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UNIVERSIDADE PAULISTA- UNIP
RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
CURSO:Ciências Biologicas Licenciatura DISCIPLINA: Citologia 
POLO: Cachoeiro De Itapemirim-Es
DATA:29/10/ 2021
TÍTULO DO ROTEIRO: RELATÓRIO DE AULAS PRÁTICAS
INTRODUÇÃO: 
 No estudo das ciências biológicas, tem sido particularmente importante o uso do microscópio óptico, uma vez que este instrumento permite observações que estão fora do alcance resolutivo do olho humano. Com auxílio da microscopia, células e muitas estruturas subcelulares dos seres vivos podem ser estudadas sob vários aspectos morfofisiológicos. O microscópio óptico é constituído por duas partes a mecânica e a óptica.
Para a utilização do microscópio também se utiliza corantes empregados habitualmente em técnica hematológica, pertencem ao grupo dos corantes sintéticos, derivados da hulha, as anilinas, solubilizadas no estado de sais. O corante Leishman é um derivado do corante Ramanowsky e constitui uma mistura de eosinato de azul de metileno e eosinato de violeta e azul de metileno, dissolvido em álcool metílico. O corante de Leishmann, é usado em microscopia para colorir esfregaços de sangue, ele fornece excelente qualidade de coloração. É um sistema para coloração de células em esfregaço de sangue periférico, medula óssea ou para estudo citológico de elementos celulares colhidos por punção, raspagem ou concentrados celulares de derrames cavitários. Geralmente é usado para diferenciar e identificar leucócitos, parasitas da malária e tripanossomas. É baseado em uma mistura metanólica de azul de metileno “ policromado” (demetilado em vários corantes azures) e eosina. A solução estoque metanólica é estável e também serve ao propósito de fixar diretamente o esfregaço eliminando um passo de pré-fixação. Se uma solução de trabalho é feita por diluição com um tampão aquoso a mistura resultante é muito instável e não pode ser usada por muito tempo.
Com a utilização do microscópio e o processos de coloração foi possivel ver através da demonstração todas as fases da mitose das células meristemáticas da raiz da cebola.
RESULTADOS E DISCUSSÃO: 
Aula 01- Identificação de peças e funcionamento do microscópio óptico composto (MOC) ou microscópio de luz, e observação de células epiteliais da mucosa bucal pela técnica do azul de metileno.
Roteiro 01- O MOC é formado por peças ópticas, que permitem o exame de material invisível a olho nu através de suas imagens, cujas dimensões são muito maiores que as dos objetos. Para o pleno funcionamento dessas peças ópticas, o MOC dispõe de vários dispositivos mecânicos. Passemos à sua identificação: A) Peças ópticas: 1. Oculares; 2. Objetivas; 3. Condensador; 4. Sistema iluminador e/ou espelho plano-côncavo. B) Peças mecânicas: 1. Tubo ou canhão (de dimensões compatíveis com as distâncias focais da ocular e das objetivas); 2. Revólver (câmbio das objetivas, movimento que deve ocorrer, sempre, no sentido da objetiva de menor para a de maior aumento); 3. Braço ou Estativo; 4. Parafusos macrométricos e micrométricos (dispositivos de focalização/correção de distâncias focais); 5. Sistema Charriot (presilha e parafusos que movimentam a lâmina sobre a platina em sentidos vertical e horizontal); 6. Mesa ou platina (suporte/ local de colocação da lâmina com o material); 7. Base ou pé do MOC; 8. Parafuso do sistema condensador (movimenta três peças: condensador, diafragma e filtro, cujas funções respectivas são: condensar, regular e filtrar os raios luminosos provenientes do sistema iluminador).	
Foi possivel através desta videoaula aprender a identificar as partes basicas do microscópio e como utilizar as objetivas, ao usar o microscópio é possível visualizar os principais componentes da celula que é citoplasma e núcleo semdo que a menbrana plasmatica não é visível no MOC.
Aula 02- Interpretação tridimensional de cortes macro e microscopicamente, e preparação de esfregaço para o sangue periférico segundo a técnica de Leishman.
Roteiro 02- Faça cortes dos tipos: transversais, oblíquos, longitudinais medianos e excêntricos, e, ainda, tangenciais. Nos pecíolos de mamonas, faça cortes em diferentes níveis. O objetivo desses cortes é permitir uma interpretação tridimensional a partir de fatias com duas dimensões (a espessura é desprezível). O importante, é que, trabalhando com estes pecíolos macroscópicos, você pode confrontar o seu exercício mental com a realidade desses cortes (por exemplo, cortes de artérias, veias, ductos de glândulas exócrinas, entre outros órgãos). Em relação aos demais materiais (limão, ovo cozido, abacate), faça os cortes indicados, coloque-os uns ao lado dos outros, e faça uma boa observação e comparação. Cortes de limão/laranja sugerem macroscopicamente os cortes de porções secretoras (adenômeros) das glândulas exócrinas. Ovos e abacate sugerem os cortes de células (cuidado, ninguém está afirmando que o ovo de galinha e o abacate são células...). Lembrar, ainda, que um corte (secção), num plano mediano, é um corte longitudinal no maior eixo separando o lado direito do lado esquerdo. Secções (cortes) sagitais/planos sagitais são cortes paralelos ao plano mediano. Uma secção (corte) vertical produzindo o plano frontal, separa a porção anterior da posterior; portanto, é um corte vertical em ângulo reto ao plano mediano. Cortes (secções) transversais ocorrem no menor eixo, com base em um ser humano, separa a porção superior da inferior. Agora, observe um corte transversal de esôfago, órgão tubular oco. Qual será o aspecto dessa fatia? Será o de uma circunferência, sem dúvida: o contorno corresponderá à parede do órgão e o interior, à cavidade (luz) delimitada pela parede, pela qual transitam os alimentos. Observe, nesta parede, as invaginações de células epiteliais originando os ductos de glândulas. Notar que o corte no esôfago foi transversal e você observará o ducto da glândula em um corte longitudinal (vide figura a seguir). Raciocine sobre os dois cortes observados. Após cortar os materiais citados e observá-los, macroscopicamente, faça, sempre, interpretações como são, em três dimensões, os órgãos seccionados e observados no MOC.
Está aula foi de grande aproveito, pois as tecnicas de corantes e de cortes é moito importante para visualisão ao microscópio. 
Aula 03- Aspectos citológicos do mesmo material (fígado) corado por técnicas diferentes de coloração: Hematoxilina/Eosina (H&E) e Hematoxilina mais o ácido periódico com o reativo de Schiff (PAS), e identificação de componentes celulares observados por técnicas citológicas e citoquímicas.
Roteiro 03- Sempre inicie as suas observações utilizando o menor aumento do MOC, isto é, utilize, de início, a objetiva que aumenta 4x; logo, o aumento inicial será de 40x. Mude de objetiva; utilize, agora, a que aumenta 10x. Neste aumento de 100x você, ao observar a lâmina corada por H&E, identificará o núcleo em roxo e o citoplasma na coloração rósea. Algumas células do fígado (células hepáticas ou hepatócitos) são binucleadas (apresentam dois núcleos). Utilize, também, o aumento de 400x, você observará os grânulos de cromatina e nucléolo bem evidente no núcleo dos hepatócitos. Faça o mesmo procedimento com a lâmina corada por H + PAS, utilizando os mesmos aumentos. Você não observará o núcleo tão evidente, porém, constata que a coloração do citoplasma é diferente, pois, não foi utilizada a eosina, que cora o citoplasma. Na coloração do H+PAS, há grânulos de coloração vermelho magenta, os quais correspondem ao glicogênio evidenciado pelo PAS; daí a utilização da afirmação PAS+. 
Nessa aula, foi possível diferenciar as células animais e as células vegetais, além de identificar também que as células pode ter mais de um núcleo como é o caso das células hepáticas.
Aula 04- Preparação pela técnica de esmagamento de meristema apical de raiz de cebola para a observação do ciclo celular mitótico (interfase, prófase, metáfase, anáfase e telófase).
Roteiro 04- Selecionar uma cebola globosa (por aluno), aparar as suas raízes e colocá-la na boca do Becker coma água (as pontas das raízes não devem mergulhar na água). O béquer deve ser revestido com o papel-alumínio (promover, artificialmente, um ambiente para o geotropismo positivo). Após alguns dias (3 ou 4 dias), cortamos algumas pontas das raízes novas (0,5 cm) da extremidade livre. Para esta espécie de planta, o melhor momento para os cortes é por volta de 1:30 h ou, então, às 22:00 h (nestes horários, a atividade mitótica atinge os mais altos índices e/ou entre 16/17 h). Pode-se cortar, também, em outros horários. A seguir, mergulhados as raízes cortadas, utilizando uma pinça ou um pincel num tubo de ensaio, com 2 a 3 mL de orceína acética, levamos o tubo de ensaio ao bico de Bunsen até ferver (2 a 3 minutos). Despejamos o material numa placa de Petri, e com a pinça ou o pincel conduzimos as raízes (2 ou 3 raízes) para cada lâmina. Pingamos sobre cada raiz uma gota de orceína acética fria e deixamos em repouso durante 5 minutos. Colocamos uma lamínula sobre o material e, com o uso de papel de filtro, pressionamos a lamínula com cuidado para esmagar a raiz. Com este método, o meristema apical da raiz de cebola sofre uma dissociação das células e os cromossomos são intensamente corados, mantendo-se na posição esperada para cada fase da mitose e, também, da interfase. NOTA IMPORTANTE: convém lembrar que tal técnica refere-se à mitose em células vegetais e há as diferenças com a mitose de células animais (vide unidade III). A mitose em células animais pode ser observada em tecidos embrionários e/ou no extrato germinativo da epiderme, utilizando os fragmentos destes tecidos, fixados em Carnou, ou Bouin ou em líquido de Zenker; a coloração pode ser feita com hematoxilina férrica de Regaud.
A través desta aula foi possível observar que a raiz da cebola é um excelente material para visualização da mitose. Interfase, prófase, metáfase, anáfase e telófase, respectivamente.
Esta atividade foi de grande aprendizagem pois a observação da mitose em células da raiz da cebola, com auxílio do microscópio é ótima. A atividade permitiu que seus nós alunos compreendêssemos as características desse evento, observem as peculiaridades de cada uma das fases e analisem a célula vegetal, visualizando, por exemplo, a lamela média.
	
	
	
REFERÊNCIAS
ALBERTS, Bruce et al. Fundamentos da biologia celular. 2. ed. Porto Alegre: Artmed, 2006, 866 p.
BRANCALHÃO, Rose Meire Costa; SOARES, Maria Amélia Menck. Microtécnica em biologia celular. Cascavel: Edunioeste, 2004, 125 p.
JORDÃO, Berenice Quinzani et al. Práticas de biologia celular. Londrina:
UEL, 1998, 163 p.
SILVA, LUCIANO KALABRIC. Prática de laboratório. Faculdade Integrada da Bahia. Disponível em: <http://filer.case.edu/lxs116/biofisio/P2.pdf>. Acesso em: 7 fev. 2012.
SWANSON, Carl Pontius. A célula. São Paulo: Edgar Blucher, 1988, 148 p.