APOSTILA 2021 (2)

Outros

Outros

Rafaela Pereira

em 29/03/2026

Material

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CONTROLE DE QUALIDADE EM
MEDICAMENTOS

ESTÁGIO SUPERVISIONADO

CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

2021
IDENTIFICAÇÃO DO ALUNO

Nome:
Matrícula: Período: Turma:
Contato: ( ) 9
E-mail:
Preceptor em Serviço:
Supervisor Responsável:
Período de Estágio: _____/_____/_____ à _____/_____/_____ Horário: _______ às _______

RECOMENDAÇÕES GERAIS
ü Utilizar adequadamente todos os equipamentos de proteção individual e
coletivo (EPI e EPC) ao frequentar o laboratório;
ü Manter os equipamentos, vidrarias e materiais no geral limpos e
organizados durante e após as aulas práticas;
ü Nunca inalar, ingerir ou aproximar dos olhos qualquer produto químico nas
dependências do laboratório sem orientação, sob o risco de ocorrência de
acidentes e ferimentos;
ü Manusear reagentes tóxicos apenas em capela de fluxo laminar;
ü Não mover ou retirar os equipamentos das bancadas, pois podem ser
danificados ou descalibrados;
ü Antes de utilizar a balança analítica observar a capacidade máxima da
mesma e não exceder o peso indicado; o descumprimento deste item pode
danificar permanentemente o equipamento;
ü Não mexer nos equipamentos sem instrução prévia ou leitura dos manuais
correspondentes;
ü Em caso de acidentes no ambiente do laboratório comunicar imediatamente
o preceptor (a) responsável para tomar as medidas adequadas de primeiros
socorros;

SUMÁRIO

Apresentação de Vidrarias e Equipamentos..........................................................................5
Preparo de Soluções e pH.........................................................................................................8
PARTE 1: Controle de Qualidade de Insumos e Matérias-Primas.....................................10
Aula 1 – Aspectos Físicos e Determinação de Ponto de Fusão..................................................11
Aula 2 – Teste de Solubilidade...................................................................................................12
Aula 3 – Granulometria de Pós...................................................................................................13
Aula 4 – Densidade de Pós e Ângulo de Repouso.......................................................................14
Aula 5 – Densidade de Líquidos – Método do Picnômetro.........................................................17
Aula 6 – Viscosidade de Fluidos................................................................................................18
Aula 7 – Identificação de I. F. A. por Espectroscopia de UV......................................................20
PARTE 2: Controle de Qualidade de Produtos Acabados....................................................21
Aula 8 – Peso Médio, Friabilidade e Dureza de Comprimidos...................................................22
Aula 9 – Desintegração de Comprimidos e Cápsulas.................................................................25
Aula 10 – Dissolução de Comprimidos......................................................................................26
Aula 11 – Preparação de Grânulos – Via Úmida.........................................................................28
Aula 12 – Encapsulação – Controle de Q. das Cápsulas.............................................................29
Aula 13 – Identificação de I.F.A. por Cromatografia.................................................................31
Aula 14 – Doseamento de I.F.A. por Espectroscopia de UV......................................................32
PARTE 3: Controle de Qualidade Microbiológico................................................................34
Materiais e Equipamentos..........................................................................................................35
Desinfecção e Esterilização.......................................................................................................39
Técnicas de Semeadura..............................................................................................................41
Identificação de Micro-organismos...........................................................................................43
REFERÊNCIAS.......................................................................................................................45

CENTRO UNIVERSITÁRIO MAURÍCIO DE NASSAU
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
DEPARTAMENTO DE FARMÁCIA
ESTÁGIO EM CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

Apresentação das Vidrarias e Equipamentos
Antes de iniciar qualquer experimento em um laboratório químico, é importante familiarizar-se com
os equipamentos disponíveis, conhecer seu funcionamento, indicação de uso e a maneira correta de
manuseá-los. A grande maioria dos materiais presentes nos laboratórios é frágil, por serem fabricados a
partir de materiais como vidro, porcelana, além dos equipamentos sensíveis ao ambiente, como a balança
e o espectrofotômetro por exemplo.
A seguir serão apresentados alguns equipamentos e vidrarias que serão utilizados durante o presente
estágio, dê nome a cada um deles e anote suas respectivas funções.

_________________

__________________

___________________

________________

1
12
9
6
11
8
10
7
5 4
3 2
6

________________

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___________________
13
27
26
25
24
23 22
21
20
18
17
19
16
14 15
30
29 28
7

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Anotações
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______________________________________________
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______________________________________________
______________________________________________
______________________________________________
______________________________________________
______________________________________________e secar ao ar ou com papel de filtro;
12. Examinar ao microscópio.

3. Terceiro passo: Após determinar afinidade pelo GRAM e arranjo bacteriano, seguir com os
testes para cada grupo: cocos Gram-positivos, bastonetes Gram-negativos. cocobacilos
Gram-negativos, bastonetes Gram-positivos. Casesteja diante de Candida spp., fazer o teste
do tubo germinativo ou semear em meio cromogênico para identificação das espécies
Candida albicans, Candida tropicalis e Candida krusei.

45
REFERÊNCIAS

ANVISA. Formulário Nacional da Farmacopeia Brasileira. 2 ed. Brasília, 2011. 256 p.

ANSEL, H. C. et al. Formas Farmacêuticas e Sistemas de Liberação de Fármaco, 6a ed.
Baltimore: Ed. Premier, 2000.

BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA). Farmacopeia Brasileira,
volume 1. Brasília: Anvisa, 2010a, 524 p.

BRASIL. Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA). Farmacopeia Brasileira,
volume 2. Brasília: Anvisa, 2010b, 808 p.

BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA). RDC n°
67, de 08 de outubro de 2007, que dispõe sobre Boas Práticas de Manipulação de Preparações
Magistrais e Oficinais para Uso Humano em farmácias. Diário Oficial da União, Poder
Executivo, Brasília, DF, 09 out. 2007

FERREIRA, Anderson de Oliveira. Guia Prático da Farmácia Magistral. Juiz de Fora, 2008. p.
96-139. v.1.

GIL, E.S. Controle Físico-químico de qualidade de medicamentos. 2a Ed. São Paulo:
Pharmabooks, 2007

LACHMAN, L.; LIEBERMAN, H. A.; KANIG, J. L. Teoria e Prática na Indústria
Farmacêutica. Lisboa: Fundação Calouste Gulbenkian, 2001.

MATOS, A. P. S. Estudo de pré-formulação e desenvolvimento de comprimidos de liberação
imediata contendo diazepam. Dissertação (Mestrado em Ciências Farmacêuticas) –
Universidade Federal do Rio de Janeiro, Faculdade de Farmácia, 2014 – Rio de Janeiro UFRJ,
Faculdade de Farmácia, 2014.

ROWE RC, SHESKEY PJ, WELLER PJ. Handbook of Pharmaceutical Excipients. 6a Edição.
London: Royal Pharmaceutical Society of Great Britain.

UNITED STATES PHARMACOPEIA 35, vol. 1, Powder Flow, p. 801-803, 2012b.

Apostila elaborada por Geovana F. Guedes Silvestre33
32
31
36
35
34
8

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CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
DEPARTAMENTO DE FARMÁCIA
ESTÁGIO EM CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

Preparo de Soluções e pH
Introdução
Soluções químicas são sistemas homogêneos
formados pela mistura de duas ou mais substâncias.
As soluções são constituídas de dois componentes: o
soluto, que é o que se dissolve e se encontra em
menor quantidade, e o solvente, que é o componente
em maior quantidade e que atua dissolvendo o soluto.
A concentração de uma solução é utilizada para
designar uma certa quantidade de matéria do soluto
dissolvida em certa quantidade de matéria de
solvente.
Para o preparo de soluções a vidraria mais importante
é o balão volumétrico. Este possui um traço de
aferição situado no gargalo, que determina o limite
da capacidade do mesmo. Quando o solvente atingir
o traço de aferição, observa-se a formação de um
menisco.

Objetivos
Preparar soluções ácidas e básicas utilizando
hidróxido de sódio e ácido clorídrico como solutos e
água como solvente.
Materiais e Reagentes
( ) Balão volumétrico Água destilada
( ) Proveta Ácido clorídrico P.A.
( ) Pipeta volumétrica Hidróxido de Sódio
( ) Bécker Balança analítica
( ) Espátula Capela de fluxo laminar
Procedimentos Experimentais:
Solução mãe NaOH
1. Fazer os cálculos das concentrações das
soluções que serão preparadas;
2. Em um bécker, pesar o NaOH, diluir em um
pouco de água destilada e transferir para um balão
volumétrico. Rissar o bécker;
3. Aferir o balão contendo o hidróxido de sódio
até o menisco e reservar.
Solução mãe HCl
4. Na capela de fluxo laminar, transferir o HCl
para um bécker e pipetar o volume desejado;
5. Despejar o ácido pipetado no balão volumétrico
e aferir com água destilada até o menisco.
Obs: Nunca despejar água em ácido!
6. Realizar diluições em balões diferentes, a partir
das soluções mãe de ácido e de base;
7. Rotular todos os balões com nome de quem
preparou, concentração da solução e data (ex.
Solução mãe de HCl 0,1 M);
8. Aferir o pH de todas as soluções preparadas e
comparar os resultados.
Resultados
So
lu
çõ
es

Á
ci
da
s
Concentração pH

So
lu
çõ
es

B
ás
ic
as
Concentração pH

9
Cálculos/Rascunhos

Dados:
Molaridade (M) Densidade (d) Densidade HCl HCl (MM) NaOH (MM)
𝑀 = !"
## % &

Houve diferença entre os valores de pH das soluções testadas? Por quê?
_____________________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________________
Quais soluções estão mais concentradas? Por quê?
_____________________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________________
A variação de pH pode interferir no processo de absorção de um fármaco? Explique.
_____________________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________________
_____________________________________________________________________________________

36,46 g/mol 1,18 g/ml 𝑑 =
𝑚1
V (mL) 39,97 g/mol

ESTÁGIO SUPERVISIONADO

PARTE 1

CONTROLE DE QUALIDADE DE INSUMOS
E MATÉRIAS-PRIMAS

2020

CENTRO UNIVERSITÁRIO MAURÍCIO DE NASSAU
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
DEPARTAMENTO DE FARMÁCIA
ESTÁGIO EM CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

Aula Prática 1 – Aspectos Físicos e Determinação de Ponto de Fusão
Introdução
As características físico-químicas dos insumos
farmacêuticos são fatores determinantes para se
garantir a segurança, a eficácia e a qualidade da
formulação farmacêutica. Antes da produção de
qualquer medicamento, é necessária a análise dos
insumos e das matérias-primas que serão utilizadas
no processo de fabricação afim de comprovar sua
autenticidade.
Objetivos
Realizar a caracterização dos insumos baseada na
observação dos aspectos físicos visuais (cor e forma
da partícula) e um dos aspectos físico-químicos
(ponto de fusão) e compará-los com a monografia.
Materiais e Reagentes
Tubo capilar de vidro I.F.A.
Vidro de relógio Fusiômetro
Grau e pistilo Estufa
Espátula Bico de Bunsen
Procedimentos Experimentais
Análise dos aspectos físicos
1. Observar os aspectos físicos dos insumos: cor
(branco, cristalino, amarelado, etc.) e a aparência da
forma (pó fino, pó grosso, cristal, etc.) anotar;
2. Comparar com as monografias da farmacopeia
brasileira.
Determinação do ponto de fusão
3. Pulverizar a substância a ser analisada em um grau
e colocar na estufa ou dessecador por 24h;
4. Selar a extremidade do capilar na chama do bico de
Bunsen;
5. Introduzir uma porção do pó́ no tubo capilar
seco e compacta-lo, batendo o capilar sobre
superfície dura de modo a formar uma coluna de
aproximadamente 3 a 4 mm de altura;
6. Configurar o aparelho de modo que a
temperatura máxima atingida seja superior à
temperatura de referência do insumo;
7. Colocar o capilar no local indicado do aparelho
e pressionar a tecla “iniciar”;
8. Ficar atento à fusão da amostra, assim que a
primeira gotícula for formada, anotar a
temperatura marcada no Fusiômetro;
Resultados
Análise dos aspectos físicos
Insumo:
Cor Forma
Teórico
Prático
Determinação do ponto de fusão
Insumo:
Tº inicial Tº final
Teórico
Prático
Os valores estão de acordo com a referência? Se
não, o que pode ter acontecido?
________________________________________
________________________________________
______________________________________
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DEPARTAMENTO DE FARMÁCIA
ESTÁGIO EM CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

Aula Prática 2 – Testes de Solubilidade
Introdução
Solubilidade é outra grandeza físico-química que
mede a capacidade de determinada matéria sólida se
dissolver em determinado solvente, formando uma
mistura homogênea (solução). Segundo a
farmacopeia brasileira, a indicação da solubilidade de
um fármaco pode ser realizada mediante a sua
mistura com um solvente indicado pela monografia
do fármaco à temperatura de 25°C.
A solubilidade pode ser classificada de acordo com o
número de partes, sendo esse referido com sendo a
dissolução de 1 g de um fármaco no número de
mililitros do solvente estabelecido no número de
partes.
Objetivos
Determinar a solubilidade dos insumos farmacêuticos
em diferentes solventes e comparar com a
farmacopeia.
Materiais e Reagentes
( ) Proveta 50 mL I.F.A.
( ) Bastão de vidro Solventes orgânicos
Grau e pistilo Termômetro
Bécker Balança analítica
Espátula Manta aquecedora
Procedimentos Experimentais
1. Separar 1 proveta para cada solvente a ser testado
e identificar com os respectivos nomes;
2. Pesar 500 mg do insumo em cada proveta destinada
a receber os solventes;
3. Transferir a água para um Becker e aquecer na
manta aquecedora monitorando a temperatura com
um termômetro. Retirar quando atingir 80 oC;
3. Aferir cada uma das provetas com 5 mL do
solvente indicado e observar se houve
solubilização completa. Caso isso não ocorra, ir
adicionando solvente de 5 em 5 mL até
solubilização total;
4. Preencher a Tabela 2 de acordo com a Tabela 1.
Tabela 1: Classificação da solubilidade
Termo descritivo Volume (mL)
Muito solúvel 5 mL
Facilmente solúvel 10 mL
Solúvel 25 mL
Pouco solúvel 40 mL
Insolúvel 50 mL (turva)
Fonte: Farmacopeia 5ª ed. adaptada
Resultados
Tabela 2: Solubilidade experimental
Insumo 1:
Solventes Solubilidade

Houve diferença entre as solubilizações nos
diferentes solventes? Por quê?
________________________________________________________________________________
O que pode acontecer se um fármaco não dissolver
adequadamente quando ingerido?
________________________________________
________________________________________
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DEPARTAMENTO DE FARMÁCIA
ESTÁGIO EM CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

Aula Prática 3 – Granulometria de Pós
Introdução
A análise granulométrica consiste na determinação
das dimensões das partículas que constituem as
amostras. No âmbito farmacêutico, principalmente
no desenvolvimento e produção de formulações que
utilizam insumos sólidos na forma de pó, o tamanho
das partículas é considerado parâmetro de extrema
importância, pois podem afetar a qualidade do
produto final.
Objetivos
Determinar o tamanho das partículas de insumos
farmacêuticos por meio da técnica de tamisação.
Materiais e Reagentes
( ) Bécker Insumo (pó)
Espátula Tamis
Pincel Balança semi-analítica
Procedimentos Experimentais
1. Separar, pelo menos 4 tamises que estejam
descritos na Farmacopeia, de acordo com as
características da amostra;
2. Montar o conjunto com o tamis de maior abertura
sobre o de abertura menor abertura;
3. Pesar cerca de 20 g da amostra e transferir a
amostra para o tamis superior, distribuindo
uniformemente o pó;
4. Tampar o conjunto e ligar o aparelho, programando
para operar durante 15 minutos;
5. Após o término deste tempo, utilizando um pincel
adequado, remover toda a amostra retida na superfície
superior de cada malha para um vidro de relógio ou
papel impermeável e pesar os pós de cada tamis
separadamente;
6. Calcular o percentual retido em cada tamis,
utilizando a seguinte fórmula:

P1 = Peso da amostra retida no tamis (g);
P2 = Soma dos pesos retidos no tamis e no coletor (g);
100 = Fator de porcentagem.
7. Classificar o pó estudado de acordo com a
descrição abaixo:
Pó́ grosso – aquele cujas partículas passam
totalmente pelo tamis nº 20 e ficam retidas pelo
menos 60% no tamis nº 50;
Pó moderadamente grosso - aquele cujas
partículas ficam retidas pelo menos 60% no tamis
nº 70;
Pó fino - aquele cujas partículas ficam retidas pelo
menos 60% no tamis nº 80;
Pó finíssimo - aquele cujas partículas passam em
sua totalidade pelo tamis nº 80.
Resultados
Insumo:
Classificação:
Se o pó testado num experimento como esse
apresentar granulometria diferente do valor
referência da farmacopeia, o que pode ter ocorrido
e o que pode ser feito para resolver o problema?
________________________________________
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MEDICAMENTOS

Aula Prática 4 – Densidade de Pós e Ângulo de Repouso
Introdução
A física das partículas é a ciência que estuda os
sólidos de tamanho reduzido. É importante estudar as
partículas, pois muitas formas farmacêuticas são
sólidas e estes não são sistemas estáticos, ou seja, seu
estado físico pode ser alterado pela manipulação
física e as características da partícula podem alterar a
eficácia terapêutica do medicamento.
Densidade é uma grandeza que relaciona a massa de
uma determinada matéria e o volume que ela ocupa.
Visto ser característica de cada substância, a
densidade pode ser utilizada para avaliar a pureza e
identificar uma substância. A densidade de uma
amostra é significativamente alterada pela presença
de contaminantes.
Objetivos
Calcular a densidade aparente (d0) e a densidade de
compactação (d1125) de um insumo farmacêutico
sólido, além de classificar seu fluxo de escoamento
através do método de ângulo de repouso.
Materiais e Reagentes
Bécker I.F.A.
Proveta 100 mL Suporte universal
Grau e pistilo Garra
Espátula Balança semi-analítica
Funil de plástico Paquímetro
Procedimentos Experimentais
Densidade Aparente (d0)
1. Pesar 30g do pó a ser analisado em um bécker e
transferir para uma proveta de 100 mL evitando
movimentos bruscos;
2. Proceder com a leitura do volume ocupado pelo
material e calcular a densidade aparente:
𝑑 =
𝑚
𝑣
Densidade de Compactação (d1125)
3. Pesar 30g do pó a ser analisado em um bécker e
transferir para uma proveta de 100 mL e submeter
a mesma a uma série de 1125 quedas;
4. Proceder com a leitura do volume ocupado pelo
material no teste. Calcular a densidade de
compactação pela mesma fórmula da densidade
aparente;
Ângulo de Repouso
5. Montar o equipamento necessário para a
determinação do ângulo de repouso que consiste
em uma base horizontal de suporte fixo a qual será
utilizada para receber o funil, conforme observado
na figura abaixo:

6. Pesar 20g do insumo e verter através do funil de
maneira a formar um cone;
7. Com o auxílio de um paquímetro, medir a altura
do cone formado após o escoamento do pó́ e o raio
da base do cone;
8. Por meio dessas duas medidas, calcular a
relação trigonométrica (p.18) entre o cateto oposto
(altura) e o cateto adjacente (raio) e a tangente do
ângulo (α), por meio da equação:
15
𝑡𝑔 ∝ =
ℎ
𝑟

tg α = tangente do ângulo
h = altura do cone
r = raio do cone
Além do método do ângulo de repouso, existem
outras maneiras de se classificar o fluxo de um pó,
dentre eles, os índices de Hausner e Carr, que utilizam
os valores de densidade aparente e densidade
compactada.
Índice de Hausner = !!!"#
!$

Índice de Carr (%) = !!!"#" !$
!!!"#
x 100

Resultados
Insumo:
d0
d1125
Ângulo de repouso
Índice de Hausner
Índice de Carr (%)
Tipo de fluxo do pó

Cálculos

Tabela 1 - Classificação do tipo de fluxo de um pó (adaptado de USP 35, 2012b)

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MEDICAMENTOS

Aula Prática 5 – Densidade de Líquidos – Método do Picnômetro
Introdução
A densidade dos líquidos também pode ser medidas
assim como as substâncias sólidas, diferindo apenas
pelos métodos de determinação. Os líquidos são
substâncias com densidades bem menores em relação
aos sólidos, pois as partículas de suas moléculas se
encontram mais distanciadas umas das outras.
Suas densidades variam um pouco e para medi-las
utiliza-se o picnômetro, que é uma vidraria específica
para este fim ou o densímetro, um equipamento que
faz uso do princípio do empuxo, uma lei descoberta
por Arquimedes.
Objetivos
Medir a densidade relativa de substâncias líquidos
pelo método do picnômetro.
Materiais e Reagentes
( ) Bécker Água destilada
( ) Proveta 100 mL Solução 1
( ) Pincômetro Solução 2
Balança analítica Solução 3
Procedimentos Experimentais
1. Preparar as soluções que serão testadas no
experimento, identificando-as;
2. Separar os picnômetros e colocá-los ao lado de suas
respectivas soluções recém preparadas;
3. Limpar os picnômetros com um papel para retirar
o excesso de sujidades oriundas das mãos e pesa-los
vazios, anotar suas massas;
4. Com o auxílio de um bécker, encher os
picnômetros com as soluções teste até transbordar e
observar se há bolhas;
5. Caso haja bolhas, retirá-las ou refazer o processo;
6. Com o auxílio de um papel, enxugar o excesso
de líquido e pesar os picnômetros cheios, anotar as
massas;
7. Calcular as massas dos líquidos obtidas e suas
respectivas densidades através das fórmulas:
massa'í) = 𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎*+,.,./+0 −𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎*+,.123+0
𝑑 =
𝑚𝑎𝑠𝑠𝑎4í5
𝑣𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒*+,

Resultados
Solução 1:
Massa pic. cheio
Massa pic. vazio
Massa líq.
Densidade líq.
Solução 2:
Massa pic. cheio
Massa pic. vazio
Massa líq.
Densidade líq.
Solução 3:
Massa pic. cheio
Massa pic. vazio
Massa líq.
Densidadelíq.
Qual solução é mais densa? Por quê?
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Aula Prática 6 – Viscosidade de Fluidos
Introdução
Viscosidade é a expressão da resistência de líquidos
ao escoamento,ou seja, ao deslocamento de parte de
suas moléculas sobre moléculas vizinhas. A
viscosidade dos líquidos vem do atrito interno, isso é,
das forças de coesão entre moléculas relativamente
juntas. Com o aumento da temperatura, aumenta a
energia cinética média das moléculas, diminui (em
média) o intervalo de tempo que as moléculas passam
umas junto das outras, menos efetivas se tornam as
forças intermoleculares e menor a viscosidade.
A unidade dinâmica, Sistema CGS, de viscosidade é
o poise. O Sistema CGS de unidades é um sistema de
unidades de medidas físicas, ou sistema dimensional,
de tipologia LMT (comprimento, massa tempo), cujas
unidades base são o centímetro para o comprimento,
o grama para a massa e o segundo para o tempo.
Objetivos
Determinar a viscosidade de líquidos utilizando o
viscosímetro de efluxo – modelo Copo Ford.
Materiais e Reagentes
Bécker Viscosímetro
Cronômetro Termômetro
Agitador Insumos líquidos

Procedimentos Experimentais
1. Colocar a amostra em temperatura alguns graus
abaixo da temperatura do teste, sob agitação por
10 minutos em velocidade média a baixa;
2. Deixar descansar por 10 minutos enquanto a
temperatura é corrigida;
3. Nivelar o Copo Ford no tripé e colocar a amostra
no copo em temperatura de 25º+/- 0,5 ºC;
4. Fechar o orifício do Copo Ford com o dedo e
encher o mesmo até o nível máximo;
5. Acertar o nível da amostra com o auxílio de
uma espátula ou vidro de relógio (placa de vidro
plana);
6. Medir a temperatura da amostra e colocar o
termômetro no recipiente de coleta da mesma;
7. Liberar o orifício e simultaneamente acionar o
cronômetro e parar quando houver a primeira
interrupção do fluxo;
8. Anotar o tempo gasto e medir a temperatura;
9. Proceder o cálculo de acordo com o orifício
utilizado na medida:

Viscosidade (mm2/s) = A· t + B

onde, t = tempo em segundos, A e B são
parâmetros específicos do copo Ford conforme o
quadro abaixo:

Orifício A B
2 0,6658 -17,08
3 1,5765 -11,01
4 3,8239 -31,95
5 6,5408 -29,48
6 12,9309 -40,23
7 23,7929 -64,64
8 39,6549 -93,59

10. Comparar com a especificação.

Obs: A seleção do orifício adequado deve ser a
obtenção de um tempo de escoamento do
líquido em teste ao redor de 60 segundos. Deve-
se ter um tempo de escoamento entre 20 e
100, segundos, para a amostra a 25 ºC.

19
Resultados
Insumo:
t1
t2
t3
Média
Viscosidade (mm2/s)

Cálculos

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Aula 7 – Identificação de I. F. A. por Espectroscopia de UV
Introdução
O espectrofotômetro é um aparelho de alta
sensibilidade que tem a capacidade de quantificar
determinadas substâncias nas regiões do ultravioleta
(UV). É muito comum a identificação de diversos
compostos de interesse farmacêuticos por meio das
técnicas envolvendo espectroscopia.
Objetivos
Identificar a autenticidade do insumo farmacêutico
ativo (Hidroclorotiazida) através de leitura da sua
absorbância no espectro de UV e comparação com os
valores de referência expressos na Farmacopeia.
Materiais e Reagentes
1 Balão vol. 250 ml Água destilada
3 Balões vol. 100 ml Hidróxido de sódio
1 Balão vol. 50 ml Hidroclorotiazida SQR
5 Becker Espectrofotômetro
1 Proveta ou pipeta 10 ml Balança analítica
1 Pipeta vol. 2 ml 1 Funil de vidro
Bastão de vidro Papel filtro
Procedimentos Experimentais
1. Separar e identificar os balões volumétricos;
1. Diluente (1): Preparar 50 mL de solução de
hidróxido de sódio na concentração de 0,1 M;
2. Diluente (2): Preparar 250 mL de solução de
hidróxido de sódio na concentração de 0,01 M;
3. Solução (1): Pesar 50 mg de Hidroclorotiazida,
dissolver em 10 mL do diluente (1) e transferir para
um balão de 100 mL aferindo com água;
4. Solução (2): Transferir 10 mL da solução (1)
para balão de 100 mL e aferir com o diluente (2);
5. Solução (3): Transferir 2 mL da solução (2) para
um balão de 100 mL e aferir com o diluente (2);
6. Filtrar e ler a absorbância da solução (2) no
espectrofotômetro em 323 nm, que deve estar
entre 0,45 e 0,475;
7. Filtrar e ler a absorbância da solução (3) no
espectro a 273 nm que deve estar entre 0,0505 e
0,053.
Resultados
A
bs

Solução (2) Solução (3)
1. 1.
2. 2.
3 3.
Média: Média:

Cálculos

ESTÁGIO SUPERVISIONADO

PARTE 2

CONTROLE DE QUALIDADE DE
PRODUTOS ACABADOS:
MÉTODOS GERAIS APLICADOS AOS
MEDICAMENTOS

2021

CENTRO UNIVERSITÁRIO MAURÍCIO DE NASSAU
CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE
DEPARTAMENTO DE FARMÁCIA
ESTÁGIO EM CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

Aula Prática 8 – Peso Médio, Friabilidade e Dureza de Comprimidos
Introdução
A determinação do peso médio se aplica a formas
farmacêuticas sólida em dose unitária (comprimidos
não revestidos, comprimidos revestidos, pastilhas,
cápsulas duras e moles e supositórios), formas
farmacêuticas sólidas acondicionadas em recipientes
para dose unitária (pós-estéreis, pós liofilizados, pós
para injetáveis e pós para reconstituição de uso oral)
e a formas farmacêuticas sólidas e semissólidas
acondicionadas em recipientes para doses múltiplas
(granulados, pós, geis, cremes, pomadas e pós para
reconstituição).
Os testes de resistência mecânica, tais como dureza e
friabilidade, são considerados oficiais dentro do
contexto legal da Farmacopeia Brasileira 5aEdição,
constituindo-se em elementos úteis na avaliação da
qualidade integral dos comprimidos. Estes testes
visam demonstrar a resistência dos comprimidos à
ruptura provocada por quedas ou fricção.
O teste de dureza permite determinar a resistência do
comprimido ao esmagamento ou à ruptura sob
pressão radial. A dureza de um comprimido é
proporcional à força de compressão e inversamente
proporcional à sua porosidade. O teste se aplica,
principalmente, a comprimidos não revestidos.
O teste de friabilidade permite determinar a
resistência dos comprimidos à abrasão, quando
submetidos à ação mecânica de aparelhagem
específica. O teste se aplica, unicamente, a
comprimidos não revestidos.
Objetivo
Realizar testes de controle de qualidade de
comprimidos não revestidos.
Materiais e Reagentes
Bécker 20 Comprimidos
Vidro de relógio Durômetro
Balança analítica Friabilômetro
Procedimentos Experimentais
Peso Médio
1. Pesar 20 comprimidos individualmente e
determinar o peso médio, o desvio padrão e o
coeficiente de variação;
2. Separar 10 comprimidos para o teste de dureza
e 10 para friabilidade;
Teste de Dureza
3. Programar o durômetro para mostrar o resultado
da força medida em newtons (N);
4. Submeter cada comprimido à ação do durômetro
até esmagá-lo;
5. Anotar os resultados das forças e calcular a força
média, desvio padrão e coeficiente de variação;
Teste de Friabilidade
6. Ajustar a velocidade do aparelho para 25
rotações por minuto e o tempo de teste para 4
minutos;
7. Decorrido o prazo, remover qualquer resíduo de
pó da superfície dos comprimidos e pesar
novamente;
OBS: Nenhum comprimido pode apresentar- se,
ao final do teste, quebrado, lascado, rachado ou
partido. São considerados aceitáveis os
comprimidos com perda igual ou inferior a 1,5%
do seu peso ou a porcentagem estabelecida na
monografia.

23Resultados
Peso Médio
Comprimido:
1 __ , __ __ __ __g
2 __ , __ __ __ __g
3 __ , __ __ __ __g
4 __ , __ __ __ __g
5 __ , __ __ __ __g
6 __ , __ __ __ __g
7 __ , __ __ __ __g
8 __ , __ __ __ __g
9 __ , __ __ __ __g
10 __ , __ __ __ __g
11 __ , __ __ __ __g
12 __ , __ __ __ __g
13 __ , __ __ __ __g
14 __ , __ __ __ __g
15 __ , __ __ __ __g
16 __ , __ __ __ __g
17 __ , __ __ __ __g
18 __ , __ __ __ __g
19 __ , __ __ __ __g
20 __ , __ __ __ __g
Média __ , __ __ __ __g
DP
CV (%)

De acordo com a Tabela 1 (pag. 25) o peso médio dos
comprimidos está dentro dos limites de variação
preconizados?
__________________________________________
Quanto ao teste de friabilidade, a perda de massa dos
comprimidos foi inferior a 1,5%?
__________________________________________

Teste de Friabilidade
Comprimido:
1 __ , __ __ __ __g
2 __ , __ __ __ __g
3 __ , __ __ __ __g
4 __ , __ __ __ __g
5 __ , __ __ __ __g
6 __ , __ __ __ __g
7 __ , __ __ __ __g
8 __ , __ __ __ __g
9 __ , __ __ __ __g
10 __ , __ __ __ __g
Média __ , __ __ __ __g
DP
CV (%)
Teste de Dureza
Comprimido:
1 __ __ __ , __ __N
2 __ __ __ , __ __N
3 __ __ __ , __ __N
4 __ __ __ , __ __N
5 __ __ __ , __ __N
6 __ __ __ , __ __N
7 __ __ __ , __ __N
8 __ __ __ , __ __N
9 __ __ __ , __ __N
10 __ __ __ , __ __N
Média __ __ __ , __ __N
DP
CV (%)

24
Tabela 1 – Limites de variação de peso médio – Farmacopeia Brasileira 5ª ed.

Dados:
Média Desvio padrão (s) Coeficiente de variação (%)

Aula Prática 9 – Desintegração de Comprimidos e Cápsulas
Introdução
O teste de desintegração permite verificar se
comprimidos e cápsulas se desintegram dentro do
limite de tempo especificado, quando seis unidades
do lote são submetidas à ação de aparelhagem
específica sob condições experimentais descritas.
A desintegração é definida, para os fins desse teste,
como o estado no qual nenhum resíduo das unidades
testadas (cápsulas ou comprimidos) permanece na
tela metálica do aparelho de desintegração, salvo
fragmentos insolúveis de revestimento de
comprimidos ou invólucros de cápsulas.
Objetivos
Observar o tempo de desintegração de comprimidos
e/ou cápsulas e comparar com as monografias
disponibilizadas pela Farmacopeia.
Materiais e Reagentes
Aparelho desintegrador
Comprimidos/Cápsulas
Água destilada
Procedimentos Experimentais
1. Colocar água destilada na cuba do desintegrador e
programar a temperatura do meio para funcionar em
37oC;
2. Utilizar água destilada como meio de imersão que
será onde os comprimidos vão se desintegrar;
3. Verificar se a temperatura já está constante e se as
cestas de imersão estão devidamente higienizadas e
secas;
4. Inserir os comprimidos nas cestas de metal (Figura
1) e encaixar no aparelho;
4. Programar o aparelho para contabilizar o tempo
de acordo com o material a ser testado;
5. Iniciar o ensaio e observar o processo;
Figura 1 – Cesta de imersão

6. Ao final do intervalo de tempo especificado,
cessar o movimento da cesta e observar o material
em cada um dos tubos, todos os comprimidos
devem estar completamente desintegrados.
OBS: Pode ocorrer a desintegração completa antes
do final do tempo programado.
Tabela 1 – Limite de tempo de desintegração
Comprimidos não revestidos 30 min.
Comprimidos revestidos (drágeas) 60 min.
Comprimidos sublinguais 5 min.
Comprimidos dispersíveis 3 min.
Cápsulas moles 30 min.
Cápsulas duras 45 min.
Resultados
Teste 1:
Tempo de desint.
Teste 2:
Tempo de desint.
Teste 3:
Tempo de desint.

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ESTÁGIO EM CONTROLE DE QUALIDADE DE
MEDICAMENTOS

Aula 10 – Dissolução de Comprimidos de Hidroclorotiazida
Introdução
Dissolução é o processo no qual uma substância
sólida entra em solução, ou seja, se dissolve. A
velocidade de dissolução é de grande importância
para a absorção de fármacos, pois influencia
diretamente na disponibilidade da droga nos sítios de
ação e consequentemente na sua atividade
farmacológica. Quanto mais rápida a dissolução,
mais rápida a absorção, mais rápida a disponibilidade
do fármaco e mais rápida a ação desejada. O
contrário também é verdadeiro.
Objetivos
Realizar ensaio de dissolução com comprimidos de
Hidroclorotiazida, visando determinar a quantidade
de fármaco dissolvida no meio específico no período
de 30 minutos.
Materiais e Reagentes
3 Balões volum. 1000mL Água destilada
5 Balões volum. 10 mL Ácido clorídrico P.A.
1 Balões volum. 250 mL HCTZ em pó (insumo)
Tubos de ensaio Comprimidos de HCTZ
( ) Becker e Proveta Espectrofotômetro
Funil e Papel filtro Balança analítica
Capela de fluxo laminar Aparelho Dissolutor
Procedimentos Experimentais:
1. Preparar 100 mL de uma solução de
Hidroclorotiazida SQR a 10 µg/mL (0,001% p/v) e
utilizar como padrão de comparação;
2. Preparar 3L de solução de HCl 0,1 mol/L que
servirá de meio de dissolução do fármaco;
3. Transferir 900 mL dessa solução para cada um
dos 3 tubos de dissolução e programar o aparelho
para funcionar a 37 oC, a 100 rpm durante 30 min;
4. Aguardar a estabilização da temperatura e
adicionar a (s) cestas com o (s) comprimido (s)
para iniciar o ensaio;
5. Após os 30 min. retirar alíquota do meio de
dissolução, filtrar ler a absorbância em 272 nm.
Caso extrapole o valor de abs, diluir a solução;
6. Comparar a absorbância da solução testada com
as absorbâncias do padrão e verificar se
corresponde a pelo menos 60% da concentração
indicada pelo fabricante.
Resultados
Construção da curva padrão
So
lu
çõ
es
T
es
te
Absorbância Concentração
1. 1.
2. 2.
3. 3.
Média: Média:
Concentração do fármaco no medicamento
testado segundo o fabricante: ___________
(%) do fármaco dissolvido em 900 mL (cuba de
dissolução) em 30 min____________

Presença de fármaco acima de 60%:
Confirmada Rejeitada

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MEDICAMENTOS

27
Cálculos/Rascunhos

Dados:

Molaridade (M) Massa Molar HCl (MM) Densidade HCl Densidade (d)
𝑀 =
𝑚1
MM x V

Diluição: C1 x V1 = C2 x V2

36,46 g/mol 1,18 g/ml 𝑑 =
𝑚1
V (mL)

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MEDICAMENTOS

Aula Prática 11 – Preparação de Grânulos por Via Úmida
Introdução
Os grânulos são aglomerados preparados de pequenas
partículas de pó́. Eles têm formato irregular, mas
podem ser preparados na forma esférica. Apresentam
tamanhos na faixa correspondente aos tamises 4 a 12,
embora grânulos de vários tamanhos possam ser
preparados, dependendo de sua aplicação.
O método de via úmida consiste em adicionar uma
solução aglutinante ao pó ou a mistura de pós com o
objetivo de formar uma pasta e passa-la pelo tamis
formando os grânulos que são submetidos à secagem
dessa solução posteriormente.
Objetivos
Realizar preparação de grânulos de Paracetamol
destinados à encapsulação.
Materiais e Reagentes
( ) Bécker Etanol 70%
( ) Proveta Lactose
( ) Grau e pistilo Paracetamol
Bandeja de metal Talco
Tamis no 3/peneira Carboximetilcelulose
Bastão de vidro Balança analítica
Espátula Estufa
Procedimentos Experimentais
1. Iniciar a pesagem dos componentes da formulação
conforme prescrito na Tabela 1;
2. Pulverizar separadamente cada um dos insumos e
depois juntos (exceto a carboximetilcelulose);3. Preparar a solução aglutinante em um grau
utilizando o etanol e a celulose;
*A cada 25g de formulação, utilizar 7,5 mL de etanol.
Tabela 1 – Formulação Paracetamol 750mg
Insumo Qtd. (%)
Paracetamol 75 %
Lactose 17 %
Talco 5 %
Carboximetilcelulose 3 %
4. Umectar a mistura de pós com a solução
aglutinante até formar uma massa úmida;
5. Proceder com a passagem da massa úmida
através de um tamis ou peneira para a obtenção dos
grânulos;
6. Espalhá-los sobre folhas de papel colocadas
sobre bandejas de metal e levar à estufa durante 20
minutos para a pré-secagem numa temperatura de
60 oC;
7. Deixar a bandeja com os grânulos em um local
fresco por 24 horas para secagem completa;
8. Após a secagem total, proceder com a passagem
dos grânulos pelo tamisador para a calibração
granulométrica.

Cálculos

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MEDICAMENTOS

Aula Prática 12 – Encapsulação e Controle de Q. de Cápsulas
Introdução
As cápsulas duras estão entre as formas farmacêuticas
mais difundidas principalmente em manipulação. No
entanto, a prática envolvendo cápsulas é muitas vezes
imprecisa, pois os métodos geralmente utilizados para
o enchimento, se baseiam na capacidade em termos
de peso. Este parâmetro (peso) varia muito conforme
a densidade do pó a ser encapsulado, o que pode gerar
alguns inconvenientes no cálculo de excipiente e
tamanho da cápsula a ser empregada.

Objetivos
Realizar encapsulação de uma formulação em pó
realizando o método volumétrico para escolha do
tamanho das cápsulas que serão utilizadas, bem como
proceder com o controle de qualidade das cápsulas.
Materiais e Reagentes
( ) Bécker ( ) Grau e pistilo
( ) Proveta Encapsuladora manual
Balança analítica Cápsulas vazias
Insumos da formulação
Procedimentos Experimentais
1. Pesar os insumos da formulação em pó (escolher a
dosagem e multiplicar por 30 cápsulas) e pulverizar
os insumos juntos (se houver mais de um);

Tabela 1 – Formulação escolhida
Insumo Posologia
unitária
Peso p/ 30
cápsulas
1. ____________ _______ _______
2. ____________ _______ _______
3. ____________ _______ _______
2. Pesar todos os componentes da fórmula e
transferir para uma proveta;
3. Dar leves batidas na proveta e anotar o volume
marcado pelos pós;
4. Observar em qual tamanho de cápsula é o ideal
a partir do nomograma:

5. Exemplo: os pós ocuparam 28 mL na proveta.
28/30 cápsulas = 0,93. Observando a tabela acima,
este volume cabe na cápsula 00, restando espaço

30
para excipiente. Para descobrir a qtd. de excipiente:
0,93 x 30 = 27,9
28 – 27,9 = 0,1 ou 100 mg de excipiente
5. Pesar a quantidade de excipiente calculada e
adicionar ao pó e pulverizar novamente;
6. ANTES DE ENCAPSULAR, pesar as cápsulas
vazias e após encapsulação pesar as cápsulas cheias;
6. Verificar a taxa de encapsulação (TE%):
TE% = #6776 89 :ó 6:7?'689
@2AA2 +B+,+24 C0 *ó

Obs.: A TE% não pode ser superior a 110% nem
inferior a 90%.
Resultados
Massa inicial do pó (g)
Volume de pó (mL)
Tamanho da cápsula
Massa das cápsulas vazias (g)
Massa das cápsulas cheias (g)
Massa do pó encapsulado (g)
Taxa de encapsulação (%)

Cálculos

Aula Prática 13 – Identificação de I.F.A. por Cromatografia
Introdução
Cromatografia é um método físico-químico de
separação de misturas que está fundamentada na
migração diferencial dos componentes de uma
mistura devido a diferentes interações, entre duas
fases imiscíveis, a fase móvel e a fase estacionária. A
grande variedade de combinações entre fases móveis
e estacionárias a torna uma técnica extremamente
versátil e de grande aplicação.
Existem diversos tipos de cromatografia, a que vamos
abordar na prática de hoje é a CCDA (cromatografia
em camada delgada analítica) que tem como fase
estacionária a sílica gel e como fase móvel o solvente
metanol.
Objetivos
Identificar qualitativamente por meio de CCDA a
presença do fármaco paracetamol em solução oral
(xarope) comercializada.
Materiais e Reagentes
( ) Capilar Metanol
( ) Balão volum. Cloreto de metileno
( ) Bécker Paracetamol - Solução
Vidro de relógio Paracetamol - SQR
Pinça Placa de sílica
Régua Luz ultravioleta
Procedimentos Experimentais
1. Solução (1): diluir a solução oral em metanol até
concentração de 1 mg/mL;
2. Solução (2): dissolver 10 mg de paracetamol SQR
em metanol e completar o volume para 10 mL com o
mesmo solvente;
3. Aplicar, separadamente, na margem inferior
placa, aprox. 20 μL de cada uma das soluções
recentemente preparadas;
4. Em uma proveta, misturar os solventes cloreto
de metileno e metanol na proporção de (4:1), que
servirá de fase móvel para o sistema;
5. Colocar um pedaço de papel filtro, de tamanho
semelhante ao da placa num bécker e tampá-lo
com um vidro de relógio;
6. Quando o papel ficar umedecido colocar a placa
dentro do bécker, sem encostar no papel, e esperar
a eluição:
Figura 1 – Sistema cromatográfico

6. Após a eluição, retirar a placa do bécker com
auxílio de uma pinça e deixar secar por 20
segundos em cima da bancada;
7. Observar a posição das manchas com uma luz
ultravioleta e medir a distância partindo da base até
o topo.
Resultados
Altura da mancha 1 (cm):
Altura da mancha 2 (cm):
Presença do I.F.A.: Confirmada Rejeitada

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Placa
Amostras na placa
Mistura de solventes

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MEDICAMENTOS

Aula 14 – Doseamento de I. F. A. por Espectroscopia de UV
Introdução
O doseamento é um teste que consiste na realização
de análises que visa quantificar o teor de substância
ativa em medicamentos. Os métodos utilizados no
doseamento podem ser clássicos (baseados em
reações químicas) e instrumentais (baseados no uso
de instrumento apropriado).
Objetivos
Realizar o teste de doseamento do fármaco
paracetamol em comprimidos disponibilizados no
mercado para confirmar a autenticidade da posologia
informada pelo fabricante.
Materiais e Reagentes
2 Balões 250/100 mL Água destilada
2 Balões volum. 50 mL Hidróxido de sódio
5 Balões volum. 10 mL Paracetamol SQR
3 Provetas 25/5 mL Paracetamol comprimidos
Pipeta automática Balança analítica
Papel filtro/Funil de vidro Espectrofotômetro
Procedimentos Experimentais
I - Preparação do solvente
1. Solução (1): Preparar 250 mL de solução de
hidróxido de sódio na concentração de 0,1 M;
2. Solução (2): Preparar 100 mL de solução de
hidróxido de sódio na concentração de 0,01 M;
II - Preparação da amostra teste
3. Pesar e pulverizar 10 comprimidos, transferindo
quantidade do pó equivalente a 75 mg de
paracetamol para balão volumétrico de 100 mL;
4. Adicionar 25 mL da Solução (1), 50 mL de
água, agitar mecanicamente por 15 minutos e
completar o volume com água (750 µg/mL);
5. Homogeneizar, filtrar e transferir 5 mL do
filtrado para um balão de 50 mL e completar com
água (75 µg/mL);
6. Transferir 5 mL da solução resultante para balão
volumétrico de 50 mL, adicionar 5 mL da Solução
(1) e completar o volume com água (7,5 µg/mL);
III - Preparação do padrão
7. Preparar soluções padrão de paracetamol em
hidróxido de sódio nas concentrações de 1,5; 3,0;
4,5; 7,5 e 15 μg/mL, utilizando como solvente a
Solução (2);
IV - Doseamento
7- Medir as absorbâncias das soluções padrão e da
solução teste preparada no item 6 (7,5 µg/mL) no
espectro em 257 nm utilizando a Solução (2) para
ajuste do zero;
8. Realizar Análise da Regressão Linear dos
resultados(curva padrão), obter equação da reta e
calcular o conteúdo (% e mg/ml) de paracetamol.
Resultados
Pa
dr
ão

Absorbância Concentração
1,5 μg/mL
3,0 μg/mL
4,5 μg/mL
7,5 μg/mL
15,0 µg/mL
T
es
te
Absorbância Concentração

Concentração do fármaco:__________________

33
Cálculos

Preparação dos solventes: Molaridade (M) Massa Molar NaOH (MM)
𝑀 = !"
## % &

39,97 g/mol

ESTÁGIO SUPERVISIONADO

PARTE 3

CONTROLE DE QUALIDADE
MICROBIOLÓGICO

2021

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MEDICAMENTOS

Materiais e Equipamentos

1 VIDRARIAS:

1.1 Tubos de cultura: São tubos de vidro, sem borda ou com tampa de plástico
rosqueável. Seu tamanho pode variar de acordo com o trabalho a ser
realizado. São utilizados no cultivo de microrganismos em pequeno volume de
meio de cultura, trazendo a vantagem de economizar meio e espaço físico.
1.2 Placas de Petri: São recipientes redondos, de vidro ou plástico, com tampa
rasa. Geralmente é recomendado determinar-se o seu diâmetro e altura, de acordo
com o tipo de trabalho a ser realizado. As mais usadas medem cerca de 90 mm
de diâmetro por 15 mm de altura. Servem para conter meio de cultura sólido.
Sua superfície extensa facilita o isolamento de espécies microbianas distintas.
1.3 Pipetas graduadas: São utilizadas para diluições, inoculações, distribuições
de meio, etc. Em microbiologia estas pipetas devem ser esterilizadas com uma
porção de algodão hidrófobo na parte superior. As pipetas microbiológicas são
usadas com dispensadores automáticos.
1.4 Pipetas de Pasteur: São tubos de vidro ou polipropileno, não graduados,
estirados em capilar. Servem para transferência de pequenos volumes de
líquidos. Podem ser usadas com uma pequena pêra de borracha na extremidade
superior.
1.5 Lâminas de vidro: São de vidro claro e transparente, com formato
retangular. São utilizadas para exame dos microrganismos em microscópio
óptico. Geralmente são armazenadas em caixa de vidro contendo álcool 95%.
1.6 Tubos de Durham: São tubos de vidro pequenos e cilíndricos. Servem para
captar o gás formado em uma fermentação.

2. ACESSÓRIOS:

2.1 Bico de Bünsen: É um aquecedor a gás com chama, cuja temperatura varia
de acordo com a regulagem. É suprido com gás butano e permite a manipulação
das amostras microbianas. Deve-se verificar com frequência se não há
vazamentos de gás nas conexões.

36
2.2 Alça Calibrada: Alças de inoculação, descartáveis acopladas a hastes
flexíveis, utilizadas no repique de material biológico, calibradas de 1μL e 10 µL
são destinadas à contagem de colônias nos mais diversos materiais biológicos.
2.3 Alça de Platina e agulhas: É um fio de platina ou outra liga metálica, medindo
aproximadamente cinco centímetros, recurvado em uma de suas extremidades. Este
material é utilizado para transferir inóculos sólidos ou em suspensão. A agulha é
um fio de platina que é utilizada para semear meio sólido em profundidade.
2.4 Swab ou zaragatoa: Basicamente é uma haste flexível plástica ou de madeira
com algodão em uma de suas extremidades. Utilizado para coletar secreções que
serão submetidas a culturas, espalhar suspensões microbianas na superfície de
meios.
2.5 Papel Grau Cirúrgico: é a embalagem mais utilizada no momento para
esterilização em autoclaves. Há muitas opções de tamanho, no caso de envelopes
e de largura, no caso de rolos (tubulares, bobinas).
2.6 Papel kraft: é utilizado para embrulhar placas de Petri que irão ser
esterilizadas. Também pode ser usado papel manteiga com a mesma finalidade.
2.7 Espátulas e pinças: Estes utensílios são normalmente produzidos em aço
inoxidável. A espátula é utilizada para pesagem de pequenas massas, enquanto a
pinça para manipulação de lâminas, lamínulas, etc... Após o uso lavar
imediatamente.

3 SOLUÇÕES E MEIOS DE CULTURA:

3.1 Soluções Desinfetantes: As soluções desinfetantes são utilizadas para antissepsia das mãos
(álcool 70%), ou desinfecção das bancadas (hipoclorito de sódio variando de 0,025 a 1%, álcool
a 70%), ou ainda para descarte de resíduos líquidos e de pipetas contaminadas (não usar solução
inflamável como o álcool a 70%). Antes de iniciar qualquer atividade as bancadas devem ser
desinfetadas e providenciado recipiente com solução de hipoclorito de sódio para descarte das
pipetas. As soluções podem ser armazenadas em pissetas u almotolias plásticas.
3.2 Soluções corantes: São utilizadas para avaliar a afinidade do micro-organismo por estes
corantes e determinar a morfologia. A leitura da lâmina é realizada em microscopia óptica.
3.3 Meios de cultura: São preparações químicas que possuem em sua formulação, nutrientes
necessários para que os microrganismos possam multiplicar-se permitindo assim seu estudo.
Os meios de cultura são classificados quanto ao estado físico em sólidos, quando contém
agentes solidificantes, principalmente ágar (cerca de 1 a 2,0 %). Os semi-sólidos, quando a
quantidade de ágar e ou gelatina é de 0,075 a 0,5 %, dando uma consistência intermediária, de
modo a permitir o crescimento de microrganismos em tensões variadas de oxigênio ou a
verificação da motilidade e também para conservação de culturas. Os líquidos, sem agentes
solidificantes, apresentam-se como um caldo, utilizados para ativação das culturas, repiques de
microrganismos, provas bioquímicas, e dentre outros.

37
3.3.1 Classificação dos meios de cultura quanto à função:
• Meio de Enriquecimento: Geralmente líquido, de composição química rica em nutrientes,
com a finalidade de permitir que as bactérias contidas em uma amostra clínica aumentem
em número. Ex.: Caldo Brain Heart Infusion (BHI) e CaldoTetrationato.
• Meio não seletivo: Tem na sua composição nutrientes básicos para todos os micro-
organismos não-fastidiosos e de fácil crescimento. Ex: Agar sangue, Agar BAB (Blood
Ágar Base), ágar CLED (Cystine Lactose Eletrolyte Deficient), ágar Saboroud dextrose
(para fungos).
• Meio Seletivo: A finalidade deste tipo de meio é selecionar as espécies que se deseja isolar
e impedir o desenvolvimento de outros germes (têm na sua composição adição de corantes,
antibióticos e outras substâncias com capacidade inibitória para micro-organismos
determinados). Ex.: Agar Manitol Salgado, Agar SS, Agar MacConkey e Agar Eosin
Methilene Blue (EMB).
• Meio Diferencial: Possibilita a distinção entre vários gêneros e espécies de
microrganismos, por possuir substâncias que permitem uma diferenciação presuntiva,
evidenciada na mudança de coloração ou na morfologia das colônias. Ex.: Agar Eosin
Methilene Blue (EMB), Agar MacConkey e Agar Hektoen.
• Meio Indicador: É utilizado no estudo das propriedades bioquímicas das bactérias,
auxiliando, assim sua identificação. O mais simples é aquele usado no estudo das reações
de fermentação. Ex.: Agar Triple Sugar Iron (TSI), Agar Citrato de Simmons, Agar Eosin
Methilene Blue (EMB), Agar MacConkey e Agar Hektoen.
• Meio de Transporte (não é um ‘meio de cultura’): Consiste em um meio isento de
nutrientes, contendo um agente redutor (cisteína). Geralmente mantém o pH favorável,
previne a desidratação de secreções durante o transporte e evita a oxidação e auto-
destruição enzimática dos patógenos presentes. Ex.: Meio de Stuart e Meio de Cary-Blair.

4 EQUIPAMENTOS MAIS UTILIZADOS:

4.1 Contador de colônias: É utilizado para contagem de colônias em Placa de Petri. É
constituído de um suporte onde é colocada a placa e acima desta, em
distância definida, situa-se uma lente (lupa) que possibilita o aumento de 1,5
vezes. Pode acompanhar uma caneta para contagem. Quando o equipamentoestá funcionando, a placa é iluminada, permitindo assim maior nitidez e
realce das linhas que subdividem o suporte.
4.2 Estufa incubadora (Microbiológica): É um tipo específico de estufa que apresenta além
da porta metálica, uma porta de vidro. Apresenta um sistema de
aquecimento controlado por resistência elétrica. O aquecimento é
controlado através de um termostato e a temperatura acompanhada com
termômetro analógico ou digital. A temperatura não deve ter uma
variação superior à ±0,5ºC. Para determinar a temperatura, coloca-se
um termômetro com o bulbo submerso em líquido (glicerina, água, etc.)
para maior homogeneidade da medida. Esse equipamento é utilizado como auxiliar no

38
crescimento e reprodução dos microrganismos, uma vez que fornece a temperatura adequada a
cada espécie microbiana.
4.3 Estufa de Esterilização e/ou Secagem: Em geral este equipamento é utilizado para
esterilizar vidrarias (1750C). Podendo ser usado pra secar vidrarias quando mantida à 600C.
4.4 Balanças: São destinadas a pesagens das diferentes substâncias usadas no preparo dos
vários tipos de meios de cultura, soluções e corantes. Podem ser analógicas ou digitais. As
balanças devem ser mantidas sobre uma base sólida protegidas de vibrações, e também de
umidade e mudanças bruscas de temperatura.
4.5 Espectrofotômetro: É um instrumento de análise, amplamente utilizado em laboratórios
de pesquisa, capaz de medir e comparar a quantidade de luz (radiação eletromagnética)
absorvida, transmitida ou refletida por uma determinada amostra, seja ela solução, sólido
transparente ou sólido opaco. Na microbiologia usado em pesquisa para preparar suspensões
bacterianas com leitura de absorbância entre 0,08 e 0,10 em espectrofotometria, sendo a
turvação correspondente a 0,5 da escala de MacFarland (aproximadamente 1,5 x 108 UFC/mL).
4.6 Autoclave: É um equipamento destinado à esterilização pelo calor úmido (vapor d´água
sob pressão). Normalmente, são utilizados para esterilizar águas de diluições, meios de cultura
que suportem temperaturas elevadas (115-120ºC), materiais contaminados que vão ser
descartados e outros. A autoclave de laboratório pode ser do tipo horizontal
ou vertical, contendo os seguintes acessórios: caldeira cilíndrica
hermeticamente fechada por uma tampa de bronze ou cobre, dotada de
manômetro, válvula de escape de ar e de segurança. Em seu interior existe uma
cesta metálica (móvel) onde são colocados todos os materiais a serem
esterilizados. É empregado o uso de bioindicadores ou fitas de controle para
se testar a eficiência deste equipamento.
Embalagens para autoclavar materiais cirúrgicos e vidrarias: Usar uma embalagem para
esterilizar é importante por várias razões: manutenção da esterilização, organização dos
instrumentais a serem utilizados em cada procedimento, e fornecer a evidência do processo de
esterilização perante a vigilância sanitária. A embalagem deve também permitir a entrada de
vapor. Há várias possibilidades de embalagem para esterilização em autoclave: Papel Grau
cirúrgico, Papel Crepado, Poliamida, Tyvec, SMS, Tecidos.
4.7 Geladeiras e Congeladores (Freezers): As geladeiras são utilizadas para a conservação de
meios de cultura estéreis, soluções e amostras de contra-prova. As culturas microbianas e
soluções não devem ser colocados no mesmo equipamento junto com meios de cultura prontos.
Jamais poderá guardar refeições, lanches, bebidas ou qualquer outro alimento que irá ser
consumido. A verificação diária da temperatura é regra geral de controle destes equipamentos.
4.8 Microscópio Óptico: Equipamento utilizado para o estudo dos
microrganismos. Os equipamentos mais usados permitem o aumento de até
1.000 vezes e podem ser monoculares ou binoculares. Deve-se ter cuidado para
não utilizar preparações à fresco com a objetiva de imersão.
4.9 Centrífuga: Equipamentos utilizado para separar amostras. Em geral, estas são
introduzidas em tubos de diferentes tamanhos, que são dispostos num motor de centrífuga. As
centrífugas estão normalmente adaptadas para a utilização de diferentes tipos e tamanhos de
rotores, conforme a velocidade e aplicação desejadas.

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Desinfecção e Esterilização

Processo que reduz o número de bactérias
contaminantes a um “nível razoável de segurança”,
mas que não se aplica necessariamente, na
eliminação de todos os microrganismos viáveis.
Podem ser utilizados para desinfecção:
• álcool 70%
• compostos sintéticos de iodo
• compostos fenólicos
• hipoclorito de sódio
• solução alcoólica de clorexidina.
Passo a passo – Desinfecção
1. Limpar a bancada com papel e um agente
desinfetante (geralmente álcool 70%) evitando o uso
para outros fins antes de iniciar o experimento;
1. Separar os materiais e vidrarias que serão
utilizados e fazer a assepsia de tudo que não for para
a autoclave ou estufa, por ex.: pipetas automáticas,
canetas marcadoras, lápis, etc.

Esterilização

Inativação total de todos os micro-organismos
quanto à capacidade reprodutiva, acontece por:
• calor seco - estufa
• calor úmido - autoclave
• raios gama e “x”
• compostos químicos
Calor úmido – Autoclave
A autoclavação é um processo de esterilização sob
pressão que deve ser cuidadosamente manuseado
para se garantir a segurança do operador e a eficácia
da prática.
Passo a passo – Autoclavação
1. Inicialmente deve-se embrulhar o material com
papel kraft ou grau cirúrgico, fazendo pacotes
semelhantes aos de mercearia, com extremidades
bem presas:

Fig. 1 - Vidrarias embrulhadas em papel kraft
2. Repor a água no nível indicado (geralmente
logo abaixo da grade de suporte de material, a
grade vista por cima tem forma de X);
3. Carregar a autoclave, colocando a vidraria
maior embaixo e pequenos tubos dentro de cestas
na parte superior, deixando espaço entre os
materiais para permitir que o vapor circule entre
os componentes e evite quebra da vidraria;

Fig. 2 - Autoclave vertical
OBS.: Os meios de cultura também devem ser
esterilizados, o analista deve escolher o(s)
meio(s) que irá trabalhar, prepara-los e
autoclavar junto com as vidrarias e materiais.
4. Fechar a tampa, verificar se a borracha está
encaixada, apertar os fechos de segurança
simetricamente e deixar a válvula de escape
aberta;
Desinfecção

40
5. Ligar as duas resistências (geralmente ligadas a
220V). Ligar a chave geral e depois a chave da
autoclave no máximo (ATENÇÂO: Aumentar a
chave da autoclave passando de DESLIGADO para
MÍNIMO, depois MÉDIO até chegar em
MÁXIMO). Deixar no MÁXIMO e esperar a
emanação de vapor fluente, ininterrupto, pela válvula
de escape;
6. Vapor fluente emanando, fechar a válvula de
escape e esperar até que o manômetro atinja a pressão
desejada (1 atm ou 121oC). Passar então para o
MÉDIO (algumas autoclaves no MÍNIMO);
7. Marcar o tempo de esterilização (15 minutos para
meios de cultura e 30 minutos para material
contaminado). Se a pressão desejada cair, colocar no
MÁXIMO até chegar novamente em 1 atm; se a
pressão desejada aumentar colocar no mínimo ou
desligar as resistências;
8. Terminado o tempo de autoclavação desligar as
resistências e esperar a pressão voltar a zero. Abrir
a válvula de escape, esperar o vapor sair. Abrir a
autoclave e retirar o material.

Materiais comumente autoclavados:
• Erlenmeyer
• Pipeta graduada
• Ponteira
• Bécker
• Tubo de cultura
• Placa de petri
• Espátula/pinça
• Demais vidrarias não volumétricas

Anotações:

Técnicas de Semeadura
Introdução
As técnicas de semeadura são métodos pelos quais se
transfere inoculos bacterianos ou fúngicos de um
meio de cultura ou material a ser analisado para um
outro meio de cultura. Existem diversas técnicas de
semeadura:

Semeadura em meios sólidos - TUBOS

Estriasinuosa: semear com alça ou agulha
bacteriológica, em zig-zag, partindo da
base para a extremidade do bizel
(superfície inclinada do meio).
Objetivo: obtenção de intensa massa de
microorganismos.

Estria Reta: semear com agulha
bacteriológica, fazendo uma linha reta,
com cuidado de não ferir o Agar, partindo
da base para a extremidade do bizel
(superfície inclinada do meio).
Objetivo: obtenção de pequena massa de
microorganismos.

Picada Central: semear com agulha
bacteriológica, no centro do Agar.
Dependendo da finalidade, o inóculo deve
penetrar até 2/3 do tubo ou até o fundo
deste.
Objetivo: é utilizado para verificar
fermentação e motilidade em algumas
técnicas.

Picada em Profundidade: semear
com agulha bacteriológica, no centro
do Agar. Dependendo da finalidade,
o inóculo deve penetrar até 2/3 do
tubo ou até o fundo deste.
Objetivo: é utilizado para verificar
fermentação e motilidade em
algumas técnicas.
Semeadura em meios sólidos - PLACAS

Disseminação em profundidade
(Pour-plate): Transferir 1 ml da
cultura para placa de Petri vazia,
colocar 10 – 20 ml do meio fundido
(e resfriado a cerca de 45 – 50°C)
sobre a cultura e homogeneizar
suavemente com movimentos
circulares.
Objetivo: contagem bacteriana. É utilizado
também para análise de microorganismos
anaeróbios, adicionando uma outra camada de
meio fundido após o endurecimento da primeira
camada.

Estria simples: transferir uma
alçada da cultura para meio sólido
em placa e estriar com a alça
bacteriológica sobre o meio. A
estria pode ser realizada em
movimento de zig- zag (estria
sinuosa) ou como uma linha reta
sobre o meio (estria reta).
Objetivo: Essa técnica é muito utilizada para
visualização de determinadas propriedades
metabólicas, como a produção de enzimas

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hidrolíticas (hidrólise de substâncias do meio - gema de
ovo, sangue...), e produção de pigmentos.

Esgotamento em estrias ou estrias
múltiplas: transferir uma alçada da
cultura para meio sólido em placa e
estriar com a alça bacteriológica sobre
o meio. A placa é dividida em 4
quadrantes e a inoculação pode ser
feita de 2 tipos:
• 3 estrias: estriar em metade da placa,
com movimentos de zig-zag. Quando
atingir a metade, girar a placa 90° e estriar até a
metade (1/4 da
placa), girar mais 90° e estriar o meio restante.
• 4 estrias: estriar até 2/3 da metade da placa, girar
90°, estriar 2/3 do próximo quadrante (1/4 da placa),
girar 90°, estriar mais 2/3 do próximo quadrante (1/4
da placa), girar 90° e estriar o restante do meio.
Objetivo: obtenção de colônias isoladas. É
importante não cruzar as estrias (não tocar a alça na
estria anterior), para reduzir o inóculo a cada estria e
obter as colônias isoladas. Pode-se, alternativamente,
flambar a alça entre as estrias e tocar a ponta da estria
anterior, arrastando um pequeno inóculo para a
próxima estria.

Spread-plate ou distensão: Transferir 0,1 ml da
cultura para o meio sólido na placa e
espalhar uniformemente com a
própria ponta da pipeta, ou alça
bacteriológica / swab / alça
Drigalsky.
Objetivo: obtenção de crescimento
confluente, ou para contagem
bacteriana.
Esta técnica é muito utilizada na realização
de antibiogramas.

Semeadura em meios líquidos

Difusão: uma alçada da colônia
(Agar em placa) ou da cultura (de
outro meio ou líquido) é introduzida
no meio líquido, com agitação da
alça, para maior difusão dos
microorganismos (da alça para o
meio e homogeneização no
meio). Pode-se inclinar o tubo a 30° e esfregar o
inóculo na parede do mesmo, quando o tubo
retornar à posição original o inóculo se difundirá
no meio.
Objetivo: é um repique genérico para crescimento
bacteriano em meio líquido.

Anotações:

Identificação dos Micro-organismos

Cada microrganismo tem uma necessidade diferente e por essa razão existem vários meios de
cultura para atender a exigências nutricionais específicas, proporcionando a sua proliferação e
crescimento. Através do entendimento das condições necessárias, podemos estimular e
controlar o crescimento dos microrganismos que estamos interessados em analisar.

1. Primeiro passo: Isolar o micro-organismo em meio de cultura sólido e fazer a análise
morfológica da colônia:
Tabela 1. Características do crescimento de alguns micro-organismos.
Micro-
organismo
Tamanho
/ Odor
Borda Elevação Densidade Cor Aparência Hemólise
em AS
Staphylococcus
aureus
Grande
/Queijo
Circular Convexa Opaca Amarela ou
branca
Cremosa Em geral
beta
Staphylococcu
coagulase-
negativa
Médio
/Queijo
Circular Elevada Opaca Branco-
acizentada
Cremosa Em geral
sem
Streptococcus
grupo viridans
Pequeno
/Caramelo
Irregular,
puntiforme
Achatada Opaca Branco-
acizentada
Embaçada Alfa
Streptococcus
pneumoniae
Pequeno

Circular Umbilicada
Achatada
Transparente Cinza Brilhante
Mucóide
Alfa
Streptococcus
pyogenes
Pequeno

Puntiforme Convexa Translúcida Cinza Brilhante Beta
Streptococcus
agalactiae
Médio Circular Convexa Translúcida Cinza Cremosa Beta
Enterococcus
faecalis
Médio
/Caramelo
Circular Elevada Opaca Cinza Brilhante Em geral
sem
Escherichia coli Médio
/Vinagre
Circular Achatada Opaca Cinza (AS)
Rosa (MC)
Seca Em geral
beta
Klebsiella spp. Grande
/Fermento
de pão
Circular Convexa Opaca Cinza (AS)
Rosa (MC)
Mucóide Sem
hemólise
Salmonella spp. Pequeno
/Fétido
Circular Convexa Translúcida Centro preto
(SS)
Incolor (MC)
Brilhante Sem
hemólise
Proteus spp. Médio
/Fétido
Ondulada Achatada Translúcida Incolor (MC) Brilhante Sem
hemólise
Pseudomonas
aeruginosa
Médio
/Uva
Irregular Achatada Transparente Incolor (MC)
Pigmento
esverdeado.
Brilhante Com ou
sem.
Candida spp. Médio
/Pão
Circular,
filamentosa
Elevada Opaca Branca Cremosa Sem
AS= Agar sangue; MC=Agar MacConkey; SS= Agar Salmonella-Shigella;Tamanho das colônias (mm) : Grande = maior que 1
mm de diâmetro (Ex: Klebsiella pneumoniae) Média = 1 mm de diâmetro (Ex: Enterococcus faecalis) Pequena = menor que 1 mm
de diâmentro (Ex: Streptococcus pyogenes)

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Análise morfológica e sugestão do gênero/espécie do microorg. de acordo com a Tabela 1:
Meio de cultura: _________________________ Densidade: ___________________________
Tamanho/Odor: __________________________ Cor: _______________________________
Borda ou forma:_________________________ Consistência/Aparência: _________________
Elevação:____________________________ Hemólise em ágar Sangue: _________________
Sugerir qual é o micro-organismo: ________________________________________________

2. Segundo passo: Realizar o teste de coloração de GRAM da colônia para classificar o micro-
organismo de acordo com sua morfologia a nível microscópico.

1. Confeccionar o esfregaço, fixar o esfregaço na chama do bico de Bunsen;
2. Dispor as lâminas em um suporte não muito próximo uma de outra;
3. Cobrir o esfregaço com papel de filtro;
4. Cobrir o papel de filtro com cristal violeta e deixar por 1 minuto;
5. Lavar com água corrente, retirando o papel de filtro e o excesso do corante;
6. Cobrir o esfregaço com Lugol fraco por 1 minuto;
7. Lavar com água corrente;
8. Descorar com álcool-acetona, primeiro cobrindo o esfregaço deitado no suporte durante 10-
20 segundos, e depois gotejando a lâmina inclinada até que não escorra mais o cristal violeta
(cuidado para não descorar demais). PS: Pode se utilizar apenas álcool a 95% ou acetona;
9. Lavar com água corrente;
10. Cobrir com fucsina ou safranina por 30 segundos diluidas 1/10 (se o corante foi novo deixar
um tempo ainda menor)
11. Lavar com água corrente

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