relatório de aula prática de microbiologia e imunologia

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UNINGÁ – CENTRO UNIVERSITÁRIO 
Curso de Nutrição EAD 
Fábio Guedes de Oliveira
162452-23
Rerlatorio de Aula Prática de Microbiologia e Imunologia
Polo Presidente Venceslau, 2024 
· INTRODUÇÃO 
	Este relatório descreve as atividades desenvolvidas na disciplina de Microbiologia Básica e Imunologia da Universidade de Maringá (Uningá) realizada no mes de junho de 2024. As práticas laboratoriais abordaram a Manipulação Asséptica, Meios de Cultura e Técnicas de Semeadura e Coloração de Gram e Morfologia Bacteriana. 
O processo asséptico acontece dentro da área descrita como sala limpa, que deve possuir controle ambiental bem definido, afim de que as partículas suspensas no ar sejam controladas, e deve ser construída de forma a minimizar a entrada, geração e permanência de partículas dentro da mesma. (LUDWIG; SILVA, 2019). É de extrema importância que seja realizado o treinamento e qualificação dos manipuladores, uma vez que os mesmos podem ser a principal fonte de geração de contaminações (XAVIER et al., 2017). 
	As técnicas de semeadura em laboratório de microbiologia consistem justamente em métodos pelo qual se transfere pequenas quantidades de microrganismos para um meio de cultura em que o material a ser analisado será semeado, ou seja: é preparado um ambiente perfeito para que determinado microrganismo presente em uma amostra de material cresça e se desenvolva para análise posterior. As técnicas de semeadura utilizadas em uma análise mudam de acordo com o tipo do meio de cultura e microrganismo que será estudado. Para garantir que somente o organismo desejado seja semeado, é preciso ter certeza de que o ambiente esteja totalmente estéril. A coloração de Gram é um método de coloração de bactérias desenvolvido pelo médico dinamarquês Hans Christian Joachim Gram (1853 - 1938), em 1884, que consiste no tratamento sucessivo de um esfregaço bacteriano, fixado pelo calor, com os reagentes cristal violeta, lugol álcool-acetona e fucsina básica. Essa técnica permite a separação de amostras bacterianas em Gram-positivas e Gram-negativas (de acordo com as características tintoriais apresentadas após a coloração), além da determinação de morfologia, arranjo e tamanho das amostras analisadas . 
2. OBJETIVOS 
	Manipulação Asséptica: conhecer os equipamentos, instrumentos e materiais do laboratório, aprender a manusear os materiais para realizar uma manipulação asséptica, desinfectar a bancada e realizar a lavagem asséptica das mãos. 
	Meios de Cultura e Técnicas de Semeadura: aprender as técnicas de semeadura via tubo e em placas. Coloração de Gram e Morfologia Bacteriana: diagnosticar a coloração Gram e observar a morfologia bacteriana, acondicionar os materiais usados e analisar a água do meio ambiente. 
3. MATERIAL E MÉTODOS - MANIPULAÇÃO ASSÉPTICA: 
Parte1: Apresentação do laboratório - equipamentos, instrumentos e materiais: funções e usos Material: Meios de cultura, agitador/aquecedor, balança, autoclaves, estufa e geladeiras, banhos maria, microscópio, bico de Bunsen, Erlenmeyer, béquer, pipeta, tubo de ensaio, placa de Petri, estante, alça e agulha de níquel-cromo, pipetador, pissetas. 
Parte 2: Manipulação asséptica - Material utilizado: placa de Petri, água destilada com corante, pipeta, pipetador, tubos de ensaio. 
Procedimento 1. Com apenas uma das mãos, abrir e fechar a placa de Petri repetidas vezes; 2. Com o auxílio do pipetador, pipetar 5 ml de água destilada do béquer e transferir 4 ml para um dos tubos; 3. Pipetar, do tubo, 3 ml de água destilada, e transferir 2 ml ao outro tubo; 4. Repetir os passos descritos, manipulando atrás do bico de Bunsen desligado. 
Parte 3: Acondicionamento de Materiais.- Material utilizado: pipeta, algodão, gaze, elemeyer, barbante e papel craft. Método: 1 Para a preparação da "boneca" (tampa do erlenmeyer), dispor as duas tiras de gaze no formato de cruz sobre a bancada. 2. Colocar um pedaço de a lgodão no centro, fe chando como se fosse uma "trouxinha", e experimentando no bocal do erlenmeyer. Ao perceber bem ajustado, amarrar com auxílio do barbante. 3,. Após fechar o erlenmeyer com a boneca, acondicionar essa área com ajuda do papel craft. Envolver a tira de papel ao redor e amarrar com o barbante. 4. Para acondicionar a pipeta, dobre a ponta do papel para reforçar a região onde ficará a ponta da pipeta, e comece a enrolá-la na diagonal p rotegendo bem a ponta. Ao final, torcer a ponta do papel excedente. OBS. Após acondicionamento dos materiais, cola -se um pedaço da fita adesiva sinalizadora sobre o papel, que mudará de cor após o processo de autolavagem.
Realizar a desinfecção da bancada com alcool 70% e papel toalha.
Parte 4: Análise da água do ambiente - Material utilizado: tubo de ensaio com 5ml de meio de cultura EC e tubo de Durhan, coletores de urina não estéril, pipeta estéril.
Foram analisados os componentes na água, as suas concentrações e outros parâmetros influenciam o tratamento que será realizado. Os processos de tratamento e análise da água devem ser adaptados de acordo com seu uso. A principal preocupação quanto à qualidade da água está certamente relacionada a o consumo humano. Um dos maiores riscos para a nossa saúde é a contaminação por coliformes fecais. É por essa razão que a análise microbiológica da água é tão importante. 
Parte 5: Lavagem Asseptica das Mãos- Material utilizado: álcool 70%, água, placa de Petri com TSA, sabão e papel toalha Método: 1. Retirar uma placa de Petri na bancada no fundo da sala, dividir em três partes com caneta de retroprojetor e identificá-la. 2. Esfregar 1 ou 2 dedos assepticamente, na placa de Petri com meio TSA no 1/3 da placa identificada mão sem lavar" (MSL), conforme instruções do docente. 3. Higienizar as mãos conforme orientações do docente, vigorosamente, durante 15 a 20 segundos (lavagem básica ou social), a seguir esfregar os dedos no 1/3 da placa identificada "mãos lavadas" (MLV). 4. Fazer a antissepsia das mãos pré-lavadas com álcool 70%, deixar secar naturalmente. Repetir a manobra de esfregar os dedos no 1/3 da placa identificada mãos limpas" (MLP). 5. Borrifar álcool 70%, em quantidade necessária para umedecer a bancada, limpar e enxugar a bancada com papel toalha. 
Pergunta: Por que a manipulação asséptica deve, obrigatoriamente, ser feita atrás da chama do bico de Bunsen?
A chama é uma barreira para proteger a amostra da pessoa e a pessoa da amostra.
MEIOS DE CULTURA E TÉCNICAS DE SEMEADURA Material utilizado: Tubo com meio líquido semeado, tubo com meio líquido estéril, tubo com meio semi -sólido, tubo com meio sólido inclinado, placa com meio sólido, placa esterilizada, Erlenmeyer com ágar-simples aquecido (45°C), pipeta, alça de níquel-cromo. 
Método: 1. Repique em meio liquido: flambar a alça, pegar o tubo semeado, abrir, flambar a boca, retirar uma gota com a alça, flambar a boca e fechar. Pegar o tubo com meio estéril, abrir, flambar a boca, colocar a alça carregada no meio e agitar delicadamente, retirar a alça, flambar a boca do tubo e fechar, e flambar a alça. 2. Semeadura em tubo com meio semissólido por picada: flambar a agulha, pegar o tubo semeado, abrir. Flambar a boca, carregar a agulha, flambar a boca e fechar. Pegar o tubo com meio estéril, abrir, flambar a boca e com a agulha carregada, semear fazendo uma picada no centro do meio de cultura penetrando até a metade da sua altura. 3. Semeadura em tubo com meio sólido inclinado por estrias: flambar a alça, pegar o tubo semeado, abrir, flambar a boca, retirar uma gota com a alça, flambara boca e fechar. Pegar o tubo com meio estéril, abrir, flambar a boca e com a alça carregada, semear em estrias na superfície do meio. 4. Semeadura em placa por esgotamento: dividir o fundo da placa em 3 partes com caneta de retroprojetor. Carregar a alça como na 1º técnica, abrir a placa, encostar a alça na borda do 1/3, semear em estrias (inicialmente próximas e ir distanciando). Semear os outros 2/3 sem carregar a alça. Evitar passar a alça 2 no mesmo local e aproveitar toda a superfície do meio sem afundar a alça.
Pergunta: Quais as principais funções das diferentes técnicas de semeadura em tubo e em placas aprendidas na aula?
Basicamente para aumentar o inóculo e usá-lo e a outra semeadura em tubo é para identificar o microorganismo utilizando as provas bioquímicas. 
COLORAÇÃO DE GRAM, AZUL DE METILENO E MORFOLOGIA BACTERIANA Parte 1: Coloração de Gram e azul de metileno - Material utilizado: Lâmina, alça de níquel-cromo , solução salina e stéril, Crista l violeta, Lugol, Álcool cetona e Fucsina, placa ou tubo semeado com Pseudomonas aeruginosa ou Sthaphylococeus aureus. Procedimento: 1. Com auxílio da alça de níquel-cromo, depositar no centro da lâmina uma gotícula de solução salina; 2. Coletar pequena quantidade de massa bacteriana e espalhar sobre a lâmina para se obter um esfregaço fino e uniforme; 3. Fixar o esfregaço passando a parte inferior da lâmina 3 vezes na chama. Esperar esfriar; 4. Cobrir com cristal violeta, deixar agir por l minuto e verter o excesso: 5. Cobrir com solução de Lugol, deixar agir por I minuto e enxaguar em filete de água corrente; 6. Descorar com o álcool cetona (5 a 10 segundos) e enxaguar imediata mente em água corrente; 7. Cobrir com Fucsina, deixar agir por 30 segundos. Enxaguar em água corrente e secar com papel toalha; 
Pergunta: Qual a diferença da estrutura da parede celular das bactérias Gram positivas e Gram negativas.o que essa diferença resulta na coloração Gram?
Positivo e negativo - a capacidade de reter o cristal violeta ou não. A parede celular também é diferente. Positivo - grossa; Negativo - fina com uma parede externa. Usamos o lugol que é praticamente impossível de sair no caso dos positivos e no caso dos gram negativos utilizamos alcool-cetona e depois fucsina.
Parte 2: Observação da morfologia bacteriana: Método: 1. Observar a lâmina no microscópio, com objetiva de 100x (óleo de imersão): 2. Identificar as diferentes colorações e morfologias bacterianas observadas. 
Pergunta: Quais colorações e morfologias bacterianas observadas?
Coloração Gram
- SA 100x - coloração roxa evidencia morfologia cocos ou stphylococus aureus.
- PA 100x - coloração rosa evidencia morfologia de bacilo como pseudomas acriginosa
Azul de metileno
SA 100x - cocos
PA 100x - bacilo
Parte 3 : Observação de outras morfologias bacterianas e suas organizações coloniais Material utilizado: Lâmina de coloração de gram de iogurte e fermento de pão, microscópio e óleo de imersão. Método: 1. Observar a lâmina no microscópio, com objetiva de 100x (óleo de imersão). 2. Identificar as diferentes morfologias bacterianas observadas. Parte 3.1. Acondicionamento de materiais Material utilizado: pipeta, algodão, gaze, e rlenmeyer barbante e papel craft . 
Amostra do iogurte - 100x morfologia bacilos + cocos (os 2)
Amostra do fermento de pão - 100x morfologia de fungo ou levedura
5. CONCLUSÃO Conhecer o laboratório e o seu funcionamento, bem como as técnicas de desinfestação mostram como devem ser criteriosamente higienizadas e desinfetadas para poder realizar tais experimentos. A preparação de lâminas a partir de diferentes é um procedimento simples, mas que requer toda atenção e cuidado para que cada etapa seja criteriosamente executada, a fim de evitar possíveis alterações nos resultados esperados. Seguindo a técnica de coloração de Gram, os resultados obtidos foram sa tisfatórios quando comparados com a literatura disponível, já levando em conta as possíveis limitações da própria técnica. A observação de culturas em meio sólido nos possibilitou a caracterização macroscópica da cultura, dado que a morfologia dos microrganismos é um elemento ligado às suas características genéticas, o que nos possibilita uma rápida identificação, uma vez que se conheça as morfologias existentes. A prática em laboratório, a partir de breves orienta ções e com o auxílio de professores e monitores proporcionou uma experiência muito importante e enriquecedora para a formação acadêmica.
6. Registro fotográfico
BIBLIOGRAFIA BERRÍOS, Carolina Serrano; ILABACA, Rodrigo Gutiérrez. Manual de microbiología. Ediciones UC, 2018. DA SILVA, Neusely et al. Manual de métodos de análise microbiológica de alimentos e água. Editora Blucher, 2017. 
GRIST, N. R. Man ual de biosse gurança para o laboratório. In: Manual de biossegurança para o laboratório. 1995. p. 133-133. LUDW IG, F. P .; SILVA, I. da. Requisitos de área limpa para produção de medicamentos injetáveis na indústria farmacêutica, 2019. NEDER, Rahme Nelly. Microbiologia: manual de laboratório. In: Microbiologia: manual de laboratório. 1992. p. 137-137. XAVIER, M. P.; NOGUE IRA, H. S.; XAVIER, M. A. de S .; XAVIER, A. R. E . de O.; Monitoramento microbiológico de áreas grau A e grau B de uma produção asséptica. Revista Unimontes Científica, Montes Claros, v.19, n.2 - jul./dez. 2017. 
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