Resumo de Microbiologia

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Produzido por: Karla Emilia Silva Maciel
@estuda.biomedica
MICROBIOLOGIAMICROBIOLOGIA
RESUMO DERESUMO DE
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Conteúdo
ATENÇÃO!!!
Este material é de uso exclusivo daquele que o adquiriu. Portanto, fica
proibido o compartilhamento e/ou a comercialização do mesmo, visto que
se trata de um crime previsto no art.184 do código penal brasileiro, com
pena de 3 meses a 4 anos de reclusão ou multa
Introdução a Microbiologia...................................................04
Vírus........................................................................................05
Fungos.....................................................................................07
Bactérias................................................................................09
Meios de cultura.....................................................................19
Principais meios de cultura...................................................23
Outros meios de cultura........................................................40
Biossegurança na microbiologia............................................51
Critérios e rejeição de amostra...........................................52
Técnicas de semeadura.........................................................53
Técnicas de coloração..........................................................55
Identificando as bactérias...................................................62
Tipos de cultura.....................................................................69
Noções sobre o antibiograma...............................................79
Referências............................................................................82
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Sobre a autora
Karla Emilia Silva Maciel, é Biomédica, especialista em Análises
Clínicas e Gestão Laboratorial, empreendedora digital e
idealizadora do perfil @estuda.biomedica no Instagram.
Acredita que é possível estudar de forma mais simples e
descomplicada, por isso se dedica a desenvolver materiais que
facilitam o processo de compreensão de assuntos relacionados as
principais disciplinas que envolvem as Análises Clínicas,
favorecendo uma melhor assimilação da teoria com a prática,
tornando o estudo mais claro e eficiente.
Reitero que fica expressamente proibido o compartilhamento de
cópias e/ou a comercialização deste material.
Todo o conteúdo deste material possui embasamento
bibliográfico, você pode conferir as obras, sites e artigos
consultados na última página
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Introdução a Microbiologia
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Afinal, o que estuda a microbiologia? Seres minúsculos que não são
vistos a olho nu, que também podem ser chamados de: micróbios e
germes. Dentro dessa galera, podemos citar: vírus, bactérias,
fungos e protozoários. Neste material vamos falar bem mais sobre
as bactérias.
Primeiramente, gostaria de relembrar que nem todos esses
"bichinhos" fazem mal a nossa saúde, muitos deles, inclusive, tem
como habitat natural o nosso organismo, eles são importantes até
mesmo na nossa digestão e metabolismo.
Produção de fármacos
Indústria alimentícia
Os micróbios são úteis ainda na:
Nomenclatura
Formalizado por Carolus Linnaeus, em 1735. O nome do
microrganismo se dá pelo gênero + espécie (como se fosse nosso
nome e sobrenome). Sendo o gênero iniciado por uma letra
maiúscula e o nome da espécie sempre em letra minúscula (escritos
em itálico ou sublinhados). É possível ainda abreviar o nome
científico quando este já foi mencionado anteriormente.
Exemplo:
Staphylococcus aureus
Staphylococcus aureus
S. aureus
Classificação
Já a organização das classes dos microrganismos foram
desenvolvidas por Carl Woese, em 1978. Dividindo-os em três
domínios: Bacteria, Archea e Eukarya (aqui inclui-se: protistas,
fungos, plantas e animais).
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Caso você não saiba, vírus só é visualizado através de microscópio
eletrônico, fora isso... nada feito! Apesar de serem pequenos, o
tamanho é variável, varia de 20 a 1.000nm. Segunda coisa, há uma
discussão se vírus é um organismo vivo ou não, já que eles só estão
vivos quando se multiplicam dentro de uma célula hospedeira.
Os vírus são parasitos intracelulares obrigatórios, se é
obrigatório... isso quer dizer que eles NECESSITAM de um
hospedeiro, além de tímidos, são dependentes. Coitados, não sabem
o que é amor próprio.
Outro detalhe é que os vírus podem infectar uma grande variedade
de célula hospedeira, não é só ser humano não, nem a bactéria
escapa! E os que infectam as bactérias tem um nome: bacteriófagos
ou fagos.
ESTRUTURA VIRAL 
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Tipos de microrganismos
Como já mencionado, vamos nos ater principalmente as bactérias,
mas não custa nada antes sabermos um pouquinho sobre os vírus e
fungos também, não é mesmo?!
Vírus
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ÁCIDO NUCLEICO:
CAPSÍDEO:
ENVELOPE:
Os vírus podem possuir ou DNA, ou RNA, os dois não. Pode ser tanto
de fita simples ou dupla. A depender do vírus, o ácido nucleico pode
ser linear, circular, ou ainda, segmentado (como o vírus da gripe)
Capsídeo é um revestimento proteico que protege o ácido nucleico
do vírus
Em alguns casos, o capsídeo pode ainda ser envolvido por um
envelope, composto de lipídeos, proteínas e carboidratos, podendo
ou não apresentar espículas projetadas na superfície do envelope
Os vírus que não possuem envelope são chamados de:
vírus não envelopado
MORFOLOGIAS VIRAIS
Com base na estrutura do capsídeo é possível classificar a
morfologia dos vírus em:
Vírus helicoidais: São parecidos com bastonetes
longos, que podem ser flexíveis ou rígidos. O
ácido nucleico viral fica no interior de um
capsídeo oco e cilíndrico com formato helicoidal
(em hélice).
Vírus poliédricos: A maioria dos vírus desse tipo
tem o capsídeo em forma de icosaedro (poliedro
formado por 30 arestas, 12 vértices e 20 faces).
Os capsômeros de cada face formam um
triângulo equilátero.
Vírus envelopados: Os vírus deste tipo possuem
envelopes envoltos no capsídeo, geralmente se
apresentam na forma esférica. Quando os vírus
helicoidais e poliédricos tem envelope, eles são
chamados de: vírus helicoidais envelopados e
vírus poliédricos envelopados.
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Vírus complexos: Um exemplo clássico de vírus
complexo são os bacteriófagos (vírus
bacterianos). O capsídeo é poliédrico e a bainha
da cauda é helicoidal. O genoma viral fica no
poliédrico.
A identificação do vírus geralmente é feita por métodos sorológicos, como o
Western blotting, onde o vírus é detectado através da reação com anticorpos
FUNGOS
Nem todos os fungos são patogênicos (causam doenças), eles
possuem seus benefícios e utilidades, são úteis para consumo, na
produção de alimentos e fármacos.
Todos os fungos são quimioheterotróficos, o que significa que os
mesmos utilizam compostos orgânicos como fonte de energia e de
carbono, podem ser tanto aeróbios como anaeróbios facultativos,
porém poucos anaeróbios são conhecidos.
ESTRUTURAS VEGETATIVAS DOS FUNGOS
Fungos filamentosos e carnosos: Seu corpo é formado por hifas,
longos filamentos de células conectadas. As hifas possuem
septos, paredes cruzadas e crescem por alongamentos das
extremidades. Quando crescem em condições favoráveis forma-
se o micélio (visível a olho nu).
Leveduras: Apresentam formato oval ou arredondado, na
maioria das vezes, são unicelulares e não possuem filamentos.
Encontradas comumente em frutas e folhas em forma de um "pó
branco". Se reproduzem tanto de forma assexuada, a partir do
brotamento ou sexuada, por esporos endógenos (Ascósporos).
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Algumas leveduras criam brotos que não se separaram um dos outros,
formando uma cadeia de células, chamadas: pseudohifas.
Ex: Candida albicans
Fungos dimórficos: Como o próprio nome já indica, esses
camaradas apresentam dimorfismo, ou seja, distinção na sua
forma. Esses fungos podem crescer tanto na forma de fungos
filamentosos como de leveduras. Em casos de fungos dimórficos
patogênicos são dependentes geralmente da temperatura. Em
aproximadamente 37ºC o microrganismo se apresenta na forma
de levedura, mas se for em temperaturas mais baixas como a
25ºC ele se apresenta na forma de bolor (em outros casos os
fungos são variáveis de acordo com a concentração de CO2).
Fungo dimórfico: Histoplasma capsulatum
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BACTÉRIAS
São unicelulares e procariotos, por conta do seu material genético
não ser envolvido por nenhuma membrana especial. Medem
aproximadamente entre 0,2 a 2um de diâmetro e de 2 a 8um de
comprimento. A parede celular é composta por peptideoglicano.
Normalmente se reproduzem por fissão binária, ou seja, nesse tipo
de reprodução assexuada, acontece a divisão do organismo ao
meio, originando duas células iguais. Como elas possuem flagelos,
grande parte das bactérias conseguem se movimentar, "nadando"'.
MORFOLOGIA BACTERIANA
As bactérias podem se apresentar de diversas formas. Vai
depender das características de cada gênero e espécie. A
classificação morfológica das bactérias no geral são divididas em:
cocos e bacilos.
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Cocos: únicos e simples
Diplococos: cocos em dupla
Tétrade: cocos em grupos de quatro
Sarcinas: grupos de oito cocos que formam um cubo
Estreptococos: cocos em cadeia
Estafilococos: cocos agrupados como cachos de uva
Dicas para diferenciar:
10
Cocos: são arredondados, podendo apresentar arranjos
variados, como: isolados, diplococos, tretacocos, sarcinas,
estreptococos e estafilococos.
Cocos Diplococos Tétrades
Sarcinas Estreptococos Estafilococos
Bacilos: se apresentam em formato mais alongado, se
assemelhando a um bastão ou bastonetes, possuem menor
número de agrupamentos, comparado aos cocos.
Bacilos Diplobacilos
Estreptobacilos
Bacilos: únicos e simples
Diplobacilos: bacilos em dupla
Estreptobacilos: bacilos em cadeia
Dicas para diferenciar:
*Existe também os cocobacilos: é como se fossem cocos mais alongados
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Ainda existem as bactérias em formato de espirilos, não são retas,
apresentam uma ou mais curvaturas.
Vibrião
Espirilo Espiroquetas
Vibrião: são bastões curvos, lembra uma vírgula
Espirilo: se assemelham a um saca-rolhas, apresenta corpo rígido. Um apêndice externo
permite sua locomoção
Espiroquetas: formato helicoidal flexível, se movimentam a partir de filamentos axiais
Dicas para diferenciar:
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ESTRUTURA BACTERIANA
Cápsula: Revestimento polipeptídico, gelatinoso, que dificulta a
fagocitose e permite maior aderência às células do hospedeiro
Fímbrias e pilus: São tipo "pelinhos" mais curtos que os flagelos
que facilitam a aderência das células às superfícies. Presentes
principalmente nas bactérias gram-negativas. Não estão
relacionados a motilidade
Flagelo: Responsável pela mobilidade da célula, as bactérias que
tem um único flagelo são chamadas monotríquias e as com
inúmeros flagelos são denominadas peritríquias
Parede celular: Envolve a membrana plasmática, apresenta
peptideoglicano
Membrana plasmática: Reveste o citoplasma, é seletivamente
permeável e possui enzimas para reações metabólicas
Citoplasma: Componente líquido presente no interior da
membrana plasmática, composto principalmente de água
Nucleoide: É onde está contido o DNA do cromossomo
bacteriano
Ribossomos: Pequenos corpos granulares onde ocorre a síntese
proteica, formado por rRNA e proteína
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DIFERENÇA DA PAREDE CELULAR DAS
Bactérias Gram positivas vs Gram negativas
Parede - Bactéria Gram-positiva
Parede - Bactéria Gram-negativa
Membrana plasmática
Peptideoglicano
Fosfolipídios
Proteínas
Ácido lipoteicoico
1.
2.
3.
4.
5.
Membrana plasmática
Periplasma
Membrana externa
Fosfolipídios
Peptideoglicano
Lipoproteína
Proteínas
Lipopolissacarídeos
Porinas
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
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PAREDES CELULARES DE BACTÉRIAS GRAM-POSITIVAS
Possuem diversas camadas de peptideoglicano (mureína), de forma
que a estrutura apresenta-se rígida e espessa. Fora isso, as
bactérias gram-positivas inclui ácidos teicoicos, constituídos
principalmente de álcool e fosfato. Por conta dos grupos fosfatos
presentes nos ácidos teicoicos que possuem carga negativa é
possível ligar e regular o movimento de íons positivos para dentro e
para fora da célula. Podem também impedir a fissura extensa da
parede e provável lise celular.
PAREDES CELULARES DE BACTÉRIAS GRAM-NEGATIVAS
Diferente das gram-positivas, as camadas de peptideoglicano das
bactérias gram-negativas são poucas, até só uma e a membrana
externa. O peptideoglicano fica ligado a lipoproteínas na membrana
externa, e fica localizado no periplasma (região entre a membrana
externa e plasmática). A membrana externa é formada por
lipopolissacarídeos, lipoproteínas e fosfolipídios, que possui
variadas funções, dentre elas podemos citar: a sua forte carga
negativa, que é de grande importância no evasão (escape) da
fagocitose, atua como barreira (porém não em todos os ambientes),
e parte da permeabilidade da membrana externa é graças as
porinas, proteínas na membrana que formam canais específicos por
onde as substâncias podem atravessar para o espaço
periplasmático e, posteriormente, para o interior da célula.
Peptideoglicano
Membrana plasmática
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Peptideoglicano
Membrana externa
Membrana
plasmática
Espaço periplasmático
NUTRIÇÃO bacteriana
A nutrição dos procariontes ocorre principalmente por absorção, já
que não é possível a realização da fagocitose devido a parede
celular espessa.
São classificados conforme as fontes de energia e carbono usadas
para o seu crescimento.
Quanto a fonte de energia, temos:
Fototróficos: Utilizam a luz
Quimiotróficos: Utilizam compostos químicos
Autotróficos: Usam fontes inorgânicas
Heterotróficos: Usam fontes orgânicas
Quanto a fontes de carbono:
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CRESCIMENTO BACTERIANO
Os fatores que favorecem o crescimento microbiano podem ser
divididos em: físicos (temperatura, pH, pressão osmótica) e
químicos (carbono, nitrogênio, enxofre, fósforo, oxigênio).
Vale ressaltar que, quando se fala de crescimento na
microbiologia estamos nos referindo a um aumento do número de
células e não ao aumento das dimensões celulares
Podemos destacar:
Psicrófilos: amam o frio, crescem em temperaturas baixíssimas
Mesófilos: temperaturas moderadas são favoráveis para eles
Termófilos: gostam de calor, ou seja, temperaturas altas
Hipertermófilos: tem ótimo crescimento acima de 80ºC ou até
mais, mas relaxa, esse tipo de microrganismos são da turma das
arqueias
Temperatura
Neste quesito, existem algumas particularidades, apesar de a
maioria das bactérias de interesse clínico crescer na faixa
aproximada de 37ºC (mesófilos). Por isso são classificados de
acordo com a sua temperatura de crescimento:
Além das fontes de energia e carbono, assim como nós as bactérias
precisam de nutrientes, alguns em pequenas quantidades
(micronutrientes)e outros em maiores quantidades
(macronutrientes), afinal, equilíbrio é tudo!
Principais micronutrientes Principais
macronutrientes
cobalto, zinco,
molibdênio, cobre,
manganês, níquel
carbono, nitrogênio,
hidrogênio, fósforo, enxofre,
potássio,
magnésio, cálcio, sódio e ferro
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pH
Primeiramente, vamos relembrar a escala o pH:
Grande parte das bactérias crescem entre 6,5 e 7,5, o que indica
um pH neutro, enquanto os fungos e leveduras se dão melhor em um
pH menor, entre 5 e 6.
Aeróbios obrigatórios: Se é obrigatório, significa que eles
sentem a necessidade do oxigênio para viver
Anaeróbios facultativos: São aeróbios que desenvolvem e/ou
possuem a capacidade de crescer mesmo quando o oxigênio não
está disponível, porém, sem o oxigênio ele não produz energia
da mesma maneira
Anaeróbios obrigatórios: Bactérias que não são capazes de
usar o oxigênio para produzir energia, o gênero Clostridium que
possui espécies causadoras do tétano e botulismo é um exemplo
dessa classe
Oxigênio
Quanto ao oxigênio, os microrganismos podem ser classificados em:
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CURVA DE CRESCIMENTO BACTERIANO
Fase Lag:
Não revela um crescimento expressivo, porém se prepara para o
próximo estágio de divisão
Fase Exponencial:
Ou ainda, chamada de fase log (prestenção que é lOg e não lAg), é
quando ocorre o crescimento exponencial, com alta atividade
metabólica
Fase Estacionária:
É um momento de estabilização do crescimento microbiano, onde o
número de mortes é proporcional ao número de células novas
Fase de Decaimento:
Também chamado de fase de declínio, ou fase de morte celular, pois
o número de mortes supera a quantidade de células novas
Mas como ocorre o crescimento dos microrganismos
no laboratório?
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Meios de cultura
Para favorecer o crescimento microbiano nos laboratórios
utilizamos os meios de cultura, preparados com os nutrientes
necessários para que esse crescimento in vitro ocorra, algumas
bactérias crescem em qualquer meio, já outras são um pouco mais
exigentes e precisam de meios específicos.
Os meios utilizados para observar o crescimento de bactérias
geralmente é sólido, um agente solidificante, como o ágar, um
polissacarídeo derivado de uma alga marinha, que possui aspecto
gelatinoso. Esses meios com ágar são depositados em tubos de
ensaio ou em placas de Petri, que são placas rasas com um tampa
que cobre até o fundo, com a finalidade de descartar os riscos de 
 contaminação.
Nutrientes necessários para o crescimento do microrganismo
Água suficiente
pH adequado
Oxigênio no nível condizente, ou até mesmo ausente
Ser completamente ESTÉRIL, ou seja, sem contaminação de
qualquer microrganismo intrometido que seja
O QUE IMPORTA EM UM MEIO DE CULTURA PARA QUE
ELE SEJA UTILIZADO?
É importante conhecermos dois conceitos:
Inóculo - São os microrganismos inseridos no meio de cultura para que se
possa observar o crescimento
Cultura - São os microrganismos crescidos no meio, ou seja, que se
multiplicaram a partir do inóculo
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Meios de cultura em pó comercializados (antes do preparo)
Meios de cultura (durante o preparo) Meios de cultura solidificados na placa de Petri
Placa de Petri
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O meio de cultura escolhido vai ser de acordo com a pesquisa de
interesse, lembra que falamos que existem bactérias que crescem
em qualquer meio, e outras em meios específicos, pois é, vamos
conhecer os principais tipos a seguir.
Eles conseguem diferenciar os microrganismos, geralmente até mesmo pela
coloração. A presença de alguns elementos no meio possibilita determinadas
alterações características de crescimento diferenciados que são
empregadas para a identificação ou a diferenciação de microrganismos. 
21
Tipos de Meios de cultivo
MEIOS SELETIVOS
Como o próprio nome já nos indica, esse meio seleciona os seus
microrganismos preferidos e dá o block em outros, o que isso quer dizer? Não
é em qualquer microrganismo que ele dá o match. Digamos que em uma rede
social, ele teria o seu perfil privado, e aceitaria apenas as solicitações de
amigos mais próximos. Esse tipo impede o crescimento de algumas bactérias
e favorece o crescimento de outras.
MEIOS DIFERENCIAIS
MEIOS ENRIQUECIDOS
São ricos em nutrientes. Proporcionam até mesmo o crescimento de
microrganismos fastidiosos, que ser isso? Microrganismos que não crescem
em qualquer ambiente. Geralmente são meios líquidos, mas também podem
ser sólidos.
MEIOS DE TRANSPORTE
São isentos de nutrientes e úteis na triagem (pós coleta). Este tipo impede a
desidratação durante o transporte e impede a oxidação e/ou autodestruição
enzimática dos patógenos presentes no material. Ou seja, ele é um uber
delivery, não é o destino, apenas o meio que leva a outro meio.
MEIOS DE INDICADORES
Analisa as propriedades bioquímicas dos microrganismos, a partir de
fermentação e degradação de determinadas substâncias. A modificação de
cor do meio indica a positividade da reação.
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Principais Meios de Cultura
Ágar sangue
Meio não seletivo
Finalidade:
Crescimento da maioria dos microrganismos gram-
positivos e gram-negativos
Permite a análise da atividade hemolítica de
determinados microrganismos
Composição:
Meio base - ágar tríptico de soja (TSA) ou ágar
Columbia
Sangue de carneiro
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Resfriar até 50ºC após retirar da autoclave
Acrescentar 50ml de sangue de carneiro para cada litro do meio
base
Homogeneizar e fazer distribuição em placas de 90mm com
aproximadamente 20 a 25ml
Deixar esfriar até que fique em temperatura ambiente
Cor do meio: vermelha
Inoculação e incubação:
Semear a amostra por esgotamento
Incubar por 24h a mais ou menos 37ºC em estufa de CO2
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Leitura e Interpretação
As colônias crescem no meio depois de 24h de incubação
S. aureus apresenta hemólise total
S. pneumoniae hemólise parcial, ao redor das colônias observa-
se uma coloração esverdeada
Bacilos gram-negativos e E. faecalis não apresentam alteração
no meio
Exemplos:
Tipos de Hemólise no Ágar Sangue
Alfa hemólise: É chamada assim quando ocorre a hemólise parcial do meio, e
forma-se uma área esverdeada ao redor da colônia
Beta hemólise: É quando ocorre a hemólise total, o meio acaba apresentando
uma transparência ao redor das colônias
Gama hemólise: Não ocorre formação de hemólise
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Ágar CHOCOLATE
Finalidade:
Crescimento da grande parte dos microrganismos
Útil no isolamento de Haemophilus spp. e Neisseria spp
Composição:
Meio base - ágar tríptico de soja (TSA) ou ágar GC
ou Mueller-Hinton
Sangue de carneiro
Suplemento VX (comercial)
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Resfriar até 50ºC após retirar da autoclave
Acrescentar 50ml de sangue de carneiro para cada litro do meio
base
Homogeneizar em fogo baixo até que o meio fique achocolatado
Resfriar o meio até 50ºC e adicionar os suplementos VX
Deixar esfriar até que fique em temperatura ambiente
Inoculação e incubação:
Semear a amostra por esgotamento
Incubar por 24h a mais ou menos 37ºC em estufa de CO2
Cor do meio: marrom chocolate
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Leitura e Interpretação
Varia conforme as características de cada microrganismo
Ágar cled
Finalidade:
Isolamento e quantificação de microrganismos presentes em
amostras de urina
Composição:
Meio Cled
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Resfriar até 50ºC após retirar da autoclave
Distribuir em placas de Petri estéreis de 90mm
aproximadamente 20 a 25ml
Deixar esfriar até que fique em temperatura ambiente
Brolacin ou Cystina-Lactose Electrolytes-
Deficient Agar
A falta de eletrólitos impede o véu de
cepas de Proteus spp.
Cor do meio: esverdeado
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Inoculação e incubação:
Semear a amostra pelo método quantitativo, utilizando alça
calibrada
Incubar por 24h a mais ou menos 37ºC
Leitura e Interpretação
Fermentadores de lactose mudam o meio para amarelo
As que não fermentam apresentam colônias incolores
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Ágar emb
Finalidade:
Isolamento de enteropatógenos baseados na fermentação de
lactose, ou seja, classifica/diferencia os microrganismos entre
lactose positiva e lactose negativa
Composição:
Meio de EMB
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Resfriar até 50ºC após retirar da autoclave
Distribuir em placas de Petri estéreis cerca de 20 a 25ml
Deixar esfriar até que fique em temperatura ambiente
Inoculação e incubação:
Semear a amostra direto no meio, ou após o crescimento do
microrganismo a partir de um meio de enriquecimento
Incubar por 24h a mais ou menos 37ºC em estufa
Cor do meio: vinho
Eosin Azul de Metileno
Meio diferencial
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Leitura e Interpretação
Fermentadores de lactose se apresentam num verde metálico,
como a Escherichia coli, ou roxo escuro
Os que não fermentam lactose aparecem transparentes ou roxo
claras, como a Salmonella spp.
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Ágar macconkey
Finalidade:
Isolamento de bacilos gram-negativos
Averigua a fermentação ou não de lactose
Composição:
Meio de ágar MacConkey
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Resfriar após retirar da autoclave
Distribuir em placas de Petri estéreis cerca de 25ml
Deixar esfriar até que fique em temperatura ambiente
Inoculação e incubação:
Semear a amostra direto no meio
Incubar a 37ºC entre 18 a 20 horas
Cor do meio: rosa claro
 Impede o crescimento de cocos gram +
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Leitura e Interpretação
E. coli aparece com colônias na coloração rosa, por fermentar
lactose
Os não fermentadores de lactose como P. mirabilis apresenta
colônias incolores
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Ágar manitol salt
Finalidade:
Isolamento de estafilococos
Composição:
Meio de ágar manitol
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Resfriar após retirar da autoclave
Distribuir em placas de Petri estéreis cerca de 25ml
Deixar esfriar e solidificar até que fique em temperatura
ambiente
Inoculação e incubação:
Semear a amostra ou a cepa direto no meio
Incubar a 37ºC entre 18 a 20 horas
Cor do meio: vermelho
Meio seletivo e diferencial
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Leitura e Interpretação
Staphylococcus aureus modificam o meio ao redor da colônia
para amarelo, enquanto as demais espécies mantém a coloração
avermelhada do ágar
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Ágar mueller-hinton
Finalidade:
Antibiograma, pelo método de difusão do disco
Composição:
Meio de Mueller-Hinton
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
Ajustar o pH entre 7,2 a 7,4
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Resfriar após retirar da autoclave
Distribuir cerca de 50 a 60ml em cada placa de 150mm
Deixar esfriar e solidificar até que fique em temperatura
ambiente
Inoculação e incubação:
Semear a cepa seguindo as normas determinadas para testes
de sensibilidade
Incubar a 37ºC durante 24 horas
Cor do meio: palha
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Ágar sabouraud dextrose
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Finalidade:
Isolamento de fungos patogênicos 
Composição:
Ágar Sabouraud
Cloranfenicol (0,05g)
Etanol 95% (10ml)
Preparo:
Dissolver em água destilada
Aquecer para dissolver em fervura
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Retirar da autoclave
Colocar 10ml em cada tubo
Fechar corretamente os tubos e deixar inclinado 45º
Deixar esfriar em temperatura ambiente
Inoculação e incubação:
Semear a amostra direto no meio
Incubar a mais ou menos 32ºC por até 12 dias
Cor do meio: amarelo claro
Com ou sem cloranfenicol
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Leitura e Interpretação
Observar o crescimento de colônias fúngicas semanalmente
Ágar salmonella-shigella (ss)
Finalidade:
Isolamento de Salmonella-Shigella
Diferencia lactose positiva de lactose negativa
Identifica a produção de sulfeto de hidrogênio (H2S) 
Composição:
Ágar SS
Preparo:
Pesar e hidratar o meio de acordo com as instruções do
fabricante
O meio deve ser aquecido para dissolver
Não deve ser autoclavado
Resfriar até 50ºC e dividir cerca de 20 a 25ml nas placas de
Petri estéreis
Deixar esfriar em temperatura ambiente
Meio seletivo e diferencial
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Inoculação e incubação:
Semear a amostra direto no meio, ou após o crescimento do
microrganismo a partir de um meio de enriquecimento
Incubar por 24h a mais ou menos 37ºC em estufa
Cor do meio: vermelho alaranjado
Leitura e Interpretação
Suspeita-se de Salmonella e/ou Shigella spp. quando as colônias
se apresentam incolores ou pretas
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Ágar thayer martin
Finalidade:
Isolamento de Neisseria gonorrhoeae e N. meningitidis
Composição:
Ágar GC
Sangue de carneiro
Suplemento VX
Solução de antibióticos VCNT (Vancomicina, Colistina, Nistatina
e Trimetoprima)
Preparo:
Pesar seguindo as instruções do fabricante e hidratar com
930ml de água destilada
Autoclavar a 121ºC durante 15 minutos
Resfriar até 50ºC e acrescentar 50ml de sangue de carneiro
por litro de meio base e homogeneizar devagar
Aquecer em 80ºC até achocolatar
Resfriar, adicionar o suplemento e VCNT
Partilhar o meio nas placas de 90mm estéreis
em mostras de
microbiota mista
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Leitura e Interpretação
N. gonorrhoeae apresentam colônias bem pequenas e opacas,
após as 48h são um pouquinho convexas com brilho
38
Inoculação e incubação:
Semear a amostra direto no meio
Incubar entre 24h a 48h em aproximadamente 37ºC em estufa
com 5% de CO2
Cor do meio: marrom achocolatado
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Pesar e hidratar seguindo as instruções do fabricante
Aquecer em constante agitação para dissolver
Partilhar 3ml em tubos com tampa
Autoclavar a 121ºC durante 15 minutos
Remover da autoclave e inclinar em ângulo de 45º
39
Ágar tsa
Finalidade:
Composição:
Meio TSA
Preparo:
Manutenção de cepas bacterianas
Se acrescentar sangue
de carneiro,teremos o
ágar sangue
Cor do meio: palha
Inoculação e incubação:
Semear a bactéria e incubar por 24h a 37ºC
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Ágar batata
Finalidade:
Útil para realizar microcultivo para identificação do aspecto
micromorfológico dos fungos
Composição:
Glicose (5g)
Ágar (7,5g)
Batatas (100g)
Água destilada (500ml)
Preparo:
Ferver as batatas previamente descascadas em 500ml de água
Filtrar a infusão
Adicionar o ágar e ferver até que esteja dissolvido
Incluir a glicose e completar com água até 500ml
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Fazer a distribuição de 18ml em placas de 90mm
Outros meios de cultura
Cor do meio: palha
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caldo bhi
Finalidade:
Útil no cultivo de bactérias e fungos de grande variedade
Composição:
Meio de BHI
Preparo:
Pesar e hidratar de acordo com as instruções do fabricante
Distribuir 1,5 ml em tubos de 12 x 120mm
Vedar os tubos com algodão ou tampa de rosca
Autoclavar a 121ºC por 15 minutos
Deixar esfriar em temperatura ambiente
Cor do meio: amarelo claro
Brain Heart Infusion
Meio líquido
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cary-blair
Finalidade:
Transporte e preservação de amostras de fezes para cultura
Composição:
Tioglioclato de sódio (1,5g)
Fosfato dissódico (1,1g)
NaCl (5g)
Ágar (2g)
Água destilada (991ml)
Solução de cloreto de cálcio a 1%
Solução de vermelho de fenol a 2%
NaOH 1N
Preparo:
Em um Becker adicionar o ágar, tioglioclato, fosfato dissódico,
NaCl e dissolver em água destilada
Transferir para um balão de fundo chato
Aquecer até dissolver todo o ágar
Deixar esfriar até aproximadamente 50ºC
Adicionar 9ml da solução de cloreto, quatro gotas da solução de
vermelho e 1ml de NaOH 1N
Esterilizar em vapor fluente por 15 minutos
Remover da autoclave e deixar esfriar
Partilhar em recipientes de boca larga com tampa
Cor do meio: rosa claro
Swab estéril comercializado com meio Cary Blair
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Esterilizar os materiais 4 horas antes do uso
Pesar seguindo as instruções do fabricante e hidratar em água
morna
Colocar em um balão de fundo chato
Acrescentar 12ml de glicerol
Autoclavar a 121ºC durante 15 minutos
Resfriar em temperatura ambiente
Lavar os ovos e submergi-los em álcool a 70% por cerca de 15
minutos
Colocá-los sobre o papel alumínio para que ocorra a
evaporação do álcool
Quebrar os ovos
Resfriar, adicionar o suplemento e VCNT
Partilhar o meio nas placas de 90mm estéreis
Quebrar os ovos no Becker e misturar bem com bastão de vidro
Após a mistura, filtrar e adicionar o filtrado no balão
Partilhar 5ml em cada tubo
Inclinar os tubos com a tampa semiaberta no coagulador
Deixar a 85ºC por 2 horas ou até coagular
43
ÁGAR lowenstein jensen
Finalidade:
Útil para isolamento e identificação de micobactérias
Composição:
20 a 24 ovos de galinha
Meio de Lowenstein Jensen
Álcool a 70%
Glicerol
Preparo:
Cor do meio: verde claro
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ÁGAR CROMOGÊNICO
Finalidade:
Útil para favorecer a identificação provável de microrganismos
causadores de infecção no trato urinário
Composição:
Ágar cromogênico
Preparo:
Cor do meio: amarelo bege
Pesar e hidratar de acordo com as instruções do fabricante
Levar a autoclave por 15 minutos a 121ºC
Resfriar e distribuir em placas de petri
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caldo gn
Finalidade:
Útil para enriquecimento de amostras de fezes para isolamento
de Salmonella spp. e Shigella spp.
Composição:
Meio de Caldo GN
Preparo:
Cor do meio: amarelo claro
Pesar e hidratar de acordo com as instruções do fabricante
Partilhar 7ml em tubos estéreis de 15x150mm com tampa
Levar a autoclave por 15 minutos a 121ºC
Resfriar e fechar os tubos com tampa de rosca
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caldo selenito
Finalidade:
Útil para enriquecimento de amostras de fezes para isolamento
de Salmonella spp. e Shigella spp.
Composição:
Meio de Caldo Selenito
Novobiocina
Preparo:
Cor do meio: âmbar com leve precipitado
Pesar e hidratar de acordo com as instruções do fabricante
Aquecer com fervura. Não deve ser levado a autoclave
Resfriar e acrescentar 0,04g de novobiocina por litro de meio
Partilhar 7ml em tubos estéreis com tampa
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caldo tetrationato
Finalidade:
Útil para enriquecimento para Salmonella spp. 
Composição:
Meio de Caldo Tetrationato
Preparo:
Cor do meio: incolor
Pesar e hidratar de acordo com as instruções do fabricante
Aquecer até levantar fervura
Partilhar 10ml em tubos estéreis com tampa
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caldo todd-hewitt
Finalidade:
Útil para enriquecimento pra isolamento de estreptococo beta-
hemolítico em amostras clínicas
Composição:
Meio de Caldo Todd-Hewitt
Solução estoque de antibióticos (colistina e ácido nalidíxico)
Preparo:
Cor do meio: âmbar
Pesar e hidratar de acordo com as instruções do fabricante
Acrescentar 1ml de solução estoque de antibióticos para 500ml
Partilhar 2 a 3 ml em tubos de 11 x 100mm
Autoclavar por 15 minutos a 121ºC
Remover da autoclave, apertar as tampas e deixar esfriar em
temperatura ambiente
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Meios de identificação bioquímica
Avalia as bactérias capazes de hidrolisar a esculina na presença de sais
biliares, modificando o meio para preto. É útil na diferenciação de
Streptococcus spp. (Enterococcus spp são bile esculina +).
A hidrólise de esculina sozinha (sem bile) auxilia na identificação de bacilos
gram-negativos não fermentadores e fermentadores de glicose.
Bile esculina
Analisa se a bactéria utiliza o citrato de sódio como única fonte de carbono.
Possui a cor verde, mas alcalinizado modifica-se para azul, o que indica sua
positividade. É útil na identificação de bacilos gram-negativos.
Citrato de Simons
Constiuído por triptona, cloreto de sódio e DNA molecular. Permite verificar
a despolimerização do DNA quando é possível observar um halo transparente
na área de crescimento. Este é bastante utilizado na identificação de
Staphylococcus. São DNase positiva: Staphyloccus aureus, Serratia spp,
Proteus spp. e outros.
DNase
Permite avaliar se a bactéria possui a capacidade de produzir ácido
fenilpirúvico a partir da fenilalanina. Útil na diferenciação de gêneros e
espécies de enterobactérias.
Fenilalanina
Composto por glicose, lactose e sacarose. Verifica a fermentação de glicose,
quando a mesma ocorre a coloração muda de vermelho para amarelo. É
utilizado para diferenciar bacilos gram-negativos
TSI (Triple sugar iron)
Verifica se o microrganismo possui a habilidade de degradar a ureia. Quando
a reação é positiva o meio é alcalinizado e modifica sua coloração para rosa.
Urease
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 É proibido comer, beber, fumar, guardar alimentos e
aplicar cosméticos na área de análise técnica
Deve-se sempre estar de cabelos presos, quando longos
Não é permitido o uso de adornos, como jóias
Não se deve usar crachás de cordão
É proibido o uso de sapatos abertos, como sandálias
Em todo e qualquer procedimento deve ser usado EPI's
É proibido pipetar com a boca
Antes e depois de realizar as atividades, todas as
bancadas do laboratório devem serdescontaminadas
Não é permitido reencapar agulhas após uso
Materiais perfurocortantes devem ser descartados no
local adequado
Manter organizado todas as áreas de serviço do
laboratório
Não utilizar jaleco fora do ambiente de trabalho
Antes dos descartes dos materiais utilizados para
análises microbiológicas o material contaminado deve
ser previamente autoclavado
Lavar as mãos e a pele sempre que tiver contato com
amostras biológicas, depois de retirar as luvas
Manusear amostras com todo o cuidado para prevenir e
evitar acidentes
Calçar luvas sempre que necessário!
51
Biossegurança na microbiologia
Boas práticas que você deve aderir:
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Todo o procedimento realizado que houver respingos e
formação de aerossóis deverá ser manuseado dentro de
uma cabine de segurança biológica
Não armazenar grandes quantidades de itens
contaminados, como placas com crescimento microbiano
Não reutilizar luvas
TODA AMOSTRA BIOLÓGICA DEVE SER CONSIDERADA
POTENCIALMENTE CONTAMINADA
 
52
Outras recomendações
Critérios e Rejeição de amostras
Amostras com desconformidade com a solicitação e
identificação
Amostras sem identificação
Amostras enviadas com fixador ou conservante
Urina de 24 horas para urocultura
Quantidade insuficiente de material
Amostra inadequada quanto ao que foi solicitado
Swab seco, sem meio de transporte, data e hora da
coleta
Urina contaminada com fezes 
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semeadura quantitativa
Flambar a alça de platina (ou de plástico) em bico de Bunsen na
vertical e esperar esfriar
Pegar a amostra a ser semeada e realizar uma estria simples
central no meio do cultivo
Realizar estrias em forma de zigue-zague (o mais próximo
possível, sem muito espaçamento entre as estrias)
53
Técnicas de Semeadura em placa
de Petri
Permite a quantificação de colônias
Alças bacteriológicas calibradas
Bico de Bunsen
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semeadura por esgotamento
Flambar a alça de platina (ou de plástico) em bico de Bunsen na
vertical e esperar esfriar
Pegar a amostra a ser semeada e realizar a primeira estria até
mais ou menos metade da placa
Dar um giro de 90º e realizar uma segunda estria (puxar
pegando uma pequena parte da primeira estria)
Girar mais 90º e realizar a terceira estria, podendo ser mais
espaçosa (puxar a terceira pegando uma partezinha da
segunda). A 4ª estria é opcional.
 
54
Permite a semiquantificação
Como reportar a semiquantificação?
Crescimento escasso
Observa-se crescimento microbiano apenas na primeira área
estriada. Reportar como: raras colônias ou 1+ (lê-se: uma cruz)
Crescimento moderado
Observa-se crescimento microbiano na primeira e segunda área
estriada. Reportar como: algumas colônias ou 2+ (lê-se: duas
cruzes)
Crescimento intenso/abundante
Observa-se crescimento microbiano em todas as áreas estriadas.
Reportar como: numerosas colônias ou 3+ (lê-se: três cruzes)
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Swab sem meio de transporte:
Swab com meio de transporte:
REALIZAÇÃO DO ESFREGAÇO:
Amostras em Swab duplos
- Em uma lâmina limpa rolar devagar o swab sobre a superfície
- Agitar fortemente (com vórtex) para que todo o material clínico
contido no swab seja liberado no meio líquido
- Delimitar uma lâmina e colocar uma alíquota do líquido no centro
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
55
Técnicas de Coloração
Coloração de gram
Amostras de aspirado, exsudatos, escarro e fezes
- Caso seja enviada em seringa, deve-se transferir a amostra para
um tubo estéril, homogeneizar e realizar o esfregaço. (Se for uma
amostra densa, pode-se diluir com uma pequena quantidade de soro
fisiológico)
- Quando recebidas em recipientes estéreis, escolher a área mais
purulenta e fazer o esfregaço, espalhando a amostra até que se
forme um esfregaço fino
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
Para relembrar a diferença das
bactérias gram-positivas das
gram-negativas volte a página 13
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Jato médio
Primeiro jato
Amostras de urina
- Homogeneizar a amostra
- Colocar 10ul em uma lâmina (sem espalhar)
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
- Centrifugar por 5 minutos a 1500rpm
- Desprezar o sobrenadante
- Em uma lâmina limpa colocar uma gota do sedimento (sem
espalhar)
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
56
NÃO CENTRIFUGA
Biópsias e tecidos
- Colocar a amostra em placa estéril e fragmentá-la com auxílio de
um bisturi
- Recolher um fragmento da amostra e carimbar (comprimir várias
vezes) sobre a lâmina
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
Esfregaço de colônias
- Em uma lâmina limpa adicionar uma pequena porção de solução
fisiológica
- Com o auxílio de uma alça, selecionar uma colônia isolada e
colocá-la sobre a lâmina
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
Em caldo
Hemocultura
Esfregaços advindos de meios de cultura líquidos
- Em uma lâmina limpa adicionar uma amostra com alça
bacteriológica
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
- Homogeneizar bem o frasco de hemocultura e espalhar uma gota
da amostra (previamente aspirado) em uma lâmina limpa
- Deixar a lâmina secar e fixar no calor brando
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Gram-positivo
Gram-negativo
Visualização no microscópio:
57
PASSO A PASSO DA COLORAÇÃO DE GRAM:
- Cobrir a lâmina com o esfregaço com cristal violeta por 1 minuto
- Lavar a lâmina com um fio de água corrente
- Cobrir o esfregaço com lugol por 1 minuto
- Lavar a lâmina com um fio de água corrente
- Adicionar álcool-cetona para fazer a descoloração
- Lavar novamente em um fio de água
- Cobrir o esfregaço com safranina (ou fucsina) por 30 segundos
- Lavar em água corrente e aguardar secar em uma estante ou
suporte
- Observar ao microscópio adicionando um gota de óleo de imersão
O álcool só abala as negativas,
as positivas se mantém intactas
já que possuem a parede
celular mais espessa
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Como reportar o resultado de Gram?
58
Descrevendo a morfologia e agrupamento
dos microrganismos visualizados (quando
presentes, é claro!)
Laudo simplificado Laudo diferenciado
Cocos gram-positivos Cocos gram-positivos em cachos ou
agrupados sugestivos de Staphylococcus
spp.
Diplococos gram-negativos Diplococos gram-negativos sugestivos
de Neisseria spp.
Exemplo de Laudo:
RESULTADO POSITIVO
Material: urina
Método: microscopia pela
coloração de Gram
Resultado: poucos bacilos
gram-negativos
RESULTADO NEGATIVO
Material: urina
Método: microscopia pela
coloração de Gram
Resultado: não foram
observados microrganismos
coráveis pelo método de
Gram
Sugestão quanto a quantificação:
Nº de bactérias observadas
com objetiva de 100x Classificação
0 Ausentes
< 10 em todos os campos observados Raros (+)
De 10 a 25/campo observados Poucos/Moderados (++)
> 25/campo observados Frequentes (+++)
Observar 20 a 40 campos
Utilizar a objetiva de 100x (1000x) com óleo de imersão
Relatar ausência ou presença
Quantificar e classificar
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Coloração de ziehl-neelsen
59
Coloração para bacilos álcool-ácido resistentes (BAAR)
Possuem parede composta de ácidos micólicos
Método rápido para identificar micobactérias
Útil no diagnóstico inicial e acompanhamento do tratamento de
indivíduos com tuberculose pulmonar
Também chamado de coloração de BAAR,
baciloscopia e pesquisa de BK
REALIZAÇÃO DO ESFREGAÇO:
Amostras de escarro
- Escolher a parte mais purulenta da amostra e com movimentos de
"vai e vem" realizaro esfregaço em lâminas novas
- Deixar secando dentro da cabine de segurança
- Antes de corar fixar no calor brando
SEMPRE UTILIZAR LÂMINAS NOVAS NA CONFECÇÃO DE ESFREGAÇOS
PARA PESQUISA DE MICOBACTÉRIAS
Amostras de líquidos orgânicos, lavado brônquico e gástrico
- Centrifugar a amostra em centrífuga refrigerada por 15 minutos a
5.000rpm
- Eliminar o sobrenadante, homogeneizar e depositar uma gota do
sedimento com auxílio da alça bacteriológica na lâmina
- Confeccionar o esfregaço de forma que ele fique oval
- Deixar secando dentro da cabine de segurança
- Antes de corar fixar no calor brando
Biópsias e tecidos
- Em uma cabine de segurança colocar a amostra em um gral com
pestilo e amassar, se necessário pode-se acrescentar uma pequena
porção de soro fisiológico
- Confeccionar o esfregaço utilizando uma amostra do macerado,
espalhando o material em 3/4 da lâmina
- Deixar secando dentro da cabine de segurança
- Antes de corar fixar no calor brando
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PASSO A PASSO DA COLORAÇÃO DE ZIEHL-NEELSEN:
- Após a fixação na chama, cobrir o esfregaço com a fucsina
- Aquecer a porção inferior da lâmina por 5 minutos até perceber a
emissão de vapores (não pode ferver)
- Lavar a lâmina em fio de água corrente
- Descorar com o álcool-ácido por 1 minuto
- Lavar novamente em água corrente (observar se o esfregaço está
de fato descorado, não pode se apresentar na cor avermelhada)
- Deixar o azul de metileno agir no esfregaço por 30 segundos
- Lavar em um fio de água e deixar secar
- Proceder leitura no microscópio na objetiva de 100x
Amostras de urina
- Centrifugar a amostra por 15 minutos a 5.000rpm em centrífuga
refrigerada
- Desprezar o sobrenadante, homogeneizar e depositar uma gota
do sedimento com auxílio da alça bacteriológica na lâmina
- Deixar a lâmina secar dentro da cabine de segurança e fixar no
calor brando antes de realizar a coloração
60
Amostras de fezes
- Adicionar uma gota de soro fisiológico em uma lâmina e realizar
emulsão com uma pequena porção de fezes sobre a gota de soro
- Deixar a lâmina secar dentro da cabine de segurança e fixar no
calor brando antes de realizar a coloração
Como ler e interpretar?
Realizar a leitura em no mínimo 100 campos e de forma
horizontal, não em zigue-zague, de forma que observe todo o
tamanho do esfregaço
ID
 pa
cie
nt
e
Com amostras negativas ou com menos de 1 bacilo por campo
recomenda-se avaliar 300 campos
Quando observados entre 1 a 10 bacilos por campo deve-se
avaliar 50 campos do microscópio
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Se for observado mais de 10 bacilos por campo pode-se analisar
apenas 20 campos
Quando a amostra é positiva podemos observar bacilos corados
em rosa/vermelho contra um fundo azul
Como reportar o resultado de Ziehl-Neelsen?
em amostras de
escarro
Bacilos por campo Resultado
0 Não foram encontrados bacilos álcool-
ácido resistentes em 100 campos
observados
1 a 9/100 campos Foram encontrados X bacilos álcool-ácido
resistentes em X campos observados
10 a 99/100 campos Positivo (+)
1 a 10/50 campos Positivo (++)
>10/20 campos Positivo (+++)
SEMPRE LIMPAR AS OBJETIVAS APÓS A UTILIZAÇÃO DO MICROSCÓPIO
PARA BACILOSCOPIA DE AMOSTRAS POSITIVAS
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Identificando as bactérias
Cada microrganismo tem suas características, assim
como eu e você. Temos olhos, pele, cabelo e gostos
diferentes. Dito isto, você precisa entender que as
bactérias se apresentam e se comportam de forma
que nos possibilita diferencia-las uma das outras
dependendo do meio o qual foram cultivadas. Para
identificá-las precisamos avaliar características no
meio de cultura que vão nos ajudar a fazer esse cara
crachá que denominamos identificação primária
(quando há crescimento, é claro! Não vamos identificar
quem não está presente).
Pigmentação
Algumas bactérias possuem um pigmento característico, podendo
essa coloração ser observada na colônia ou no meio.
Ex:
Serratia spp. possui pigmentação vermelhada 
Morfologia das colônias
Outra forma de diferenciar essas nossas amiguinhas é a partir do
formato e tamanho das colônias, podendo neste quesito sofrer
variações conforme o tipo de meio e tempo de incubação.
Circular Irregular Puntiforme Ondulada
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Atividade hemolítica
Útil no isolamento de cocos gram-positivos, onde o meio usado é o
ágar sangue. A hemólise pode ser ausente, parcial ou total (Para
relembrar cada uma delas volte a página 23).
Produção de odor
Isso mesmo! Algumas bactérias exalam perfume característico que
podem ser comparados ao cheiro de determinados alimentos e
produtos, mas calma! Não precisa enfiar o nariz no meio de cultivo,
com placa aberta e a distância do braço estendido já é possível
sentir o odor.
Exemplos de microrganismos e odores comparativos:
Pseudomonas aeruginosa - uva
Shigella spp. - água sanitária
Klebsiella pneumoniae - fermento de pão
Escherichia coli - vinagre
Staphylococcus aureus - queijo
Características bioquímicas
Aqui já vai depender dos substratos que o microrganismo utiliza,
enzimas produzidas e produto de metabolismo pelas bactérias. Para
analisar essas características realizamos algumas provas
bioquímicas que veremos a seguir, conforme cada grupo de
bactérias.
Cocos gram-positivos
Prova de catalase:
Dos que possuem importância clínica temos os estafilococos e
estreptococos. A diferenciação inicial é dada a partir da prova de
catalase, pois no geral os estafilococos são catalase positiva e os
estreptococos catalase negativa. Já para diferenciar as espécies
de estafilococos realiza-se a prova de coagulase.
- Adicionar uma gota de água oxigenada (peróxido de hidrogênio a
3%) sobre uma lâmina e com o auxílio de uma alça bacteriológica,
colocar a colônia do microrganismos a ser analisado sobre a gota.
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Prova de coagulase (coagulase livre - em tubo):
- O teste será positivo se houver produção de
bolhas/efervescência.
- Previamente deve-se adicionar o microrganismo de interesse em
caldo BHI e incubar à 37ºC até que turve.
- Em um tubo de ensaio estéril, colocar 0,5 ml de plasma e 0,5 ml do
caldo BHI com crescimento bacteriano recém turvado e levar a
estufa por 4 horas à aproximadamente 36º e observar se houve a
formação de coágulo; Se não houver, deixar o tubo em temperatura
ambiente e analisar com 18 e 24 horas.
- O teste será positivo se houver formação de coágulo em qualquer
grau.
Já a identificação inicial dos estreptococos começa a partir da
produção de hemólise no ágar sangue. Existem várias espécies do
tipo alfa-hemolíticos, sendo o Streptococcus pneumoniae o de maior
importância. Apresenta colônia mucoide. Além das observações das
características do meio e da colônia, as provas utilizadas para esta
identificação são: bile-solubilidade e optoquina (>14mm).
Quanto as demais espécies alfa-hemolíticos são do grupo Viridans, fazem
parte da microbiota normal, as mais importantes são: Streptococcus
anginosus, Streptococcus mitis, Streptococcus mutans, Streptococcus
salivarius e Streptococcus bovis.
Dos pertencentes ao grupo dos beta-hemolíticos as espécies mais
relevantes são: S. pyogenes e S. agalactiae. Para realização da
identificação deste grupo utiliza-se o teste CAMP, que é
fundamentado na interação da beta-hemólise produzida pelo
Staphylococcus aureus com o microrganismo a ser testado. O
resultado é positivo quando há um aumento na região de hemólise, o
aparecimento de uma flecha ou meia lua no encontro do
crescimento das duas bactérias em questão.
As espécies deste grupo nem sempre apresentam hemólise,
muitas vezes são apenas identificadas como "Streptococcus
do Grupo Viridans" mas, se necessário, pode-seutilizar o
método MALDI-TOF para identificação mais acertiva
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__________
____
St
ap
hy
lo
co
cc
us
 a
ur
eu
s
(+)
(-)
Bacilos gram-negativos
Provas bioquímicas manuais individuais: corresponde a tubos
individuais com variados substratos bioquímicos, como: Indol,
Citrato, H2S, Uréia, Lisina, Arginina, Ortinina, Motilidade,
Sacarose e Malonato, a interpretação é dada a partir da
modificação da coloração do meio. Segue abaixo algumas
interpretações de acordo com a mudança de cor:
Este grupo é dividido entre os fermentadores de glicose e os não
fermentadores de glicose. Aos fermentadores denominamos:
enterobactérias.
Com exceção de Plesiomonas shigelloides e Aeromonas spp, todas
as enterobactérias são fermentadores de glicose, convertem
nitrato em nitrito e oxidase negativa. Para realizar a identificação
deste grupo fermentador de glicose (enterobactérias) realizamos
as seguintes provas bioquímicas:
H2S positivo = Meio enegrecido
H2S negativo = Cor permanece inalterada
Indol positivo = Cor púrpura
Indol negativo = Cor do reagente
Urease positivo = Cor vermelha
Urease negativo = Mantém cor do meio (amarelo)
Citrato positivo = Azul e/ou crescimento no meio
Citrato negativo = Cor permanece inalterado (verde)
Fenilanina positivo = Cor verde escuro na superfície
Fenilanina negativo = Mantém a cor do meio inalterada
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Provas bioquímicas manuais associadas: O meio (IAL - Rugai
modificado) é composto por nove provas bioquímicas. A
interpretação é feita através de um guia e posteriormente
identificação da enterobactéria.
Quanto a inoculação e período de incubação, com o auxílio de um fio
bacteriológico, repica-se uma colônia e a insere até quase o final
do tubo, quando retornar, estriar a superfície do meio que
apresenta-se inclinado. Incubar durante 18 a 24 horas em
aproximadamente 37ºC.
Também há como realizar essas provas de forma semiautomatizada
e/ou automatizada, a partir de sistemas miniaturizados e com
software para analisar os resultados através de parâmetros
preestabelecidos. os meios automatizados fazem desde a incubação
a leitura.
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Quanto a identificação dos não fermentadores é necessário
incubação do meio em temperatura ambiente (20 - 25ºC) e realizar
a leitura em até 7 dias. Dentre as formas para realizar a
identificação deste grupo é através da determinação da motilidade
e oxidase.
- OF-Glicose: O teste consiste em observar se o microganismo
produz ácido a partir de glicose por via oxidativa ou fermentativa.
Para isto, utiliza-se dois tubos, um aberto e outro fechado com
vaselina líquida ou óleo mineral estéril. Os fermentativos produzem
ácido em ambos os tubos, se apresentam em amarelo, tanto no tubo
aberto, como no fechado, já os oxidativos apenas no tubo aberto.
- Motilidade: Em um tubo com caldo TSB semear uma colônia isolada
e deixar em temperatura ambiente por 24 horas. Adicionar uma
gota do caldo em uma lâmina, colocar uma lamínula e observar ao
microscópio se os microrganismos se deslocam em diferentes
direções na objetiva de 40x.
Cocobacilos gram-negativos
Crescem melhor em estufas com CO2 e no ágar chocolate, onde
surgem brilhantes e cinza. Sua maior característica é não crescer
no ágar sangue. A espécie de maior relevância é o Haemophilus
influenzae.
- Prova de Satelitismo: No ágar sangue semeia-se a colônia do
microrganismo de interesse e a cepa de Staphylococcus aureus na
mesma placa e após o período de incubação entre 18 a 24 horas em
estufa de CO2 observa-se se houve o desenvolvimento de colônias
dentro/ao redor da hemólise produzida pelo S. aureus.
- Teste dos fatores de crescimento X e V: Útil na diferenciação das
espécies de Haemophillus. É necessário realizar uma suspenção da
bactéria de estudo em soro fisiológico, utilizando a escala 0,5 de
McFarland. Com o auxílio de um swab semear em uma placa de
Mueller-Hinton em três diferentes direções. Sobre a semeadura
coloca-se discos com os fatores X e V, para verificar em qual a
bactéria se utiliza para se desenvolver.
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ESCALA DE MACFARLAND:
É considerado o padrão de turvação e o mais frequentemente
utilizado em microbiologia nas questões de preparo de
suspensão de microrganismos em meios de cultivo líquidos.
Bacilos gram-positivos
São de identificação mais complexa, uma das metodologias
utilizadas é o sistema API Coryne strip, mas atualmente também é
possível identificar este grupo com MALDI-TOF.
Diplococos gram-negativos
Se apresentam aos pares ou em cadeias curtas, podendo lembrar
um grão de café ou feijão. São aeróbios imóveis que se desenvolvem
com estímulo de CO2 e em temperatura entre 35 a 37ºC. Com
exceção da N. elongata, todas os microrganismos deste grupo são
oxidase positiva e catalase positiva, dentre as de maior
importância temos o gênero Neisseria.
A turvação de 0,5 da escala corresponde a 1,5x10⁸
unidades formadoras de colônia (UFC/mL)
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Tipos de cultura
cultura de urina
Coleta:
De preferência coletar a primeira urina da manhã ou reter a urina
na bexiga antes da coleta entre pelo menos duas a três horas.
Colher em recipiente estéril, com tampa de rosca e larga
Realizar a coleta antes da administração de antimicrobianos
Coletar a amostra na unidade de atendimento para evitar
atrasos quanto ao seguimento do exame
Não deixar a amostra em temperatura ambiente mais que trinta
minutos, se necessário refrigerar entre 2 a 8º
Realizar microscopia pela coloração de Gram
Semear por metodologia quantitativa em placa ou
semiquantitativa pelo sistema de lâminocultivo
Semeadura quantitativa em placa
- Realizar a semeadura em placa de ágar CLED, MacConkey ou meio
cromogênico
- Incubar durante 18 a 24 horas a aproximadamente 37ºC
- Se neste período o resultado for negativo, deve-se incubar
novamente por igual período
- Sempre fazer correlação com o resultado do Gram
Laminocultivo
- Homogeneizar a amostra
- Adicionar cerca de 1ml de urina sobre uma lâmina de laminocultivo
e posteriormente fazer com que todo o conteúdo adicionado entre
em contato com toda a superfície da lâmina
- Incubar durante 18 a 24 horas a aproximadamente 37ºC
- Se neste período o resultado for negativo, deve-se incubar
novamente por igual período
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Dar em folheto as intruções ao paciente de como coletar quando
entregar o recipiente com meio conservante
É preferível coletar no início dos episódios de diarreia
A amostra considerada ideal é em torno de uma a duas gramas
de fezes, que é o equivalente a 5ml de fezes líquidas
Deve ser realizada antes da administração da antibioticoterapia
Não usar papel higiênico para realização da coleta
Coletar em frasco limpo e seco
Transferir a amostra para recipiente com conservante e
homogeneizar
A quantidade de amostra não deve ser excedida para não
contribuir em uma conservação inadequada, pois deve ser
respeitada a diluição da amostra no conservante
Usar o swab que acompanha o meio de transporte (Cary-Blair ou
Solução salina glicerinada tamponada) e imergir nas fezes
recém-colhidas
Inserir o swab no meio de transporte e transportar até o
laboratório em temperatura ambiente (em torno de 20 a 25ºC)
70
Laminocultivos comercializados
cultura de fezes
Coleta:
As amostras de fezes sólidas/moldadas não são o ideal para
investigar gastroenterite, exceto para pesquisa de Salmonella spp.
ou coprocultura
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O método de gram em amostrasde fezes é pouco
solicitado e por isso não é realizado rotineiramente 
Meios diferenciais utilizados: MacConkey e EMB
Meio seletivos utilizados: Salmonella-Shigella (SS), Hektoen
Enteric (HE) e xilose-lisina-desoxicolato (XLD)
Caldo de enriquecimento:
Para realizar a identificação normalmente demora de dois a cinco
dias.Dentre os meios de cultivo que podem ser utilizados, temos: os
diferenciais, seletivos, cromogênicos e caldos enriquecedores.
- Diferencia bactérias fermentadoras e não fermentadoras de
lactose
- Inibe as demais enterobactérias permitindo apenas o crescimento
de Shigella spp. e Salmonella spp.
- Permite o desenvolvimento de patógenos entéricos, inibindo ou
reduzindo a quantidade de microrganismos da microbiota intestinal
habitual.
cultura de líquidos
Líquido peritoneal/ascítico:
A coleta é realizada por paracentese, ou seja, por meio de punção.
A incisão é feita 2cm abaixo do umbigo. O material deve ser posto
em tubo ou recipiente estéril e encaminhado em temperatura
ambiente ao laboratório.
Se o volume do material ultrapassar 1ml, a amostra pode
ser inoculada em frascos de hemocultura, respeitando a
quantidade máxima permitida do recipiente
COLHIDO EM TUBO
ESTÉRIL?
CENTRIFUGAR/15MIN
3000 a 5000rpm
REALIZAR ESFREGAÇO
DO SEDIMENTO E GRAM
SEMEAR EM ÁGAR SANGUE,
CHOC E MACCONKEY
INCUBAR A +/- 37ºC
POR 24 HORAS
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SERÁ INCOCULADO EM
FRASCO DE HEMOCULTURA?
CONFECCIONAR LÂMINA PARA
GRAM ANTES DA INOCULAÇÃO
REALIZAR O INÓCULO CONFORME
INSTRUÇÕES DO FABRICANTE
Líquido pleural:
Localizado entre o pulmão e a pleura, a coleta é realizada por
procedimento invasivo e deve ser disposto em tubo ou recipiente
estéril e encaminhado em temperatura ambiente ao laboratório em
até duas horas.
Se o volume do material ultrapassar 1ml, a amostra pode
ser inoculada em frascos de hemocultura e encaminhado
em até 12h para o laboratório em temperatura ambiente
COLHIDO EM TUBO
ESTÉRIL?
CENTRIFUGAR/15MIN
3000 a 5000rpm
REALIZAR ESFREGAÇO
DO SEDIMENTO E GRAM
SEMEAR EM ÁGAR SANGUE,
CHOC E TIOGLICOLATO
INCUBAR A +/- 37ºC
POR 24 HORAS
SERÁ INCOCULADO EM
FRASCO DE HEMOCULTURA?
CONFECCIONAR LÂMINA PARA
GRAM ANTES DA INOCULAÇÃO
REALIZAR O INÓCULO CONFORME
INSTRUÇÕES DO FABRICANTE
Líquido sinovial:
A amostra é obtida após punção da articulação, pode ser
encaminhada em seringa heparinizada ou no frasco de hemocultura
(para pacientes em uso de antibióticos). A seringa deve possuir a
ponta bloqueada e ser enviada o mais rápido possível ao
laboratório.
COLHIDO EM TUBO
OU SERINGA?
CENTRIFUGAR/15MIN
3000 a 5000rpm
REALIZAR ESFREGAÇO
DO SEDIMENTO E GRAM
SEMEAR EM ÁGAR SANGUE,
CHOC E TIOGLICOLATO
INCUBAR A +/- 37ºC
POR 24 HORAS
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SERÁ INCOCULADO EM
FRASCO DE HEMOCULTURA?
CONFECCIONAR LÂMINA PARA
GRAM ANTES DA INOCULAÇÃO
REALIZAR O INÓCULO CONFORME
INSTRUÇÕES DO FABRICANTE
Líquido amniótico:
A coleta é realizada por punção do saco embrionário, podendo ser
posto em recipiente estéril ou diretamente no frasco de
hemocultura. Deve ser encaminhado em temperatura ambiente ao
laboratório em até duas horas ou em até doze horas, se estiver no
frasco para hemocultura
Quando se trata deste material é mais comum observar a presença
de microrganismos anaeróbios, por isto, é sugerido que a amostra
seja inoculada em frasco de hemocultura anaeróbio
COLHIDO EM TUBO
ESTÉRIL?
CENTRIFUGAR/15MIN
3000 a 5000rpm
REALIZAR ESFREGAÇO
DO SEDIMENTO E GRAM
SEMEAR EM ÁGAR SANGUE, CHOC E
TIOGLICOLATO OU ÁGAR SANGUE
ANAERÓBIO
INCUBAR A +/- 37ºC
POR 24 HORAS
SERÁ INCOCULADO EM
FRASCO DE HEMOCULTURA?
CONFECCIONAR LÂMINA PARA
GRAM ANTES DA INOCULAÇÃO
REALIZAR O INÓCULO CONFORME
INSTRUÇÕES DO FABRICANTE
Medula óssea:
O ideal é que o material aspirado seja disposto diretamente nos
frascos de hemocultura específicos para equipamentos
automatizados. Ao obter a amostra (com volume entre 1 a 5 ml),
deve-se transportá-la em temperatura ambiente (entre 20 - 25ºC)
ao laboratório em até 12 horas.
CONFECCIONAR LÂMINA PARA GRAM
ANTES DA INOCULAÇÃO NO FRASCO
DE HEMOCULTURA
REALIZAR O INÓCULO CONFORME
INSTRUÇÕES DO FABRICANTE
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O 1º tubo para análises bioquímicas, o 2º e/ou 3º para microbiologia
e o último para o setor de hematologia. Isso evita que o setor de
microbiologia utilize amostras contaminadas com microrganismos
habituais da pele. Se apenas um tubo aparecer vermelho é possível
que tenha ocorrido trauma de punção.
É importante observar o volume e o aspecto do material de cada
tubo e reportar no laudo. O volume recomendado para isolamento
de bactérias é de 2 a 3ml, já para fungos e micobactérias o ideal é
entre 3 a 5ml.
74
cultura de líquido cefalorraquidiano (líquor/lcr)
Coleta:
Pode ser coletado por punção lombar ou obtido a partir de
derivações ventriculares. Deve ser feito em tubos estéreis depois
de realizar antissepsia rigorosa do local da punção e encaminhada
ao laboratório o mais rápido possível, pois o atraso de mais de 1
hora no envio pode ser prejudicial ao exame, a depender do
microrganismo.
É RECOMENDADO COLHER EM TRÊS OU QUATRO TUBOS
TODO O PROCEDIMENTO PÓS COLETA DEVE SER
REALIZADO DENTRO DA CABINE BIOLÓGICA
Observar se o aspecto está límpido, turvo, purulento,
hemorrágico, xantocrômico e com presença de coágulo
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Realizar microscopia pela coloração de Gram
Semear por esgotamento em placas de ágar
sangue e chocolate. Flambar a alça entre as
semeaduras ou trocar (se for de plástico)
Centrifugar (amostras com volume > que 1ml) a
3000xg/15min
Incubar em estufa com 5% de CO2 a +/- 37ºC
Realizar a primeira leitura entre 18 e 24 horas. Se não
houver crescimento neste período, incubar por 5 dias e
realizar leitura diária
hemocultura
Coleta:
É imprescindível realizar a antissepsia corretamente. Caso o
paciente faça uso de antimicrobianos, realizar a coleta por punção
venosa antes da administração do medicamento. Punções arteriais
e veias em locais onde está fluindo alguma solução intravenosa
devem ser evitadas.
Recomendações:
Identificar os frascos com etiqueta, nome do paciente, data e
hora da coleta
Enumerar os frascos conforme a ordem de punção (1ª, 2ª ou 3ª)
Tirar o lacre dos frascos e limpar com álcool a 70%, esperar
secar completamente
Realizar a limpeza no local da punção com algodão ou gaze
esterilizada para retirar a sujidade da pele, repetir se
necessário
Em seguida, realizar a a antissepsia com solução de clorexidina
alcóolica a 0,5 a 2% com movimentos circulares (em forma de
caracol) de dentro para fora e deixar secar totalemente
Não apalpar ou tocar no local da punção, caso necessário,
repetir o processo de antissepsia
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Fazer a coleta com seringa e agulha descartáveis e transferir
para o frasco apropriado SEM TROCAR A AGULHA
Se optar pelo sistema fechado (scalp e adaptador) deixar
sempre os frascos na posição vertical
Homogeneizar os recipientes por inversão
Selecionar outra área para a punção seguinte e colher com
novos materiais
Método manual:
Não é o recomendado pois há mais riscos de contaminação. Quando
opta-se por esse método é indicado incubação de no mínimo 7 dias
a aproximadamente 35ºC. Dentro desse período deve-se observar a
presença de colônias, hemólise, turbidez, produção de gás, bolhas e
grumos que são indicativos de positividade.
Quando coletado em seringa e agulha deve-se inocular a
amostra primeiro em frasco anaeróbio e depois no
aeróbio. Quando em sistema fechado é o contrário.
Método automatizado:
É considerado o método mais eficiente, dentre as vantagens temos:
agilidade na liberação dos resultados, menos trabalho técnico e
menorrisco de contaminação. A maioria dos resultados positivos
acontece dentro de 24 horas, porém é recomendado cinco dias de
incubação.
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cultura de amostras do trato respiratório superior
Secreção de orofaringe:
Com o auxílio de um abaixador de língua, pedir ao paciente que diga
"AAAAA", comprimir e rolar o swab sobre as tonsilas e faringe
posterior. Colocar o swab com o material colhido no meio de
transporte indicado (Stuart ou Amies) e em seguida encaminhar ao
laboratório em até 12 horas em temperatura ambiente. Evitar
contato na língua, bochechas e úvula.
Amostra nasal:
Introduzir o swab pelo menos 1cm das narinas e fazer movimentos
rotatórios entre 10 a 15 segundos. Encaminhar ao laboratório em
meio de transporte indicado (Stuart ou Amies) em até 2 horas em
temperatura ambiente.
Amostra da nasofaringe:
Após retirar o excesso de secreção e exsudato nasal, introduzir
suavemente um swab fino com haste flexível através do nariz até a
nasofaringe e fazer movimento rotatórios entre 10 a 15 segundos.
Encaminhar a amostra ao laboratório em meio de transporte
indicado (Stuart ou Amies) em até 12 horas em temperatura
ambiente.
Realizar teste rápido para detecção direta de
antígenos de estreptococo do grupo A (S.pyogenes)
Avaliar se houve contaminação da microbiota e
presença de leucócitos por microscopia
Realizar a primeira leitura após 18 a 24
horas de incubação
Semear em placas de ágar sangue e chocolate e
incubar em estufa com 5 a 10% de CO2 a +/- 35ºC
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78
cultura de amostras do trato respiratório inferior
Escarro expectodaro:
Preferencialmente, colher a primeira amostra da manhã por ser um
material mais concentrado. O paciente deve enxaguar a boca com
água repetidas vezes para remover microrganismos da microbiota
superficial e colher o material em recipiente de boca larga e tampa
de rosca após tosse profunda. O frasco deve ser devidamente
fechado e encaminhado com os dados do paciente, hora e data de
coleta.
Escarro induzido:
É recomendado quando há suspeita de infecção por M. tuberculosis
ou em indivíduos HIV positivos com suspeita de infecção por P.
jirovecii. O laboratório deve ser informado quando esta for a
metodologia de colheita realizada, pois é necessário seguir
determinadas recomendações:
- É recomendado que o paciente escove os dentes com água
destilada ou soro fisiológico estéreis para evitar contaminações da
água da torneira
- Não deve ser utilizado pasta de dente
- Realizar nebulização de 20 a 30ml de solução NaCl a 3%
- Colher o material em recipiente de boca larga e tampa de rosca.
O frasco deve ser devidamente fechado e encaminhado com os
dados do paciente, hora e data de coleta.
Aspirado traqueal:
O material é obtido a partir de sonda de aspiração de pacientes
intubados e em uso de aparelhos de respiração mecânica. Colher a
amostra em recipiente de boca larga e tampa de rosca. O frasco
deve ser devidamente fechado e encaminhado com os dados do
paciente, hora e data de coleta.
Lavado brônquico:
Neste caso se trata de uma coleta invasiva. Onde deve-se injetar
20 a 30ml de NaCl a 0,85% estéril em adultos e 5ml em crianças e
gentilmente aspirar de volta o líquido que foi injetado. Coletar em
recipiente estéril.
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Também chamado de Teste de Suscetibilidade a Antimicrobianos
(TSA). Auxilia o médico quanto ao tratamento medicamentoso que de
fato seja eficaz contra a infecção presente no paciente. Quando o
fármaco é sensível ele é considerado útil, ou seja, há grandes
chances de um tratamento bom e eficaz, porém quando ele é
resistente, significa que provavelmente ele não terá eficácia no
tratamento. O antibiograma é realizado geralmente no ágar
Mueller-Hinton, sendo o teste por disco-difusão a técnica mais
utilizada, onde é posto na superfície do meio discos de papel
impregnados com uma concentração padronizada de
antimicrobianos. A medida do diâmetro do halo formado deve ser
aferido em milímetros para conferir a sensibilidade, de acordo com
as tabelas de padronização CLSI ou EUCAST/BrCAST.
79
Realizar microscopia pela coloração de Gram
A parte mais purulenta do escarro e aspirado
deve ser semeado em ágar sangue, chocolate e
McConkey por esgotamento em três diferentes
direções
Culturas em ágar sangue e chocolate devem ser incubadas
em estufa de CO2 a +/-35ºC e MacConkey em estufa
aeróbia entre 24 a 48 horas
Noções sobre o antibiograma
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Colher uma porção da cultura com o microrganimo de
interesse em meio não seletivo, recém crescido e
transferir para um tubo com soro fisiológico
Com o swab umedecido com o inóculo obedecendo a
escala de McFarland espalhar cobrindo todo a placa
com ágar Mueller-Hinton
Com uma pinça estéril pegar os discos e inserir na placa
mantendo sempre distância de um disco para o outro
Incubar por 24 horas a 37ºC e reportar a sensibilidade
apresentada conforme as padronizações estabelecidas
Como quantificar as colônias após semeadura
em alça calibrada?
Alça Diluição Colônias contadas Resultado
1ul
10ul
1:1000
1:100
80
50
80.000UFC/ml
5.000UFC/ml
alça de 1ul = 1000
alça de 10ul = 100
Ou seja, após contar as colônias você vai verificar qual o calibre
da alça utilizada no semeio e multiplicar o nº de colônias
contadas pelo fator de diluição
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Tabela de identificação inicial de bactérias
frequentes na rotina
Microrganismo Características
Escherichia coli
Bacilo gram -
Oxidase -
Indol +
Klebsiella pneumoniae
Bacilo gram -
Oxidase -
Indol -
Cheiro de fermento de pão
Pseudomonas aeruginosa
Bacilo gram -
Oxidase +
Indol -
Colônias irregulares no ágar
MacConkey
Cheiro de uva
Proteus mirabilis Colônia com véu no ágar sangue
Indol -
Streptococcus pneumoniae
Cocos gram + aos pares
Catalase -
Colônias umbilicadas com alfa-
hemólise ou colônias mucoides
Bile-solubilidade +
Staphylococcus aureus
Cocos gram + em grupos
Catalase +
Coagulase +
Beta-hemolítico
Enterococcus spp.
Cocos gram + aos pares/cadeia
Catalase -
Não hemolítico
Streptococcus agalactiae
Cocos gram + aos pares/cadeia
Catalase -
Beta-hemólise
CAMP teste +
Streptococcus pyogenes
Cocos gram + aos pares/cadeia
Catalase -
Hemólise maior que a colônia
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Referências
Livros consultados:
Barcelos, Luiz Fernando. Aquino, Jerolino Lopes. Tratado de
análises clínicas. 1ed. Rio de Janeiro: Atheneu. 2018
Oplustil, Carmen Paz. et al. Procedimentos básicos em
microbiologia clínica. 4ed. São Paulo: Sarvier. 2020
Tortora, Gerard J. Microbiologia. 12ed. Porto Alegre:
Artmed. 2017
Links consultados:
BR Cast: Brazilian Committee on Antimicrobial
Susceptibility Testing. Disponível em:
http://brcast.org.br/documentos/
Guia: Meios de cultura para bactérias. Disponível em:
https://www.biomedicinapadrao.com.br/2011/11/guia-
meios-de-cultura-para-bacterias.html
Manual de Microbiologia Clínica para o Controle de
Infecção em Serviços de Saúde. Disponível em: chrome-
extension://efaidnbmnnnibpcajpcglclefindmkaj/https://bvs
ms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/manual_microbiologia_co
mpleto.pdf
Wikimedia Commons. Disponível em:
https://commons.wikimedia.org/wiki/Main_Page
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