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Sumário 
Conhecimentos químicos para uso em laboratório............................................3 
Material de laboratório, seu manuseio e lavagem..............................................3 
preparo de soluções (cálculos, medições e reagentes)......................................10 
Titulações...........................................................................................................13 
Cromatografias..................................................................................................17 
Espectrofotometria.............................................................................................24 
Conhecimentos biológicos para uso em laboratório..........................................30 
Técnicas de coleta de materiais biológicos........................................................31 
Manutenção de biotério e manejo de animais de laboratório.............................36 
Cultivo de células...............................................................................................44 
Técnicas de biologia molecular..........................................................................50 
Microscopia........................................................................................................63 
Qualidade e segurança em laboratórios............................................................72 
Boas práticas de laboratório..............................................................................74 
Biossegurança...................................................................................................82 
Referências........................................................................................................87 
 
 
 
 
 
 
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CONHECIMENTOS QUÍMICOS PARA USO EM LABORATÓRIO 
 
 
Na rotina de trabalho como auxiliar de laboratório, para se atuar com habilidade, 
é preciso dominar alguns conhecimentos básicos relacionados a duas áreas-chave: a 
Química e a 
3
Biologia. Detendo esses conhecimentos é possível que se consiga 
cobrir toda a gama de atuação de um auxiliar em qualquer tipo de laboratório, já que 
as técnicas utilizadas são relativamente comuns, seja visando objetivos clínicos ou 
acadêmicos. Assim, este curso objetiva contribuir com a difusão de informações 
primordiais sobre preparo de soluções, uso de equipamentos, principais técnicas 
utilizadas em ambiente laboratorial e manutenção de padrões de qualidade e 
segurança nesses ambientes. 
Dessa forma, o público a quem o curso se dirige se resume a todos aqueles que 
tenham interesse em atuar na rotina de um laboratório, sobretudo como auxiliar, e 
também àqueles que tenham interesse em aprender mais sobre a rotina em um 
laboratório. Nesse módulo serão focados os conhecimentos de natureza relacionada 
à área Química, necessários para uma boa atuação em laboratório. Para um 
adequado acompanhamento do curso, principalmente neste módulo sobre 
conhecimentos relacionados à área Química, espera-se que o leitor disponha de 
conhecimentos prévios básicos sobre cálculos químicos, pois os mesmos serão aqui 
retomados apenas com o intuito de relacioná-los à prática em um laboratório, já que 
não dispomos de tempo e espaço para abordá-los de forma ampla, tomando os 
ensinamentos dos cálculos desde o início. 
 
 
MATERIAL DE LABORATÓRIO, SEU MANUSEIO E LAVAGEM 
 
Os materiais comumente utilizados em rotina de laboratório se resumem a 
instrumentos e recipientes plásticos ou de vidro, que só devem ser utilizados em 
propósitos laboratoriais, higienizados logo após o seu uso, não devem ser utilizados 
duas vezes para medir ou conter o mesmo reagente ou reagentes diversos (sempre 
 
 
 
 
 
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restarão alguns resíduos de reagente no recipiente, que podem contaminar seu 
experimento) e, principalmente, nunca devem ser armazenados no mesmo local dos 
itens de uso pessoal daqueles que trabalham em laboratório (veremos no Módulo III, 
que é necessário haver local específico para a guarda dos itens pessoais fora do 
laboratório). 
Os principais cuidados no manuseio do material de laboratório se referem 
justamente à prevenção da contaminação de soluções por resíduos de reagentes 
contidos em recipientes mal higienizados ou ainda que não foram lavados antes de 
serem utilizados com outro reagente; também devemos ter cuidado no que se refere 
ao uso de instrumentos ou recipientes de vidro, já que seu mal uso pode incorrer em 
graves acidentes. 
Para facilitar a compreensão, tem-se abaixo um quadro-resumo com os principais 
materiais utilizados na rotina de laboratório, suas características e seus modos de uso. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 1: PRINCIPAIS MATERIAIS DE USO COMUM EM LABORATÓRIO E 
SUAS FORMAS DE MANUSEIO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FONTE: CARMO, 2012. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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No que se refere ao processo de limpeza, lavagem e esterilização dos materiais 
de laboratório, todos os materiais devem ser imediatamente lavados após o uso, em 
água corrente 
e com o uso de detergente líquido. Recomenda-se que o processo de lavagem 
seja realizado com o uso de luvas, preferencialmente neoprene ou PVC, com 
superfície externa antiderrapante. O cuidado durante esse processo é essencial, pois 
muitas peças são caras e algumas de difícil obtenção no mercado. Assim, devemos 
ao máximo evitar rachaduras ou quebras, que costumam ocorrer mais frequentemente 
durante o procedimento de lavagem. 
Dependendo da aplicação ou uso do material, alguns itens do laboratório 
também
 
devem passar por processo de esterilização. Assim, após o término do uso 
dos itens, o auxiliar de laboratório deve lavá-los muito bem e levá-los à autoclave 
(equipamento utilizado para esterilizar itens por meio do calor úmido sob pressão), a 
120º por 20 minutos. 
 
PREPARO DE SOLUÇÕES (CÁLCULOS, MEDIÇÕES E REAGENTES) 
 
 
O uso de soluções com composições e concentrações específicas é de suma 
importância na prática laboratorista, principalmente no que se refere à prática de 
atividades relacionadas à área Química. Antes de passarmos ao aprendizado sobre 
os principais cálculos para a síntese de soluções, devemos entender alguns conceitos. 
Conceitua-se solução como sendo a mistura unifásica ou homogênea de mais 
de um componente e, na dissolução de uma substância em outra, a que se dissolve é 
o soluto e o meio de dissolução é o solvente. As soluções são obtidas para qualquer 
um dos três estados da matéria: sólido, líquido ou gasoso. 
Qualquer mistura gasosa é uma solução, porque qualquer mistura de gases é 
homogênea. Soluções em estado sólido são conhecidas como as ligas metálicas. 
Entretanto, a maioria das soluções existe no estado líquido, constituindo-se pela 
dissolução de outro líquido, sólido ou mesmo um gás em uma substância líquida. Se 
essa solução, em que as substâncias se diluem, for a água, tem-se uma solução 
 
 
 
 
 
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aquosa. 
Uma solução diluída é aquela que apresenta proporções relativamente 
pequenas de soluto, enquanto uma solução concentrada apresenta proporção 
relativamente maior. Já a concentração de uma solução se refere à quantidade de 
soluto presente em dado volume de solução, e é expressa mais comumente em 
molaridade (expressa o número demoles de soluto presente em dado volume de 
solução em litros), molalidade (relaciona o número de moles de soluto à massa, em 
quilogramas, do solvente) e normalidade (expressa a relação entre o número 13 
de equivalente-grama do soluto e o volume de solução em litros) (ATKINS & 
JONES, 2001). Contudo, existem, ainda, outros métodos para definir a concentração 
de uma solução, como veremos na tabela abaixo: 
 
TABELA 1: SISTEMAS DE ANOTAÇÃO DA CONCENTRAÇÃO DE 
SOLUÇÕES 
 
O preparo de uma solução exige atenção a alguns passos, quais sejam: o 
cálculo da quantidade de soluto a ser utilizada, a medição desse soluto, a sua diluição 
no meio solvente e homogeneização, seguida de armazenagem. 
Para a etapa dos cálculos, nos focaremos naquilo que é mais relevante. O 
 
 
 
 
 
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cálculo da molaridade (grandeza mais frequentemente utilizada para definir a 
concentração) das soluções é definido como: 
 
 
 
M = m(g) 
PM x V (L) 
 
 
 
Equação 1: Cálculo da molaridade de uma solução. m = massa de soluto 
utilizado na solução; PM = peso molecular do soluto utilizado; V = volume do soluto, 
em litros. 
O cálculo mais comumente empregado para nos orientar na diluição de uma 
solução é o que relaciona a molaridade e o volume das duas soluções (da solução 
concentrada e da solução na concentração que queremos obter). Assim segue: 
 
 
M1 x V1 = M2 x V2 
 
 
 
Equação 2: Equação que expressa relação de concentração entre duas 
soluções, utilizada como subsídio para a diluição de uma solução. M1 = molaridade 
da solução concentrada; V1 = volume de solução concentrada; M2 = molaridade da 
solução diluída; V2 = volume da solução diluída. 
Para o preparo das soluções, os materiais mais frequentemente utilizados são: 
a balança, balões volumétricos ou béqueres (itens nos quais se processa a diluição), 
espátula para manipular o reagente e provetas para medição do solvente. 
Os reagentes a serem utilizados irão depender da natureza das soluções 
preparadas. É consenso que na rotina laboratorial não podem faltar soluções-tampão, 
 
 
 
 
 
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soluções ácidas e básicas, soluções salinas, soluções fisiológicas e corantes. Assim, 
para o preparo dessas soluções os reagentes mais utilizados são: água destilada 
(dependendo do grau de esterilidade requerido da solução, deve-se utilizar água 
deionizada), hidróxido de sódio, ácido cítrico, cloreto de sódio, álcool, ácido acético, 
ácido clorídrico, fosfato de sódio monobásico, fosfato de sódio bibásico e os corantes 
a serem diluídos. 
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TITULAÇÕES 
 
As titulações compreendem um método químico relacionado à área de Química 
Analítica. Nessa área, os métodos, instrumentos e estratégias são aplicados na 
obtenção de informações acerca da composição da matéria no espaço e no tempo. 
Em relação a isso, dois aspectos são primordiais: a identificação das espécies 
químicas presentes no conteúdo em análise e a determinação das quantidades 
relativas de cada uma dessas espécies. 
Em Química, os métodos ditos volumétricos são procedimentos quantitativos 
que se baseiam na determinação da concentração de um dado elemento presente em 
uma amostra por meio de uma reação, em solução, com outro elemento de 
concentração conhecida, acompanhando-se as quantidades desse outro elemento 
adicionado ao primeiro. Em resumo, trata-se de determinar a concentração de um 
elemento presente em uma amostra a partir do volume (ou massa) de uma solução 
com concentração conhecida (solução padrão), que deve reagir quantitativamente 
com a amostra de interesse (solução problema). 
Esses procedimentos volumétricos vêm sendo utilizados para a realização de 
análises quantitativas há mais de 200 anos e é considerado um método primário de 
análise, utilizado para validar muitos outros métodos ditos secundários. Nos séculos 
XVIII e XIX, as análises químicas eram quase que exclusivamente realizadas por meio 
de métodos volumétricos. Em Português, as análises volumétricas apresentam 
diversos sinônimos, como titulação, volumetria,titrimetria e titulometria. 
Conceitua-se como titulação ou titulometria o procedimento analítico por meio 
do qual uma quantidade desconhecida de uma dada substância passa a ser 
 
 
 
 
 
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conhecida por uma reação produzida entre essa substância e outro reagente 
conhecido e padronizado. No que se refere a esta reação, temos dois conceitos 
importantes: o de titulante e o de titulado. O titulado é a substância, composto ou 
solução cuja concentração quer-se determinar, enquanto o titulante é o reagente ou 
solução cuja concentração é sabida. 
Em processo de titulação ácido-base, mais especificamente, ocorre uma 
reação de neutralização entre um ácido e uma base. 
Ácido + Base Sal + Água 
 
Equação 3 : Equação demonstrativa dos reagentes e produtos em uma reação 
de neutralização. 
 
Contudo, em outras titulações, que não envolvam um ácido e uma base, podem 
também ocorrer reações de complexação, precipitação e oxidação-redução. 
Para facilitar o nosso estudo, vamos nos focar no estudo das titulações, ácido-
base, mais comumente empregadas na rotina de trabalho do auxiliar de laboratório. 
Na volumetria ácido-base, o titulante normalmente é uma base forte (hidróxido 
de sódio, hidróxido de potássio) ou ácido forte (ácido clorídrico, ácido sulfúrico). O 
ponto final ou de equivalência desta titulação, em geral é obtido por meio de 
indicadores visuais (método colorimétrico) ou por métodos instrumentais, como o 
potenciométrico. Conceitua-se o ponto de equivalência como sendo o momento da 
titulação em que a relação entre o número de moles do titulante e o número de moles 
do titulado se iguala àquela prevista por meio da reação estequiométrica (JESUS, 
2012). 
No caso do método colorimétrico, faz-se a adição de um indicador ácido-base 
ao titulado. Esse indicador frequentemente é um ácido ou base fracos que possuem 
a propriedade de alterar sua coloração em função do seu grau de dissociação (pH do 
meio), sendo o mais conhecido deles a fenolftaleína. Vejamos na figura abaixo as 
variações de coloração para três diferentes indicadores ácido-base, em função da 
modificação do pH do meio (JESUS, 2012). 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 2: VARIAÇÃO DA COLORAÇÃO DE INDICADORES ÁCIDO-BASE 
EM DIFERENTES CONDIÇÕES DE pH 
 
 
FONTE: FELIPE, 2012. 
 
 
 
Já no método potenciométrico, durante o processo de titulação utiliza-se o 
eletrodo de um medidor de pH imerso no titulado para aferir continuamente o pH da 
solução ao longo de todo o processo e, com isso, construir a curva de titulação. A 
curva de titulação ou curva de neutralização é uma representação gráfica dos valores 
de pH do titulado em função do volume de titulante que a ele foi adicionado. 
 
 
FIGURA 3: CURVA DE TITULAÇÃO 
 
 
 
No eixo das ordenadas tem-se a variação do pH do titulado, em função da 
adição de titulante (volume representado no eixo das abscissas). Tem-se em destaque 
o ponto de equivalência. 
 
 
 
 
 
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Essa representação gráfica da curva de titulação permite-nos identificar três 
zonas de variação do pH do titulado: inicialmente, uma variação suave, na região ácida 
da escala de pH (a pequena variação se justifica pela capacidade tamponante da 
solução de ácido forte); uma grande variação na vertical, na região de transição 
da zona ácida para a zona alcalina; e pequena variação na região alcalina da escala 
de pH. Assim, observando a representação, podemos afirmar que, graficamente, o 
ponto de equivalência da titulação ácido-base corresponde ao ponto de inflexão da 
curva de titulação (JESUS, 2012). 
A representação da Figura 3 foi aqui utilizada como representativa da curva de 
titulação em uma titulação com ácidoforte e base forte. Nesse caso, o ponto de 
equivalência corresponderá ao pH em torno de 7,0. Entretanto, existem outros tipos 
de titulação ácido-base, distinguido justamente em função do ponto de equivalência. 
Assim, em uma titulação, ácido fraco – base forte, o ponto de equivalência 
corresponderá a um pH maior que 7,0. Já em uma titulação envolvendo um ácido forte 
e uma base fraca, tem-se o ponto de equivalência em um pH menor que 7,0 (JESUS, 
2012). 
Assim, para concluir, em um procedimento de titulação o objetivo principal é 
descobrir a concentração do titulado, uma vez que já conhecemos o volume do qual 
dispomos. No início do procedimento, deteremos o conhecimento sobre a 
concentração do titulante, mas não sobre o volume desta solução que será utilizado 
para descobrir a concentração do titulado. Ao final do processo, em razão da curva de 
titulação e do ponto de equivalência, saberemos a concentração do titulante e o 
volume utilizado desta solução. Contudo, continuamos sem saber qual a concentração 
do titulado. Para solucionar esse problema, utilizaremos os conhecimentos já 
adquiridos no item anterior do curso (Preparo de soluções - cálculos, medições e 
reagentes). Na equação 2 aprendemos como relacionar volumes e concentrações de 
duas soluções e por meio dela e das informações de que dispomos poderemos, então, 
calcular a concentração do titulado. 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 CROMATOGRAFIAS 
 
O termo cromatografia foi utilizado pela primeira vez em 1906 por um botânico 
russo no momento em que descrevia suas experiências com extratos de folhas, nas 
quais objetivava a separação de componentes. Nessas experiências, o extrato das 
folhas foi adicionado a uma coluna de vidro preenchida com carbonato de cálcio e, 
então, adicionado éter de petróleo que deveria percorrer a coluna e, assim, separar 
os componentes do extrato de folhas em faixas coloridas. Possivelmente, esse seja o 
motivo pelo qual a técnica foi batizada de cromatografia, já que chrom equivale à cor 
e graphie significa escrita (NELSON & COX, 2006). 
Desse modo, a cromatografia é um método físico-químico utilizado para 
separação de componentes. Basicamente, essa separação se embasa na 
propriedade de migração diferencial dos componentes que constituem uma mistura e 
ela irá ocorrer em razão das diferentes interações existentes entre duas fases 
imiscíveis: a fase móvel e a fase estacionária. A fase móvel (na forma de gás ou 
líquido) atravessa a fase estacionária, carregando a amostra (soluto). Os 
componentes da amostra, então, irão se dividir conforme a sua afinidade com a fase 
móvel ou estacionária. No caso da afinidade com a fase estacionária, a interação se 
dará por absorção (transferindo-se para o interior da fase estacionária) ou adsorção 
(ficando retida na superfície das moléculas que compõem a fase estacionária). A fase 
estacionária comumente é sólida, mas no caso de ser um líquido, esse pode estar 
adsorvido a um suporte sólido ou imobilizado sobre o mesmo. No caso de fases 
estacionárias sólidas, as mais comuns em uso são a sílica, a alumina, parafina, 
poliglicóis, poliésteres e silicones. As fases estacionárias sólidas, como já 
mencionadas, levam à separação dos componentes por absorção ou adsorção, 
enquanto fases estacionárias líquidas permitem a separação por partição (NELSON 
& COX, 2006). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 4: ILUSTRAÇÃO DO PROCESSO DE SEPARAÇÃO DE PROTEÍNAS 
EM UMA COLUNA CROMATOGRÁFICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Em destaque, os elementos principais da coluna cromatográfica. 
FONTE: Adaptado de NELSON & COX, 2006. 
 
 
A aplicação mais comum da cromatografia é a separação de componentes em 
uma mistura, mas ela também pode ser uma técnica útil na identificação de 
compostos, por meio da comparação com padrões já existentes, e para a purificação 
de compostos, separando os componentes indesejáveis. 
 
Os diferentes tipos de cromatografia mais comumente utilizados podem ser 
classificados conforme alguns critérios, como: 
• A forma física do sistema de cromatografia (cromatografia em coluna 
ou planar); a cromatografia planar corresponde aos seguintes tipos: cromatografia em 
papel, cromatografia por centrifugação e cromatografia em camada delgada. 
• A fase móvel utilizada; nesse caso, as cromatografias podem ser 
gasosas, líquidas ou supercríticas (vapor pressurizado acima da temperatura crítica); 
Reservatório 
Fase móvel 
(amostra) 
Fase 
estacionária 
Proteínas 
Efluente 
 
 
 
 
 
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• A fase estacionária utilizada; nesse caso as cromatografias podem ser 
de fases estacionárias sólidas, líquidas e quimicamente ligadas; 
• O modo de separação; nesse caso, as cromatografias podem se dar 
por adsorção, partição, troca iônica, exclusão ou mais de um desses tipos ao mesmo 
tempo (DEGANI et al., 1998). 
 
FIGURA 5: ILUSTRAÇÃO DE UMA COLUNA CROMATOGRÁFICA 
 
 
 
FONTE: DEGANI et. al., 1998. 
 
 
A cromatografia líquida clássica caracteriza-se pelo fato da fase móvel ser 
arrastada por uma coluna apenas em consequência da força da gravidade. Já na 
cromatografia líquida de alta eficiência (ou HPLC) se faz uso de fases estacionárias 
constituídas por partículas menores e o uso de um instrumento que bombeie a altas 
pressões a amostra, fazendo com que ela percorra a fase estacionária de modo mais 
rápido, o que acaba melhorando a resolução da separação. A cromatografia líquida 
clássica é bastante utilizada para promover a separação de produtos naturais e para 
a purificação de produtos de reações químicas (NELSON & COX, 2006). 
 
 
 
 
 
 
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A escolha do eluente, substância que irá desfazer as ligações entre 
componentes da amostra e a fase estacionária, depende da natureza dos 
componentes da amostra. Assim, se a amostra for constituída por duas substâncias, 
uma apolar e outra polar utilizam-se primeiro um eluente apolar seguido de um polar. 
Dado o fato de que, invariavelmente, partículas da amostra ficarão irreversivelmente 
adsorvidas à fase estacionária, é preciso, a cada etapa de separação em 
cromatografia, realizar um tratamento para recuperar o adsorvente. 
A cromatografia é também um instrumento muito útil no fracionamento de 
proteínas, que podem ser diferenciadas em função de sua carga, tamanho, afinidade 
de ligação e outras propriedades. A esse respeito, as proteínas podem migrar mais 
rápido ou mais devagar pela coluna, a depender das suas propriedades. Por exemplo, 
na cromatografia de troca iônica, a fase estacionária possui grupamentos carregados 
negativamente. Na fase móvel, as proteínas com carga positiva irão migrar mais 
devagar pela fase estacionária, em razão das interações iônicas que serão 
estabelecidas entre a amostra e a fase estacionária. Abaixo, alguns esquemas 
ilustrativos dos diferentes tipos de cromatografia (NELSON & COX, 2006). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 6: ESQUEMA ILUSTRATIVO DA TÉCNICA DE CROMATOGRAFIA 
DE TROCA IÔNICA 
 
 
 
 
 
 
 
 
FONTE: Adaptado de NELSON & COX, 2006. 
 
Na cromatografia de exclusão por tamanho, as proteínas são separadas de 
acordo com o seu tamanho. Assim, as proteínas maiores são eluídas primeiro, uma 
vez que elas percorrem apenas os espaços existentes entre as moléculas que 
constituem a fase estacionária. Já as proteínas menores percorrem os caminhos 
dentro das cavidades das moléculas que constituem a fase estacionária, daí 
demorarem mais para serem eluídas. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Grupos
 funcionai
s carregados 
Proteínas se movem pela coluna; as 
mais negativamente carregadas são 
eluídas 
Proteína 
(amostra) é 
adicionada à 
colunaGrande carga 
positiva Carga 
positiva 
Carga negativa 
Grande carga 
negativa 
 
 
 
 
 
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FIGURA 7: ESQUEMA ILUSTRATIVO DA TÉCNICA DE CROMATOGRAFIA 
DE EXCLUSÃO POR TAMANHO 
 
 
FONTE: Adaptado de NELSON & COX, 2006. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
A cromatografia por afinidade se baseia na ligação de proteínas à fase 
estacionária por afinidade. As moléculas que compõem a fase estacionária possuem 
um grupamento químico ligado covalentemente. Se a proteína da amostra apresentar 
afinidade por tal grupamento químico, ela irá se ligar a ele e a sua migração pela 
coluna, consequentemente, será retardada. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Proteína (amostra) é 
adicionada à coluna. 
 
Moléculas de 
proteína separadas 
por tamanho (as 
maiores passam 
mais livremente). 
Polímero 
poroso 
 
 
 
 
 
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FIGURA 8: ESQUEMA ILUSTRATIVO DA TÉCNICA DE CROMATOGRAFIA 
DE AFINIDADE 
 
FONTE: Adaptado de NELSON & COX, 2006. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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ESPECTROFOTOMETRIA 
 
A espectrofotometria se baseia nas propriedades de absorção e/ou emissão de 
radiação eletromagnética pelas moléculas, quando seus elétrons se movimentam 
entre diferentes níveis energéticos. Os estudos sobre essa técnica se iniciaram no 
século XVII, com o início dos estudos sobre a luz, e culminaram com a invenção do 
espectroscópio em 1859. 
 
O espectro eletromagnético corresponde a um conjunto de comprimentos de 
onda e o espectro da luz visível está contido justamente entre os comprimentos 400 
nm a 800 nm (desde próximo ao ultravioleta até próximo ao infravermelho). 
 
FIGURA 9: ILUSTRAÇÃO DO ESPECTRO ELETROMAGNÉTICO E 
ASSOCIAÇÕES DAS FREQUÊNCIAS COM AS RADIAÇÕES DO COTIDIANO 
 
 
FONTE: Espectro Científico, 2012. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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As diferentes cores no espectro da luz visível correspondem a diferentes 
comprimentos de onda, como podemos observar na tabela abaixo: 
 
 
TABELA 2: COMPRIMENTOS DE ONDA DENTRO DO ESPECTRO DA LUZ 
VISÍVEL 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FONTE: Universidade dos Açores, 2012. 
 
A radiação que incide em uma solução pode sofrer reflexão, refração, 
espalhamento ou ser absorvida pela solução. Dessa forma, somente uma parcela da 
radiação incidente será transmitida pela solução. A absorção da radiação ocorre 
quando a energia que é transportada por ela é igual à diferença entre dois níveis de 
energia das moléculas presentes em solução. Assim, a energia da radiação é 
transferida para as moléculas e ocorre a sua absorção pelas mesmas. Isto nos permite 
inferir que os comprimentos de onda que certa substância absorve são típicos e estão 
associados à sua estrutura molecular. 
O espectrofotômetro é o instrumento que nos permite medir a quantidade de 
 
 
 
 
 
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luz que foi absorvida por uma solução, após termos submetido-a a um feixe de luz 
monocromática. De forma geral, o espectrofotômetro se constitui em: uma fonte de 
radiação, que pode ser uma lâmpada incandescente, a amostra e um detector. É na 
fonte de radiação que deve haver um modo de controle e seleção do comprimento de 
onda que deve incidir na amostra, o que é feito por meio de filtros ou 
monocromatizadores (prismas ou grades de difração). O prisma separa esse feixe de 
luz monocromática em seus diferentes comprimentos de onda (como ocorre em um 
arco-íris, por exemplo, em que se tem a separação da luz branca em seus diferentes 
comprimentos de onda – coloridos) e nos permite saber a quantidade de luz absorvida 
pela solução correspondente a cada comprimento de onda (Universidade dos Açores, 
2012). 28 
 
 
FIGURA 9: ESQUEMA DO CAMINHO DA RADIAÇÃO E DOS DADOS 
OBTIDOS EM UM ESPECTROFOTÔMETRO 
 
 
 
 
 
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A amostra deve estar contida em um recipiente típico denominado cuvette ou 
cubeta. Já o detector é um instrumento sensível à radiação e servirá para refletir 
uma medida da intensidade da mesma, por meio de conversão do sinal percebido 
em um valor numérico. (Universidade dos Açores, 2012). Abaixo, segue figura mais 
detalhada do processo e do caminho realizado pela luz. 
 
 
 
FIGURA 10: ESQUEMA ÓPTICO DOS PRINCIPAIS COMPONENTES DO 29 
ESPECTROFOTÔMETRO 
 
 
 
As letras representam: (a) fonte de luz, (c) prisma, (e) compartimento de 
amostras com cubeta contendo solução, (f) célula fotelétrica, (g) amplificador. 
FONTE: Universidade Federal do Rio Grande do Sul, 2012. 
 
O resultado obtido em uma análise no espectrofotômetro é o conjunto das 
absorbâncias correspondentes aos vários comprimentos de onda, o que se denomina 
espectro de absorção. Esse espectro varia de substância para substância ou de 
solução para solução, já que depende de características inerentes às mesmas. Assim, 
por exemplo, no caso de uma substância ou solução de cor verde, a luz verde será 
refletida e não absorvida pela substância, que tende a absorver apenas comprimentos 
de onda correspondentes ao vermelho. 
 
 
 
 
 
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FIGURA 11: ESPECTRO DE ABSORÇÃO DA CLOROFILA. OBSERVAR QUE 
NA FAIXA DO 
ESPECTRO CORRESPONDENTE À COR VERDE NÃO HÁ ABSORÇÃO 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FONTE: Revista Eletrônica do Vestibular, 2012. 
 
 
 
Assim, como as diferentes substâncias apresentam diferentes padrões de 
absorção, a espectrofotometria aplica-se à identificação das substâncias baseada em 
seu espectro de absorção. Além disso, por meio da espectrofotometria é possível 
também quantificar a substância, uma vez que a quantidade de luz absorvida por ela 
está diretamente relacionada à sua concentração. 
Frequentemente precisamos quantificar substâncias que se encontram 
presentes em misturas complexas ou ainda que não absorvem de modo significativo 
a luz em nenhum comprimento de onda. Assim, é preciso, antes de realizar a medição 
em espectrofotômetro, adicionar à mistura um composto, que dará cor à mesma, e 
cuja concentração é diretamente proporcional à concentração da substância de 
interesse na mistura original. Os métodos colorimétricos mais comumente utilizados 
na rotina laboratorial são: o de biureto, de Lowry e método de Bradford. 
 
 
 
 
 
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Previamente às análises das amostras, devemos medir as absorbâncias para 
o que chamamos de branco, que é uma solução idêntica às amostras, sem, contudo, 
apresentar o soluto que possa absorver a luz. Assim, utilizamos o método para 
descobrir a concentração de dada proteína em solução, o branco não poderá conter 
a proteína. A medida de absorbância do branco deve ser feita, para se eliminar a 
diferença de absorbância devido ao branco, promovendo, então, uma leitura real das 
absorbâncias obtidas para as amostras. 
 
Assim, resumidamente, o que temos até agora no procedimento da técnica de 
espectrofotometria é: 
• A luz emitida passa pelas cubetas; as medições são feitas seguindo 
a ordem branco-amostras; 
• Essa intensidade de luz que atravessou as amostras é medida, nos 
permitindo saber os valores de absorbância. 
Contudo, para realizar a quantificação espectrofotométrica de uma substância 
em solução é preciso antes construir a chamada, curva padrão, que nos permite 
descobrir a constante de proporcionalidade de absorção do método colorimétrico. 
Assim, para construir tal curva, prepara-se uma série de soluções com um composto 
de concentração conhecida, como a albumina, por exemplo. Utilizamos o método 
colorimétrico elegido e realizamos a medição das absorbâncias em um dado 
comprimento de onda. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 12: CALIBRAÇÃO DE UM MÉTODOCOLORIMÉTRICO 
UTILIZANDO-SE ALBUMINA 
 
 
 
FONTE: MARTINS et al., 2006. 
 
 
A curva padrão de calibração, como mostrado na figura acima, nos permitirá 
estabelecer a relação entre absorbância e concentração por meio de uma equação de 
primeiro grau, que, no futuro, permitirá relacionar as absorbâncias obtidas para a 
solução de interesse com a concentração da substância que queremos determinar. 
 
2 CONHECIMENTOS BIOLÓGICOS PARA USO EM LABORATÓRIO 
 
 
Neste segundo módulo do curso de Auxiliar de Laboratório, pretende-se 
apresentar os principais conhecimentos relacionados à área Biológica que costumam 
ser mais frequentemente 
 
exigidos na prática laboratorial. Assim, aprenderemos sobre 
 
 
 
 
 
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Auxiliar de laboratório 
a manipulação de materiais biológicos, métodos e técnicas de pesquisa e 
instrumentos de trabalho (como a microscopia, por exemplo). Com isto, pretende-se 
disponibilizar uma visão ampla da atuação deste profissional que deve possuir 
conhecimentos variados. 
 
 
 TÉCNICAS DE COLETA DE MATERIAIS BIOLÓGICOS 
 
 
O processo de realização de exames clínicos laboratoriais inicia-se com o 
pedido do médico e termina somente com a interpretação dos resultados obtidos nos 
exames. Nesse entremeio, contudo, tem-se a atuação da figura do auxiliar de 
laboratório, no que concerne à coleta das amostras de material biológico a serem 
analisadas, o preparo das amostras (fase pré- analítica), a realização dos testes e 
exames (fase analítica), a análise dos resultados obtidos nos testes, exames, à 
liberação desses resultados e a preparação dos laudos (fase pós-analítica). 
Todo o processo de coleta e análise de materiais biológicos deve ser 
obrigatoriamente precedido da lavagem correta das mãos e uso de luvas. É importante 
lembrar também que após o término do procedimento, a lavagem das mãos é 
imprescindível. 
O sangue, um dos tipos de materiais biológicos mais comuns em análises, é 
formado por duas fases: os elementos figurados (células e plaquetas) e o plasma (fase 
líquida do sangue, na qual os elementos figurados se mantêm em suspensão). Os 
elementos figurados do sangue são representados pelos eritrócitos, os leucócitos 
(neutrófilos, eosinófilos, basófilos, linfócitos e os monócitos) e as plaquetas. 
 
O sangue, quando retirado dos vasos sanguíneos, coagula. Daí a importância 
de se utilizar substâncias conhecidas como anticoagulantes. Dependendo da análise, 
o exame poderá ser realizado no sangue total (hemograma), no plasma ou no soro 
(porção do plasma obtida quando os elementos de coagulação sanguínea não estão 
mais presentes). Quando o teste tiver que ser realizado no soro, esse deverá ser 
 
 
 
 
 
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obtido por meio de coleta em tubo sem anticoagulante, uma vez que é do nosso 
interesse que, para este tipo de exame, ocorra o processo de coagulação sanguínea. 
Já para que se obtenha o plasma, é de nosso interesse que não ocorra à coagulação; 
portanto, a coleta deve ser realizada em tubo contendo anticoagulante. Assim, após a 
coleta do sangue, em tubo apropriado, deve-se fazer o procedimento de 
homogeneização por inversão, de 5 a 8 vezes, a fim de misturar o sangue colhido ao 
anticoagulante, evitando, portanto, a coagulação e a hemólise sanguínea. Na tabela 
abaixo, temos a descrição dos principais tipos de anticoagulantes utilizados e sua 
forma de identificação por meio das tampas dos tubos, bem como suas principais 
aplicações (TOLEDO, 2010). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TABELA 3: QUADRO-RESUMO DOS PRINCIPAIS ANTICOAGULANTES 
UTILIZADOS NA ROTINA DE EXAMES LABORATORIAIS, SUA COR DE 
IDENTIFICAÇÃO E PRINCIPAIS APLICAÇÕES 
 
 
FONTE: Secretaria Municipal de Saúde de São Paulo, 2012. 
 
 
 
Assim, após a homogeneização da amostra, o plasma e o soro sofrerão 
processo de centrifugação. O sangue total utilizado em análises não costuma ser 
centrifugado, justamente, porque objetivamos ter todos os elementos do sangue 
presentes e não separá-los. Na figura abaixo, segue as imagens do que se espera 
obter nos tubos após o processo de centrifugação 
 
FIGURA 13: IMAGENS OBTIDAS NOS TUBOS DE COLETA APÓS O 
PROCESSO DE CENTRIFUGAÇÃO 
 
 A B C 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Quando se objetiva obtiver o soro sanguíneo (A), o plasma sanguíneo (B) e, no 
caso de sangue total (C), que não sofreu centrifugação. 
FONTE: TOLEDO, 2010. 
 
 
A coleta de material microbiológico tem o objetivo de identificar os agentes 
infecciosos e o perfil de sensibilidade a antimicrobianos. A coleta deve ser realizada 
em um sítio ou local do corpo representativo do processo infeccioso a ser investigado. 
Assim, é recomendável, por exemplo, a remoção de crostas de feridas, já que as 
melhores amostras microbiológicas se encontram abaixo da mesma. Como 
mencionado acima, quando tratamos da coleta sanguínea, a higiene das mãos é 
fundamental e os instrumentos utilizados devem ser estéreis e os frascos de boca 
larga, para evitar ao máximo a contaminação com micro-organismos que não sejam 
representativos do processo infeccioso. O tempo máximo entre o processo de coleta 
e o início das análises é típico para cada material. Na tabela abaixo, veremos isso em 
mais detalhes. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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TABELA 4: FORMAS DE ACONDICIONAMENTO E TEMPO MÁXIMO PARA A 
RECEPÇÃO DA AMOSTRA PARA ANÁLISE 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
No que se refere às fontes de obtenção e métodos de análise destes materiais 
biológicos com fins de investigação microbiológica, tem-se as seguintes 
recomendações: 
• Hemocultura: coleta de sangue, em que são utilizados frascos com meio 
de cultura com aspiração a vácuo; útil para hemocultura de leveduras, fungos ou 
bactérias. 
 
• Secreção de ferida cutânea ou cirúrgica, abscesso ou fístula: o material 
deve ser coletado, preferencialmente, após lavagem da lesão com soro fisiológico; a 
coleta pode ser feita por aspiração da secreção ali presente ou do líquido não drenado 
(por meio de seringa e agulha estéreis) ou ainda com swab. 
• Fragmento de tecido: em se tratando de feridas ou lesões cutâneas é 
recomendado o cultivo de pequeno fragmento do tecido (biópsia), mas ainda poderá 
ser utilizado o swab. 
 
• Urocultura: a urina na bexiga é estéril; entretanto, dependendo do 
modo de coleta, pode ocorrer sua contaminação com a microbiota uretral. Para tentar 
minimizar essa contaminação, o modo mais recomendado de se realizar a coleta é 
por meio da coleta de urina de jato médio. 
• Liquor: a punção para obtenção do liquor é feito na coluna lombar 
 
 
 
 
 
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e exige condições estritas de assepsia; a recomendação é que a coleta já seja 
realizada no próprio meio 38 
de cultura; além disso, o liquor não deve ser armazenado sob refrigeração, uma 
vez que 
algumas bactérias não resistem a temperaturas muito baixas. 
• Fezes: devem ser coletadas, preferencialmente, no início na fase 
aguda da doença, quando os agentes infecciosos costumam estarem presentes em 
maior número. Havendo porções mucosas ou sanguinolentas nas fezes, deve-se dar 
preferência à coleta das mesmas (DUTRA, 2002). 
 
MANUTENÇÃO DE BIOTÉRIO E MANEJO DE ANIMAIS DE LABORATÓRIO 
 
 
A experimentação animal teve início com os antigos gregos e romanos, mas 
somente nos séculos XVIII e XIX progrediu, a partir de uma prática relativamente 
incomum até o embasamento científico. Hipócrates traçava relações entre os órgãos 
humanos doentes e os de animais. Pitágoras já acreditava que a amabilidade com 
todas as criaturas de origem não humana era nosso dever. Galeno realizou 
vivisecções com propósitos experimentais,observando variáveis em função de 
alterações provocadas nos animais. Admite-se que a primeira pesquisa científica que 
utilizou animais de maneira sistemática ocorreu em 1638, tendo sido realizada por 
William Harvey. A publicação, por Charles Darwin, do livro “A Origem das Espécies” 
em 1859 estabeleceu os vínculos entre as diferentes espécies animais, o que 
possibilitou a extrapolação dos resultados obtidos em pesquisas com animais para os 
seres humanos (POLITI, et al., 2008). 
 
Paralelamente, a essa evolução no uso de animais em pesquisas científicas 
também evoluíram os movimentos contra esse uso de animais. No século XVIII, 
principalmente na Europa, a elite social questionava o modo como os animais 
eram maltratados em pesquisa científica e no século XX se intensificaram ainda mais 
as divergências e os debates em torno da questão da experimentação animal e o uso 
 
 
 
 
 
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ético dos animais. Um marco no estabelecimento de limites ao uso de animais na 
experimentação e no ensino foi aquele que envolveu Claude Bernard. 
Esse fisiologista em 1860 fez uso do cão de estimação de sua filha em uma 
aula. Assim, sua esposa fundou a primeira associação de defesa de animais de 
laboratório. Os processos de crítica ao uso de animais fizeram surgir, então, práticas 
menos exploradoras dos animais com fins de pesquisa. Em 1959, o zoologista William 
Russell e o microbiologista Rex Burch publicaram um livro no qual estabeleciam os 
três Rs das pesquisas com animais: replace (substituir), reduce (reduzir) e refine 
(refinar). Essa pode, então, ser considerada uma das primeiras tentativas de 
sensibilização dos procedimentos de experimentação animal (POLITI, et al., 2008). 
No Brasil, pode-se observar que muitas instituições, principalmente as que 
produzem imunobiológicos e fármacos, também estiveram imersas nesses 
movimentos de manifestação ética quanto ao uso de animais, como representado 
pelas campanhas contra a febre amarela e a varíola, que culminaram na revolta da 
vacina em 1904. 
Em nosso país, a primeira manifestação legal sobre o bem-estar dos animais 
corresponde ao Decreto Federal nº 24.645, de 1934, no qual eram estabelecidas 
penas que variavam desde multas a prisões para infratores que houvessem praticado 
atos de abuso ou crueldade contra os animais, fossem em pesquisas científicas ou 
mesmo na convivência cotidiana com os animais. Após isso, somente em 1991, o 
Colégio Brasileiro de Experimentação, que agora passou a denominar-se Sociedade 
Brasileira de Ciência de Animais de Laboratório, elaborou uma série de 12 artigos 
conhecidos como os Princípios Éticos na Experimentação Animal. Em 1998, com a 
Lei de Crimes Ambientais (Lei nº 9605), regulamentada pelo Decreto nº 3179 de 1999, 
foram adotadas noções contidas nos conceitos de 3Rs acima mencionados. Mais 
recentemente tivemos a aprovação da Lei nº 11794 de 2008, regulamentada pelo 
Decreto nº 6899 de 2009, que estabelece a implantação do Conselho Nacional de 
Controle de Experimentação Animal (CONCEA), das Comissões de Ético no Uso de 
Animais (CEUAS), e procedimentos e responsabilidades quanto ao uso de animais de 
laboratório (POLITI, et al., 2008). 
No final dos anos 1990, o Brasil ingressou de forma definitiva no campo das 
 
 
 
 
 
38 
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pesquisas
 
e do desenvolvimento científico, que invariavelmente dependem do uso de 
animais de laboratório. Mas, esse processo de inserção do Brasil nesse campo requer 
ainda sua atenção com as questões de biossegurança, definidas como sendo o 
conjunto das ações voltadas para a prevenção ou eliminação dos riscos à saúde do 
homem, dos animais e do ambiente associados a essas atividades. 
As instituições de pesquisa, muitas vezes, necessitam de grandes quantidades 
de animais, inclusive livres de patógenos. Dessa forma, surge o biotério, que se 
destina à criação e à manutenção de animais de laboratório em condições sanitárias, 
dentro de padrões estabelecidos, com o objetivo de utilizá-los nas pesquisas 
científicas, na preparação de imunobiológicos, em exames toxicológicos ou ainda no 
controle de qualidade de itens como alimentos, medicamentos ou vacinas. Outra 
aplicação dos biotérios se refere também ao seu uso em pesquisas de caráter 
pedagógico, tanto no nível de graduação quanto no nível de pós- graduação. Isso 
porque, nas aulas práticas a atividade experimental realizada, frequentemente com 
roedores, faz parte da rotina de estudos nesses cursos e fundamentam a 
compreensão daquilo que é visto nas aulas teóricas. Sabe-se que os fatores 
ambientais influenciam de forma direta os resultados das pesquisas e, por isso, o 
biotério deve ser sempre mantido dentro das especificações e normas sanitárias. 
Os biotérios podem ser classificados segundo a sua finalidade. Assim, os 
biotérios de criação são aqueles nos quais são produzidas e mantidas as matrizes das 
linhagens, com um rigoroso controle quanto à saúde dos animais e esquemas de 
cruzamentos objetivando manter as características genéticas e assegurar os padrões 
de qualidade. Já os biotérios de produção são aqueles destinados à criação de 
grandes quantidades de animais, a partir de matrizes vindas dos biotérios de criação, 
com fins de atendimento às necessidades de pesquisa. Os biotérios de 
experimentação se destinam a receber os animais provenientes dos biotérios de 
produção e utilizá-los em procedimentos de experimentação. 
Algumas diretrizes básicas norteiam os procedimentos de utilização de animais 
em experimentação laboratorial. A generalização de que os conhecimentos obtidos 
em quaisquer animais podem ser extrapolados para os seres humanos não deve 
servir de justificativa para qualquer experimento. A pesquisa com animais de 
 
 
 
 
 
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laboratório deve ser avaliada do ponto de vista da geração do conhecimento, da sua 
exequibilidade e de sua relevância. Assim, os comitês de ética em pesquisa servem 
justamente para realizar essa avaliação de maneira adequada. 
O animal de laboratório deve ser visualizado como um reagente biológico e, 
como já mencionado, os fatores ambientais podem alterar os resultados dos 
experimentos realizados com os mesmos. Assim, é primordial a manutenção de 
condições ambientais estáveis nos biotérios, o que irá garantir a reprodutibilidade dos 
resultados dos experimentos. Quanto ao espaço físico destinado ao manejo dos 
animais, as gaiolas apresentam dimensões próprias para o uso de cada animal, como 
demonstrado na Tabela 5. As gaiolas podem apresentar filtros (microisoladores) para 
a proteção dos animais, principalmente aqueles imunodeficientes, ou mesmo o agente 
operador que lida com os animais, prevenindo infecções. 
 
TABELA 5: CAPACIDADE DE ANIMAIS POR CAIXA (RELAÇÃO ENTRE 
DIFERENTES ESPÉCIES E TAMANHOS DE CAIXAS) 
 
 
FONTE: PAIVA et al., 2005. 
 
 
Os animais apresentam a particularidade de captar frequências sonoras 
superiores ou inferiores àquelas percebidas pelos ouvidos humanos. Sendo assim, é 
importante evitar alterações bruscas na intensidade dos sons nas proximidades do 
biotério, uma vez que isso pode estressar os animais e, com isso, induzir alterações 
imunológicas ou metabólicas que, certamente, influenciarão os resultados 
experimentais obtidos. 
 
 
 
 
 
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A contenção física depende do corpo do animal. Em roedores, por exemplo, ela 
é
 
frequentemente realizada por meio da base da cauda, que é utilizada para 
suspender o animal, retirando-o das caixas, por exemplo. Após isso, apoia-se o animal 
em uma superfície, preferencialmente, onde o mesmo possa se agarrar, como a 
própria tampa da gaiola ou caixa. Em animais de pequeno porte, como camundongos, 
é frequente se utilizar da pegada da pele da região posterior (dorso) cervical, puxando-
a comos dedos, indicador e polegar, e da fixação da cauda com os demais dedos e 
a palma da mão. No caso de animais maiores, como os ratos, prende-se o mesmo 
com a mão na região dorsal da caixa torácica e segurando sua cabeça com os dedos, 
indicador e polegar (PAIVA et al., 2005). 
Quanto às vias para administração de drogas em animais, tem-se a via oral ou 
gavagem, em que se introduz a substância na cavidade oral do animal por meio de 
agulha apropriada (de formato curvo e ponta arredondada) com o animal consciente. 
O volume máximo introduzido em roedores é de 1 mL de solução para cada 100 g de 
massa corpórea, em se tratando de solução não aquosa; no caso de solução aquosa, 
a relação passará a ser de 2 mL de solução para cada 100 g de massa corpórea. A 
via subcutânea deve ser utilizada com o uso de agulha hipodérmica, que transpassa 
a derme, normalmente produzindo pouca dor e realizada com os animais conscientes. 
Na via intramuscular, devem ser utilizadas agulhas similares àquelas 
empregadas na via subcutânea e não inseridas muito além de 5 mm de profundidade 
no corpo do animal. No caso da via endovenosa, a recomendação é que se evite o 
uso de substâncias irritantes e que o veículo seja do tipo aquoso. Como, geralmente, 
se faz a aplicação na veia da cauda, para melhorar sua visualização recomenda-se 
mergulhá-la em água quente (40 – 50 ºC) por alguns segundos. Já a via intraperitoneal 
é, normalmente, a mais utilizada para injeção de substâncias em roedores. Nesse 
caso, a imobilização é um pré-requisito básico para o sucesso da técnica (PAIVA et 
al., 2005). 
A anestesia deve ser utilizada em experimentação animal sempre que o 
procedimento a ser realizado implique em dor ou desconforto aos animais, como 
cirurgias, manipulação de regiões de necrose, coleta sanguínea por via intracardíaca 
e periorbital. Em relação às técnicas anestésicas mais comumente empregadas em 
 
 
 
 
 
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animais de laboratório, tem-se: diazepan, acepromazina, quetamina, xilazina, 
pentobarbital, atropina (PAIVA et al., 2005). 
Em relação à eutanásia (forma de abreviação da vida de um ser vivo, sem dor 
ou sofrimento), essa se torna uma opção em razão do término do experimento, com o 
intuito de obter material biológico (tecidos) para pesquisa, quando o animal está sob 
estresse, dor ou sofrimento excessivos, quando os animais não estão mais aptos à 
reprodução e quando passam a apresentar características que não são mais 
desejáveis ao biotério. Mais especificamente em relação ao procedimento da 
eutanásia, devem ser observados certos critérios para a manutenção do bem-estar 
animal durante a sua realização, como: 
 
• Utilização de um método que não preveja dor e cause um mínimo de 
sofrimento. 
• A inconsciência e a morte do animal devem ser atingidas de forma 
rápida. 
• Devem-se evitar contenções, para minimizar o estresse, e a 
excitabilidade do animal 
• O método de eutanásia escolhido deve ser adequado à idade e ao 
estado de saúde do animal, além de fácil de administrar e seguro para o operador. 
• A técnica deve ser realizada distante dos demais animais. 
 
 
 
Após um procedimento de eutanásia, é necessário realizar a confirmação da 
morte antes de descartar os cadáveres. Esse procedimento de confirmação pode se 
dar por sangria, evisceração, congelamento ou decapitação. 
Para realizar a eutanásia muitos métodos são utilizados. Os métodos físicos, 
normalmente, são aceitos com contestação e, em razão disso, só devem ser utilizados 
quando não puderem ser usados os métodos químicos. Constituem métodos físicos 
de eutanásia: o deslocamento cervical, decapitação, congelamento rápido (utilizando-
se nitrogênio líquido) e exsanguinação. Já os métodos químicos são mais 
 
 
 
 
 
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recomendáveis por não causarem trauma aparente ao animal. São realizados com o 
uso de agentes farmacológicos inalantes e não inalantes. Consideram-se agentes 
inalantes os: anestésicos voláteis, halotano, enflurano e isoflurano, dióxido de carbono 
e monóxido de carbono. Já os agentes não inalantes são, mais Quanto aos animais, 
mais propriamente, esses, dependendo da finalidade de sua utilização na pesquisa 
científica devem apresentar determinadas características genéticas e sanitárias, que 
devem ser avaliadas regularmente, de modo a garantir e manter os padrões de 
qualidade. Em relação à caracterização genética dos animais existem dois tipos de 
linhagens: a inbred e a outbred. Os animais outbred se caracterizam como sendo 
animais de linhagens geneticamente heterozigotas para diversos alelos, sendo 
mantidas no biotério em esquema de cruzamento aleatório. Já os animais inbred são 
obtidos pelo acasalamento entre irmãos por mais de 20 gerações, sendo, portanto, 
homozigotos para praticamente todos os pares de alelos. Quanto aos padrões 
sanitários dos animais, têm-se os: 
• Animais convencionais: animais criados em gaiolas abertas com fluxo 
liberado de pessoas e materiais, sem a existência de qualquer barreira sanitária para 
impedir a introdução de agentes externos, sendo, portanto, susceptíveis a 
contaminações e infecções; 
• Animais SPF (animais specific pathogen free ou livres de patógenos 
específicos): são aqueles animais criados em biotérios que dispõem de barreiras 
sanitárias ou que são mantidos em gaiolas que impedem o contato com agentes 
patogênicos; apresentam microbiota controlada. 
• Animais axênicos: são aqueles criados e mantidos em estruturas 
isoladas (isoladores), que os mantêm livres de micro-organismos. 
• Animais gnotobióticos: são aqueles animais criados e mantidos como os 
animais axênicos (em isoladores), mas que, geralmente, apresentam alguns micro-
organismos não patogênicos adicionais. 
• Animais com microbiota definida associada: são aqueles animais criados 
como os axênicos (em isoladores), mas que, posteriormente, são intencionalmente 
infectados com micro-organismos, patogênicos ou não. 
• Animais mantidos em barreiras: são aqueles animais criados como tendo 
 
 
 
 
 
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uma microbiota definida, mas que, posteriormente, serão removidos dos isoladores e 
mantidos em biotério com barreiras sanitárias definidas, a fim de que possam ser 
monitorados quanto à presença de micro-organismos inoculados ou adquiridos de 
forma acidental. 
 
• Animais monitorados: são aqueles animais criados e mantidos em um 
sistema de barreira de baixa segurança e que se mantém livres da maioria dos micro-
organismos patogênicos, sendo monitorados quanto a isso constantemente (POLITI 
et al., 2008). 
 
FIGURA 14: PADRÕES SANITÁRIOS DE CRIAÇÃO DE ANIMAIS DE 
LABORATÓRIO 
 
 
 
 
FONTE: POLITI et al., 2008. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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 CULTIVO DE CÉLULAS 
 
Conceitua-se cultura ou cultivo celular como sendo o conjunto de técnicas que 
permitem manter células, que ainda detêm características próprias, isoladas fora do 
organismo original. Com a advento das técnicas de cultivo celular foi possível ampliar 
a pesquisa em laboratório em relação a diversas áreas, como: nas análises de 
expressão gênica, nos experimentos que avaliam o tráfego de substâncias através da 
membrana, mecanismos de sinalização celular e transdução de sinal, interação célula-
célula e célula-matriz extracelular, carcinogênese, terapia gênica (células tronco), 
avaliação da ação de fármacos, entre outras. 
O cultivo celular apresenta muitas vantagens em pesquisa, se comparado ao 
uso de organismos como um todo. Isso porque, a maioria dos tecidos de animais e 
plantas consiste de uma multiplicidade de diferentes tipos celulares, enquanto que na 
cultura celular podem ser crescidas células de um único tipo com propriedades 
específicas e podem também ser obtidos clones celulares, o que facilita o controle das 
variáveisexperimentais. Além disso, as condições experimentais podem ser 
facilmente controladas em um cultivo celular, o que não ocorre no organismo. 
Contudo, o processo de cultivo celular também pode apresentar desvantagens, já que 
as células não se encontram em seu ambiente natural e, por isso, suas atividades não 
se encontram reguladas por outras células ou tecidos, como normalmente ocorre no 
organismo. Além disso, a distribuição tridimensional das células e da matriz 
extracelular ao redor influencia diretamente o formato e comportamento das células 
(LODISH et al., 2005). 
Uma cultura celular pode ser dita primária, secundária (ou diploide) e contínua, 
em razão da fonte de células que a compõe. Assim, em uma cultura primária as células 
iniciais foram obtidas a partir dos próprios tecidos de um dado organismo. Já a cultura 
secundária é obtida por meio da remoção de células de uma cultura primária. Em uma 
linhagem contínua, têm-se células que escaparam do controle exercido no ciclo celular 
e não sofrem senescência, isto é, com o tempo não perderão sua capacidade 
proliferativa, como seria esperado em célula em condições normais (PINTO et al., 
2012). 
 
 
 
 
 
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TABELA 6: PRINCIPAIS CARACTERÍSTICAS DAS LINHAGENS CELULARES 
PRIMÁRIAS, SECUNDÁRIAS E CONTÍNUAS 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FONTE: PINTO et al., 2012. 
 
 
 
Invariavelmente, os estudos que envolvem cultivo celular objetivam realizar 
experimentos em um tipo celular específico. Com isso, para obter o tipo celular de 
interesse é preciso dissociar as células dos tecidos aos quais estão associadas, 
procedimento denominado isolamento celular. Nesse processo de isolamento celular, 
deve-se primeiro realizar a ruptura das ligações existentes entre as células e entre 
 
 
 
 
 
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essas e sua matriz extracelular envolvente, o que pode ser obtido por meio de 
dissociação mecânica ou química (com o uso de enzimas). 
 
Após isso, devemos separar as células já dissociadas dos restos do tecido, o 
que pode ser feito por centrifugação. Contudo, um único tecido pode apresentar 
diversas populações celulares e, se o objetivo do estudo envolver apenas uma dessas 
populações, devemos, então, separá-las entre si, o que é feito por meio de 
centrifugação em gradiente de densidade. O gradiente pode ser, por exemplo, de 
sacarose, em que cada região do tubo apresenta a solução de sacarose em 
concentração específica. Assim, a amostra com células será separada, com a 
centrifugação, em função desse gradiente e, ao final, em cada faixa do tubo teremos 
uma população celular específica. Esse método de separação das populações 
celulares é o mais simples e comum, mas existem outros que se baseiam no uso de 
anticorpos (LODISH et al., 2005). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 15: REPRESENTAÇÃO GRÁFICA DO GRADIENTE DE SACAROSE 
E A SEPARAÇÃO DE DUAS POPULAÇÕES CELULARES 
 
 
FONTE: Adaptado de LODISH et al., 2005. 
 
Em uma cultura celular a principal finalidade do meio em que as células são 
cultivadas é fornecer às células nutrientes, íons inorgânicos e outros compostos 
essenciais à sua sobrevivência e ao seu pleno desenvolvimento. Para que as células 
se desenvolvam bem em um cultivo é preciso que haja condições osmóticas (pressão 
e pH) no ambiente em que se encontram. Assim, frequentemente, um meio de cultivo 
celular é constituído por: glicose, solução tampão (pH estável entre 7,2 e 7,4), 
indicador de pH (para demonstrar alterações no pH que deve ser mantido estável), 
íons (obtidos pela adição de sais à cultura), vitaminas, aminoácidos, antibióticos e 
água (destilada e deionizada). Na tabela abaixo, tem-se em detalhes os principais 
componentes e mais comumente utilizados em um cultivo celular. 
amostra 
 
gradiente de 
Componente de baixa 
densidade 
Componente de alta 
densidade 
 
 
 
 
 
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TABELA 7: PRINCIPAIS E MAIS COMUMENTE UTILIZADOS COMPONENTES DE 
MEIO DE CULTIVO CELULAR 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Células isoladas, geralmente, são plaqueadas em meio de cultivo líquido, 
dentro de placas ou frascos plásticos especialmente tratados e utilizados unicamente 
para esse fim. Isso porque, diferentemente de leveduras ou bactérias, que podem 
crescer em suspensão, as células animais necessitam de uma superfície sólida para 
se fixarem. As culturas, então, são mantidas em incubadoras nas quais a temperatura, 
atmosfera e umidade são controladas. Os antibióticos são utilizados para se reduzir a 
probabilidade de contaminação da cultura e, com isso, morte das células. Para 
diminuir ainda mais a chance de contaminação, toda a manipulação das células é, 
normalmente, feita em capelas de fluxo laminar, nas quais o ar circulante é filtrado 
para a remoção dos micro-organismos e outros contaminantes. 
O aparato necessário ao cultivo celular resume-se a: 
 
• Câmara de fluxo laminar: local onde devem ser manipulados os meios 
de cultivo e as células (feitos os repiques), evitando contaminação. 
• Estufa de CO2: apresenta as condições ideais para o crescimento 
celular. 
• Centrífuga: para separação das populações celulares (descrito acima). 
• Microscópio invertido: para visualização do crescimento celular ainda no 
cultivo. 
Na figura abaixo, tem-se um esquema resumido de como estabelecer uma 
cultura celular, chamando a atenção para os repiques que são realizados. Isto é, 
quando a cultura celular cresce muito no meio, é preciso dividi-la entre outros meios 
para que continuem a se desenvolver, uma vez que o contato entre as células pode 
induzir uma inibição do crescimento. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 16: ESQUEMA ILUSTRATIVO DO ESTABELECIMENTO DE CULTIVO CELULAR, 
COM REPIQUES 
 
 
 
 
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FONTE: PINTO et al., 2012. 
 
 
 
 
 
2.2 TÉCNICAS DE BIOLOGIA MOLECULAR 
 
Técnicas de biologia molecular 
 
Antes de iniciarmos o estudo das técnicas de Biologia Molecular mais 
comumente empregadas nas atividades desempenhadas pelo Auxiliar de Laboratório, 
devemos entender o processo histórico de evolução desse conhecimento 
relativamente recente. O advento da Biologia Molecular teve início na década de 1940, 
com os estudos sobre a estrutura e função das principais moléculas biológicas (o que 
passou a constituir as bases da biologia molecular que conhecemos hoje). Nesse 
sentido, podemos citar uma das principais descobertas do período, que foi a 
definição de que o DNA era a molécula que continha a informação genética. Anos 
mais tarde, estudos apontaram qual seria a estrutura da molécula de DNA (modelo da 
dupla hélice) e demonstraram que a distribuição dos nucleotídeos que formavam o 
DNA apresentava um padrão, isto é, a quantidade de timina era igual à de adenina e 
a de guanina era igual à de citosina. A partir de então, as descobertas relacionadas à 
 
 
 
 
 
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natureza do DNA foram se intensificando, passando a ser conhecido seu processo de 
autoduplicação, o código genético, o processo de transcrição do RNA e, finalmente, o 
processo de tradução das proteínas. 
 
Dentre todas as propriedades detidas pelos organismos vivos, a 
autorreplicação é a mais relevante e, com o desenvolvimento tecnológico, muitos 
avanços têm sido obtidos quanto ao isolamento, análise e síntese de sequências de 
DNA, à introdução de sequências de DNA recombinantes em células vivas e ao 
controle da expressão dessas sequências. Veremos, então, em maiores detalhes as 
características do DNA, do RNA e das proteínas, que constituem as moléculas chave 
nos estudos que envolvem Biologia Molecular. 
O DNA é formado porseis componentes básicos: uma molécula de açúcar 
(desoxirribose), um grupamento fosfato, e 4 bases nitrogenadas (adenina, timina, 
guanina e citosina) e se organiza na forma de uma dupla hélice. Em cada uma das 
fitas que compõem a dupla hélice do DNA, temos os nucleotídeos, unidades básicas 
de formação da molécula de DNA, e que consiste, cada um, em uma desoxirribose, 
ligada a um fosfato e uma base nitrogenada. As ligações existentes entre os açúcares 
por meio dos grupamentos fosfato são denominadas ligação fosfodiéster. Embora 
esse arcabouço açúcar-fosfato seja muito importante na estruturação do DNA, é nas 
bases nitrogenadas que estão contidas todas as informações que constituem o código 
genético. O RNA, ácido nucleico bastante semelhante ao DNA, difere desse último 
por apresentar-se em fita simples (e não dupla, como o DNA) e por apresentar uma 
base nitrogenada distinta: a uracila, que substitui a timina, não presente. O RNA é 
transcrito a partir do DNA e servirá, posteriormente, como mensageiro para a tradução 
das proteínas. 
A identificação de proteínas e aminoácidos é uma constante em estudos de 
diversas áreas. A maior parte das soluções de proteínas ou aminoácidos é incolor. 
Por conseguinte, sua identificação e quantificação não podem ser feitas diretamente, 
com base em radiação visível. Dessa forma, desenvolveram-se vários métodos de 
quantificação e qualificação dessas substâncias, como o método de eletroforese. 
 
 
 
 
 
 
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Proteínas são substâncias de alto peso molecular, formadas a partir de 
estruturas menores chamadas aminoácidos. Apesar da grande variedade de formas 
e funções que desempenham, as proteínas são sintetizadas a partir de apenas 20 
monômeros diferentes. A combinação desses aminoácidos resulta em um número 
elevado de diferentes proteínas. 
Podem-se classificar as proteínas em simples, quando apresentam apenas 
aminoácidos ou proteínas conjugadas, quando apresentam um grupo prostético (não 
proteico). As proteínas são cadeias de aminoácidos unidos por ligações peptídicas. 
Na realidade, as proteínas são constituídas pela ligação existente entre 20 diferentes 
aminoácidos e o que determina a variabilidade desta classe de moléculas e suas 
funções específicas é sua estrutura tridimensional. Essa estrutura tridimensional é 
determinada pelas interações que ocorrem entre os aminoácidos, quando a cadeia 
formada por ele se dobra sobre si mesma. 
Os aminoácidos são compostos que apresentam um grupo amina (-NH2) e um 
grupo carboxila (-COOH), exceto a prolina que apresenta um grupo –NH–. Sua 
fórmula básica é composta por um C ligado aos grupos amina, carboxila, hidrogênio 
e um grupo variável chamado cadeia lateral ou, simplesmente, grupo R. Os 
aminoácidos são classificados de acordo com a polaridade do grupo R em apolares e 
polares. Nesses últimos, há uma subdivisão em aminoácidos ácidos, básicos e 
neutros. Em pH neutro, esses aminoácidos estarão, respectivamente, desprotonados, 
protonados e sem carga. 
Tanto o DNA, como o RNA, quanto às proteínas são instrumentos importantes 
nas análises de biologia molecular. Atualmente, há diversas técnicas de biologia 
molecular utilizadas em uma ampla gama de propósitos de pesquisa, como em 
Genética de Populações, estudos sobre Evolução ou Filogenia, mapeamento e 
expressão gênica. Assim, daremos início ao estudo tratando da reação em cadeia da 
polimerase (PCR). A tecnologia de PCR, que causou uma verdadeira revolução nos 
estudos na área Biológica, foi concebida por Kary Mullis na década de 1980 e vem 
sendo utilizada tanto em pesquisas que objetivam o entendimento de processos 
biológicos, como no melhoramento genético. Esta técnica envolve a síntese 
enzimática in vitro de milhões de cópias de um fragmento de DNA. 
 
 
 
 
 
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A reação em si, se baseia na associação e extensão enzimática de um par de 
oligonucleotídeos (pequenas moléculas de DNA fita simples) denominados primers, 
que servem para iniciar a reação e especificar a sequência de DNA que é o alvo da 
amplificação. Estes primers são fabricados artificialmente, de acordo com o objetivo 
do usuário, uma vez que suas sequências de nucleotídeos devem ser 
complementares à sequência que se quer amplificar no DNA alvo do estudo. Um ciclo 
de reação de PCR envolve três etapas: a desnaturação do DNA alvo, o anelamento 
deste com os primers e a extensão ou síntese das cópias do DNA alvo. O processo 
de desnaturação se dá pela elevação da temperatura entre 92-95ºC. Para que ocorra 
o anelamento, esta temperatura deverá, então, ser reduzida. Posteriormente, a 
temperatura será novamente elevada aproximadamente 72ºC para que a enzima DNA 
polimerase, responsável pela síntese de DNA, possa realizar a extensão das fitas de 
DNA a partir do ponto em que os primers se ligaram. Esse ciclo será repetido algumas 
dezenas de vezes, produzindo uma quantidade de sequência alvo alguns milhões de 
vezes, maior que a inicial. Essa enorme escala de amplificação das sequências de 
DNA permite iniciar os experimentos com quantidades mínimas de DNA (que não 
seriam suficientes para a realização de nenhuma análise) e concluí- los com grandes 
quantidades que permitem a realização de testes. Após as etapas de amplificação, o 
DNA pode, então, ser detectado em géis de eletroforese corados com corantes 
específicos para DNA (como o brometo de etídio, por exemplo). Abaixo, vê-se uma 
figura com um resumo das principais etapas da reação de PCR (LIMA, 2008). 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 17: ESQUEMA COM RESUMO DAS PRINCIPAIS ETAPAS DA 
REAÇÃO EM CADEIA DA POLIMERASE (PCR) 
 
 
 
 
 
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Graças à denominada tecnologia do DNA recombinante, atualmente é possível 
 
 
 
 
 
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isolar genes em um tubo de ensaio e caracterizá-los como sequências específicas de 
nucleotídeos. Esse conhecimento detido sobre as sequências gênicas é muito útil, na 
medida em que permite sua manipulação para modificar o genótipo (conjunto de 
genes) de um organismo. A introdução de um gene modificado em um dado organismo 
possui, inclusive, aplicações comerciais. O conjunto das técnicas de DNA 
recombinante que alteram o genótipo dos organismos é chamado de engenharia 
genética, sendo o gene transferido denominado transgene, e o produto originado, 
organismo transgênico. Assim, resumidamente, o que ocorre é que, inicialmente, se 
detém fragmentos de DNA contendo o gene de interesse (DNA doador); esses 
fragmentos são inseridos nos cromossomos não essenciais ao organismo 
(plasmídeos) denominados vetores; agora, as moléculas do chamado DNA 
recombinante serão inseridas em bactérias para ser amplificado (GRIFFITHS et al., 
2008). 
No caso das proteínas, estas podem ser separadas e caracterizadas por 
eletroforese, outra importante técnica de Biologia Molecular que se baseia na 
migração de proteínas carregadas por meio de um campo elétrico. Esse 
procedimento, normalmente, não é utilizado para purificar proteínas em grande 
quantidade, porque alternativas mais simples estão disponíveis para a consecução 
desse objetivo. Além disso, o método eletroforético, frequentemente, altera a estrutura 
terciária das proteínas e, com isso, modifica também suas funções. Assim, a principal 
utilidade da eletroforese na rotina laboratorial é como método analítico. Sua vantagem 
é que as proteínas podem ser visualizadas e separadas, permitindo ao auxiliar de 
laboratório estimar rapidamente o número de proteínas diferentes em uma mistura ou 
o grau de pureza de uma determinada proteína em particular. A eletroforese também 
permite a determinação de propriedades das proteínas, como seu ponto isoelétrico e 
seu peso molecular aproximado. 
A eletroforese é realizada em géis constituídos por polímeros unidos por 
ligaçõescruzadas, os chamados géis de poliacrilamida. O gel de poliacrilamida age 
como uma peneira molecular, retardando a migração das proteínas proporcionalmente 
à sua carga e massa. A migração das proteínas também pode ser afetada pela sua 
conformação tridimensional, daí se homogeneizar o processo de migração aquecendo 
 
 
 
 
 
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todas as proteínas antes de aplicá-las no gel, a fim de desfazer as interações entre os 
aminoácidos que promovem a estrutura tridimensional. Um método eletroforético 
comumente empregado para estimar a pureza e o peso molecular faz uso do 
detergente dodecil sulfato de sódio (SDS), que se liga às proteínas de forma 
aproximadamente proporcional ao seu peso molecular, com cerca de uma molécula 
de SDS para cada dois aminoácidos na proteína, contribuindo para um aumento das 
cargas negativas. Além de modificar as cargas, a conformação nativa da proteína 
também é alterada quando o SDS está ligado e, com isso, as proteínas assumem uma 
forma aproximadamente similar, homogeneizando o processo de migração delas pelo 
gel. A eletroforese na presença de SDS apenas separa as proteínas com base em 
sua massa (peso molecular), com os pequenos polipeptídeos migrando mais 
rapidamente. Assim, para visualizar as proteínas é preciso adicionar corante ao gel, 
mais comumente, o Comassie Blue, que se liga às proteínas, mas não ao gel. Por 
meio desse procedimento, é possível, então que o auxiliar de laboratório possa 
monitorar o progresso da migração das proteínas pelo gel e o número de bandas 
visíveis ao final do processo. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 18: FIGURA ILUSTRATIVA DO EQUIPAMENTO DE 
 
 
 
 
 
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ELETROFORESE (A) E DO RESULTADO OBTIDO, AO FINAL DO PROCESSO DE 
MIGRAÇÃO DAS PROTEÍNAS, COM A COLORAÇÃO DO GEL 
 
 
 
 
 
Para identificar o peso molecular de proteínas desconhecidas, é preciso correr 
em um dos poços do gel um marcador de peso molecular (mistura de proteínas com 
peso molecular conhecido adquirido no mercado), que servirá à comparação com as 
bandas obtidas na mistura de proteínas a ser identificada (NELSON & COX, 2006). 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 19: GEL DA ELETROFORESE DE DUAS AMOSTRAS (A E C) 
 
 
 
 
 
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CORRIDAS COM O MARCADOR DE PESO MOLECULAR KALEIDOSCOPE 
 
 
A eletroforese pode ser unidimensional ou bidimensional, se for realizada em 
um ou dois planos de separação, respectivamente. Enquanto a eletroforese 
unidimensional é mais utilizada nas rotinas de separação de proteínas e ácidos 
nucleicos, a eletroforese bidimensional é mais utilizada para proteínas, quando se tem 
uma mistura mais complexa delas. A eletroforese unidimensional se presta à 
separação de proteínas, por meio do gel de poliacrilamida e com a ação do SDS, 
quando elas apresentam massas (pesos moleculares) bastante diferentes entre si, 
mas não consegue separá-las quando elas apresentam massas (pesos moleculares) 
similares (por exemplo, separar em duas bandas no gel uma proteína com 41-kDa e 
outra com 42-kDa). 
 
 
 
 
 
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Assim, a eletroforese bidimensional serve justamente para a separação dessas 
proteínas com massas similares, uma vez que para separá-las, outras características 
físicas precisam ser exploradas. Frequentemente, essa outra característica física é a 
carga elétrica, que é determinada pelo número de resíduos ácidos e básicos presentes 
na proteína. 
Duas proteínas não relacionadas que apresentam massas similares são 
diferenciadas por suas cargas elétricas, já que suas sequências e, portanto, o número 
de resíduos ácidos e básicos será diferente. Dessa forma, na eletroforese 
bidimensional, as proteínas serão separadas, sequencialmente, por sua massa e sua 
carga. 
Nesse procedimento de eletroforese bidimensional, as amostras inseridas no 
gel são submetidas a um gradiente contínuo de pH. Uma proteína irá migrar pelo 
gradiente até atingir seu ponto isoelétrico. O ponto isoelétrico é o pH no qual o balanço 
das cargas da proteína é zero. Essa técnica é tão poderosa que pode isolar proteínas 
que se diferenciem apenas por uma unidade de carga. Após terem sido submetidas 
ao gradiente de pH, as amostras serão, então, submetidas a um campo elétrico (como 
ocorre na eletroforese unidimensional), que objetiva sua separação em função do 
peso molecular. A principal aplicação prática desta técnica consiste na possibilidade 
de comparação entre proteomas (conjunto de proteínas apresentadas por dada 
células) em células diferenciadas e não diferenciadas ou em células normais e 
cancerígenas, já que cerca de 1000 proteínas podem ser individualizadas 
simultaneamente. 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 20: IMAGEM DA OBTENÇÃO DE UM GEL APÓS ELETROFORESE 
 
 
 
 
 
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BIDIMENSIONAL (EM QUE AS PROTEÍNAS SÃO SEPARADAS POR PESO 
MOLECULAR E POR PONTO ISOELÉTRICO) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 FONTE: INFOESCOLA, 2012. 
 
O western blotting é uma variação da técnica de eletroforese e se constitui na 
identificação, com o uso de anticorpos específicos, das proteínas que foram 
separadas em gel de eletroforese. O blot, em si, se refere a uma membrana, 
frequentemente de nitrocelulose. Então, após a eletroforese, o gel de acrilamida é 
incubado juntamente à membrana e, novamente, uma corrente elétrica é aplicada, 
induzindo a movimentação das proteínas do gel para a membrana, onde elas se 
 
 
 
 
 
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aderem. Assim, a membrana de nitrocelulose se torna uma réplica do gel e será 
subsequentemente incubada com o anticorpo específico para identificação das 
proteínas ali presentes. 
 
FIGURA 21: ILUSTAÇÃO DO PROCEDIMENTO DE WESTERN BLOTTING, 
QUE COMBINA DIFERENTES TÉCNICAS PARA DETECTAR PROTEÍNA 
ESPECÍFICA 
 
 
 
 
Os microarrays ou microchips de DNA, outra importante técnica de Biologia 
Molecular mais comumente utilizada em estudos envolvendo Genética, serve para 
uma rápida e simultânea busca ou procura por alguns milhares de genes. Segmentos 
de DNA de genes conhecidos, com dezenas a centenas de nucleotídeos de 
comprimento, são amplificados por PCR e colocados sobre uma superfície, por meio 
de instrumentos robóticos, que acuradamente depositam quantidades ínfimas de 
solução de DNA no chip. Uma vez construído, o chip é submetido a cDNAs (DNA 
sintetizado a partir de RNA, por meio da enzima transcriptase reversa) de um tipo 
 
 
 
 
 
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celular particular, a fim de identificar quais daqueles genes presentes no chip também 
estão presentes e expressos na célula. Essa identificação se dá por anelamento entre 
as sequências nucleotídicas presentes no chip e os cDNAs submetidos a ele. Esta 
técnica é útil, pois permite observar quais genes se encontram expressos em dado 
estágio do desenvolvimento de um organismo. É importante mencionar que, para 
visualizar o processo de anelamento entre as sequências, é preciso que os cDNAs 
adicionados estejam marcados fluorescentemente (NELSON & COX, 2006). 
 
 
FIGURA 22: IMAGEM DE UM MICROCHIP DE DNA, EM QUE AS 
DIFERENTES CORES REPRESENTAM CDNAS DE DIFERENTES POPULAÇÕES 
CELULARES OU DE CÉLULAS EM DIFERENTES ESTÁGIOS DO 
DESENVOLVIMENTO 
 
 
FONTE: COLUMBIA, 2012. 
O FISH (fluorescent in situ hybridization) é uma técnica de biologia molecular 
amplamente utilizada em estudos de citogenética. Por meio desta técnica, o auxiliar 
de laboratório poderá localizar nos cromossomos as posições em que se encontram 
 
 
 
 
 
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localizadas sequências específicas de DNA. Assim, nesta técnica, uma sequência de 
DNA marcada fluorescentemente e utilizada como umprobe para identificar ou 
quantificar sequências complementares em uma amostra de cromossomos presentes 
em uma célula em particular. 
 
 
FIGURA 23: CARIÓTIPO HUMANO COLORIDO COM A UTILIZAÇÃO DA 
TÉCNICA DE FISH 
 
 
 
 
 
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FONTE: QI Educação, 2012. 
 
 
 MICROSCOPIA 
 
A microscopia de luz se constitui em uma técnica indispensável para a rotina 
laboratorial, pois permite o estudo de estruturas e processos biológicos tanto em 
células vivas, como em células fixadas. Os microscópios são instrumentos capazes 
de aumentar significativamente a imagem de uma pequena estrutura, mas a natureza 
da imagem produzida depende do tipo de microscópio utilizado e do modo como o 
material foi preparado para a visualização. As lentes oculares e objetivas são os 
 
 
 
 
 
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principais componentes responsáveis pelo aumento das imagens e uma melhor 
visualização do objeto, o aumento dependerá do contraste e da resolução do 
microscópio. Para compreender melhor o funcionamento do microscópio, passemos, 
então, ao estudo de seus componentes. 
O canhão, o braço e a base do microscópio formam o arcabouço de 
sustentação do microscópio, que provê estabilidade e sustenta, entre outros, os 
componentes ópticos. A intensidade de brilho da lâmpada que gera a iluminação para 
o microscópio pode ser controlada e, acima dessa, há uma lente coletora com um 
diafragma de campo, que possui a função de controlar a área que é iluminada pela 
lâmpada. O diafragma de campo também provê foco e centraliza a iluminação, de 
modo a aproveitar melhor a luz. O condensador ou lente condensadora, quando 
corretamente utilizada, melhora a resolução da imagem a ser obtida, seu contraste e 
a profundidade do campo. O espécime a ser observado, normalmente, contido em 
uma lâmina histológica, é posicionado na platina e movimentado pelo charriot. Já as 
lentes objetivas apresentam a maior responsabilidade sobre o aumento da imagem 
obtida em um microscópio. Além do aumento, a objetiva possui lentes que corrigem 
as aberrações criadas na imagem pela luz. As lentes objetivas, em geral, possuem a 
capacidade aumentar a imagem em cerca de 10 vezes (HARRIS et al., 2006). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 24: PARTES DO MICROSCÓPIO ÓTICO 
 
 
 
 
 
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FONTE: Biologia Celular: construindo conhecimentos, 2012. 
 
De maneira geral, para observação de estruturas em microscopia, é necessária 
a fixação do material (processo por meio do qual se mata a célula, conservando todas 
as estruturas celulares como elas eram enquanto a célula ainda estava viva). 
Dependendo do tipo de corante a ser utilizado posteriormente e do tipo de estrutura 
que se objetiva visualizar, os processos de fixação mais comuns se darão ou com 
soluções de paraformaldeído a 4% (por 10 ou 20 minutos) ou com mistura de etanol-
ácido acético na proporção de 3:1 (por 2 ou 5 minutos). Após a fixação, se faz a 
inclusão do material em parafina ou resina (meio que dará suporte ao processo de 
corte do material, que precisa estar enrijecido para ser cortado). O corte da estrutura 
em micrótomo (aparelho que realiza o corte de seções ultrafinas de tecido) é seguido 
de processamento em xilol e série alcoólica para a remoção da parafina ou resina 
utilizada na inclusão. Após isso, faz-se a coloração do material, dependendo a escolha 
do corante do tipo de estrutura a ser visualizada e do tipo de microscopia a ser 
 
 
 
 
 
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utilizada. 
O processo de magnificação das imagens depende do conjunto de lentes acima 
descritas, que constituem o aparato ótico de cada microscópio. Para produzir um 
aumento total de 1000 vezes na imagem, por exemplo, é preciso utilizar um 
microscópio com lentes objetivas com aumento da ordem de 100 vezes e lentes 
oculares com aumento da ordem de 10 vezes (ALBERTS et al., 2008). 
Entretanto, a propriedade mais relevante de um microscópio não é o aumento, 
mas sim seu poder de resolução. O poder de resolução de um microscópio (menor 
distância que o torna capaz de individualizar dois pontos) é que define a utilização do 
microscópio, no sentido de que cada microscópio é indicado para a observação de 
diferentes estruturas. 
O microscópio ótico, o tipo mais simples e mais utilizado na rotina laboratorial 
possui o poder de individualizar dois pontos que se encontrem a 0,2 μm (200 nm) de 
distância. Assim, não importa quantas vezes à imagem aumentada, o microscópio 
ótico nunca será capaz de individualizar dois pontos que estejam a menos de 0,2 μm 
entre si ou revelar detalhes menores que essa dimensão (LODISH, et al., 2005). 
Em imagens obtidas com o microscópio de contraste de fase, as estruturas 
celulares são iluminadas por anéis de interferência, que são halos concêntricos de 
bandas claras e escuras. Isso gera o contraste pela interferência entre a luz difratada 
e não difratada pela estrutura celular. Quando a luz passa pela célula, a fase de onda 
luminosa varia conforme o índice de refração da célula (a luz que passa por uma 
estrutura densa, como o núcleo, por exemplo, irá se atrasar em relação à luz que 
passou por uma estrutura menos densa como o citoplasma). Essa técnica de 
microscopia é adequada apenas à observação de células individualizadas ou de 
camadas finas de células. Também tem sido bastante utilizada na observação de 
movimentos das grandes organelas celulares em células vivas (ALBERTS et al.,2008). 
 
 
 
 
FIGURA 25: IMAGEM DE UM FIBROBLASTO OBTIDA POR MICROSCOPIA 
 
 
 
 
 
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DE CONTRASTE DE FASE 
 
 
FONTE: ALBERTS et al., 2008. 
 
 
O método mais comumente empregado para localizar proteínas específicas 
dentro de uma célula é por meio do uso de colorações fluorescentes em microscopia 
de fluorescência. Um dado componente é dito ser fluorescente se ele absorver luz em 
um comprimento de onda (comprimento de excitação) e emitir luz em outro 
comprimento de onda. Muitos corantes fluorescentes emitem dentro do comprimento 
de onda da luz visível, mas outros emitem somente em infravermelho. O uso deste 
tipo de microscopia se dá, normalmente, pelo uso de anticorpo específico contra o 
componente celular de interesse (alguma proteína ou o DNA, por exemplo) associado 
a corante fluorescente. Esse microscópio é bastante similar ao microscópio de luz, 
diferindo apenas pelo fato de que a luz que incide no material atravessa uma série de 
filtros (que interceptam a luz antes de chegar a amostra e filtram a luz que é emitida a 
partir da amostra). Os filtros que interceptam a luz antes de chegar à amostra servem 
para selecionar apenas os comprimentos de onda que excitam os corantes 
fluorescentes ali presentes, enquanto que os filtros para a luz emitida só permitem a 
passagem dos comprimentos de onda que o corante excitado emitiu (ALBERTS et al., 
2008). 
 
FIGURA 26: IMAGEM DE UM MELANÓCITO OBTIDA EM MICROSCOPIA DE 
 
 
 
 
 
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FLUORESCÊNCIA (A MELANINA SE ENCONTRA INDICADA NA COR VERDE) 
 
 
FONTE: Ciência Hoje, 2012. 
 
Microscópio confocal se constitui em uma espécie de variante do microscópio 
de fluorescência. Neste tipo de fluorescência, a luz de excitação focalizada a partir de 
um laser ilumina somente uma pequena parte da amostra por um curto espaço de 
tempo e, então, se desloca para outro ponto no plano focal da amostra. A luz emitida 
é “filtrada”, sendo a luz fora de foco excluída do processo de formação da imagem. A 
intensidade de luz desta área focalizada é captada por um fotomultiplicador e a 
imagem formada é, então, armazenada no computador. Nesse tipo de microscopia, é 
possível obter imagens seccionadas da estrutura celular, isto é, o microscópio obtém 
imagem em diferentes planos da mesma estrutura.Daí seu diferencial em relação à 
microscopia de fluorescência convencional, uma vez que permite, no computador, a 
observação em detalhe de diversos planos de foco da estrutura (e não apenas o plano 
mais superficial, observado na microscopia de fluorescência convencional) e a 
reconstrução tridimensional da estrutura observada (ALBERTS et al., 2008). 
 
Por meio da microscopia de fluorescência confocal, por exemplo, é possível 
 
 
 
 
 
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Auxiliar de laboratório 
a discriminação de imagens em profundidade, o que permite determinar a posição 
relativa de elementos dentro de um corpo. Isso torna possível estabelecer o 
posicionamento de determinadas estruturas e, com softwares especiais, até se 
proceder à montagem de um modelo de estrutura tridimensional para o material em 
estudo. Outra grande vantagem deste tipo de microscopia é a exclusão de 
fluorescência fora de foco, o que permite um seccionamento óptico mais claro e livre 
de interferências. Embora a resolução de um microscópio confocal seja muito superior 
à dos microscópios de fluorescência convencional, esses ainda em muito contribuem 
para estudos de estrutura celular, na medida em que permitem o uso de diversos 
fluorocromos e colorações combinatórias que ajudam a discriminar estruturas 
diferentes (ALBERTS et al., 2008). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
FIGURA 27: COMPARAÇÃO DE IMAGEM DE UM EMBRIÃO DE 
 
 
 
 
 
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DROSOPHILA OBTIDAS EM A POR MEIO DE MICROSCOPIA DE 
FLUORESCÊNCIA CONVENCIONAL E EM B COM MICROSCOPIA CONFOCAL 
 
 
FONTE: ALBERTS et al., 2008. 
 
Os fundamentos que caracterizam o microscópio eletrônico são bastante 
semelhantes àqueles da microscopia de luz, diferindo apenas em suas lentes 
eletromagnéticas, que focam elétrons em alta velocidade. Apresenta-se em duas 
variantes: a microscopia eletrônica de transmissão e a microscopia eletrônica de 
varredura. Na microscopia eletrônica de transmissão, os elétrons são transmitidos a 
partir de um filamento e acelerados em um campo elétrico. Uma 
lente condensadora irá, então, focar os elétrons para a amostra, as lentes 
objetivas e projetoras concentram os elétrons que passam pela amostra e os 
direcionam para um detector. Em razão dos elétrons serem absorvidos pelos átomos 
contidos no ar, o espaço entre a fonte de elétrons e o detector deve ser mantido em 
vácuo. 
O limite de resolução do microscópio eletrônico é cerca de 40000 vezes maior 
do que o do microscópio de luz e dois milhões de vezes maiores do que o do olho 
humano. Já a microscopia eletrônica de varredura, permite a visualização de 
 
 
 
 
 
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superfícies do material não seccionado e coberto com metal (normalmente ouro). Um 
feixe de elétrons escaneia rapidamente a amostra, o que excita as moléculas de metal 
que cobrem a superfície, fazendo-as emitir elétrons secundários que serão focalizados 
para um detector. 
Pelo fato do número de elétrons secundários produzidos por uma dada área da 
amostra, depender do ângulo de incidência do feixe de elétrons na superfície da 
amostra, as imagens obtidas por meio de microscopia eletrônica de varredura 
apresentam uma aparência tridimensional. O poder de resolução da microscopia 
eletrônica de varredura é, contudo, bem inferior ao poder de resolução da microscopia 
eletrônica de transmissão (ALBERTS et al., 2008). 
 
FIGURA 28: IMAGEM DE UM CONJUNTO DE CÉLULAS CULTIVADAS (EM 
L, INDICA-SE O PRIMÓRDIO DE UM LÚMEN ORGANIZADO PELAS CÉLULAS) 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 FONTE: ICB – USP, 2012. 
 
FIGURA 29: IMAGEM DE UMA FORMIGA OBTIDA COM MICROSCOPIA 
 
 
 
 
 
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Auxiliar de laboratório 
ELETRÔNICA DE VARREDURA. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 FONTE: Pion, 2012. 
 
Assim, chegamos ao fim do segundo módulo do curso. É imprescindível que os 
conhecimentos até agora adquiridos, relacionados às áreas Química e Biológica, 
possam ser integrados, permitindo ao Auxiliar de Laboratório uma plena atuação no 
exercício de suas tarefas. No próximo módulo, já conhecedores das ações práticas 
realizadas por este profissional em laboratórios, aprenderemos como melhorar a 
qualidade do trabalho e zelar pela sua própria segurança e daqueles que se 
relacionem ao trabalho desenvolvido nos ambientes laboratoriais. 
 
 
 QUALIDADE E SEGURANÇA EM LABORATÓRIOS 
Pela própria natureza do trabalho exercido em um laboratório, neste tipo de 
ambientesempre se estará exposto a algum tipo de risco de acidente, em razão das 
variadas fontes de perigo aí existentes, como por exemplo, radiações ionizantes, 
agentes biológicos patogênicos, substâncias corrosivas ou tóxicas, presença de 
materiais inflamáveis e explosivos, entre outros. Dados estatísticos revelam que boa 
 
 
 
 
 
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Auxiliar de laboratório 
parte dos acidentes ocorridos nestes ambientes ocorre em razão do despreparo ou 
imperícia dos técnicos e auxiliares de laboratório, bem como sua imprudência ou 
negligência durante a rotina de trabalho. 
Dessa forma, podemos perceber que existe uma grande necessidade do 
estabelecimento de normas, que objetivem influenciar nos trabalhadores padrões 
comportamentais mais corretos para a rotina laboratorial, garantindo assim a sua 
própria segurança e a das demais pessoas neste ambiente. De maneira geral, o 
panorama que se tem é que, os profissionais das mais diversas áreas atuantes em 
laboratórios não recebem nas Escolas Técnicas ou Universidades um processo de 
formação adequado sobre a segurança no trabalho em laboratórios. Assim, essa 
capacitação irá se tornar responsabilidade do futuro empregador ou do próprio 
trabalhador, que irá buscar na formação complementar as informações necessárias 
para melhorar a segurança no seu trabalho. Daí a importância desse curso. 
É importante salientar ainda que, segundo a Consolidação das Leis 
Trabalhistas, em seu artigo 163, e a Norma Regulamentadora nº 5 (NR 5) da 
Secretaria de Segurança e Saúde no Trabalho do Ministério do Trabalho e Emprego, 
empresas ou instituições, que se enquadrem nas categorias definidas com base no 
número de empregados, devem constituir uma Comissão Interna de Prevenção de 
Acidentes, a CIPA. A função básica dessa comissão diz respeito à preservação da 
saúde e integridade física dos trabalhadores, por meio da observação e relato da 
existência de condições de risco nos ambientes de trabalho e da prevenção de 
acidentes e doenças decorrentes do trabalho. Além disso, também é função da CIPA 
solicitar e até elaborar medidas que visem à redução ou mesmo à eliminação dos 
riscos existentes nos ambientes de trabalho e neutralizá-los. 
 
No ambiente de trabalho de um laboratório, seja ele de pesquisa clínica ou 
acadêmica, devem ser estabelecidas determinadas rotinas, atitudes, comportamentos 
e ações que visem contribuir para o aperfeiçoamento da segurança nesses ambientes, 
o que denominamos “Boas Práticas de Laboratório” (BPLs). Além destas BPLs, que 
se configuram como práticas de caráter geral, para regular as atividades em 
ambientes de laboratório que trabalham, principalmente, com agentes biológicos tem-
 
 
 
 
 
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se as normas de biossegurança. Neste último módulo, abordaremos em detalhes as 
BPLs mais comumente aplicadas em ambientes de laboratório e também alguns 
aspectos relacionados às normas de biossegurança. 
 
 BOAS PRÁTICAS DE LABORATÓRIO 
 
Podemos definir as BPLs como sendo um sistema de qualidade implantado no 
laboratório com o intuito de planejar, organizar, monitorar e registrar a rotina dos 
procedimentos ali realizados. Essas BPLs se constituem em um conjunto de princípios 
que irãoassegurar a confiabilidade dos resultados obtidos nas pesquisas ou testes 
realizados no laboratório. Em um espectro mais amplo, também podemos considerar 
que as BPLs dizem respeito ao uso correto e seguro de métodos e/ou substâncias 
que interfiram negativamente na saúde humana ou no meio ambiente. (ZOCHIO, 
2009). 
 
Pode-se citar como objetivos da aplicação das BPLs: 
 
▪ Promover a elevação do nível de qualidade do trabalho realizado no 
ambiente de laboratório; 
▪ Aumentar a confiabilidade nos resultados obtidos em experimentos e 
testes realizados no laboratório; 
▪ Aumentar a eficácia dos reagentes, produtos, kits e substâncias 
utilizados; 
▪ Implantar um sistema de controle de qualidade interlaboratorial e definir 
laboratórios de referência; 
▪ Melhorar a qualificação dos técnicos e auxiliares de laboratório; 
▪ Homogeneizar as práticas de laboratório, com fins de garantir a 
reprodutibilidade dos resultados obtidos (ZOCHIO, 2009). 
 
 
As BPLs podem ser divididas em dois grupos principais: as que se referem aos 
 
 
 
 
 
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cuidados pessoais daqueles que atuam em ambientes de laboratório e as que dizem 
respeito ao próprio ambiente do laboratório. 
Assim, em relação aos cuidados pessoais, no ambiente do laboratório 
devemos: 
 
▪ Utilizar sempre avental ou jaleco de algodão grosso, pois esse tecido 
tende a queimar mais lentamente e reagir pouco com determinadas substâncias 
químicas, o que diminui o risco de lesões na pele do trabalhador. Devem possuir 
mangas compridas e comprimento até o joelho, além de serem utilizados sempre 
fechados. Lembrando que, esses itens devem ser despidos assim que o profissional 
deixar este ambiente, evitando, assim o transporte para outras áreas de material 
particulado contaminado ou não presente nesta vestimenta; 
▪ Utilizar sempre calças compridas e sapatos fechados produzidos com 
material não poroso e resistente, evitando danos ao trabalhador em caso de: 
derramamento ou respingo de substâncias tóxicas, ácidas, básicas ou corrosivas; 
acidentes com materiais perfurocortantes ou materiais biológicos contaminados; 
▪ Manter os cabelos sempre presos, evitando a contaminação das 
substâncias que estamos manipulando com as células e a sujeira neles presentes. 
Dependendo da atividade a ser realizada, como o manuseio de medicamentos a 
serem aplicados em pacientes, por exemplo, é ainda obrigatório, além de manter os 
cabelos presos, utilizar o gorro; 
▪ Lavar as mãos constantemente com sabão neutro antes e após todo e 
qualquer procedimento; 
 
▪ Utilizar protetores faciais e/ou oculares (óculos se segurança) sempre 
que houver necessidade de manuseio ou armazenamento de substâncias químicas, 
principalmente as voláteis; 
▪ Utilizar respiradores (máscaras) em casos especiais, como em 
operações de limpeza de almoxarifados de produtos químicos, onde não seja possível 
a utilização de sistema exaustores de ar e no local em que ainda não tiverem sido 
adotadas medidas de proteção coletiva contra os vapores nocivos; 
 
 
 
 
 
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▪ Manter as unhas sempre aparadas, de preferência sem esmalte, no caso 
de trabalhadores que atuam em laboratórios clínicos; 
▪ Evitar o uso de itens de maquiagem na pele, assim como o uso de 
esmaltes nas unhas, já que a maquiagem pode contribuir para o aumento da 
quantidade de material particulado no ambiente, além de facilitar a aderência de 
alguns agentes à pele, causando irritação; 
▪ Evitar o uso de adereços, como joias e relógios, pois esses atuam como 
depósitos de material particulado e micro-organismos; 
▪ Manter a vacinação em dia e complementá-la com outras vacinas não 
previstas no calendário básico de vacinação, principalmente no caso de profissionais 
que atuem em laboratórios dentro de hospitais, por exemplo, já que nesses ambientes 
é frequente a presença de agentes biológicos multirresistentes; 
▪ Evitar o consumo de comida e bebida no ambiente de laboratório, pois o 
derramamento de líquidos ou partículas sólidas atua na atração de insetos ou outros 
animais para o ambiente do laboratório, além de o próprio alimento poder se 
contaminar com material particulado presente no ambiente. Dessa forma, para evitar 
a contaminação do alimento, também não devemos compartilhar freezers, geladeiras 
ou micro-ondas utilizados nos experimentos com os alimentos; 
▪ Evitar o fumo, já que esse não é adequado a nenhum tipo de ambiente 
fechado; 
▪ Manter local adequado para a guarda de objetos pessoais, casacos e 
bolsas, evitando levá-los ao ambiente do laboratório; 
▪ Manter portas fechadas e restringir o acesso de pessoas ao recinto do 
laboratório, uma vez que o número de pessoas e o nível de movimentação das 
mesmas aumenta consideravelmente a quantidade de material particulado no 
ambiente do laboratório; 
 
▪ Manter a atenção durante todo o tempo em que estiver no ambiente do 
laboratório, já que distrações contribuem para a ocorrência de acidentes; 
▪ Utilizar luvas para a realização de todo e qualquer procedimento que 
envolva substâncias químicas ou qualquer outro tipo de agente, inclusive os 
 
 
 
 
 
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biológicos, bem como durante os processos de higienização do ambiente e dos 
utensílios ali utilizados. Quanto ao uso das luvas, a escolha pelo tipo mais adequado 
de luva a ser utilizado irá depender da atividade a ser realizada e do tipo de agente 
e/ou substância manipulado. A esse respeito, tem-se abaixo um quadro-resumo 
quanto às recomendações de uso dos principais tipos de luva utilizados em ambientes 
de laboratório (ZOCHIO, 2009). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
TABELA 8: TIPOS DE LUVA MAIS COMUMENTE UTILIZADOS EM ROTINA 
 
 
 
 
 
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DE LABORATÓRIO E SUAS RECOMENDAÇÕES DE USO E NÃO USO 
 
 
 
 
Já em relação aos cuidados com o ambiente do laboratório devemos: 
 
▪ Remover as luvas sempre que for necessário o contato com superfícies 
de telefones, fechaduras, interruptores e torneiras, evitando a contaminação das 
 
 
 
 
 
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mesmas; 
▪ Utilizar pera para o processo de pipetagem. Nunca devemos pipetar 
líquidos utilizando sucção própria (boca), em razão do enorme risco de aspiração das 
substâncias e contaminação por partículas presentes na pipeta. 
▪ Realizar o descarte de materiais de forma independente. Como veremos 
mais adiante, existe a forma correta para o descarte em função da natureza do 
resíduo. 
▪ Ter cuidado ao desencapar e encapar agulhas. Esses processos devem 
ser realizados da seguinte maneira: para desencapar, basta puxar um pouco a capa 
de proteção da haste da seringa, segurando-a em sua região mediana, e depositá-la 
sobre uma gaze na bancada. Nunca remova por completo com a mão a capa 
protetora. Já para realizar o encapamento da agulha, deve-se “pescar” a capa 
protetora com a agulha e com a mão conectá- la à haste; 
▪ Evitar a ingestão ou inalação de qualquer composto no ambiente do 
laboratório, pois essas ações podem resultar em infecções ou lesões no trato digestivo 
ou respiratório; 
▪ Evitar a formação de aerossóis ou a dispersão de material particulado 
no ambiente. No caso dos aerossóis, recomenda-se que tubos ampola sejam abertos 
envoltos em uma gaze, que irá realizar a absorção dos mesmos; 
▪ Manipular substâncias químicas sempre dentro da capela, evitando a 
inalação de vapores; 
▪ Antes do início de qualquer tipo de procedimento, separar as vidrarias e 
materiais a serem utilizados, preparar as soluções e tirar todas as dúvidas relativas 
ao processo; 
 
▪ Manter todos os materiais fechados ou em uso, bem como os resíduos 
a serem descartados, devidamente identificados, com rotulagem permanente e que 
detenha informações básicas necessárias sobre o conteúdodo recipiente, a fim de se 
evitar acidentes decorrentes do uso incorreto de substâncias; 
▪ Afixar em local de fácil visualização as instruções básicas de BPLs, bem 
como amaneira correta de proceder em casos de acidentes; 
 
 
 
 
 
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▪ Manter desobstruídos os equipamentos de proteção coletiva essenciais 
ao ambiente de laboratório, como lava-olhos, por exemplo, (ZOCHIO, 2009). 
Como visto acima, quando tratamos das boas práticas de laboratório, algumas 
recomendações preveem o uso de determinados equipamentos, os quais podem 
classificar como sendo de uso individual ou coletivo. Esses equipamentos de proteção 
individual (EPIs) ou de proteção coletiva (EPCs) servem à proteção do trabalhador 
contra ameaças à sua saúde e segurança presentes no ambiente de trabalho. Na 
figura abaixo, podemos observar alguns exemplos de EPIs, como: protetor auricular; 
óculos de proteção; luvas; protetor facial; calçado fechado (botas); respirador ou 
máscara. 
 
 
FIGURA 30: PRINCIPAIS EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL 
(EPIS) UTILIZADOS EM AMBIENTES DE LABORATÓRIO 
 
 
FONTE: Universidade Federal Fluminense, 2012. 
 
 
Exemplos de EPCs que devem estar presentes e ser utilizados na rotina de 
laboratório são: capela química; cabine de segurança biológica; luz ultravioleta; 
dispositivos de pipetagem; extintores de incêndio; chuveiro; lava-olhos; kit de 
 
 
 
 
 
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primeiros socorros; sinalizadores de segurança (placas, cartazes de advertência e 
fitas zebradas). Na figura a seguir, podemos visualizar cada um dos elementos 
citados. 
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FIGURA 31: PRINCIPAIS EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO COLETIVA 
(EPCS) UTILIZADOS EM AMBIENTES DE LABORATÓRIO 
 
 
Adaptado de Universidade Federal Fluminense e Fundação Oswaldo Cruz, 
2012. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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BIOSSEGURANÇA 
 
O termo biossegurança se refere ao conjunto de ações e práticas que objetivam 
a prevenção, minimização e eliminação dos riscos para a saúde humana e dos 
animais e a proteção ao meio ambiente. 
 
Os laboratórios, sejam eles destinados a experimentos de natureza química ou 
biológica, apresentarão sempre uma infinidade de situações, fatores e atividades 
que trazem potenciais riscos aos trabalhadores ali presentes e também ao ambiente 
ao seu redor. Tais riscos, dependendo da intensidade da exposição ao mesmo, 
poderão resultar em alterações leves, moderadas ou até mesmo graves no organismo. 
Assim, devemos pautar nossas ações dentro do laboratório de forma a seguir as 
normas de biossegurança. No Brasil, tais normas só se encontram formatadas 
legalmente no que se refere ao uso de organismos geneticamente modificados 
(OGMs), tendo sido definidas pela Comissão Técnica Nacional de Biossegurança 
(CTNBio). A CTNBio é uma instância colegiada multidisciplinar, cuja finalidade básica 
se resume a prestar apoio técnico consultivo e assessoramento ao Governo Federal 
na formulação, atualização e implementação da Política Nacional de Biossegurança 
relacionada aos OGMs. 
Segundo especialistas, na área de Biossegurança, não importa o quanto são 
desenvolvidas e eficazes as tecnologias disponíveis para minimizar ou eliminar os 
riscos, se o comportamento dos profissionais atuantes nesses ambientes não for 
modificado, daí a importância da realização de treinamentos e o acesso às 
informações no que se refere à Biossegurança em laboratórios. 
No ambiente laboratorial há diversas categorias de riscos: ergonômicos, físicos, 
químicos e biológicos. Veremos agora, em detalhe, cada um deles. 
Os riscos ergonômicos são aqueles que afetam a integridade física ou mental 
do trabalhador, proporcionando-lhe desconforto ou doença. São exemplos de riscos 
ergonômicos: o esforço físico, a postura inadequada, o levantamento de peso, a 
situação de estresse, o controle rígido de produtividade, o trabalho durante o período 
noturno, o prolongamento da jornada de trabalho, a monotonia e a repetitividade, bem 
 
 
 
 
 
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como a imposição de uma rotina intensa de trabalho (ODA & ÁVILA, 1998). 
Já os riscos físicos, são aqueles provenientes das diversas formas de energia, 
como: umidade, ruídos, vibrações, pressões anormais, temperaturas extremas, 
radiações (ODA & ÁVILA, 1998). 
 
Os riscos químicos são aqueles oriundos da exposição a substâncias químicas 
e que podem causar danos físicos ou ainda prejudicar a saúde do trabalhador. Os 
danos físicos associados à exposição a algum tipo de substância química podem se 
caracterizar por: irritação da área exposta e queimaduras. Podem ainda incluir os 
incêndios e explosões resultantes do uso dessas substâncias. São considerados 
como agentes de risco químico todas as substâncias, produtos ou compostos que 
penetrem no organismo por via respiratória (poeiras, gases, neblinas, vapores ou 
aerossóis), pelo contato com a pele ou por ingestão (ODA & ÁVILA, 1998). 
Os riscos biológicos decorrem do contato com micro-organismos que podem 
causar doenças ao homem. São subdivididos nas seguintes categorias, definidas em 
função do risco representado pelo agente biológico: 
• Classe 1: agentes que não representam riscos ao manipulador, nem à 
comunidade, ou ainda que representem risco baixo para ambos. Exemplo: E. coli. 
• Classe 2: agentes biológicos que representam risco moderado para o 
manipulador e risco baixo ou fraco para a comunidade. Caracteriza essa classe ainda 
o fato de haver tratamento disponível, representado por medidas terapêuticas e 
profiláticas eficientes, contra o agente em questão. Exemplo: Clostridium tetani. 
• Classe 3: agentes biológicos que representam risco grave para o 
manipulador e risco moderado para a comunidade, provocando lesões ou sinais 
clínicos graves e nem sempre havendo tratamento disponível. Exemplo: vírus HIV. 
• Classe 4: nesta classe os agentes biológicos representam risco grave 
para o manipulador e para a comunidade, não havendo qualquer tratamento 
disponível e seriamente preocupantes, em caso de propagação. Exemplo: vírus Ebola 
(ODA & ÁVILA, 1998). 
Em razão do tipo de atividade desempenhada pelo profissional em cada 
laboratório, esse estará mais exposto a um ou outro tipo de risco. Assim, aconselha-
 
 
 
 
 
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se que cada laboratório desenvolva seu próprio manual de biossegurança com as 
ações básicas relacionadas à prevenção dos tipos de risco mais prevalentes naquele 
ambiente. 
Nesse sentido, também é interessante a redação de Procedimentos 
Operacionais Padrão (POPs), que são protocolos em que se descrevem 
detalhadamente as atividades realizadas no laboratório, desde o preparo de amostras 
até a divulgação de resultados, dando especial ênfase ao uso dos equipamentos, 
procedimentos técnicos e as atitudes a serem tomadas em caso de acidentes. O 
objetivo principal dos POPs é padronizar todas as atividades típicas do laboratório, no 
intuito de que todos os profissionais reproduzam os procedimentos do modo mais 
semelhante possível. Isso é importante, porque traz mais confiabilidade aos 
resultados obtidos nos testes e previnem o mau uso dos equipamentos e a ocorrência 
de erros procedimentais, que, em geral, aumentam o risco de acidentes. Os POPs 
devem ser redigidos da forma mais clara e completa possível, possibilitando a 
compreensão por todos os profissionais atuantes no laboratório. Eles devem ser 
regularmente atualizados e ser disponibilizados a todos os trabalhadores, bem como 
estarem disponíveis para consulta em local de fácil acesso no laboratório. 
Já no que se referem ao descarte dos resíduos sólidos produzidos no ambiente 
do laboratório, esses podem ser classificados em diferentes categorias, conforme sua 
natureza: 
• Grupo A: resíduos sólidos em que, possivelmente, hajaa presença de 
agentes biológicos, representando potencial risco de infecção. 
• Grupo B: resíduos sólidos que contenham substâncias químicas que 
representem risco à saúde pública ou ao meio ambiente, considerando-se 
características como inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade. 
• Grupo C: resíduos sólidos que possam conter radionuclídeos. 
• Grupo D: resíduos sólidos que não apresentem riscos biológicos, 
químicos ou físicos. Equivalem, portanto, aos resíduos domiciliares. 
• Grupo E: constituído por materiais perfurocortantes ou escarificantes, 
como por exemplo, lâminas de bisturi, agulhas, ampolas, pipetas, entre outros 
(COELHO, 2012). 
 
 
 
 
 
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Os resíduos pertencentes ao grupo A devem ser acondicionados em sacos 
brancos com indicação de risco biológico. No caso de tais resíduos terem sofrido 
tratamento prévio ao descarte, objetivando a minimização ou mesmo eliminação dos 
micro-organismos ali presentes, seu acondicionamento deve se dar em sacos 
impermeáveis e sua classificação alterada para o grupo D (resíduos domiciliares). Os 
resíduos sólidos do Grupo B devem ser descartados conforme sua natureza química, 
isto é, como substâncias tóxicas, corrosivas, irritantes, inflamáveis, entre outras. 
 
Frascos de reagentes podem ser utilizados para descarte, mas somente para 
o acondicionamento da mesma substância e não de substância diversa da que 
inicialmente continha. Os resíduos do grupo C devem ser mantidos em recipientes 
indicativos de natureza radioativa até o completo decaimento de sua ação ionizante. 
Após isso, tais resíduos também poderão passar a ser classificados como 
pertencentes ao grupo D (resíduos domiciliares). Alguns resíduos pertencentes ao 
grupo D podem ser destinados à reciclagem. Para facilitação desse processo, o ideal 
é já manter recipientes individuais para sua coleta seletiva. Nesse caso, pode ser 
utilizado o código de cores para identificação dos recipientes: papel (azul), metal 
(amarelo), vidro (verde), plástico (vermelho) e resíduos orgânicos (marrom). Os 
resíduos classificados no grupo E devem ser descartados imediatamente após o uso 
em recipientes rígidos, com identificação específica (inscrição de perfurocortante). 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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FIGURA 32: COLETA SELETIVA 
 
 
Cada cor associa-se a um tipo específico de resíduo, porém, nem todos os 
resíduos pertencentes à determinada classe podem ser reciclados. 
FONTE: Universidade Federal de Santa Catarina, 2012. 
Assim, chegamos ao final do curso. Esperamos ter contribuído para a 
ampliação dos conhecimentos sobre a prática laboratorial na rotina de um Auxiliar de 
Laboratório. Para aprofundar os conhecimentos aqui obtidos, tenha como base as 
referências abaixo indicadas. Até o próximo curso! 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
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Auxiliar de laboratório 
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