Apostila QO623 Farm-cia ano 2024 final

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QO623 
QUÍMICA ORGÂNICA EXPERIMENTAL I 
 
 
 
 
 
 
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE CAMPINAS 
Instituto de Química 
 
 
 
Universidade Estadual de Campinas 
Instituto de Química 
Departamento de Química Orgânica 
 
 
QO-623 
Química Orgânica Experimental 
Curso de Farmácia 
Apostila de análise orgânica e projetos 
 
 
 
Professores responsáveis: 
Prof. Dr. Carlos Roque D. Correia (croque@unicamp.br) – sala D314 
Prof. Dr. Marcus Vinicius S. Seixas (mvseixas@unicamp.br) – sala I-226 
 
Auxiliares Didáticos (PED C): 
Kennedy Daniel de Carvalho Santos (k136421@dac.unicamp.br) 
César Augusto Denadai Zaragoza (c214536@dac.unicamp.br) 
 
1o Semestre de 2024 
mailto:k136421@dac.unicamp.br
mailto:c214536@dac.unicamp.br
1. Calendário de atividades, disciplina QO623: 10 Sem. de 2024 
Aula Data 
Aulas, quartas-feiras (10 às 12h teoria, IQ02); (14 as 18h, lab., LQ07) 
Atividades 
1 06/03 
Apresentação do Curso no IQ02: programa da disciplina, calendário de 
atividades, regras, segurança e avaliação. Atribuição de armários e material de 
laboratório LQ-07. 
2 13/03 
Introdução sobre Análise Orgânica Qualitativa (AOQ). 
Ensaios em amostras conhecidas (padrões positivos). 
3 20/03 
Análises em amostra desconhecida (Amostra A) usando ensaios de gota 
(uma amostra para cada aluno). 
4 27/03 
Apresentação e execução do projeto 1: Extração com Solventes Reativos 
Entrega de relatório sobre amostra desconhecida A 
 
5 03/04 
Apresentação e execução do projeto 2: Acetoaminofeno e fenacetina; parte 1 
Entrega do relatório Extração com solventes reativos 
 
6 10/04 
projeto 2: Acetoaminofeno e fenacetina; parte 2 
. 
7 17/04 
Apresentação e execução do projeto 3: síntese do antitussígeno Guaifenesina. 
Entrega de relatório sobre acetoaminofeno e dulcina 
 
8 24/04 Prova 1 
9 01/05 Feriado: Não haverá atividades 
10 08/05 
Apresentação do Projeto 4. 
Execução do Projeto 4: extração e resolução dos profenos (ibuprofeno), parte 1 
Entrega de relatório sobre a Guaifenesina 
 
11 15/05 
Execução do Projeto 4: extração e resolução dos profenos, parte 2. 
 
12 22/05 
Execução do Projeto 4: extração e resolução dos profenos, parte 3. 
 
13 29/05 
Apresentação e execução Projeto 5: Terpineol, parte 1 (extração do limoneno) 
 
14 05/06 
Execução Projeto 5: Terpineol, parte 2 (síntese do terpeniol) 
Entrega de relatório sobre os profenos 
 
15 12/06 Execução Projeto 5: Terpineol, parte 3 (síntese do terpeniol) 
16 19/06 Prova 2 
17 26/06 Entrega dos armários e do relatório “síntese do terpeniol” 
 
01 a 
06/07 
Semana de estudos 
 10/07 Exame 
1. Ensaios para a determinação da estrutura de uma 
amostra desconhecida 
 
De posse de uma amostra desconhecida, deve-se seguir uma sequência lógica de testes 
de forma a determinar a sua estrutura. Os ensaios mais comuns estão descritos nesta apostila, 
mas os alunos devem consultar a bibliografia recomendada para encontrar outros testes, 
principalmente o livro do Pavia (Parte Quatro: Identificação de Substâncias Orgânicas, p. 401-
440). 
Atenção! Em hipótese alguma efetuar misturas aleatórias de reagentes. Efetuar 
somente os ensaios descritos na apostila e no livro do Pavia. Caso não encontre algum 
reagente na bateria, NÃO IMPROVISAR! Use os reagentes indicados e nas concentrações 
estabelecidas. Se não estiver certo de algum nome e/ou estrutura, pergunte aos docentes, 
auxiliares didáticos e/ou técnicos do laboratório LQ-07. 
Os descartes devem ser feitos seguindo a recomendação dos técnicos e usando as 
bombonas disponibilizadas para cada tipo de descarte (ácidos, bases, nitrogenados, clorados, 
não clorados, metais pesados, resíduos sólidos, descarte de vidros, etc). Lavar bem todo o 
material na capela (com etanol ou água) antes de proceder a lavagem na pia. 
 
1.1. Observações preliminares 
 
 
1.1.1. Estado físico. A observação do estado físico de uma substância fornece informações 
sobre a força das interações intermoleculares nessa substância e, desta forma, fornecem pistas 
sobre os grupos funcionais presentes na estrutura da molécula em questão. Sólidos apresentam 
forças intermoleculares mais fortes do que os líquidos. 
 
 
 
1.1.2. Cor. A 
observação da cor da amostra orgânica fornece informações sobre a extensão da conjugação na 
molécula. 
 
1.2. Propriedades físicas de um composto 
 
1.2.1. Ponto de fusão e ponto de ebulição. O valor do ponto de fusão (no caso das amostras 
sólidas) e do ponto de ebulição (no caso das amostras líquidas) dá-nos informação sobre a força 
das ligações intermoleculares do composto. A faixa de temperatura obtida nestas medições 
Estado físico 
Sólido Líquido 
indica o estado de pureza do composto: intervalos de fusão de até 2 ºC indicam substâncias 
puras. 
A medida do ponto de fusão deve ser feita em triplicata usando os aparelhos eletrônicos 
disponíveis no laboratório ou o tubo de Thiele. Para o ponto de ebulição, seguir o procedimento 
descrito no material disponibilizado em aula, retirado do livro do Pavia (efetuar triplicata). 
 
1.2.2. Solubilidade. A solubilidade de uma amostra em solventes orgânicos e soluções aquosas 
fornece informações importantes sobre a polaridade do composto, tamanho da cadeia carbônica 
e sobre o grupo funcional principal da amostra (ver figura 1). Estes testes devem ser realizados 
em todas as amostras desconhecidas, porque são testes simples que requerem pouca quantidade 
de amostra e que fornecem informações valiosas sobre a amostra. 
Procedimento experimental. Os testes de solubilidade devem ser realizados em tubos de ensaio 
de vidro, colocando uma ponta de espátula de amostra (ou 1-2 gotas) dentro do tubo, seguida da 
adição de 1-2 mL do solvente a ser testado. Colocar uma rolha no tubo e agitar vigorosamente. 
Observe se a amostra solubilizou e anote no caderno. Note que cada solução a ser usada (cada 
seta do diagrama) tem de ser feita usando uma alíquota nova da amostra. 
Amostra
água
solúvel
insolúvel
papel vermelho 
de tornassol 
azul bases
aminas de baixa 
massa molar
papel azul de 
tornassol 
vermelho ácidos
ácidos carboxílicos 
de baixa massa molar
não muda
de cor
neutro
compostos neutros de 
baixa massa molar
papel de 
tornassol 
solúvel
insolúvel
NaOH 5%
solúvel
insolúvel
ácidos carboxílicos, 
alguns fenóis
ácidos fortes
ácidos fracos fenóis
NaHCO3 5%
solúvel
insolúvel
HCl 5%
bases aminas
solúvel
insolúvel
compostos neutros 
com heteroátomos ou 
ligações múltiplas
Alcenos, alcinos, álcoois, 
cetonas, aldeídos, 
ésteres, éteres, amidas, 
compostos nitro
compostos inertes
Alcanos, haletos de 
alquila, compostos 
aromáticos
H2SO4
 
Figura 1. Classificação dos compostos orgânicos pela determinação da sua solubilidade. 
 
Soluções utilizadas com mais frequência: NaOH 5%, NaHCO3 5%, HCl 5% e H2SO4 
concentrado. 
 
 
 
Explicando os testes de solubilidade: 
 
1. Solubilidade em H2O: 
 
 
 
2. Solubilidade em HCl 
 
Aminas são protonadas nessa condição: 
 
 
 Relembrando a química orgânica básica: Por que aminas aromáticas são mesmo 
básicas do que as alifáticas? Pense no pirrol e na piridina. 
 
3. Solubilidade em NaHCO3 5% e NaOH 5% 
 
Solubilidade em NaHCO3 (base fraca)  ácido forte 
 
Solubilidade em NaOH (base forte)  ácido fraco e forte 
 
 
4. Solubilidade em Ácido Sulfúrico concentrado 
 
 
1.3. Testes para determinação de insaturação 
 
As funções abrangidas: 
 
 
 
Testes de Classificação: 
 
 
 
1.3.1. Teste de ignição. Este teste indica a razão carbono/hidrogênio/oxigênio de uma amostra 
desconhecida. Se a razão carbono/hidrogênio é próximo de um (aromáticos), na maioria dos 
casos será possível observar uma chama amarela fuliginosa mesmo que a molécula contenha 
oxigênio. 
Procedimento experimental. Colocar uma pequena quantidade de amostra numa espátula de 
metal e aproximar a espátula do bico de Bunsenao 
sistema de destilação e iniciar o aquecimento tanto no balão quanto no Kitassato 
(utilizar uma chama mais forte no Kitassato; pode usar chapa de aquecimento se achar 
necessário para aquecer o Kitassato e manta para aquecer o balão com as cascas). 
Colocar um banho de gelo para resfriar o balão de coleta. Após terminada a destilação 
(até que gotículas de óleo não sejam mais tão nítidas no material recolhido - cerca de 
80-100 mL), transferir o líquido para um funil de separação e extrair a fase aquosa com 
diclorometano (3 x 50 mL). Secar a fase orgânica combinada sobre sulfato de sódio 
anidro, filtrar para um balão tarado e remover o solvente sob pressão reduzida. Pesar o 
resíduo e calcular o rendimento obtido (proporção de óleo de laranja em relação às 
cascas utilizadas). Separar uma amostra para a caracterização do óleo (cujo constituinte 
principal é o (+)-limoneno) por cromatografia gasosa acoplada à espectrometria de 
massas, rotação óptica e análise por IV, RMN de 1H e RMN de 13C. 98% do óleo é 
constituído de limoneno. 
Rolha de cortiça
ou borracha
Tudo de vidro
Garra
Água
Cacos de
Porcelana
Mangueira de silicone
Água
Casca de laranja
Condensador
Entrada de água
Saída de água
1
2
Suporte de madeira
Fechar com
tampa de vidro
Fixar a alonga
ao condensador
com elástico
 
Figura 4. Sistema para a destilação a vapor das cascas da laranja. 
Observações: 
-Bico de Bunsen 1 chama forte (azul) 
-Bico de Bunsen 2 chama fraca 
(amarelada) 
 
NOTA: substituir os bicos de Bunsen por placas de agitação/aquecimento. Os bicos 
de Bunsen variam muito em eficiência e trazem alguns riscos relativos a segurança 
no lab. 
Preparação do tricloroacetato de terpineol (2) 
Reação: 
Cl3CCO2H
CH2Cl2 O
O
Cl
Cl
Cl NaOH
MeOH/H2O OH
(+)-limoneno (1) (2) (+)-terpineol (3) 
Esquema 3. Síntese do terpineol (3). 
Em um balão de duas bocas de 100 mL, conectado a um funil de adição e a uma rolha 
esmerilhada, colocar o (+)-limoneno (1) (2,0 g, 14,7 mmol - utilizar o óleo de laranja 
extraído, complementado com material comercial) e diclorometano (10 mL). À parte, 
preparar uma solução de ácido tricloroacético (2,9 g, 17,7 mmol, 1,2 eq. – manipular 
com cuidado, utilizando luvas e óculos de segurança e evitando inalação) em 
diclorometano (5 mL), e transferir para o funil de adição com a ajuda de um funil de 
haste longa. Fechar o funil de adição com uma guarda de cloreto de cálcio, e iniciar a 
seguir um gotejamento lento (cerca de 30 min) da solução ácida sobre a solução com o 
limoneno, mantida à temperatura ambiente e sob agitação magnética constante. Após a 
adição, agitar a mistura por um tempo adicional de 30 min, com acompanhamento da 
reação por CCD (solvente: hexano PA puro, revelação da placa cromatográfica com 
vapor de iodo ou por borrifamento com solução de anisaldeído/ácido acético, seguida 
por aquecimento). Em seguida, transferir a solução de reação para um funil de 
separação, extrair com solução aquosa de bicarbonato de sódio 5% (2 x 10 mL) e a 
seguir lavar com solução aquosa de cloreto de sódio (1 x 10 mL). A fase orgânica deve 
ser seca sobre sulfato de sódio anidro, filtrada e o solvente removido em um evaporador 
rotativo. O material bruto, obtido na forma de um óleo (˜4,14 g), deve ser utilizado 
diretamente na próxima etapa. Além da análise por CCD, guarde uma pequena amostra 
(1 gota) para análise no IV e continue a etapa seguinte. 
Preparação do (+)-alfa-terpineol (3) 
Reação: vide Esquema 1. 
Em um balão de duas bocas de 100 mL conectado a um funil de adição e a uma rolha 
esmerilhada, adicionar o tricloroacetato de terpineol bruto obtido na etapa anterior (4,0 
g) e dissolver em metanol (10 mL). À parte, transferir uma solução aquosa de NaOH 4,5 
mol/L (10 mL) para o funil de adição e, sob agitação constante à temperatura ambiente, 
adicionar gota a gota à solução metanólica. Após a adição (cerca de 30 min), a agitação 
magnética deve ser mantida por 30 min adicionais, com acompanhamento da reação por 
CCD (eluente: hexano:acetato de etila 20%). Uma solução aquosa de HCl 20% (v/v) 
deve ser então adicionada gota a gota, até atingir pH 8-9 (não acidificar demais!). Em 
seguida, a mistura reacional deve ser transferida para um funil de separação e extraída 
com hexano (3 x 10 mL), as fases orgânicas reunidas devem ser lavadas com água (2 x 
10 mL), secas sobre sulfato de sódio anidro, filtradas e o solvente deve ser evaporado 
sob pressão reduzida. O terpineol bruto (˜1,65 g) deve ser então purificado em coluna 
cromatográfica de sílica gel (usar ˜20 g de sílica e como eluente usar uma mistura 
hexano:acetato de etila 10%), permitindo assim o isolamento do (+)-alfa-terpineol puro. 
Pesar o material obtido e calcular o rendimento. O produto deve ser analisado por IV e 
RMN de 1H e de 13C. Medir a rotação óptica do produto obtido e comparar todos os 
dados obtidos com a literatura. 
Referências: 
1. Pavia, D. L.; Lampman, G. M.; Kriz, G. S; Engel R. G.; Introduction to Organic 
Laboratory Techniques: A microscale Approach, 3a ed. Saunders, Philadelphia, 
1999. p. 489-491 e 662-669. 
2. Greenberg, F. H., J. Chem. Educ., 45, 537 (1968). 
3. Solomons, T. W.; Fryhle, C.B.; Organic Chemistry, 7a. ed. John Wiley & Sons, 
New York, 2000, pp. 1152-1155. 
4. Baptistella, L. H. B.; Imamura, P. M.; Melo, L. V.; Castello, C. Quim. Nova 2009, 
32, 1069-1071.até que a amostra esteja em contato com a 
chama. Observar a cor da chama e a presença ou ausência de fuligem. 
 
1.3.2. Teste de bromo. Este teste consiste em adicionar uma solução de bromo 2% em 
diclorometano a uma solução da amostra desconhecida também em diclorometano. O teste 
consiste na adição de Br2 (solução vermelha/marron) à uma ligação dupla ou tripla gerando o 
produto dissubstituido que é incolor. O teste indica a presença de ligação dupla ou tripla, 
quando a solução vermelha/marron se torna incolor em contato com a amostra desconhecida. 
 
Procedimento experimental. Dissolver aproximadamente 50 mg de amostra desconhecida em 1 
mL de diclorometano. Adicionar gota-a-gota uma solução de bromo 2%, agitando após a adição 
de cada gota, e observar as mudanças de cor. 
 
Observação importante: nem todas as ligações múltiplas sofrem processos de adição. 
Como essa reação depende da disponibilidade dos elétrons da ligação múltipla, ligações 
conjugadas com grupos retiradores de elétrons tendem a não reagir. 
 
Por exemplo: 
 
 
De maneira geral, substâncias aromáticas também não dão reação positiva: somente 
substâncias aromáticas ativadas com grupos fortemente doadores de elétrons (fenóis e 
anilinas, por exemplo), mas a adição do bromo nestes casos ocorre pelo mecanismo de 
substituição eletrofílica aromática. 
 
OH
Br2
OH
Br
+
OH
+ HBr
Br
 
 
Outra observação importante: Alguns aldeídos e cetonas podem dar esse teste positivo, 
principalmente se contiverem uma alta concentração da forma enólica. Nesses casos a 
solução de bromo perde a coloração e ocorre desprendimento de HBr do meio reacional. 
 
A reação: 
 
 
 
Outro teste de insaturação usa a água de bromo (solução de Br2 em água). Neste caso, o 
produto formado é uma haloidrina. Você se lembra do mecanismo desta reação? 
 
1.3.3. Teste de Baeyer (Permanganato de potássio). Outra forma de se caracterizar a 
presença de uma ligação múltipla simples. Funciona para ligações duplas e triplas. O 
produto formado é um diol. Não funciona para substratos aromáticos. Um teste positivo 
não significa necessariamente a presença de insaturações: o permanganato é um 
oxidante forte e pode oxidar álcoois e aldeídos à ácidos carboxílicos. Consultar o livro 
do Pavia para o procedimento experimental (p. 418-419). 
 
Princípio: Reação de adição à ligação múltipla – produto de Oxidação. 
 
 
 
 
A reação: 
 
 
 
1.4. Testes para determinação dos elementos presentes na amostra 
 
Testes para Detecção de Heteroátomos: resumo 
 
 
 
 
 
 
 
1.4.1. Teste de fusão de sódio. Este teste também é chamado de fusão alcalina ou obtenção do 
licor de Lassaigne (detecção de N, S, Cl, Br, I). Quando uma amostra contém nitrogênio, 
enxofre ou halogênios, a fusão da amostra com sódio metálico promove uma decomposição 
redutiva do composto convertendo estes elementos a sais de sódio dos íons inorgânicos CN-, S2- 
e X-. 
 
Procedimento experimental. 
1. Limpar e secar o tubinho (chama/pinça de madeira). 
2. Cortar e enxugar um pedacinho de sódio metálico (pinça de metal). 
3. Colocar 2 ou 3 pequenos pedaços de sódio metálico num tubo de ensaio pequeno com 
parede de vidro fina. Dependendo do tamanho, um pedaço basta. 
4. Adicionar rapidamente a amostra a ser analisada (aproximadamente 10 mg) ao tubo 
contendo o sódio. 
5. Aquecer cuidadosamente o tubo contendo o sódio e a amostra com o bico de Bunsen 
(usar pinça de madeira) no início (durante aproximadamente 20 segundos; depois 
manter o aquecimento constante até que o tubo fique rubro. 
6. Deixar cair o tubo ainda quente num béquer contendo 10-15 mL de água destilada. Se o 
tubo não quebrar com o choque térmico deve-se quebrar o fundo do tubo soltando o 
tubo de uma certa altura ou usando um bastão de vidro. Cuidado com esta etapa! O 
excesso de sódio será destruído nessa etapa e pode reagir violentamente com água! 
Portanto, execute essa operação com a guilhotina da capela abaixada para se 
proteger de eventuais labaredas de fogo e/ou projeções. 
7. Aquecer a mistura até a ebulição. 
8. Filtrar a solução quente usando papel pregueado. 
9. Resfriar a solução até a temperatura ambiente e executar os testes com a solução 
filtrada. 
 
A solução filtrada é o chamado licor de Lassaigne e deve ser incolor. Esta solução será 
usada para realizar os testes de detecção dos elementos N, S e X. Para cada teste use uma 
alíquota diferente do licor. 
 
Atenção: o sódio metálico reage violentamente com a água. Para evitar acidentes, deve-se 
realizar a fusão alcalina com o tubo de ensaio SEMPRE virado para o interior da capela (nunca 
tirar o tubo com sódio fundido da capela; cuidado para não apontar o tubo para um colega que 
está trabalhado do outro lado da capela). 
 
1.4.2. Ensaio para detecção de nitrogênio 
1. Colocar 1-2 mL de licor de Lassaigne num tubo de ensaio. 
2. Verificar o pH: se estiver básico pode-se prosseguir com o teste; se estiver ácido ou 
neutro deve-se ajustar o pH para aproximadamente 13 usando hidróxido de sódio 6 M (ou 
10%). 
3. Adicionar duas gotas de solução saturada de sulfato ferroso amoniacal [Fe(NH4)2(SO4)2] 
preparada na hora e duas gotas de solução de fluoreto de potássio 30%. 
4. Aquecer a mistura até à ebulição por aproximadamente 30 segundos (cuidado!). 
5. Acidificar a solução quente usando ácido sulfúrico 30%, gota-a-gota. Esta adição deve 
ser realizada muito lentamente e deverá ser observado em primeiro lugar a dissolução do 
hidróxido de ferro, e em seguida a formação de um precipitado azul, o Azul da Prússia, que 
sugere a presença do elemento nitrogênio na amostra. 
Nota: a formação de uma solução azul-esverdeada, em vez do precipitado azul, indica que a 
decomposição original com o sódio foi incompleta. Pode ocorrer também o aparecimento da cor 
azul sem que ocorra a formação do precipitado. Para aumentar a intensidade da cor ou favorecer 
a formação do precipitado pode-se concentrar mais o licor e repetir o teste. 
 
1.4.3. Ensaio para a detecção de enxofre: 
1. Colocar 1-2 mL de licor de Lassaigne num tubo de ensaio. 
2. Acidificar com ácido acético. 
3. Adicionar duas gotas de solução de acetato de chumbo(II) 1%. A formação do sulfeto de 
chumbo como um precipitado preto (PbS) sugere a presença do elemento enxofre na 
amostra. 
1.4.4. Ensaio para a detecção de presença de halogênios 
1. Colocar 1-2 mL de licor de Lassaigne num tubo de ensaio. 
2. Acidificar com ácido nítrico 5%. 
3. Aquecer brandamente a solução até fervura durante 2 minutos. 
4. Resfriar a solução acidificada e adicionar gota-a-gota a solução 0,1 mol L-1 de nitrato de 
prata até que a precipitação cesse. 
 
Notas: se houver apenas um único halogênio na amostra, a coloração do haleto de prata formado 
é um indício da natureza do halogênio: o cloreto de prata é branco, o brometo de prata é amarelo 
pálido, e o iodeto de prata é amarelo. Quando em mistura, estes haletos podem ser diferenciados 
pela sua solubilidade em hidróxido de amônio 5%. Ao adicionar 2 mL de solução de hidróxido 
de amônio 5% ao precipitado, o cloreto de prata será solúvel, o brometo de prata será 
parcialmente solúvel e o iodeto será insolúvel. 
Atenção: a acidificação do licor de Lassaigne com ácido nítrico deve ser realizada com 
cuidado! 
 
Mais detalhes sobre o teste: A presença de nitrogênio e enxofre interfere na detecção 
de halogênios. É preciso, portanto, retirar qualquer contaminante com nitrogênio ou 
enxofre. Para retirá-los da solução teste, e poder verificar a presença de halogênio, ela 
deve ser acidificada com HNO3 e fervida por 2 minutos. Isso é suficiente para retirar da 
solução substâncias nitrogenadas ou sulfuradas. Após o resfriamento da solução, 
adiciona-se algumas gotas de uma solução de AgNO3 a 5%. A presença de um 
precipitado volumoso indica a presença de halogênio. Uma leve turbidez da solução 
não pode ser considerada um teste positivo. O precipitadode cloreto de prata (AgCl) 
é branco, de brometo de prata (AgBr) é bege (“um branco sujo”) e o de iodeto de prata 
(AgI) é amarelo. O precipitado de cloreto de prata dissolve numa solução concentrada 
de hidróxido de amônio. Precipitado de AgBr é levemente solúvel nessa solução. 
 
1.4.4. Ensaio para diferenciar os halogênios presentes na amostra 
Procedimento experimental. 
1. Colocar 1-2 mL de licor de Lassaigne num tubo de ensaio. 
2. Acidificar com ácido sulfúrico 10%. 
3. Aquecer brandamente a solução até fervura durante 2 minutos. 
4. Resfriar a solução e adicionar 0,5 mL de diclorometano. 
5. Adicionar algumas gotas de água de cloro (alvejante comercial ou solução contendo 
hipoclorito de sódio) ou hipoclorito de cálcio. 
6. Verificar se a solução ainda está acida. 
7. Agitar vigorosamente. 
8. Deixar separar as fases e observar as cores. 
 
Se a coloração da fase orgânica for laranja/marrom tem-se o indício da presença de bromo na 
amostra. Uma coloração violeta indica a presença de iodo, e a ausência de cor ou ligeiramente 
amarela indica a presença de cloro. 
Atenção: a acidificação do licor de Lassaigne com ácido sulfúrico deve ser realizada com 
cuidado. 
 
Além dos ensaios para detectar halogênios usando o licor de Lassaigne, deve-se efetuar 
o teste com nitrato de prata, teste com iodeto de sódio e o teste de Beilstein usando a amostra. 
 
1.4.5. Teste com Nitrato de Prata (AgNO3): consultar o livro do Pavia para o procedimento 
experimental (p. 412-413). 
 
 
 
O teste distingue haletos reativos dos não reativos – estabilização de carga e ordem 
de reatividade: 
 
1.4.6. Teste de Iodeto de Sódio: consultar o livro do Pavia para o procedimento 
experimental (p. 413). 
 
Este teste baseia-se na velocidade de uma reação de SN2. 
 
A reação: 
 
 
 
NaI é solúvel em acetona, entretanto o NaCl e o NaBr geram um precipitado. Quanto maior for 
a possibilidade de ocorrer uma reação de substituição nucleofílica bimolecular, maior é a 
velocidade do aparecimento de precipitado. 
 
1.4.7. Teste de Beilstein - ensaio para detectar halogênios: consultar também o livro do Pavia 
(p.412). 
1. Aqueça um fio de cobre (previamente limpo com lã de aço ou Bombril) na chama de um 
bico de Bunsen até que não se observe coloração adicional da chama. (Nota: cuidado 
com o manuseio de bico de Bunsen em laboratório de Química Orgânica: certifique-se 
que não há solvente inflamável por perto e, na dúvida, consulte o professor 
responsável). 
2. Resfrie o fio de cobre mergulhando a ponta do fio em um béquer contendo água 
deionizada (Não pode ser água destilada). 
3. Após, mergulhe a ponta do fio de cobre na amostra a ser analisada e leve à chama do 
bico de Bunsen novamente. 
4. Anote qualquer mudança de coloração observada. (Nota: este teste pode levar alguns 
minutos para fornecer a coloração esperada, pois é necessário ocorrer a formação de um 
haleto de cobre, o qual é responsável pela coloração verde. 
 
1.5. Testes específicos para grupos funcionais 
 
1.5.1. Ensaio para detecção de compostos carbonilados (aldeídos e cetonas) 
 
As funções: 
 
 
 
 
1.5.1.1. Teste com a 2,4-dinitrofenilhidrazina: Este ensaio é usado para detectar 
compostos que contêm o grupo carbonila C=O onde os substituintes são apenas 
hidrogênios ou grupos alquílicos, ou seja, este ensaio detecta aldeídos e cetonas. 
 
1. Colocar aproximadamente 5 mg (ou 2 gotas) da amostra num tubo de ensaio. 
2. Adicionar 1 mL de etanol 95%. 
3. Adicionar 1 mL da solução etanólica da 2,4-dinitrofenilidrazina e agitar vigorosamente. 
4. Se nenhum precipitado se formar imediatamente permitir que a solução descanse por 15 
min e observar novamente. 
Nota: a formação de precipitados com cores entre o amarelo e o vermelho é sugestivo da 
presença do grupo carbonila na amostra desconhecida. Algumas amostras demoram até 15 
minutos para precipitar. Se necessário, o precipitado pode ser recristalizado em etanol 95% e ter 
o seu ponto de fusão determinado. 
 
Atenção: muitos derivados de fenilidrazina são possíveis cancerígenos, evitar contato. 
 
A reação: 
 
Algumas observações: alguns álcoois alílicos e benzílicos podem dar resultado positivo 
(oxidados pelo reagente). A cor do precipitado pode variar em função do tipo de composto 
carbonílico (não é conclusivo para a observação). 
 
1.5.2. Ensaio para detecção de aldeídos – Teste de Tollens. Este ensaio deve ser realizado 
após o teste para detecção de carbonilados para diferenciar aldeídos de cetonas. Neste teste, 
apenas os aldeídos formam o “espelho de prata”. Cetonas dão resultado negativo para esse teste. 
 
Atenção: o reagente de Tollens precisa ser preparado imediatamente antes do seu uso. 
 
Preparação do Reagente de Tollens. Misturar 1 mL de solução de nitrato de prata 10% 
(solução A de Tollens) com 1 mL de solução de hidróxido de sódio 10% (solução B de Tollens). 
Observar a formação do precipitado preto de óxido de prata. Adicionar gota-a gota a solução de 
hidróxido de amônio 10% até a completa solubilização do óxido de prata (não colocar excesso 
de hidróxido de amônio!). Utilizar este reagente tão logo seja preparado. 
Detecção de aldeídos usando reagente de Tollens 
1. Dissolver alguns cristais (ou uma gota) da amostra num tubo de ensaio limpo com a 
menor quantidade possível de 1,2-dimetoxietano. 
2. Adicionar 1 mL de reagente de Tollens recentemente preparado, arrolhar o tubo de 
ensaio e agitar vigorosamente por um curto período. 
3. Deixar a mistura descansar por alguns minutos. Se não ocorrer nenhuma reação a frio, 
aqueça brandamente a solução em banho-maria. 
Atenção: o aquecimento exagerado pode causar o aparecimento de um “falso positivo”. 
 
A reação: 
 
 
 
1.5.3. Teste do ácido crômico: consultar o livro do Pavia (p. 422-423) para o 
procedimento experimental. 
 
 
 
A reação: 
 
 
 
Importante: Esse teste também funciona com álcoois primários e secundários, 
entretanto lembre-se que álcoois não dão resultado positivo com 2,4-
dinitrofenilhidrazina. 
 
1.5.4. Teste do Iodofórmio: este teste é especifico para metilcetonas. Consultar o livro 
do Pavia (p. 423-424) para o procedimento experimental. 
A reação: 
 
 
 
1.5.5. Teste com cloreto férrico (FeCl3): este teste é especifico para compostos 1,3-
dicarbonilados (por quê?). Consultar o livro do Pavia (p.424) para o procedimento 
experimental. 
 
1.5.3. Ensaio para detecção de ácidos carboxílicos 
 
A função: 
 
 
 
1.5.3.1. Ensaio Preliminar. Dissolver alguns cristais (ou uma gota) da amostra num tubo de 
ensaio com 1 mL de etanol 95%. Adicionar 0,1 mL de solução 5% de iodeto de potássio, 
aquecer em banho maria por 2-3 min, adicionar algumas gotas de uma solução de amido e 
observar a cor. Se ocorrer a formação de coloração azul intensa a amostra contém um grupo 
funcional oxidante e o teste descrito a seguir não é aplicável. 
 
1.5.3.2. Ensaio para detecção de ácidos carboxílicos. Na ausência de coloração azul no ensaio 
preliminar, adicionar 0,1 mL de solução 5% de iodato de potássio à solução anterior e aquecer 
em banho-maria por 2-3 min. Adicionar algumas gotas da solução de amido e observar a cor. O 
aparecimento da coloração azul após a adição do iodato de potássio sugere a presença de um 
grupo ácido. 
 
1.5.3.3. Ensaio para detecção de ácidos carboxílicos funcionalizados. Dissolver poucos 
cristais da amostra em uma quantidade igual de resorcinol com aquecimento brando. Adicionar 
a esta mistura uma ou duas gotas de ácido sulfúrico concentrado. Aquecer a 130 ºC por cinco 
minutos e resfriar até à temperatura ambiente. Tratar a mistura resfriada com solução de 
hidróxido de sódio 20% até pH alcalino. Verter o material produzido em um papel de filtro e 
observá-lo à luz ultravioleta. A reação que se procede dependerá da estrutura do ácido 
carboxílico. Ácidos carboxílicos hidroxilados ou cetocarboxílicos geram 7-hidroxicumarinas, ouanálogos, e apresentam uma fluorescência azul-esverdeada na luz ultravioleta. Por sua vez, 
ácidos mono- ou dicarboxílicos e anidridos geram xantenonas e apresentam uma fluorescência 
verde ou amarela na luz ultravioleta. 
 
1.5.3.4. Equivalente de neutralização. Consultar o livro do Pavia (p.426-427) para o 
procedimento experimental. 
 
1.5.3.5. Ensaio com nitrato de prata. Ácidos carboxílicos dão resultado positivo no teste com 
nitrato de prata pela precipitação de um carboxilato de prata, o qual é prontamente dissolvido 
após a adição de ácido nítrico. Portanto, pode-se usar esse teste para confirmar a presença dessa 
função em uma amostra. 
 
1.5.3.6. Ensaio com bicarbonato de sódio. Consultar o livro do Pavia (p.426) para o 
procedimento experimental. 
 
1.5.4. Ensaios para detecção de álcoois 
 
A função: 
Testes de Classificação
HCl (-); NaHCO3 (-); NaOH (-)
Características de Solubilidade
H2SO4 (+); Éter (+)
Solubilidade em água:
 C6 (-)
Cloreto de acetila
Teste de Lucas
Teste de ácido crômico
RCH2OH (1˚)
R2CHOH (2˚)
R3COH (3˚)
 
 
1.5.4.1. Cloreto de acetila: Consultar o livro do Pavia (p. 434) para o procedimento 
experimental. 
 
 
 
1.5.4.1. Ensaio com Cerium (IV) 
Este teste é excelente para detectar grupos hidroxila porque os álcoois primários, secundários, 
terciários e fenóis formam complexos coloridos com Ce(IV). 
1. Adicionar 3 mL de 1,2-dimetoxietano a 0,5 mL de reagente de Cerium(IV) e agitar. 
2. Adicionar alguns cristais da amostra diretamente à solução anterior e agitar. 
3. Observar a cor da solução resultante. 
Nota. O aparecimento de cor vermelho-alaranjado ou vermelho intenso indica a presença de 
fenol. 
1.5.4.2. Teste de Lucas. 
No teste de Lucas é possível diferenciar álcoois primários, secundários e terciários. Os álcoois 
primários não reagem, álcoois secundários reagem muito lentamente e álcoois terciários, alílicos 
e benzílicos reagem instantaneamente. Este teste funciona apenas para os álcoois solúveis no 
reagente. 
Procedimento experimental. 
1. Adicionar 2 mL de reagente de Lucas (ZnCl2 + HCl) num tubo de ensaio contendo 0,1 g 
(ou 0,1 mL) de amostra. 
2. Arrolhar o tubo e agitar vigorosamente. 
3. Permitir que o tubo descanse por alguns minutos. Notar se houve a formação de uma 
segunda fase ou precipitado contendo o cloreto de alquila, e quanto tempo foi 
necessário para a separação das fases. 
A reação: 
 
 
 
Como ocorre: 
 
 
 
1.5.4.3. Teste do ácido crômico. Consultar o livro do Pavia (p. 435) para o procedimento 
experimental. 
 
 
 
 
A reação: 
 
 
 
1.5.5. Ensaios para detecção do grupo fenol 
A função: 
 
 
 
 
 
 
1.5.5.1. Teste com Hidróxido de Sódio: alguns íons fenolatos são coloridos, 
principalmente os que apresentam grupos retiradores de elétrons no anel aromático. 
Consultar o livro do Pavia (p. 428) para o procedimento experimental. 
 
1.5.5.2. Bromo em água: Descoloração da água de bromo - reação de substituição 
eletrofílica aromática. Ocorre devido a presença de grupamentos doadores de elétrons. 
Consultar o livro do Pavia (p. 429) para o procedimento experimental. 
 
Por exemplo: 
 
 
 
Derivados de Fenóis: derivados sólidos (caracterizados pelo p.f.) 
 
a) uretanas (ou carbamatos) 
 
 
b) 3,5-dinitrobenzoato 
 
 
1.5.5.3. Ensaio com cloreto férrico 
1. Dissolver alguns cristais da amostra em 1 mL de água, e agitar com a espátula de forma 
a solubilizar o máximo de amostra possível. 
2. Adicionar várias gotas de uma solução aquosa 2,5% de cloreto férrico. 
3. Observar a cor da solução resultante. 
Nota. A maioria dos fenóis solúveis em água geram uma cor intensa vermelha, azul, roxa ou 
verde. O aparecimento da cor normalmente é imediato, mas pode durar pouco tempo, por isso 
atenção às mudanças de cor durante a realização do teste. Alguns fenóis dão resultado negativo 
neste teste, então, não considerar um resultado negativo como certeza da ausência de fenol. O 
complexo de fenóis com esse ácido de Lewis pode conduzir a formação de uma solução de 
coloração intensa (vermelha, azul, purpura ou verde). A intensidade da cor pode depender dos 
substituintes do anel aromático. 
 
1.5.5.2. Ensaio com Cerium (IV) 
1. Adicionar 3 mL de 1,2-dimetoxietano a 0,5 mL de reagente de Cerium(IV) e agitar. 
2. Adicionar alguns cristais da amostra diretamente à solução anterior e agitar. 
3. Observar a cor da solução resultante. 
Nota. O aparecimento de cor vermelho-alaranjado ou vermelho intenso indica a presença de 
fenol. 
 
1.5.6. Ensaios para detecção de ésteres, anidridos ou haletos de acila 
 
Ensaio Preliminar. Dissolver poucos cristais da amostra num tubo de ensaio com 1 mL de 
etanol. Adicionar 1 mL de solução 1,0 mol.L-1 de ácido clorídrico e uma gota de solução 5% de 
cloreto de ferro(III) e observar a cor. Se ocorrer a formação de uma coloração permanente 
laranja, vermelha, azul ou violeta o teste descrito a seguir não é aplicável. 
 
1.5.6.1. Ensaios para detecção de ésteres, anidridos ou haletos de acila 
1. Num tubo de ensaio colocar alguns cristais da amostra. 
2. Adicionar 1 mL de solução 0,5 mol.L-1 de cloridrato de hidroxilamina em etanol 95% e 
0,2 mL de solução 6 mol.L-1 de hidróxido de sódio. 
3. Resfriar a solução. 
4. Adicionar cuidadosamente 2 mL de solução 1 mol.L-1 de ácido clorídrico. 
5. Se a solução estiver turva, adicionar um pouco de etanol 95%. 
6. Adicionar uma gota de solução 5% de cloreto de ferro(III) e observar a cor. 
7. Comparar com a cor desenvolvida no ensaio preliminar. 
Nota: uma coloração magenta sugere a presença de grupos éster, anidridos ou haletos de acila 
na amostra desconhecida. 
 
A função éster: 
 
 
 
Teste do Hidroxamato férrico 
 
 
 
1.5.7. Ensaios para detecção de grupos nitrilas ou amidas. Este ensaio é semelhante ao 
anterior. No entanto, como amidas e nitrilas são muito menos reativas que ésteres ou anidridos 
emprega-se como solvente o propilenoglicol em função de seu maior ponto de ebulição. 
1. Solubilizar alguns cristais da amostra em uma quantidade mínima de propilenoglicol. 
2. Adicionar 2 mL de solução 1 mol.L-1 de cloridrato de hidroxilamina em propilenoglicol 
e 1 mL de solução 1 mol.L-1 de hidróxido de potássio. 
3. Aquecer suavemente até à ebulição e mantê-la por 10 minutos. 
4. Após o resfriamento da solução, adicionar entre 0,5 e 1,0 mL de solução 5% de cloreto 
de ferro(III) e observar a cor. 
Nota: Uma coloração magenta sugere a presença de grupos amida ou nitrila na amostra. 
1.5.8. Ensaios para detecção do grupo nitro – teste do hidróxido de ferro: consultar também 
o livro Pavia (p. 414) para o procedimento experimental. 
 
1. Colocar 1 mL de solução de sulfato ferroso amoniacal num tubo de ensaio. 
2. Adicionar 10 mg (ou 5 gotas) da amostra desconhecida. 
3. Adicionar 0,7 mL da solução etanólica de hidróxido de potássio. 
Nota: o aparecimento de um precipitado avermelhado sugere a presença de grupos oxidantes, 
como por exemplo o grupo nitro. 
Atenção: realizar um ensaio em branco para descontar a oxidação do reagente pela atmosfera. 
A reação: 
 
 
1.5.9. Ensaios para aminas: diferenciar aminas primárias, secundárias e terciária 
A função: 
Testes de Classificação
HCl (+); NaHCO3 (-); NaOH (-)
Características de Solubilidade
H2SO4 (+); Éter (+)
Solubilidade em água:
 C6 (-)
pH de uma solução aquosa
Teste de Hinsberg
Teste do ácido nitroso
RNH2 (primária)
R2NH (secundária)
R3N (terciária)
Teste do cloreto de acetila
 
 
1.5.9.1. Teste de Hinsberg: solubilidade de uma sulfonamida em meio básico. 
 
1. Colocar aproximadamente 0,3 g (ou 0,3 mL) da amostra num tubo de ensaio. 
2. Adicionar 5 mL de solução de hidróxido de sódio 10% e 0,4 mL de cloreto de 
benzenossulfonila. 
3. Arrolhar o tubo e agitar vigorosamente. 
4. Garantir que o meio esteja alcalino, agitar mais um pouco e observar. 
5. Resfriar a solução, verificar se o meioestá alcalino e filtrar o resíduo, se for o caso. 
6. Testar a solubilidade do resíduo em ácido clorídrico 10%. 
7. Se todo o resíduo se solubilizar, tratar a solução alcalina original com ácido clorídrico 
10% e observar se há formação de precipitado. 
INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS. A formação de precipitado somente após a adição 
do ácido clorídrico à solução alcalina original é um indício da presença de aminas primárias na 
amostra desconhecida. A formação de precipitado antes da adição do ácido clorídrico à solução 
alcalina original, sendo este precipitado insolúvel em ácido clorídrico, é um indício da presença 
de aminas secundárias na amostra desconhecida. Já a formação de precipitado antes da adição 
do ácido clorídrico à solução alcalina original, sendo este precipitado solúvel em ácido 
clorídrico é um indício da presença de aminas terciárias na amostra desconhecida. 
 
 
Aminas terciárias  não funcionam (por quê?). 
 
1.5.9.2. Teste do ácido nitroso: Deve ser feito quando se tiver certeza da ocorrência de 
uma amina, pois ele funciona com fenóis, cetonas, tióis e amidas. Ele distingue aminas 
primárias (aromáticas e alifáticas) de aminas secundárias e terciárias. Não 
distingue uma amina secundária de uma terciária. Aminas primárias alifáticas 
perdem nitrogênio na temperatura em que o teste é realizado. Aminas aromáticas só 
perdem nitrogênio se a temperatura for elevada (os sais de diazônio formados são mais 
estáveis). A adição de -naftol forma um azo composto vermelho. Consultar o livro do 
Pavia (p. 431) para o procedimento experimental. 
 
R NH2 R N N R N N+
Amina alifática sal de diazônio
(instável a baixa T)
Nitrogênio
Ar NH2 Ar N N
ArH
N N+
Amina aromática sal de diazônio
(estável a baixa T)
Nitrogênio
HNO3
HNO3
b-naftol
O-
N
N
Ar
D
composto azo
R NHR
Amina alifática
HNO3
N N
R
R
derivado nitroso
O
 
Anexo 1: Roteiro de ensaios para determinação da estrutura de uma 
amostra desconhecida 
(consultar Apostila + Pavia) 
1. Observações preliminares (estado físico; cor) 
 
2. Propriedades físicas (ponto de fusão; ponto de ebulição) 
 
3. Testes de solubilidade em água, em ácidos e bases 
 
4. Testes para determinação de insaturação: 
 
- Ignição (combustão)
 
- Bromo em diclorometano
 
- Permanganato de potássio (solução aquosa neutra) 
 
5. Testes para determinação dos elementos presentes na amostra:
 
- Beilstein (halogênios) 
- Fusão com sódio e ensaios com o licor de Lassaigne (nitrogênio, enxofre, halogênios) 
 
6. Testes específicos para detecção de grupos funcionais: 
 
 
- Aldeídos e cetonas: 2,4-dinitrofenilhidrazina; iodofórmio (metilcetonas); 
- Aldeídos: Tollens; ácido crômico (Jones); 
 
- Álcoois: nitrato de cério (IV); ácido crômico (Jones); Lucas; iodofórmio (para 2-
alcanois);
 
- Fenóis: nitrato de cério (IV); cloreto férrico; água de bromo;
 
- Ácidos carboxílicos: bicarbonato de sódio (solubilidade); nitrato de prata; equivalente 
de neutralização; iodeto e amido;
 
- Ésteres e anidridos: hidroxamato férrico (etanol);
 
- Nitrilas e amidas: hidroxamato férrico (propilenoglicol);
 
- Grupo nitro: hidróxido ferroso;
 
- Aminas: Hinsberg; acido nitroso; 
 
Observações: Os testes iniciais deverão ser realizados nesta sequência (1-5). Na dúvida, usar 
amostras conhecidas como padrões positivos, conforme indicado a seguir. 
 
 
Anexo 2. Testes e Padrões 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Determinações: 
- Ponto de fusão (p.f.): A1 
- Ponto de ebulição (p.e.): B1 
(Sugestões: Ácido benzóico e tolueno) 
 
 
Testes 
1. Solubilidade 
2. Ignição 
3. Beilstein 
4. Fusão com sódio 
5. Nitrato de Prata 
6. Br2/CH2Cl2 
7. Br2/H2O 
8. KMnO4 
9. Ácido Crômico (Jones) 
10. Hidróxido ferroso 
11. 2,4-Dinitrofenilidrazina 
12. Tollens 
13. Iodofórmio 
14. Cloreto férrico 
15. Ácido nitroso 
16. Hinsberg 
17. Lucas 
18. Nitrato cérico 
19. Hidroxamato férrico 
20. Cloreto de acetila 
Padrões (Testes) 
Ácido Benzóico (1) 
Ácido sulfanílico (4) 
Brometo de n-Butila (2, 3, 5) 
Bromobenzeno (2, 3, 5) 
Cloridrato de semicarbazida (3, 4) 
Fenol (7, 14, 18, 20) 
Limoneno (10) 
Anilina (3, 7, 15, 20) 
Acetofenona (13) 
Benzaldeído (9, 11, 12) 
Cicloexanona (11) 
Butilamina (16) 
Dietilamina (16) 
Trietilamina (16) 
Álcool isoamílico (9, 17, 20) 
Álcool sec-butílico (9, 13, 17, 18) 
Álcool t-butílico (17, 18) 
Benzoato de etila (19) 
 
 
 
 
 
Universidade Estadual de Campinas 
Instituto de Química 
Departamento de Química Orgânica 
 
 
QO-623 
Química Orgânica Experimental 
Curso de Farmácia 
Apostila de experimentos/projetos 
 
 
 
 
 
1o Semestre de 2024 
 
QO623 – Química Orgânica Experimental (Farmácia) 
1⁰ semestre de 2024 – Responsáveis: Profs. Carlos Roque D. Correia e 
 
Experimento nº 1 
 
EXTRAÇÃO COM SOLVENTES REATIVOS 
 
 
INTRODUÇÃO 
 
A separação de uma dada substância, presente em uma mistura, pelo contato 
com um solvente que preferencialmente dissolve o material desejado se chama extração. 
A extração de uma substância de uma fase líquida para uma outra é um processo de 
equilíbrio determinado pelas solubilidades da substância (soluto) nos dois solventes. A 
razão das concentrações nas duas fases em equilíbrio (Kd = C1/C2) é chamada 
coeficiente de distribuição e é uma constante de equilíbrio com um valor característico 
para uma substância (soluto) em um par de solventes imiscíveis a uma dada 
temperatura. Em uma extração quimicamente ativa, uma substância é modificada 
quimicamente para mudar seu coeficiente de distribuição em um par de solventes. 
 
OBJETIVOS 
 
Separação e purificação de compostos orgânicos através do uso de solventes reativos 
 
CONCEITOS ENVOLVIDOS 
 
a) Acidez/Basicidade de compostos orgânicos: Utilizar as diferenças de pK das 
substâncias orgânicas para alterar seu coeficiente de distribuição em um par de 
solventes. 
 
b) Extração/Coeficiente de Distribuição: Extrair com um solvente (3 x 20 mL), por 
exemplo, significa extrair três vezes utilizando 20 mL de solvente cada vez. Note que, 
considerando o coeficiente de distribuição, essa extração é mais eficiente do que se 
fosse de uma só vez utilizando 60 mL do solvente. 
 
c) Densidade dos solventes: Geralmente o solvente de maior densidade constitui a fase 
inferior, sendo o primeiro a ser retirado do funil de separação. Em química orgânica, 
estão nessa classe de solventes (maior densidade) os organoclorados (clorofórmio, 
diclorometano e tetracloreto de carbono). Esses são os mais usuais e todos tem 
densidade maior do que a densidade da água (1). Assim, em uma extração, eles estão 
sempre na fase inferior. Consultar a tabela de densidade no Handbook. Esse dado 
também está disponível no Catálogo de algumas empresas que comercializam reagentes 
químicos (Aldrich, Sigma, Fluka, Merck, etc). 
 
d) Agentes secantes: Normalmente duas ou três espátulas com Na2SO4 (sulfato de 
sódio) anidro são suficientes para secar (remover água) as quantidades envolvidas neste 
experimento. 
 
Em química orgânica, todas as vezes que fazemos uma extração envolvendo 
água e um solvente orgânico, sempre vai haver a passagem de pequenas quantidades de 
água para o solvente. Se o solvente for evaporado diretamente, sem passar pela etapa de 
secagem, vamos ficar com o nosso produto cheio de água, já que esse solvente tem um 
ponto de ebulição maior do que a média dos solventes orgânicos mais utilizados. 
Para evitarmos isso, antes de evaporarmos o solvente orgânico utilizado em uma 
extração, ele deve ser seco com um agente dessecante. O mais comum é o Na2SO4 
(sulfato de sódio) anidro. Esse sólido perde água quando seco em estufa. Em contato 
com um solvente orgânico, contendo uma pequena quantidade de água, ele recupera a 
água na sua rede cristalina e dessa maneira seca o solvente orgânico. 
É muito fácil observar quando a quantidade de agente secante é suficiente. 
Normalmenteo solvente orgânico contendo água fica levemente turvo. À proporção que 
adicionamos o agente de secagem e agitamos a solução, vamos observar que a solução 
fica mais límpida e o sólido se aglomera. Adicionamos quantidade suficiente de agente 
de secagem para ter uma solução bem límpida (duas-três pontas de espátula). 
 
e) Análise cromatográfica 
 
Procedimento: 
 
A mistura que você recebeu contem 1,5 mL de anilina (Kb = 4,2 x 10-10) e 1,0 g 
das seguintes substâncias: β-naftol (Ka = 10-10) e ácido cinâmico (Ka = 3,5 x 10-5). As 
estruturas dessas substâncias são apresentadas abaixo (Figura 1). 
 
 
 
Figura 1. Substâncias utilizadas no experimento de extração com solvente reativo. 
 
Dissolva todo o conteúdo do frasco em 80 mL de éter etílico e transfira 
quantitativamente esta solução para um funil de separação de 250 mL (com o auxílio de 
um funil analítico). Lave o frasco com 20 mL de éter etílico para dissolver e transferir o 
resíduo de amostra que tenha ficado no balão para o funil. Em seguida, extraia com as 
soluções aquosas na ordem descrita abaixo, mantendo sempre a solução orgânica no 
funil. 
 
Perguntas pertinentes ao experimento: 
1) Qual é a densidade do éter etílico utilizado no experimento (use um Handbook para 
obter essa informação)? 
Resposta: 
 
2) Partindo da premissa que o éter etílico é imiscível em água, para uma mistura éter 
etílico: água, qual será a fase superior e qual será a fase inferior? 
Resposta: 
 
1) Extração da anilina: Extraia a solução orgânica inicial com uma solução de HCl 
10% (3 x 20 mL). CUIDADO: Lembre-se sempre de abrir a torneira do funil após cada 
agitação para aliviar a pressão interna, posicionando a abertura do funil para cima, 
conforme mostrado na Figura 2 abaixo. 
 
 
Figura 2. Operações de agitação e alivio de pressão em funil de separação e decantação 
 
Porque utilizamos HCl para extrair a anilina? 
Resposta: 
Escreva uma equação que explique o que ocorre. A anilina passa para a fase aquosa? 
Porque? 
Resposta: 
 
Guarde a solução orgânica no funil para prosseguir o experimento de extração 
mais adiante. 
Item 2: Neutralizar as frações aquosas ácidas coletadas (3 extrações) com solução de 
NaOH 30% até pH 7-8. Transfira essa solução neutralizada para um outro funil de 
separação (com auxílio de um funil analítico) e extraia essa fração aquosa neutralizada 
com éter etílico (20 mL). Separe a fase orgânica em um erlenmeyer. 
 
Pergunta: Qual será a fase orgânica no funil de separação? 
Resposta: 
Porque foi necessário neutralizar a solução ácida antes da extração com éter etílico? 
Resposta: 
 
Repita a operação de extração da fase aquosa com mais 40 mL de éter etílico (2 x 20 
mL). Junte essas duas extrações com a obtida no item 2 e seque as fases orgânicas 
reunidas com Na2SO4. Filtre para um balão previamente pesado, utilizando um funil 
analítico e papel pregueado (ou um chumaço de algodão) e evapore o solvente no 
rotaevaporador rotativo. Pesar o produto obtido para determinar a percentagem de 
produto recuperado. 
 
Que cálculos você deve fazer para determinar essa percentagem de recuperação? 
Resposta: 
 
2) Extração do ácido cinâmico: Extraia a solução orgânica original (guardada no funil 
de separação mencionado acima) com uma solução aquosa de NaHCO3 10% (3 x 20 
mL). CUIDADO: lembre-se sempre de abrir a torneira para aliviar a pressão que agora 
será maior, devido ao desprendimento de CO2. Recolha a fase aquosa em um 
erlenmeyer e mantenha a fase orgânica no funil para fazer a última extração. 
 
Escreva a equação da reação do ácido carboxílico com NaHCO3 que explique o 
desprendimento de CO2. 
Resposta: 
 
Após juntar as três fases aquosas, neutralize-as utilizando uma solução de HCl 
concentrado, agindo cuidadosamente até o pH atingir um valor entre 3-4. Cuidados: 
pode haver um intenso desprendimento de CO2, e atenção ao manusear a solução 
concentrada de HCl. Isso deve ser feito sempre sob a capela. 
Coletar o precipitado formado, através de filtração a vácuo utilizando um funil de 
Büchner (Figura 3) e papel de filtro no tamanho adequado. “Lave” os cristais com água 
fria/gelada. Seque os cristais prensando entre papéis de filtro e pese o produto obtido. 
Calcule a percentagem de material recuperado. 
 
 
 
Figura 3. Funil de Büchner 
 
3) Extração do -Naftol: Extraia a solução orgânica original com uma solução aquosa 
de NaOH 10% (3 x 20 mL). 
Porque precisamos utilizar NaOH para extrair o -naftol? 
Resposta: 
 
Junte as frações aquosas básicas em um Erlenmeyer. Neutralize esta solução com HCl 
concentrado, que deve ser adicionado em pequenas porções. O precipitado formado 
deve ser coletado através de uma filtração a vácuo utilizando um funil de Büchner. 
Lavar o precipitado com água fria/gelada. Seque os cristais prensando entre papéis de 
filtro e pese o produto obtido. Calcule a percentagem de material recuperado. 
 
 
Anilina: transfira o produto obtido na etapa 1 para um frasco de amostra, previamente 
identificado com o no do armário e os nomes dos alunos (tente separar utilizando uma 
pipeta. Se a quantidade for muito pequena use um pouco de éter etílico para dissolver a 
amostra). 
 
Ácido cinâmico: transfira os cristais para um frasco de amostra identificado (no do 
armário e nomes dos alunos). 
 
-naftol: transfira os cristais para um frasco de amostra identificado (no do armário e 
nomes dos alunos). 
 
 
 
Experimento 2 
 
Extração e Síntese do Paracetamol (Acetoaminofeno). 
Purificação por recristalização, determinação de ponto de 
fusão e caracterização por IV e Síntese da Fenacetina 
 
 
Introdução 
 
Paracetamol é um analgésico não esteroidal amplamente utilizado no mundo 
todo com diferentes nomes comerciais, tais como, Tylenol®, Acetofen®, Pacemol®, 
Tynophen®. O paracetamol foi utilizado durante muito tempo como intermediário para 
a síntese da fenacetina, principal constituinte do analgésico conhecido pela sigla APC 
(Aspirin, Phenacetin, Caffeine), encontrado no analgésico Saridon®, que entretanto não 
está mais disponível no mercado. A alta hepatoxicidade da fenacetina contribuiu para a 
retirada desse último medicamento do mercado, tendo sido substituído pelo 
paracetamol, que é menos tóxico e apresenta a mesma ação analgésica. Tanto o 
paracetamol, quanto a fenacetina foram utilizados também como intermediários para a 
síntese da Dulcina, um adoçante artificial 100 a 300 vezes mais doce do que a sacarose. 
Esse adoçante não apresenta o sabor amargo residual (afertaste) deixado pela sacarina, 
entretanto nunca fez tanto sucesso como essa última. Foi retirado do mercado em 
meados do século XX devido a ocorrência de problemas de toxicidade principalmente 
no Japão (Figura 4). 
 
 
Figura 4. Estruturas da Dulcina e da sacarose 
 
 
 
Objetivos 
 
Sintetizar o paracetamol, purificar por recristalização e caracterizar pelo ponto 
de fusão e pela análise do espectro na região do infravermelho (I.V.). O material 
sintetizado será guardado e utilizado como substrato para a próxima etapa, que é a 
síntese da Dulcina. 
Nesse experimento você terá contatado com: 
• Síntese de um fármaco comercializado, mas que não poderá ser ingerido; 
• Manuseio de reagentes químicos; 
• Técnicas de laboratório, tais como, aquecimento, cromatografia em camada 
delgada, filtração e recristalização; 
• Cálculo de rendimento de reação. 
 
 Extração e Síntese do paracetamol 
 
Reação: 
 
Esquema 1. Acetilação do 4-aminofenol 
 
 
Procedimentos experimentais 
 
Extração do paracetamol de um comprimido comercial: 
 
Triture um comprimido de paracetamol (750 mg) em um almofariz e transfira o 
pó obtido para um Erlenmeyer de 125 mL. Adicione, então, 20 mL de acetato de etila e 
uma barra de agitação magnética no frasco. Agite vigorosamente a suspensão resultante 
por 5 minutos. Na composição do comprimido existem substâncias que são insolúveisem solventes orgânicos. Após, filtre a suspensão com a ajuda de um papel de filtro e um 
funil para um balão previamente pesado e evapore o solvente com a ajuda de um 
rotaevaporador. O sólido resultante deve ser pesado e o rendimento da extração deve ser 
calculado. 
 
Síntese do paracetamol: 
 
Adicione, em um Erlenmeyer de 125 mL, 3,3 g (30,2 mmol) de p-aminofenol e 
9,0 mL de água destilada. Adicione a essa mistura, com muito cuidado e com agitação 
continua, 3,6 mL (32,6 mmol) de anidrido acético (CUIDADO: A REAÇÃO É 
EXOTÉRMICA) e depois aqueça a solução em banho-maria até a completa dissolução 
do sólido. Após 10 minutos, resfrie a solução, com a ajuda de um banho de gelo, para 
precipitar o paracetamol formado. Filtre os cristais obtidos utilizando um funil de 
Büchner (e papel de filtro adequado), lave os cristais com água gelada (em torno de 5 
mL) e deixe-os no funil com o vácuo ligado por quinze minutos. O produto cristalino 
obtido pode apresentar uma coloração levemente rósea. Em alguns casos, pode ser 
necessário recristalizar o paracetamol. Nesse caso, coloque o sólido em um Erlenmeyer 
de 125 mL e adicione 20 mL de água destilada e 5g de carvão em pó. Aqueça essa 
mistura à ebulição e em seguida filtre a quente. Deixe esfriar a solução filtrada a 
temperatura ambiente, depois resfrie a solução com ajuda de um banho de gelo. Após a 
precipitação dos cristais, filtre-os com a ajuda de um funil de Büchner. Deixe cristais 
secarem sob vácuo (15 minutos). Pese para calcular o rendimento e separe uma amostra 
para determinar o ponto de fusão (p.f. 167-169 ºC) e outra para obter o espectro na 
região do infravermelho (I.V.). 
 
 
Atenção: Guarde tanto paracetamol sintetizado quanto o extraído do comprimido para 
as comparações cromatográficas e acompanhamento de reação que faremos na síntese 
da fenacetina e/ou dulcina. 
 
Síntese da Dulcina: nota, só faremos experimentos até a fenacetina em razão do 
tempo. 
 
Reação: 
 
Esquema 2. Preparação do Dulcina utilizando o paracetamol como substrato 
 
Nesse experimento você aprenderá o seguinte (Esquema 2); 
• Síntese de um fármaco comercializado (não poderá ser ingerido, em nenhuma 
hipótese); 
• Manuseio de reagentes químicos; 
• Técnicas de laboratório, tais como, aquecimento, cromatografia em camada 
delgada, filtração e recristalização; 
• Reações clássicas de química orgânica (substituição, hidrólise, etc) 
• Cálculo de rendimento de reação. 
 
Procedimento experimental: 
 
Adicione em um balão de fundo redondo, de duas bocas, de 100 mL de 
capacidade 10 mL de etanol anidro. Acople a esse balão um condensador de refluxo e 
um funil de adição com equalizador de pressão. Depois adicione sódio metálico (0,4g, 
17,4 mmol). (CUIDADO: O sódio reage violentamente com a água! Teremos 
somente EtOH neste caso, mas mesmo assim, a adição do sódio deve ser lenta). 
Agite a suspensão resultante até o total consumo do sódio. À solução adicione o 
paracetamol (2,5g, 16,5 mmol) e em seguida 3,8 g (2,0 mL, 24,2 mmol) de iodeto de 
etila, lentamente, com a ajuda do funil de adição. Refluxe a solução resultante por 50 
min. Após esse tempo, adicione, pelo topo de condensador, água destilada (25 mL) e 
mantenha o aquecimento da mistura resultante até a completa dissolução do precipitado 
formado. Esfrie a solução com a ajuda de um banho de gelo. Nesse momento deve 
ocorrer a precipitação da fenacetina. Filtre os cristais com a ajuda de um funil de 
Büchner e um papel de filtro adequado. Deixe os cristais secarem sob vácuo, pese os 
cristais e meça o ponto de fusão (p.f. 135-137 ºC). Se os cristais estiverem muito 
escuros, faça uma recristalização com água e carvão (ver o procedimento na preparação 
do paracetamol). Pese e separe uma amostra para o registro do espectro na região do 
infravermelho, I. V. 
 
 
 
Hidrólise da Fenacetina (ver Esquema 2) 
 
Em um balão de fundo redondo de 25 mL de capacidade (junta 14/20) adicione a 
fenacetina recém-preparada (2,0 g, 11,17 mmol) e uma solução de HCl:H2O (1:1, v/v, 8 
mL). Coloque 3 cacos de porcelana (evita a turbulência no aquecimento) e um 
condensador de refluxo. Aqueça a mistura resultante a ebulição, utilizando uma manta 
de aquecimento, e mantenha o refluxo por 40 min. Após esse tempo, deixe a solução 
esfriar e em seguida coloque o balão, contendo a solução, em um banho de gelo para 
favorecer a precipitação do cloridrato de p-fenetidina. Filtre os cristais com a ajuda de 
um funil de Büchner (não lave os cristais – é um sal com boa solubilidade em água). 
Se precisar lavá-los utilize somente a água-mãe que está no Kitasato para transferir um 
resíduo eventual que tenha aderido nas paredes do balão. Deixe os cristais secando por 
15 minutos no vácuo, transferia-os para um frasco previamente identificado e pesado. 
• Pesar o produto para calcular o rendimento da etapa; 
• Caracterizar o produto por meio da análise do espectro na região de 
infravermelho (I. V.); 
• Manter o produto em um dessecador para ser utilizado na próxima etapa. 
 
Síntese da Dulcina (ver Esquema 2) 
 
Procedimento experimental 
Coloque uma mistura de hidrocloreto de p-fenitidina (2,0 g, 11,56 mmol), previamente 
preparado, e uréia (2,8 g, 46,7 mmol) em um balão de fundo redondo de 10 mL de 
capacidade, equipado com um condensador de refluxo. A essa mistura adicione água 
destilada (4,6 mL), ácido clorídrico (37%, 0,1 mL) e ácido acético glacial (0,1 mL). A 
mistura resultante adicione alguns cacos de porcelana e aqueça a mistura até a ebulição. 
Mantenha a solução sob refluxo durante 30 minutos. Em seguida, retire o condensador e 
deixe a reação sob aquecimento para concentrar o meio reacional (ATENÇÃO: Essa 
operação deve ser obrigatoriamente feita sob a capela). Deixe a solução esfriar e 
depois coloque o balão contendo a solução em um banho de gelo para precipitar a 
dulcina. Filtre o precipitado com ajuda de um funil de Büchner. Lave o sólido com uma 
quantidade mínima de água destilada gelada, com o objetivo de remover os traços de 
ácido. Deixe, então, o sólido no vácuo para secar o máximo possível, transfira-o para 
um frasco identificado e pesado e o guarde em um dessecador. Separe uma pequena 
amostra para medir o ponto de fusão (p.f. 173-174 ºC) e para obter o espectro na região 
do infra-vermelho e também os espectros de RMN 1H e 13C. 
• Pesar o produto para calcular o rendimento da etapa e também o rendimento 
global do processo. 
 
Bibliografia 
 
Preparação do paracetamol 
• Korolkovas, A.; Burckhalter, J. H., Química Farmacêutica, Ed. Guanabara-
Koogan, 1976. 
• Furniss, B. S.; Hannaford, A. J.; Smith, P. W. G.; Tatchell, A. R. Vogel’s 
Textbook of Practical Organic Chemistry, 5th Ed., Longman Scientific & 
Technical; New York, 1989, p. 985. 
 
Preparação da Dulcina: 
• Goldsmith, R. H. J. Chem. Ed. 1987, 64, 954. 
• Hill, J. W. J. Chem. Ed. 1988, 65, 209. 
• Williams, B. D.; Williams, B.; Rodino, L. J. Chem. Ed. 2000, 77, 357. 
• Pavia, D. L.; Lampman, G. M.; Kriz, G. S. Organic Laboratory Tecniques. A 
Microscale Approach, Saunders Coll. Publishing, Filadelfia, 1982, pp. 321-322. 
• Kurzer, F. Org. Synth. Coll. 1963, 6, 52. 
 
 
 
 
Experimento 3 
Preparação do antitussígeno Guaifenesina 
 
 
(adaptado de “Semi-Microscale Williamson Ether Synthesis and Simultaneous Isolation 
of an Expectorant from Cough Tablets”, Stabile, R. G.; Dicks, A. P. J. Chem. Educ. 
2003, 80 (3), 313-315). 
 
 A guaifenisina (1) é um produto farmacêutico com atividade antitussígena, 
utilizado em preparações para o combate da tosse associada aos resfriados comuns. No 
Brasil, essa substância é utilizada em associações com outros sais, entretanto nos 
Estados Unidos e na Europa essa substância é vendida pura, na forma de comprimidos 
ou drágeas (Figura 5). 
 
 
Figura 5. Estrutura da Guaifenesina 
 
 Apesar dessa substância apresentar em sua estrutura um centro assimétrico, ela é 
comercializadana sua forma racêmica. Estudos já comprovaram que o enantiomero S-
(+) é mais potente como expectorante do que o enantiomero R-(-). 
 Esse projeto está dividido em duas partes. Na primeira faremos a extração da 
guaifenesina presente nos comprimidos e após cristalização, faremos a análise 
cromatográfica (TLC e CG quiral e racêmica) e espectroscópica do produto isolado. Na 
segunda parte, efetuaremos a síntese racêmica da guaifenesina, a partir de produtos de 
baixo custo. O produto sintetizado por nós será utilizado na comparação com aquele 
obtido do comprimido. 
 
Extração da Guaifenesina comercial. 
 
Procedimento experimental 
Pese um comprimido de guaifenesina comercial (Mucinex – 400 mg por 
comprimido) e anote esse valor no seu caderno de laboratório. Triture esse comprimido 
em um almofariz, com a ajuda de um pistilo. Procure pulverizar o máximo possível o 
comprimido, de maneira a aumentar a eficiência do processo de extração. Transfira o pó 
para um Erlenmeyer de 125 mL de capacidade e adicione 30 mL de acetato de etila PA 
e uma barra de agitação magnética de tamanho médio. Deixe a suspensão sob vigorosa 
agitação magnética por 30 minutos e em seguida filtre-a, utilizando um funil Büchner e 
um papel de filtro adequado. Ao filtrado adicione, em pequenas porções, hexano PA até 
que ocorra a formação de um precipitado (em torno de 50-60 mL) na forma de cristais 
brancos. A mistura é resfriada com ajuda de um banho de gelo, e o precipitado é filtrado 
a vácuo e lavado com uma pequena porção de hexano PA gelado. 
 O precipitado deve ser deixado no vácuo por alguns minutos e após secagem, o 
sólido será retirado e pesado. 
• Calcule o rendimento obtido na etapa de extração; 
• Providencie uma pequena amostra para Infravermelho 
• Providencie uma pequena amostra para RMN de hidrogênio. Uma das amostras 
será utilizada para registar um espectro de RMN de carbono. 
• Providenciar amostra para o CG-MS. 
 
Preparação da Guaifenesina. 
 
Considerações iniciais 
 
Para prepararmos a Guaifenesina no laboratório utilizaremos como etapa-chave 
do nosso processo, a reação de Williamson. Essa reação, que consiste em um ataque 
nucleofílico de um fenolato sobre um haleto primário, é o método mais utilizado na 
preparação de éteres aromáticos e alifáticos. Normalmente é mais eficiente para a 
preparação de éteres aromáticos, principalmente quando utilizamos fenóis (Esquema 3). 
 
Reação: 
 
 
 
Esquema 3. Preparação da guaifenesina via síntese de Williamson 
 
Como material de partida utilizaremos o 2-metoxifenol também conhecido como 
Guaiacol. Esse fenol tem propriedades antissépticas e é utilizado pelos dentistas no 
tratamento de alguns processos inflamatórios leves. Tem também uma leve propriedade 
analgésica. O tratamento desse fenol com hidróxido de sódio dará origem a um fenolato 
que será utilizado como nucleófilo na etapa posterior. 
 Algumas questões interessantes: 
• Por que um fenol quando tratado com NaOH forma um fenolato? 
• Essa reação ocorre com um álcool alifático? 
• O que ocorre quando você adiciona a solução aquosa de hidróxido de sódio 
sobre o fenol? 
 
Procedimento experimental 
 
Dissolva o guaiacol ou 2-metoxifenol (1,356 g, 11 mmol) em 6 mL de etanol 95% em 
uma capela (OBSERVAÇÃO N° 1). Após a dissolução, adicione uma solução de 0,50 
g (12,5 mmol) de NaOH (OBSERVAÇÃO N° 2) em 2 mL de água destilada sobre a 
solução alcoólica de Guaiacol. Refluxe a mistura resultante durante 30 minutos. Após 
esse tempo, adicione, gota a gota, uma solução de 3-cloro-1,2-propanodiol (1,314 g, 
11,96 mmol) em 2 mL de etanol 95% à solução do fenolato. Refluxe a mistura 
resultante por mais 80 minutos (OBSERVAÇÃO N° 3). Após o refluxo, resfrie a 
suspensão até a temperatura ambiente e remova o etanol sob vácuo. Adicione, então, 6 
mL de água destilada para dissolver o NaCl formado no processo. Extraia a fase aquosa 
três vezes com acetato de etila PA (3 x 10 mL). Reúna as fases orgânicas e seque sob 
MgSO4 ou Na2SO4. Filtre a suspensão e lave o sólido com 10 mL de acetato de etila PA. 
Remova o solvente sob vácuo e ao óleo amarelo resultante adicione 10 mL de hexano 
PA. O resfriamento da solução hexânica, sob agitação magnética, leva à formação de 
um sólido. Filtre o sólido com a ajuda de um funil de Büchner e deixe secar por 10 
minutos. Recristalize esse sólido com uma mistura de acetato de etila e hexano, para 
fornecer um sólido de P. f. 78-79 °C. Atenção, dissolva o sólido em uma pequena 
quantidade de acetato de etila (a menor possível) e adicione então hexano, até observar 
a turvação da solução. 
• Calcule o rendimento obtido para a sua etapa; 
• Providencie o ponto de fusão do seu sólido; 
• Providencie uma pequena amostra para Infravermelho 
• Providencie uma pequena amostra para RMN de hidrogênio. Uma das amostras 
será utilizada para registar um espectro de RMN de carbono. 
• Providenciar amostra para o CG-MS 
 
Atividades a serem feitas durante o experimento: 
• Discussão dos mecanismos envolvidos e do procedimento de purificação; 
• Espectros do produto extraído dos comprimidos. 
 
OBSERVAÇÕES IMPORTANTES SOBRE ESSES EXPERIMENTOS 
 
Observação no1: CUIDADO NO MANUSEIO DO GUAIACOL. ELE DEVE SER 
FEITO EXCLUSIVAMENTE SOB A CAPELA. O PRODUTO È 
RAZOAVELMENTE VOLÁTIL. 
 
Observação n0 2: PREPARE A SOLUÇÃO ANTES DE FAZER A SOLUÇÃO DE 
GUAIACOL EM ETANOL. ATENÇÃO NO MANUSEIO DE NAOH E NA 
DISSOLUÇÃO DESSA BASE EM ÁGUA, POIS A REAÇÃO É MUITO 
EXOTÉRMICA. 
 
Observação n0 3: NÃO ESQUEÇA QUE O SISTEMA DE REFLUXO DEVE SER 
MONTADO NA CAPELA. PROCURE SE PROTEGER, MANTENDO A CAPELA 
FECHADA. 
 
 
 
 
 
 
Experimento 4 
Extração e Resolução dos Profenos (ibuprofeno) 
 
 
Conceitos envolvidos: Estereoquímica, propriedades físicas de enantiômeros e 
diastereoisômeros, resolução de racematos. 
• Introdução 
Os organismos vivos, geralmente, produzem um único enantiômero do possível 
par de enantiômeros. Desta forma, somente o enantiômero (-)-2-metil-1-butanol é 
formado na fermentação de amidos; somente (+)-ácido lático é formado na contração 
dos músculos; sucos de frutas contêm somente (-)-ácido málico e somente (-)-quinina é 
obtida a partir de árvores do gênero Cinchona. 
 
Figura 6. Substâncias quirais de origem natural 
 
Nos sistemas biológicos, a especificidade estereoquímica é mais uma regra do 
que uma exceção, uma vez que enzimas catalíticas, que são de fundamental importância 
em muitos sistemas, são opticamente ativas. Por exemplo, o açúcar (+)-glicose é um 
importante caminho no metabolismo animal e é o material de partida na indústria de 
fermentação. Entretanto, seu antípoda, (-)-glicose, não é metabolizado pelos animais e 
não é fermentado pelas bactérias. 
Os enantiômeros possuem propriedades físicas idênticas, não sendo passíveis de 
separação pelos métodos de separação convencionais: (a) cristalização uma vez que 
suas solubilidades são idênticas; (b) cromatografia uma vez que são retidos igualmente 
sobre o adsorvente. Enquanto os organismos vivos produzem, geralmente, apenas um 
dos enantiômeros de um par, os métodos sintéticos convencionais podem produzir uma 
mistura de enantiômeros. Quando essa mistura compreende igual quantidade de 
enantiômeros de configurações opostas, ela é denominada de racemato e a separação 
desta mistura em seus respectivos enantiômeros é conhecida como resolução. Essa 
resolução, geralmente, é realizada reagindo a mistura racêmica com um composto 
opticamente puro. Essa reação leva à formação de uma mistura de compostos 
diastereoisoméricos. Como os diastereoisômeros possuem propriedades físicas 
diferentes, tais como ponto de fusão, ponto de ebulição, solubilidade, eles são passíveis 
de separação por métodos de separação convencionais como cristalização fracionada ou 
cromatografia. 
 
• Parte experimental 
 
• Extração de profenos a partir de comprimidos comerciais – Esta parte do 
experimentoserá realizada para o ibuprofeno. 
 
Triture um comprimido comercial de ibuprofeno (600 mg) em um almofariz e transfira 
o pó para um Erlenmeyer de 125 mL de capacidade, contendo uma barra de agitação 
magnética de tamanho médio. Adicione 40 mL de acetato de etila PA e agite 
vigorosamente a solução por 10 minutos. Filtre a solução em um balão previamente 
pesado (junta 24/40). Lave o resíduo com mais 10 mL de acetato de etila. Evapore o 
solvente no rotaevaporador, seque com ar comprimido e determine a massa do produto 
extraído. 
Se o rendimento do material extraído for inferior a 90% do valor esperado, significa 
que resta ainda uma “boa quantidade” da substância impregnada no material de 
partida, sendo necessário uma re-extração do que ficou no papel filtro. 
Análises que serão realizadas com o composto obtido: ponto de fusão, cromatografia 
gasosa {2 mg do composto diluído em 1 mL de acetato de etila}, rotação óptica (as 
condições serão fornecidas pelos professores), IV, RMN de 1H, 13C. 
 
• Preparação das ibuprofenamidas diastereoisoméricas1 
 
 
Esquema 4. Síntese das amidas diastereoisoméricas 
 
Em um balão de 25 mL de capacidade (junta 14/20), prepare uma solução de (-)-
metilbenzil-amina (121,2 mg, 1,00 mmol) em diclorometano (10 mL). Adicione a esta 
solução o ibuprofeno (206,3 mg, 1,0 mmol) e dicicloexilcarbodiimida (DCC) (258,0 
mg, 1,25 mmol). Tampe o balão que contem a solução com uma rolha esmerilhada, 
passe uma fita de teflon e guarde na sua bancada até a próxima aula (1 semana). 
Após uma semana, filtre a solução para remover a dicicloexiluréia (funil de Büchner ou 
placa sinterizada), transfira a solução para um balão* (junta 24/40) e evapore o solvente 
no rota-evaporador. 
Pegue uma gota dessa solução para ser analisada por cromatografia gasosa. 
 
Análise da reação por cromatografia em camada delgada (Thin Layer 
Chromatography – TLC) 
 
Faça uma placa - CCD - para analisar o produto de reação. Aplique na placa o produto 
da reação e o ibuprofeno extraído. Elua a placa em uma câmara de cromatografia 
utilizando uma mistura de n-hexano: acetato de etila (8:2). Após eluição, observe a 
placa no UV, marque as posições das manchas com lápis. Em seguida, borrife a placa 
com uma solução reveladora (p-anisaldeído/H2SO4/HOAc - 0,5:1,0:50 mL) e coloque 
em uma chapa de aquecimento para revelar a placa. Analise a placa e a guarde para a 
próxima aula. 
 
 
Fonte: (ref. 1) 
Figura 7. Evolução de uma cromatografia em camada delgada 
Purificação das amidas por cromatografia de coluna 
Monte uma coluna de cromatografia conforme instrução dada pelo professor.3 Coloque 
um pequeno chumaço de algodão na coluna. Suspenda cerca de 20 g de sílica gel em 
hexano:acetato de etila 9:1 e em seguida, verta com cuidado, através de auxílio de um 
funil analítico para dentro da coluna. Deixe escoar o solvente (colete em um frasco 
Erlenmeyer), com leve batimento na coluna, para assentar a sílica. Use colunas mais 
largas e mais curtas e coloque sílica até dar ~15 cm de altura. Quando for aplicar a 
pastilha, deixe uma coluna de solvente de ~1 dedo de altura. 
Preparação de uma pastilha para cromatografia: Dissolva o seu produto em uma 
pequena quantidade de diclorometano (~10 mL). Adicione a essa solução ~3 g de sílica, 
agite a mistura e evapore o solvente com a ajuda de um rota-evaporador. Ao final da 
evaporação o seu produto estará impregnando na sílica, e será um pó bem seco e leve. 
Transfira essa sílica em pó com o seu produto para a coluna com a ajuda de um funil de 
haste longa. Com cuidado, complete a coluna com mais eluente, colete algumas frações 
(~10) e depois aumente a polaridade do solvente para hexano/acetato de etila 8:2 e 
colete frações (5~7 mL) em tubos de ensaio. Colete um total de 40-50 frações. Faça 
uma placa de CCD (eluente: hexano:acetato de etila 8:2). 
Analise a placa e agrupe as frações que contém a mistura das amidas 
diastereoisoméricas. Transfira para um balão tarado e evapore o solvente no 
rotaevaporador. Pese e calcule o rendimento da reação. Preparar amostras para IV e 
RMN de 1H e de 13C. 
Análises que serão realizadas com as ibuprofenamidas obtidas: ponto de fusão, IV, 
cromatografia gasosa, RMN de 1H, RMN de 13C. 
Referências bibliográficas 
 
1. https://www.google.com.br/search?q=google&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ved
=0ahUKEwj8wI2hy6zKAhVGH5AKHR5LBr4Q_AUICSgD&biw=1920&bih=909
#tbm=isch&q=cromatografia+em+camada+delgada&imgrc=k2isjJtH8NhVeM%3A 
2. Trost, B.M., Belletire, J.L., Godleski, S., McDougal, P.G., Balkovec, J.M., Baldwin, 
J.J., Christy, M.E., Ponticello, G.S., Varga, S.L., Springer, J.P. J. Org. Chem. 1986, 
51, 2370. 
3. Para informações sobre cromatografia em coluna ver técnica 12 – coluna 
cromatográfica, páginas 669-692: Pavia, D.L.; Lampman, G.M.; Kriz, G.S., R.G. 
Enzel; “Introduction to Organic Laboratory Techniques”, Saunders Coll. Publishing, 
3a ed., Orlando, 1999. 
4. Romero, A. L.; Baptistella, L. H. B.; Coelho, F.; Imamura, P. M. Quim. Nova 2012, 
35, 1680. 
 
 
https://www.google.com.br/search?q=google&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ved=0ahUKEwj8wI2hy6zKAhVGH5AKHR5LBr4Q_AUICSgD&biw=1920&bih=909#tbm=isch&q=cromatografia+em+camada+delgada&imgrc=k2isjJtH8NhVeM%3A
https://www.google.com.br/search?q=google&source=lnms&tbm=isch&sa=X&ved=0ahUKEwj8wI2hy6zKAhVGH5AKHR5LBr4Q_AUICSgD&biw=1920&bih=909#tbm=isch&q=cromatografia+em+camada+delgada&imgrc=k2isjJtH8NhVeM%3A
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Projeto 5 
Extração do Limoneno e Síntese do Terpineol 
Introdução 
O α-terpineol (3 – Esquema 3) é um monoterpeno de odor agradável encontrado 
em uma grande variedade de óleos essenciais, com ampla aplicação industrial. Assim, é 
usado em indústrias de produtos de perfumaria como constituinte de sabonetes e 
cosméticos, em indústrias de produtos de limpeza como repelente de insetos, 
desinfetante e aromatizante, em indústrias farmacêuticas como antifúngico e anti-
séptico e em indústrias de processamento de minerais como agente de flotação. 
Ultimamente, tem sido também empregado como substrato na preparação de 
copolímeros. Devido a essa enorme demanda, o terpineol utilizado no mercado mundial 
é obtido, em grande parte, por via sintética, e vários métodos para tal são disponíveis, 
com especial destaque àqueles que utilizam pinenos ou a própria terebintina como 
materiais de partida. Preparações a partir de outros monoterpenos como limoneno (1) ou 
nerol também são descritas, sendo que o limoneno é interessante pela disponibilidade, 
facilidade de obtenção em alta pureza química e óptica e possibilidade de reações de 
adição seletivas, sendo bastante útil em estudos acadêmicos que visam demonstrar a 
aplicabilidade de diferentes catalisadores ácidos. 
Objetivos 
Extrair um produto natural empregando destilação por arraste de vapor e empregar o 
limoneno na síntese do (+)-alfa-terpineol. 
Procedimentos experimentais 
Os procedimentos foram adaptados ou reproduzidos da referência 4. Detalhes adicionais 
e alguns cuidados são apresentados no capítulo 32 do livro “Química em 50 Ensaios”. 
Extração do limoneno (1) por arraste de vapor 
Montar a aparelhagem para destilação por arraste a vapor conforme a Figura 1: usar 
balão de 500 mL, Kitassato de 1 L e vidraria restante compatível, preenchendo o 
Kitassato com cerca de 600-700 mL de água destilada. O material pode ser coletado 
num frasco Erlenmeyer de 100 mL. 
Descascar quatro laranjas cuidadosamente (evitando tirar pedaços da polpa ou da “parte 
branca” da laranja). As cascas devem ser picadas em pedaços pequenos (cerca de 2-3 
cm), pesadas e transferidas para o balão de 500 mL. Adicionar água destilada em 
quantidade suficiente para cobrir as cascas (cerca de 250 mL), adaptar o balão