qual e a formula estrutural do 2,4-D?
3. Quais sao as possfveis causas do efeito seletivo do 2,4-D?
4. Por que o 2,4-D causa epinastia em muitas plantas?
5. Quais sao os possiveis modos de a9ao do 2,4-D em nivel celular?
6. Como o 2,4-D pode ter a9ao estimulante em vez de a9ao herbicida?
PRATICA N° 35
DOMINANCIA APICAL
INTRODUQAO
O fenomeno em que, na grande maioria das especies vegetais, a
gema apical inibe o desenvolvimento das gemas laterais e denominado
dominancia apical. A remo9ao da gema apical provoca o arrebentamento
das gemas laterais, o que mostra esse tipo de inib^ao correlativa.Adicionando-se auxina a superficie decapitada de uma planta, cuja gema
apical foi removida, a dominancia e mantida, o que leva a conclusSo de
que auxinas estao envolvidas no controle do fenomeno. Parece que as
folhas novas da gema apical produzem grande quantidade de auxinas, que
seriam o sinal correlativo da dominancia apical. Como baixa rela9§o
auxina/citocinina na gema lateral promove o desenvolvimento desta,
pode- se supor que o suprimento de citocininas para as gemas laterais seja
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regulado pelas auxinas da gema apical, pelo mecanismo de transporte
dirigido por hormonio (altas concentrasoes de auxina na gema apical
orientariam o transporte de citocininas ou de seus precursores para si, em
vez de para as gemas laterais). As auxinas da gema apical tambem
poderiam afetar a sintese de citocininas ou a sua utilizaipao nas gemas
laterais. Outros reguladores de crescimento, como giberelinas e acido
abscisico, parecem estar envolvidos no fenomeno da dominancia apical.
OBJETIVOS
Observar o efeito da remoqao da gema apical no crescimento das
gemas laterais.
Observar o efeito da aplica^ao do acido indolacetico (AIA) nocontrole da dominancia apical.
MATERIAL
• Plantas de feijao, com o primeiro par de folhas trifoliadas
• Lanolinapura
• Pasta de lanolina contendo 0,1% de AIA
• Cotonetes
PROCEDIMENTO
Tome um vaso plantado com tres feijoeiros que apresentem a
primeira folha trifoliada completamente expandida. Uma plantinha
servira de controle, enquanto as outras duas terao a base da primeira folha
decapitada.
Aplique, com o cotonete, lanolina pura na superficie decapitada
de uma das plantas; proceda da mesma forma com a outra, aplicando a
pasta de lanolina contendo o AIA. Nas aulas praticas subseqtientes,
renove a pasta de lanolina nas plantas dos respectivos tratamentos.
Ao cabo de 1-2 semanas, me?a o comprimento das gemas
axilares surgidas. Me<?a tambem, em mm, o diametro dos caules, no nivel
da superficie seccionada, das plantas decapitadas e intactas.
QUESTOES
1. Como voce explica o desenvolvimento das gemas laterais apos a
retirada da gema apical?
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2. De que modo estaria agindo a auxina aplicada na parte decapitada do
caule para inibir o crescimento das gemas laterals?
3. Como se explicam as varia9oes no diametro do caule no nlvel das
superficies seccionadas?
4. Cite tratamentos que poderiam induzir o crescimento das gemas
laterals.
5. Somente as auxinas estao envolvidas na dominancia apical ou outros
fito-hormonios tambem podem estar envolvidos nesse fenomeno?
Explique.
6. Pelo fato de o AIA poder substituir a gema terminal na manutencpao da
dominancia apical, voce poderia dizer que esse hormonio “inibe” o
crescimento das gemas laterais? Que outra explicafao mais plausivel
voce poderia dar?
7. Um tecnico obteve duas amostras, sendo uma de citocinina e outra de
acido indolacetico, mas esqueceu-se de rotula-las, nao sabendo,
portanto, identifica-las. Como voce poderia ajudar esse tecnico na
identifica9ao, utilizando o fenomeno da dominancia apical como teste?
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